MINISTERIO DE MEDIO AMBIENTE Y MEDIO RURAL Y MARINO
SOCIEDAD ESPAÑOLA DE FITOPATOLOGÍA
PATÓGENOS DE PLANTAS DESCRITOS
EN ESPAÑA
2ª Edición
COLABORADORES
Ricardo Flores Pedauye
José María Melero Vara
Vicente Pallás Benet
ASESORES
María Ángeles Achón Sama
Luis A. Álvarez Bernaola
Miguel A. Aranda Regules
Josep Armengol Fortí
Mariano Cambra Álvarez
Miguel Cambra Álvarez
Miguel Escuer Cazador
José E. García de los Ríos
Fernando García-Arenal
Pablo García Benavides
Ana González Fernández
Elena González Biosca
Dirk Jansen
Miguel Juárez Gómez
Alfredo Lacasa Plasencia
Amparo Laviña Gomila
Francisco J. Legorburu Faus
Pablo Llop Pérez
Pablo Lunello
Jordi Luque i Font
Ester Marco Noales
Vicente Medina Piles
Emilio Montesinos Seguí
Carmina Montón Romans
Pedro Moreno Gómez
Enrique Moriones Alonso
Jesús Murillo Martínez
Jesús Navas Castillo
Ventura Padilla Villalba
Ana Palacio Bielsa
Vicente Pallás Benet
José Luis Palomo Gómez
Javier Peñalver Navarro
Ramón Peñalver Navarro
Ana María Pérez-Sierra
Fernando Ponz Ascaso
María Dolores Romero Duque
Javier Romero Cano
Montserrat Roselló Pérez
Remedios Santiago Merino
Felipe Siverio de la Rosa
Antonio Vicent Civera
Antonio de Vicente Moreno
CORRECTORA DE
LA EDICIÓN
María José López López
Las fotos de la portada han sido cedidas por los socios de la Sociedad Española de Fitopatología, Dres. María Portillo, Carolina Escobar Lucas y Miguel Cambra Álvarez
Secretaría General Técnica: Alicia Camacho García. Subdirector General de Información al ciudadano, Documentación y Publicaciones: José Abellán Gómez. Director del Centro de Publicaciones: Juan Carlos Palacios López. Jefa del Servicio de Producción y Edición: Mª Dolores López
Hernández. Coordinadores: Paloma Melgarejo Nárdiz, José García-Jiménez, María Concepción
Jordá Gutiérrez, María Milagros López González, María Fe Andrés Yebes y Núria Durán-Vila
Edita:
© Ministerio de Medio Ambiente y Medio Rural y Marino
Secretaría General Técnica
Centro de Publicaciones
Distribución y venta
Paseo de la Infanta Isabel, I
Teléfono: 91 347 55 51 - 91 347 55 41
Fax: 91 347 57 22
Plaza San Juan de la Cruz, s/n
Teléfono: 91 597 60 81
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Maquetación, impresión y encuadernación
Servicios Gráficos Kenaf, s.l.
Tienda virtual: www.marm.es
e-mail: centropublicaciones@marm.es
NIPO: 770-09-108-9
ISBN: 84-491-0403-3
1ª Edición agotada
ISBN: 978-84-491-0954-6 2ª Edición
Depósito Legal: M-3392-2010
Catálogo General de publicaciones oficiales:
http://www.060.es (servicios en línea / oficina virtual / Publicaciones)
Datos técnicos: Formato: 17x24 cm. Caja de texto 13,6x19 cm. Composición: 1 columna. Tipografía: Times New
Roman a cpo 11 y 14. Encuadernación: cosido a hilo. Cubierta: cartulina gráfica reciclada 300 gr., impresa 4 tintas más
plastificado mate 1 cara. Papel interior: 60% fibras recicladas, 40% fibras vírgenes FSC, 100 gramos
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Prólogo
Esta segunda edición del libro “Patógenos de plantas descritos en España” tiene como objetivo actualizar la primera edición publicada en 1999, con los nuevos patógenos detectados desde entonces, completando la lista, su descripción, huéspedes afectados,
enfermedades que causan y su distribución geográfica, sustentándose en referencias suficientemente acreditadas.
El libro contribuye a potenciar una de las líneas principales de difusión del conocimiento
fitopatológico de la Sociedad Española de Fitopatología basada en publicaciones monográficas y consolida nuestra intensa actividad editorial.
Se trata de un manual de consulta de gran utilidad para técnicos, investigadores científicos, estudiantes y gestores de las administraciones públicas relacionados directa o indirectamente con la Sanidad y Protección Vegetal.
El rigor en su preparación está acreditado por los editores y asesores consultados, que son
reconocidos especialistas en los diversos patógenos, así como por la supervisión realizada
por el Ministerio de Medio Ambiente y Medio Rural y Marino.
Emilio Montesinos Seguí
Presidente de la Sociedad Española de Fitopatología (2004-2008)
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Nota de los coordinadores
Los editores-coordinadores de esta nueva versión actualizada del libro “Patógenos de
plantas descritos en España” nos propusimos poner al día dicho catálogo finalizado en
1998 y presentamos el resultado conseguido.
Como se indicaba en el prefacio del libro anterior, el criterio de selección de los patógenos que figuraban allí fue muy restrictivo, ya que se exigía que todos los patógenos hubieran sido descritos en revistas científicas con Comité de redacción. Por no cumplir este
requisito, un gran número de organismos presentes en nuestro país no figuraron en dicha
versión. El número de patógenos que se incluye en esta segunda edición es mucho más
elevado que en la primera: el número de virus ha pasado de 63 en la edición anterior a 103
en la presente, el de viroides de 12 a 37, las bacterias de 30 a 50, los mollicutes de 7 a 8,
los hongos de 271 a 412 y los nematodos de 35 a 48. Este sustancial incremento responde
a varias causas. Por un lado, en los últimos años se ha incrementado el número de laboratorios españoles que realizan y publican los resultados de sus diagnósticos y, por ello,
también el número de citas de nuevos organismos. Por otro, el criterio de inclusión de patógenos se ha ampliado, ya que se ha considerado que también deben incluirse aquellos
cuya descripción figuraba en tesis, publicaciones científicas y de divulgación, aportaciones a Congresos y en otros medios accesibles públicamente y que permitían una identificación completa y válida, a juicio de los respectivos editores.
En lo que respecta al apartado de Hongos, éstos han sido considerados en un sentido amplio, incluyendo en el catálogo todos los organismos incluidos tradicionalmente dentro de
los hongos aunque actualmente se incluyan en Reinos distintos (vgr. Pythium, Phytophthora y mildius, actualmente en el Reino Chromista o Plasmodiophora, del Reino Protozoa). A diferencia de la edición anterior en que aparecían por grupos taxonómicos, en la
presente edición aparecen por orden alfabético y dentro de la ficha se señala el grupo taxonómico al que pertenece. Aunque el patógeno en la publicación española apareciese con
otro nombre, se ha tomado como nombre correcto del hongo el que aparece en la página
web del CABI Bioscience Databases (http://www.indexfungorum.org), y para bacterias el
que aparece en http://www.bacterio.cict.fr. En la mayoría de los casos se incluyen también sus sinónimos.
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Los nematodos han sido abordados de una manera diferente a la edición anterior: mientras allí aparecían agrupados por géneros, en esta edición se describe cada especie patógena por separado.
También se ha modificado ligeramente el formato de cada ficha, y además, a fin de facilitar al lector información sobre las características del patógeno, junto a la bibliografía que
lo describe en España se ha procurado adjuntar alguna referencia básica de su descripción
(generalmente la ficha de CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria).
Se han limitado las referencias a un número máximo de diez por patógeno. En aquellos
casos en que la bibliografía española es amplia se ha procurado reducirlas a aquellas que
se refieren a su diagnóstico y epidemiología en España. Hemos intentado, y esperamos haberlo conseguido, que sean todos los que están, pero sabemos que no están todos los que
son. Por un lado, aún hay patógenos correctamente identificados en España, pero que no
cumplen con los criterios acordados para ser incluidos en este libro. Por otro lado, los patógenos que se han recogido corresponden a aquellos citados en España hasta 2005 (en el
caso de bacterias) ó 2004 (resto de patógenos), años en los que los distintos editores finalizaron el manuscrito de esta obra. Por ello, lamentamos que por distintos problemas ajenos a nuestra voluntad, el trabajo no haya visto la luz hasta varios años más tarde y que
por ello, desde el momento de su aparición, ya no esté actualizado.
Los editores queremos agradecer la confianza y paciencia de las diferentes Juntas Directivas de la Sociedad Española de Fitopatología y de sus Presidentes que han apoyado este
trabajo, así como el esfuerzo de todos los asesores y colaboradores que nos han suministrado la información necesaria para su redacción. Esperamos no haber olvidado a ninguno, pero si así ha sido, pedimos disculpas.
Agradecemos al Ministerio de Medio Ambiente y Medio Rural y Marino su favorable acogida para la publicación conjunta de esta reedición. Asimismo queremos agradecer la labor
de María José López, que ha sido fundamental en la ejecución material de este catálogo.
También es necesario recordar que un libro con tan elevado número de patógenos y de
referencias suele contener errores, y éste no va a ser una excepción. Por ello agradeceremos a los lectores que nos las señalen porque, al terminar esta versión, somos conscientes de que pronto habrá que preparar una nueva edición actualizada. Mientras tanto,
esperamos que tenga una favorable acogida entre los fitopatólogos y que resulte muy útil
para todos.
Los coordinadores
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Índice
Virus
Alfalfa mosaic virus (Virus del mosaico de la alfalfa) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 57
Apple chlorotic leaf spot virus (Virus de las manchas cloróticas del manzano) . . . . . . . . . . . 58
Apple mosaic virus (Virus del mosaico del manzano) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 60
Apple stem grooving virus (Virus de la madera asurcada del manzano) . . . . . . . . . . . . . . . . . 62
Apple stem pitting virus (Virus de la madera estriada del manzano) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 63
Artichoke latent virus (Virus latente de la alcachofa). . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 64
Banana streak virus (Virus del rayado del banano) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 66
Barley mild mosaic virus (Virus del mosaico suave de la cebada) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 67
Barley stripe mosaic virus (Virus del mosaico rayado de la cebada) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 69
Barley yellow dwarf virus (Virus del enanismo amarillo de la cebada) . . . . . . . . . . . . . . . . . . 70
Barley yellow mosaic virus (Virus del mosaico amarillo de la cebada) . . . . . . . . . . . . . . . . . . 72
Bean common mosaic necrosis virus (Virus de la necrosis del mosaico común de la judía) . . 73
Bean common mosaic virus (Virus del mosaico común de la judía) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 75
Bean leaf roll virus (Virus del enrollado de la hoja de la judía) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 77
Bean yellow mosaic virus (Virus del mosaico amarillo de la judía) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 78
Beet mosaic virus (Virus del mosaico de la remolacha) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 80
Beet necrotic yellow vein virus (Virus de la rizomanía de la remolacha) . . . . . . . . . . . . . . . . 81
Beet pseudoyellows virus (Virus del falso amarilleo de la remolacha) . . . . . . . . . . . . . . . . . . 83
Beet virus Q (Virus Q de la remolacha) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 85
Beet western yellows virus (Virus del amarilleo occidental de la remolacha) . . . . . . . . . . . . . 86
Beet yellows virus (Virus del amarilleo de la remolacha) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 87
Broad bean mottle virus (Virus del moteado del haba) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 88
Broad bean V virus (Virus V del haba). . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 89
Broad bean wilt virus (Virus del marchitamiento del haba) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 90
Carnation etched ring virus (Virus del anillo grabado del clavel) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 91
Carnation latent virus (Virus latente del clavel) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 92
Carnation mottle virus (Virus del moteado del clavel) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 93
Carnation necrotic fleck virus (Virus del punteado necrótico del clavel). . . . . . . . . . . . . . . . . 94
Carnation vein mottle virus (Virus del moteado de las venas del clavel). . . . . . . . . . . . . . . . . 95
Cauliflower mosaic virus (Virus del mosaico de la coliflor) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 96
Celery mosaic virus (Virus del mosaico del apio) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 97
Cherry leaf roll virus (Virus del enrollado de la hoja del cerezo). . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 98
Citrus concave gum disease (Concavidades gomosas de los cítricos) . . . . . . . . . . . . . . . . . . 100
Citrus cristacortis disease (Cristacortis de los cítricos) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 101
Citrus leaf blotch virus (Virus del manchado foliar de los cítricos) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 102
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Citrus psorosis virus (Virus de la psoriasis de los cítricos) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 104
Citrus tristeza virus (Virus de la tristeza de los cítricos) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 106
Citrus variegation virus (Virus de la variegación de los cítricos). . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 109
Citrus vein enation/woody gall disease (Protuberancias nerviales/agallas en la
madera de los cítricos) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 110
Citrus yellow ringspot disease (Manchas anulares amarillas de los cítricos) . . . . . . . . . . . . . 112
Clover yellow vein virus (Virus del amarilleo de las venas del trébol) . . . . . . . . . . . . . . . . . 113
Cucumber green mottle mosaic virus (Virus del mosaico verde jaspeado del pepino) . . . . . 114
Cucumber leaf spot virus (Virus de la mancha de la hoja del pepino) . . . . . . . . . . . . . . . . . . 115
Cucumber mosaic virus (Virus del mosaico del pepino) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 116
Cucumber vein yellowing virus (Virus de las venas amarillas del pepino) . . . . . . . . . . . . . . 119
Cucurbit aphid-borne yellows virus (Virus del amarilleo de las cucurbitáceas transmitido
por pulgones) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 121
Cucurbit yellow stunting disorder virus (Virus del amarilleo y enanismo de las cucurbitáceas) . 123
Eggplant mottle dwarf virus (Virus del enanismo moteado de la berenjena) . . . . . . . . . . . . . 125
Faba bean necrotic yellows virus (Virus del amarillamiento necrótico del haba) . . . . . . . . . 127
Fig mosaic disease (Mosaico de la higuera) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 128
Grapevine fanleaf virus (Virus del entrenudo corto infeccioso de la vid) . . . . . . . . . . . . . . . 130
Grapevine fleck virus (Virus del jaspeado de la vid) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 132
Grapevine leaf roll-associated virus (Virus del enrollado de la vid) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 133
Impatiens necrotic spot virus ( Virus de las manchas necróticas del Impatiens) . . . . . . . . . . 135
Impietratura disease (Enfermedad de la impietratura de los cítricos) . . . . . . . . . . . . . . . . . . 136
Iris yellow spot virus (Virus de la mancha amarilla del iris) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 137
Leek yellow stripe virus (Virus del estriado amarillo del puerro) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 139
Lettuce big-vein virus (Virus de las venas gruesas de la lechuga) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 141
Lettuce mosaic virus (Virus del mosaico de la lechuga) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 143
Lucerne enation virus (Virus de las excrecencias de la alfalfa) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 145
Maize dwarf mosaic virus (Virus del mosaico enanizante del maíz) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 146
Maize rough dwarf virus (Virus del enanismo rugoso del maíz) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 148
Melon necrotic spot virus (Virus de las manchas necróticas del melón) . . . . . . . . . . . . . . . . 150
Mirafiori lettuce virus (Virus de las nerviaciones gruesas de la lechuga (“Big vein”)) . . . . . 152
Onion yellow dwarf virus (Virus del amarilleo enanizante de la cebolla) . . . . . . . . . . . . . . . 154
Papaya ringspot virus (Virus de las manchas anulares de la papaya) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 155
Parietaria mottle virus (Virus del moteado de la parietaria) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 157
Peanut stunt virus (Virus del enanismo del cacahuete). . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 158
Pelargonium flower-break virus (Virus de la rotura de la flor del pelargonio). . . . . . . . . . . . 159
Pelargonium line pattern virus (Virus del anillado del pelargonio) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 160
Pelargonium zonate spot virus ( Virus de la mancha zonal del pelargonio) . . . . . . . . . . . . . . 161
Pepino mosaic virus (Virus del mosaico del pepino dulce) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 163
10
Pepper mild mottle virus (Virus del moteado atenuado del pimiento) . . . . . . . . . . . . . . . . . . 166
Plum pox virus (Virus de la Sharka) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 168
Potato leaf roll virus (Virus del enrollado de la hoja de la patata) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 171
Potato virus A (Virus A de la patata). . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 173
Potato virus M (Virus M de la patata). . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 174
Potato virus S (Virus S de la patata) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 175
Potato virus X (Virus X de la patata) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 176
Potato virus Y (Virus Y de la patata) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 178
Prune dwarf virus (Virus del enanismo del ciruelo) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 181
Prunus necrotic ringspot virus (Virus de los anillos necróticos de los Prunus) . . . . . . . . . . . 182
Red clover vein mosaic virus (Virus del mosaico de las venas del trébol rojo) . . . . . . . . . . . 184
Rough lemon bud union crease disease (Enfermedad de la mala unión con el limonero rugoso). 185
Southern bean mosaic virus (Virus del mosaico del sur de la judía) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 186
Squash mosaic virus (Virus del mosaico de la calabaza) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 187
Strawberry latent ringspot virus (Virus latente de las manchas anulares de la fresa). . . . . . . 189
Sugarcane mosaic virus (Virus del mosaico de la caña de azúcar). . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 190
Sweet potato chlorotic stunt virus (Virus del enanismo clorótico de la batata) . . . . . . . . . . . 192
Sweet potato feathery mottle virus (Virus del moteado suave (ligero, plumoso) de la batata) . 194
Sweet potato leaf curl virus (Virus del rizado de la hoja de la batata) . . . . . . . . . . . . . . . . . . 196
Tobacco mild green mosaic virus (Virus del mosaico verde atenuado del tabaco) . . . . . . . . 197
Tobacco mosaic virus (Virus del mosaico del tabaco) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 198
Tobacco rattle virus (Virus "rattle" del tabaco; Virus del cascabeleo del tabaco) . . . . . . . . . 199
Tomato bushy stunt virus (Virus del enanismo ramificado del tomate) . . . . . . . . . . . . . . . . . 201
Tomato chlorosis virus (Virus del amarilleo del tomate) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 203
Tomato infectious chlorosis virus (Virus del amarilleo infeccioso del tomate) . . . . . . . . . . . 205
Tomato mosaic virus (Virus del mosaico del tomate). . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 207
Tomato spotted wilt virus (Virus del bronceado del tomate) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 209
Tomato yellow leaf curl disease (Virus del rizado amarillo del tomate; Virus de
la hoja cuchara del tomate) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 212
Tulip breaking virus (Virus de la ruptura del color del tulipán) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 216
Turnip mosaic virus (Virus del mosaico del nabo) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 217
Virus de la France del Champiñón (Enfermedad vírica del champiñón) . . . . . . . . . . . . . . . . 219
Watermelon mosaic virus (Virus del mosaico 2 de la sandía) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 220
Wheat dwarf virus (Virus del enanismo del trigo) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 222
Zucchini yellow mosaic virus (Virus del mosaico amarillo del calabacín) . . . . . . . . . . . . . . 223
Viroides
Avocado sunblotch viroid (ASBVd). . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 227
Chrysanthemum stunt viroid (CSVd) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 229
11
Citrus bent leaf viroid (CBLVd) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 230
Citrus exocortis viroid (CEVd). . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 232
Citrus viroid III (CVd-III). . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 234
Citrus viroid IV (CVd-IV) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 236
Eggplant latent viroid (ELVd) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 238
Grapevine yellow speckle viroid 1 (GYSVd-1) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 239
Grapevine yellow speckle viroid 2 (GYSVd-2) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 241
Hop latent viroid (HLVd) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 243
Hop stunt viroid (HSVd). . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 244
Peach latent mosaic viroid (PLMVd) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 246
Pear blister canker viroid (PBCVd) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 248
Bacterias
Agrobacterium tumefaciens (Smith y Townsend) Conn . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 253
Agrobacterium vitis Ophel y Kerr. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 255
Brenneria nigrifluens Hauben et al. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 257
Brenneria quercina Hauben et al.. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 258
Brenneria rubrifaciens Hauben et al. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 259
Brenneria sp.. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 260
Clavibacter michiganensis subsp. michiganensis (Smith) Davis et al. . . . . . . . . . . . . . . . . . 261
Clavibacter michiganensis subsp. sepedonicus (Spieckermann y Kotthoff) Davis et al. . . . 262
Curtobacterium flaccumfaciens pv. flaccumfaciens (Hedges) Collins y Jones . . . . . . . . . . . 264
Dickeya spp. Samson et al. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 265
Erwinia amylovora (Burrill) Winslow et al.. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 267
Erwinia persicina Hao et al. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 269
Erwinia sp. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 270
Ewingella americana Grimon et al. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 271
Pectobacterium atrosepticum Gardan et al. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 272
Pectobacterium carotovorum subsp. carotovorum (Jones) Hauben . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 274
Pseudomonas cichorii (Swingle) Stapp . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 276
Pseudomonas corrugata Roberts y Scarlett . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 277
Pseudomonas fluorescens (Trevisan) Migula . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 279
Pseudomonas marginalis pv. marginalis (Brown) Stevens . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 280
Pseudomonas mediterranea Catara et al. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 281
Pseudomonas savastanoi pv. phaseolicola (Burkholder) Young et al. . . . . . . . . . . . . . . . . . 282
Pseudomonas savastanoi pv. retacarpa García de los Ríos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 284
Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi (Smith) Janse . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 285
Pseudomonas syringae pv. aptata (Brown y Jamieson) Young et al. . . . . . . . . . . . . . . . . . . 287
Pseudomonas syringae pv. coriandricola Toben et al.. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 288
12
Pseudomonas syringae pv. helianthi (Kawamura) Young et al.. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 289
Pseudomonas syringae pv. lachrymans (Smith y Brian) Young et al. . . . . . . . . . . . . . . . . . . 290
Pseudomonas syringae pv. mori (Boyer y Lambert) Young et al. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 291
Pseudomonas syringae pv. morsprunorum (Wormald) Young et al. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 292
Pseudomonas syringae pv. pisi (Sackett) Young et al.. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 293
Pseudomonas syringae pv. syringae van Hall . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 294
Pseudomonas syringae pv. tabaci (Wolf y Foster) Young et al.. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 296
Pseudomonas syringae pv. tomato (Okabe) Young et al.. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 297
Pseudomonas tolaasii Paine . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 298
Pseudomonas viridiflava (Burkholder) Dowson . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 299
Ralstonia solanacearum (Smith) Yabuuchi et al. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 300
Rhodococcus fascians (Tilford) Goodfellow . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 302
Streptomyces spp. Waksman y Henrici . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 303
Xanthomonas arboricola pv. juglandis (Pierce) Vauterin et al. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 304
Xanthomonas arboricola pv. pruni (Smith) Vauterin et al. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 305
Xanthomonas axonopodis pv. malvacearum (Smith) Vauterin et al. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 306
Xanthomonas axonopodis pv. phaseoli (Smith) Vauterin et al. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 307
Xanthomonas axonopodis pv. vesicatoria (ex Doidge) Vauterin et al.. . . . . . . . . . . . . . . . . . 309
Xanthomonas campestris pv. campestris (Pammel) Dowson. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 311
Xanthomonas cucurbitae (Bryan) Vauterin et al. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 312
Xanthomonas fragariae Kennedy y King. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 313
Xanthomonas hortorum pv. pelargonii (Brown) Vauterin et al.. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 315
Xanthomonas vesicatoria (ex Doidge) Vauterin et al. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 316
Xylophilus ampelinus (Panagopoulos) Willems et al. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 318
Mollicutes
Apple proliferation phytoplasma . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 323
Apricot chlorotic leaf roll phytoplasma . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 325
Aster yellows phytoplasma. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 327
Bois Noir phytoplasma . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 329
Grapevine flavescence dorée phytoplasma. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 331
Pear decline phytoplasma . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 333
Potato stolbur phytoplasma. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 336
Spiroplasma citri . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 338
Hongos
Acremonium cucurbitacearum Alfaro et al. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 343
Acremonium strictum W. Gams . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 344
Albugo candida (Pers. ex Hook) O. Kuntze . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 345
13
Albugo tragopogonis (DC) S. F. Gray . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 346
Alternaria alternata (Fr.) Keissl. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 347
Alternaria brassicae (Berk.) Sacc. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 348
Alternaria brassicicola (Schwein.) Wiltshire . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 349
Alternaria carthami Chowdhury . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 350
Alternaria cucumerina (Ellis & Everh.) Elliot . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 351
Alternaria pluriseptata Karts. et Han. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 352
Alternaria solani Sorauer . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 353
Alternaria triticina Prasada & Prahbu . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 354
Alternaria vitis Cavara . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 355
Aphanomyces cochlioides Drechsler . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 356
Apiognomonia errabunda (Roberge ex Desm.) Höhnel
[Anamorfo: Discula umbrinella (Berk. & Broome) Sutton] . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 357
Apiognomonia erythrostoma (Pers) Hönel [Anamorfo: Libertina effusa (Lib) Hönel] . . . . . 358
Apiognomonia veneta (Sacc.& Speg) Hönel [Anamorfo: Discula platani (Peck) Sacc.] . . . 359
Armillaria mellea (Vahl) Kummer sensu stricto. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 360
Ascochyta hortorum (Speg.) Smith. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 361
Ascochyta lentis Bondartsev & Vassilievskii . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 362
Ascochyta pisi Lib. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 363
Ascochyta sorghi Sacc. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 364
Aspergillus flavus Link . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 365
Aspergillus niger v. Tieghem . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 366
Athelia rolfsii (Curzi) Tu & Kimb [Anamorfo: Sclerotium rolfsii Sacc.] . . . . . . . . . . . . . . . . 367
Blumeria graminis (DC.) Speer [Anamorfo: Oidium monilioides (Nees) Link] . . . . . . . . . . 368
Blumeriella jaapi (Rehm) v. Arx [Anamorfo: Phloeosporella padi (Lib.) v. Arx]. . . . . . . . . 369
Botryosphaeria dothidea (Moug: Fr.) Ces & De Not [Anamorfo: Fusicoccum aesculi Corda] . 370
Botryosphaeria obtusa (Schwein.) Shoemaker [Anamorfo: Sphaeropsis malorum Peck]. . . 371
Botryosphaeria ribis Gross. & Duggar Seaver [Anamorfo: Fusicoccum ribis
Slippers, Crous & M. J. Wingf.] . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 372
Botryosphaeria stevensii Shoemaker [Anamorfo: Diplodia mutila (Fr.) Mont.] . . . . . . . . . . 373
Botryotinia draytonii Buddin & Wakef.) Seaver [Anamorfo: Botrytis gladiolorum Timm.] . 374
Botryotinia fuckeliana (de Bary) Whetzel [Anamorfo: Botrytis cinerea Pers.] . . . . . . . . . . . 375
Botrytis allii Munn . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 377
Botrytis elliptica (Berck.) Cooke . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 378
Botrytis fabae Sardiña. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 379
Bremia lactucae Regel . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 380
Cenangium ferruginosum Fr. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 381
Ceratocystis paradoxa [Anamorfo: Thielaviopsis paradoxa (De Seynes) Höhnel]. . . . . . . . 382
Cercospora beticola Sacc. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 383
14
Cercospora fabae Fautr. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 384
Chalara elegans Nag Raj & Kendr. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 385
Chondrostereum purpureum (Pers.: Fr.) Pouzar . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 386
Ciborinia camelliae Kohn . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 387
Cladosporium cladosporioides (Fres.) de Vries . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 388
Cladosporium variabile (Cooke) De Vries . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 389
Claviceps purpurea (Fr.) Tul. [Anamorfo: Sphacelia segetum Lév.] . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 390
Cochliobolus cynodontis R. R. Nelson [Anamorfo: Drechslera cynodontis
(Marignoni) Subram. & B. L. Jain] . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 391
Cochliobolus hawaiiensis Alcorn [Anamorfo: Drechslera hawaiiensis M. B. Ellis]. . . . . . . 392
Cochliobolus miyabeanus (Ito &Kuribayasi) Drechsler ex Dastur
[Anamorfo: Bipolaris oryzae (Breda de Haan) Shoemaker] . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 393
Cochliobolus sativus (Ito & Kurib.) Drechsler ex Dastur
[Anamorfo: Drechslera sorokiniana (Sacc) Subr.& Jain] . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 394
Cochliobolus spicifer Nelson [Anamorfo: Drechslera spicife398ra (Bainier) von Arx] . . . . 395
Coleosporium tussilaginis (Pers.) Lév399 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 396
Colletotrichum acutatum J. H. Simmonds . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 397
Colletotrichum coccodes (Wallr.) Hughes . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 398
Colletotrichum crassipes (Speg.) v. Arx . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 399
Colletotrichum dematium (Pers.) Grove. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 400
Colletotrichum lindemuthianum (Sacc. & Magn.) Scribner . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 402
Colletotrichum trichellum (Fr.: Fr.) M. M. Duke . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 403
Coniella petrakii B. Sutton . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 404
Coniothyrium concentricum (Desm) Sacc.. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 405
Cronartium flaccidum (Alb. y Schw) Wint. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 406
Cronartium ribicola J. C. Fisch. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 407
Cryphonectria parasitica (Murril) Barr . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 408
Cryptodiaporthe populea (Sacc.) Butin [Anamorfo: Discosporium populeum (Sacc.) B. Sutton. 410
Cryptosporiopsis tarraconensis Gene et al. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 411
Curvularia trifolii (Kauffm.) Boedijn f. sp. gladioli Parmelee & Luttrell apud Parmelee. . . 412
Cyclaneusma minus (Butin) Di Cosmo, Peredo & Minter . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 413
Cyclaneusma niveum (Pers.) Di Cosmo, Peredo & Minter . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 414
Cymadothea trifolii (Pers.) Wolf [Anamorfo: Polythrincium trifolii Kunze
(facies conidial); Sphaeria trifolii Pers. (facies picnídica o espermogonial)] . . . . . . . . . . . . 415
Cystodendron dryophilum (Pass.) Bubák . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 416
Dendrophoma myriadea (Preuss) Sacc. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 417
Diaporthe actinidiae Sommer & Beraha (Anamorfo: Phomopsis sp.). . . . . . . . . . . . . . . . . . 418
Diaporthe citri Wolf [Anamorfo: Phomopsis citri Fawcett] . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 419
Didymascella thujina (E. J. Durand) Maire . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 420
Didymella bryoniae (Auersw.) Rehm [Anamorfo: Phoma cucurbitacearum (Fr. ) Sacc.]. . . 421
15
Didymella fabae Jellis & Punith. [Anamorfo: Ascochyta fabae Speg]. . . . . . . . . . . . . . . . . . 422
Didymella lentis Kaiser, Wang & Rogers [Anamorfo: Ascochyta lentis Vassilievsky] . . . . . 423
Didymella lycopersici Kleb [Anamorfo: Ascochyta lycopersici (Plowr.) Brunaud] . . . . . . . 424
Diplocarpon earliana (Ellis & Everh.) Wolf [Anamorfo: Marssonina fragariae (Lib.) Dieb.] . 425
Diplocarpon mespili (Sorauer) B. Sutton [Anamorfo: Entomosporium mespili (DC.) Sacc.]. 426
Discostroma corticola (Fuckel) Brockmann [Anamorfo: Seimatosporium lichenicola
(Corda) Schoemaker & Müller] . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 427
Dothiorella dominicana Petr. & Cif.. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 428
Drechslera biseptata (Sacc & Roum.) Richardson & Fraser . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 429
Drechslera sorghicola (Lefebvre & Sherwin) Richardson & Fraser . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 430
Drepanopeziza punctiformis Gremmen [Anamorfo: Marssonina brunea (Ellis & Everh.) Magnus]. 431
Drepanopeziza sphaeroides (Pers.) Nannf. [Anamorfo: Marssonina salicicola (Bres.) Magnus] . 432
Elsinoë ampelina Shear [Anamorfo: Sphaceloma ampelinum de Bary] . . . . . . . . . . . . . . . . 433
Elsinöe quercus-ilicis (Arn.) Jenkins & Goid. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 434
Embellisia alli (Campanile) Simmons . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 435
Entyloma calendulae (Sydow) Viégas . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 436
Entyloma serotinum Schröter [Anamorfo: Entylomella serotina Hönel] . . . . . . . . . . . . . . . . 437
Epichloë baconii White [Anamorfo: Acremonium typhinum var. bulliforme White]. . . . . . . 438
Epichloë clarkii White . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 439
Epichloë festucae (Leuchtmann, Schardl & Siegel) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 440
Epichloë typhina (Pers. ex Fr.) Tul. [Anamorfo: Sphacelia typhina Sacc.] . . . . . . . . . . . . . . 441
Erysiphe betae Vañha Weltzien [Anamorfo: Oidium erysiphoides Fr.] . . . . . . . . . . . . . . . . . 442
Erysiphe euonymi-japonici (Viennot-Bourgin) U. Braun & S. Takam.
