Identificación e Incidencia de Especies de Pestatolia
Presentes en Mango (Mangifera indica) y su Biocontrol
con Trichoderma spp.
PROYECTO TERMINAL QUE PARA OBTENER EL TÍTULO DE
INGENIERO EN BIOTECNOLOGÍA
P R E S E N T A :
OMAR JORGE SÁNCHEZ ARCE
Asesor Interno: DIANA ELINOS CALDERÓN
Asesor Externo: MIRELLA ROMERO BASTIDAS
UnADM | DCSBA | 2019
Identificación e Incidencia de Especies de Pestalotia Presentes en Mango (Mangifera indica)
y su Biocontrol con Trichoderma spp
OMAR JORGE SÁNCHEZ ARCE
BIOTECNOLOGÍA
Agradecimientos
Al Departamento Académico de Agronomía a través del Laboratorio de Fitopatología, por
brindarme la oportunidad de realizar diversas actividades experimentales y para el logro de
los resultados alcanzados; así mismo a todos y cada una de las personas involucradas en el
desarrollo de mi proyecto de grado, en especial a la Doctora Mirella Romero Bastidas y al
Ingeniero Agrónomo Jonathan Savin Molina.
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Dedicatoria
A mis maestros y familia
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y su Biocontrol con Trichoderma spp
OMAR JORGE SÁNCHEZ ARCE
BIOTECNOLOGÍA
Tabla de Contenido
RESUMEN .............................................................................................................................. 7
1. JUSTIFICACIÓN................................................................................................................... 8
2. MARCO TEÓRICO ............................................................................................................... 9
2.1. Importancia económica del mango y su distribución a nivel mundial ..................................... 9
2.1. Producción de mango en México .......................................................................................... 10
2.2. Principales variedades comerciales de mango ...................................................................... 15
2.3 Enfermedades comunes ......................................................................................................... 17
2.4 La incidencia de pestalotia spp. en huertos comerciales ....................................................... 18
2.5 Sintomatología del daño ......................................................................................................... 18
2.6 Factores ambientales que favorecen su desarrollo ................................................................ 19
2.7 Ciclo infectivo de Pestalotia spp. ............................................................................................ 20
2.8 Principales especies de Pestalotia spp.................................................................................... 22
2.9 La importancia de la identificación de los patógenos............................................................. 31
3. HIPÓTESIS ........................................................................................................................ 33
4. OBJETIVO GENERAL ......................................................................................................... 33
5. Objetivos específicos ....................................................................................................... 33
6. METODOLOGÍA................................................................................................................ 33
6.1 Objetivo 1. Evaluar la incidencia de Pestalotia spp. en árboles de mango............................. 33
6.1.1. Colecta de muestras enfermas ..................................................................................................... 33
6.1.2. Evaluación de la incidencia de daño en arboles ........................................................................... 34
6.2. Objetivo 2. Identificar mediante caracteres morfológicos las especies de Pestalotia spp.
encontradas .................................................................................................................................. 35
6.2.1. Aislamiento y siembra de tejidos enfermos.................................................................................. 35
6.2.2. Caracterización morfológica de los aislados ................................................................................. 36
6.2.3. Tasa de crecimiento micelial ......................................................................................................... 37
6.2.4. Morfología colonial ....................................................................................................................... 38
6.3. Objetivo 3. Evaluar in vitro la actividad antifúngica de Trichoderma spp. sobre aislados de
Pestalotia spp. .............................................................................................................................. 38
7. RESULTADOS ................................................................................................................... 39
7.1. Incidencia de Pestalotia spp. en cuatro cultivares de mango................................................ 39
7.2. Identificación morfológica de la especie de Pestalotia spp. en mango ................................. 41
7.2.1. Morfología colonial ....................................................................................................................... 41
7.2.2. Estructura de esporas ................................................................................................................... 42
7.2.3. Tasa de Crecimiento micelial ........................................................................................................ 43
7.3. Bioensayo in vitro de Trichodema spp. contra 3 aislados de Pestalotia spp. ........................ 44
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8. DISCUSIÓN ....................................................................................................................... 47
8.1. Incidencia ............................................................................................................................... 47
8.2. Morfología e identificación .................................................................................................... 47
8.3. Bioensayo .............................................................................................................................. 48
9. CONCLUSIONES ............................................................................................................... 49
10. BIBLIOGRAFÍA ................................................................................................................ 50
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Índice de figuras
Figura 1. Principales países exportadores de mango en millones de toneladas 2016 ...................... 10
Figura 2. 17 regiones productoras de mango en México. ...................................................................... 11
Figura 3. Producción de Mango en México 2018 por estados .............................................................. 14
Figura 4. Hoja de mango causada por Pestalotia spp. ........................................................................... 19
Figura 5. Árbol de mango con sintomatología de Pestalotia spp. ......................................................... 19
Figura 6. Ciclo infectivo de Pestalotia spp. ............................................................................................... 22
Figura 7. Caracteres conidiales para la identificación de especies de Pestalotia spp. de forma
morfológica............................................................................................................................................ 32
Figura 8. Colecta de muestras enfermas en huertos de mango ........................................................... 34
Figura 9. Conteo de arboles enfermos ...................................................................................................... 35
Figura 10. Corte de tejido vegetal de cuatro cultivares de mango con sintomatología de daño ...... 36
Figura 11. Cortes en los tejidos enfermos de aproximadamente 1 cm ................................................ 36
Figura 12. Materiales vegetales cortados y desinfectados superficialmente ...................................... 36
Figura 13. Caracterización morfológica de los aislados ................................................................................... 37
Figura 14. Medición del radio micelial al cuarto día ................................................................................ 37
Figura 15. Morfología de la colonia............................................................................................................ 38
Figura 16. Incidencia de daño por Pestalotia spp. en cultivares de mango ........................................ 39
Figura 17. Incidencia del hogo en la variedad Kent ................................................................................ 40
Figura 18. (a) formación de acérvulos a lo largo de todo el micelio como estructuras de conservación
(b) reverso del aislado (c) Colonia de Pestalotia spp. (d) esporas dentro del cuerpo fructífero,
todos ellos color oscuro (x40) sonde se observa la estructura abierta sobre la superficie deja
expuestos los conidios ........................................................................................................................ 42
Figura 19. (a) conidios de Pestalotia spp. (60x) con septas de hasta seis células y apéndices
robustos, en el extremo apical de 3 y en el extremo distal 1. (b) conidio de Pestalotia spp. (100x)
ligeramente alargados y curvos ......................................................................................................... 43
Figura 20. Tasa de crecimiento micelial.................................................................................................... 44
Figura 21. 3 aislados al sexto día de evaluación ..................................................................................... 44
Figura 22. Crecimiento micelial in vitro de Pestalotia spp. con Trichoderma spp. ............................. 45
Figura 23. Crecimiento micelial in vitro de Pestalotia spp. con Trichoderma spp. al tercer día ....... 46
Figura 24. Cuatro aislados de Pestalotia spp. con Trichoderma spp. comparado con el control al
tercer día ............................................................................................................................................... 46
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Índice de tablas
Tabla 1. Principales productores de Mango por países en millones de toneladas ............................. 9
Tabla 2. Producción de Mango por Entidad Federativa 2017 ........................................................... 12
Tabla 3. Prospecto de cosecha 2018 para cultivos de mango en ciclo perenne ............................... 13
Tabla 4. Principal variedad de mango comercial .............................................................................. 16
Tabla 5. Enfermedades comunes del mango .................................................................................... 17
Tabla 6. Especies de Pestalotia spp. reportadas ............................................................................... 23
Tabla 7. Condiciones geográficas del estudio ................................................................................... 40
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RESUMEN
Los hongos que afectan Mangifera indica L. (familia: anacardiaceae) han proliferado en la
región, arraigándose a climas más secos; entre estos, el más importante es Pestalotia spp.,
que causa daño principalmente a las hojas y los frutos. Su sintomatología se manifiesta
inicialmente como diminutas manchas color marrón y/o grisáceas que posteriormente se
tornan más oscuras y aumentan de tamaño, formando una costra que puede llegar a cubrir
toda la superficie de la epidermis y no permite la maduración del fruto. Su daño es tal, que
el 63% de los 300 árboles evaluados tienen sintomatología del daño antes descrita. Por otro
lado, se describió macro y microscópicamente una de las 560 especies reportadas, de las
cuales Pestalotia spp. presentó cuerpos seccionados de hasta seis conidios, diferenciados
por su forma, color y posición. Se purificaron 10 de 21 cepas madres que ayudaron a la
identificación morfológica de la colonia, micelio y esporas y dichos resultados coincide con
las descritas para Pestalotia spp. en mango. Finalmente, mediante un bioensayo, fueron
observadas a través de un sembrado dual, 4 cepas del patógeno y un control (Pestalotia
spp.) enfrentadas a un antagonista (Tichoderma spp.) que dio como resultado que
Trichoderma spp. tiene un claro efecto antagonista e inhibitorio al frenar el crecimiento del
patógeno en ensayos in vitro. Estos resultados se comprobaron al tercer día de haber
iniciado las pruebas.
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1. JUSTIFICACIÓN
Debido a la creciente demanda de producción, las huertas han reportado sintomatología de
Pestalotia spp. Este hongo está asociado con problemas fitosanitarios y su crecimiento se
ve favorecido por factores climáticos idóneos en la región y por la capacidad virulenta del
microorganismo de dañar el follaje y el fruto, presentando daños de hasta el 100% si no se
controla. El uso de químicos no corresponde a las necesidades del mercado, siendo este
uno de los principales problemas para controlar el hongo de manera sustentable. Debido a
esto, el estudio del microorganismo será de gran ayuda para identificar la presencia de
diversas especies y evaluar in vitro su control mediante el uso de microorganismos
antagonistas que sean efectivos en la inhibición de Pestalotia spp. e inocuos para el
ambiente.
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2. MARCO TEÓRICO
2.1. Importancia económica del mango y su distribución a nivel mundial
El mango (Mangifera indica L.) es la especie cultivada de mayor distribución mundial y el
tercer cultivo tropical de importancia económica, superado solo por el plátano y la piña
(Galán, 1999). Se producen más de 39.3 millones de toneladas en más de 100 países de los
trópicos y subtrópicos (FAO, 2000; Honja, 2014). Es decir, en el año de 2000 la producción
mundial era de 24 millones de toneladas y se incrementó 57% para el 2016. El principal
productor es Asía con un 78% de la total mundial, seguido por África y América. El principal
país productor es India (15.18 millones de toneladas), seguida de China (4.35 millones),
Tailandia (2.6 millones) e Indonesia (2.13 millones) (Tabla 2) pero para el año 2016 México
se posicionó en el quinto lugar con 1 millón 451 mil 890 toneladas, superado por la india
que produce actualmente el 40% del total de esa fruta (SIAP, 2018; SAGARPA, 2017; FAO,
2000; Kuhn et al., 2017).
Tabla 1. Principales productores de Mango por países en millones de toneladas
País
Millones Toneladas
India
15.18
China
4.35
Tailandia
2.6
Indonesia
2.13
México
1.5
Fuente: (FAOSTAT, 2016)
La demanda de mango se incrementó en el mundo. Los principales países exportadores de
Mango en 2015 eran México (21%), India (16%), Tailandia (15%) y Perú (8%). Las
exportaciones de México siguen al alza. Los países a los que llega el mango mexicano en
orden de importancia son: Estados Unidos, Canadá, Japón, Reino Unido, Países Bajos,
Bélgica, España, Francia, Alemania, Guatemala, Australia, Suiza, Austria, Costa Rica, Israel,
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Italia, Luxemburgo, Nueva Zelanda, Brasil, Corea del Sur, Colombia y Suecia (SAGARPA, 2014;
Pat et al., 2017; FAOSTAT, 2016).
400
Principales países exportadores de mango en millones
de toneladas 2016
350
Millones de toneladas
300
Toneladas
250
200
150
100
50
0
México
India
Tailandia
Perú
Brasil
Países
Bajos
Ecuador Costa de
marfil
Egipto
Indonesia
Países
Figura 1. Principales países exportadores de mango en millones de toneladas 2016 (FAOSTAT,
2016)
2.1. Producción de mango en México
En México, los españoles lo introdujeron a fines del siglo XVII y principios del sigo IXI (Mata
y Mosqueda, 1995). Actualmente 25 de los 32 estados de la República Mexicana producen
este frutal. Su importancia económica es tal que en el año 2001 la producción total del país
superó el millón y medio de toneladas (Chávez et al, 2001). La producción se ha
incrementado debido a la demanda nacional e internacional, ocupando el quinto lugar
después de India y China como principal productor y es el principal país exportador del fruto
a nivel mundial tal cual se muestran en la Tabla 1 y Grafica 1 (Chávez et al, 2001; FAO, 2016).
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El cultivo de mango se produce entre los 600 metros sobre el nivel del mar con
temperaturas promedio de 25 grados centígrados y precipitaciones que rondan los 1,500
milímetros anuales (Mota, J. 2003). El estado de Sinaloa es el estado con mayor superficie
sembrada de mango con 30,095.87 toneladas, Chiapas con 27,691.19, Nayarit con
25,221.60, Guerrero con 24,952.40 y Michoacán con 22,926.56 toneladas (PAT-FERNÁNDEZ
et al., 2017; SIAP, 2015). Los principales estados productores de Mango son Guerrero con
el 22 por ciento de la producción a nivel nacional, Nayarit 17%, Sinaloa con 15%, Chiapas
con el 10% y Oaxaca con el 9% entre estos cuatro estados acumulan el 80 por ciento de la
producción nacional (Figura 2) (PAT-FERNÁNDEZ et al., 2017; SIAP, 2015). Para el 2018 estos
estados concentran más del 70% de las áreas sembradas, cosechadas y en producción.
(SAGARPA, 2003; SIAP 2018). Entre las variedades de mango que México produce se
encuentran Kent, Keitt, Tommy Atkins, Haden, Ataulfo y Manila (PAT-FERNÁNDEZ et al.,
2017).
Figura 2. 17 regiones productoras de mango en México (SAGARPA, 2017).
Al ser Guerrero, Sinaloa, Nayarit, Chiapas y Oaxaca los principales productores de mango
en México (Tabla 2) el fruto juega un importante papel económico y social para las regiones
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descritas por SAGARPA en 2017 (Figura 2) porque ofertan el 37% de la producción integral
en América Latina (SAGARPA, 2017).
Tabla 2. Producción de Mango por Entidad Federativa 2017
Entidad Federativa
Producción en miles de
toneladas
Guerrero
358.235
Sinaloa
334.239
Nayarit
312.039
Chiapas
237.530
Oaxaca
158.847
Fuente: (SIAP, 2017).
Se estima que el cultivo de mango en México va en aumento, sembrándose en un área de
191 mil toneladas con una ganancia por hectáreas de 9.7 toneladas y un valor productivo
de cinco mil 439 millones de pesos (Tabla 3). El número de productores dedicados a esta
actividad es de cerca de 40 mil. Por otro lado, son seis las variedades de mango que
concentran el 90% del total de producción entre las que destacan Ataulfo, Manila, Tommy,
Hadden, Kent y Keitt (Garduño, 2018).
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Tabla 3. Prospecto de cosecha 2018 para cultivos de mango en ciclo perenne
Estado
Producción 2018
en toneladas
Baja California Sur
Campeche
Chiapas
Colima
Durango
Guerrero
Hidalgo
Jalisco
Michoacán
Morelos
México
Nayarit
Oaxaca
Puebla
Querétaro
San Luis Potosí
Sinaloa
Sonora
Tabasco
Tamaulipas
Veracruz
Yucatán
Zacatecas
Total en toneladas
9.261
31.668
279.043
58.559
1.599
388.52
521.1
114.706
160.452
5.497
2.837
350.878
169.14
549.1
481.1
910.1
381.283
630.1
1.215
16.671
109.594
1.466
233.1
2,085,731
Fuente: (SIAP, 2018)
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Producción 2017 en toneladas
1000
900
800
Toneladas
700
600
500
400
300
200
100
Ba
ja
Ca
lif
or
ni
Ca a Su
m r
pe
c
Ch he
iap
a
Co s
lim
Du a
ra
Gu ngo
er
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Ja o
M lis
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M an
or
el
M os
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Na o
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Oa rit
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Q b
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Lu éta
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Po
to
Sin sí
alo
So a
no
Ta ra
Ta bas
m co
au
li
Ve pas
ra
cr
Yu uz
ca
Za tán
ca
te
ca
s
0
Producción por Estados
Figura 3. Producción de Mango en México 2018 por estados (SIAP, 2018)
México como líder mundial en exportación de mango a nivel mundial tienen muchos retos,
porque si bien su participación en el mercado estadunidense es el más redituable con el 70%
de este mercado, en los últimos años a perdido participación, pasando en 1995 del 90% al
70% en 2001 por restricciones arancelarias y problemas fitosanitarias en la cosecha (Mota,
2003). En consideración, el mango mexicano está disponible para exportación durante siete
meses del año (febrero a agosto). En ese sentido, el mango mexicano enfrenta competencia
de productores de países centroamericanos y del Caribe (Mota, 2003).
La producción de mango en México es de calidad y no supone muchos retos debido a la
aplicación de normas que rigen su producción, así como la sanidad e inocuidad que
profesionaliza la inspección, verificación y certificación de los huertos. Para obtener un
producto de calidad altamente competitivo, a partir de frutos sanos, inocuos y libres de
moscas de la fruta se aplican las Normas Oficiales Mexicanas NOM-023 y NOM-075 que
establecen los requisitos y especificaciones fitosanitarias para la movilización de frutos
hospederos de mosca de la fruta (Mota, 2003).
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2.2. Principales variedades comerciales de mango
Mangifera indica L, es el miembro más importante de las Anacardiáceas o familia del
marañon. El genero Mangifera comprende más de 69 especies de mango nativas de Asia,
pero solo cuatro producen frutos comestibles. Aunque se conocen alrededor de 500
variedades, las que destacan por su importancia en el mercado son el Tom, Haden, Irvin,
Kent, Keitt y Golden Nugett (Pat-Fernández et al., 2017). Alguna de las variedades
introducidas en el país muestraron adaptación debido a su clima y están siendo cultivadas,
especialmente por sus caracterísitcas que las hacen aptas para exportación (Garduño, 2018).