[Anamorfo: Oidium euonymi-japonici E. S. Salmon] . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 443
Erysiphe necator Schwein [Anamorfo: Oidium tuckeri Berck.] . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 444
Erysiphe vanbruntiana var. sambuci-racemosae (U. Braun) U. Braun & S. Takam. . . . . . . 445
Eutypa lata (Pers) Tul & C.Tul [Anamorfo: Libertella blepharis A.SM.] . . . . . . . . . . . . . . . 446
Exobasidium japonicum Shirai . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 448
Exobasidium rhododendri (Fuckel) C. E. Cramer . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 449
Fomitiporia mediterranea M. Fischer . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 450
Fomitopsis pinicola (Swart: Fr.) P. Karsten . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 451
Fulvia fulva (Cooke) Cif. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 452
Fusarium arthrosporioides Sherbakoff . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 453
Fusarium culmorum (W.G.Sm.) Sacc. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 454
Fusarium oxysporum Schlecht.: Fr. f. sp. basilici Tamietti & Matta . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 455
Fusarium oxysporum f. sp. canariensis . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 456
Fusarium oxysporum f. sp. ciceris (Padwick) Matuo & Sato. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 457
Fusarium oxysporum f. sp. cubense (E.F.Smith) Snyder & Hansen. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 458
Fusarium oxysporum f. sp. dianthi (Prill.& Delacr.) Snyder & Hansen. . . . . . . . . . . . . . . . . 459
16
Fusarium oxysporum f. sp. gladioli (Mas.) Snyder & Hansen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 460
Fusarium oxysporum f. sp. lycopersici (Sacc.) Snyder & Hansen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 461
Fusarium oxysporum f. sp. melongenae Matuo & Isigami. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 462
Fusarium oxysporum f. sp. melonis (Leach & Currence) Snyder & Hansen . . . . . . . . . . . . . 463
Fusarium oxysporum f. sp. niveum (E.F. Smith) Snyder & Hansen. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 464
Fusarium oxysporum f. sp. phaseoli Kendr. & Synder. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 465
Fusarium oxysporum Schlecht.: Fr. f. sp. radicis-cucumerinum Vakal . . . . . . . . . . . . . . . . . 466
Fusarium oxysporum f. sp. radicis-lycopersici Jarvis & Shoem.. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 467
Fusarium poae (Peck) Wollenw.. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 468
Fusarium semitectum Berk. & Rav. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 469
Fusarium solani f. sp. cucurbitae W. C. Snyder et H. N. Hans . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 470
Gaeumannomyces graminis (Sacc.) v. Arx & H. Olivier . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 472
Gibberella avenacea R. J. Cooke [Anamorfo: Fusarium avenaceaum (Corda ex Fr. ) Sacc.] . 473
Gibberella baccata (Wallr.) Sacc. [Anamorfo: Fusarium lateritium Ness] . . . . . . . . . . . . . . 474
Gibberella circinata Nirenberg & O’Donnell [Anamorfo: Fusarium circinatum
Niremberg & O’Donnell] . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 475
Gibberella fujikuroi (Saw.) Wollenw. [Anamorfo: Fusarium moniliforme Sheldon]. . . . . . . 476
Gibberella intermedia (Kuhlman) Samuels, Niremberg & Seifert
[Anamorfo: Fusarium proliferatum ( Matsushima) Niremberg] . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 477
Gibberella intricans Wollenw. [Anamorfo: Fusarium equiseti (Corda) Sacc.] . . . . . . . . . . . 478
Gibberella subglutinans (E. T. Edwards) P. E. Nelson, Toussoun & Marasas
[Anamorfo: Fusarium subglutinans (Wollenw. & Reinking) Nelson et al.] . . . . . . . . . . . . . 479
Gibberella tricincta El-Gohll et al. [Anamorfo: Fusarium tricinctum (Corda) Sacc.]. . . . . . 480
Gibberella zeae (Schwein.) Petch [Anamorfo: Fusarium graminearum Schwabe]. . . . . . . . 481
Glomerella cingulata (Stoneman) Spaulding & v. Schrenk
[Anamorfo: Colletotrichum gloeosporoides Penz] . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 482
Glomerella gossypii Edgerton [Anamorfo: Colletotrichum gossypii Southworth] . . . . . . . . 484
Glomerella graminicola Politis [Anamorfo: Colletotrichum graminicola (Ces) Wilson] . . . 485
Gnomonia comari Karsten [Anamorfo: Zythia fragariae Laibach] . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 486
Gnomonia leptostyla (Fr.) Ces. & de Not. [Anamorfo: Marssoniella juglandis (Lib.) Höhnel] . 487
Golovinomyces cichoracearum (DC.) V. P. Heluta var. cichoracearum
[Anamorfo: Oidium asteris-punicei Peck] . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 488
Graphiola phoenicis (Moug.) Poit.. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 489
Guignardia aesculi (Peck) V.B. Stewart [Anamorfo: Leptodothiorella aesculicola
(Sacc.) Siwan, Phyllosticta sphaeropsoidea Ell. & Ev.]. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 490
Guignardia bidwellii (Ell.) Viala & Ravaz [Anamorfo: Phyllosticta ampelicida
(Engleman) van der Aa] . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 491
Gymnosporangium clavariiforme (Jacq.) DC. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 492
Gymnosporangium cornutum Arthur ex F. Kern. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 493
Gymnosporangium sabinae (Dickson) ex Winter. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 494
17
Haemanectria haematococca (Berk. & Broome) Samuels & Nirenberg
[Anamorfo: Fusarium solani (Martius) Appel & Wollenweber emend. Snyder & Hansen] . 495
Harknessia eucalypti Cooke . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 497
Helicobasidium brebissonii (Desm.) Donk [Anamorfo: Rhizoctonia crocorum (Pers) DC.]. 498
Helminthosporium solani Dur. y Mont . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 499
Hendersonia eucalyptina A. C. Santos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 500
Herpotrichia juniperi (Duby) Petrak . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 501
Heterobasidion annosum (Fr.) Bref. [Anamorfo: Oedecephalum lineatum Bakshi] . . . . . . . 502
Hypoxylon mediterraneum (De Not) Ces. & de Not. [Anamorfo: Botrytis sylvatica
Malençon & Malençon] . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 503
Inonotus rickii (Pat.) Reid. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 504
Issatchenkia orientalis Kudryavtsev [Anamorfo: Candida krusei (Castellani) Berkhout] . . 505
Kabatiella prunicola (Ellis & Everh) v. Arx. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 506
Kabatina juniperi R. Schneid. & Arx. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 507
Khuskia oryzae Hudson [Anamorfo: Nigrospora oryzae (Berk. & Br.) Petch.]. . . . . . . . . . . 508
Kretzschmaria deusta (Hoffm.) P. M. D. Martin . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 509
Laetiporus sulphurous Bull.: Fr.) Mur. [Anamorfo: Sporotrichum versisporum
(C.G. Lloyd) Stalpers] . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 510
Laetisaria fuciformis (McAlp.) Bursd. [Anamorfo: Isaria fuciformis Berk.]. . . . . . . . . . . . . 511
Lasiodiplodia theobromae (Pat.) Griffon & Maubl. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 512
Lembosia quercina (Ellis & G. Martin) Tracy & Earle . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 513
Lepteutypa cupressi (Nattrass, Booth & Sutton) Swart [Anamorfo: Seiridium unicorne
(Cooke & Ellis) Sutton] . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 514
Leptosphaeria coniothyrium (Fuckel) Sacc. [Anamorfo: Coniothyrium fuckelii Sacc.] . . . . 515
Leptosphaeria draconis J. Urr. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 516
Leptosphaeria maculans (Desm.) Ces & de Not. [Anamorfo: Phoma lingam
(Tode ex Fr.) Desm.] . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 517
Leptosphaerulina trifolii (Rostrup) Petrak . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 518
Leveillula taurica (Lév.) Arnaud [Anamorfo: Oidiopsis taurica (Lév.) Salmon]. . . . . . . . . . 519
Lirula nervisequia (DC.; Fr.) Darker [Anamorfo: Hypodermina nervisequa (Link.) Höhn] . 520
Lophodermella conjuncta (Darker) Darker . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 521
Lophodermium juniperinum (Fr.) de Not . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 522
Lophodermium pinastri (Schrad. ex Hook) Chev. [Anamorfo: Leptostroma pinastri Desm.]523
Lophodermium seditiosum Minter, Staley & Millar [Anamorfo: Leptostroma
rostrupii Minter] . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 524
Macrophomina phaseolina (Tassi) Goidanich . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 525
Magnaporthe grisea (Herbert) Barr [Anamorfo: Pyricularia oryzae Briosi & Cavara
y Pyricularia grisea Sacc.] . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 526
Magnaporthe salvinii (Cattaneo) Krause & Webster [Anamorfo: Nakatea sigmoidea Hara] 528
Marthamyces panizzei (De Not.) Minter [Anamorfo: Phyllosticta sp.] . . . . . . . . . . . . . . . . . 530
Mastigosporium rubricosum (Dearn. & Barthol.) Nannf. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 531
18
Melampsora allii-populina Kleb. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 532
Melampsora lini (Ehrenb.) Desm. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 533
Melampsora populnea (Pers.) P. Karst. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 534
Melampsora ricini Noronha . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 535
Microsphaera alphitoides Griffon & Maubl. [Anamorfo: Oidium quercinum Thüm] . . . . . . 536
Microsphaera platani Howe [Anamorfo: Oidium sp] . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 537
Microstroma juglandis Sacc. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 538
Monilinia fructigena (Aderhold & Ruhl.) Honey [Anamorfo: Monilia fructigena Pers.] . . . 539
Monilinia laxa (Aderhold & Ruhl.) Honey ex Whetzel [Anamorfo: Monilia laxa (Ehrenb.) Sacc.]540
Monographella nivalis (Schaffnit) E. Müller & v. Arx. var. nivalis
[Anamorfo: Gerlachia nivalis (Ces.) Gams. & Müller] . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 541
Monosporascus cannonballus Pollack & Uecker. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 543
Mycocentrospora cladosporioides (Sacc.) M. E. A. Costa. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 545
Mycosphaerella buxicola (D.C.) Tomilin . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 546
Mycosphaerella cerasella Aderh. [Anamorfo: Cercospora circumscissa Sacc.] . . . . . . . . . . 547
Mycosphaerella dearnesii Barr [Anamorfo: Lecanosticta acicola Sydow] . . . . . . . . . . . . . . 548
Mycosphaerella dianthi (Burt.) Jorst. [Anamorfo: Cladosporium echinulatum (Berkeley) De Vries]549
Mycosphaerella fragariae (Tul.) Lindau [Anamorfo: Ramularia brunnea Peck] . . . . . . . . . 550
Mycosphaerella graminicola (Fuckel) Schröter [Anamorfo: Septoria tritici Roberge] . . . . . 551
Mycosphaerella pini Rostr. [Anamorfo: Dothistroma pini Hulbary] . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 552
Mycosphaerella pinodes (Berk. & Blox) Vestergr. [Anamorfo: Ascochyta pinodes Jones] . . 553
Mycosphaerella populi (Auersw.) Schröter [Anamorfo: Septoria populi Desm.] . . . . . . . . . 554
Mycosphaerella punctiformis (Pers.) Starbäck. [Anamorfo: Cylindrosporium castaneicolum
(Desm.) Berl., Phyllosticta maculiformis Sacc.] . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 555
Mycosphaerella pyri (Auersw.) Boerema [Anamorfo: Septoria pyricola Desm.] . . . . . . . . . 556
Mycosphaerella rabiei Kovachevskii [Anamorfo: Ascochyta rabiei (Pass.) Labrousse]. . . . 557
Mycosphaerella zeae-maydis Mukunya & Boothroyd [Anamorfo: Phyllosticta maydis
Arny & Nelson] . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 558
Myrothecium roridum Tode . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 559
Naohidemyces vaccinii (Alb. & Schwein.) S. Sato, Katsuya & Y. Hirats. . . . . . . . . . . . . . . . 560
Nectria cinnabarina (Tode) Fr. [Anamorfo: Tubercularia vulgaris Tode] . . . . . . . . . . . . . . . 561
Nectria coccinea (Pers.: Fr.) Fr. var faginata Lohman, A. M. Watson & Ayers
[Anamorfo: Cylindrocarpon faginatum Booth] . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 562
Nalanthamala vermoesenii (Biourge) Schroers . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 563
Nectria galligena Bresad. [Anamorfo: Cylindrocarpon heteronemum (Berk.& Broome) Wollenw]564
Nectria radicicola Gerlach & Nilson [Anamorfo: Cylindrocarpon destructans (Zinssm.)
Scholten] . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 565
Neotyphodium coenophialum (Morgan-Jones & W. Gams) Glenn, C. W. Bacon & Hanlin . 566
Oidium mangiferae Berthet . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 567
Olpidium brassicae (Woronin) P. A. Dang. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 568
19
Ophiostoma novo-ulmi Brasier [Sinanamorfos: Sporothrix sp. y Graphium sp. ] y
Ophiostoma ulmi (Buisman) Nannf. [Sinanamorfos: Sporothrix sp. y Pesotum ulmi
(M. B. Schwartz) J. L. Crane & Schoknecht] . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 569
Ophiostoma piceae (Münch) H. Sydow & Sydow . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 571
Otthia spiraeae (Fuckel) Fuckel [Anamorfo: Diplodia sarmentorum (Fr.) Fr.]. . . . . . . . . . . 572
Oxyporus latemarginatus (Durieu & Mont.) Donk . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 573
Penicillium chrysogenum Thom . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 574
Penicillium digitatum Sacc. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 575
Penicillium expansum Link . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 576
Penicillium fagi Martin. et al.. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 577
Penicillium gladioli Mc Cull. et Thom . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 578
Penicillium variabile Sopp . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 579
Penicillium verrucosum Dierckx . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 580
Peronospora arborescens . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 581
Peronospora chlorae de Bary . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 582
Peronospora conglomerata Fuckel. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 583
Peronospora destructor (Berk.) Caspary . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 584
Peronospora euphorbiae Fuckel. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 585
Peronospora farinosa f. sp. betae Byford . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 586
Peronospora hyoscyami de Bary f. sp. tabacina (Adam) Skalický . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 587
Peronospora parasitica (Pers.) Fr. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 588
Peronospora statices Berk . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 589
Peronospora viciae (Berk.) Caspary. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 590
Pestalotiopsis funerea (Desm.) Steyaert. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 591
Pestalotiopsis maculans (Corda) Nag Raj . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 592
Pestalotiopsis palmarum (Cooke) Steyaert . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 593
Pezicula alba Guthrie [Anamorfo: Phlyctema vagabunda Desm.] . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 594
Phaeocryptopus gaeumannii (T. Rohde) Petrak . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 595
Phaeoisariopsis griseola (Sacc.) Ferraris. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 596
Phaeomoniella chlamydospora (W. Gams, Crous, M. J. Wingf. & L. Mugnai) Crous & W. Gams597
Phaeosphaeria herpotrichoides (de Not.) L. Holm . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 598
Phaeosphaeria nodorum (Müller) Hedjar [Anamorfo: Septoria nodorum (Berk.) Berk.] . . . 599
Phellinus pini (Brot.) Bondartsev & Singer . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 601
Phialophora cinerescens (Wollenw.) v. Beyma . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 602
Phloeospora aceris (Lib.) Sacc. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 603
Phoma exigua var. heteromorpha (Sch. et Sacc.) Noordeloos et Boerema . . . . . . . . . . . . . . 604
Phoma fimeti Brunaud . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 605
Phoma pomorum Tüm. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 606
Phomopsis amygdali (Delcr.) Tuset & Portilla . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 607
Phomopsis asparagui (Sacc.) Bubák . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 608
20
Phomopsis juniperivora G. Hahn . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 609
Phomopsis sclerotioides v. Kestern . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 610
Phomopsis viticola (Sacc.) Sacc. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 611
Phragmidium mucronatum (Pers.) Schlecht. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 612
Phyllactinia guttata (Wallr.) Lév. (Anamorfo: Oidium sp.) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 613
Phytophthora cactorum (Lebert & Cohn) Schröter . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 614
Phytophthora cambivora (Petri) Buismann . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 615
Phytophthora capsici Leonian . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 616
Phytophthora cinnamomi Rands. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 617
Phytophthora citricola Sawada . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 618
Phytophthora citrophthora (R.&E. Sm.) Leonian . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 619
Phytophthora cryptogea Pethybr. & Lafferty . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 620
Phytophthora drechsleri Tucker . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 621
Phytophthora erythroseptica Pethybr. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 622
Phytophthora hibernalis Carne. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 623
Phytophthora infestans (Montagne) de Bary . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 624
Phytophthora megasperma Drechsler . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 626
Phytophthora nicotianae Breda de Haan (= P. parasitica Dastur) . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 627
Phytophthora palmivora (Butler) Butler . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 628
Phytophthora phaseoli Thaxter. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 629
Phytophthora porri Foister . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 630
Phytophthora ramorum. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 631
Phytophthora syringae (Kleb.) Kleb. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 632
Pileolaria terebinthi Cast.. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 633
Plasmodiophora brassicae Voronin . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 634
Plasmopara crustosa (Fr.) Jorstad . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 635
Plasmopara halstedii (Farlow) Berlese & de Toni . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 636
Plasmopara viticola (Berk. & Curtis) Berl. & de Toni. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 637
Platychora ulmi (Schleich.) Petrak [Anamorfo: Pigottia ulmi (Grev.) Keissler] . . . . . . . . . . 638
Pleiochaeta setosa (Kichn) Hugues . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 639
Pleospora betae Björling [Anamorfo: Phoma betae Frank] . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 640
Pleospora herbarum (Pers.) Rabenh. [Anamorfo: Stemphylium botryosum Wallr.] . . . . . . . 641
Pleospora papaveracea (de Not.) Sacc. [Anamorfo: Dendryphion penicillatum (Cda.) Fr.]. 643
Podosphaera leucotricha (Ellis & Everh.) Salmon . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 644
Polystigma fulvum Pers. ex DC. [Anamorfo: Libertella fulva Thüm.]. . . . . . . . . . . . . . . . . . 645
Polystigma rubrum (Pers.) DC. subsp. rubrum [Anamorfo: Polystigmina rubra (Desm.) Sacc.]646
Pseudonectria rousseliana (Mont.) Wollenw [Anamorfo: Volutella buxi (Corda) Berk]. . . . 647
Pseudoperonospora cubensis (Berk. & Curt.) Rost.. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 648
Pseudoperonospora humuli (Miyabe & Takahashi) G.Wilson. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 649
21
Pseudopeziza medicaginis (Lib.) Sacc.. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 650
Puccinia allii (DC.) Rudolph . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 651
Puccinia antirrhini Dietel & Holway . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 652
Puccinia asparagi DC. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 653
Puccinia buxi DC.. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 654
Puccinia carthami Corda. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 655
Puccinia coronata Corda . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 656
Puccinia graminis subsp. graminis Pers. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 657
Puccinia hordei Otth. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 659
Puccinia menthae Pers.. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 660
Puccinia pelargonii-zonalis Doidge . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 661
Puccinia porri (Sow.) Winter . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 662
Puccinia recondita Roberge . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 663
Puccinia sorghi Schwein . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 665
Puccinia striiformis Westend. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 666
Pyrenochaeta lycopersici Schneider & Gerlach . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 667
Pyrenochaeta terrestris (Hansen) Gorenz, Walter & Larson . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 668
Pyrenophora avenae Ito & Kuribayashi apud Ito [Anamorfo: Drechslera avenae
(Eidam) Scharif.] . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 669
Pyrenophora teres Drechsler [Anamorfo: Drechslera teres (Sacc.) Shoem] . . . . . . . . . . . . . 670
Pyrenophora tritici-repentis (Died.) Drechsler [Anamorfo: Drechslera tritici-repentis
(Died.) Shoem.]. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 672
Pythium aphanidermatum (Edson) Fitzp.. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 673
Pythium intermedium de Bary . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 674
Pythium irregulare Buis.. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 675
Pythium paroecandrum Dreschler . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 676
Pythium ultimum Trow . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 677
Ramularia cynarae Sacc. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 678
Ramularia vallisumbrosae Cavara . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 679
Rhabdocline pseudotsugae Sydow . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 680
Rhizopus oryzae Went & Prinsen Geerligs . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 681
Rhizopus stolonifer (Ehrenb.) Lind. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 682
Rhizopycnis vagum D. F. Farr . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 683
Rhizosphaera kalkhoffii Bubák. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 684
Rhynchosporium secalis (Oudem.) J. Davis . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 685
Rhytisma acerinum (Pers.) Fr. [Anamorfo: Melasmia acerina Lév.] . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 686
Rhytisma punctatum (Pers.) Fr. [Anamorfo: Melasmia punctata (Sacc. & Roum] . . . . . . . . 687
Rhytisma salicinum (Pers.) Fr. [Anamorfo: Melasmia salicina Lév.] . . . . . . . . . . . . . . . . . . 688
Rosellinia minor (Höhnel) Francis . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 689
Rosellinia necatrix Prill. [Anamorfo: Dematophora necatrix R. Hartig]. . . . . . . . . . . . . . . . 690
22
Sclerophthora macrospora (Sacc.) Thirum., Shaw & Narasimhan . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 692
Sclerospora graminicola (Sacc.) Schröter . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 693
Sclerotinia minor Jagger . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 694
Sclerotinia sclerotiorum (Lib.) de Bary . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 695
Sclerotium cepivorum Berk. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 696
Scolecotrichum graminis Fuckel . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 697
Seiridium cardinale (Wagener) Sutton & Gibson. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 698
Septoria ampelina Berk.& Curtis . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 699
Septoria apiicola Speg . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 700
Septoria cannabis (Lasch) Sacc.. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 701
Septoria lycopersici Speg. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 702
Septoria paserinii Sacc . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 703
Septoria unedonis Rob. & Desm. var. vellanensis Briosi & Cavara . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 704
Setosphaeria turcica (Luttr.) Leonard & Suggs [Anamorfo: Drechslera turcica (Pass.)
Subram. & Jain ] . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 705
Sirococcus strobilinus Preuss . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 706
Sphaceloma pruni Jenkins . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 707
Sphaceloma siculum Ciccar. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 708
Sphaceloteca destruens (Schlecht.) Stevenson & Johnson. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 709
Sphaceloteca sorghi (Link) Clinton . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 710
Sphaeropsis dalmatica (Thüm.) Gig. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 711
Sphaeropsis oleae (D.C.) Bertini . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 712
Sphaeropsis sapinea (Fr.) Dyko & Sutton . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 713
Sphaerotheca fuliginea (Schlecht.) Pollaci [Anamorfo: Oidium erysiphoides Fr.] . . . . . . . . 714
Sphaerotheca humuli (DC.) Burrill [Anamorfo: Oidium fragariae Harz] . . . . . . . . . . . . . . . 715
Sphaerotheca pannosa Wallr. ex Fr). Lév. [Anamorfo: Oidium leucoconium Desm.] . . . . . . 716
Spilocaea oleagina (Castagne) Hughes. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 717
Spilocaea phillyreae (Nicolas & Aggéry) M. B. Ellis . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 718
Spilocaea pyracanthae (Otth) v.Arx . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 719
Spongospora subterranea (Wallr.) Lagerh. f. sp. nasturtii J. A. Tomlinson. . . . . . . . . . . . . . 720
Stemphylium sarciniforme (Cavara) Wiltshire . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 721
Stemphylium solani Weber . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 722
Stemphylium vesicarium (Wallr.) Simmons . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 723
Stereum hirsutum Fr. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 724
Stigmina carpophila (Lév.) M. B. Ellis . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 725
Stromatinia gladioli (Drayt.) Whetz . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 726
Sydowia polyspora (Bref. & Travel) E. Müller [Anamorfo: Sclerophoma pithyophila
(Corda) Höhn]. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 727
Taphrina caerulescens (Desm. & Mont.) Tul. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 728
Taphrina deformans (Berk.) Tul. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 729
23
Taphrina kruchii (Vuill.) Schroet . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 730
Taphrina populina Fr. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 731
Thanatephorus cucumeris (Frank) Donk [Anamorfo: Rhizoctonia solani Kühn] . . . . . . . . . 732
Thielaviopsis basicola (Berk. & Broome) Ferraris. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 734
Thyriopsis halepensis (Cooke) Theiss. & Syd.. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 735
Tilletia caries (DC) Tul. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 736
Tilletia controversa Kühn . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 737
Tilletia foetida (Wallr.) Liro . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 738
Togninia minima (Tul. & C. Tul.) Berl. [Anamorfo: Phaeoacremonium aleophilum
W. Gams, Crous, M. J. Wingf. & L. Mugnai]. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 739
Trabutia quercina (Rudolphi ex. Fr.) Sacc. & Roum. [Anamorfo: Baeumleria quercina
(G. Arnaud) Petr.] . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 741
Tranzschelia pruni-spinosae (Pers.) Dietel. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 742
Trichoderma aureoviride Rifai . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 743
Trichothecium roseum (Bull.) Lk.. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 744
Trochila ilicina (Nees) Courtec. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 745
Uncinula clandestina (Biv. Bern.) Schr. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 746
Urocystis agropyri (Preus) Schröter . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 747
Urocystis cepulae Frost. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 748
Uromyces aloes (Cooke) Magnus . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 749
Uromyces appendiculatus (Pers.) Unger . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 750
Uromyces betae Kickx . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 751
Uromyces ciceris-arietini Jacz.. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 752
Uromyces dianthi (Pers.) Niessl . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 753
Uromyces striatus Schroeter . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 754
Uromyces trifolii (R. Hedw. ex DC.) Fuckel . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 755
Ustilago avenae (Pers.) Rostrup . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 756
Ustilago cynodontis (Pass.) Henn. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 757
Ustilago hordei (Pers.) Lagerh. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 758
Ustilago maydis (DC.) Corda . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 759
Ustilago nuda (Jensen) Rostrup . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 760
Valsa abietis Fr. [Anamorfo: Cytospora pinastri (Fr.: Fr.)] . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 761
Valsa sordida Nitschke [Anamorfo: Cytospora chrysosperma (Pers.) Fr.] . . . . . . . . . . . . . . 762
Valsaria insitiva (Tode) Ces. & de Not. [Anamorfo: Cytospora rubescens Fr.]. . . . . . . . . . . 763
Venturia cerasi Aderhold [Anamorfo: Fusicladium cerasi Rabenh.) Sacc.] . . . . . . . . . . . . . 764
Venturia inaequalis (Cooke) Winter [Anamorfo: Spilocaea pomi Fr.] . . . . . . . . . . . . . . . . . . 765
Venturia populina (Vuill.) Fabric. [Anamorfo: Pollaccia elegans Servazzi] . . . . . . . . . . . . . 766
Venturia pyrina Aderhold [Anamorfo: Fusicladium pyrorum (Lib.) Fuckel]. . . . . . . . . . . . . 767
Verticillium albo-atrum Reinke & Berthold . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 768
24
Verticillium dahliae Kleb. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 769
Verticillium theobromae (Turc.) Mason & Hughes. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 771
Wojnowicia hirta Sacc. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 772
Nematodos
Aphelenchoides fragariae (Ritzema Bos) Christie . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 775
Aphelenchoides ritzemabosi (Schwartz) Steiner and Buhrer . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 776
Ditylenchus dipsaci (Khün) Filipjev. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 777
Globodera pallida (Stone) Behrens . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 779
Globodera rostochiensis (Wollenweber) Behrens . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 781
Globodera tabacum complex Stone . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 783
Heterodera avenae Wollenweber . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 784
Heterodera cruciferae Franklin . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 786
Heterodera cyperi Golden, Rau, Cobb . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 787
Heterodera fici Kirjanova . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 788
Heterodera filipjevi (Madzhidov) Stone . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 789
Heterodera goettingiana Liebscher . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 791
Heterodera humuli Filipjev. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 793
Heterodera latipons Franklin . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 794
Heterodera mediterranea Vovlas, Inserra and Stone . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 795
Heterodera schachtii Schmidt . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 796
Heterodera trifolli Goffart . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 798
Longidorus attenuatus Hooper . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 799
Longidorus elongatus (De Man) Thorne and Swanger. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 801
Longidorus macrosoma Hooper . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 803
Meloidogyne arenaria (Neal) Chitwood. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 805
Meloidogyne artiella Frankling . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 808
Meloidogyne baetica Castillo, Vovlas, Subbotin and Trocoli. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 810
Meloidogyne hapla Chitwood . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 811
Meloidogyne hispanica Hirschmann . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 813
Meloidogyne incognita (Kofoid and White) Chitwood . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 814
Meloidogyne javanica (Treub.) Chitwood . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 817
Paratrichodorus minor (Colburn) Siddiqi . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 819
Paratrichodorus pachydermus (Seinhorst) Siddiqi . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 820
Paratrichodorus teres (Seinhorst) Siddiqi . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 821
Pratylenchus coffeae Zimmerman . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 822
Pratylenchus crenatus Loof . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 823
Pratylenchus goodeyi Sher and Allen. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 824
Pratylenchus neglectus Rens . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 825
25
Pratylenchus penetrans (Cobb) Chitwood and Oteifa . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 827
Pratylenchus thornei Sher and Allen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 829
Pratylenchus vulnus Allen and Jensen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 831
Pratylenchus zeae Graham Allen and Jensen . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 832
Trichodorus cylindricus Hooper . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 833
Trichodorus primitivus (de Man) Micoletzky. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 834
Trichodorus similis Sehinhorst . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 835
Trichodorus viruliferus Hooper . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 836
Tylenchulus semipenetrans Cobb . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 837
Xiphinema diversicaudatum (Micoletzky) Thorne . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 839
Xiphinema index Thorne and Allen. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 841
Xiphinema italiae Meyl . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 843
Xiphinema rivesi Dalmaso . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 845
Zygotylenchus guevarai (Tobar)Braun & Loof. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 846
Plantas parásitas
Cuscuta spp. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 849
Viscum spp . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 851
Orobanche spp . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . 853
Índice alfabético con sinónimos
Abaca mosaic virus . . . . . . . . . . . . . . . . .190
Abolladura de las hojas, virus de la . . . . .109
Acanaladuras en la madera del pomelo,
virus de las . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .106
Acartonamiento de la patata, virus del . .171
Acremonium coenophialum . . . . . . . . . . .566
Acremonium cucurbitacearum . . . . . . .343
Acremonium strictum . . . . . . . . . . . . . . .344
Acremonium typhinum . . . . . . . . . . .438, 441
Acremonium typhinum var. bulliforme . .438
Acrosporium cerasi . . . . . . . . . . . . . . . . .764
Acrosporium erysiphoides . . . . . . . . . . . .715
Acrosporium mangiferae . . . . . . . . . . . .567
Actinomyces spp. . . . . . . . . . . . . . . . . . . .303
Adelopus gaeumannii . . . . . . . . . . . . . . .595
Aecidium cornutum . . . . . . . . . . . . . . . . .493
Aecidium laceratum . . . . . . . . . . . . . . . . .492
Aesculos line pattern virus . . . . . . . . . . .189
26
Agallas de la madera de los cítricos,
virus de las . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .110
Agrobacterium radiobacter pv. tumefaciens253
Agrobacterium radiobacter . . . . . . . . . . .253
Agrobacterium rhizogenes . . . . . . . . . . . .253
Agrobacterium tumefaciens biovar 1 y 2 .253
Agrobacterium tumefaciens biovar 3 . . . .255
Agrobacterium tumefaciens . . . . . . . . . .253
Agrobacterium vitis . . . . . . . . . . . . . . . . .255
Albugo candida . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .345
Albugo cruciferarum . . . . . . . . . . . . . . . .345
Albugo tragopogonis . . . . . . . . . . . . . . . .346
Alfalfa mosaic virus . . . . . . . . . . . . . . . . .57
Alfalfa virus 1 y 2 . . . . . . . . . . . . . . . . . . .57
Allium virus 1 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .154
Almond calico . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .182
Alphitomorpha communis
var. cichoracearum . . . . . . . . . . . . . . . . .488
Alphitomorpha communis
var. graminearum . . . . . . . . . . . . . . . . . .368
Alphitomorpha guttata . . . . . . . . . . . . . .613
Alphitomorpha macularis . . . . . . . . . . . .715
Alphitomorpha pannosa . . . . . . . . . . . . .716
Alternaria alternata . . . . . . . . . . . . . . . .347
Alternaria brassicae . . . . . . . . . . . . . . . .348
Alternaria brassicicola . . . . . . . . . . . . . .349
Alternaria carthami . . . . . . . . . . . . . . . .350
Alternaria circinans . . . . . . . . . . . . . . . . .349
Alternaria cucumerina . . . . . . . . . . . . . .351
Alternaria oleracea . . . . . . . . . . . . . . . . .349
Alternaria pluriseptata . . . . . . . . . . . . . .352
Alternaria putrefaciens . . . . . . . . . . . . . .641
Alternaria solani . . . . . . . . . . . . . . . . . . .353
Alternaria tenuis . . . . . . . . . . . . . . . . . . .347
Alternaria triticina . . . . . . . . . . . . . . . . .354
Alternaria vitis . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .355
Amarilleo de la remolacha, virus del . . . . .87
Amarilleo de las cucurbitáceas transmitido
por pulgones, virus del . . . . . . . . . . . . . .121
Amarilleo de las cucurbitáceas, virus del 123
Amarilleo de las venas del trébol, virus del 113
Amarilleo del aster, fitoplasma del . . . . .327
Amarilleo del tomate, virus del . . . . . . . .203
Amarilleo enanizante de la cebolla,
virus del . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .154
Amarilleo infeccioso del tomate, virus del 205
Amarilleo necrótico del haba, virus del .127
Amarilleo occidental de la remolacha,
virus del . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .87
Amarilleo y enanismo de las cucurbitáceas,
virus del . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .123
Amerosporium trichellum . . . . . . . . . . . .403
Anguillula arenaria . . . . . . . . . . . . . . . .805
Anguillula javanica . . . . . . . . . . . . . . . .817
Anillado del Pelargonium, virus del . . . .160
Anillo grabado del clavel, virus del . . . . . .91
Anillos necróticos de los Prunus,
virus de los . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .182
Aphanomyces cochlioides . . . . . . . . . . . .356
Aphelenchoides fragariae . . . . . . . . . . .775
Aphelenchoides ritzemabosi . . . . . . . . .776
Apiognomonia errabunda . . . . . . . . . . .357
Apiognomonia erythrostoma . . . . . . . . .358
Apiognomonia tiliae . . . . . . . . . . . . . . . .357
Apiognomonia veneta . . . . . . . . . . . . . . .359
Apiospora oryzae . . . . . . . . . . . . . . . . . . .508
Apium virus 1 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .97
Aporia obscura . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .523
Apple brown line . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .62
Apple chlorotic leaf spot virus . . . . . . . .58
Apple decline disease . . . . . . . . . . . . . . . .63
Apple infectious variegation virus . . . . . . .60
Apple junction necrotic pitting . . . . . . . . .62
Apple latent virus 1 . . . . . . . . . . . . . . . . . .58
Apple latent virus 2 . . . . . . . . . . . . . . . . . .62
Apple mosaic virus . . . . . . . . . . . . . . . . .60
Apple proliferation phytoplasma . . . .323
Apple spy epinasty . . . . . . . . . . . . . . . . . .63
Apple stem grooving virus . . . . . . . . . . .62
Apple stem pitting virus . . . . . . . . . . . . .63
Apple Virginia Crab decline . . . . . . . . . . .62
Apple witches´broom . . . . . . . . . . . . . . .323
Apricot chlorotic leaf roll phytoplasma323
Apricot necrotic ringspot . . . . . . . . . . . . .182
Armillaria mellea . . . . . . . . . . . . . . . . . .360
Arthrinium pyrinum . . . . . . . . . . . . . . . .767
Artichoke Californian latent virus . . . . . . .64
Artichoke latent virus . . . . . . . . . . . . . . .64
Artrotogus intermedius . . . . . . . . . . . . . .674
Ascochyta cinarae . . . . . . . . . . . . . . . . . .361
Ascochyta citrullina . . . . . . . . . . . . . . . . .421
Ascochyta colorata . . . . . . . . . . . . . . . . .425
Ascochyta cucumis . . . . . . . . . . . . . . . . . .421
Ascochyta effusa . . . . . . . . . . . . . . . . . . .358
Ascochyta fabae . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .422
Ascochyta fabae f. sp. lentis . . . . . . . . . .423
27
Ascochyta fragariae . . . . . . . . . . . . . . . . .425
Ascochyta graminicola . . . . . . . . . . . . . .364
Ascochyta hortorum . . . . . . . . . . . . . . . .361
Ascochyta lentis . . . . . . . . . . . . . . .362, 423
Ascochyta lycopersici . . . . . . . . . . . . . . .424
Ascochyta melonis . . . . . . . . . . . . . . . . . .421
Ascochyta pinodes . . . . . . . . . . . . . . . . . .553
Ascochyta pisi . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .363
Ascochyta pisi f. foliicola . . . . . . . . . . . .422
Ascochyta pisi var. foliicola . . . . . . . . . .422
Ascochyta pisicola . . . . . . . . . . . . . . . . . .363
Ascochyta rabiei . . . . . . . . . . . . . . . . . . .557
Ascochyta sorghi . . . . . . . . . . . . . . . . . . .364
Ascochyta stipata . . . . . . . . . . . . . . . . . . .358
Ascomyces aureus . . . . . . . . . . . . . . . . . .731
Ascomyces caerulescens . . . . . . . . . . . . .728
Ascomyces deformans . . . . . . . . . . . . . . .729
Ascomyces quercus . . . . . . . . . . . . . . . . .728
Ash mosaic virus . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .98
Aspergillus flavus . . . . . . . . . . . . . . . . . .365
Aspergillus niger . . . . . . . . . . . . . . . . . . .366
Aster ring-spot virus . . . . . . . . . . . . . . . .199
Aster yellows phytoplasma . . . . . . . . . .327
Asterocystis radicis . . . . . . . . . . . . . . . . .568
Asteroma ulmi . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .638
Athelia rolfsii . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .367
Aulographum quercinum . . . . . . . . . . . . .513
Avocado sunblotch viroid . . . . . . . . . . .227
Azuki bean mosaic virus . . . . . . . . . . . . . .75
Bacillus amylovorus . . . . . . . . . . . . . . . .267
Bacterium amylovorum . . . . . . . . . . . . . .267
Baeumleria quercina . . . . . . . . . . . . . . . .741
Banana streak virus . . . . . . . . . . . . . . . . .66
Barley false stripe virus . . . . . . . . . . . . . . .69
Barley mild mosaic virus . . . . . . . . . . . .67
Barley stripe mosaic virus . . . . . . . . . . .69
Barley yellow dwarf virus . . . . . . . . . . .70
Barley yellow mosaic virus . . . . . . . . . . .72
Basiascella gallarum . . . . . . . . . . . . . . .638
28
Basisporium gallarum . . . . . . . . . . . . . .508
Bean common mosaic necrosis virus . . .73
Bean common mosaic virus . . . . . . . . . .75
Bean common mosaic virus serotipo A . . .75
Bean common mosaic virus serotipo B . . .75
Bean leaf roll virus . . . . . . . . . . . . . . . . . .77
Bean mosaic virus . . . . . . . . . . . . . . . . . . .75
Bean mosaic virus 4 . . . . . . . . . . . . . . . . .186
Bean virus 1 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .75
Bean virus 2 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .78
Bean virus 4 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .186
Bean yellow mosaic virus . . . . . . . . . . . .78
Beet mild yellowing virus . . . . . . . . . . . . .86
Beet mosaic virus . . . . . . . . . . . . . . . . . . .80
Beet necrotic yellow vein virus . . . . . . .81
Beet pseudoyellows virus . . . . . . . . . . . .83
Beet virus Q . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .85
Beet western yellows virus . . . . . . . . . . .86
Beet yellows virus . . . . . . . . . . . . . . . . . .87
Belladona mosaic virus . . . . . . . . . . . . . .199
Beta virus 2 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .80
Beta virus 4 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .87
Bidera filipjevi . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .789
Bidera latipons . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .794
Big-vein de la lechuga . . . . . . . . . . . . . . .152
Bipolaris acrothecioides . . . . . . . . . . . . .394
Bipolaris californicum . . . . . . . . . . . . . . .394
Bipolaris cynodontis . . . . . . . . . . . . . . . .391
Bipolaris hawaiiensis . . . . . . . . . . . . . . .392
Bipolaris oryzae . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .393
Bipolaris sativum . . . . . . . . . . . . . . . . . .394
Bipolaris sorokiniana . . . . . . . . . . . . . . .394
Bipolaris sorokinianum . . . . . . . . . . . . .394
Bipolaris turcica . . . . . . . . . . . . . . . . . . .705
Birch line pattern virus . . . . . . . . . . . . . . .60
Black wood . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .329
Blackeye cowpea mosaic virus . . . . . . . . .75
Blepharospora cambivora . . . . . . . . . . . .615
Blumeria graminis . . . . . . . . . . . . . . . . .368
Blumeriella hiemalis . . . . . . . . . . . . . . . .369
Blumeriella jaapi . . . . . . . . . . . . . . . . . .369
Bois Noir phytoplasma . . . . . . . . . . . . .329
Bolsillo ciego de los cítricos . . . . . . . . . .100
Botryodiplodia malorum . . . . . . . . . . . . .373
Botryodiplodia theobromae . . . . . . . . . . .511
Botryosphaeria bidwellii . . . . . . . . . . . .491
Botryosphaeria dothidea . . . . . . . . . . . . .370
Botryosphaeria moricola . . . . . . . . . . . .474
Botryosphaeria obtusa . . . . . . . . . . . . . .371
Botryosphaeria ribis . . . . . . . . . . . . . . . .372
Botryosphaeria saubinetii . . . . . . . . . . . .481
Botryosphaeria stevensii . . . . . . . . . . . . .373
Botryotinia draytonii . . . . . . . . . . . . . . . .374
Botryotinia fuckeliana . . . . . . . . . . . . . .375
Botrytis allii . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .377
Botrytis arborescens . . . . . . . . . . . . . . . .581
Botrytis cinerea . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .375
Botrytis destructor . . . . . . . . . . . . . . . . .584
Botrytis elliptica . . . . . . . . . . . . . . . . . . .378
Botrytis fabae . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .379
Botrytis gangliformis . . . . . . . . . . . . . . . .380
Botrytis gladiolorum . . . . . . . . . . . . . . . .374
Botrytis infestans . . . . . . . . . . . . . . . . . . .624
Botrytis sylvatica . . . . . . . . . . . . . . . . . . .503
Botrytis viciae . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .590
Botrytis viticola . . . . . . . . . . . . . . . . . . .637
Brachycladium penicillatum . . . . . . . . . .643
Brachycladium spiciferum . . . . . . . . . . .395
Brachysporium biseptatum . . . . . . . . . . .429
Brachysporium solani . . . . . . . . . . . . . . .499
Brassica virus 1 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .217
Brassica virus 3 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .96
Bremia centaureae . . . . . . . . . . . . . . . . .380
Bremia gangliformis . . . . . . . . . . . . . . . .380
Bremia lactucae . . . . . . . . . . . . . . . . . . .380
Brenneria nigrifluens . . . . . . . . . . . . . . .257
Brenneria quercina . . . . . . . . . . . . . . . . .258
Brenneria rubrifaciens . . . . . . . . . . . . . .259
Brenneria sp. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .260
Broad bean mild mosaic virus . . . . . . . . .113
Broad bean mottle virus . . . . . . . . . . . . .88
Broad bean V virus . . . . . . . . . . . . . . . . .89
Broad bean wilt virus . . . . . . . . . . . . . . .90
Brocoli mosaic virus . . . . . . . . . . . . . . . . .96
Bronceado del tomate, virus del . . . . . . .209
Brown disease . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .219
Bullaria carthami . . . . . . . . . . . . . . . . . .655
Burkholderia solanacearum . . . . . . . . . .300
Butteratura . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .58
Cabbage black ring-spot virus . . . . . . . . .217
Cabbage mosaic virus . . . . . . . . . . . . . . . .96
Cabbage virus A . . . . . . . . . . . . . . . . . . .217
Cabbage virus B . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .96
Cachexia de los cítricos, viroide de la . . .244
Calonectria graminicola . . . . . . . . . . . .541
Calonectria nivalis . . . . . . . . . . . . . . . . .541
Camarosporium mutilum . . . . . . . . . . . . .373
Candida krusei . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .505
Candidatus Phytoplasma asteris . . . . . . .327
Candidatus Phytoplasma mali . . . . . . . . .323
Candidatus Phytoplasma prunorum . . . .325
Candidatus Phytoplasma pyri . . . . . . . . .333
Candidatus Phytoplasma solana . . . . . . .336
Carcova virus . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .209
Carnation etched ring virus . . . . . . . . . .91
Carnation latent virus . . . . . . . . . . . . . . .92
Carnation mottle virus . . . . . . . . . . . . . .93
Carnation necrotic fleck virus . . . . . . . .94
Carnation vein mottle virus . . . . . . . . . .95
Cascabeleo del tabaco, virus del . . . . . . .199
Cauliflower mosaic virus . . . . . . . . . . . .96
Celery mosaic virus . . . . . . . . . . . . . . . . .97
Cenangium abietis . . . . . . . . . . . . . . . . . .381
Cenangium ferruginosum . . . . . . . . . . .381
Cepa U1 del Tobacco mosaic virus . . . . .198
Cepa U2 del Tobacco mosaic virus . . . . .197
Cepa U5 del Tobacco mosaic virus . . . . .197
29
Cephalosporium acremonium . . . . . . . . .344
Cephalosporium proliferatum . . . . . . . . .477
Ceratocystis paradoxa . . . . . . . . . . . . . . .382
Ceratocystis piceae . . . . . . . . . . . . . . . . .571
Ceratocystis ulmi . . . . . . . . . . . . . . . . . . .569
Ceratophorum setosum . . . . . . . . . . . . . .639
Ceratostomella paradoxa . . . . . . . . . . . .382
Ceratostomella ulmi . . . . . . . . . . . . . . . .569
Cercospora beticola . . . . . . . . . . . . . . . .383
Cercospora cerasella . . . . . . . . . . . . . . . .547
Cercospora circumscissa . . . . . . . . . . . . .547
Cercospora cladosporioides . . . . . . . . . .545
Cercospora fabae . . . . . . . . . . . . . . . . . .384
Cereal yellow dwarf virus . . . . . . . . . . . . .70
Chaetoporus sp. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .573
Chalara elegans . . . . . . . . . . . . . . .385, 733
Chalara paradoxa . . . . . . . . . . . . . . . . . .382
Chancros pustulosos del peral,
viroide de los . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .248
Cheilaria aceris . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .603
Cherry black canker . . . . . . . . . . . . . . . . . .58
Cherry chlorotic ringspot virus . . . . . . . .181
Cherry dusty yellows . . . . . . . . . . . . . . . .182
Cherry leaf roll virus . . . . . . . . . . . . . . . .98
Cherry line pattern . . . . . . . . . . . . . . . . . . .58
Cherry ring mosaic . . . . . . . . . . . . . . . . .181
Cherry ring mottle . . . . . . . . . . . . . . . . . .181
Cherry rough bark . . . . . . . . . . . . . . . . . . .58
Cherry tatter leaf . . . . . . . . . . . . . . . . . . .182
Cherry yellow mosaic . . . . . . . . . . . . . . .181
Chlorobacter pisi . . . . . . . . . . . . . . . . . . .294
Chondroplea populea . . . . . . . . . . . . . . .410
Chondrostereum purpureum . . . . . . . . .386
Chrysanthemum stunt viroid . . . . . . .229
Chytridium brassicae . . . . . . . . . . . . . . .568
Ciborinia camelliae . . . . . . . . . . . . . . . . .387
Citrus bent leaf viroid . . . . . . . . . . . . .230
Citrus blind pocket . . . . . . . . . . . . . . . . .100
Citrus concave gum disease . . . . . . . . .100
30
Citrus cristacortis disease . . . . . . . . . . .101
Citrus exocortis viroid . . . . . . . . . . . . .232
Citrus leaf blotch virus . . . . . . . . . . . . .102
Citrus psorosis virus . . . . . . . . . . . . . . .104
Citrus quick decline . . . . . . . . . . . . . . . . .106
Citrus ringspot disease . . . . . . . . . . . . . . .104
Citrus tristeza virus . . . . . . . . . . . . . . . .106
Citrus variegation virus . . . . . . . . . . . .109
Citrus vein enation disease . . . . . . . . . .110
Citrus viroid III . . . . . . . . . . . . . . . . . .234
Citrus viroid IV . . . . . . . . . . . . . . . . . . .236
Citrus yellow ringspot disease . . . . . . .112
Cladosporium abietinum . . . . . . . . . . . . .499
Cladosporium cerasi . . . . . . . . . . . . . . . .764
Cladosporium cladosporioides . . . . . . . .388
Cladosporium echinulatum . . . . . . . . . . .549
Cladosporium fulvum . . . . . . . . . . . . . . .452
Cladosporium variabile . . . . . . . . . . . . .389
Classical stolbur MLO . . . . . . . . . . . . . . .336
Clasterosporium carpophilum . . . . . . . . .725
Clasterosporium putrefaciens . . . . . . . . .641
Clavibacter michiganensis subsp.