Al contar con una gama de variedades a nivel mundial entre las que destacan Kent, Haden,
Irwing, Tommy Atkins, y Manila Super, entre otros, en México las principales variedades
que se cultivan son las siguientes:
•
Tommy Atkins: Variedad de Florida de tamaño mediano a grande (450700 g) aspecto ovalado y ápice redondeado. La coloración es verde y rojiza
con numerosas lenticelas grandes de color verde amarillento. La pulpa es
anaranjada jugosa y fibrosa.
•
Haden: Variedad de Florida de tamaño mediano (350-550 g) y aspecto
redondo. Su coloración es amarillo y roja con lenticelas. Es poco
productiva. La pulpa es amarillo anaranjada y un poco acidulada. Tiene una
buena calidad gustativa.
•
Kent: Variedad de Florida de gran tamaño (hasta 800 g) y aspecto redondo.
Su coloración es verde rojizo con algunas zonas de color amarillo
anaranjado, aunque varía considerablemente según las zonas de
producción. Es una variedad productiva y resistente con una buena calidad
gustativa. El Kent se ha convertido poco a poco en el referente del mango.
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•
Keitt: variedad de Florida de tamaño mediano a grande (500-700 g) y
aspecto oblongo. Su coloración es verde amarillento rosado con tonos
pastel y numerosas lenticelas amarillas. La pulpa es anaranjada jugosa y
firme con fibras finas poco molestas. Está muy repartida en América Latina
y África. Suele completar las campañas de exportación de la Kent.
Otros cultivares en el país pueden incluir Manila, manzanillo Núñez, Diplomático, Irwin. Las
variedades producidas en México para consumo nacional son aquellos frutos criollos, para
la producción de jugo se emplea el Mango Manila y para el mercado de exportación se
utilizan cultivares como Tommy Atkins (49%), Haden (23%), Kent (24%) y Keitt (SAGARPA
2013; SIACON 2009; Reho, 2016).
Tabla 4. Principal variedad de mango comercial
Nombre
Tamaño
Color
Susceptible a enfermedades
Tommy Atkins
Mediano a
Rojizo con
•
Dothiorella dominicana
grande
lenticelas amarillas
•
Fusarium mangiferae
•
Colletotrichum
gloeosporoides
Kent
De gran tamaño
Verde rojizo con
•
Glomerella cingulata
y redondo
manchas
•
Oidium mangiferae
anaranjadas
•
Alternaria alternata
•
Lasiodiplodia
theobromae
Keitt
Haden
De mediano a
Verde amarillento
grande y en
rosado y líneas
forma oblonga
amarillas
Mediano y
Color amarillo y
redondo
rojo
•
Mycosphaerella
•
Cercospora
•
Aspergillus
•
Phytophthora
•
Pestalotia spp.
•
Entre otras.
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2.3 Enfermedades comunes
El cultivo de mango enfrenta problemas fitosanitarios que provocan daños directos en la
producción y calidad de los frutos, lo que afecta notablemente la comercialización (Vega,
1994; Chávez et al, 2001; Ponce de León, et al. 2003). Se han identificado 90 patógenos
(hongos y bacterias) que afectan el cultivo (Galán, et al., 1982) entre los que destacan
Antracnosis, que la causa Colletotrichum gloeosporioides; Malformación o escoba de bruja
atribuida a Fusarium subglutinans y oxysporum; Oidio o cenicilla cuyo patógeno es Oidium
mangiferae; muerte descendente por Botryodiplodia theobromae; pudriciones de la base
del fruto, por Pestalotiopsis mangiferae, Phomosis mangiferae y Dothiorella; mancha foliar
gris, Pestalotia mangiferae y pudrición negra y roña, por Alternaria alternata y Elsinöe
mangiferae, respectivamente (Pacheco et al., 2016).
Tabla 5. Enfermedades comunes del mango
Enfermedad
Pudriciones
apicales del fruto
Enfermedades
Agente patógeno
Imagen
Lasiodiploidia theobromae,
Dothiorella dominicana, D.
mangiferae, Phomopsis mangiferae,
Pestalotiopsis mangiferae,
Nattrassia mangiferae
Colletotrichum gloeosporioides
poscosecha y
Antracnosis
Malformación o
Fusarium subglutinans y oxysporum
escoba de bruja
Oidio o cenicilla
Oidium mangiferae
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y su Biocontrol con Trichoderma spp
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BIOTECNOLOGÍA
2.4 La incidencia de pestalotia spp. en huertos comerciales
El incremento de la producción de mango desde hace tres décadas ha ido en aumento, por
lo que los cambios ligados a la producción con miras a la exportación son factores que
inciden en el desarrollo de más enfermedades (Castillo, 1980). En India y Tailandia se ha
reportado que la pudrición de la fruta es causada por Pestalotia spp. aunque el daño por
este hongo no se considera un factor de perdida a nivel local; sí lo es en mercados más
exigentes que piensan en la exportación (Lim y Kuppelweiser, 1992). Otro factor de
incidencia es por el mal manejo de la fruta durante y después de la cosecha, a lo que se
denomina Causa de perdida post cosecha la cual asciende en mercados como el de Costa
Rica a perdidas en más del 40% (Arauz et al., 1994). En China, las enfermedades reducen el
rendimiento de la cosecha de 20-30% (Li GuiZhen et al., 2006).
Al ser una enfermedad fúngica a nivel mundial, está presente en los huertos de mango y su
importancia fitopatógena varía en cada país (Mamani, 2018). En los huertos de mango la
enfermedad se encuentra estacionada y de acuerdo con la sintomatología que presenta la
enfermedad se indican los compuestos agroquímicos para su tratamiento, sin embargo, el
agente causal no es controlado en su totalidad porque se desconoce su modo de actuar y
la manera correcta para su biocontrol cuando los cultivos orgánicos quieren hacerle frente.
El agente causal está presente durante todo el ciclo de cultivo si no se emplean tratamientos
o agentes para controlarla y afecta diferentes partes de la planta, principalmente es un
hospedadero foliar e incluso causa daños poscosecha (Mamani, 2018).
2.5 Sintomatología del daño
El síntoma provocado por el hongo Pestalotia spp. afecta dependiendo de la especie; por
sus características se observa la aparición de clorosis en sus hojas, de amarillo se torna
plateado al necrosarse el área afectada; dota de manchas foliar color gris, lo que afecta el
crecimiento sano del árbol y por consiguiente el volumen de producción. Si bien el árbol no
muere, este pierde vigor y se vuelve susceptible a otras enfermedades (Arguedas, 2005).
Una vez cosechado el fruto, la pudrición en la base también se ve afectada. Este
microorganismo es una de las mayores enfermedades de la planta, por lo que su
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BIOTECNOLOGÍA
tratamiento es costoso y en su mayoría se emplean fertilizantes y agroquímicos sintéticos
que le restan presencia en el mercado orgánico que va al alza (Cabrera et al., 2003; Ibarra y
Tapia, 2018).
Figura 4. Hoja de mango causada por Pestalotia spp. (Flores et al., 2008)
Figura 5. Árbol de mango con sintomatología de Pestalotia spp. (Flores et al., 2008)
2.6 Factores ambientales que favorecen su desarrollo
Los cultivares de mango predominan en un microclima subtropical que favorece el
crecimiento del hongo, en ambientes con un índice de humedad de hasta 35°C. Sin embargo,
la mayoría de los acérvulos en condiciones controladas se han obtenido por debajo de los
30°C. Estos factores permiten que los micelios no se vean afectados por las altas
temperaturas (Keith et al., 2006). Otro factor que favorece el desarrollo y la formación de
acérvulos es cuando luego de fuertes lluvias se salta a periodos secos. El patógeno de
Pestalotia spp. tiene una fase saprofita, es decir pueden sobrevivir en tejidos muertos en
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BIOTECNOLOGÍA
periodos prolongados. El medio por donde ingresa el patógeno puede ser ocasionado por
heridas, sea por daños mecánicos o manuales en la planta (OIRSA, 2003). Por ultimo, el
desarrollo de Pestalotia spp. se ve favorecido por las condiciones ambientales de alta
humedad en el riego y que se debe a un suelo mal drenado. El riego debe ser manejado con
una buena fertilización, esto contribuye a disminuir puntos de entrada del patógeno
(Infoagro, 2017).
2.7 Ciclo infectivo de Pestalotia spp.
Las especies patógenas de Pestalotia spp. inicialmente hacen contacto con el huésped
donde se produce la infección (inóculo), probablemente por medio de la conidia o esporas
fragmentadas (Espinoza et al. 2008). Estos inóculos pueden sobrevivir durante las
condiciones climáticas adversas y pueden causar infecciones primarias. El inóculo
secundario producido en el tejido enfermo puede causar infecciones secundarias y
aumentar la gravedad de la enfermedad. La fuente del inóculo puede ser plantaciones
silvestres (Keith et al. 2006), flores (Pandey 1990), desechos de cultivos, plantas de
población de enfermedades, medios de cultivo utilizados, suelos y herramientas de vivero
contaminadas (McQuilken y Hopkins 2004), gotas de agua salpicadas (Hopkins y McQuilken
1997; 2004) y también esporas en el aire (Xu et al. 1999). Las especies de Pestalotia spp. se
han aislado constantemente como endófitos de los tejidos vegetales (Wei et al., 2009; 2010).
Muchas especies endófitas permanecen como habitantes infructuosos latentes de las
plantas hasta que está estresada, y los endófitos se convierten en patógenos (Gehlot et al.
2008).
La fase patógena puede desencadenarse por una combinación de factores ambientales,
susceptibilidad vegetal y la virulencia del patógeno. Pestalotia spp. se considera un
patógeno débil (Madar et al. 1991), y la mayoría de los patógenos débiles penetran en el
huésped a través de aberturas naturales como el estoma y lenticelas (Agrios 2005). La
característica de Pestalotia spp. es que sólo infectan plantas heridas o estresadas, por lo
que las heridas de poda u otros medios físicos desempeñan un papel importante en el
desarrollo de enfermedades (Elliott et al. 2004; McQuilken y Hopkins 2004; 2006).
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BIOTECNOLOGÍA
La infección ocurre en cuatro etapas. Al principio, la célula mediana inferior germina y se
une firmemente al sustrato. Las infecciones sucesivas futuras pueden lograrse mediante
dos células medianas superiores. En la primera etapa, la adhesión débil se logra mediante
la matriz mucilaginosa que recubre la conidia. Una segunda adhesión débil ocurre en las
bases del pedicelo. Las dos etapas siguientes proporcionan un fuerte apego por liberación
de sustancias adhesivas fibrilares. En la tercera etapa, las sustancias adhesivas fibrilares se
producen a lo largo del pedicelo hasta el ápice de la célula basal y a veces se libera una
cantidad menor de material fibrilar de los apéndices apicales. La cuarta etapa consiste en la
liberación de material fibrilar en el punto de aparición del tubo de gérmenes. Pestalotia spp.
puede producir un gran número de esporas que se dispersan fácilmente en el aire o por
salpicaduras de agua, por lo que el saneamiento y la gestión de enfermedades son
fundamentales. (Elliot et al, 2004). Las estrategias de gestión del agua, como la eliminación
del riego aéreo, la disminución de la humedad de las hojas, el aumento del espaciamiento
de las plantas y el aumento de la circulación del aire, pueden reducir las enfermedades en
las plantaciones de mango.
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Figura 6. Ciclo infectivo de Pestalotia spp. (Maharachchikumbura et al., 2011)
2.8 Principales especies de Pestalotia spp.
De acuerdo con Maycobank.org hay 559 especies de Pestalotia spp reportadas, mientras
que en Index Fungorum 601 especies; entre las más recurrentes están Pestalotia
mangiferae, sin embargo, existen otras especies de Pestalotia que afectan la planta, entre
ellos P. mangifolia asociada a las manchas en hoja y fruto. P. versicolor que afecta la flor y
P. grandicola es el agente causal post cosecha del fruto (Lim, 1998). Este hongo bajo
condiciones controladas se logran observar conidios septados de hasta cinco células, con
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BIOTECNOLOGÍA
colores oscuros a café. En P. uvicola se observan conidios lisos, uniformes, 24,6 ± 1.6 a 25.1
± 1.7 μm de longitud y anchura media de 7,2 a 7,9 ± 0,6 μm (Mahmoud et al., 2012).
Tabla 6. Especies de Pestalotia spp. reportadas
Pestalotia abietina,
Pestalotia affinis,
Pestalotia americana,
Pestalotia acaciae,
Pestalotia affinis,
Pestalotia americana,
Pestalotia acaciicola,
Pestalotia albomaculans,
Pestalotia ampelogena,
Pestalotia aceris,
Pestalotia aletridis,
Pestalotia ananas,
Pestalotia adusta,
Pestalotia algeriensis,
Pestalotia andropogonis,
Pestalotia aeruginea,
Pestalotia alnea,
Pestalotia angustata,
Pestalotia aesculi,
Pestalotia aloës,
Pestalotia annulata,
Pestalotia anthurii,
Pestalotia arengae,
Pestalotia anomala,
Pestalotia aomoriensis,
Pestalotia artemisiae,
Pestalotia
antennaeformis,
Pestalotia apiculata,
Pestalotia asphodeli,
Pestalotia aquatica,
Pestalotia aucoumeae,
Pestalotia antenniformis,
Pestalotia ardisiae,
Pestalotia aucubae,
Pestalotia banksiana,
Pestalotia bicilia,
Pestalotia aucubae,
Pestalotia batatae,
Pestalotia bicolor,
Pestalotia
austrocaledonica,
Pestalotia batatas,
Pestalotia bicornis,
Pestalotia berberidis,
Pestalotia bignoniae,
Pestalotia besseyi,
Pestalotia bischofiae,
Pestalotia betazamiae,
Pestalotia bladhiae,
Pestalotia betulae,
Pestalotia brachypoda,
Pestalotia avenae,
Pestalotia baarnensis,
Pestalotia banksiae,
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BIOTECNOLOGÍA
Pestalotia brachypoda,
Pestalotia camphori,
Pestalotia cesatii,
Pestalotia brassicae,
Pestalotia
camptosperma,
Pestalotia
chamaecyparidis,
Pestalotia canangae,
Pestalotia chamaeropis,
Pestalotia brassicicola,
Pestalotia breviaristata,
Pestalotia canangae,
Pestalotia chartarum,
Pestalotia brevipes,
Pestalotia brevipes,
Pestalotia canariensis,
Pestalotia choenostroma,
Pestalotia breviseta,
Pestalotia capiomonti,
Pestalotia chrysanthemi,
Pestalotia briardii,
Pestalotia capitata,
Pestalotia cibotii,
Pestalotia brideliae,
Pestalotia carbonacea,
Pestalotia cinchonae,
Pestalotia briosiana,
Pestalotia carissae,
Pestalotia cinnamomi,
Pestalotia bromeliicola,
Pestalotia caroliniana,
Pestalotia cinnamomi,
Pestalotia burchelliae,
Pestalotia carveri,
Pestalotia cinnamomi,
Pestalotia buteae,
Pestalotia cassines,
Pestalotia citri,
Pestalotia bykovii,
Pestalotia cassinis,
Pestalotia citrina,
Pestalotia byrsonimae,
Pestalotia castagnei,
Pestalotia clavata,
Pestalotia caffra,
Pestalotia casuarinae,
Pestalotia clavispora,
Pestalotia calabae,
Pestalotia caudata,
Pestalotia cliftoniae,
Pestalotia calami,
Pestalotia caulicola,
Pestalotia clusiae,
Pestalotia callophylli,
Pestalotia cavendishiae,
Pestalotia coccolobae,
Pestalotia callunae,
Pestalotia celastri,
Pestalotia cocculi,
Pestalotia calophylli,
Pestalotia cephalotaxi,
Pestalotia coffeae,
Pestalotia camelliae,
Pestalotia ceratoniae,
Pestalotia coffeicola,
Pestalotia camphorae,
Pestalotia ceratospora,
Pestalotia coffeicola,
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BIOTECNOLOGÍA
Pestalotia compacta,
Pestalotia crataegi,
Pestalotia duporti,
Pestalotia compta,
Pestalotia cruenta,
Pestalotia ecdysantherae,
Pestalotia
comptospermae,
Pestalotia cryptomeriae,
Pestalotia effusa,
Pestalotia
cryptomeriicola,
Pestalotia elaeagni,
Pestalotia concentrica,
Pestalotia elasticae,
Pestalotia conceptionis,
Pestalotia cuboniana,
Pestalotia elasticola,
Pestalotia congensis,
Pestalotia cupressina,
Pestalotia elegans,
Pestalotia congesta,
Pestalotia curta,
Pestalotia elephants,
Pestalotia conglomerata,
Pestalotia cycadis,
Pestalotia conigena,
Pestalotia decolorata,
Pestalotia conorumpiceae,
Pestalotia depazaeformis,
Pestalotia ellisii,
Pestalotia embeliae,
Pestalotia encephalartos,
Pestalotia depazeiformis,
Pestalotia epigaea,
Pestalotia consocia,
Pestalotia depazeoides,
Pestalotia epilobii,
Pestalotia conspicua,
Pestalotia depazeoides,
Pestalotia eriobotrifolia,
Pestalotia coperniciae,
Pestalotia dianellae,
Pestalotia eriobotryae,
Pestalotia coptospermae,
Pestalotia dianellicola,
Pestalotia dianthi,
Pestalotia eriobotryaejaponicae,
Pestalotia dichaeta,
Pestalotia eriobotryicola,
Pestalotia diospyri,
Pestalotia espaillatii,
Pestalotia discosioides,
Pestalotia eucalypti,
Pestalotia disseminata,
Pestalotia eugeniae,
Pestalotia distincta,
Pestalotia euonymi,
Pestalotia dodonaeae,
Pestalotia eupyrena,
Pestalotia corni,
Pestalotia cornifolia,
Pestalotia cornu-cervae,
Pestalotia coryli,
Pestalotia coryneoidea,
Pestalotia corynoidea,
Pestalotia coumarounae,
Pestalotia crassiuscula,