michiganensis . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .261
Clavibacter michiganensis subsp.
sepedonicus . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .262
Claviceps purpurea . . . . . . . . . . . . . . . . .390
Clethridium corticola . . . . . . . . . . . . . . .427
Clover yellow vein virus . . . . . . . . . . . . .113
Coccomyces hiemalis . . . . . . . . . . . . . . . .369
Coccomyces lutescens . . . . . . . . . . . . . . .369
Coccomyces prunophorae . . . . . . . . . . . .369
Cochliobolus cynodontis . . . . . . . . . . . . .391
Cochliobolus hawaiiensis . . . . . . . . . . . .392
Cochliobolus miyabeanus . . . . . . . . . . .393
Cochliobolus sativus . . . . . . . . . . . . . . . .394
Cochliobolus spicifer . . . . . . . . . . . . . . .395
Colapso de los cítricos, virus del . . . . . . .106
Colapso del melón, virus del . . . . . . . . . .150
Coleosporium campanulae . . . . . . . . . . .396
Coleosporium occidentale . . . . . . . . . . . .396
Coleosporium senecionis . . . . . . . . . . . .396
Coleosporium sonchi . . . . . . . . . . . . . . .396
Coleosporium sonchi-arvensis . . . . . . . .396
Coleosporium tussilaginis . . . . . . . . . . .396
Colletotrichum acutatum . . . . . . . . . . . .397
Colletotrichum atramentarium . . . . . . . .398
Colletotrichum circinans . . . . . . . . . . . . .400
Colletotrichum coccodes . . . . . . . . . . . . .398
Colletotrichum crassipes . . . . . . . . . . . .399
Colletotrichum dematium . . . . . . . . . . . .400
Colletotrichum eranthemi . . . . . . . . . . . .399
Colletotrichum gloeosporioides . . .403, 482
Colletotrichum gossypii . . . . . . . . . . . . . .484
Colletotrichum graminicola . . . . . . . . . .485
Colletotrichum guajaci . . . . . . . . . . . . . .399
Colletotrichum hedericola . . . . . . . . . . .403
Colletotrichum lindemuthianum . . . . . .402
Colletotrichum spinaciae . . . . . . . . . . . . .400
Colletotrichum sublineola . . . . . . . . . . . .485
Colletotrichum trichellum . . . . . . . . . . .403
Colletotrichum truncatum . . . . . . . . . . . .400
Coniella diplodiella . . . . . . . . . . . . . . . . .404
Coniella petrakii . . . . . . . . . . . . . . . . . . .404
Coniothyrium concentricum . . . . . . . . .405
Coniothyrium diplodiella . . . . . . . . . . . . .404
Coniothyrium fuckelii . . . . . . . . . . . . . . .515
Coniothyrium hysterioideum . . . . . . . . . .405
Cordyceps purpurea . . . . . . . . . . . . . . . .390
Corteza escamosa . . . . . . . . . . . . . . . . . .104
Corticium fuciforme . . . . . . . . . . . . . . . . .511
Corticium rolfsii . . . . . . . . . . . . . . . . . . .367
Corticium solani . . . . . . . . . . . . . . . . . . .732
Corynebacterium fascians . . . . . . . . . . . .302
Corynebacterium flaccumfaciens pv.
flaccumfaciens . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .264
Corynebacterium flaccumfaciens subsp.
flaccumfaciens . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .264
Corynebacterium flaccumfaciens . . . . . .264
Corynebacterium michiganense pv.
sepedonicum . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .262
Corynebacterium michiganense pv.
michiganense . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .261
Corynebacterium michiganense subsp.
sepedonicum . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .262
Corynebacterium michiganense . . . . . . .261
Corynebacterium sepedonicum . . . . . . . .262
Coryneum beijerinckii . . . . . . . . . . . . . . .725
Coryneum cardinale . . . . . . . . . . . . . . . .698
Coryneum foliicola . . . . . . . . . . . . . . . . .427
Court-noué du pêcher . . . . . . . . . . . . . . .189
Cribado del melón, virus del . . . . . . . . . .150
Crinkly leaf . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .109
Crocus tomasinianus virus . . . . . . . . . . . . .78
Cronartium asclepiadeum . . . . . . . . . . . .406
Cronartium flaccidum . . . . . . . . . . . . . .406
Cronartium peoniae . . . . . . . . . . . . . . . . .406
Cronartium ribicola . . . . . . . . . . . . . . . .407
Cryphonectria parasitica . . . . . . . . . . . .408
Cryptodiaporthe populea . . . . . . . . . . . .410
Cryptosporiopsis tarraconensis . . . . . . .411
Cryptostictis cupressi . . . . . . . . . . . . . . .514
Cucumber chlorotic spot virus . . . . . . . . . .83
Cucumber fruit streak virus . . . . . . . . . . .115
Cucumber green mottle mosaic virus .114
Cucumber leaf spot virus . . . . . . . . . . .115
Cucumber mosaic virus . . . . . . . . . . . .116
Cucumber vein yellowing virus . . . . . .119
Cucumber virus 1 . . . . . . . . . . . . . . . . . . .116
Cucumber virus 3 . . . . . . . . . . . . . . . . . . .114
Cucumber yellows virus . . . . . . . . . . . . . .83
Cucumis virus 1 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .116
Cucumis virus 2 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .114
Cucurbit aphid-borne yellows virus . .121
Cucurbit ring mosaic virus . . . . . . . . . . .187
Cucurbit yellow stunting disorder virus 123
Cucurbitaria cinnabarina . . . . . . . . . . . .562
Cucurbitaria papaveracea . . . . . . . . . . .643
31
Cucurbitaria spiraeae . . . . . . . . . . . . . . .572
Cuello escamoso . . . . . . . . . . . . . . . . . . .232
Curtobacterium flaccumfaciens
pv. flaccumfaciens . . . . . . . . . . . . . . . . .264
Curvularia sigmoidea . . . . . . . . . . . . . . .528
Curvularia spicifera . . . . . . . . . . . . . . . .395
Curvularia trifolii . . . . . . . . . . . . . . . . . .412
Cuscuta approximata . . . . . . . . . . . . . . . .849
Cuscuta campestris . . . . . . . . . . . . . . . . .849
Cuscuta epithymum . . . . . . . . . . . . . . . .849
Cuscuta spp . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .849
Cyclaneusma minus . . . . . . . . . . . . . . . .413
Cyclaneusma niveum . . . . . . . . . . . . . . .414
Cycloconium oleaginum . . . . . . . . . . . . .717
Cycloconium phillyreae . . . . . . . . . . . . . .718
Cylindrocarpon destructans . . . . . . . . . .565
Cylindrocarpon faginatum . . . . . . . . . . .563
Cylindrocarpon heteronemum . . . . . . . . .564
Cylindrocarpon mali . . . . . . . . . . . . . . . .564
Cylindrocarpon radicicola . . . . . . . . . . .565
Cylindrosporium castaneicolum . . . . . . .555
Cylindrosporium grevilleanum . . . . . . . .550
Cylindrosporium olivae . . . . . . . . . . . . . .594
Cylindrosporium pruni-cerasi . . . . . . . .358
Cylindrosporum hiemalis . . . . . . . . . . . .369
Cylindrosporum padi . . . . . . . . . . . . . . . .369
Cymadothea trifolii . . . . . . . . . . . . . . . .415
Cystodendron dryophilum . . . . . . . . . . . .416
Cystopus candidus . . . . . . . . . . . . . . . . . .345
Cystopus cubicus . . . . . . . . . . . . . . . . . . .346
Cystopus tragopogonis . . . . . . . . . . . . . .346
Cytospora chrysosperma . . . . . . . . . . . . .762
Cytospora cincta . . . . . . . . . . . . . . . . . . .763
Cytospora pinastri . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .
Cytospora rubescens . . . . . . . . . . . . . . . .763
Cytosporina lata . . . . . . . . . . . . . . . . . . .446
Cytosporina ribis . . . . . . . . . . . . . . . . . . .446
Cytosporina rubescens . . . . . . . . . . . . . .446
Cytosporina septospora . . . . . . . . . . . . . .552
32
Decaimiento del peral, fitoplasma del . .333
Degeneración infecciosa de la vid,
virus de la . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .130
Dematium atrovirens . . . . . . . . . . . . . . .499
Dematophora necatrix . . . . . . . . . . . . . . .690
Dendrobium mosaic virus . . . . . . . . . . . . .75
Dendrophoma myriadea . . . . . . . . . . . . .417
Dendryphion papaveris . . . . . . . . . . . . . .643
Dendryphion penicillatum . . . . . . . . . . . .643
Depazea nodorum . . . . . . . . . . . . . . . . . .599
Diapleella coniothyrium . . . . . . . . . . . . .515
Diaporthe actinidiae . . . . . . . . . . . . . . . .418
Diaporthe citri . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .419
Diaporthe nervisequa . . . . . . . . . . . . . . .359
Diaporthe parasitica . . . . . . . . . . . . . . .408
Diaporthe populea . . . . . . . . . . . . . . . . . .410
Diaporthe veneta . . . . . . . . . . . . . . . . . . .359
Dickeya spp. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .265
Didymascella thujina . . . . . . . . . . . . . . .420
Didymella bryoniae . . . . . . . . . . . . . . . . .421
Didymella fabae . . . . . . . . . . . . . . . . . . .422
Didymella lentis . . . . . . . . . . . . . . . . . . .423
Didymella limbalis . . . . . . . . . . . . . . . . . .546
Didymella lycopersici . . . . . . . . . . . . . . .424
Didymella melonis . . . . . . . . . . . . . . . . .421
Didymella pinodes . . . . . . . . . . . . . . . . . .553
Didymella rabiei . . . . . . . . . . . . . . . . . . .557
Didymella zeae-maydis . . . . . . . . . . . . . .558
Didymosphaeria populina . . . . . . . . . . .766
Didymosporina aceris . . . . . . . . . . . . . .603
Die-back . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .219
Diplocarpon earliana . . . . . . . . . . . . . . .425
Diplocarpon maculatum . . . . . . . . . . . . .426
Diplocarpon mespili . . . . . . . . . . . . . . . .426
Diplocarpon soraueri . . . . . . . . . . . . . . .426
Diplodia griffonii . . . . . . . . . . . . . . . . . . .371
Diplodia juglandicola . . . . . . . . . . . . . . .371
Diplodia mutila . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .373
Diplodia pinea . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .713
Diplodia quercina . . . . . . . . . . . . . . . . . .373
Diplodia sarmentorum . . . . . . . . . . . . . . .572
Diplodina lycopersici . . . . . . . . . . . . . . .424
Discosporium populeum . . . . . . . . . . . . .410
Discostroma corticola . . . . . . . . . . . . . . .427
Discula umbrinella . . . . . . . . . . . . . . . . .357
Discula platani . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .359
Ditylenchus communis . . . . . . . . . . . . . .777
Ditylenchus devastratix . . . . . . . . . . . . .777
Ditylenchus devastratix narcissi . . . . . . .777
Ditylenchus dipsaci . . . . . . . . . . . . . . . .777
Ditylenchus ecalis . . . . . . . . . . . . . . . . . .777
Ditylenchus havensteinii . . . . . . . . . . . . .777
Ditylenchus hyacinthi . . . . . . . . . . . . . . .777
Ditylenchus putrefaciens . . . . . . . . . . . .777
Diversiphinema diversicaudatum . . . . . .839
Diversiphinema index . . . . . . . . . . . . . . .841
Dorylaimus diversicaudatus . . . . . . . . . .839
Dorylaimus elongatus . . . . . . . . . . .801, 839
Dorylaimus primitivus . . . . . . . . . . . . . .834
Dothichiza populea . . . . . . . . . . . . . . . . .410
Dothidea astroidea . . . . . . . . . . . . . . . . .638
Dothidea halepensis . . . . . . . . . . . . . . . .735
Dothidea polyspora . . . . . . . . . . . . . . . . .727
Dothidea rubra . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .646
Dothidea zeae . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .481
Dothidella trifolii . . . . . . . . . . . . . . . . . . .415
Dothiorella dominicana . . . . . . . . . . . . .428
Dothistroma pini . . . . . . . . . . . . . . . . . . .552
Dothistroma septospora . . . . . . . . . . . . .552
Drechslera avenae . . . . . . . . . . . . . . . . . .669
Drechslera biformis . . . . . . . . . . . . . . . . .429
Drechslera biseptata . . . . . . . . . . . . . . . .429
Drechslera cynodontis . . . . . . . . . . . . . . .391
Drechslera hawaiiensis . . . . . . . . . . . . . .392
Drechslera oryzae . . . . . . . . . . . . . . . . . .393
Drechslera sorghicola . . . . . . . . . . . . . . .430
Drechslera sorokiniana . . . . . . . . . . . . . .394
Drechslera spicifera . . . . . . . . . . . . . . . .395
Drechslera teres . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .670
Drechslera tritici-repentis . . . . . . . . . . . .672
Drechslera tritici-vulgaris . . . . . . . . . . . .672
Drechslera turcica . . . . . . . . . . . . . . . . . .705
Drepanopeziza punctiformis . . . . . . . . . .431
Drepanopeziza sphaeroides . . . . . . . . . .432
Dweet mottle virus . . . . . . . . . . . . . . . . .102
Eggplant latent viroid . . . . . . . . . . . . . .238
Eggplant mottle dwarf virus . . . . . . . .125
Elleiseilla mutica . . . . . . . . . . . . . . . . . .485
Elongiphinema italiae . . . . . . . . . . . . . .843
Elsinoë ampelina . . . . . . . . . . . . . . . . . .433
Elsinoë quercus-ilicis . . . . . . . . . . . . . . .434
Embellisia alli . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .435
Enanismo amarillo de la cebada, virus del .70
Enanismo clorótico de la batata, virus del 192
Enanismo del cacahuete, virus del . . . . . .158
Enanismo del ciruelo, virus del . . . . . . . .181
Enanismo del crisantemo, viroide del . . .229
Enanismo del lúpulo, viroide del . . . . . . .244
Enanismo del trigo, virus del . . . . . . . . .222
Enanismo moteado de la berenjena,
virus del . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .125
Enanismo ramificado del tomate, virus del 201
Enanismo rugoso del maíz, virus del . . . .148
Endoconidiophora paradoxa . . . . . . . . . .382
Endomyces krusei . . . . . . . . . . . . . . . . . .505
Endostigma inaequalis . . . . . . . . . . . . . .765
Endostigma pyrina . . . . . . . . . . . . . . . . .767
Endothia gyrosa var. parasitica . . . . . . .408
Endothia parasitica . . . . . . . . . . . . . . . . .408
Enfermedad de la lima Rangpur . . . . . . .232
Enfermedad de la lima, virus de la . . . . .106
Enfermedad de la mala unión con el
limonero rugoso . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .185
Enfermedad vírica del champiñón . . . . . .219
Enrollado clorótico del albaricoquero,
fitoplasma del . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .323
Enrollado de la hoja de la judía, virus del .77
33
Enrollado de la hoja de la patata, virus del 171
Enrollado de la hoja del cerezo, virus del .98
Enrollado de la vid, virus del . . . . . . . . . .133
Entomopeziza soraueri . . . . . . . . . . . . . .426
Entomosporium maculatum . . . . . . . . . .426
Entomosporium mespili . . . . . . . . . . . . . .426
Entomosporium thuemenii . . . . . . . . . . . .426
Entrenudo corto infeccioso de la vid,
virus del . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .130
Entyloma boraginis . . . . . . . . . . . . . . . .437
Entyloma calendulae . . . . . . . . . . . . . . .436
Entyloma leuco-maculans . . . . . . . . . . .437
Entyloma serotinum . . . . . . . . . . . . . . . .437
Entylomella serotina . . . . . . . . . . . . . . . .437
Ephippiodera latipons . . . . . . . . . . . . . .794
Epichloë baconii . . . . . . . . . . . . . . . . . . .438
Epichloë clarkii . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .439
Epichloë festucae . . . . . . . . . . . . . . . . . .440
Epichloë typhina . . . . . . . . . . . . . . . . . . .441
Erineum asclepiadeum . . . . . . . . . . . . . .406
Erineum aureum . . . . . . . . . . . . . . . . . . .731
Erwinia amylovora f.sp. rubi . . . . . . . . . .267
Erwinia amylovora var. nigrifluens . . . . .257
Erwinia amylovora . . . . . . . . . . . . . . . . .267
Erwinia carotovora subsp. atroseptica . .272
Erwinia carotovora subsp.
carotovora . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .272, 274
Erwinia carotovora . . . . . . . . . . . . .272, 274
Erwinia chrysanthemi . . . . . . . . . . . . . . .265
Erwinia nigrifluens . . . . . . . . . . . . . . . . .257
Erwinia nulandii . . . . . . . . . . . . . . . . . . .269
Erwinia persicina . . . . . . . . . . . . . . . . . .269
Erwinia persicinus . . . . . . . . . . . . . . . . . .269
Erwinia quercina . . . . . . . . . . . . . . . . . . .258
Erwinia rubrifaciens . . . . . . . . . . . . . . . .259
Erwinia sp. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .270
Erysiphe alchemillae . . . . . . . . . . . . . . . .715
Erysiphe alni . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .613
Erysiphe alphitoides . . . . . . . . . . . . . . . .536
34
Erysiphe betae . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .442
Erysiphe betulae . . . . . . . . . . . . . . . . . . .613
Erysiphe cichoracearum . . . . . . . . . . . . .488
Erysiphe communis . . . . . . . . .368, 442, 488
Erysiphe communis f. betae . . . . . . . . . . .442
Erysiphe compositarum . . . . . . . . . . . . .488
Erysiphe euonymi-japonici . . . . . . . . . . .443
Erysiphe fuliginea . . . . . . . . . . . . . . . . . .714
Erysiphe graminis . . . . . . . . . . . . . . . . . .368
Erysiphe guttata . . . . . . . . . . . . . . . . . . .613
Erysiphe lamprocarpa . . . . . . . . . . . . . . .488
Erysiphe macularis . . . . . . . . . . . . . . . . .715
Erysiphe necator . . . . . . . . . . . . . . . . . . .444
Erysiphe pannosa . . . . . . . . . . . . . . . . . .716
Erysiphe platani . . . . . . . . . . . . . . . . . . .537
Erysiphe polygoni . . . . . . . . . . . . . . . . . .442
Erysiphe quercina . . . . . . . . . . . . . . . . . .536
Erysiphe scorzonerae . . . . . . . . . . . . . . .488
Erysiphe suffulta . . . . . . . . . . . . . . . . . . .613
Erysiphe taurica . . . . . . . . . . . . . . . . . . .519
Erysiphe vanbruntiana var. sambuciracemosae . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .445
Estriado amarillo del puerro, virus del . .139
European plum line pattern virus . . .60, 182
European stone fruit yellows
phytoplasma . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .325
Euryachora ulmi . . . . . . . . . . . . . . . . . . .638
Eusteqia ilicis . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .745
Eutypa armeniaceae . . . . . . . . . . . . . . . .446
Eutypa lata . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .446
Ewingella americana . . . . . . . . . . . . . . .271
Excrecencias de la alfalfa, virus de las
Exoascus amygdali . . . . . . . . . . . . . . . . .729
Exoascus aureus . . . . . . . . . . . . . . . . . . .731
Exoascus deformans . . . . . . . . . . . . . . . .729
Exobasidium japonicum . . . . . . . . . . . . .448
Exobasidium rhododendri . . . . . . . . . . .449
Exobasidium vaccinii f. rhododendri . . .449
Exobasidium vaccinii var. rhododendri .449
Exobasidium vacinii var. japonicum . . .448
Exocortis de los cítricos, viroide de la . . .232
Faba bean necrotic yellows virus . . . .127
Fabraea earliana . . . . . . . . . . . . . . . . . .425
Fabraea maculata . . . . . . . . . . . . . . . . . .426
Falsa sharka . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .58
Falso amarilleo de la remolacha, virus del 83
Fig mosaic disease . . . . . . . . . . . . . . . . .128
Flavescencia dorada de la vid, fitoplasma
asociado a la . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .331
Fomes annosus . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .502
Fomes pini . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .601
Fomes pinicola . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .451
Fomitiporia mediterranea . . . . . . . . . . .450
Fomitiporia punctata . . . . . . . . . . . . . . . .450
Fomitopsis pinicola . . . . . . . . . . . . . . . . .451
Fruto pálido del pepino, viroide del . . . .244
Fulvia fulva . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .452
Fusarium arthrosporioides . . . . . . . . . .453
Fusarium avenaceaum . . . . . . . . . . . . . . .473
Fusarium circinatum . . . . . . . . . . . . . . . .475
Fusarium citriforme . . . . . . . . . . . . . . . .480
Fusarium culmorum . . . . . . . . . . . . . . .454
Fusarium equiseti . . . . . . . . . . . . . . . . . .478
Fusarium eumartii . . . . . . . . . . . . . . . . . .495
Fusarium falcatum . . . . . . . . . . . . . . . . .478
Fusarium gibbosum . . . . . . . . . . . . . . . .478
Fusarium graminearum . . . . . . . . . . . . . .481
Fusarium heteronemum . . . . . . . . . . . . . .564
Fusarium lateritium . . . . . . . . . . . . . . . . .474
Fusarium mali . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .564
Fusarium martii . . . . . . . . . . . . . . . . . . .495
Fusarium moniliforme . . . . . . . . . . . . . . .476
Fusarium moniliforme var. subglutinans 479
Fusarium nervisequum . . . . . . . . . . . . . .359
Fusarium nivale . . . . . . . . . . . . . . . . . . .541
Fusarium oxysporum f. sp. basilici . . . .455
Fusarium oxysporum f. sp. canariensis 456
Fusarium oxysporum f. sp. ciceris . . . . .457
Fusarium oxysporum f. sp. cubense . . .458
Fusarium oxysporum f. sp. dianthi . . . .459
Fusarium oxysporum f. sp. gladioli . . . .460
Fusarium oxysporum f. sp. lycopersici .461
Fusarium oxysporum f. sp. melongenae 462
Fusarium oxysporum f. sp. melonis . . .463
Fusarium oxysporum f. sp. niveum . . . .464
Fusarium oxysporum f. sp. phaseoli . . .465
Fusarium oxysporum f. sp. radiciscucumerinum . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .466
Fusarium oxysporum f. sp. radicislycopersici . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .467
Fusarium platani . . . . . . . . . . . . . . . . . . .359
Fusarium poae . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .468
Fusarium proliferatum . . . . . . . . . . . . . .477
Fusarium roseum . . . . . . . . . . . . . . . . . . .481
Fusarium roseum var. gibbosum . . . . . . .478
Fusarium scirpi . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .478
Fusarium semitectum . . . . . . . . . . . . . . .469
Fusarium solani . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .495
Fusarium solani f. sp. cucurbitae . . . . .470
Fusarium solani f. sp. eumartii . . . . . . . .495
Fusarium solani var. coeruleum . . . . . . .495
Fusarium solani var. eumartii . . . . . . . . .495
Fusarium solani var. martii . . . . . . . . . . .495
Fusarium solani var. striatum . . . . . . . . .495
Fusarium sporotrichiella var. poae . . . . .468
Fusarium sporotrichiella var. tricinctum 480
Fusarium sporotrichioides var. tricinctum480
Fusarium striatum . . . . . . . . . . . . . . . . . .495
Fusarium subglutinans . . . . . . . . . .475, 479
Fusarium subglutinans f. sp. pini . . . . . .475
Fusarium tricinctum . . . . . . . . . . . .468, 480
Fusicladium cerasi . . . . . . . . . . . . . . . . .764
Fusicladium dentriticum . . . . . . . . . . . . .765
Fusicladium pomi . . . . . . . . . . . . . . . . . .765
Fusicladium pyracanthae . . . . . . . . . . . .719
Fusicladium pyrorum . . . . . . . . . . . . . . .767
Fusicladium radiosum var. balsamiferae 766
35
Fusicladium virescens . . . . . . . . . . . . . . .767
Fusicoccum aesculi . . . . . . . . . . . . .370, 428
Fusicoccum ribis . . . . . . . . . . . . . . . . . . .372
Fusidium pyrinum . . . . . . . . . . . . . . . . . .767
Fusisporium avenaceum . . . . . . . . . . . . .473
Fusisporium solani . . . . . . . . . . . . . . . . .495
Fusoma rubricosum . . . . . . . . . . . . . . . . .531
Gaeumannomyces graminis . . . . . . . . . .471
Gerlachia nivalis . . . . . . . . . . . . . . . . . . .541
Gibbera baccata . . . . . . . . . . . . . . . . . . .474
Gibbera saubinetii . . . . . . . . . . . . . . . . .481
Gibberella avenacea . . . . . . . . . . . . . . . .473
Gibberella baccata . . . . . . . . . . . . . . . . .474
Gibberella baccata var. moricola . . . . . .474
Gibberella circinata . . . . . . . . . . . . . . . .475
Gibberella fujikuroi . . . . . . . . . . . . . . . .476
Gibberella fujikuroi var. intermedia . . . .477
Gibberella fujikuroi var. subglutinans . . .479
Gibberella intermedia . . . . . . . . . . . . . . .477
Gibberella intricans . . . . . . . . . . . . . . . .478
Gibberella lateritium . . . . . . . . . . . . . . .474
Gibberella moricola . . . . . . . . . . . . . . . .474
Gibberella pulicaris subsp. baccata . . . .474
Gibberella roseum . . . . . . . . . . . . . . . . .481
Gibberella saubinetii . . . . . . . . . . . . . . .481
Gibberella subglutinans . . . . . . . . . . . .479
Gibberella tricincta . . . . . . . . . . . . . . . . .480
Gibberella zeae . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .481
Gladiolus mosaic virus . . . . . . . . . . . . . . .78
Gliocladium vermoesenii . . . . . . . . . . . . .560
Globodera pallida . . . . . . . . . . . . . . . . .779
Globodera rostochiensis . . . . . . . . . . . .781
Globodera solanacearum . . . . . . . . . . . .783
Globodera tabacum complex . . . . . . . . .783
Globodera virginiae . . . . . . . . . . . . . . . .783
Gloeosporium allantoideum . . . . . . . . . .594
Gloeosporium allantosporum . . . . . . . . .594
Gloeosporium ampelophagum . . . . . . . . .433
Gloeosporium amygdalinum . . . . . . . . . .398
Gloeosporium brunneum . . . . . . . . . . . . .431
36
Gloeosporium crassipes . . . . . . . . . . . . .399
Gloeosporium fagi . . . . . . . . . . . . . . . . . .357
Gloeosporium fragariae . . . . . . . . .425, 486
Gloeosporium frigidum . . . . . . . . . . . . . .594
Gloeosporium lindemuthianum . . . . . . . .402
Gloeosporium nervisequum . . . . . . . . . . .359
Gloeosporium olivae . . . . . . . . . . . . . . .594
Gloeosporium platani . . . . . . . . . . . . . . .359
Gloeosporium tiliae . . . . . . . . . . . . . . . . .357
Gloeosporium salicicolum . . . . . . . . . . . .432
Gloeosporium tineum . . . . . . . . . . . . . . .594
Gloeosporium truncatullum . . . . . . . . . .603
Glomerella cingulata . . . . . . . . . . . . . . .482
Glomerella gossypii . . . . . . . . . . . . . . . . .484
Glomerella graminicola . . . . . . . . . . . . .485
Gnomonia comari . . . . . . . . . . . . . . . . . .486
Gnomonia errabunda . . . . . . . . . . . . . . .357
Gnomonia erythrostoma . . . . . . . . . . . . .358
Gnomonia fragariae f.sp. fruticola . . . . .486
Gnomonia fructicola . . . . . . . . . . . . . . . .486
Gnomonia juglandis . . . . . . . . . . . . . . . .487
Gnomonia leptostyla . . . . . . . . . . . . . . . .487
Gnomonia platani . . . . . . . . . . . . . . . . . .359
Gnomonia quercina . . . . . . . . . . . . . . . .357
Gnomonia veneta . . . . . . . . . . . . . . . . . .359
Gnomoniopsis cingulata . . . . . . . . . . . . .482
Golovinomyces cichoracearum . . . . . . .488
Grapefruit stem pitting . . . . . . . . . . . . . .106
Grapevine bois noir phytoplasma . . . . . .329
Grapevine court-noué virus . . . . . . . . . . .130
Grapevine fanleaf virus . . . . . . . . . . . . .130
Grapevine flavescence dorée
phytoplasma . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .331
Grapevine fleck virus . . . . . . . . . . . . . .132
Grapevine infectious degeneration virus .130
Grapevine leaf roll-associated virus . . .133
Grapevine marbrure virus . . . . . . . . . . . .132
Grapevine phloem-limited isometric virus132
Grapevine yellow speckle viroid 1 . . . .239
Grapevine yellow speckle viroid 2 . . . .241
Graphiola phoenicis . . . . . . . . . . . . . . . .489
Graphium sp. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .569
Graphium ulmi . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .569
Green-tomato atypical mosaic virus . . . .197
Griphosphaeria nivalis . . . . . . . . . . . . . .541
Groundnut stunt virus . . . . . . . . . . . . . . .158
Guar green sterile virus . . . . . . . . . . . . . . .75
Guignardia aesculi . . . . . . . . . . . . . . . . .490
Guignardia bidwellii . . . . . . . . . . . . . . . .491
Guignardia circumscissa . . . . . . . . . . . .646
Gymnosporangium aurantiacum . . . . . .493
Gymnosporangium clavariiforme . . . . .492
Gymnosporangium cornutum . . . . . . . .493
Gymnosporangium fuscum . . . . . . . . . . .494
Gymnosporangium juniperi . . . . . . . . . .493
Gymnosporangium juniperinum . . . . . . .493
Gymnosporangium sabinae . . . . . . . . . .494
Haemanectria haematococca . . . . . . . . .495
Harknessia eucalypti . . . . . . . . . . . . . . .497
Helicobasidium brebissonii . . . . . . . . . .498
Helicobasidium purpureum . . . . . . . . . . .498
Helminthosporium allii . . . . . . . . . . . . . .435
Helminthosporium atrovirens . . . . . . . . .499
Helminthosporium avenae . . . . . . . . . . . .669
Helminthosporium biforme . . . . . . . . . . .429
Helminthosporium biseptatum . . . . . . . . .429
Helminthosporium brassicicola . . . . . . . .349
Helminthosporium cynodontis . . . . . . . . .391
Helminthosporium echinulatum . . . . . . .549
Helminthosporium exasperatum . . . . . . .549
Helminthosporium hawaiiense . . . . . . . .392
Helminthosporium hordei . . . . . . . . . . . .670
Helminthosporium inconspicuum . . . . . .705
Helminthosporium oryzae . . . . . . . . . . . .393
Helminthosporium papaveris . . . . . . . . .643
Helminthosporium pyrorum . . . . . .765, 767
Helminthosporium sigmoideum . . . . . . . .528
Helminthosporium solani . . . . . . . . . . . .499
Helminthosporium sorghicola . . . . . . . . .430
Helminthosporium spiciferum . . . . . . . . .395
Helminthosporium teres . . . . . . . . . . . . .670
Helminthosporium tritici-repentis . . . . . .672
Helminthosporium tritici-vulgaris . . . . . .672
Helminthosporium turcicum . . . . . . . . . .705
Hendersonia crataegi . . . . . . . . . . . . . . .427
Hendersonia eucalyptina . . . . . . . . . . . .500
Hendersonia lichenicola . . . . . . . . . . . . .427
Hendersonia maculans . . . . . . . . . . . . . .592
Hendersonia nodorum . . . . . . . . . . . . . .599
Herpotrichia juniperi . . . . . . . . . . . . . . .501
Herpotrichia nigra . . . . . . . . . . . . . . . . . .501
Herpotrichia pinetorum . . . . . . . . . . . . . .501
Heterobasidion annosum . . . . . . . . . . . .502
Heterodera arenaria . . . . . . . . . . . . . . . .805
Heterodera avenae . . . . . . . . . . . . . . . . .784
Heterodera bidera avenae . . . . . . . . . . . .784
Heterodera cruciferae . . . . . . . . . . . . . .786
Heterodera cyperi . . . . . . . . . . . . . . . . .787
Heterodera fici . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .788
Heterodera filipjevi . . . . . . . . . . . . . . . .789
Heterodera goettingiana . . . . . . . . . . . .791
Heterodera humuli . . . . . . . . . . . . . . . .793
Heterodera incognita . . . . . . . . . . . . . . .814
Heterodera javanica . . . . . . . . . . . . . . . .817
Heterodera latipons . . . . . . . . . . . . . . . .794
Heterodera major . . . . . . . . . . . . . . . . . .784
Heterodera mediterranea . . . . . . . . . . .795
Heterodera pallida . . . . . . . . . . . . . . . . .779
Heterodera paratrifolii . . . . . . . . . . . . . .798
Heterodera rumicis . . . . . . . . . . . . . . . . .798
Heterodera schachtii . . . . . . . . . . .784, 796
Heterodera schachtii major . . . . . .784, 796
Heterodera schachtii minor . . . . . . . . . .784
Heterodera schachtii rostochiensis . . . . .781
Heterodera schachtii solani . . . . . . . . . .781
Heterodera schachtii trifolii . . . . . . . . . .798
Heterodera scleranthii . . . . . . . . . . . . . .798
Heterodera solanacearum . . . . . . . . . . .783
Heterodera tabacum . . . . . . . . . . . . . . . .783
Heterodera trifolli . . . . . . . . . . . . . . . . .798
37
Heterodera ustinovi . . . . . . . . . . . . . . . .784
Heterodera virginiae . . . . . . . . . . . . . . . .783
Heterosporium dianthi . . . . . . . . . . . . . . .549
Heterosporium echinulatum . . . . . . . . . .549
Hoja cuchara del tomate, virus de la . . . .212
Hoja curvada de los cítricos, viroide de la230
Hop latent viroid (HLVd) . . . . . . . . . . .243
Hop stunt viroid (HSVd) . . . . . . . . . . . .244
Hop virus A . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .60
Hop virus B . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .182
Hop virus C . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .182
Hordeumvirus nanescens . . . . . . . . . . . . . .70
Horse chesnut yellow mosaic virus . . . . . .60
Hyaloperonospora brassicae . . . . . . . . . .588
Hypochnus fuciformis . . . . . . . . . . . . . . .511
Hypoderma pinastri . . . . . . . . . . . . . . . .523
Hypodermella conjuncta . . . . . . . . . . . . .521
Hypodermina nervisequa . . . . . . . . . . . . .520
Hypomyces cancri . . . . . . . . . . . . . . . . .495
Hypomyces fulvus . . . . . . . . . . . . . . . . . .647
Hypomyces haematococcus . . . . . . . . . .495
Hypomyces haematococcus var. cancri .495
Hypoxylon deustum . . . . . . . . . . . . . . . . .509
Hypoxylon mediterraneum . . . . . . . . . . .503
Hypoxylon necatrix . . . . . . . . . . . . . . . . .690
Hysterium juniperi . . . . . . . . . . . . . . . . . .522
Hysterium juniperinum . . . . . . . . . . . . . .522
Hysterium pinastri . . . . . . . . . . . . . . . . . .523
Impatiens necrotic spot virus . . . . . . . .135
Impietratura disease . . . . . . . . . . . . . . .136
Infectious variegation virus . . . . . . . . . . .109
Inonotus rickii . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .504
Ipomea yellow vein virus . . . . . . . . . . . .196
Iris yellow spot virus . . . . . . . . . . . . . . .137
Irpex sp. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .573
Isariopsis griseola . . . . . . . . . . . . . . . . . .596
Issatchenkia orientalis . . . . . . . . . . . . . .505
Jaspeado de la vid, virus del . . . . . . . . . .132
Kabatiella prunicola . . . . . . . . . . . . . . . .506
Kabatina juniperi . . . . . . . . . . . . . . . . . .507
38
Kabatina thujae var juniperi . . . . . . . . . .507
Kalmusia coniothyrium . . . . . . . . . . . . .515
Kat river disease virus . . . . . . . . . . . . . . .209
Keithia thujina . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .420
Khuskia oryzae . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .508
Komnek virus . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .209
Kretzschmaria deusta . . . . . . . . . . . . . . .509
Lactuca virus 1 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .143
Laestadia juniperi . . . . . . . . . . . . . . . . . .501
Laetiporus sulphurous . . . . . . . . . . . . . .510
Laetisaria fuciformis . . . . . . . . . . . . . . . .511
Lanosa nivalis . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .541
Lasiodiplodia theobromae . . . . . . . . . . .512
Lasiosphaeria scabra . . . . . . . . . . . . . . .501
Lecanosticta acicola . . . . . . . . . . . . . . . .548
Leek yellow stripe virus . . . . . . . . . . . .139
Legume yellows virus . . . . . . . . . . . . . . . .77
Lembosia quercina . . . . . . . . . . . . . . . . .513
Lepra de los cítricos . . . . . . . . . . . . . . . . .104
Lepteutypa cupressi . . . . . . . . . . . . . . . .514
Leptodothiorella aesculicola . . . . . . . . . .490
Leptosphaeria alliariae . . . . . . . . . . . . .517
Leptosphaeria coniothyrium . . . . . . . . .515
Leptosphaeria draconis . . . . . . . . . . . . .516
Leptosphaeria herpotrichoides . . . . . . . .598
Leptosphaeria maculans . . . . . . . . . . . . .517
Leptosphaeria nodorum . . . . . . . . . . . . . .599
Leptosphaeria salvinii . . . . . . . . . . . . . .528
Leptosphaerulina trifolii . . . . . . . . . . . . .518
Leptostroma pinastri . . . . . . . . . . . . . . . .523
Leptostroma rostrupii . . . . . . . . . . . . . . .524
Leptothyrium fragariae . . . . . . . . . . . . . .425
Leptothyrium juglandis . . . . . . . . . . . . . .487
Lettuce big-vein virus . . . . . . . . . . . . . .141
Lettuce mosaic virus . . . . . . . . . . . . . . .143
Lettuce yellows . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .327
Leucocytospora cincta . . . . . . . . . . . . . . .763
Leucostoma cinctum . . . . . . . . . . . . . . . .763
Leveillula cistacearum . . . . . . . . . . . . . . .519
Leveillula compositarum . . . . . . . . . . . . .519
Leveillula taurica . . . . . . . . . . . . . . . . . .519
Libertella blepharis . . . . . . . . . . . . . . . . .446
Libertella fulva . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .645
Libertella rubra . . . . . . . . . . . . . . . . . . .646