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BIOTECNOLOGÍA
Pestalotia europaea,
Pestalotia fuscescens,
Pestalotia eusora,
Pestalotia galactis,
Pestalotia guepiniivaccinii,
Pestalotia harongae,
Pestalotia evansii,
Pestalotia gallica,
Pestalotia hartigii,
Pestalotia everhartii,
Pestalotia gastrolobi,
Pestalotia excelsa,
Pestalotia gastrolobii,
Pestalotia exilis,
Pestalotia gaultheriae,
Pestalotia f. abietis,
Pestalotia gaurae,
Pestalotia
hendersonioides,
Pestalotia f. versicolor,
Pestalotia genistae,
Pestalotia herbicola,
Pestalotia fautreyi,
Pestalotia gibberosa,
Pestalotia herteri,
Pestalotia feijoae,
Pestalotia gibbosa,
Pestalotia heteroconis,
Pestalotia fibricola,
Pestalotia glandicola,
Pestalotia heterocornis,
Pestalotia fibriseda,
Pestalotia gongrogena,
Pestalotia heteromorpha,
Pestalotia fici,
Pestalotia
goramghatensis,
Pestalotia heterospora,
Pestalotia helichrysi,
Pestalotia helichrysii,
Pestalotia ficicola,
Pestalotia heucherae,
Pestalotia gossypii,
Pestalotia filisetula,
Pestalotia homalomenae,
Pestalotia gracilis,
Pestalotia flacourtiae,
Pestalotia granati,
Pestalotia hordeidestruens,
Pestalotia grandis,
Pestalotia hughesii,
Pestalotia gravesii,
Pestalotia hypericina,
Pestalotia guaranitica,
Pestalotia hypodermia,
Pestalotia gubaiana,
Pestalotia hysteriiformis,
Pestalotia guepinii,
Pestalotia ilicina,
Pestalotia guepinii,
Pestalotia ilicis,
Pestalotia flagellata,
Pestalotia flagellifera,
Pestalotia flagisetula,
Pestalotia flavidula,
Pestalotia foedans,
Pestalotia fuchsiae,
Pestalotia funerea,
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BIOTECNOLOGÍA
Pestalotia inquinans,
Pestalotia lagerstromiae,
Pestalotia lignorum,
Pestalotia inquinans,
Pestalotia lambertiae,
Pestalotia liliorum,
Pestalotia insidens,
Pestalotia langloisii,
Pestalotia linearis,
Pestalotia insueta,
Pestalotia lapageriae,
Pestalotia litchii,
Pestalotia intermedia,
Pestalotia lapageriicola,
Pestalotia littoralis,
Pestalotia ixorae,
Pestalotia laricicola,
Pestalotia longiaristata,
Pestalotia jacksoniae,
Pestalotia lateripes,
Pestalotia longiseta,
Pestalotia jaczewskii,
Pestalotia laughtonae,
Pestalotia longisetula,
Pestalotia japonica,
Pestalotia laurina,
Pestalotia lucae,
Pestalotia javanica,
Pestalotia laurocerasi,
Pestalotia lucumae,
Pestalotia jefferisii,
Pestalotia laurophylli,
Pestalotia lupini,
Pestalotia jeolikotensis,
Pestalotia lawsoniae,
Pestalotia lusitanica,
Pestalotia jodhpurensis,
Pestalotia
lepidospermatis,
Pestalotia lycopadina,
Pestalotia juniperi,
Pestalotia lycopodina,
Pestalotia lepironiae,
Pestalotia juniperi,
Pestalotia macrochaeta,
Pestalotia leprogena,
Pestalotia kalmicola,
Pestalotia macrospora,
Pestalotia lespedezae,
Pestalotia kansensis,
Pestalotia macrotricha,
Pestalotia leucodisca,
Pestalotia karstenii,
Pestalotia macrozamiae,
Pestalotia leucothoes,
Pestalotia kasagiensis,
Pestalotia maculans,
Pestalotia leucothoës,
Pestalotia kawakamii,
Pestalotia maculicola,
Pestalotia leurodisca,
Pestalotia kriegeriana,
Pestalotia maculiformans,
Pestalotia libertiana,
Pestalotia
lagerstroemiae,
Pestalotia magocsyi,
Pestalotia lignicola,
Pestalotia mali,
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BIOTECNOLOGÍA
Pestalotia malicola,
Pestalotia molleriana,
Pestalotia nicolai,
Pestalotia malorum,
Pestalotia monochaeta,
Pestalotia novaecaledoniae,
Pestalotia mangalorica,
Pestalotia
monochaetioides,
Pestalotia nucicola,
Pestalotia mangiferae,
Pestalotia mangifolia,
Pestalotia
monochaetoidea,
Pestalotia nuciseda,
Pestalotia nummulariae,
Pestalotia mariae,
Pestalotia
monochaetoides,
Pestalotia nymphaeae,
Pestalotia monochroa,
Pestalotia ocoteae,
Pestalotia monorhincha,
Pestalotia oenotherae,
Pestalotia monorhyncha,
Pestalotia oleandri,
Pestalotia montellica,
Pestalotia olivacea,
Pestalotia moorei,
Pestalotia opuntiicola,
Pestalotia mori,
Pestalotia ornithogali,
Pestalotia multiseta,
Pestalotia oryzae,
Pestalotia mycophaga,
Pestalotia osyrella,
Pestalotia myricae,
Pestalotia osyridella,
Pestalotia myrticola,
Pestalotia osyridis,
Pestalotia nandina,
Pestalotia oxyanthi,
Pestalotia nandinae,
Pestalotia paeoniae,
Pestalotia natalensis,
Pestalotia paeoniae,
Pestalotia nattrassii,
Pestalotia paeoniicola,
Pestalotia neglecta,
Pestalotia pallida,
Pestalotia nervalis,
Pestalotia pallida,
Pestalotia matildae,
Pestalotia maura,
Pestalotia mayumbensis,
Pestalotia medinillae,
Pestalotia melaleucae,
Pestalotia melicoccae,
Pestalotia menezesiana,
Pestalotia menthicola,
Pestalotia metasequoiae,
Pestalotia micheliae,
Pestalotia micheneri,
Pestalotia microsora,
Pestalotia microspora,
Pestalotia microspora,
Pestalotia milletiae,
Pestalotia millettiae,
Pestalotia moelleriana,
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BIOTECNOLOGÍA
Pestalotia pallidicolor,
Pestalotia phacidioides,
Pestalotia pterocelastri,
Pestalotia palmarum,
Pestalotia phoenicicola,
Pestalotia punctiformis,
Pestalotia palmarum,
Pestalotia phoenicis,
Pestalotia puttemans,
Pestalotia palmicola,
Pestalotia photiniae,
Pestalotia puttemansii,
Pestalotia pampeana,
Pestalotia phyllostictea,
Pestalotia puyae,
Pestalotia pandani,
Pestalotia pipericola,
Pestalotia pycnidiformis,
Pestalotia pandani,
Pestalotia piperis,
Pestalotia pycnidiiformis,
Pestalotia paraguariensis,
Pestalotia pitospora,
Pestalotia pycnoides,
Pestalotia paraguariensis,
Pestalotia plagiochaeta,
Pestalotia quadriciliata,
Pestalotia paraguayensis,
Pestalotia planimi,
Pestalotia quercidentatae,
Pestalotia parrotiae,
Pestalotia platani,
Pestalotia pauciseta,
Pestalotia podocarpi,
Pestalotia peckii,
Pestalotia podocarpi,
Pestalotia pelargonii,
Pestalotia podocarpi,
Pestalotia quercusdentatae,
Pestalotia penzigii,
Pestalotia polychaeta,
Pestalotia ramealis,
Pestalotia peregrina,
Pestalotia polygoni,
Pestalotia ramosa,
Pestalotia pergrina,
Pestalotia polygoni,
Pestalotia ramulosa,
Pestalotia
drymifoliae,
Pestalotia poonensis,
Pestalotia rapanea,
Pestalotia populi-nigrae,
Pestalotia rapaneae,
Pestalotia potentillae,
Pestalotia rapaneae,
Pestalotia
pestalozzioides,
Pestalotia primaria,
Pestalotia raphiolepidisliukiuensis,
Pestalotia peyronelii,
Pestalotia psidii,
Pestalotia pezizoides,
Pestalotia pteridis,
Pestalotia quercicola,
Pestalotia quercina,
perseae-
Pestalotia pestalozzia,
Pestalotia rhamni,
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BIOTECNOLOGÍA
Pestalotia rhipsalidis,
Pestalotia siliquastri,
Pestalotia rhododendri,
Pestalotia sinensis,
Pestalotia subsp.
macrospora,
Pestalotia rollandii,
Pestalotia smilacis,
Pestalotia subsp.
monochaeta,
Pestalotia rosae,
Pestalotia sonsensis,
Pestalotia suffocata,
Pestalotia rostrata,
Pestalotia soraueriana,
Pestalotia swieteniae,
Pestalotia royenae,
Pestalotia sorbi,
Pestalotia sydowiana,
Pestalotia sabinae,
Pestalotia spectabilis,
Pestalotia syringae,
Pestalotia saccardensis,
Pestalotia
sphaerelloides,
Pestalotia taphrinicola,
Pestalotia saccardiana,
Pestalotia taslimiana,
Pestalotia statices,
Pestalotia saccardoana,
Pestalotia tecomae,
Pestalotia staticis,
Pestalotia salicis,
Pestalotia salicis,
Pestalotia terebinthi,
Pestalotia stellata,
Pestalotia teucrii,
Pestalotia salicispurpureae,
Pestalotia stevensonii,
Pestalotia theae,
Pestalotia stictica,
Pestalotia sapotae,
Pestalotia theobromae,
Pestalotia strobilicola,
Pestalotia thuemenii,
Pestalotia sarcomphali,
Pestalotia subcuticularis,
Pestalotia thujae,
Pestalotia sarmenti,
Pestalotia sarothamni,
Pestalotia scirpina,
Pestalotia subgen.
Monochaetia,
Pestalotia subgen.
Pestalotia,
Pestalotia thujae,
Pestalotia thujicola,
Pestalotia thujopsidis,
Pestalotia scirrofaciens,
Pestalotia seiridioides,
Pestalotia subgen.
Pestalozzina,
Pestalotia tiliae,
Pestalotia senegalensis,
Pestalotia subsessilis,
Pestalotia torrendia,
Pestalotia sessilis,
Pestalotia subsp.
decolorata,
Pestalotia torrendii,
Pestalotia shiraiana,
Pestalotia torulosa,
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BIOTECNOLOGÍA
Pestalotia toxica,
Pestalotia vaccinicola,
Pestalotia viridis,
Pestalotia trevoae,
Pestalotia vaccinii,
Pestalotia vismiae,
Pestalotia trichocladi,
Pestalotia vacciniicola,
Pestalotia vismifolia,
Pestalotia triseta,
Pestalotia valdiviana,
Pestalotia vitalbae,
Pestalotia truncata,
Pestalotia vangueriae,
Pestalotia viticola,
Pestalotia truncatula,
Pestalotia vanillae,
Pestalotia watsoniae,
Pestalotia tubericola,
Pestalotia var. conigena,
Pestalotia weinmanniae,
Pestalotia tumefaciens,
Pestalotia var. libertiana,
Pestalotia westerdijkii,
Pestalotia turgida,
Pestalotia veneta,
Pestalotia westerdijkii,
Pestalotia uljanischevii,
Pestalotia ventricosa,
Pestalotia westerdykiae,
Pestalotia uncinata,
Pestalotia vermiformis,
Pestalotia westerdykiae,
Pestalotia unicolor,
Pestalotia veronicae,
Pestalotia
zahlbruckneriana,
Pestalotia unicornis,
Pestalotia versicolor,
Pestalotia uniseta,
Pestalotia virgatula,
Pestalotia uvicola,
Pestalotia virginiana,
Pestalotia zonata.
2.9 La importancia de la identificación de los patógenos
La importancia de investigar e identificar el genero Pestalotia spp. es agruparla en una base
de datos que permita a futuro, reconocer e identificar especies por la característica de su
colonia, micelio y la longitud del conidio, que permitan diferenciarlas. La dificultad con la
que se enfrenta el productor para identificar la patología se reducirá en gran medida cuando
los géneros estén plenamente identificados (Faleiro et al., 2003). Regularmente se
presentan conidióforos hialinos, irregularmente ramificados, septados, lisos y cortos, así
como de conidios oscuros, rectos o ligeramente curvados que poseen cinco células con la
basal y la terminal hialina y esta ultima puntiaguda con dos o más apéndices apicales
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hialinos. Como resultado de esta caracterización se corroboró lo descrito por Sutton (1980)
para el género Pestalotia spp.
La morfología conidial es el carácter taxonómico más utilizado para el género de Pestalotia
spp. La mayoría de las especies se dividen en diferentes grupos basados en el tamaño de la
conidia. La longitud y la anchura son buenos marcadores taxonómicos para el género y
estables dentro de los diferentes medios y las generaciones en la mayoría de los casos (Hu
et al., 2007). El color de las células medianas sigue siendo un carácter ampliamente utilizado,
y todas las especies se separan en tres grupos basados en olivaceo de umber concoloroso,
versícoloro y versicoloro fuliginoso olivaceo. La evidencia molecular indica que es más
preciso agrupar las especies según las concoloras y versicoloras en lugar de los tres grupos
anteriores (Jeewon et al. 2003). La longitud de los apéndices apicales y el número de los
apéndices apicales también son caracteres ampliamente utilizados para la identificación de
especies. Algunas especies pueden ser identificadas por la presencia de apéndices apicales.
Los apéndices apicales pueden surgir de las posiciones superior, media, inferior o diferentes
en las células hialinas apicales y tales caracteres son ampliamente utilizados en la
identificación de especies. Además, los apéndices apicales se pueden dividir en ramas; en
algunas especies la presencia o ausencia de los apéndices basales es otro carácter para el
diagnóstico de especies.
Figura 7. Caracteres conidiales para la identificación de especies de Pestalotia spp. de forma
morfológica (Maharachchikumbura et al., 2014)
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BIOTECNOLOGÍA
3. HIPÓTESIS
Se estima que por lo menos se identificarán dos especies de Pestalotia spp. presentes en
los huertos de mango, que la incidencia será superior al 50% en los huertos y al menos una
especie será susceptible al antagonismo de microorganismos antagonistas.
4. OBJETIVO GENERAL
Identificar especies de Pestalotia e incidencia en huertos de mango (Mangifera Indica) y
su biocontrol con Trichoderma spp.
5. Objetivos específicos
•
Identificar mediante caracteres morfológicos las especies de Pestalotia encontradas.
•
Evaluar la incidencia de Pestalotia spp. en árboles de cuatro cultivares de mango.
•
Evaluar in vitro la actividad antifúngica de Trichoderma spp. sobre aislados de
Pestalotia spp.
6. METODOLOGÍA
6.1 Objetivo 1. Evaluar la incidencia de Pestalotia spp. en árboles de mango
6.1.1. Colecta de muestras enfermas
Durante el mes de junio, dos huertos comerciales de mango fueron visitados en la localidad
de Santiago, B.C.S. donde se determinó la incidencia y la distribución espacial de Pestalotia
spp., en el que se realizaron muestreos en cuatro cultivares de este frutal (Haden, Kent,
Keith y criollo). Para cada huerto, fueron tomados al azar 5 árboles; de cada árbol se
muestrearon 10 hojas con síntomas de daño por Pestalotia spp. Las muestras fueron
colocadas en bolsas plásticas en temperaturas frescas para su conservación y
posteriormente llevadas al laboratorio de fitopatología perteneciente al Departamento
Académico de Agronomía de la Universidad Autónoma de Baja California Sur.
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Figura 8. Colecta de muestras enfermas en huertos de mango
6.1.2. Evaluación de la incidencia de daño en arboles
Para determinar la incidencia de la enfermedad, han sido contadas las plantas afectadas,
las cuales presentaban los síntomas característicos de Pestalotia spp. como mancha foliar
en hojas color grisáceo y café claro, follaje raquítico o clorosis. Los dos huertos evaluados
presentaban patología asociadas a Pestalotia spp. y otras enfermedades como fumagina y
escoba de bruja. En base en la siguiente fórmula, la incidencia fue determinada en base al
numero de arboles enfermos frente a la población total evaluada, expresadas en porcentaje.
𝐼𝑛𝑐𝑖𝑑𝑒𝑛𝑐𝑖𝑎 (%𝐼) =
𝑛ú𝑚𝑒𝑟𝑜 𝑑𝑒 á𝑟𝑏𝑜𝑙𝑒𝑠 𝑒𝑛𝑓𝑒𝑟𝑚𝑜𝑠
𝑥100
𝑛ú𝑚𝑒𝑟𝑜 𝑡𝑜𝑡𝑎𝑙 𝑑𝑒 𝑝𝑙𝑎𝑛𝑡𝑎𝑠 𝑒𝑣𝑎𝑙𝑢𝑎𝑑𝑎𝑠
En cada huerto de mango evaluado, han sido registrados datos sobre el sistema de
producción, la altitud (m.s.n.m.), el número de árboles por unidad de superficie (densidad)
y la edad de los árboles, entre otras.
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Figura 9. Conteo de arboles enfermos
6.2. Objetivo 2. Identificar mediante caracteres morfológicos las especies de Pestalotia
spp. encontradas
6.2.1. Aislamiento y siembra de tejidos enfermos
Los patógenos, fueron aislados y sembrados a partir de las muestras de hojas colectadas in
situ (Figura 10). Para ello, fueron realizados cortes en los tejidos enfermos de
aproximadamente 1 cm (Figura 11). Los materiales vegetales fueron desinfectados
superficialmente por lavado secuencial con una solución de 0.5% NaCl por 30 segundos,
luego enjuagados en agua estéril destilada (Figura 12) y posteriormente sembrados en cajas
Petri con Papa Dextrosa Agar (PDA), empleando pinzas estériles. Todo el proceso de aislar
y sembrar fue hecho en la campana de flujo laminar. Las cajas Petri con los patógenos,
fueron depositados en la incubadora a 28°C. Después de siete días de crecimiento, las cepas
fueron purificadas e incubadas bajo condiciones de luz y sombra por 12 horas a 28°C±2°C,
para su uso posteriormente.