Libertina effusa . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .358
Libertina stipata . . . . . . . . . . . . . . . . . . .358
Lily mottle virus . . . . . . . . . . . . . . . . . . .216
Lime disease . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .106
Line pattern . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .58
Lirula nervisequia . . . . . . . . . . . . . . . . . .520
Little leaf . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .338
Longidorus attenuatus . . . . . . . . . . . . . .799
Longidorus diversicaudatus . . . . . . . . . .839
Longidorus elongatus . . . . . . . . . . . . . .801
Longidorus macrosoma . . . . . . . . . . . . .803
Lophodermella conjuncta . . . . . . . . . . . .521
Lophodermellina pinastri . . . . . . . . . . . .523
Lophodermina juniperina . . . . . . . . . . . .522
Lophodermium gilvum . . . . . . . . . . . . . . .414
Lophodermium juniperi . . . . . . . . . . . . . .522
Lophodermium juniperinum . . . . . . . . .522
Lophodermium pinastri . . . . . . . . . . . . .523
Lophodermium pinicolum . . . . . . . . . . . .523
Lophodermium seditiosum . . . . . . . . . . .524
Lucerne enation virus . . . . . . . . . . . . . .145
Lucerne mosaic virus . . . . . . . . . . . . . . . . .57
Lycopersicon virus 3 . . . . . . . . . . . . . . . .209
Lycopersicon virus 7 . . . . . . . . . . . . . . . .209
Lycopersicum virus 1 . . . . . . . . . . . . . . .207
Lycopersicum virus 4 . . . . . . . . . . . . . . .201
Macrophoma dalmatica . . . . . . . . . . . . . .711
Macrophoma hennebergii . . . . . . . . . . . .599
Macrophoma oleae . . . . . . . . . . . . . . . . .712
Macrophomina phaseolina . . . . . . . . . . .525
Macrosporium solani . . . . . . . . . . . . . . . .353
Madera asurcada del manzano, virus de la 62
Madera estriada del manzano, virus de la .63
Madera negra de la vid, fitoplasma
asociado a la . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .329
Magnaporthe grisea . . . . . . . . . . . . . . . .526
Magnaporthe salvinii . . . . . . . . . . . . . . .528
Maize dwarf mosaic virus . . . . . . . . . . .146
Maize dwarf mosaic virus-B . . . . . . . . . .190
Maize mosaic virus . . . . . . . . . . . . . . . . .146
Maize rough dwarf virus . . . . . . . . . . .148
Mal de Río Cuarto, virus del . . . . . . . . . .148
Malva yellows virus . . . . . . . . . . . . . . . . .86
Mancha amarilla del iris . . . . . . . . . . . . .137
Mancha de la hoja del pepino, virus de la 115
Manchado foliar de los cítricos, virus del 102
Manchado solar del aguacate, viroide del 227
Manchas anulares de la papaya, virus
de las . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .155
Manchas anulares de los cítricos, virus
de las . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .104
Manchas cloróticas del manzano, virus del58
Manchas necróticas del melón, virus de las150
Manchas zonales del Pelargonio, virus
de las . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .161
Marchitamiento del haba, virus del . . . . . .90
Marilleotia biseptata . . . . . . . . . . . . . . . .429
Markhorka tip chlorosis virus . . . . . . . . .209
Marmor betae . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .80
Marmor brassicae . . . . . . . . . . . . . . . . . .217
Marmor cepae . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .154
Marmor cucumeris . . . . . . . . . . . . . . . . . .116
Marmor dodecahedron . . . . . . . . . . . . . . .201
Marmor lactucae . . . . . . . . . . . . . . . . . . .143
Marmor medicaginis . . . . . . . . . . . . . . . . .57
Marmor solana . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .173
Marmor tabaci, Cepa U1 . . . . . . . . . . . .198
Marmor tulipae . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .216
Marmor umbellifarum . . . . . . . . . . . . . . . .97
Marsonnia fragariae . . . . . . . . . . . . . . . .425
Marssoniella fragariae . . . . . . . . . . . . . .425
Marssoniella juglandis . . . . . . . . . . . . . .487
Marssonina brunea . . . . . . . . . . . . . . . . .431
Marssonina fragariae . . . . . . . . . . . . . . .425
Marssonina juglandis . . . . . . . . . . . . . . .487
Marssonina salicicola . . . . . . . . . . . . . . .432
39
Marssonina truncatula . . . . . . . . . . . . . .603
Marssonnia brunnea . . . . . . . . . . . . . . . .431
Marssonnia populina . . . . . . . . . . . . . . . .431
Marssonnia salicicolai . . . . . . . . . . . . . .432
Marssonnia tremulae . . . . . . . . . . . . . . . .431
Marssonnia tremuloides . . . . . . . . . . . . .431
Marthamyces panizzei . . . . . . . . . . . . . .530
Mastigosporium rubricosum . . . . . . . . .531
Mastigosporium rubricosum var. agrostidis531
Medicago virus 2 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .57
Megacladosporium cerasi . . . . . . . . . . . .764
Megacladosporium pyrorum . . . . . . . . .767
Melampsora allii-populina . . . . . . . . . . .532
Melampsora euphorbiae . . . . . . . . . . . . .535
Melampsora f. sp. laricis . . . . . . . . . . . . .534
Melampsora f. sp. rostrupii . . . . . . . . . . .534
Melampsora laricis . . . . . . . . . . . . . . . . .534
Melampsora lini . . . . . . . . . . . . . . . . . . .533
Melampsora pinitorqua . . . . . . . . . . . . . .534
Melampsora populnea . . . . . . . . . . . . . .534
Melampsora ricini . . . . . . . . . . . . . . . . . .535
Melampsora rostrupii . . . . . . . . . . . . . . .534
Melampsora vaccinii . . . . . . . . . . . . . . .561
Melampspora f. sp. pinitorqua . . . . . . . .534
Melanomma coniothyrium . . . . . . . . . . . .515
Melanosorus acerinus . . . . . . . . . . . . . . .686
Melasmia acerina . . . . . . . . . . . . . . . . . .686
Melasmia punctata . . . . . . . . . . . . . . . . .687
Melasmia salicina . . . . . . . . . . . . . . . . . .688
Meloidogyne acrita . . . . . . . . . . . . . . . . .814
Meloidogyne arenaria . . . . . . . . . . . . . .805
Meloidogyne arenaria arenaria . . . . . . .805
Meloidogyne arenaria thamesi . . . . . . . .805
Meloidogyne artiella . . . . . . . . . . . . . . .808
Meloidogyne baetica . . . . . . . . . . . . . . .810
Meloidogyne bauruensis . . . . . . . . . . . . .817
Meloidogyne elegans . . . . . . . . . . . . . . . .814
Meloidogyne graham . . . . . . . . . . . . . . . .814
Meloidogyne hapla . . . . . . . . . . . . . . . . .811
Meloidogyne hispanica . . . . . . . . . . . . .813
40
Meloidogyne incognita . . . . . . . . . . . . .814
Meloidogyne incognita acrita . . . . . . . . .814
Meloidogyne incognita incognita . . . . . .814
Meloidogyne incognita inornata . . . . . .814
Meloidogyne incognita wartellei . . . . . .814
Meloidogyne inornata . . . . . . . . . . . . . .814
Meloidogyne javanica . . . . . . . . . . . . . .817
Meloidogyne javanica bauruensis . . . . .817
Meloidogyne javanica javanica . . . . . . . .817
Meloidogyne lordelloi . . . . . . . . . . . . . . .817
Meloidogyne lucknowica . . . . . . . . . . . .817
Melon necrotic spot virus . . . . . . . . . . .150
Mesotylus gallicus . . . . . . . . . . . . . . . . .846
Michigan alfalfa virus . . . . . . . . . . . . . . . .77
Micrococcus amylovorus . . . . . . . . . . . . .267
Microdiplodia histerioidea . . . . . . . . . . .405
Microdochium nivale . . . . . . . . . . . . . . . .541
Micronectriella nivalis . . . . . . . . . . . . . .541
Microsphaera alni . . . . . . . . . . . . . . . . .537
Microsphaera alni f. sp. platani . . . . . . .537
Microsphaera alphitoides . . . . . . . . . . . .536
Microsphaera betae . . . . . . . . . . . . . . . . .442
Microsphaera euonymi-japonici . . . . . . .443
Microsphaera extensa . . . . . . . . . . . . . . .536
Microsphaera platani . . . . . . . . . . . . . . .537
Microsphaera quercina . . . . . . . . . . . . .536
Microsphaera vanbruntiana var. sambuciracemosae . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .445
Microsphaeropsis concentrica . . . . . . . . .405
Microsphaeropsis fuckelii . . . . . . . . . . . .515
Microstroma juglandis . . . . . . . . . . . . . .538
Microstroma tonellianum . . . . . . . . . . . .506
Mild dark-green Tobacco mosaic virus . .197
Mild strain Tobacco mosaic virus . . . . . .197
Mirafiori lettuce virus . . . . . . . . . . . . .152
Mollisia earliana . . . . . . . . . . . . . . . . . .425
Monilia fructigena . . . . . . . . . . . . . . . . . .539
Monilia krusei . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .505
Monilia laxa . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .540
Monilinia fructigena . . . . . . . . . . . . . . . .539
Monilinia laxa . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .540
Monochaetia unicornis . . . . . . . . . . . . . .514
Monographella nivalis . . . . . . . . . . . . . .541
Monographella nivalis var. nivalis . . . .541
Monosporascus cannonballus . . . . . . . .543
Monosporascus eutypoides . . . . . . . . . . .543
Monotospora oryzae . . . . . . . . . . . . . . . .508
Morthiera mespili . . . . . . . . . . . . . . . . . .426
Morthiera thuemenii . . . . . . . . . . . . . . . .426
Mosaico 2 de la sandía . . . . . . . . . . . . . .220
Mosaico amarillo de la cebada, virus del .72
Mosaico amarillo de la judía, virus del . . .75
Mosaico amarillo del calabacín, virus del 223
Mosaico común de la judía, virus del . . . .75
Mosaico de la calabaza, virus del . . . . . .187
Mosaico de la caña de azúcar, virus del .190
Mosaico de la coliflor, virus del . . . . . . . .96
Mosaico de la higuera, virus del . . . . . . .128
Mosaico de la lechuga, virus del . . . . . . .143
Mosaico de la remolacha, virus del . . . . . .80
Mosaico de las venas del trébol rojo,
virus del . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .184
Mosaico del apio, virus del . . . . . . . . . . . .97
Mosaico del manzano, virus del . . . . . . . .60
Mosaico del nabo, virus del . . . . . . . . . . .217
Mosaico del pepino dulce, virus del . . . .163
Mosaico del pepino, virus del . . . . . . . . .116
Mosaico del sur de la judía, virus del . . .186
Mosaico del tabaco, virus del . . . . . . . . .198
Mosaico del tomate, virus del . . . . . . . . .207
Mosaico enanizante del maíz, cepa B
del virus del . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .190
Mosaico enanizante del maíz, virus del . .146
Mosaico latente del melocotonero,
viroide del . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .246
Mosaico rayado de la cebada, virus del . . .69
Mosaico suave de la cebada, virus del . . . .67
Mosaico verde atenuado del tabaco,
virus del . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .197
Mosaico verde jaspeado del pepino,
virus del . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .114
Moteado amarillo de la viña, viroide 1 del239
Moteado amarillo de la viña, viroide 2 del 241
Moteado atenuado del pimiento, virus del166
Moteado de la parietaria, virus del . . . . .157
Moteado de las venas del clavel, virus del 95
Moteado del (tangor) Dweet, virus del . .102
Moteado del clavel, virus del . . . . . . . . . . .93
Moteado del haba, virus del . . . . . . . . . . .88
Moteado suave (ligero, plumoso) de la
batata, virus del . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .194
Mucor niger . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .682
Mucor stolonifer . . . . . . . . . . . . . . . . . . .682
Muskmelon mosaic virus . . . . . . . . . . . . .187
Muskmelon yellow stunt virus . . . . . . . .223
Muskmelon yellows virus . . . . . . . . . . . . .83
Myceloblastanon krusei . . . . . . . . . . . . . .505
Mycocentrospora cladosporioides . . . . .545
Mycosphaerella balsamopopuli . . . . . . . .554
Mycosphaerella buxicola . . . . . . . . . . . .546
Mycosphaerella cerasella . . . . . . . . . . . .547
Mycosphaerella citrullina . . . . . . . . . . . .421
Mycosphaerella dearnesii . . . . . . . . . . . .548
Mycosphaerella dianthi . . . . . . . . . . . . .549
Mycosphaerella fragariae . . . . . . . . . . . .550
Mycosphaerella graminicola . . . . . . . . .551
Mycosphaerella killiani . . . . . . . . . . . . . .415
Mycosphaerella limbalis . . . . . . . . . . . . .546
Mycosphaerella maculiformis . . . . . . . . .555
Mycosphaerella maydis . . . . . . . . . . . . . .558
Mycosphaerella melonis . . . . . . . . . . . . .421
Mycosphaerella pini . . . . . . . . . . . . . . . .552
Mycosphaerella pinodes . . . . . . . . . . . . .553
Mycosphaerella populi . . . . . . . . . . . . . .554
Mycosphaerella punctiformis . . . . . . . . .555
Mycosphaerella pyri . . . . . . . . . . . . . . . .556
Mycosphaerella rabiei . . . . . . . . . . . . . .557
Mycosphaerella sentina . . . . . . . . . . . . . .556
Mycosphaerella zeae-maydis . . . . . . . . .558
Mycotoruloides krusei . . . . . . . . . . . . . . .505
Myrothecium roridum . . . . . . . . . . . . . .559
41
Naemacyclus minor . . . . . . . . . . . . . . . . .413
Naemacyclus niveus . . . . . . . . . . . . . . . . .414
Naemaspora chrysosperma . . . . . . . . . . .762
Nakatea sigmoidea . . . . . . . . . . . . . . . . .528
Nalanthamala vermoesenii . . . . . . . . . . .560
Naohidemyces vaccinii . . . . . . . . . . . . . .561
Nasturtium ringspot virus . . . . . . . . . . . . .90
Necrosis del mosaico común de la judía,
virus de la . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .73
Nectria cancri . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .495
Nectria cinnabarina . . . . . . . . . . . . . . . .562
Nectria coccinea . . . . . . . . . . . . . . . . . . .563
Nectria galligena . . . . . . . . . . . . . . . . . . .564
Nectria haematococca . . . . . . . . . . . . . .495
Nectria radicicola . . . . . . . . . . . . . . . . . .565
Nectria rousselliana . . . . . . . . . . . . . . . .647
Nectriella rousselliana . . . . . . . . . . . . . .647
Nematosporangium aphanidermatum . . .673
Neonectria galligena . . . . . . . . . . . . . . . .564
Neonectria radicicola . . . . . . . . . . . . . . .565
Neotyphodium coenophialum . . . . . . . .566
Nervaduras amarillas y necróticas,
virus de las . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .81
Nerviaciones gruesas de la lechuga (“Big
vein”), virus de las . . . . . . . . . . . . . . . . . .152
Nigrospora gallarum . . . . . . . . . . . . . . . .508
Nigrospora gossypii . . . . . . . . . . . . . . . . .508
Nigrospora oryzae . . . . . . . . . . . . . . . . . .508
Nigrospora sphaerica . . . . . . . . . . . . . . .508
Notarisiella rousselliana . . . . . . . . . . . . .647
Nummularia mediterranea . . . . . . . . . . .503
Nummularia repandoides . . . . . . . . . . . .503
Numulariola mediterranea . . . . . . . . . . .503
Oat red leaf virus . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .70
Oedecephalum lineatum . . . . . . . . . . . . .502
Oidiopsis boroginaceis . . . . . . . . . . . . . .519
Oidiopsis cynarae . . . . . . . . . . . . . . . . . .519
Oidiopsis gigaspora . . . . . . . . . . . . . . . . .519
Oidiopsis taurica . . . . . . . . . . . . . . . . . . .519
Oidium alphitoides . . . . . . . . . . . . . . . . .536
42
Oidium asteris-punicei . . . . . . . . . . . . . .488
Oidium erysiphoides . . . . . . . . . . . .442, 714
Oidium erysiphoides f. mangiferae . . . . .567
Oidium euonymi-japonici . . . . . . . . . . . .443
Oidium farinosum . . . . . . . . . . . . . . . . . .644
Oidium fragariae . . . . . . . . . . . . . . . . . . .715
Oidium leucoconium . . . . . . . . . . . . . . . .716
Oidium mangiferae . . . . . . . . . . . . . . . . .567
Oidium mespili . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .644
Oidium monilioides . . . . . . . . . . . . . . . . .368
Oidium quercinum . . . . . . . . . . . . . . . . . .536
Oidium sp. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .537, 613
Oidium tuckeri . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .444
Olpidiaster radicis . . . . . . . . . . . . . . . . .568
Olpidium brassicae . . . . . . . . . . . . . . . . .568
Onion yellow dwarf virus . . . . . . . . . . .154
Ophiobolus graminis . . . . . . . . . . . . . . . .471
Ophiobolus miyabeanus . . . . . . . . . . . . .393
Ophiobolus sativus . . . . . . . . . . . . . . . . .394
Ophiostoma novo-ulmi . . . . . . . . . . . . . .569
Ophiostoma paradoxum . . . . . . . . . . . . .382
Ophiostoma piceae . . . . . . . . . . . . . . . . .571
Ophiostoma ulmi . . . . . . . . . . . . . . . . . . .570
Orobanche cernua var. cumana . . . . . . .851
Orobanche crenata . . . . . . . . . . . . . . . . .851
Orobanche cumana . . . . . . . . . . . . . . . . .851
Orobanche ramosa . . . . . . . . . . . . . . . . .851
Orobanche spp . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .851
Otthia spiraeae . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .572
Oxyporus latemarginatus . . . . . . . . . . . .573
Oxyuris incognita . . . . . . . . . . . . . . . . . .814
P.O. pea streak virus . . . . . . . . . . . . . . . . .90
Papaya distorsion ringspot virus . . . . . . .155
Papaya mosaic virus . . . . . . . . . . . . . . . .155
Papaya ringspot virus . . . . . . . . . . . . . .155
Para-tobacco mosaic virus . . . . . . . . . . . .197
Paratrichodorus christiei . . . . . . . . . . . .819
Paratrichodorus minor . . . . . . . . . . . . .819
Paratrichodorus pachydermus . . . . . . .820
Paratrichodorus teres . . . . . . . . . . . . . .821
Parietaria mottle virus . . . . . . . . . . . . .157
Parry´s disease . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .333
Parsley virus 3 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .90
Passalora circumcissa . . . . . . . . . . . . . . .547
Passarola graminis . . . . . . . . . . . . . . . . .697
Peach chlorotic leaf roll virus . . . . . . . . .325
Peach latent mosaic viroid . . . . . . . . . .246
Pea leaf roll virus . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .77
Pea mosaic virus . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .78
Pea necrosis virus . . . . . . . . . . . . . . . . . .113
Peach ringspot . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .182
Peach stunt virus . . . . . . . . . . . . . .184, 181
Peanut bud necrosis virus . . . . . . . . . . . .209
Peanut chlorotic ring mottle virus . . . . . . .75
Peanut mild mottle virus . . . . . . . . . . . . . .75
Peanut stripe virus . . . . . . . . . . . . . . . . . . .75
Peanut stunt virus . . . . . . . . . . . . . . . . . .158
Pear “moria” . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .333
Pear blister canker viroid . . . . . . . . . .248
Pear decline phytoplasma . . . . . . . . . . .333
Pear leaf curl . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .333
Pear ring mosaic virus . . . . . . . . . . . . . . . .58
Pear ring pattern mosaic virus . . . . . . . . . .58
Pear stony pit disease . . . . . . . . . . . . . . . . .63
Pear vein yellows virus . . . . . . . . . . . . . . .63
Pectobacterium atrosepticum . . . . . . . .272
Pectobacterium carotovorum subsp.
atrosepticum . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .272
Pectobacterium carotovorum subsp.
carotovorum . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .274
Pectobacterium chrysanthemi . . . . . . . . .265
Pelargonium flower-break virus . . . . .159
Pelargonium line pattern virus . . . . . .160
Pelargonium ring pattern virus . . . . . . . .160
Pelargonium zonate spot virus . . . . . . .161
Pellicularia filamentosa . . . . . . . . . . . . .732
Pellicularia rolfsii . . . . . . . . . . . . . . . . . .367
Penicillium casei . . . . . . . . . . . . . . . . . . .580
Penicillium chrysogenum . . . . . . . . . . . .574
Penicillium digitatum . . . . . . . . . . . . . . .575
Penicillium expansum . . . . . . . . . . . . . .576
Penicillium fagi . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .577
Penicillium gerundense . . . . . . . . . . . . . .580
Penicillium gladioli . . . . . . . . . . . . . . . . .578
Penicillium variabile . . . . . . . . . . . . . . . .579
Penicillium vermoesenii . . . . . . . . . . . . .560
Penicillium verrucosum . . . . . . . . . . . . .580
Pepino mosaic virus . . . . . . . . . . . . . . .163
Pepper mild mottle virus . . . . . . . . . . .166
Periconiella musae . . . . . . . . . . . . . . . . .503
Peridermium cornui . . . . . . . . . . . . . . . .406
Peridermium indicum . . . . . . . . . . . . . . .407
Peridermium kurilense . . . . . . . . . . . . . .407
Peridermium pini f. corticola . . . . . . . . .406
Peridermium strobi . . . . . . . . . . . . . . . . .407
Perofascia lepidii . . . . . . . . . . . . . . . . . . .588
Peronoplasmopara cubensis . . . . . . . . . .648
Peronoplasmopara humuli . . . . . . . . . . .649
Peronopora viticola . . . . . . . . . . . . . . . .637
Peronospora arborescens . . . . . . . . . . . .581
Peronospora betae . . . . . . . . . . . . . . . . . .586
Peronospora brassicae . . . . . . . . . . . . . .588
Peronospora cactorum . . . . . . . . . . . . . .614
Peronospora cheiranthi . . . . . . . . . . . . . .588
Peronospora chlorae . . . . . . . . . . . . . . . .582
Peronospora conglomerata . . . . . . . . . .583
Peronospora cubensis . . . . . . . . . . . . . . .648
Peronospora dentaria . . . . . . . . . . . . . . .588
Peronospora destructor . . . . . . . . . . . . .584
Peronospora euphorbiae . . . . . . . . . . . .585
Peronospora farinosa f. sp. betae . . . . .586
Peronospora gangliformis . . . . . . . . . . .380
Peronospora graminicola . . . . . . . . . . . .693
Peronospora halstedii . . . . . . . . . . . . . . .636
Peronospora humuli . . . . . . . . . . . . . . . .649
Peronospora hyoscyami f. sp. tabacina .587
Peronospora infestans . . . . . . . . . . . . . . .624
Peronospora nicotianae . . . . . . . . . . . . .587
Peronospora parasitica . . . . . . . . . . . . . .588
Peronospora schachtii . . . . . . . . . . . . . . .586
43
Peronospora schleideni . . . . . . . . . . . . . .584
Peronospora setariae . . . . . . . . . . . . . . .693
Peronospora statices . . . . . . . . . . . . . . . .589
Peronospora tabacina . . . . . . . . . . . . . . .587
Peronospora viciae . . . . . . . . . . . . . . . . .590
Peronospora viticola . . . . . . . . . . . . . . .637
Pesotum ulmi . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .569
Pestalotia funerea . . . . . . . . . . . . . . . . . .591
Pestalotia maculans . . . . . . . . . . . . . . . . .592
Pestalotia palmarum . . . . . . . . . . . . . . . .593
Pestalotia unicornis . . . . . . . . . . . . . . . .514
Pestalotiopsis dichaeta . . . . . . . . . . . . . .591
Pestalotiopsis funerea . . . . . . . . . . . . . . .591
Pestalotiopsis maculans . . . . . . . . . . . . .592
Pestalotiopsis palmarum . . . . . . . . . . . .593
Petunia ringspot virus . . . . . . . . . . . . . . . .90
Pezicula alba . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .594
Peziza abietis . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .381
Peziza earliana . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .425
Peziza sclerotiorum . . . . . . . . . . . . . . . . .695
Phacidium medicaginis . . . . . . . . . . . . .650
Phaeoacremonium aleophilum . . . . . . . .739
Phaeoacremonium chlamydosporum . . .597
Phaeocryptopus gaeumannii . . . . . . . . .595
Phaeoisariopsis griseola . . . . . . . . . . . . .596
Phaeomoniella chlamydospora . . . . . . .597
Phaeosphaeria herpotrichoides . . . . . . .598
Phaeosphaeria nodorum . . . . . . . . . . . .599
Phaseolus virus 1 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .75
Phaseolus virus 2 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .78
Phellinus pini . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .601
Phialophora cinerescens . . . . . . . . . . . .602
Phloeospora aceris . . . . . . . . . . . . . . . . .603
Phloeosporella padi . . . . . . . . . . . . . . . . .369
Phlyctema vagabunda . . . . . . . . . . . . . . .594
Phoma betae . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .640
Phoma brassicae . . . . . . . . . . . . . . . . . . .517
Phoma concentrica . . . . . . . . . . . . . . . . .405
Phoma cucurbitacearum . . . . . . . . . . . . .421
Phoma exigua . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .361
44
Phoma exigua var. heteromorpha . . . . .604
Phoma fimeti . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .605
Phoma hennebergii . . . . . . . . . . . . . . . . .599
Phoma lingam . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .517
Phoma lycopersici . . . . . . . . . . . . . . . . . .424
Phoma napobrassicae . . . . . . . . . . . . . .517
Phoma obtusa . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .371
Phoma oleracea . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .517
Phoma pini . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .684
Phoma pomorum . . . . . . . . . . . . . . . . . .606
Phoma populea . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .410
Phoma prunicola . . . . . . . . . . . . . . . . . . .606
Phoma rabiei . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .557
Phoma spinaciae . . . . . . . . . . . . . . . . . . .640
Phoma tabifica . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .640
Phoma terrestris . . . . . . . . . . . . . . . . . . .668
Phoma uvicola . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .491
Phoma zeae-maydis . . . . . . . . . . . . . . . . .558
Phomopsis amygdali . . . . . . . . . . . . . . . .607
Phomopsis asparagui . . . . . . . . . . . . . . .608
Phomopsis californica . . . . . . . . . . . . . . .419
Phomopsis caribaea . . . . . . . . . . . . . . . .419
Phomopsis citri . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .419
Phomopsis cytosporella . . . . . . . . . . . . . .419
Phomopsis juniperivora . . . . . . . . . . . . .609
Phomopsis ribis . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .446
Phomopsis sclerotioides . . . . . . . . . . . . .610
Phomopsis viticola . . . . . . . . . . . . . . . . .611
Phomosis effusa . . . . . . . . . . . . . . . . . . .358
Phomosis stipata . . . . . . . . . . . . . . . . . . .358
Phragmidium mucronatum . . . . . . . . . .612
Phyllachora halepensis . . . . . . . . . . . . .735
Phyllachora medicaginis . . . . . . . . . . . . .650
Phyllactinia berberidis . . . . . . . . . . . . . .613
Phyllactinia corylea . . . . . . . . . . . . . . . .613
Phyllactinia guttata . . . . . . . . . . . . . . . . .613
Phyllactinia suffulta . . . . . . . . . . . . . . . . .613
Phyllosticta ampelicida . . . . . . . . . . . . . .491
Phyllosticta betae . . . . . . . . . . . . . . . . . .640
Phyllosticta citrullina . . . . . . . . . . . . . . .421
Phyllosticta grandimaculans . . . . . . . . . .486
Phyllosticta limbalis . . . . . . . . . . . . . . . .546
Phyllosticta maculiformis . . . . . . . . . . . .555
Phyllosticta maydis . . . . . . . . . . . . . . . . .558
Phyllosticta prunicola . . . . . . . . . . . . . . .606
Phyllosticta rabiei . . . . . . . . . . . . . . . . . .557
Phyllosticta sp. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .530
Phyllosticta sphaeropsoidea . . . . . . . . . .490
Phyllosticta spinaciae . . . . . . . . . . . . . . .640
Phyllosticta tabifica . . . . . . . . . . . . . . . . .640
Phyllosticta uvicola . . . . . . . . . . . . . . . . .491
Physalospora obtusa . . . . . . . . . . . . . . . .371
Phytomonas pisi . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .293
Phytophthora allii . . . . . . . . . . . . . . . . . .627
Phytophthora cactorum . . . . . . . . . . . . .614
Phytophthora cactorum subvar. syringae 632
Phytophthora cactorum var. applanata . .618
Phytophthora cambivora . . . . . . . . . . . .615
Phytophthora capsici . . . . . . . . . . . . . . .616
Phytophthora cinnamomi . . . . . . . . . . . .617
Phytophthora citricola . . . . . . . . . . . . . .618
Phytophthora citrophthora . . . . . . . . . . .619
Phytophthora cryptogea . . . . . . . . . . . . .620
Phytophthora drechsleri . . . . . . . . . . . . .621
Phytophthora erythoseptica var. drechsleri621
Phytophthora erythroseptica . . . . . . . . .622
Phytophthora faberi . . . . . . . . . . . . . . . . .628
Phytophthora hibernalis . . . . . . . . . . . . .623
Phytophthora hydrophila . . . . . . . . . . . . .616
Phytophthora imperfecta var. citrophthora 619
Phytophthora infestans . . . . . . . . . . . . . .624
Phytophthora megasperma . . . . . . . . . . .626
Phytophthora melongenae . . . . . . . . . . . .627
Phytophthora nicotianae . . . . . . . . . . . .627
Phytophthora omnivora . . . . . . . . .614, 628
Phytophthora palmivora . . . . . . . . .616, 628
Phytophthora parasitica . . . . . . . . . . . . .627
Phytophthora parasitica var. capsici . . .616
Phytophthora phaseoli . . . . . . . . . . . . . .629
Phytophthora pini . . . . . . . . . . . . . . . . . .618
Phytophthora pini var. antirrhini . . . . . .618
Phytophthora porri . . . . . . . . . . . . . . . . .630
Phytophthora ramorum . . . . . . . . . . . . .631
Phytophthora syringae . . . . . . . . . . . . . .632
Phytophthora terrestris . . . . . . . . . . . . . .627
Phytophthora theobromae . . . . . . . . . . . .628
Piggotia astroidea . . . . . . . . . . . . . . . . .638
Pigottia ulmi . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .638
Pileolaria terebinthi . . . . . . . . . . . . . . . .633
Pineapple side rot virus . . . . . . . . . . . . . .209
Pineapple yellow spot virus . . . . . . . . . . .209
Pittosporum vein clearing virus . . . . . . . .125
Pittosporum vein yellowing virus . . . . . .125
Plasmodiophora brassicae . . . . . . . . . . . .63
Plasmopara amurensis . . . . . . . . . . . . . .637
Plasmopara crustosa . . . . . . . . . . . . . . . .635
Plasmopara cubensis . . . . . . . . . . . . . . . .648
Plasmopara halstedii . . . . . . . . . . . . . . .636
Plasmopara helianthi . . . . . . . . . . . . . . .636
Plasmopara humuli . . . . . . . . . . . . . . . .649
Plasmopara nivea . . . . . . . . . . . . . . . . . .635
Plasmopara podagrariae . . . . . . . . . . . .635
Plasmopara umbelliferarum . . . . . . . . . .635
Plasmopara viticola . . . . . . . . . . . . . . . .637
Platychora ulmi . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .638
Pleiochaeta setosa . . . . . . . . . . . . . . . . . .639
Plenodomus lingan . . . . . . . . . . . . . . . . .517
Pleospora allii . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .641
Pleospora armeriae . . . . . . . . . . . . . . . .641
Pleospora australis . . . . . . . . . . . . . . . . .641
Pleospora bardanae . . . . . . . . . . . . . . . .643
Pleospora betae . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .640
Pleospora björlingii . . . . . . . . . . . . . . . . .640
Pleospora dianthi . . . . . . . . . . . . . . . . . .641
Pleospora evonymi . . . . . . . . . . . . . . . . .641
Pleospora glossulariae . . . . . . . . . . . . . .641
Pleospora herbarum . . . . . . . . . . . . . . . .641
Pleospora papaveracea . . . . . . . . . . . . . .643
Pleospora pellita var. bardanae . . . . . . .643
Pleospora putrefaciens . . . . . . . . . . . . . .641
45
Pleospora trifolii . . . . . . . . . . . . . . . . . . .518
Pleotrachellus brassicae . . . . . . . . . . . . .568
Pleurographium necator . . . . . . . . . . . . .690
Plum bark split . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .58
Plum line pattern virus . . . . . . . . . . . . . . .182
Plum pox virus . . . . . . . . . . . . . . . . . . .168
Plum pseudopox . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .58
Plyctaena vagabunda . . . . . . . . . . . . . . .594
Podosphaera fuliginea . . . . . . . . . . . . . .714
Podosphaera leucotricha . . . . . . . . . . . .644
Podosphaera pannosa . . . . . . . . . . . . . . .716
Podredumbre de las raicillas de
los cítricos . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .106
Poliporus rickii . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .503
Poliporus sp. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .573
Pollaccia elegans . . . . . . . . . . . . . . . . . . .766
Polystigma acerinum . . . . . . . . . . . . . . . .686
Polystigma fulvum . . . . . . . . . . . . . . . . .645
Polystigma ochraceum . . . . . . . . . . . . . .645
Polystigma rubrum . . . . . . . . . . . . . . . . .646
Polystigmina rubra . . . . . . . . . . . . . . . . .646
Polythrincium trifolii . . . . . . . . . . . . . . . .415
Poria sp. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .573
Potato corky ring-spot virus . . . . . . . . . .199
Potato interveinal mosaic virus . . . . . . . .174
Potato latent virus . . . . . . . . . . . . . . . . . .176
Potato leaf roll virus . . . . . . . . . . . . . . .171
Potato leaf rolling mosaic virus . . . . . . . .174
Potato mild mosaic virus . . . . . . . . .173, 176
Potato mottle virus . . . . . . . . . . . . . . . . . .176
Potato paracrinkle virus . . . . . . . . . . . . . .174
Potato phloem necrosis virus . . . . . . . . . .171
Potato stem mottle virus . . . . . . . . . . . . .199
Potato stolbur phytoplasma . . . . . . . . .336
Potato virus A . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .173
Potato virus E . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .174
Potato virus M . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .174
Potato virus P . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .173
Potato virus S . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .175
Potato virus X . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .176
46
Potato virus Y . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .178
Pratylenchoides guevarai . . . . . . . . . . . .846
Pratylenchus capitatus . . . . . . . . . . . . . .825
Pratylenchus clavicaudatus . . . . . . . . . .823
Pratylenchus coffeae . . . . . . . . . . . . . . .822
Pratylenchus crenatus . . . . . . . . . . . . . .823
Pratylenchus globulicola . . . . . . . . . . . .827
Pratylenchus goodeyi . . . . . . . . . . . . . . .824
Pratylenchus mahogani . . . . . . . . . . . . .822
Pratylenchus minyus . . . . . . . . . . . . . . . .825
Pratylenchus musicola . . . . . . . . . . . . . .822
Pratylenchus neglectus . . . . . . . . . . . . .825
Pratylenchus neocapitatus . . . . . . . . . . . .825
Pratylenchus penetrans . . . . . . . . . . . . .827
Pratylenchus pratensis . . . . . . . . . . . . . .822
Pratylenchus similis . . . . . . . . . . . . . . . . .825
Pratylenchus thornei . . . . . . . . . . . . . . .829
Pratylenchus vulnus . . . . . . . . . . . . . . .831
Pratylenchus zeae . . . . . . . . . . . . . . . . .832
Proliferación del manzano, fitoplasma
de la . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .323
Propolis nivea . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .414
Propolis panizzei . . . . . . . . . . . . . . . . . . .530
Protomyces graminicola . . . . . . . . . . . . .693
Protuberancias nerviales de los cítricos . .110
Prune dwarf virus . . . . . . . . . . . . . . . . .181
Prunus necrotic ringspot virus . . . . . . .182
Prunus ringspot virus . . . . . . . . . . . . . . . .182
Prunus virus 7 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .168
Pseudocercospora cladosporioides . . . . .545
Pseudocochliobolus spicifer . . . . . . . . . .395
Pseudomonas aptata . . . . . . . . . . . . . . . .287
Pseudomonas cichorii . . . . . . . . . . . . . . .276
Pseudomonas corrugata . . . . . . . . . . . . .277
Pseudomonas fluorescens . . . . . . . . . . .279
Pseudomonas helianthi . . . . . . . . . . . . . .289
Pseudomonas lachrymans . . . . . . . . . . . .290
Pseudomonas marginalis pv. marginalis280
Pseudomonas marginalis . . . . . . . . . . . . .280
Pseudomonas mediterranea . . . . . . . . . .281
Pseudomonas mori . . . . . . . . . . . . . . . . .291
Pseudomonas phaseolicola . . . . . . . . . . .282
Pseudomonas pisi . . . . . . . . . . . . . . . . . .293
Pseudomonas savastanoi pv.