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Figura 10. Corte de tejido vegetal de cuatro cultivares de mango con sintomatología de daño
Figura 11. Cortes en los tejidos enfermos de aproximadamente 1 cm
Figura 12. Materiales vegetales cortados y desinfectados superficialmente
6.2.2. Caracterización morfológica de los aislados
Para identificar las especies a partir de cultivos puros, fue hecho un análisis morfológico.
Dicha caracterización fue realizada mediante el registro de la forma de la colonia, color y
textura de esta, forma y color de las esporas, septos, el largo de los apéndices, así como el
tipo de micelio y forma de sus conidióforos. Estas características fueron evaluadas mediante
observaciones en un microscopio óptico a una magnificación de 100x y 40x.
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Figura 13. Caracterización morfológica de los aislados
6.2.3. Tasa de crecimiento micelial
Para medir la tasa de crecimiento micelial, fueron depositaron discos de 5 mm de diámetro
en el centro de la caja Petri con medio PDA. Cada aislado contó con cuatro repeticiones y
posteriormente fueron evaluadas el crecimiento de la colonia diariamente hasta que cubrió
la totalidad de la caja Petri. Los datos fueron expresados en centímetros por día (cm/d).
Cuando el micelio alcanzó el sexto día de crecimiento, fue descrita morfológicamente,
registrando la textura, tipo de borde y color. Al finalizar, se obtuvo un promedio de diámetro
de la colonia en direcciones diametralmente opuestas.
Figura 14. Medición del radio micelial al cuarto día
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6.2.4. Morfología colonial
Los aislados purificados, fueron observados durante siete días después de cultivados; que
fue el tiempo que tomó la colonia en alcanzar el borde de la caja. Los aislados fueron
caracterizados morfológicamente haciendo descripción macro y microscópicamente del
patógeno, incluyendo textura, color y forma de la colonia, aspecto y color del medio.
Cuando los cultivos esporularon, la forma y color de los conidios fueron observados
utilizando microscopio óptico y calibrado para el objetico 100X.
Figura 15. Morfología de la colonia
6.3. Objetivo 3. Evaluar in vitro la actividad antifúngica de Trichoderma spp. sobre
aislados de Pestalotia spp.
Para evaluar la actividad antifúngica de Trichoderma spp. el laboratorio de fitopatología de
la Universidad Autónoma de Baja California Sur proporcionó la cepa pura, la cual, dentro
del bioensayo fue contrapuesta contra los aislados patogénicos de Pestalotia spp. Para ello
se empleó el método de cultivo dual, a partir de cultivos puros del hongo patógeno y el
antagonista. Posteriormente, fueron sembraron discos de 1 cm de diámetro del antagonista
y del patógeno en cada extremo de una misma caja Petri de 9 cm de diámetro con medio
PDA ácido láctico. Las repeticiones fueron sometidas a similares condiciones de incubación
y se tomó registro del crecimiento micelial diariamente, mediante el uso de una regla
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graduada (mm). Las mediciones fueron de cuatro aislados y un control y se concluyó hasta
que el control llenó la caja petri completamente.
7. RESULTADOS
7.1. Incidencia de Pestalotia spp. en cuatro cultivares de mango
La incidencia fue determinada en base a la evaluación de árboles enfermos por cultivar en
los dos huertos de mango. El total de árboles evaluados (300) en los huertos orgánicos
representó el 62.33% de incidencia de Pestalotia spp. Las cuatro variedades de mango
presentes en la huerta demostraron sintomatología del daño. El porcentaje de árboles
enfermos con presencia marcada del daño por Pestalotia spp. también tuvieron presencia
de otras plagas como “fumagina” y “Escoba de bruja” (Figura 17). Para la variedad de
“Machete” se observó que el manejo fitosanitario era pobre, con presencia de humedad
excesiva en el plantío, así como crecimiento de maleza y resto de hojarasca con
sintomatología del hongo depositada en la base del árbol. Estas observaciones se repiten
en menor medida a lo largo del resto de los cultivares del huerto. De la misma manera, se
observó que las podas en los árboles se efectuaron antes de la floración, pero los troncos y
brazos de los árboles yacían en el huerto. Esto permite deducir que tal vez el daño por el
hongo en la base foliar del árbol se incrementó debido al pobre o nulo manejo agronómico.
Porcentaje de árboles enfermos
120%
100%
100%
100%
100%
100%
Machete
Haden
Kit
Kent
80%
60%
40%
20%
0%
Cultivares de mango
Figura 16. Incidencia de daño por Pestalotia spp. en cultivares de mango
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La variedad “Haden”, también presentó sintomatología de daño, lo que ayudó a que la
incidencia del patógeno se siguiera perpetuando. Las variedades Kent y Kit, aunque
presentó daño por el hongo evaluado (Figura 18), destacó del resto de los cultivares porque
el estado general del daño era visualmente menor, con podas laterales, lo que permitió
tener mejor aireación, impidiendo el establecimiento de otros hongos presentes en el
huerto. Las condiciones geográficas, siendo esta, una zona árida y costera reúne las
condiciones necesarias para que el hongo prolifere (Tabla 7).
Figura 17. Incidencia del hogo en la variedad Kent
Tabla 7. Condiciones geográficas del estudio
Condiciones geográficas in situ en la localidad de Santiago, BCS
Variables
Sistema de Producción
Altitud (m.s.n.m)
Temperatura
Humedad relativa
Densidad de siembra
Edad de los árboles
Huerto 1
Orgánico
120 m.s.n.m
33° / 25°
50%
210
4 años
Huerto 2
Orgánico
132 m.s.n.m
33° / 25°
50%
187
8 años
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BIOTECNOLOGÍA
Etapa vegetativa
En producción
Sintomatología del
daño
Deficiencia de
minerales
En producción
• Pestalotia spp.
• Alternaria y
• Fusarium
oxysporum
7.2. Identificación morfológica de la especie de Pestalotia spp. en mango
7.2.1. Morfología colonial
En los resultados obtenidos de la determinación de los caracteres morfológicos de los
aislados de Pestalotia spp. obtenidos de hojas de mango de cuatro cultivares, fueron
observados diferentes características al respeto. Los 21 aislados fueron inicialmente
categorizados en un solo grupo de acuerdo con la textura de la colonia y color y su
identificación morfológica se basó en los criterios que describen el tamaño del conidio,
septación y número de apéndices.
La morfología colonial de cada cepa (a) mostró la presencia de colonias color blanco
cremoso, de crecimiento tipo plano, con textura afelpada, creciendo al margen de la caja
petri en forma de roseta, con los anillos concéntricos con márgenes irregulares, mientras
que el reverso de la colonia (b) presentó tonalidades blancas a cremoso debido a la carencia
de nutrientes en el medio de cultivo y también se observó el crecimiento radial en forma
de roseta de manera difuminada. El medio cambió de color blanco a amarillento una vez
que la colonia alcanzó el borde de la caja. Los cultivos fueron observados durante 6 días
después de cultivados, lo que las llevó a alcanzar el borde de la caja. A la colonia le bastó
a
ese tiempo en cubrir la caja petri de 8 cm de diámetro. A los siete días se desarrollaron
acérvulos (c) de forma esclerosada a lo largo del micelio en forma de masa de esporas
negras, dispersos de forma irregular, los cuales mostraban dentro y fuera del micelio un
basto numero de estos (d).
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BIOTECNOLOGÍA
a
b
c
d
c
Figura 18. (a) formación de acérvulos a lo largo de todo el micelio como estructuras de
conservación (b) reverso del aislado (c) Colonia de Pestalotia spp. (d) esporas dentro del cuerpo
fructífero, todos ellos color oscuro (x40) sonde se observa la estructura abierta sobre la superficie
deja expuestos los conidios
7.2.2. Estructura de esporas
El micelio color cremoso produjo acérvulos esclerosados los cuales contenía conidios de
forma alargada o ligeramente curvos, con extremos angostos, con septas de hasta seis
células color marrón oscuro(a)(b) incluyendo los extremos; la célula basal y apical hialinas.
En ambos extremos se observan apéndices, en el extremo apical de tres apéndices y en el
extremo distal solo un apéndice más corto que los apicales(c). Los conidios presentan
apéndices sólidos y las células están pigmentadas en cada división.
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BIOTECNOLOGÍA
a
b
c
Figura 19. (a)(c) conidios de Pestalotia spp. (60x) con septas de hasta seis células y apéndices
robustos, en el extremo apical de 3 y en el extremo distal 1. (b) conidio de Pestalotia spp. (100x)
ligeramente alargados y curvos
7.2.3. Tasa de Crecimiento micelial
Los resultados correspondientes a la fase de crecimiento micelial obedecieron a las
condiciones del cultivo, la composición del medio, temperatura, etc. así como las
características genéticas de la especie que se describen a continuación: El medio de cultivo
en el que creció fue Papa Dextrosa agar ácido láctico ya que sus características nutritivas
favorecen el crecimiento de la mayoría de los hongos y ausencia de bacterias. La
temperatura de incubación fue de 30.2°𝐶 por seis días, cuando el crecimiento micelial
alcanzó el borde de la caja Petri de 8cm. El crecimiento micelial por día osciló entre 1.4 y
1.7 cm (Figura 20), con un promedio general entre 1.7 a 2.47 cm por día (Figura 21).
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BIOTECNOLOGÍA
1
2
3
4
5
6
7
8
9
10
CRECIMIENTO MICELIAL (CM)
9
8
7
6
5
4
3
2
1
0
DÍA 1
DÍA 2
DÍA 3
DÍA 4
DÍA 5
DÍA 6
TIEMPO DE EVALUACIÓN
Figura 20. Tasa de crecimiento micelial
Figura 21. 3 aislados al sexto día de evaluación
7.3. Bioensayo in vitro de Trichodema spp. contra 3 aislados de Pestalotia spp.
La evaluación del efecto antifúngico de Trichoderma spp. contra el hongo Pestalotia spp.
mostró los siguientes resultados: a partir del primer día de evaluación fueron observados
claramente que la combinación de Trichoderma spp. contra Pestalotia spp. redujo el
crecimiento micelial y se puede ver en el control (Figura 22). Al segundo día de iniciado el
bioensayo el crecimiento del micelio (2.1, 2.0, 2.0 y 2.1 cm) se redujo con base al control
(2.3 cm) y al tercer día (2.3, 2.2, 2.2 y 2.2 cm) los resultados con respecto al testigo (2.9 cm)
fueron claramente inhibitorios.
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BIOTECNOLOGÍA
3.5
3.0
Crecimiento micelial (Cm)
2.5
2.0
1.5
1.0
0.5
0.0
DÍA 1
A1
DÍA 2
A2
A3
DÍA 3
A4
CONTROL
Figura 22. Crecimiento micelial in vitro de Pestalotia spp. con Trichoderma spp.
El valor promedio de crecimiento del micelio, de la combinación de Pestalotia spp. contra
Trichoderma spp. fue entre 2.2 y 2.3 cm al tercer día con respecto al control (2.9 cm). Esto
permite ver que el crecimiento lineal de cada colonia al enfrenarse una con otra, la colonia
del patógeno es claramente inhibida al tercer día ya que el Trichoderma spp. creció
completamente sobre el micelio de cultivo y sobre el organismo patógeno.
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Crecimiento micelial (cm)
3.5
3.0
2.5
2.0
1.5
1.0
0.5
0.0
A1
A2
A3
A4
CONTROL
Crecimiento micelial por aislados
Figura 23. Crecimiento micelial in vitro de Pestalotia spp. con Trichoderma spp. al tercer día
Figura 24. Cuatro aislados de Pestalotia spp. con Trichoderma spp. comparado con el control al
tercer día
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8. DISCUSIÓN
8.1. Incidencia
Los hongos se cuentan entre las plagas que afecta el mango, entre estos, el más importante
es Pestalotia spp. Sosa et al (2003) reporta que la sintomatología del daño se manifiesta
inicialmente en árboles susceptibles como diminutas manchas de color grisácea, que
eventualmente se tornan más oscuras y aumentan de tamaño formando una costra que
eventualmente no le permite a la planta realizar sus funciones fotosintéticas y la
maduración del fruto. Este reporte concuerda con el trabajo de Akrofi y Amoah (2009), que
también aisló Pestalotia spp. de hojas enfermas en Ghana. Esta sintomatología descrita
concuerda a la también citada por Pádua et al., (2014) y que afecta principalmente en la
base foliar y fruto.
En frutales como el mango, los hongos Colletotrichum, Alternaría y Pestalotia spp. se
asocian con problemas fitosanitarios relevantes, que se incrementan debido a factores
climáticos idóneos, la densidad de siembra y por la capacidad virulenta del microorganismo.
La falta de un manejo adecuado que implique estrategias oportunas de practicas culturales,
control biológico y químico permite que algunos huertos se tornen improductivos (Blanco,
2003). Este autor informó que dichas prácticas intensifican la incidencia del hongo en
huertos frutales tal cual se reporta en este trabajo.
8.2. Morfología e identificación
Los aislados de mango fueron identificados morfológicamente como Pestalotia spp. debido
a su morfología, la cual coincide con lo descrito por Maharachchikumbura et al (2014). Los
aislados crecieron en un medio de cultivo PDA. Por sus características, estos resultados
concuerdan con Jarial et al, (2017) que describe la colonia con una textura color blanco
cremoso, de crecimiento tipo plano, con textura afelpada, creciendo al margen de la caja
petri en forma de anillos concéntricos, con márgenes irregulares, mientras que el reverso
de la colonia la describe con tonalidades blancas a cremoso debido a la carencia de
nutrientes en el medio de cultivo y el crecimiento radial en forma de roseta de manera
difuminada.
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Agrios (2005) encontró que a los siete días se desarrollaron acérvulos de forma esclerosada
a lo largo del micelio en forma de masa de esporas negras, dispersos de forma irregular, los
cuales mostraban dentro y fuera del micelio un basto numero de estos.
Abundantes acérvulos esclerosados contenían conidios de forma alargada o ligeramente
curvos, con extremos angostos, con septas de hasta seis células color marrón oscuro
(incluyendo los extremos; la célula basal y apical hialinas). De acuerdo con las características
microscópicas y después de compararlas con estudios previos Jeewon et al. (2003), el
patógeno fue identificado como Pestalotia spp. ya que en ambos extremos se observan
apéndices, en el extremo apical de tres apéndices y en el extremo distal solo un apéndice
más corto que los apicales. Los conidios presentan apéndices sólidos y las células están
pigmentadas en cada división. Otros estudios que concuerdan con la descripción de la cepa,
color y morfología de la colonia son las reportadas por Rahman et al., (2013) y Keith et al.
(2010).
8.3. Bioensayo
Un total de 6 cepas de Trichoderma spp. con fuerte actividad antifúngica en contra de
Pestalotia spp. fueron aisladas. De las seis, el total de las aislados mostró fuerte actividad
antagonista frente a Pestalotia spp. Varios investigadores ya han reportado actividad
antifúngica similar de Trichoderma spp. contra patógenos fúngicos. Estos microorganismos
son bien conocidos como agentes de biocontrol antifúngicos que inhiben varios hongos
patógenos de plantas ya que colonizan rápidamente el suelo, debido a que son
naturalmente resistentes a muchos compuestos químicos tóxicos, incluyendo herbicidas,
fungicidas, plaguicidas y compuestos fenólicos, sobre todo, porque son invasores oportunos
y productores de antibióticos poderosos (Lorito, 2006).
Al segundo día de iniciado el bioensayo el crecimiento del micelio (2.1, 2.0, 2.0 y 2.1 cm) se
redujo con base al control (2.3 cm). Para Infante (2013) esto se debe principalmente a la
producción de los antibióticos peptaibol y trichozianinas. Mediante la producción de estos
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metabolitos, Trichoderma spp. logra inhibir la germinación de las esporas y la elongación de
hifas de hongos fitopatógenos. Para Bhuvaneswari y Rao (2001) la eficacia del antagonista
pudiera deberse a que produce altas concentraciones de este metabolito.
El valor promedio de crecimiento del micelio, de la combinación de Pestalotia spp. contra
Trichoderma spp. fue entre 2.2 y 2.3 cm al tercer día con respecto al control (2.9 cm). La
distribución de Pestalotia spp. en todos los tratamientos con Trichoderma spp. fue
significativamente menor con respecto al control sin aplicación, por lo que es evidente
desde el día dos el efecto antagonista de Trichoderma spp. frente a Pestalotia spp. Esto
coincide con lo descrito por Bhuvaneswari y Rao (2001) que observaron menor distribución
de hongos patógenos cuando se realizaron aplicaciones con Trichoderma spp. al igual que
González et al (2005) que menciona la eficacia de Trichoderma spp. para el control de
hongos fitopatógenos.
9. CONCLUSIONES
La mayor incidencia de Pestalotia en el huerto 2 por número de árboles fue Machete,
seguida de haden, kitt y kent. La identificación de aislados de Pestalotia spp. permitió
describirlos mediante caracteres morfológicos, tanto macro y microscopicamente. Dicha
caracterización colonial, micelial y conidial permitirá identificar la especie. Se observaron
las características que presenta Pestalotia spp. la forma de la colonia, así como del micelio,
acérvulos y conidios. Los acérvulos color negro corresponde a las estructuras de
conservación del hongo. Los conidios se observaron de forma alargada o ligeramente curvos,
con extremos angostos, con septas de hasta seis células color marrón oscuro incluyendo los
extremos; (la célula basal y apical hialinas). Por ultimo, Trichoderma spp. tiene potencial de
biocontrol por su efecto antagonista sobre Pestalotia spp. en condiciones in vitro.
Trichoderma spp. es un fungicida eficaz para inhibir la germinación de esporas de Pestalotia
spp. y puede contemplarse como un buen método de prevención para este genero. Su
aplicación tiene la ventaja de ser un biofungicida que no deja residuos tóxicos y no crea
resistencia al hongo porque su función antagonista le permite competir por el medio.
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