phaseolicola . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .282
Pseudomonas savastanoi pv. retacarpa .284
Pseudomonas savastanoi pv.
savastanoi . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .285
Pseudomonas savastanoi . . . . . . . . . . . . .285
Pseudomonas solanacearum . . . . . . . . . .300
Pseudomonas syringae pv. aptata . . . . .287
Pseudomonas syringae pv.
coriandricola . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .288
Pseudomonas syringae pv. helianthi . . .289
Pseudomonas syringae pv. lachrymans .290
Pseudomonas syringae pv. mori . . . . . .291
Pseudomonas syringae pv.
morsprunorum. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .292
Pseudomonas syringae pv. phaseolicola .282
Pseudomonas syringae pv. pisi . . . . . . .293
Pseudomonas syringae pv. syringae . . .294
Pseudomonas syringae pv. tabaci . . . . .296
Pseudomonas syringae pv. tomato . . . . .297
Pseudomonas syringae subsp. savastanoi285
Pseudomonas syringae . . . . . . . . . . . . . .294
Pseudomonas tabaci . . . . . . . . . . . . . . . .296
Pseudomonas tolaasii . . . . . . . . . . . . . . .298
Pseudomonas tomato . . . . . . . . . . . . . . . .297
Pseudomonas viridiflava . . . . . . . . . . . .299
Pseudonectria rousseliana . . . . . . . . . . .647
Pseudoperonospora celtidis var. humuli 649
Pseudoperonospora cubensis . . . . . . . . .648
Pseudoperonospora humuli . . . . . . . . . .649
Pseudopeziza jaapi . . . . . . . . . . . . . . . . .369
Pseudopeziza medicaginis . . . . . . . . . . .650
Pseudosphaeria trifolii . . . . . . . . . . . . . .518
Psoriasis de los cítricos, virus de la . . . . .104
Psudocercospora circumscissa . . . . . . . .547
Puccinia allii . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .651
Puccinia anomala . . . . . . . . . . . . . . . . . .659
Puccinia antirrhini . . . . . . . . . . . . . . . . .652
Puccinia asparagi . . . . . . . . . . . . . . . . . .653
Puccinia buxi . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .654
Puccinia calcitrapae var. centaureae . . .655
Puccinia carthami . . . . . . . . . . . . . . . . . .655
Puccinia centaureae . . . . . . . . . . . . . . . .655
Puccinia coronata . . . . . . . . . . . . . . . . . .656
Puccinia coronifera . . . . . . . . . . . . . . . . .656
Puccinia dispersa . . . . . . . . . . . . . . . . . .663
Puccinia glumarum . . . . . . . . . . . . . . . .666
Puccinia graminis . . . . . . . . . . . . . .657, 665
Puccinia graminis subsp. graminis . . . .657
Puccinia graminis var. tritici . . . . . . . . . .657
Puccinia hordei . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .659
Puccinia lolii . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .656
Puccinia menthae . . . . . . . . . . . . . . . . . .660
Puccinia pelargonii-zonalis . . . . . . . . . .661
Puccinia porri . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .662
Puccinia recondita . . . . . . . . . . . . . . . . .663
Puccinia rubigo-vera . . . . . . . . . . . . . . . .663
Puccinia simplex . . . . . . . . . . . . . . . . . . .659
Puccinia sorghi . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .665
Puccinia striiformis . . . . . . . . . . . . . . . .666
Puccinia tritici . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .666
Puccinia triticina . . . . . . . . . . . . . . . . . . .663
Pucciniastrum vaccinii . . . . . . . . . . . . . .561
Punteado necrótico del clavel, virus del . .94
Pyrenochaeta lycopersici . . . . . . . . . . . .667
Pyrenochaeta terrestris . . . . . . . . . . . . . .668
Pyrenophora avenae . . . . . . . . . . . . . . . .669
Pyrenophora sarcocystis . . . . . . . . . . . .672
Pyrenophora teres . . . . . . . . . . . . . . . . . .670
Pyrenophora trichostoma . . . . . . . . . . . .672
Pyrenophora tritici-repentis . . . . . . . . . .672
Pyricularia grisea . . . . . . . . . . . . . . . . . .526
Pyricularia oryzae . . . . . . . . . . . . . . . . . .526
Pythiacystis citrophthora . . . . . . . . . . . .619
Pythiomorpha miyabeana . . . . . . . . . . . .626
Pythium aphanidermatum . . . . . . . . . . .673
Pythium dactyliferum . . . . . . . . . . . . . . .675
47
Pythium fabae . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .675
Pythium intermedium . . . . . . . . . . . . . . .674
Pythium irregulare . . . . . . . . . . . . . . . . .675
Pythium paroecandrum . . . . . . . . . . . . .676
Pythium polymorphon . . . . . . . . . . . . . . .675
Pythium ultimum . . . . . . . . . . . . . . . . . .677
Pythium ultimum var. sporangiiferum . . .677
Pythium ultimum var. ultimum . . . . . . . .677
Quick decline . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .106
Radish yellows virus . . . . . . . . . . . . . . . . .86
Ralstonia solanacearum . . . . . . . . . . . . .300
Ramularia ampelophaga . . . . . . . . . . . . .433
Ramularia brunnea . . . . . . . . . . . . . . . . .550
Ramularia cynarae . . . . . . . . . . . . . . . . .678
Ramularia destructans . . . . . . . . . . . . . . .565
Ramularia grevilleana . . . . . . . . . . . . . . .550
Ramularia tulasnei . . . . . . . . . . . . . . . . .550
Ramularia vallisumbrosae . . . . . . . . . . .679
Rangpur lime disease . . . . . . . . . . . . . . . .232
Rayado del banano, virus del . . . . . . . . . . .66
Red clover vein mosaic virus . . . . . . . .184
Red currant necrotic ringspot virus . . . . .182
Rhabdocline pseudotsugae . . . . . . . . . . .680
Rheosporangium aphanidermatum . . . . .673
Rhitisma quercinum . . . . . . . . . . . . . . . . .741
Rhizoctonia bataticola . . . . . . . . . . . . . . .525
Rhizoctonia crocorum . . . . . . . . . . . . . . .498
Rhizoctonia solani . . . . . . . . . . . . . . . . . .732
Rhizoctonia violacea . . . . . . . . . . . . . . . .498
Rhizophoma pini . . . . . . . . . . . . . . . . . . .684
Rhizopus artocarpi . . . . . . . . . . . . . . . . .682
Rhizopus niger . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .682
Rhizopus nigricans . . . . . . . . . . . . . . . . .682
Rhizopus oryzae . . . . . . . . . . . . . . . . . . .681
Rhizopus stolonifer . . . . . . . . . . . . . . . . .682
Rhizopycnis vagum . . . . . . . . . . . . . . . . .683
Rhizosphaera kalkhoffii . . . . . . . . . . . . .684
Rhodococcus fascians . . . . . . . . . . . . . . .302
Rhubarb virus 5 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .189
Rhynchosphaeria cupressi . . . . . . . . . . . .514
48
Rhynchosporium secalis . . . . . . . . . . . . .685
Rhysotheca viticola . . . . . . . . . . . . . . . . .637
Rhytisma acerinum . . . . . . . . . . . . . . . . .686
Rhytisma pseudoplatani . . . . . . . . . . . . .686
Rhytisma punctatum . . . . . . . . . . . . . . . .687
Rhytisma salicinum . . . . . . . . . . . . . . . .688
Rigidoporus sp. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .573
Rizado amarillo del tomate, virus del . . .212
Rizado de la hoja de la batata, virus del .196
Rizomanía de la remolacha, virus de la . . .81
Robinia mosaic virus . . . . . . . . . . . . . . . .158
Roestelia cornuta . . . . . . . . . . . . . . . . . . .493
Rose chlorotic mottle virus . . . . . . . . . . .182
Rose infectious chlorosis virus . . . . . . . . .60
Rose line pattern virus . . . . . . . . . . . . . . .182
Rose mosaic virus . . . . . . . . . . . . . . . . . . .60
Rose vein banding virus . . . . . . . . . . . . .182
Rose yellow vein mosaic virus . . . . . . . .182
Rosellinia andurnensis var. minor . . . . . .689
Rosellinia minor . . . . . . . . . . . . . . . . . . .689
Rosellinia necatrix . . . . . . . . . . . . . . . . .690
Rosetta del pesco . . . . . . . . . . . . . . . . . . .189
Rotura de la flor del pelargonium,
virus de la . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .159
Rough bark . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .58
Rough lemon bud union crease disease 185
Ruptura del color del tulipán, virus de la 216
Saccharomyces krusei . . . . . . . . . . . . . . .505
Sambucus ringspot . . . . . . . . . . . . . . . . . . .98
Scaly bark . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .104
Scaly butt . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .232
Schizothyrium obscurum . . . . . . . . . . . . .523
Scirrhia acicola . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .548
Scirrhia pini . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .552
Sclerophoma pini . . . . . . . . . . . . . . . . . .684
Sclerophoma pithyophila . . . . . . . . . . . . .727
Sclerophthora macrospora . . . . . . . . . . .692
Sclerospora graminicola . . . . . . . . . . . . .693
Sclerospora graminicola var.
setariae-italicae . . . . . . . . . . . . . . . . . . .693
Sclerospora macrospora . . . . . . . . . . . . .692
Sclerospora setariae-italicae . . . . . . . . . .693
Sclerotinia camelliae . . . . . . . . . . . . . . .387
Sclerotinia cinerea . . . . . . . . . . . . . . . . . .540
Sclerotinia draytonii . . . . . . . . . . . . . . . .374
Sclerotinia fructigena . . . . . . . . . . . . . . .539
Sclerotinia fuckeliana . . . . . . . . . . . . . . .375
Sclerotinia gladioli . . . . . . . . . . . . . . . . .726
Sclerotinia intermedia . . . . . . . . . . . . . . .694
Sclerotinia laxa . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .540
Sclerotinia libertiana . . . . . . . . . . . . . . . .695
Sclerotinia minor . . . . . . . . . . . . . . . . . .694
Sclerotinia sclerotiorum . . . . . . . . . . . . .695
Sclerotium bataticola . . . . . . . . . . . . . . . .525
Sclerotium cepivorum . . . . . . . . . . . . . . .696
Sclerotium clavus . . . . . . . . . . . . . . . . . . .390
Sclerotium gladioli . . . . . . . . . . . . . . . . .726
Sclerotium oryzae . . . . . . . . . . . . . . . . . .528
Sclerotium rolfsii . . . . . . . . . . . . . . . . . . .367
Scolecotrichum graminis . . . . . . . . . . . .697
Seimatosporium lichenicola . . . . . . . . . .427
Seiridium cardinale . . . . . . . . . . . . . . . .698
Seiridium cupressi . . . . . . . . . . . . . . . . . .514
Seiridium unicorne . . . . . . . . . . . . . . . . .514
Selenosporium equiseti . . . . . . . . . . . . . .478
Selenosporium tricinctum . . . . . . . . . . . .480
Septoria acicola . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .548
Septoria affusa . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .358
Septoria ampelina . . . . . . . . . . . . . . . . . .699
Septoria apii . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .700
Septoria apiicola . . . . . . . . . . . . . . . . . . .700
Septoria apii-graveolentis . . . . . . . . . . . .700
Septoria cannabis . . . . . . . . . . . . . . . . . .701
Septoria glumarum . . . . . . . . . . . . . . . . .599
Septoria lycopersici . . . . . . . . . . . . . . . . .702
Septoria murina . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .703
Septoria nodorum . . . . . . . . . . . . . . . . . .599
Septoria padi . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .369
Septoria pallens . . . . . . . . . . . . . . . . . . .358
Septoria paserinii . . . . . . . . . . . . . . . . . .703
Septoria petroselini var. apii . . . . . . . . . .700
Septoria populi . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .554
Septoria pyri . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .556
Septoria pyricola . . . . . . . . . . . . . . . . . . .556
Septoria rubra . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .646
Septoria stipata . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .358
Septoria tritici . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .551
Septoria unedonis var. vellanensis . . . .704
Septoria viticola . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .491
Setosphaeria turcica . . . . . . . . . . . . . . . .705
Sharka, virus de la . . . . . . . . . . . . . . . . . .168
Sirococcus strobilinus . . . . . . . . . . . . . . .706
Solanum virus 1 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .176
Solanum virus 11 . . . . . . . . . . . . . . . . . . .174
Solanum virus 2 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .178
Solanum virus 3 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .173
Solanum virus 7 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .174
Sour cherry necrotic ringspot virus . . . .182
Sour cherry yellows virus . . . . . . . . . . . .181
Southern bean mosaic virus . . . . . . . . .186
Southern bean mosaic virus 1 . . . . . . . . .186
Specific watermelon mosaic virus . . . . . .155
Sphacelia segetum . . . . . . . . . . . . . . . . . .390
Sphacelia typhina . . . . . . . . . . . . . . . . . .441
Sphaceloma ampelinum . . . . . . . . . . . . . .433
Sphaceloma pruni . . . . . . . . . . . . . . . . . .707
Sphaceloma siculum . . . . . . . . . . . . . . . .708
Sphaceloteca destruens . . . . . . . . . . . . . .709
Sphaceloteca sorghi . . . . . . . . . . . . . . . .710
Sphaerella bryoniae . . . . . . . . . . . . . . . . .421
Sphaerella cerasella . . . . . . . . . . . . . . . .547
Sphaerella cinerascens . . . . . . . . . . . . . .765
Sphaerella fragariae . . . . . . . . . . . . . . . .550
Sphaerella graminicola . . . . . . . . . . . . . .551
Sphaerella inaequalis . . . . . . . . . . . . . . .765
Sphaerella pinodes . . . . . . . . . . . . . . . . .553
Sphaerella populi . . . . . . . . . . . . . . . . . .554
Sphaerella pyri . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .556
Sphaeria abietis . . . . . . . . . . . . . . . . . . .761
Sphaeria alliariae . . . . . . . . . . . . . . . . . .517
49
Sphaeria baccata . . . . . . . . . . . . . . . . . . .474
Sphaeria bidwellii . . . . . . . . . . . . . . . . . .491
Sphaeria bryoniae . . . . . . . . . . . . . . . . . .421
Sphaeria buxicola . . . . . . . . . . . . . . . . . .546
Sphaeria cinerascens . . . . . . . . . . . . . . . .765
Sphaeria cinnabarina . . . . . . . . . . . . . . .562
Sphaeria concava . . . . . . . . . . . . . .363, 745
Sphaeria coniothyrium . . . . . . . . . . . . . .515
Sphaeria deusta . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .509
Sphaeria erythostroma . . . . . . . . . . . . . .358
Sphaeria flaccida . . . . . . . . . . . . . . . . . . .406
Sphaeria fragariae . . . . . . . . . . . . . . . . .550
Sphaeria friesii . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .761
Sphaeria fulva . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .647
Sphaeria ilicina . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .745
Sphaeria juglandis . . . . . . . . . . . . . . . . .487
Sphaeria juniperi . . . . . . . . . . . . . . . . . . .501
Sphaeria leptostyla . . . . . . . . . . . . . . . . .487
Sphaeria lingam . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .517
Sphaeria maculans . . . . . . . . . . . . . . . . .517
Sphaeria malorum . . . . . . . . . . . . . . . . . .373
Sphaeria mediterranea . . . . . . . . . . . . . .503
Sphaeria mutila . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .373
Sphaeria obtusa . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .371
Sphaeria papaveris . . . . . . . . . . . . . . . . .643
Sphaeria pinetorum . . . . . . . . . . . . . . . . .501
Sphaeria pinodes . . . . . . . . . . . . . . . . . . .553
Sphaeria purpurea . . . . . . . . . . . . . . . . . .390
Sphaeria rubra . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .646
Sphaeria saubinetii . . . . . . . . . . . . . . . . .481
Sphaeria scabra . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .501
Sphaeria subconfluens . . . . . . . . . . . . . .687
Sphaeria trifolii . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .415
Sphaeria ulmi . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .638
Sphaeria zeae . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .481
Sphaeronaema lycopersici . . . . . . . . . . . .424
Sphaeronema pythiophila . . . . . . . . . . . .727
Sphaeropsis dalmatica . . . . . . . . . . . . . .711
Sphaeropsis malorum . . . . . . . . . . . . . . .371
Sphaeropsis oleae . . . . . . . . . . . . . . . . . .712
50
Sphaeropsis pini . . . . . . . . . . . . . . . . . . .684
Sphaeropsis sapinea . . . . . . . . . . . . . . . .713
Sphaerotheca fuliginea . . . . . . . . . . . . . .714
Sphaerotheca humuli . . . . . . . . . . . . . . .715
Sphaerotheca humuli var. fuliginea . . . . .714
Sphaerotheca leucotricha . . . . . . . . . . . .644
Sphaerotheca macularis . . . . . . . . . . . . .715
Sphaerotheca macularis f. sp. fragariae .715
Sphaerotheca macularis var. fuliginea . .714
Sphaerotheca mali . . . . . . . . . . . . . . . . . .644
Sphaerotheca pannosa . . . . . . . . . . . . . .716
Sphaerotheca pannosa var. rosae . . . . . .716
Sphaerulina trifolii . . . . . . . . . . . . . . . . .518
Spilocaea eryobotryae . . . . . . . . . . . . . . .719
Spilocaea oleagina . . . . . . . . . . . . . . . . .717
Spilocaea phillyreae . . . . . . . . . . . . . . . .718
Spilocaea pomi . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .765
Spilocaea pyracanthae . . . . . . . . . . . . . .719
Spilosticta inaequalis . . . . . . . . . . . . . . . .765
Spinach blight virus . . . . . . . . . . . . . . . . .116
Spiroplasma citri . . . . . . . . . . . . . . . . . .338
Spondylocladium atrovirens . . . . . . . . . .499
Spongospora subterranea . . . . . . . . . . . .720
Sporocadus maculans . . . . . . . . . . . . . . .592
Sporothrix sp. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .569
Sporotrichum antophilum . . . . . . . . . . . .468
Sporotrichum poae . . . . . . . . . . . . . . . . .468
Sporotrichum versisporum . . . . . . . . . . .510
Spy (o Pyronia) epinasty and decline . . . .63
Squash mosaic virus . . . . . . . . . . . . . . .187
Stachylidium theobromae . . . . . . . . . . . .771
Stagonospora nodorum . . . . . . . . . . . . . .599
Statice virus Y . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .113
Stemphylium botryosum . . . . . . . . . . . . . .641
Stemphylium sarciniforme . . . . . . . . . . .721
Stemphylium solani . . . . . . . . . . . . . . . .722
Stemphylium vesicarium . . . . . . . . . . . .723
Steqia ilicis . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .745
Stereum hirsutum . . . . . . . . . . . . . . . . . .724
Stereum necator . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .724
Stereum purpureum . . . . . . . . . . . . . . . .386
Stereum rugosiusculum . . . . . . . . . . . . . .386
Stictis nivea . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .414
Stictis panizzei . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .530
Stigmatea fragariae . . . . . . . . . . . . . . . .550
Stigmatea rousselliana . . . . . . . . . . . . . .647
Stigmina carpophila . . . . . . . . . . . . . . . .725
Stolbur de la patata, fitoplasma del . . . . .336
Strawberry latent ringspot virus . . . . .189
Streptomyces spp. . . . . . . . . . . . . . . . . .303
Stromatinia fructigena . . . . . . . . . . . . . . .539
Stromatinia gladioli . . . . . . . . . . . . . . . .726
Strumella dryophila . . . . . . . . . . . . . . . . .416
Stubborn . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .338
Sugar beet yellows . . . . . . . . . . . . . . . . . . .87
Sugarbeet mosaic virus . . . . . . . . . . . . . . .80
Sugarcane mosaic virus . . . . . . . . . . . .190
Sweet potato chlorotic leaf spot virus . . .194
Sweet potato chlorotic stunt virus . . . .192
Sweet potato feathery mottle virus . . .194
Sweet potato internal cork virus . . . . . . .194
Sweet potato leaf curl virus . . . . . . . . .196
Sweet potato russet crack virus . . . . . . . .194
Sweet potato virus A . . . . . . . . . . . . . . . .194
Sydowia polyspora . . . . . . . . . . . . . . . . .727
Taphria populina . . . . . . . . . . . . . . . . . . .731
Taphrina amygdali . . . . . . . . . . . . . . . . . .729
Taphrina aurea . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .731
Taphrina caerulescens . . . . . . . . . . . . . .728
Taphrina deformans . . . . . . . . . . . . . . . .729
Taphrina kruchii . . . . . . . . . . . . . . . . . . .730
Taphrina populina . . . . . . . . . . . . . . . . .731
Taphrina quercus . . . . . . . . . . . . . . . . . . .728
Telephora purpurea . . . . . . . . . . . . . . . . .386
Thanatephorus cucumeris . . . . . . . . . . .732
Thekopsora vaccinii . . . . . . . . . . . . . . . .561
Thielaviopsis basicola . . . . . . . . . . .734, 385
Thielaviopsis paradoxa . . . . . . . . . . . . . .382
Thyriopsis halepensis . . . . . . . . . . . . . . .735
Tilletia caries . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .736
Tilletia controversa . . . . . . . . . . . . . . . . .737
Tilletia foetida . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .738
Tilletia laevis . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .738
Tilletia tritici . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .736
Tip blight virus . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .209
Tobacco mild green mosaic virus . . . .197
Tobacco mosaic virus . . . . . . . . . . . . . . .198
Tobacco mosaic virus-cepa tomate . . . . .207
Tobacco rattle virus . . . . . . . . . . . . . . .199
Tobacco veinal necrosis virus (cepa PVYN)178
Tobacco vein-banding virus . . . . . . . . . .178
Togninia minima . . . . . . . . . . . . . . . . . . .739
Tomato bronze leaf virus . . . . . . . . . . . . .209
Tomato bronzing virus . . . . . . . . . . . . . . .209
Tomato bushy stunt virus . . . . . . . . . . .201
Tomato chlorosis virus . . . . . . . . . . . . .203
Tomato fern leaf virus . . . . . . . . . . . . . . .116
Tomato infectious chlorosis virus . . . .205
Tomato mosaic virus . . . . . . . . . . . . . . .207
Tomato spotted wilt virus . . . . . . . . . . .209
Tomato stolbur MLO . . . . . . . . . . . . . . . .336
Tomato vein yellowing virus . . . . . . . . . .125
Tomato yellow leaf curl disease . . . . . .212
Tomato yellow top virus . . . . . . . . . . . . .171
Top working disease . . . . . . . . . . . . . . . . .62
Torula alternata . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .347
Torula basicola . . . . . . . . . . . . . . . .385, 734
Trabutia quercina . . . . . . . . . . . . . . . . . .741
Trametes pini . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .601
Trametes sp. . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .573
Tranzschelia pruni-spinosae . . . . . . . . .742
Tremella clavariaeformis . . . . . . . . . . . . .492
Trichocladium basicola . . . . . . . . . . . . . .734
Trichoderma aureoviride . . . . . . . . . . . .743
Trichodorus castellanensis . . . . . . . . . . .834
Trichodorus christiei . . . . . . . . . . . . . . . .819
Trichodorus cylindricus . . . . . . . . . . . . .833
Trichodorus flevensis . . . . . . . . . . . . . . .821
Trichodorus minor . . . . . . . . . . . . . . . . .819
Trichodorus obesus . . . . . . . . . . . . . . . . .819
51
Trichodorus pachydermus . . . . . . . . . . .820
Trichodorus primitivus . . . . . . . . . . . . .834
Trichodorus similis . . . . . . . . . . . . . . . .835
Trichodorus teres, . . . . . . . . . . . . . . . . . .821
Trichodorus viruliferus . . . . . . . . . . . . .836
Trichometasphaeria turcica . . . . . . . . . .705
Trichosporon krusei . . . . . . . . . . . . . . . .505
Trichothecium roseum . . . . . . . . . . . . . .744
Tristeza de los cítricos, virus de la . . . . .106
Trochila ilicina . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .745
Trochila ilicis . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .745
Tubercularia confluens . . . . . . . . . . . . . .562
Tubercularia dryophila . . . . . . . . . . . . . .416
Tubercularia vulgaris . . . . . . . . . . . . . . .562
Tulip breaking virus . . . . . . . . . . . . . . .216
Tulip mosaic virus . . . . . . . . . . . . . . . . . .216
Tulipa virus 1 . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .216
Tulipavirus vulgare . . . . . . . . . . . . . . . . .216
Turnip mild yellows virus . . . . . . . . . . . . .86
Turnip mosaic virus . . . . . . . . . . . . . . . .217
Turnip yellows virus . . . . . . . . . . . . . . . . .86
Tylenchulus semipenetrans . . . . . . . . . .837
Tylenchus arenarius . . . . . . . . . . . . . . . .805
Tylenchus gulosus, . . . . . . . . . . . . . . . . .827
Tylenchus schachtii . . . . . . . . . . . . . . . . .796
Typhodium typhinum . . . . . . . . . . . . . . . .441
Uleomyces querci-ilicis . . . . . . . . . . . . . .434
Uncinula americana . . . . . . . . . . . . . . . .444
Uncinula clandestina . . . . . . . . . . . . . . .746
Uncinula necator . . . . . . . . . . . . . . . . . .444
Uncinula spiralis . . . . . . . . . . . . . . . . . .444
Uncinula subfusca . . . . . . . . . . . . . . . . . .444
Ungulina marginata . . . . . . . . . . . . . . . .451
Uredo pustulata var. vaccinii . . . . . . . . .561
Uredo terebinthi . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .633
Uredo tragopogonis . . . . . . . . . . . . . . . . .346
Uredo vaccinii . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .561
Urocystis agropyri . . . . . . . . . . . . . . . . . .747
Urocystis cepulae . . . . . . . . . . . . . . . . . .748
Uromyces aloes . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .749
52
Uromyces appendiculatus . . . . . . . . . . . .750
Uromyces betae . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .751
Uromyces ciceris-arietini . . . . . . . . . . . .752
Uromyces dianthi . . . . . . . . . . . . . . . . . .753
Uromyces flectens . . . . . . . . . . . . . . . . . .755
Uromyces striatus . . . . . . . . . . . . . . . . . .754
Uromyces terebinthi . . . . . . . . . . . . . . . . .633
Uromyces trifolii . . . . . . . . . . . . . . . . . . .755
Ustilago avenae . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .756
Ustilago cynodontis . . . . . . . . . . . . . . . . .757
Ustilago hordei . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .758
Ustilago maydis . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .759
Ustilago nigra . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .756
Ustilago nuda . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .760
Ustilago panici-milacea . . . . . . . . . . . . .709
Ustilago segetum var. avenae . . . . . . . . .756
Ustilago segetum var. hordei . . . . . . . . . .758
Ustilago segetum var. segetum . . . . . . . .758
Ustilago segetum var. tritici . . . . . . . . . .790
Ustilago tritici . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .790
Ustilago zeae . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .759
Ustulina deusta . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .509
Vakrabeeja sigmoidea . . . . . . . . . . . . . . .528
Valsa abietis . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .761
Valsa cenisia . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .761
Valsa cincta . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .763
Valsa friesii . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .761
Valsa sordida . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .762
Valsaria insitiva . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .763
Valsonectria parasitica . . . . . . . . . . . . . .408
Variegación de los cítricos, virus de la . .109
Variegación infecciosa de los cítricos . . .109
Vein enation . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .110
Vein mosaic of red clover . . . . . . . . . . . .184
Venas amarillas del pepino, virus de las .119
Venas gruesas de la lechuga, virus de las 141
Venturia cerasi . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .764
Venturia inaequalis . . . . . . . . . . . . . . . . .765
Venturia populina . . . . . . . . . . . . . . . . . .766
Venturia pyrina . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .767
Venturia pyrina f. pyri . . . . . . . . . . . . . . .767
Vermicularia graminicola . . . . . . . . . . . .485
Verticillium albo-atrum . . . . . . . . . . . . .768
Verticillium dahliae . . . . . . . . . . . . . . . . .769
Verticillium theobromae . . . . . . . . . . . . .771
Vira cabeça virus . . . . . . . . . . . . . . . . . . .209
Viroide B de los cítricos . . . . . . . . . . . . .244
Viroide de la viña-f . . . . . . . . . . . . . . . . .239
Viroide I de los cítricos . . . . . . . . . . . . . .230
Viroide II de los cítricos . . . . . . . . . . . . .244
Viroide III de los cítricos . . . . . . . . . . . . .234
Viroide IV de los cítricos . . . . . . . . . . . .236
Viroide latente del lúpulo . . . . . . . . . . . .243
Viroide variable de los cítricos . . . . . . . .230
Viruela del albaricoquero . . . . . . . . . . . . .58
Viruela del ciruelo, virus de la . . . . . . . . .168
Virus "rattle" del tabaco . . . . . . . . . . . . . .199
Virus A de la patata . . . . . . . . . . . . . . . . .173
Virus de la France del Champiñón . . .219
Virus latente de la alcachofa . . . . . . . . . . .64
Virus latente de las manchas anulares
de la fresa . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .189
Virus latente del clavel . . . . . . . . . . . . . . .92
Virus M de la patata . . . . . . . . . . . . . . . . .174
Virus Q de la remolacha . . . . . . . . . . . . . .85
Virus S de la patata . . . . . . . . . . . . . . . . .175
Virus V del haba . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .89
Virus X de la patata . . . . . . . . . . . . . . . . .176
Virus Y de la patata . . . . . . . . . . . . . . . . .178
Viscum album . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .853
Viscum cruciatum . . . . . . . . . . . . . . . . . .853
Viscum spp . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .853
Volutella buxi . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .647
Walnut ringspot . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .98
Walnut yellow mosaic . . . . . . . . . . . . . . . .98
Watermelon mosaic virus . . . . . . . . . . .220
Watermelon mosaic virus 1 . . . . . . . . . . .155
Watermelon mosaic virus 2 . . . . . . . . . . .220
Watery stipe . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .219
Western celery mosaic virus . . . . . . . . . . .97
Wheat dwarf virus . . . . . . . . . . . . . . . .222
Whetzelinia sclerotiorum . . . . . . . . . . . . .695
White lupin mosaic virus . . . . . . . . . . . . . .78
Wilsonomyces carpophilus . . . . . . . . . . .725
Wojnowicia graminis . . . . . . . . . . . . . . . .772
Wojnowicia hirta . . . . . . . . . . . . . . . . . . .772
Woody gall disease . . . . . . . . . . . . . . . . .110
X disease . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .219
Xanthochrous rickii . . . . . . . . . . . . . . . . .504
Xanthomonas ampelina . . . . . . . . . . . . . .318
Xanthomonas arboricola pv. juglandis .304
Xanthomonas arboricola pv. pruni . . . .305
Xanthomonas axonopodis pv.
malvacearum . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .306
Xanthomonas axonopodis pv. phaseoli .307
Xanthomonas axonopodis pv. vesicatoria316
Xanthomonas axonopodis pv.
vesicatoria . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .309
Xanthomonas campestris pv. campestris311
Xanthomonas campestris pv. cucurbitae .312
Xanthomonas campestris pv. juglandis . .304
Xanthomonas campestris pv.
malvacearum . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .306
Xanthomonas campestris pv. pelargoni .315
Xanthomonas campestris pv. phaseoli . .307
Xanthomonas campestris pv. pruni . . . . .305
Xanthomonas campestris pv.
vesicatoria . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .309, 316
Xanthomonas campestris . . . . . . . . . . . . .311
Xanthomonas cucurbitae . . . . . . . . . . . .312
Xanthomonas euvesicatoria . . . . . . . . . . .309
Xanthomonas fragariae . . . . . . . . . . . . .313
Xanthomonas hortorum pv. pelargonii 315
Xanthomonas juglandis . . . . . . . . . . . . . .304
Xanthomonas malvacearum . . . . . . . . . .306
Xanthomonas pelargonii . . . . . . . . . . . . .315
Xanthomonas perforans . . . . . . . . . . . . . .309
Xanthomonas phaseoli var. fuscans . . . .307
Xanthomonas phaseoli . . . . . . . . . . . . . . .307
Xanthomonas pruni . . . . . . . . . . . . . . . . .305
53
Xanthomonas vesicatoria . . . . . . . .309, 316
Xiphinema arenarium . . . . . . . . . . . . . . .843
Xiphinema bulgariensis . . . . . . . . . . . . .843
Xiphinema cornurum . . . . . . . . . . . . . . .843
Xiphinema diversicaudatum . . . . . . . . . .839
Xiphinema index . . . . . . . . . . . . . . . . . .841
Xiphinema italiae . . . . . . . . . . . . . . . . . .843
Xiphinema paraelongatum . . . . . . . . . . .839
Xiphinema rivesi . . . . . . . . . . . . . . . . . .845
Xyloma acerinum . . . . . . . . . . . . . . . . . .686
Xyloma concava . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .745
Xyloma girans . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .686
Xyloma lacrymans . . . . . . . . . . . . . . . . . .686
Xyloma leucocreas . . . . . . . . . . . . . . . . . .688
Xyloma mespili . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .426
Xyloma punctatum . . . . . . . . . . . . . . . . . .687
Xyloma salicinum . . . . . . . . . . . . . . . . . .688
Xylophilus ampelinus . . . . . . . . . . . . . . .318
Yarba . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .104
Zucchini yellow mosaic virus . . . . . . . .223
Zygotylenchus browni . . . . . . . . . . . . . . .846
Zygotylenchus guevarai . . . . . . . . . . . . .846
Zythia fragariae . . . . . . . . . . . . . . . . . . . .486
54
Virus
Alfalfa mosaic virus (AMV)
Virus del Mosaico de la alfalfa
Sinónimos: Lucerne mosaic virus, Alfalfa virus 1 y 2, Medicago virus 2, Marmor medicaginis.
Taxonomía: Familia: Bromoviridae; Género: Alfamovirus.
Descripción: Partículas baciliformes de distintas longitudes, la mayor de aproximadamente 60 nm máximo, con tres moléculas de ARN monocatenario de sentido positivo de
3,25; 2,25; y 1,95 kb correspondientes a ARN 1, ARN 2 y ARN 3 respectivamente. Existe
un ARN 4 de 0,88 kb. Los viriones contienen un 16% de ácido nucleico.
Citopatología: Cuerpos de inclusión amorfos, granulares, pueden verse en el citoplasma
y vacuolas de las células de plantas de tabaco infectadas por este virus.
Huéspedes: Alfalfa, patata, pimiento, tomate, apio, judía, guisante, garbanzo, etc.
Sintomatología: Causa enanismo y malformaciones con moteado y mosaico en alfalfa y
necrosis del tubérculo de patata. En especies hortícolas causa mosaico y necrosis foliares. En tomate, amarilleo inicial o bronceado de las yemas terminales. Foliolos curvados
hacia abajo. Necrosis de los nervios de los foliolos. Manchas necróticas en hojas confluyendo hasta formar placas. Los botones apicales y las hojas más jóvenes pueden llegar a
necrosarse, necrosis que pueden extenderse a ramas y tallo principal. Ralentización del
crecimiento. Decoloración marrón–rojiza del floema cerca del cuello. Frutos cuajados
con manchas necróticas
Transmisión: Se transmite por inoculación mecánica, por semilla, por polen y por pulgones de forma no persistente. Están citados Acyrthosiphon pisum (Harris), A. kondei
(Shinji), Myzus persicae (Sulz.)
Distribución geográfica: Mundial; en España se ha citado en Aragón.
Referencias:
− Delgado Enquita, I., Luna Calvo, L. (1992). Incidencia de las virosis mosaico y "enations" en plantas aisladas de alfalfa. Pastos 22: 85–92.
− Díaz Ruiz, J.R. (1976). Alfalfa mosaic virus aggregation forms. Plant Science Letters
6: 349–352.
− Díaz Ruiz, J.R., Moreno, R. (1972). Características sintomatológicas, morfológicas y
ultraestructurales de una raza del virus mosaico de la alfalfa encontrada en España.
Microbiología Española 25: 125–140.
57
Apple chlorotic leaf spot virus (ACLSV)
Virus de las manchas cloróticas del manzano
Sinónimos: Apple latent virus 1, Pear ring mosaic virus, Pear ring pattern mosaic virus,
plum pseudopox o falsa sharka, viruela del albaricoquero o butteratura, cherry black canker / rough bark / line pattern, plum bark split.
Taxonomía: Familia: Flexiviridae; Género: Trichovirus.
Descripción: Los viriones son filamentos flexuosos de estructura helicoidal de 720 x 12 nm,
que contienen una sola molécula de RNA de cadena sencilla y sentido positivo de 7,55 kb.
Huéspedes: Albaricoquero, almendro, cerezo, ciruelo, melocotonero y otros Prunus spp.
ornamentales; manzano, membrillero, peral y algunas rosáceas ornamentales; frambueso
y lúpulo.
Sintomatología: Los aislados comunes del virus afectan poco a la mayoría de las especies y cultivares. Induce la denominada falsa sharka en frutos de ciruelo y la viruela en
frutos de algunas variedades de albaricoquero. También causa necrosis en frutos de cerezo. Provoca mal prendimiento del injerto de Prunus spp. en vivero cuando se injerta
sobre patrones infectados. En melocotonero franco causa líneas y puntos que forman un
jaspeado verde, más oscuro que el color normal, en las hojas jóvenes y en algunos cultivares acanaladuras en la madera. En ciruelo causa ramas aplanadas y corteza agrietada.
En albaricoquero causa retraso en el crecimiento y, según la cepa del virus, puede llegar
a provocar la formación de rosetas con entrenudos muy cortos. En membrillero causa
crecimiento débil en primavera, manchas cloróticas, deformaciones en hojas y frutos pequeños y poco numerosos.
Transmisión: Por injerto y otras multiplicaciones vegetativas y experimentalmente por
inoculación mecánica.
Distribución geográfica: Mundial.
Referencias:
– Cambra, M., Llácer, G. (2000). Virus de las manchas cloróticas foliares del manzano.
24–25. En: Enfermedades de los frutales de pepita y hueso. Monografía de la Sociedad Española de Fitopatología nº 3. Ed. Montesinos, E., Melgarejo, P., Cambra,
M.A., Pinochet, J. SEF/Mundi–Prensa. Madrid. 147pp.
– Cañizares, M.C., Aparicio, F., Amari, K., Pallás, V. (2001). Studies on the aetiology of
apricot “Viruela” disease. Acta Horticulturae 550: 249–255.
58
– Desvignes, J.C. (1999). Virus diseases of fruit trees. CTIFL, París (ISBN: 2–87911–
122–6). 202pp.
– Gella, R. (1989). Effect of some virus diseases on the performance of two clones of
'Agua de Aranjuez' pear. Acta Horticulturae 256: 137–142.
– Juárez, J., Arregui, J.M., Camarasa, E., Cambra, M., Llácer, G., Ortega, C., Ortega, V.,
Navarro, L. (1989). Recovery of virus–free peach trees from selected clones by
shoot–tip grafting in vitro. Acta Horticulturae 235: 77–83.
– Llácer, G. (1978). Las virosis y micoplasmosis de los árboles frutales. INIA. Madrid.
– Llácer, G., Cambra, M., Laviña, A., Aramburu, J. (1985). Suitable conditions for detecting Apple chlorotic leaf spot virus in apricot trees by enzyme–linked immunosorbent assay (ELISA). Agronomie 5: 809–812.
– Llácer, G., Cambra, M., Laviña, A., Aramburu, J. (1986). Viruses infecting stone fruit
trees in Spain. Acta Horticulturae 193: 95–99.
– Llácer, G., Cambra, R. (1975). Anomalies dans le comportement de certaines varietés
de pêcher et d'abricotier greffées sur divers types de prunier et leur relation possible avec le virus du chlorotic leaf spot. Acta Horticulturae 44: 99–106.
– Peña–Iglesias, A., Ayuso–González, P. (1975). Preliminary identification of the viruses
producing Spanish apricot pseudopox (viruela) and apricot mosaic diseases. Acta
Horticulturae 44: 255–265.
59
Apple mosaic virus (ApMV)
Virus del mosaico del manzano
Sinónimos: Apple infectious variegation virus, Rose infectious clorosis virus, Rose mosaic virus, European plum line pattern virus, Hop virus A, Birch line pattern virus, Horse
chesnut yellow mosaic virus.
Taxonomía: Familia: Bromoviridae; Género: Ilarvirus.
Descripción: Partícula isométrica baciliforme de alrededor de 26 nm y 29 nm y probablemente una tercera, con coeficientes de sedimentación de 117 S, 95 S y 88 S. Genoma
tripartido de ARN monocatenario de sentido positivo. El ácido nucleico supone el 16%
del virus.
Huéspedes: Manzano y otras especies de Malus, avellano, frutales de hueso como albaricoquero, almendro, ciruelo, cerezo y melocotonero, rosal, frambueso y otras rosáceas y lúpulo.
Sintomatología: Causa manchas foliares cloróticas bien delimitadas de contorno irregular o anguloso. También produce nerviaciones amarillas y clorosis lineal. Las hojas
caen prematuramente. En algunos cultivares de almendro se produce necrosis de yemas.
En hojas de frambueso y otras rosáceas produce manchas necróticas. A menudo es asintomático.
Transmisión: Se transmite por injerto, por polen y experimentalmente por inoculación
mecánica.
Distribución geográfica: Mundial.
Referencias:
– Aramburu, J.M., Rovira, M. (1995). Effect of apple mosaic virus (ApMV) on the growth
and yield of "Negret" hazelnut. Acta Horticulturae 386: 565–568.
– Barea, A., Sanz, T. (1995). Virus control in standard mother fruit trees scion varieties
grown in the nurseries. Acta Horticulturae 386: 195–200.
– Llácer, G. (1978). Las virosis y micoplasmosis de los árboles frutales. INIA. Madrid.
– Llácer, G., Cambra, M., Laviña, A., Aramburu, J. (1986). Viruses infecting stone fruit
trees in Spain. Acta Horticulturae 193: 95–99.
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– Pallás, V. Cambra, M. (2000). Ilarvirus en frutales de hueso y de pepita (PNRSV, PDV,
y ApMV). 25–27. En: Enfermedades de los frutales de pepita y hueso. Ed. Montesinos, E., Melgarejo, P., Cambra, M.A., Pinochet, J. SEF/Mundi–Prensa. Madrid.
147pp.
– Pallás, V., Sánchez–Navarro, J.A., Díez, J., Sánchez–Pina, M.A., Desvignes, J.A., Rowhani, A. (1995). Characteristics and genomic organization of Apple mosaic ilarvirus. Acta Horticulturae 386: 100–108.
61
Apple stem grooving virus (ASGV)
Virus de la madera asurcada del manzano
Sinónimos: Apple latent 2, apple junction necrotic pitting, apple Virginia Crab decline,
apple brown line, top working disease.
Taxonomía: Familia: Flexiviridae; Género: Capillovirus.
Descripción: Los viriones son filamentos flexuosos de 600–700 nm de longitud y 12 nm
de diámetro, construidos a partir de subunidades proteicas estructuradas helicoidalmente.
Coeficiente de sedimentación de 112 S. Contienen RNA monocatenario de sentido positivo de 6,5 kb. El RNA está poliadenilado en el extremo 3'.
Huéspedes: Manzano, peral, Pyrus spp.orientales, como el nashi y algunas plantas ornamentales.
Sintomatología: Causa estrías más o menos profundas en la madera que se corresponden con unos salientes en la cara interna de la corteza. En los tejidos inmediatos por encima de la unión con el portainjerto, aparece una línea parda producida por la necrosis del
xilema y del floema. A nivel de la unión se observa un engrosamiento del tronco que alterna con zonas aplanadas o deprimidas. Las hojas de algunos Pyrus orientales suelen
mostrar clorosis en los márgenes de las nerviaduras. Es particularmente infectivo sobre
el cultivar Virginia Crab de manzano, resultando asintomático en muchos otros.
Transmisión: Por injerto y multiplicación vegetativa, experimentalmente por inoculación mecánica.
Distribución geográfica: Japón y otros países asiáticos y en todas las zonas de cultivo
del manzano (América del Norte, Europa y Oceanía).
Referencias:
– Desvignes, J.C. (1999). Virus diseases of fruit trees. CTIFL, París (ISBN: 2–87911–
122–6). 202pp.
– Gella, R. (1976). Virus symptoms observed in “Virginia Crab” apple trees inoculated
with “Verdedoncella”. Mitteilungen aus der Biologischen Bundesanstalt für Land
und Forstwirtschaft 170: 79–82.
– Gella, R. (1989). Effect of some virus diseases on the performance of two clones of
'Agua de Aranjuez' pear. Acta Horticulturae 256: 137–142.
– Llácer, G. (1978). Las virosis y micoplasmosis de los árboles frutales. INIA. Madrid.
62
Apple stem pitting virus (ASPV)
Virus de la madera estriada del manzano
Sinónimos: Pear stony pit disease, apple spy epinasty, apple decline disease, Spy (o Pyronia) epinasty and decline, pear vein yellows virus.
Taxonomía: Familia: Flexiviridae; Género: Foveavirus.
Descripción: Partículas filamentosas flexuosas de 800 nm de longitud y 12–15 nm de diámetro, con una molécula de RNA monocatenario de sentido positivo.
Huéspedes: El manzano es su huésped natural (son especialmente sensibles algunos cultivares de sidra y Malus spp. ornamentales). Produce síntomas cuando es inoculado en
peral, membrillero o en el híbrido Pyronia.
Sintomatología: La mayoría de los cultivares de manzano son tolerantes al virus. En los
sensibles induce una importante reducción del vigor, de la producción y de la calidad, debido a las estrías que produce en la madera. En cultivares sensibles o en sus plantas indicadoras produce necrosis del nervio principal de las hojas, que induce epinastia,
manchas cloróticas y necróticas en el limbo y finalmente necrosis generalizada en los
brotes jóvenes. Hay aislados agresivos que provocan un rápido decaimiento.
Transmisión: Por injerto y propagación vegetativa. Experimentalmente por inoculación
mecánica.
Distribución geográfica: Mundial en las zonas de cultivo de manzano.
Referencias:
– Desvignes, J.C. (1999). Virus diseases of fruit trees. CTIFL, París (ISBN: 2–87911–
122–6). 202pp.
– Gella, R. (1989). Effect of some virus diseases on the performance of two clones of
'Agua de Aranjuez' pear. Acta Horticulturae 256:137–142.
– Llácer, G. (1978). Las virosis y micoplasmosis de los árboles frutales. INIA. Madrid.
63
Artichoke latent virus (ArLV)
Virus latente de la alcachofa
Sinónimos: Artichoke Californian latent virus.
Taxonomía: Familia: Potyviridae; Género: Potyvirus.
Descripción: Partícula flexuosa de 725–746 nm de longitud y 12 nm de diámetro, que
contiene una simple cadena lineal de ARN recubierta por proteína. Los viriones contienen un 6% de ácido nucleico.
Citopatología: Los virus pueden encontrarse en las células del mesófilo, epidermis de las
hojas, en el parénquima vascular y en las células acompañantes. Presenta los cuerpos de
inclusión típicos de los Potyvirus (“Pinwheels”).
Huéspedes: Cynara scolymus, C. cardunculus.
Sintomatología: No presenta síntomas característicos. Falta de desarrollo de las plantas
y moteado amarillo. En todas las plantas que presentan el síndrome conocido como “Degeneración“ de la alcachofa se detecta la presencia de este virus. Dicho síndrome presenta
hojas muy recortadas que se asemejan a las del cardo, enanismo acusado o un desarrollo
exuberante, pero sin producción o con producción poca y muy tardía.
Transmisión: Transmisión vegetativa y por áfidos de forma no persistente, estando citados Myzus persicae, Aphis fabae, Brachycaudus cardui.
Distribución geográfica: Albania, Argelia, Egipto, Francia, Italia, España, Grecia, Líbano, Israel, Marruecos, Túnez, Turquía, Australia, California, Brasil.
Referencias:
– Brunt, A.A., Crabtree K., Dallwitz M.J., Gibbs A.J., Watson L., Zurcher E.J. (Eds.)
(1996). Artichoke latent potyvirus. Plant Viruses Online. Descriptions and List from
the VIDE Database. http://image.fs.uidaho.edu
– Dallwitz, M.J., Paine T., Zurcher E. (2004). Artichoke latent virus.. ICTVdB Descriptions. http://www.ictvdb.rothamsted.ac.uk
– Juárez, M., Ortega A., Jordá C. (1995). Incidencia viral en el cultivo de la alcachofa.
Agrícola Vergel nº 165, 524–527.
– Ortega, A., Juárez M., Jordá C. (1994). La alcachofa: Pasado, presente y futuro. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias. Fuera de Serie nº 2. Diciembre 1994: 355–370.
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– Peña–Iglesias, A., Ayuso–González P. (1972). Degeneration of spanish globe artichoke
(Cynara scolymus L.) plants I. Virus isolation, host range, purification and ultrastructure of infected hosts. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias. Serie: Protección Vegetal 2: 89–122.
– Rana, G.L., Russo M., Gallitelli D., Martelli G.P. (1982). Artichoke latent virus: characterization, ultraestructure and geographical distribution. Annales of Applied Biology 101: 279–289.
65
Banana streak virus
Virus del rayado del banano
Taxonomía: Familia: Caulimoviridae; Género: Badnavirus.
Descripción: Partículas bacilariformes de 150–130 nm de longitud y 30 nm de diámetro,
que contienen una cadena doble de ADN circular de 7,4 kb.
Huéspedes: Platanera y caña de azucar
Sintomatología: Mosaico estriado clorótico en las hojas. Puede confundirse con los síntomas ocasionados por la infección del Cucumber mosaic virus. Posteriormente aparece
un rayado necrótico en la hoja, necrosis en el nervio principal y en la base del peciolo.
Necrosis interna en las vainas del pseudotallo. Presencia errática de los síntomas, con
periodos asintomáticos.
Transmisión: Por material de propagación principalmente y por los vectores de la familia Pseudococcidae, Planococcus citri y Pseudococcus sp., de forma semipersistente.
Distribución geográfica: Ha sido confirmada la presencia de este virus en las zonas de
producción del género Musa de Asia, Africa, Australasia, América y Europa, entre otros:
Costa de Marfil, Indonesia, Kenia, Marruecos, Jordania, Ruanda, Tanzania, Zanzíbar, etc.
En España está restringido al Archipiélago Canario.
Referencias:
– Jones, D.R. and Lockhart B.E.L. (1993). Banana streak disease. Musa Disease Fact
Sheet nº 1. International Network for the improvement of Banana and Plantain,
Montpellier, France
– Lockhart, B.E.L. (1994). Banana streak. En: Compendium of Tropical Fruit Diseases
(Ploettz R.C., Zentmeyer G.A., Nishijima W.T., Rohrbachand, K.G., Ohr H.D.).
APS Press. The American Phytopathological Society 19–20.
– Lockhart, B.L., Jones, D.R. (2000). Banana streak. En: Diseases of banana, abaca and
enset. (Jones D.R.) CABI Publishing 263–274.
66
Barley mild mosaic virus (BaMMV)
Virus del mosaico suave de la cebada
Sinónimos: Aislado M del virus del mosaico amarillo de la cebada (Barley yellow mosaic virus); Cepa transmisible mecánicamente del virus del mosaico amarillo de la cebada
(Barley yellow mosaic virus)
Taxonomía: Familia: Potyviridae; Género: Bymovirus
Descripción: Las partículas son filamentosas, ligeramente flexuosas, de 12 nm de grosor y de dos longitudes de 270 y 568 nm, que encapsidan dos moléculas distintas de ARN
monocatenario de sentido positivo, de 4 kb y 8 kb respectivamente.
Citopatología: En el citoplasma de células infectadas de hojas y raíces se pueden observar bandas de partículas virales e inclusiones tipo "pinwheels". En secciones transversales los "pinwheels" se observan como agregados laminares, pero no en estructuras tipo
"scrolls".
Huéspedes: El único huésped natural conocido es la cebada. El virus se transmite por inoculación mecánica a Hordeum spp., Aegilops spp., Eremopyrum hirsutum, Lagurus ovatus, Triticosecale (triticale) Secale cereale, Triticum durum. La transmisión del virus por
el vector sólo se ha conseguido en cebada.
Sintomatología: Los síntomas iniciales son estrías cloróticas de tamaño variable e
irregularmente distribuidas en las hojas jóvenes, que posteriormente se transforman
en mosaico. A menudo estos síntomas van asociados a un enrollamiento hacia arriba
de los bordes de las hojas y, ocasionalmente, a manchas necróticas, amarilleo y
muerte prematura de las hojas viejas. Los síntomas en las hojas se observan mejor a
temperaturas inferiores a 20ºC; a temperaturas superiores las hojas nuevas no muestran síntomas
Transmisión: Se transmite mecánicamente y por Polymyxa graminis. Los virus se introducen en las raíces de la cebada a partir de las zoosporas del hongo que permanecen
en el suelo o de los zoosporangios. Las esporas se mantienen infectivas varios años en
el suelo.
Distribución geográfica: Está ampliamente distribuido en los países del este, oeste, norte,
y centro de Europa. En el sur de Europa se ha detectado en Italia, Grecia y España. También se halla presente en Asia.
67
Referencias:
– Achon, M.A., Ratti, C., Rubies–Autonell, C. (2003). Ocurrence of Barley mild mosaic
virus in Barley in Spain. Plant Disease 1004.
– Huth, W., Adams, M.J. (1990). Barley yellow mosaic virus (BaYMV) and BaYMV–M:
Two different viruses. Intervirology 31: 38–42.
– Kashiwazaki, S., Huth, W., Lesemann, D.E. (1998). Descriptions of Plant viruses.
CMI/AAB nº 356.
68
Barley stripe mosaic virus (BSMV)
Virus del mosaico rayado de la cebada
Sinónimos: Barley false stripe virus
Taxonomía: Género: Hordeivirus
Descripción: Es un virus multiparticulado; dependiendo de la cepa puede tener de 2 a 4
partículas en forma de barilla de 22 nm de grosor y de longitudes que oscilan entre 100
y 148, según el tamaño de la molécula de ARN que encapsidan. El genoma funcional es
ARN monocatenario tripartido, pero se han descrito cepas con cinco moléculas de RNA.
Citopatología: En todos los tejidos se detectan partículas: mesófilo, parénquima vascular, epidérmico, tubos cribosos, traqueidas y las células del polen, óvulos y embrión. En
las células infectadas se observan inclusiones globulares que no contienen partículas.
Huéspedes: Los únicos huéspedes naturales conocidos son cebada, trigo y avena salvaje.
Experimentalmente se ha determinado la susceptibilidad de más de 240 especies de gramíneas, y especies de las familias Chenopadiaceae, Amaranthaceae y Primulaceae.
Sintomatología: Los síntomas van desde un mosaico estriado suave a necrosis letales.
Transmisión: Por semilla y mecánicamente. No se conoce ningún vector.
Distribución geográfica: Mundial.
Referencias:
– Atabekov, J.G., Novikov, V.K. (1989). Barley Stripe mosaic virus. Descriptions of Plant
viruses. CMI/AAB nº 344.
– Jordá, C., Medina V. (1986) Barley stripe mosaic virus en España: Ensayos preliminares. Actas II Congreso Nacional de la Sociedad Española de Ciencias Hortícolas
(S.E.C.H.). Córdoba. Volumen II, 1027–1031.
69
Barley yellow dwarf virus (BYDV)
Virus del enanismo amarillo de la cebada
Sinónimos: Cereal yellow dwarf virus, actualmente este virus se incluye dentro del género Poleovirus; Oat red leaf virus; Hordeum virus nanescens.
Taxonomía: Familia: Luteoviridae; Género: Luteovirus
Descripción: Partícula isométrica de 20–30 nm de diámetro con una molécula de RNA
de cadena sencilla y sentido positivo de 5,6 kb. El ácido nucleico supone el 28% del
virión.
Citopatología: Los viriones están limitados al floema. Se pueden encontrar tanto en el
citoplasma como en el núcleo y alrededor de los plasmodesmos. Se detectan cristales,
cuerpos X y cuerpos membranosos. En algunos aislados de la cepa PAV se han encontrado
vesículas con doble membrana.
Huéspedes: Trigo, cebada, avena, maíz, ballico, arroz y otras gramíneas.
Sintomatología: Reducción del crecimiento, ahijado excesivo, cambios de color en las
hojas dependiendo de la especie afectada, amarilleo en trigo y cebada, enrojecimiento en
avena, anaranjado en arroz. La producción de la planta y la capacidad germinativa de la
semilla se ven afectadas.
Transmisión: Se transmite por pulgones de forma persistente circulativa, existiendo especificidad entre la especie transmisora de pulgón y la cepa del virus. Las distintas cepas,
según autores, se pueden considerar virus distintos.
Distribución geográfica: Mundial; en España se ha señalado en todas las regiones de cultivo de cereales.
Referencias:
– Comas, J., Pons, X., Albajes, R. (1991). Advances in the knowledge of BYDV epidemiology in Spain. Bulletin OILB/SROP 14: 75–81.
– Comas, J., Pons, X., Albajes, R., Plumb, R.T. (1993). The role of maize in the epidemiology of barley yellow dwarf virus in Northeast Spain. Journal of Phytopathology
138: 244–248.
– Comas, J., Pons, X., Albajes, R., Plumb, R.T. (1995). Occurence of Barley yellow dwarf
virus strain incidence in small grain cereals in northeast Spain. Journal of Phytopathology 143: 609–611.
70
– Comas, J., Pons, X., Albajes, R., Plumb, R.T. (1996). Barley yellow dwarf luteovirus
(BYDV) infectivity of alate aphid vectors in northeast Spain. Journal of Phytopathology 144: 273–276.
– Fereres, A., Lister, R.M., Castanera, P., Foster, J.E. (1989). Identification, distribution
and vector population dynamics of barley yellow dwarf virus in three cereal producing areas of Spain. Journal of Phytopathology 126: 79–91.
– Fereres, A., Shukle, R.H., Araya, J.E., Foster, J.E. (1990). Probing and feeding behavior of Sitobion avenae (F.) (Hom., Aphididae) on three wheat cultivars infected
with barley yellow dwarf virus. Journal of Applied Entomology 109: 29–36.
– Jordá C., Osca J.M., Alfaro A., (1987). The BYDV in Spain. World Pespectives on Barley
Yellow Dwarf Virus. I.S.B.N. 968–6127–39–9. Ed. P.A..Burnett. CYMMYT, 45–48
– Jordá, C., Medina, V., García–Giménez, J., Alfaro, A. (1987). Incidence of Barley yellow dwarf virus on rice in Spain. Phytopathologia Mediterranea 26: 11–14.
– Moriones, E., García–Arenal, F. (1991). Occurrence of barley yellow dwarf viruses in
small–grain cereals and in alternative hosts in Spain. Plant Disease 75: 930–934.
– Moriones, E., Ortego, F., Ruiz–Tapiador, M., Gutierrez, C., Castanera, P., García–Arenal, F. (1993). Epidemiology of RPV and PAV–like barley yellow dwarf viruses on
winter barley in central Spain. Crop Protection 12: 224–228.
– Serrano, L., Marsiñach, M., Achon, M.A. (2004). Detección de nuevos virus en cereales asociados a un brote epidémico de Barley yellow dwarf virus (BYDV).
XII Congreso de la Sociedad Española de Fitopatología. Gerona, 121.
71
Barley yellow mosaic virus (BaYMV)
Virus del mosaico amarillo de la cebada
Taxonomía: Familia: Potyviridae; Género: Bymovirus
Descripción: Las partículas son filamentosas, ligeramente flexuosas, de 13 nm de grosor y de dos longitudes: 275 y 550 nm. El genoma consiste en dos moléculas de ARN monocatenario de sentido positivo de 7.6 y 2.4 kb.
Citopatología: En el citoplasma de las células infectadas se pueden observar inclusiones
tipo "pinwheels" y cristales.
Huéspedes: El único huésped conocido es la cebada.
Sintomatología: BaYMV es uno de los dos agentes que causa el mosaico amarillo de
la cebada (el otro es el Barley mild mosaic virus, BaMMV). Estos dos virus infectan a
la cebada juntos o separadamente, y causan síntomas similares. Las hojas de las plantas
infectadas son alargadas, con moteados verde pálido o amarillo. Algunas veces las hojas
se vuelven completamente amarillas y con manchas necróticas y las plantas enanas.
Transmisión: Se trasmite por el hongo protozoario Polymyxa graminis y pobremente
por inoculación mecánica. Los virus se introducen en las raíces de la cebada a partir de
las esporas del suelo. Las esporas se mantienen infectivas durante periodos superiores a
10 años.
Distribución geográfica: Se ha citado en las mismas áreas que BaMMV. Está ampliamente distribuido en los países del oeste de Europa, incluyendo Francia, Bélgica, Gran
Bretaña, Alemania. También se ha citado en Italia, Grecia y más recientemente en España.
Referencias:
– Achon, M.A., Marsiñach, M., Ratti, C., Rubies–Autonell, C. (2005). First report of Barley yellow mosaic virus in Barley in Spain. Plant Disease 105.
– Adams, M.J. (2000). Descriptions of plant viruses. CMI/AAB nº 374.
– Huth, W., Adams, M.J. (1990). Barley yellow mosaic virus (BaYMV) and BaYMV–M:
Two different viruses. Intervirology 31: 38–42.
72
Bean common mosaic necrosis virus (BCMNV)
Virus de la necrosis del mosaico común de la judía
Sinónimos: serotype A de BCMV.
Taxonomía: Familia: Potyviridae; Género: Potyvirus
Descripción: Partícula filamentosa y flexuosa de 750 x 12–15 nm, con una única molécula lineal de RNA de cadena sencilla y de sentido positivo de 10 kb. El ácido nucleico
supone el 5% del virión.
Citopatología: Inclusiones citoplasmáticas características en forma de “pinwheels” (molinillos) o “scrolls” (tubulares) y círculos.
Huéspedes: Limitado a las especies del género Phaseolus, principalmente P. vulgaris, y
ocasionalmente, a Lupinus luteus.
Sintomatología: Causa mosaico común, malformaciones y rugosidad en las hojas, así
como necrosis de venas y de raíz, pudiendo llegar a producir la muerte de la planta en variedades portadoras del gen I.
Transmisión: Se transmite por pulgones de forma no persistente, estando citados como
más eficientes varias especies de áfidos, entre los que cabe destacar Acyrtosiphon pisum,
Aphis craccivora, Aphis fabae y Myzus persicae. Por inoculación mecánica, por polen y
por semilla.
Distribución geográfica: Zonas de cultivo de la judía común. En España, ampliamente
distribuido.
Referencias:
– Bean common (BCMV) and bean common mosaic necrosis (BCMNV) potyvirus in relation to bean landraces in the Basque country (1998). Investigación Agraria: Producción y Protección Vegetales 13: 153–158.
– Sáiz, M., Castro S., de Blas C., Romero J. (1994). Serotype–specific detection of bean
common mosaic Potyvirus in bean leaf and seed tissue by enzymatic amplification.
Journal of Virological Methods 50: 145–154.
– Sáiz, M., de Blas, C., Carazo, G., Fresno, J., Romero, J., Castro, S. (1995). Incidence
and characterization of bean common mosaic virus isolates in Spanish bean fields.
Plant Disease 79: 79–81.
73
– Sáiz, M., Dopazo J., Castro S., Romero J. (1994). Evolutionary relationships among
bean common mosaic virus strains and closely related Potyvirus. Virus Research
31: 39–48.
– Vetten, H.J., Lesemann D.E., Maiss E. (1992). Serotype A and B strains of bean common mosaic virus are two distinc potyviruses. Arch. Virol. Suppl. 5: 415–431.
74
Bean common mosaic virus (BCMV)
Virus del mosaico común de la judía
Sinónimos: Bean mosaic virus, Bean virus 1, Phaseolus virus 1, Azuki bean mosaic virus,
Blackeye cowpea mosaic virus, Dendrobium mosaic virus, Guar green sterile virus,
Peanut chlorotic ring mottle virus, Peanut mild mottle virus, Peanut stripe virus, serotype
B de BCMV.
Taxonomía: Familia: Potyviridae; Género: Potyvirus
Descripción: Partícula filamentosa y flexuosa de 750 x 12–15 nm con una única molécula lineal de RNA de cadena sencilla y de sentido positivo de 10 kb. El ácido nucleico
supone el 5% del virión.
Citopatología: Inclusiones citoplasmáticas características en forma de “pinwheels” (molinillos) o “scrolls” (tubulares) y círculos.
Huéspedes: Limitado a las especies del género Phaseolus, principalmente P. vulgaris, y
ocasionalmente a Lupinus luteus.
Sintomatología: Causa mosaico común, malformaciones y rugosidad en las hojas, así
como necrosis de venas y de raíz. Su virulencia depende de la cepa y del cultivar del
huésped, pudiendo llegar a producir la muerte de la planta.
Transmisión: Se transmite por pulgones de forma no persistente, estando citados como
más eficientes varias especies de áfidos, entre los que cabe destacar Acyrtosiphon pisum,
Aphis craccivora, Aphis fabae y Myzus persicae. Por inoculación mecánica, por polen y
por semilla.
Distribución geográfica: Zonas de cultivo de la judía común. En España, ampliamente
distribuido.
Referencias:
– Bean common (BCMV) and bean common mosaic necrosis (BCMNV) potyvirus in relation to bean landraces in the Basque country. (1998). Investigación Agraria: Producción y Protección Vegetales 13: 153–158.
– Palomares, G., Sanjuan, B., Noguera, V., Minana, M., Sánchez, S., Toledo, J.M., Casares, A. (1992). The present state of improvement programs for dry bean resistance to BCMV in Spain. Annual Report Bean Improvement Cooperative 35:
92–93.
75
– Sáiz, M., Castro S., de Blas C., Romero J. (1994). Serotype–specific detection of bean
common mosaic Potyvirus in bean leaf and seed tissue by enzymatic amplification.
Journal of Virological Methods 50: 145–154.
– Sáiz, M., de Blas, C., Carazo, G., Fresno, J., Romero, J., Castro, S. (1995). Incidence
and characterization of bean common mosaic virus isolates in Spanish bean fields.
Plant Disease 79: 79–81.
– Sáiz, M., Dopazo J., Castro S., Romero J. (1994). Evolutionary relationships among
bean common mosaic virus strains and closely related Potyvirus. Virus Research
31: 39–48.
– Vetten, H.J., Lesemann D.E., Maiss E. (1992). SerotypeA and B strains of bean common mosaic virus are two distinc potyviruses. Arch. Virol. Suppl. 5: 415–431.
76
Bean leaf roll virus (BLRV)
Virus del enrollado de la hoja de la judía
Sinónimos: Pea leaf roll virus, Legume yellows virus, Michigan alfalfa virus.
Taxonomía: Familia: Luteoviridae; Género: Luteovirus
Descripción: Partícula isométrica de aproximadamente 27 nm de diámetro. Compuesto
de una molécula de RNA de cadena sencilla y sentido positivo de 6 kb. El ácido nucleico
supone el 28% del virión.
Citopatología: Virus encontrados en el floema de la plantas infectadas, donde ocasionan necrosis y colapso del floema.
Huéspedes: Guisante, judía, haba, lenteja, garbanzo, alfalfa, trébol.
Sintomatología: Causa el amarilleo internervial de las hojas viejas, así como su enrollado
y disminución de vainas en haba. En guisante, judía, garbanzo, chícharo y lenteja causa
clorosis y enanismo. En alfalfa es asintomático.
Transmisión: Se transmite por pulgones de forma persistente. Están citados Acyrthosiphon pisum, como el más eficiente vector, Myzus persicae, Macrosiphum euphorbiae y
Aphis craccivora.
Distribución geográfica: Oriente próximo, Norteamérica, Europa; en España se ha citado en Andalucía, Murcia, Castilla y León, Cataluña, Baleares y Extremadura.
Referencias:
– Carazo, G., Blas, C. de, Sáiz, M., Romero, J., Castro, S. (1993). Virus diseases of chickpea in Spain. Plant Disease 77: 210.
– Domier, L.L., McCoppin, N.K., Larsen, R.C., D’Arcy, C.J. (2002). Nucleotide sequence
shows that Bean leafroll virus has a Luteovirus–like genome organization. Journal
General Virology 83: 1791–1798.
– Fresno, J., Castro, S., Babin, M., Carazo, G., Molina, A., Blas, C. de, Romero, J. (1997).
Virus diseases of broad bean in Spain. Plant Disease 81: 112.
– Ortiz, V., Castro S., Romero J. (2005). Optimization of RT–PCR for the detection of
bean leaf roll virus in plant hosts and insect vectors. Journal of Phytopathology 153:
68–72
77
Bean yellow mosaic virus (BYMV)
Virus del mosaico amarillo de la judía
Sinónimos: Bean virus 2, Phaseolus virus 2, Gladiolus mosaic virus, Crocus tomasinianus virus, White lupin mosaic virus, Pea mosaic virus.
Taxonomía: Familia: Potyviridae; Género: Potyvirus.
Descripción: Partícula filamentosa y flexuosa de 750 x 15 nm con una única molécula
de RNA de cadena sencilla y de sentido positivo de 10 kb. El ácido nucleico supone el
5% del virión.
Citopatología: Inclusiones citoplasmáticas granulares o cristalinas. Inclusiones cristalinas intranucleares. La mayor parte de las inclusiones presentan la típica forma de “pinwheels” (inclusiones cilíndricas o en forma de molinillo) o agregados laminares.
Huéspedes: Judía, trébol, guisante, alfalfa, haba, almorta. En general está citado en muchas leguminosas, pero también en especies de las Iridáceas, como el gladiolo, fresia, etc.
Sintomatología: Manchas amarillo claro sobre fondo verde oscuro en el foliolo, extendiéndose hasta adquirir aspecto clorótico. Las primeras hojas trifoliadas se hacen cóncavas en el haz y de aspecto brillante. Reduce la longitud de los entrenudos y la producción
de vainas. En guisante causa un leve moteado en las hojas que se vuelve intenso, con
áreas verde oscuro que se forman en las venas principales. Las plantas muestran deformaciones ligeras y enanismo.
Transmisión: Se transmite por pulgones de forma no persistente, estando citadas más de
20 especies, entre las que destacan Acyrthosiphon pisum, Macrosiphum euphorbiae,
Myzus persicae y Aphis fabae. También por inoculación mecánica. La transmisión por semilla no es frecuente, se ha citado con escasa frecuencia en el caso de guisante y haba, y
con algo más en el caso de Lupinus luteus y Melilotus albus.
Por bulbos infectados en el caso de las Iridáceas.
Distribución geográfica: Áreas de cultivo de leguminosas; en España se ha señalado en
Andalucía, Murcia, Cataluña, Baleares, Extremadura, Castilla y Leon y Madrid.
Referencias:
– Blas, C. de, Carazo, G., Sáiz, M., Romero, J., Castro, S. (1993). Note on Bean yellow
mosaic virus naturally infecting Phaseolus vulgaris L. in Spain. Investigación Agraria Producción y Protección Vegetales 8: 469–473.
78
– Castro, S., Carazo, G., Sáiz, M., Romero, J., Blas, C. de (1993). Use of enzymatic
cDNA amplification as a method of detection of bean yellow mosaic virus. Neth. J.
Plant Pathol. 99: 97–100.
– Fresno, J., Castro, S., Babin, M., Carazo, G., Molina, A., Blas, C. de, Romero, J. (1997).
Virus diseases of broad bean in Spain. Plant Disease 81: 112.
– Sáiz, M., Castro, S., Carazo, G., Romero, J., Blas, C. de (1993). First report of bean yellow mosaic virus in Spain. Plant Disease 77: 429.
– Vela, A., Rubio–Huertos, M. (1974). Bacilliform particles within infected cells of Trifolium incarnatum. Phytopathologische Zeitschrift 79: 343–351.
79
Beet mosaic virus (BtMV)
Virus del mosaico de la remolacha
Sinónimos: Sugarbeet mosaic virus, Beta virus 2, Marmor betae.
Taxonomía: Familia: Potyviridae; Género: Potyvirus.
Descripción: Partícula filamentosa flexuosa de 730 nm de longitud y 13 nm de diámetro, con una molécula de RNA monocatenario de sentido positivo de 10 kb y una única
especie polipeptídica en la cápsida.
Citopatología: Inclusiones amorfas o cuerpos–X en el citoplasma de células de plantas
de remolacha infectadas e inclusiones cristalinas en los cloroplastos. Inclusiones en forma
de molinillo (“pinhweels”). El virión se encuentra en citoplasma, núcleo y cloroplastos
en todas las partes de la planta huésped.
Huéspedes: Remolacha, espinaca.
Sintomatología: En remolacha causa aclarado de venas en hojas jóvenes, que evoluciona
hacia un mosaico de manchas amarillentas, blancas y verde oscuro. Pueden aparecer hojas
arrugadas y rizadas. En espinaca causa curvatura hacia el haz de las hojas jóvenes, que
llegan a tener grandes áreas cloróticas en mosaico.
Transmisión: Se transmite por pulgones de forma no persistente y fácilmente por inoculación artificial por jugo celular. Se han citado más de 28 especies de áfidos, siendo
Aphis fabae y Myzus persicae sus principales vectores.
Distribución geográfica: Mundial.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI.). (1971). Description of Beet Mosaic
Virus. CMI/AAB. Descriptions of Plant Viruses Nº. 53.
80
Beet necrotic yellow vein virus (BNYVV)
Virus de la rizomanía de la remolacha
Sinónimos: Virus de las nervaduras amarillas y necróticas.
Taxonomía: Género: Benyvirus.
Descripción: Viriones cilíndricos que contienen cuatro moléculas lineales de RNA monocatenario de sentido positivo: el RNA 1 de 6,7 kb; el RNA 2 de 4,7 kb; el RNA 3, 1,8
kb y el RNA 4, 1,5 kb. El ácido nucleico supone el 5% del virión.
Citopatología: Las partículas se encuentran de forma dispersa en el citoplasma o en
forma de agregados.
Huéspedes: Remolacha, acelga, espinaca.
Sintomatología: Induce la enfermedad de la rizomanía. Las plantas infectadas crecen
poco y las hojas amarillean ligeramente. La acción del virus suele estar limitada a las raíces, donde causa una proliferación anormal y excesiva de raicillas, que producen un barbado de la raíz principal, cuyo desarrollo se reduce.
Transmisión: Se transmite a través del suelo por el hongo Polymyxa betae.
Distribución geográfica: Áreas de producción remolachera; en España se ha citado en
Castilla y León.
Referencias:
– Cambra–Mora, J., García–Benavides, P. (1988). Detección del virus de la rizomanía
(beet necrotic yellow vein virus) en Castilla y León. Investigación Agraria, Producción y Protección Vegetales 3: 355–367.
– Kruse, M., Koenig, R., Hoffmann, A., Kaufmann, A., Commandeur, U., Solovyev, A.G.,
Savenkov, I., Burgermeister, W. (1994). Restriction fragment length polymorphism
analysis of reverse transcription–PCR products reveals the existence of two major
strain groups of beet necrotic yellow vein virus. Journal of General Virology 75:
1835–1842.
– Raposo, R., Mateo–Sagasta, E. (1988). Detección del virus de la amarillez necrótica de
las venas de la remolacha (BNYVV) y distribución de la enfermedad de la rizomanía de la remolacha. Investigación Agraria, Producción y Protección Vegetales 3:
369–375.
81
− Koeing, R., Lüddecke, P., Hackeste, A.M. (1995). Detection of beet necrotic yellow
vein virus strains, variants and mixed infections by examining single–strand information polymorphisms of inmunocapture RT–PCR products. Journal of General Virology 76: 2051–2055.
82
Beet pseudoyellows virus (BPYV)
Virus del falso amarilleo de la remolacha
Sinónimos: Cucumber yellows virus (CuYV), Muskmelon yellows virus (MYV), Cucumber chlorotic spot virus.
Taxonomía: Familia: Closteroviridae; Género: Crinivirus.
Descripción: Partícula flexuosa de aproximadamente 900–950 nm de longitud y 12 nm
de diámetro, compuesta por ARN de simple cadena con genoma bipartido (dos moléculas de ARN de ∼ 8.000 nt; para BPYV–strawberry (cepa de fresa): 8007 nt y 7904 nt y
para CuYV (cepa japonesa de pepino): 7889 nt y 7607 nt).
Citopatología: Limitado al floema. Formación de vesículas membranosas y agregados
de partículas virales en el citoplasma de las células del floema.
Huéspedes: El rango de plantas huéspedes es bastante amplio, con especies susceptibles
pertenecientes a diferentes familias, como Amaranthaceae, Caryophyllaceae, Chenopodiaceae, Compositae, Cucurbitaceae, Malvaceae, etc., incluyendo plantas cultivadas tales
como Cucumis melo L., Cucumis sativus L., Spinacea oleracea L., Beta vulgaris L., Lactuca sativa L., Fragaria x anannasa Dutch., etc. Y plantas silvestres, tales como: Beta macrocarpa Gus., Capsella bursapastoris (L.) Medic., Chenopodium album L., Ch. murale
L., Sonchus oleraceus L., Taraxacum officinale Webber, etc. Algunas plantas no muestran síntomas, aunque estén infectadas, tales como: Datura stramonium L., Physalis floridana Rybd., Malva sylvestris L., etc.
Sintomatología: Comienza con un ligero moteado amarillo en áreas internerviales, que
va avanzando hasta que toda la hoja queda amarilla, manteniéndose los nervios verdes.
En ocasiones aparece una mancha amarilla, de márgenes difusos, alrededor de la zona del
peciolo. Esta mancha va avanzando hasta que toda la hoja se vuelve amarilla, manteniéndose, asimismo, los nervios verdes. En fresa contribuye a la expresión de la enfermedad conocida como “pallidosis” (decoloración) de la fresa.
Transmisión: De forma semipersistente por la mosca blanca de los invernaderos Trialeurodes vaporariorum (Weswood). Periodo mínimo de adquisición y de transmisión de
una hora, aunque la eficiencia en la transmisión aumenta con periodos mayores. El periodo máximo de persistencia es de siete días (Wisler et al., 1998).
Distribución geográfica: Mediterráneo; en España se ha señalado en la costa mediterránea.
83
Referencias:
– Cura, V., Soria, C., Gómez Guillamón, M.L. (1990). Host range of the causal agent of
melon yellowing disease. Report Cucurbit Genetics Cooperative 13: 29–30.
– Esteva, J., Nuez, F. (1992). Tolerance to a whitefly–transmitted virus causing muskmelon yellows disease in Spain. Theoretical and Applied Genetics 84: 693–697.
– Jordá–Gutiérrez, C., Gómez–Guillamón M.L., Juárez M., Alfaro A., (1993). Clostero–
like particles associated with a yellows diseases of melons in South–eastern Spain.
Plant Pathology 42: 722–727.
– Luis–Arteaga, M. (1994). Virus del amarilleo del pepino. Cucumber Yellows Virus.
CuYV. En (Díaz Ruiz, J.R.; García Jiménez, J.). Enfermedades de las Cucurbitáceas en España. Monografías de la SEF 1: 85.
– Nuez, F., Esteva, J., Soria, C., Gómez Guillamón, M.L. (1991). Search for sources of
resistance to a whitefly transmitted yellowing disease in melon. Report Cucurbit
Genetics Cooperative 14: 59–60.
– Soria, C., Gómez Guillamón, M.L. (1989). Transmission of the causal agent of
muskmelon yellowing disease. Report Cucurbit Genetics Cooperative 12: 40–41.
– Soria, C., Gómez Guillamón, M.L. (1990). Relationship between the causal agent of
melon yellowing disease in the South–East of Spain and its vector. Report Cucurbit Genetics Cooperative 13: 27–28.
– Soria, C., López–Sesé, A., Gómez Guillamón, M.L. (1996). Resistance mechanisms of
Cucumis melo var. agrestis against Trialeurodes vaporariorum and their use to control a closterovirus that causes a yellowing disease of melon. Plant Pathology 45:
761–766.
84
Beet virus Q (BVQ)
Virus Q de la remolacha
Taxonomía: Género: Pomovirus
Descripción: Partículas tubulares de genoma tripartido, compuestas de ARN de simple
cadena.
Huéspedes: Inicialmente considerado como un serotipo del Beet soil–borne virus
(BSBV), actualmente se considera como un virus independiente. Se presenta frecuentemente junto con este virus y con el causante de la rizomanía en remolacha azucarera,
Beet necrotic yellow vein virus (BNYVV).
Sintomatología: Su manifestación sintomatológica es difícil de determinar, por presentarse de forma conjunta con el virus de la rizomania (Beet necrotic yellow vein virus), desconociéndose asimismo su papel en la epidemiología de esta enfermedad.
Transmisión: Transmitido por Polymyxa betae.
Distribución geográfica: Albacete (La Roda) en España. Bélgica (Hainaut), Bulgaria,
Francia, Alemania, Hungría, Irán y Holanda.
Referencias:
– Farzadfar, Sh., Pourrahim, R., Golnaraghi, A.R., Ahoonmanesh, A. (2005). First report
of beet virus Q on sugarbeet in Iran. Plant Disease 89, 1359.
– Koening, R., Pleij, C.W., Beier, C., Commandeur, U. (1998). Genome properties of
Beet virus Q, a new furo–like virus from sugarbeet, determined from unpurified
virus. Journal of General Virology 79: 2027–2036.
– Rubies Autonell, C., Ratti, C., Resca, R. (2006). First report of Beet virus Q in Spain.
Plant Disease Vol. 90, n 1: 110.
85
Beet western yellows virus (BWYV)
Virus del amarilleo occidental de la remolacha
Sinónimos: Beet mild yellowing virus, Turnip yellows virus, Malva yellows virus, Radish yellows virus, Turnip mild yellows virus.
Taxonomía: Familia: Luteoviridae; Género: Polerovirus.
Descripción: Partícula isométrica de 26 nm de diámetro con una molécula de RNA de
cadena sencilla y sentido positivo de 5,64 kb. El ácido nucleico supone el 30% del virión.
Citopatología: Las partículas están confinadas al floema y asociadas con la degeneración
del mismo.
Huéspedes: Lechuga, remolacha, espinaca, guisante, judía, sandía, pepino, tomate. Las
cepas europeas que infectan remolacha se suelen denominar Beet mild yellowing virus.
Sintomatología: Causa el amarilleo de las hojas. Las hojas externas de remolacha se tornan amarillas, engrosan y se hacen quebradizas. Suelen ser invadidas por patógenos de
debilidad. En lechuga se produce un amarilleo internervial de las hojas externas.
Transmisión: Se transmite por pulgones de forma persistente circulativa, estando citadas
más de ocho especies de áfidos, siendo el más importante Myzus persicae.
Distribución geográfica: Mundial; en España se ha citado en Andalucía, Murcia, Cataluña, Baleares, Castilla y León y Extremadura.
Referencias:
– Carazo, G., Blas, C. de, Sáiz, M., Romero, J., Castro, S. (1993). Virus diseases of chickpea in Spain. Plant Disease 77: 210.
– Fresno, J., Castro, S., Babin, M., Carazo, G., Molina, A., Blas, C. de, Romero, J. (1997).
Virus diseases of broad bean in Spain. Plant Disease 81: 112.
– Pérez de San Roman, C., Ortiz, A., Ayala, J. (1996). Distribution and incidence of yellowing viruses in sugar beet crops in Spain from 1990 to 1993. Annals of Applied
Biology 128: 279–284.
86
Beet yellows virus (BYV)
Virus del amarilleo de la remolacha
Sinónimos: Beta virus 4, sugar beet yellows.
Taxonomía: Familia: Closteroviridae; Género: Closterovirus.
Descripción: Partícula filamentosa flexuosa de 1250 nm de longitud, con una molécula
de RNA monocatenario de sentido positivo de 14,5 kb. El ácido nucleico supone el 5%
del virión.
Citopatología: Asociado con la degeneración del floema.
Huéspedes: Remolacha, espinaca.
Sintomatología: Amarilleo grave. Empieza por un aclarado de venas de las hojas jóvenes, que luego se engrosan y se vuelven coriáceas y quebradizas. En hojas maduras aparecen puntos translúcidos pequeños. En hojas viejas produce pequeñas manchas
necróticas, rojizas o pardas, junto al amarilleo.
Transmisión: Se transmite por pulgones de forma semipersistente, estando citadas varias
especies, entre las que cabe destacar Myzus persicae y Aphis fabae, y por inoculación
mecánica artificial con dificultad.
Distribución geográfica: Mundial; en España se ha citado en todas las regiones.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1969). Distribution of Beet Yellows
Virus. CMI Map 261, 3rd. Edition.
– Martínez–Cordón, F. (1979). La virosis de la amarillez de la remolacha y su repercusión en la producción azucarera. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones
Agrarias. Protección Vegetal 12: 181–284.
– Pérez de San Roman, C., Ortiz, A., Ayala, J. (1996). Distribution and incidence of yellowing viruses in sugar beet crops in Spain from 1990 to 1993. Annals of Applied
Biology 128: 279–284.
87
Broad bean mottle virus (BBMV)
Virus del moteado del haba
Taxonomía: Familia: Bromoviridae; Género: Bromovirus.
Descripción: Partícula isométrica de aproximadamente 26 nm de diámetro, compuesta
por tres moléculas de RNA monocatenario de sentido positivo de 3,2; 2,8; y 2,2 kb correspondientes a RNA 1, RNA 2 y RNA 3 respectivamente y un RNA subgenómico de
0,8 kb que expresa la proteína de la cápsida. Los viriones contienen del 21 al 23% de
ácido nucleico.
Citopatología: Presenta inclusiones amorfas en las zonas cloróticas de las hojas infectadas, al principio granulares y posteriormente vacuoladas.
Huéspedes: Haba, judía, guisante.
Sintomatología: En haba causa moteado y deformación sistémicos de hoja; en judía y
guisante causa lesiones cloróticas locales y moteado y amarilleo de venas sistémicos en
hoja.
Transmisión: Se transmite por inoculación mecánica y por coleópteros: Acalymma trivittata, Colaspis flavida, Diabrotica undecimpunctata, Sitona lineata.
Distribución geográfica: Sudán, Gran Bretaña, Portugal, España, Marruecos, Syria,
Egipto.
Referencias:
– Llamas, S., Sandoval C., Babin M., Pogany J., Bujarski J., Romero J. (2004). Effect of
the host and temperature on the formation of defective RNAs associated with Broad
bean mottle virus infection. Phytopathology 94: 69–75.
– Rubio, M. (1964). Presencia de Broad Bean Mosaic Virus en España. Microbiologia Española 17: 1–14.
88
Broad bean V virus (BBVV)
Virus V del haba
Taxonomía: Familia: Potyviridae; Género: probable Potyvirus.
Descripción: Partícula filamentosa, flexuosa y sin envuelta, de 675–750 nm de longitud.
Huéspedes: Haba.
Sintomatología: Causa mosaico.
Transmisión: Se transmite por pulgones Aphis fabae de forma no persistente y por inoculación mecánica .
Distribución geográfica: España.
Referencias:
– Cockbain, A. (1997). Broad bean V virus en (Brunt, A.A.; Crabtree, K.; Dallwitz, M.J.,
Gibbs, A.J., Watson, L. Zurcher, E.J.). Plant Viruses Online: Descriptions and Lists
from the VIDE Database: 57.0.1.T.D.01.*
– Rubio–Huertos, M., Santaolalla, M., Moreno, S. (1967). Primer informe del virus V
del haba. Anales Edafología Agrobiología 26: 763.
89
Broad bean wilt virus (BBWV)
Virus del marchitamiento del haba
Sinónimos: Nasturtium ringspot virus, Petunia ringspot virus, Parsley virus 3, P.O. pea
streak virus.
Taxonomía: Familia: Bromoviridae; Género: Fabavirus.
Descripción: Partículas isométricas de aproximadamente 25 nm de diámetro.
Citopatología: En células epidérmicas de haba algunos aislados forman inclusiones
amorfas y cristalinas. En haba, Chenopodium amaranticolor y Nicotiana clevelandii pueden encontrarse inclusiones en forma de tubos compuestos por partículas virales.
Huéspedes: Afecta a guisante, haba, espinaca, Nasturtium, petunia, pimiento, zanahoria, perejil, Digitalis lanata, Catalpa bignonioides.
Sintomatología: Produce marchitamiento en haba y espinaca; cuando la infección es temprana en haba, se produce una necrosis sistémica de las hojas del brote. En guisante causa
estrías. En pimiento, mosaico de fuerte a suave en brotes, en forma de manchas de color
verde oscuro. En frutos los síntomas son variables, desde áreas necróticas depresivas, manchas necróticas, dibujos irregulares y anillos cloróticos. Reducción del desarrollo.
Transmisión: Transmitido por áfidos de forma no persistente, estando citados Myzus
persicae, Aphis craccivora y Macrosiphum euphorbiae, de los cuales M. persicae se considera como el más eficiente vector de esta virosis. Los aislados que afectan al Nasturtium sp. se transmiten por Aphis fabae y Acyrtosiphon onobrychis.
Distribución geográfica: Australia, USA, Japón, Europa, España.
Referencias:
– Ferrer, R.M., Guerri J., Luis–Arteaga M.S., Moreno P., Rubio L. (2005). The complete
sequence of a Spanish isolate of Broad bean wilt virus 1 (BBWV–1) reveals a high
variability and conserved motifs in the genus Fabavirus. Archives of Virology 150:
2109–2116.
– Lisa, V., Boccardo G. (1996). Fabaviruses: Broad bean wilt virus and allied viruses.
In Polyhedral virions and bipartite RNA genomes (The Plant Viruses, vol. 5),
pp 229–250. Edited by B. H. Harrison & A. F. Murant. Plenum Press, New York.
– Rubio, L., Luis–Arteaga M., Cambra M., Serra J., Moreno P., Guerri J. (2002). First Report of Broad bean wilt virus 1 in Spain. Plant Disease 86: 698.
90
Carnation etched ring virus (CERV)
Virus del anillo grabado del clavel
Taxonomía: Familia: Caulimoviridae; Género: Caulimovirus.
Descripción: Partículas isométricas de aspecto angular de aproximadamente 45 nm de
diámetro, que contienen una molécula de DNA bicatenario de 7,9 kb, circular, con 2 a
4 interrupciones monocatenarias según el aislado. El ácido nucleico supone el 16% del
virión.
Citopatología: Cuerpos de inclusión de forma irregular en el citoplasma de las células
de plantas infectadas. Viriones presentes en el citoplasma y el núcleo en células de toda
la planta.
Huéspedes: Clavel.
Sintomatología: Causa anillos, punteados, manchas y arabescos necróticos en las hojas.
Transmisión: Se transmite por pulgones de forma semipersistente, estando citado Myzus
persicae como vector, y por inoculación mecánica.
Distribución geográfica: Mundial; en España se ha citado en Cataluña.
Referencias:
– Batlle, A., Laviña, A. (1994). First report of carnation necrotic fleck virus in Spain.
Plant Disease 78: 1122.
– Peña–Iglesias, A., Ayuso, P., Castro, S., Miguélez, E., Blas, C. de, Rey, M. del C. (1979).
Los virus del clavel en la Maresma Catalana y la Producción rápida de clones sanos
por cultivo de verdaderos meristemos apicales. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agragrias. Protección Vegetal 12: 139–154.
– Sánchez–Navarro, J.A., Cañizares, M.C., Cano, E.M., Pallás, V. (1999). Simultaneous
detection of five carnation viruses by non–isotopic molecular hybridization. Journal of Virological Methods 82: 167–175.
91
Carnation latent virus (CLV)
Virus latente del clavel
Taxonomía: Familia: Flexiviridae; Género: Carlavirus.
Descripción: Los viriones son filamentos ligeramente flexuosos de 650 x 12 nm, con
una única molécula de RNA monocatenario de 8,5 kb. El ácido nucleico supone el 6% del
virión.
Huéspedes: Clavel, patata.
Sintomatología: Causa muy pocos síntomas o ninguno.
Transmisión: Se transmite por inoculación mecánica y por pulgones de forma no persistente, estando citado Myzus persicae.
Distribución geográfica: Mundial.
Referencias:
– Peña–Iglesias, A., Ayuso, P., Castro, S., Miguélez, E., Blas, C. de, Rey, M. del C. (1979).
Los virus del clavel en la Maresma Catalana y la producción rápida de clones sanos
por cultivo de verdaderos meristemos apicales. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agragrias. Protección Vegetal 12: 139–154.
– Sánchez–Navarro, J.A., Cañizares, M.C., Cano, E.M., Pallás, V. (1999). Simultaneous
detection of five carnation viruses by non–isotopic molecular hybridization. Journal of Virological Methods 82: 167–175.
92
Carnation mottle virus (CarMV)
Virus del moteado del clavel
Taxonomía: Familia: Tombusviridae; Género: Carmovirus.
Descripción: Partícula isométrica de aspecto redondeado de alrededor de 27 nm de diámetro, con una molécula de RNA lineal, monocatenario y de sentido positivo de 4,5 kilobases. El ácido nucleico supone el 20% del virión.
Citopatología: Viriones presentes en todas partes de la planta huésped. Ausencia de inclusiones en las células infectadas.
Huéspedes: Clavel, begonia.
Sintomatología: Induce un moteado suave en las hojas, atenuación del color en pétalos
y pérdidas de plántulas durante el proceso de enraizamiento.
Transmisión: Se transmite por inoculación mecánica y por contacto entre plantas.
Distribución geográfica: Europa.
Referencias:
– Cañizares, M.C., Marcos, J.F. Pallas, V. (2001). Molecular variability of twenty–one
geographically distinct isolates of Carnation mottle virus (CarMV) and phylogenetically relationships within the Tombusviridae family. Archives of Virology 146,
2039–2051.
– Peña–Iglesias, A., Ayuso, P., Castro, S., Miguélez, E., Blas, C. de, Rey, M. del C. (1979).
Los virus del clavel en la Maresma Catalana y la Producción rápida de clones sanos
por cultivo de verdaderos meristemos apicales. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agragrias. Protección Vegetal 12: 139–154.
– Sánchez–Navarro, J.A., Cano, E.A., Pallás, V. (1996). Non–radioactive molecular hybridization detection of carnation mottle virus in infected carnations and its comparison to serological and biololgical techniques. Plant Pathology 45: 375–382.
– Sánchez–Navarro, J.A., Cañizares, M.C., Cano, E.M., Pallás, V. (1999). Simultaneous
detection of five carnation viruses by non–isotopic molecular hybridization. Journal of Virological Methods 82: 167–175.
93
Carnation necrotic fleck virus (CNFV)
Virus del punteado necrótico del clavel
Taxonomía: Familia: Closteroviridae; Género: Closterovirus.
Descripción: Partícula filamentosa y flexuosa de 1400–1500 nm de longitud y 12–13 de
diámetro, compuesta por una molécula de RNA monocatenario de sentido positivo de
12,8 kb. El ácido nucleico supone el 5% del virión.
Citopatología: Puede causar necrosis en las células del floema. Masas de partículas y/o
estructuras vesiculares pueden verse en las células del floema y células epidérmicas.
Huéspedes: Clavel.
Sintomatología: Causa punteados y estriados cloróticos en las hojas basales y tallos florales, que acaban por necrosarse. Se produce de forma característica un cambio de color
a morado rojizo en las flores.
Transmisión: Se transmite por pulgones de forma semipersistente, estando citado Myzus
persicae como vector. Por inoculación mecánica con cierta dificultad.
Distribución geográfica: Zonas de cultivo del clavel; en España se ha citado en Andalucía.
Referencias:
– Batlle, A., Laviña, A. (1994). First report of carnation necrotic fleck virus in Spain.
Plant Disease 78: 1122.
– Sánchez–Navarro, J.A., Cañizares, M.C., Cano, E.M., Pallás, V. (1999). Simultaneous
detection of five carnation viruses by non–isotopic molecular hybridization. Journal of Virological Methods 82: 167–175.
94
Carnation vein mottle virus (CVMV)
Virus del moteado de las venas del clavel
Taxonomía: Familia: Potyviridae; Género: Potyvirus.
Descripción: Partícula filamentosa, flexuosa, de 790 nm y con una única molécula lineal de RNA de cadena sencilla y de sentido positivo.
Citopatología: Presenta diversos tipos de inclusiones citoplasmáticas desde los típicos
molinillos ("Pinwheels"), bandas, circulos y bucles.
Huéspedes: Clavel.
Sintomatología: Causa manchas cloróticas y áreas oscuras en las venas de las hojas. En
ocasiones causa malformaciones en pétalos y rotura de color en flores.
Transmisión: Se transmite por pulgones de forma no persistente, estando citado Myzus
persicae y por inoculación mecánica.
Distribución geográfica: Zonas de cultivo del clavel.
Referencias:
– Peña–Iglesias, A., Ayuso, P., Castro, S., Miguélez, E., Blas, C. de, Rey, M. del C. (1979).
Los virus del clavel en la Maresma Catalana y la producción rápida de clones sanos
por cultivo de verdaderos meristemos apicales. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agragrias. Protección Vegetal 12: 139–154.
– Sánchez–Navarro, J.A., Cañizares, M.C., Cano, E.M., Pallás, V. (1999). Simultaneous
detection of five carnation viruses by non–isotopic molecular hybridization. Journal of Virological Methods 82: 167–175.
95
Cauliflower mosaic virus
Virus del mosaico de la coliflor
Sinónimos: Brassica virus 3, Brocoli mosaic virus, Cabbage mosaic virus, cabbage
virus B.
Taxonomía: Familia: Caulimoviridae; Género: Caulimovirus.
Descripción: Partícula isométrica de aproximadamente 50 nm de diámetro, que contiene
una molécula de DNA bicatenario de 8 kb, circular, con 2 a 4 interrupciones monocatenarias según el aislado. El ácido nucleico supone el 16% del virión.
Citopatología: Las partículas virales se localizan sólo en el citoplasma de las células infectadas, generalmente asociadas a material granular denso a los electrones formando
masas elípticas de material con vacuolas.
Huéspedes: Brassicaceae en general: col, brécol, coliflor, col lombarda, rabano, nabo,
Chenopodium album, Sonchus sp., Galinsoga parviflora, Malva sp.
Sintomatología: Produce mosaico y moteados en la superficie foliar de una amplia lista
de especies de las crucíferas. En coliflor reduce el tamaño de la inflorescencia.
A menudo aparece en infecciones conjuntas con Turnip mosaic virus.
Transmisión: Se transmite por pulgones de forma semipersistente, estando citados Myzus
persicae y Brevicoryne brassicae y por inoculación mecánica.
Distribución geográfica: Mundial.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1970). Distribution of Cauliflower Mosaic Virus. CMI Map 373, 2nd. Edition.
– Laboratorio de Criptogamia. (1942). Memoria del trabajo llevado a cabo por la Estación de Fitopatología de La Coruña durante 1934. Publicación Estación Fitopatología Agrícola de La Coruña 23: 21–57.
– Moreno, A., De Blas, C., Biurrun, R., Nebreda, M., Palacios, I., Duque, M., Federes, A.
(2004). The incidence and distribution of viruses infecting lettuce, cultivated Brassica
and associated natural vegetation in Spain. Ann. Appl. Biol. 144: 339–346.
– Palacios, I., Drucker, M., Blanc, S., Leite, S., Moreno, A., Federes, A. (2002). Cauliflower mosaic virus is preferentially acquired from the phloem by its aphid vector.
Journal of General Virology 83: 3163–3171.
96
Celery mosaic virus
Virus del mosaico del apio
Sinónimos: Apium virus 1, Marmor umbellifarum, Western celery mosaic virus.
Taxonomía: Familia: Potyviridae; Género: Potyvirus.
Descripción: Partícula flexuosa de alrededor de 780 nm de longitud.
Citopatología: Inclusiones típicas de los Potyvirus pueden encontrarse en las células infectadas.
Huéspedes: Apio, cilantro, perejil.
Sintomatología: En apio rizado de hojas, manchas amarillas y aclarado de venas, mosaico. Exagerado crecimiento en roseta con varios grados de distorsión en hojas. Los síntomas pueden confundirse con los ocasionados en apio por Cucumber mosaic virus.
Amarilleo y enanismo en cilantro. Clorosis amarillo–dorada en perejil.
Transmisión: Se transmite por áfidos de forma no persistente, estando citados más de
veintiséis especies de pulgones como Aphis middletonii, A. ferruginea–striata, A. apigraveolens, A. apii, A. gossypii, Cavalliera aegopodii, etc.
Distribución geográfica: Estados Unidos, Francia, Alemania, España, Gran Bretaña.
Referencias:
– Dallwitz, M.J., Paine, T., Zurcher, E. (2002). Celery mosaic virus. ICTVdB Descriptions. http://www.ncbi.nlm.nih.gov
– Shepard, J.F., Grogan, R.G. (1971). Celery mosaic virus. CMI/AAB. Descriptions of
Plant Viruses Nº 50, 4p.
– Traicevski, V. (2000). Celery mosaic virus. Information Notes. Department of primary
industries. http://www.dpi.vic.gov.au
97
Cherry leaf roll virus (CLRV)
Virus del enrollado de la hoja del cerezo
Sinónimos: Ash mosaic virus, Sambucus ringspot, walnut yellow mosaic, walnut
ringspot.
Taxonomía Familia: Comoviridae; Género: Nepovirus.
Descripción: Partículas isométricas de 28 nm de diámetro de silueta angular, que sedimentan a 52 S (T), 115 S (M) y 128 S (B) y contienen dos moléculas de ARN monocatenario de sentido positivo. Las T no contienen ARN, las M una molécula de ARN de 7,5
kb y las B una molécula de ARN de 9 kb.
Citopatología: Los viriones se encuentran en inclusiones membranosas en el citoplasma
de células de hojas, raíces, tubos polínicos, óvulos y semillas.
Huéspedes: Nogal, olmo, Prunus spp., Olea spp., Betula spp., Rubus spp.
Sintomatología: Los síntomas dependen del huésped afectado. Causa enrollado de hojas
y muerte en Prunus spp., decaimiento y línea de necrosis en la zona de injerto de cultivares de nogal (Juglans regia) injertados sobre J. nigra, J. hindsii y sus híbridos, manchas amarillo cromo también en el nogal, clorosis en Rubus spp. y mosaico foliar en el
olmo. En olivo es asintomático.
Transmisión: Se transmite por nemátodos del género Xiphinema, por injerto, y se ha descrito transmisión por semilla y polen. Experimentalmente por inoculación mecánica.
Distribución geográfica: América del Norte, Europa, cuenca del Mediterráneo, Norte de
Asia, Australia y Nueva Zelanda.
Referencias:
– Bertolini, E., Fadda, Z., García, F., Celada, B., Olmos, A., Gorris, M.T., Del Río, C., Caballero, J., Durán–Vila, N., Cambra, M. (1998). Virosis del olivo detectadas en España. Nuevos métodos de diagnóstico. Phytoma España 102: 191–193.
– Bertolini, E., Olmos, A., López, M.M., Cambra, M. (2003). Multiplex nested reverse
transcription–polymerase chain reaction in a single tube for simultaneous detection
of four RNA viruses and Pseudomonas savastanoi pv savastanoi in olive trees.
Phytopathology 93: 286–292.
– Desvignes, J.C. (1999). Virus diseases of fruit trees. CTIFL. París. (ISBN: 2–87911–
122–6). 202 pp.
98
– Frutos, D., Hita, I. (1993). Detección del virus del enrollado del cerezo en selecciones
españolas de nogal. Investigación Agraria, Producción y Protección Vegetales 8:
275–277.
– Rowhani, A., Mircetich, S.M. (1988). Pathogenicity on walnut and serological comparisons of cherry leafroll virus strains. Phytopathology 78: 817–820.
99
Citrus concave gum disease
Concavidades gomosas de los cítricos
Sinónimos: Bolsillo ciego de los cítricos (Citrus blind pocket).
Taxonomía: Supuesta etiología viral.
Citopatología: Acumulación de goma en los vasos del xilema de algunos anillos de crecimiento.
Huéspedes: Naranjo, mandarino y pomelo, principalmente.
Sintomatología: Causa concavidades alargadas en el tronco, que a veces son anchas y de
fondo plano (concave gum) y otras más estrechas y profundas (blind pocket). En las secciones transversales de las zonas afectadas del tronco o ramas se observa acumulación de
goma en forma de anillos concéntricos. Frecuentemente, en los bordes de las concavidades se producen grietas en la corteza, por las que rezuma la goma acumulada en el xilema.
En las hojas jóvenes, especialmente en la brotación de primavera, se observa al trasluz la
aparición de flecos cloróticos y manchas de bordes ondulados en torno al nervio principal, que se asemejan a la forma de una hoja de roble.
Transmisión: El agente se transmite por injerto.
Distribución geográfica: Zonas templadas.
Referencias:
– Guerri, J. (2000). Concavidades gomosas. En: Enfermedades de los cítricos, Duran–
Vila, N., Moreno, P.(eds.). Ediciones Mundi–Prensa. Madrid, pp. 65–66.
– Roistacher, C.N. (1991). Graft–transmissible diseases of citrus. Handbook for detection
and diagnosis. FAO, Rome. 286 pp.
100
Citrus cristacortis disease
Cristacortis de los cítricos
Taxonomía: Supuesta etiología viral.
Citopatología: En las especies sensibles se observa inactivación de la actividad meristemática del cambium (entre la corteza y la madera) en puntos aislados, que da lugar a
un crecimiento radial irregular con formación de depresiones (acanaladuras en la madera) en los puntos donde esta inactivación ha ocurrido.
Huéspedes: Distintas especies de cítricos e híbridos. Produce síntomas en naranjos dulces y amargos, mandarinos, pomelos, limoneros, tangelos y tangors, mientras que otras
especies e híbridos sufren infecciones asintomáticas.
Sintomatología: El síntoma característico es la presencia en tronco y ramas de crestas
longitudinales en la cara cambial de la corteza, que se corresponden con hendiduras en
la madera. Estas hendiduras a veces se corresponden con depresiones longitudinales en
el tronco o ramas, visibles exteriormente. En huéspedes especialmente sensibles puede
observarse acumulación de goma en el fondo de las hendiduras. El crecimiento radial
hace desaparecer algunas hendiduras, mientras aparecen otras nuevas. Las señales de antiguas depresiones pueden apreciarse en cortes transversales de las ramas afectadas como
líneas radiales en la madera, que suelen ser de color claro, o de color parduzco cuando
hubo acumulación de goma. En hojas jóvenes se pueden observar flecos cloróticos y
manchas en forma de hoja de roble.
Transmisión: Por propagación de yemas infectadas.
Distribución geográfica: Se han observado síntomas de cristacortis en distintos países
del Mediterráneo y Oriente Medio (Egipto, España, Grecia, Irak, Israel, Italia, Marruecos, Siria, Túnez, Turquía, Yemen), así como en Colombia, Mauricio, Vietnam, en variedades introducidas de la zona Mediterránea.
Referencias:
– Bové, J.M. (1995) Virus and virus–like diseases in the Near East region. Rome: FAO.
– Guerri, J. (2000). Cristacortis. En: Enfermedades de los cítricos, Duran–Vila, N., Moreno, P.(eds.). Ediciones Mundi–Prensa. Madrid, pp. 66.
– Roistacher, C.N. (1991). Graft–transmissible diseases of citrus. Handbook for detection
and diagnosis. FAO, Rome. 286 pp.
101
Citrus leaf blotch virus (CLBV)
Virus del manchado foliar de los cítricos
Sinónimos: Virus del moteado del (tangor) Dweet (Dweet mottle virus).
Taxonomía: Familia: Flexiviridae (propuesta); Género: Citrivirus (propuesto).
Descripción: Partículas filamentosas de 14x900 nm formadas por una molécula de ARN
de cadena sencilla y polaridad positiva de 8747 nt y una proteína de cápsida de 41 kDa
dispuesta helicoidalmente alrededor del ARN genómico.
Huéspedes: Cítricos. Probablemente infecta la mayoría de las especies y variedades cultivadas de cítricos, pero sólo unas pocas muestran síntomas. Se ha transmitido experimentalmente a Nicotiana occidentalis, si bien la infección en esta especie es asintomática.
Sintomatología: Los síntomas más característicos de CLBV en invernadero son la producción de manchas cloróticas en hojas jóvenes de tangor Dweet, un síndrome conocido
como moteado del (tangor) Dweet (Dweet mottle), y de acanaladuras en la madera del
cidro Etrog. Algunos aislados inducen además clorosis nervial transitoria en varias especies o híbridos como naranjo dulce Pineapple, Citrus macrophylla o citranges Troyer y
Carrizo, y mala unión de distintas variedades propagadas sobre patrones trifoliados (Poncirus trifoliata, citranges o citrumelos), tanto en invernadero como en campo. Sin embargo, no se ha demostrado que estos últimos síntomas sean realmente causados por
CLBV y podría haber implicado un agente distinto.
Transmisión: Por yemas infectadas. Se ha detectado también la transmisión por semilla
en citrange, naranjo amargo y Citrus macrophylla.
Distribución geográfica: Además de en España, CLBV se ha detectado en árboles de
campo de Florida, California, Japón y Australia.
Referencias:
– Galipienso, L., Navarro, L., Ballester–Olmos, J.F., Pina, J.A., Moreno, P., Guerri, J.
(2000). Host range and symptomatology of a graft–transmissible pathogen inducing
bud union crease of citrus on trifoliate rootstocks. Plant Pathology 49: 308–314.
– Galipienso, L., Vives, M.C., Moreno, P., Milne, R.G., Navarro, L., Guerri, J. (2001).
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103
Citrus psorosis virus (CPsV)
Virus de la psoriasis de los cítricos
Sinónimos: Corteza escamosa (scaly bark), roña, lepra, yarba, manchas anulares de los
cítricos (Citrus ringspot).
Taxonomía: Género: Ophiovirus.
Descripción: Viriones formados por partículas filamentosas de al menos dos tamaños
cuando se separan por centrifugación en un gradiente de sacarosa. Al microscopio electrónico las partículas son circulares y muy rizadas, de 3–4 nm de diámetro y 690–760 nm
de longitud las más pequeñas, y unas cuatro veces más las más grandes. El genoma de
CPsV está formado por tres moléculas de RNA de polaridad negativa y 8184 nt, 1644 nt
and 1454 nt de tamaño, que se encapsidan separadamente con una única proteína de unos
48 kDa.
Citopatología: Se observa acumulación de goma en el interior de la corteza, que impregna el xilema y produce oclusión de vasos.
Huéspedes: CPsV infecta la mayoría de las especies y variedades de cítricos, además de
algunas especies afines, pero sólo algunas de ellas muestran los síntomas característicos
de descamación de la corteza. De forma experimental algunos aislados se han transmitido mecánicamente a varias especies herbáceas, principalmente Chenopodium quinoa.
Sintomatología: La psoriasis de los cítricos se caracteriza por la aparición de descamaciones localizadas en la corteza del tronco y ramas principales (psoriasis A), normalmente en árboles de al menos diez años de edad, o una descamación rampante que
afecta incluso a las ramas secundarias (psoriasis B) y que aparece a una edad más temprana. En secciones transversales de las zonas descamadas se observan manchas irregulares de color marrón en la madera, que son debidas a la impregnación de goma. A
veces ésta fluye al exterior en el borde de las lesiones. Las ramas muy afectadas muestran defoliación y pueden llegar a secarse debido a la oclusión de los vasos del xilema.
En primavera las hojas jóvenes muestran flecos cloróticos, que normalmente desaparecen al madurar la hoja. Las plantas afectadas por psoriasis B muestran además manchas cloróticas en el haz de las hojas viejas, que se corresponden en el envés con unas
pústulas de aspecto gomoso.
Transmisión: Se propaga por material infectado. Experimentalmente CPsV puede transmitirse mecánicamente y por cuscuta, si bien estas vías carecen de importancia epidemiológica.
Distribución geográfica: Norteamérica, Sudamérica, Mediterráneo.
104
Referencias:
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339–346.
105
Citrus tristeza virus (CTV)
Virus de la tristeza de los cítricos
Sinónimos: Podredumbre de las raicillas, tristeza, enfermedad de la lima (lime disease),
colapso (quick decline), acanaladuras en la madera del pomelo (grapefruit stem pitting).
Taxonomía: Familia: Closteroviridae; Género: Closterovirus.
Descripción: Partícula filamentosa flexuosa de un tamaño aproximado de 11x2000 nm
compuesta por una única molécula de ARN monocatenario de sentido positivo de 19,2
kb y dos proteínas de cápsida de 25 y 27 kDa, dispuestas helicoidalmente alrededor del
ARN genómico, que cubren respectivamente el 95 y el 5% de la longitud del virión. Las
células de las plantas infectadas con el virus contienen además un conjunto de ARNs
subgenómicos, que resultan de la estrategia de expresión del virus, y ARNs defectivos
que contienen los dos extremos del ARN genómico, pero les falta una zona central de
tamaño variable.
Citopatología: Limitado a floema. En las células infectadas, CTV induce la formación
de paracristales que se tiñen con Azur A (células cromáticas) y que constituyen el primer
síntoma de la enfermedad. En las especies más sensibles se observa inactivación de la actividad meristemática del cambium, entre la corteza y la madera, que da lugar a un crecimiento radial irregular con formación de depresiones (acanaladuras en la madera) en los
puntos donde esta inactivación tiene lugar. En plantas propagadas sobre patrón naranjo
amargo, CTV induce la formación de una cantidad excesiva de floema, tanto en el patrón
como en la variedad, en la zona próxima a la línea de injerto. Los tubos cribosos y células acompañantes del floema funcional aparecen obliterados y finalmente se necrosan, lo
que induce la formación de nuevo floema, que a su vez sufre el mismo proceso de decaimiento. Los radios medulares del patrón naranjo amargo situados bajo la línea de injerto frecuentemente sufren hiperplasia y se lignifican, quedando adheridos a la madera
cuando se separa la corteza.
Huéspedes: En infección natural se encuentran afectados miembros de la familia Rutaceae. Dentro de esta familia se ha detectado en la mayoría de las especies y variedades de los géneros Citrus y Fortunella, y también se ha transmitido experimentalmente
a algunas especies de los géneros Aegle, Aeglopsis, Afraegle ,Atalantia, Citropsis, Clausena, Eremocitrus, Hesperthusa, Merrillia, Microcitrus, Pamburus, Pleiospermium y
Swinglea. Algunas especies, como las limas ácidas, son sensibles a la mayoría de los
aislados; otras, como los pomelos y naranjos dulces, son tolerantes a algunos de ellos
y sólo dan síntomas con los aislados más virulentos; mientras que otras, como los mandarinos, son tolerantes a casi todos los aislados. El naranjo trifoliado (Poncirus trifoliata) posee genes de resistencia que impiden el movimiento y acumulación de CTV,
106
mientras que algunos tipos de kumquat y pomelo tienen genes de resistencia frente a
algunas cepas del virus.
Sintomatología: CTV produce tres síndromes diferentes: i) decaimiento y muerte de
plantas propagadas sobre patrón naranjo amargo o limonero, ii) amarilleo de plantas de
semilla (seedling yellows), y iii) acanaladuras en la madera, enanismo y fruta pequeña.
El primer síndrome, conocido como enfermedad de la tristeza, es debido a que CTV
causa la muerte del floema por debajo de la línea de injerto, lo que da lugar a la desnutrición y muerte progresiva del sistema radicular, que provoca amarilleo de hojas,
enanismo, brotaciones escasas y cortas, producción de frutos pequeños y amarillentos,
defoliación y muerte progresiva de la copa que suele acabar con la vida del árbol. Los
árboles afectados presentan pequeñas proyecciones en la cara cambial de la madera, que
se corresponden con orificios en la corteza. El segundo síndrome, que es producido
sólo por algunos aislados y generalmente no se observa en campo, consiste en un amarilleo intenso de las hojas y detención del crecimiento de plantitas de semilla de pomelo,
limonero o naranjo amargo. El síndrome de acanaladuras en la madera, que resulta de
la inactivación de algunas zonas del cambium, da lugar a enanismo, frutos de tamaño
reducido y mermas variables en la producción y calidad de la fruta. La incidencia de
estos síndromes varía con los aislados y especies afectadas.
Transmisión: La vía fundamental de transmisión es mediante propagación vegetativa de
yemas infectadas, y por pulgones de forma semipersistente. El vector más eficiente es Toxoptera citricida, seguido por Aphis gossypii, siendo este último el principal propagador
en el Mediterráneo. Aphis citricola y Toxoptera aurantii, así como otras especies menos
importantes como Myzus persicae y Aphis craccivora, parecen transmitir sólo algunos aislados del virus.
Distribución geográfica: Mundial. CTV está presente en casi todas las zonas de cultivo
de cítricos, si bien su incidencia y la intensidad de los daños varían mucho de unas zonas
a otras.
Referencias:
– Ballester–Olmos, J.F., Pina, J.A., Carbonell, E.A., Moreno, P., De Mendoza, A.H., Cambra, M., Navarro, L. (1993). Biological diversity of citrus tristeza virus (CTV) isolates in Spain. Plant Pathology 42: 219–229.
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108
Citrus variegation virus (CVV)
Virus de la variegación de los cítricos
Sinónimos: Variegación infecciosa (Infectious variegation), Abolladura de las hojas
(Crinkly leaf).
Taxonomía: Familia: Bromoviridae; Género: Ilarvirus.
Descripción: Viriones constituidos por cuatro partículas con simetría icosahédrica y tamaño variable de 25 a 32 nm. Genoma formado por tres moléculas de ARN (1, 2 y 3)
monocatenario y de polaridad positiva, que se encapsidan separadamente. La cuarta
partícula contiene un ARN subgenómico del ARN 3 que codifica la proteína de la cápsida (≈26 kDa).
Huéspedes: Puede infectar casi todas las especies de cítricos, si bien algunas padecen
una infección asintomática. Se han observado síntomas en lima Mexicana, limonero, limonero rugoso, naranjos dulce y amargo, pomelo y mandarinos. Experimentalmente se
ha transmitido a distintas especies herbáceas mediante inoculación mecánica.
Sintomatología: Los síntomas foliares característicos consisten en crispado o abolladura
de las hojas, acompañado en algunos casos por un moteado asociado con manchas cloróticas similar a una variegación de origen genético. Este último síndrome se ha llamado
tradicionalmente variegación infecciosa (infectious variegation), mientras que el primero,
producido por cepas menos agresivas del virus, se ha denominado abolladura de las hojas
(crinkly leaf). Las cepas de variegación infecciosa producen deformación de los frutos en
distintas especies, mientras que las de abolladura de las hojas no deforman los frutos, si
bien en el caso del limonero pueden inducir frutos bastos y de tamaño reducido. En casos
excepcionales, se ha observado enanismo en los árboles infectados.
Transmisión: Por yemas infectadas. Se ha observado transmisión por semilla con baja
frecuencia
Distribución geográfica: La variegación de los cítricos se ha observado en Argelia, Australia,
España, Estados Unidos, Francia, Italia y Marruecos. Su incidencia en general es baja.
Referencias:
– Cambra, M. (2000). Variegación infecciosa–abolladura de las hojas y hoja rugosa de los
cítricos. En: Enfermedades de los cítricos, Duran–Vila, N., Moreno, P. (eds.). Ediciones Mundi–Prensa. Madrid. pp. 81–82.
– Roistacher, C.N. (1991). Graft–transmissible diseases of citrus. Handbook for detection
and diagnosis. FAO, Rome. 286 pp.
109
Citrus vein enation/woody gall disease
Protuberancias nerviales/agallas en la madera de los cítricos
Sinónimos: Protuberancias nerviales (vein enation), agallas de la madera (woody gall).
Taxonomía: Supuesta etiología viral. Se ha sugerido un posible luteovirus.
Descripción: Partículas isométricas asociadas.
Huéspedes: Cítricos. Pocas especies dan síntomas en campo (el limonero rugoso, Citrus
volkameriana y las limas Mexicana y Rangpur desarrollan agallas, mientras que el naranjo
amargo y la lima Mexicana muestran protuberancias en las nerviaciones).
Sintomatología: En las nerviaciones secundarias de algunas hojas se forman por el envés
unas pequeñas proyecciones o protuberancias de menos de 1 mm, que se corresponden
con pequeñas depresiones en el haz. Este síntoma se aprecia mejor mirando el plano de
la hoja con luz rasante. Las agallas en la madera comienzan como pequeñas áreas hinchadas, normalmente en la base de espinas o ramas secundarias, pero pueden desarrollarse
y alcanzar el tamaño y forma de una coliflor, especialmente si varias agallas se unen para
formar una masa tumoral única. La corteza que cubre las agallas presenta aspecto y espesor normales.
Transmisión: Se transmite al propagar yemas infectadas y también por varias especies
de pulgones, incluyendo Toxoptera citricida, Aphis gossypii, Myzus persicae y Toxoptera aurantii. Al menos las tres primeras efectúan la transmisión de modo persistente, y
A. gossypii puede permanecer virulífero 14 días después de la adquisición.
Distribución geográfica: Se ha detectado en países citrícolas de los cinco continentes,
incluyendo Argentina, Australia, Brasil, China, España, Estados Unidos, India, Japón,
Perú, Sudáfrica o Turquía.
Referencias:
– Ballester, J.F., Pina, J.A., Navarro, L. (1979). Estudios sobre las agallas leñosas y las
excrecencias de las venas de los cítricos en España. Anales del Instituto Nacional de
Investigaciones Agragrias, Protección Vegetal 12: 127–138.
– Da Graça, J.V., Maharaj, S.B. (1991). Citrus vein enation virus, a probable luteovirus. En: Proc. 11th Conference of the International Organization of Citrus Virologists. Brlansky, R.H, Lee, R.F., Timmer, L.W. (eds.). IOCV, Riverside, CA. pp.
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110
– Hermoso de Mendoza, A., Ballester Olmos, J.F., Navarro, L., Pina, J.A. (1994). Transmisión del virus del vein enation de los cítricos de manera peristente por Aphis gossypii y Myzus persicae (Homoptera, Aphididae). Investigación Agraria, Producción y
Protección Vegetales 2: 99–103.
– Maharaj, S.B., Da Graça, J.V. (1988). Observation of isometric virus–like particles associated with citrus vein enation–infected citrus and the viruliferous aphid vector Toxoptera citricidus. Phytophylactica 20: 357–360.
– Maharaj, S.B., Da Graça, J.V. (1989). Transmission of citrus vein enation virus by Toxoptera citricidus. Phytophylactica 21: 81–82.
111
Citrus yellow ringspot disease
Manchas anulares amarillas de los cítricos
Sinónimos: Citrus ringspot disease.
Taxonomía: Supuesta etiología viral.
Huéspedes: Cítricos. Se ha observado en naranjo dulce, naranjo amargo y mandarino.
Sintomatología: Los síntomas de esta enfermedad se confundieron en el pasado con algunos síntomas inducidos por ciertos aislados de psoriasis; sin embargo, a diferencia de
esta última, los árboles afectados por las manchas anulares amarillas no muestran descamación alguna, y las manchas foliares características no ocurren en hojas jóvenes,
sino en hojas viejas, ramillas y frutos. En las hojas estas manchas son fácilmente observables tanto en el haz como en el envés, presentan bordes nítidos y con frecuencia tienen forma de anillo. En los frutos, las zonas afectadas presentan color verde claro o
amarillento cuando el fruto aún está verde y color amarillo o naranja pálido cuando ha
alcanzado la madurez.
Transmisión: Se propaga por yemas infectadas y no se ha observado dispersión natural.
Distribución geográfica: Se ha descrito en varios países del Mediterráneo y Oriente
medio y en Australia.
Referencias:
– Moreno, P. (2000). Otras virosis En: Enfermedades de los cítricos, Duran–Vila, N., Moreno, P. (eds.). Ediciones Mundi–Prensa. Madrid. pp. 82–85
– Navas–Castillo, J., Moreno, P. (1993). Biological diversity of citrus ringspot isolates in
Spain. Plant Pathology 42: 347–357.
– Navas–Castillo, J., Moreno, P. (1993). Citrus ringspot diseases in Spain. En: Proc. 12th
Conf. International Organization of Citrus Virologists. Moreno, P., da Graça, J.V.,
Timmer, L.W. (eds.). IOCV, Riverside, CA. pp. 163–172.
112
Clover yellow vein virus (ClYVV)
Virus del amarilleo de las venas del trébol
Sinónimos: Pea necrosis virus, Statice virus Y; Broad bean mild mosaic virus.
Taxonomía: Familia: Potyviridae; Género: Potyvirus.
Descripción: Partícula filamentosa y flexuosa de 750 x 15 nm, con una única molécula
de RNA de cadena sencilla y de sentido positivo de 9,5 kb. El ácido nucleico supone el
5% del virión.
Citopatología: Inclusiones citoplasmáticas granulares o cristalinas. Inclusiones cristalinas intranucleares. La mayor parte de las inclusiones presentan la típica forma de “pinwheels” (Inclusiones cilíndricas o en forma de molinillo) o agregados laminares.
Huéspedes: Trébol, almorta, borraja, judía, lenteja y haba.
Sintomatología: Causa un mosaico y deformación de las hojas.
Transmisión: Se transmite por pulgones de forma no persistente, entre los que destacan
Acyrthosiphon pisum, Acyrthosiphon solani, Macrosiphum euphorbiae, y Myzus persicae
y por inoculación mecánica.
Distribución geográfica: Probablemente distribuido por todo el mundo, donde se cultiva
el trébol.
Referencias:
– Luis–Arteaga, M., Alvarez Alvarez, J.M. (1996). Virosis de la borraja. Susceptibilidad
frente a virus en inoculación artificial. ITEA Producción Vegetal 92: 70–80.
– Luis–Arteaga, M., García–Arenal, F., Rodríguez–Cerezo, E. (1996). Characterization
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in Spain. Plant Pathology 45: 38–44.
– Ortiz V., Castro S., Romero J. (2007). Molecular variability of distinct isolates of Bean
yellow mosaic virus (BYMV) and Clover yellow vein virus (ClYVV). Enviado a
publicación.
113
Cucumber green mottle mosaic virus (CGMMV)
Virus del mosaico verde jaspeado del pepino
Sinónimos: Cucumber virus 3; Cucumis virus 2.
Taxonomía: Género: Tobamovirus.
Descripción: Partícula cilíndrica y rígida de 300 nm de longitud y 18 nm de diámetro, con
una molécula de ARN monocatenario de sentido positivo de 6,5 kb. El ácido nucleico supone el 5% del virión.
Citopatología: Anormalidades citológicas, incluyendo vesiculaciones en las mitocondrias.
Huéspedes: Pepino, sandía, melón.
Sintomatología: Causa moteado y deformación de las hojas, pudiendo extenderse a los
frutos. Mosaico más o menos intenso, posible bandeado de venas. Reducción del crecimiento.
Transmisión: Se transmite por semilla y de forma mecánica con gran facilidad.
Distribución geográfica: Zonas templadas; en España se ha citado en Andalucía.
Referencias:
– Célix, A., Luis–Arteaga, M., Rodríguez–Cerezo, E. (1996). First report of Cucumber
green mottle mosaic tobamovirus infecting greenhouse–grown cucumber in Spain.
Plant Disease 80: 1303.
– Luis–Arteaga, M. (1994). Virus del mosaico y moteado verde del pepino. Cucumber
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– Ugaki, M., Tomiyama, M., Kakutani, T., Hidaka, S., Kiguchi, T., Nagata, R., Sato, T.,
Motoyoshi, F., Nishiguchi, M. (1991). The complete nucleotide sequence of Cucumber green mottle mosaic virus (SH–strain) genomic RNA. Journal of General Virology 72: 1487–1495.
114
Cucumber leaf spot virus (CLSV)
Virus de la mancha de la hoja del pepino
Sinónimos: Cucumber fruit streak virus.
Taxonomía: Familia: Tombusviridae; Género: Aureusvirus.
Descripción: Partícula isométrica de unos 28 nm de diámetro, con una cadena simple de
ARN de sentido positivo de 4,4 kb.
Citopatología: Las partículas virales pueden verse mediante microscopia electrónica en
las zonas sintomáticas, esparcidas en el citoplasma de las células infectadas o en forma
de pequeños grupos. Las mitocondrias pueden presentar deformaciones.
Huéspedes: Pepino.
Sintomatología: Manchas cloróticas con el centro marrón necrótico sobre las hojas del
pepino. Ligero a fuerte enanismo y retraso en la floración. Los síntomas pueden diluirse
con el tiempo o desaparecer completamente.
Transmisión: Transmisión por semilla y por el hongo Chytridial, Olpidium bornovanus.
Distribución geográfica: Alemania, Gran Bretaña, Jordania, Grecia, Arabia Saudí, Polonia, Bulgaria y sureste de España.
Referencias:
– Miller, J.S., Damude, H., Robbins, M.A., Reade, R.D., Rochon, D.M. (1997). Genome
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– Pospieszny, H., Cajza, M. (2004). First report of Cucumber leaf spot virus in Poland.
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– Segundo, E., Jansen D., Velasco L., Ruiz L., Cuadrado I. (2001). First report of Cucumber leaf spot virus in Spain. Plant Disease 85: 1123.
– Weber (1986). Cucumber leaf spot virus. CMI/AAB Descriptions of Plant Viruses Nº:
319, 4 pp.
115
Cucumber mosaic virus (CMV)
Virus del mosaico del pepino
Sinónimos: Cucumber virus 1, Cucumis virus 1, Marmor cucumeris, Tomato fern leaf
virus, Spinach blight virus.
Taxonomía: Familia: Bromoviridae; Género: Cucumovirus.
Descripción: Partícula isométrica de aproximadamente 28 nm de diámetro, compuesta
por un 18% de ácido nucleico. Genoma tripartido de ARN monocatenario de sentido positivo de 3,4; 3; 2,2 y 1 kb correspondientes a ARN 1, ARN 2, ARN 3 y ARN 4 (subgenómico del ARN 3) respectivamente. En ocasiones con ARN–satélites.
Citopatología: Partículas virales pueden verse en preparaciones de microscopio electrónico en el citoplasma, núcleo y vacuolas de células de plantas infectadas.
Huéspedes: Más de 1200 huéspedes descritos en más de 100 familias de mono y dicotiledóneas, con infección natural o artificial. Importante, sobre todo, en hortícolas, ornamentales y forrajeras. En España está descrito en pepino, melón, sandía, calabacín,
tomate, pimiento, garbanzo, alfalfa, judía, espinaca, platanera, etc.
Sintomatología: Los síntomas son extraordinariamente variables debido al gran número
de aislados diferentes de la entidad viral, dada la complejidad de la composición de la partícula. A ello se añade la posible presencia de ARN satélites que modifican la expresión
del virus. Podemos citar entre otros síntomas el de enanismo de plantas y deformación de
hojas con mosaico amarillo y verde. En tomate causa distintos grados de reducción de la
lámina foliar, llegando al filimorfismo. Cuando mantiene ARN satélites necrogénicos,
causa en el tomate una necrosis sistémica que comienza como estrías en tallo y peciolos
y necrosis en fruto, es la conocida como Carna–5. Se ha descrito, asimismo, un síndrome
de necrosis interna del fruto asociado a determinadas cepas de CMV, pero no a presencia de ARN satélites.
Transmisión: Se transmite por áfidos de forma no persistente. Hay citadas más de
ochenta especies de pulgones, pero cabe citar como más eficientes Aphis gossypii y Myzus
persicae. Está citada la transmisión por semilla en algunas especies de plantas, incluyendo plantas silvestres.
Distribución geográfica: Mundial; en España prácticamente ha sido citada en todas las
provincias.
116
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118
Cucumber vein yellowing virus (CVYV)
Virus de las venas amarillas del pepino
Taxonomía: Familia: Potyviridae; Género: Ipomovirus.
Descripción: Partículas flexuosas de 740–780 nm de longitud y 15–18 nm de diámetro.
En un principio se le consideró compuesto por una doble cadena de ADN, posteriormente
se determinó que su genoma está compuesto por ARN monocatenario de sentido positivo
(Lecoq et al., 2000; Janssen et al., 2005).
Citopatología: Las plantas infectadas muestran la presencia de inclusiones en forma de
molinillo (“pinwheels”) típicas de la familia a la que pertenecen.
Huéspedes: Principalmente restringido a Cucurbitáceas, tanto cultivadas como no cultivadas. Incluye Cucumis sativus, C. melo, C. melo var. flexuosus, Cucurbita pepo, C. moschata, C. foetidissima, Citrullus lanatus, C. colocynthis, Ecballium elaterium, Lagenaria
siceraria. También se ha demostrado la infección en algunos miembros de otras familias,
como Solanaceae y Asteraceae: Nicotiana benthamiana, N. clevelandii, N. tabacum, Datura stramonium, Sonchus oleraceus, S. asier, S. tenerrimus, Malva parviflora (Malvaceae) y Convolvulus arvensis (Convolvulaceae).
Sintomatología: La sintomatología más típica de este virus, en pepino, es un amarilleo
de venas de las hojas del brote, característica que da nombre a la enfermedad. También
puede presentarse un amarilleo general de la planta, menor desarrollo de la misma y frutos de menor tamaño. Moteado en hojas y mosaico en fruto de pepino. En fruto de melón
la sintomatología puede estar ausente o bien presentarse un fuerte mosaico. En calabacín,
amarilleo suave de los nervios de las hojas. En sandía, los síntomas son clorosis suaves
en hojas que pueden incluso pasar desapercibidos.
Hay diferencias de sensibilidad según variedades. Los pepinos partenocárpicos presentan menor sensibilidad.
Transmisión: Transmitido por la mosca blanca Bemisia tabaci de forma semipersistente.
El periodo de adquisición es de 30 minutos, 15 minutos de alimentación, teniendo un periodo de latencia de 75 minutos y un periodo de retención de 6 horas.
Distribución geográfica: Mediterráneo oriental, Israel, Valle del Jordán y Turquía. En España ha sido detectado en el Sudeste.
Relación con otros virus: Se le considera relacionado estrechamente con el Sweet potato mild mottle virus, miembro del género de los Ipomovirus.
119
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120
Cucurbit aphid–borne yellows virus (CABYV)
Virus del amarilleo de las cucurbitáceas transmitido por pulgones
Taxonomía: Familia: Luteoviridae; Género: Polerovirus.
Descripción: Partículas isométricas de 25 nm de diámetro, que contienen una molécula
de ARN monocatenario de 5–6 kb.
Citopatología: Restringido al floema.
Huéspedes: Además de las cuatro especies de cucurbitáceas cultivadas que responden con
una clara sintomatología: melón (Cucumis melo), sandía (Citrullus lanatus), pepino (Cucumis sativus) y calabacín (Cucurbita pepo), entre sus huéspedes se encuentran otras plantas de diferentes familias, como la remolacha (Beta vulgaris) y la lechuga (Lactuca sativa).
También se ha encontrado un número considerable de especies espontáneas que pueden
desempeñar un papel importante como reservorios de la enfermedad, como son: Ecballium elaterium, Bryonia dioica, Senecio vulgaris, Capsella bursa–pastoris, Crambe abyssinica, Papaver rhoeas, Montia perfoliata y Lamium amplexicaule.
Sintomatología: En melón, la enfermedad se manifiesta provocando amarilleo e hinchamiento en las hojas basales y más viejas, con una cierta curvatura de los bordes hacia
el envés, falta de cuajado floral, y sin pérdida apreciable de calidad en fruto, en plantas
cultivadas en campo y en condiciones de infección natural. La gravedad de la enfermedad es variable estacionalmente, siendo más acusada en verano que en invierno, y se ha
observado también un comportamiento variable en la respuesta a la enfermedad de diferentes cultivares.
En sandía, amarilleo en las hojas basales con mosaicos ligeros y deformación de los bordes de la hoja, falta de cuajado, y manchas necróticas en hojas viejas. En infecciones
tempranas y plantaciones de finales de primavera, clorosis general y poco desarrollo.
En pepino, amarilleo internervial de hojas, con curvatura de hojas hacia el envés y raquitismo acusado. Amarilleo general de la planta al final de su ciclo.
En calabacín, amarilleo en hojas basales y cierta clorosis general.
Transmisión: Se transmite de modo persistente por dos especies de pulgón muy frecuentes entre nuestros cultivos, el pulgón negro del algodonero o del melón, Aphis gossypii, y el pulgón verde del melocotonero, Myzus persicae. También se ha demostrado la
ausencia de transmisión mecánica, aunque se desconoce si puede haber transmisión de
CABYV por cualquier otra vía.
Distribución geográfica: Francia, España, Italia, Grecia, Argelia, Líbano, Turquía,
Sudán, Nepal, Taiwan, China, Isla Reunión, Swazilandia, Brasil, Honduras, California
(USA). En España es muy frecuente en cultivos al aire libre del sureste.
121
Referencias:
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122
Cucurbit yellow stunting disorder virus (CYSDV)
Virus del amarilleo y enanismo de las cucurbitáceas
Sinónimos: Virus del amarilleo de las cucurbitáceas.
Taxonomía: Familia: Closteroviridae; Género: Crinivirus.
Descripción: Partícula filamentosa flexuosa de 825–900 nm de longitud, que encapsida
dos moléculas de ARN monocatenario de sentido positivo de 8 y 9 kb.
Citopatología: Confinado al floema. Como otros closterovirus, induce la proliferación y
vesiculación de membranas y la formación de cuerpos de inclusión.
Huéspedes: Restringido a Cucurbitáceas. Melón y pepino son los cultivos más afectados,
siendo más importante en pepino. También ha sido citado en calabacín.
Sintomatología: Induce amarilleo en melón y pepino. Causa clorosis internervial en las
hojas, que se manifiesta con mayor intensidad en las hojas adultas, manteniéndose los nervios verdes. Reducción del desarrollo. Sintomatología similar a la causada por el Virus
del falso amarilleo de la remolacha, pudiendo comenzar con un moteado amarillo en
áreas internerviales, que avanza hasta que toda la hoja se vuelve amarilla, manteniendo
los nervios verdes.
Transmisión: Se transmite por el aleuródido (mosca blanca) Bemisia tabaci Genn. de
forma semipersistente. Tanto el biotipo B como el Q se consideran eficaces en la transmisión del virus según estudios de transmisión en condiciones experimentales.
Distribución geográfica: Mediterráneo, California (USA); en España se ha citado en el
sudeste.
Referencias:
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Eggplant mottle dwarf virus (EMDV)
Virus del enanismo moteado de la berenjena
Sinónimos: Pittosporum vein yellowing virus, Pittosporum vein clearing virus, Tomato
vein yellowing virus.
Taxonomía: Familia: Rhaboviridae; Género: Nucleorhabdovirus.
Descripción: Partículas bacilariformes de 95–310 nm y 80–96 nm, con un canal axial, y
un diámetro de aproximadamente 30 nm.
Citopatología: Los viriones pueden encontrarse en las células de las hojas, en el parénquima vascular y flores en planta de berenjena, en el citoplasma y en el espacio perinuclear.
Huéspedes: Berenjena, tomate, pepino, pimiento, Pittosporum tobira, Lonicera sp., Hibiscus rosa–sinensis, Solanum sodomaeum.
Sintomatología: Los síntomas varían estacionalmente. Enanismo en berenjena, aclarado
de venas, moteado y arrugado de las hojas y esterilidad general. Malformación del fruto
y reducción de su tamaño en los frutos cuajados. En tomate, enanismo, aclarado de las
venas y enrollado de las hojas, manchas amarillas en el fruto. Aclarado de venas y rizado
de hojas, así como importante enanismo en plantas de pepino. Aclarado y bandeado de
las venas de las hojas adultas en Pittosporum.
Transmisión: Se transmite por el cicadélido Agallia vorobjevi, por injerto y por contacto
entre plantas.
Distribución geográfica: Italia, Yugoslavia, Libia, España.
Referencias:
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126
Faba bean necrotic yellows virus (FBNYV)
Virus del amarilleo necrótico del haba
Taxonomía: Género: Nanovirus.
Descripción: Partículas isométricas de 18 nm de diámetro, su genoma está compuesto de
por lo menos 6 círculos de 1 kb de DNA de cadena sencilla que se encapsidan separadamente.
Citopatología: Viriones encontrados en raíces y floema.
Huéspedes: Haba, lenteja, garbanzo, judía y otras leguminosas.
Sintomatología: Causa amarillamiento, enanismo y necrosis en las hojas.
Transmisión: Se transmite por pulgones de forma persistente, entre los que destacan
Acyrthosiphon pisum, Aphis craccivora, Aphis fabae. No transmitido por Myzus persicae
ni por inoculación mecánica.
Distribución geográfica: Egipto, Etiopía, Jordania, Líbano, Marruecos, Siria, Turquía y
España. En España ha sido encontrado únicamente en Murcia y Mallorca.
Referencias:
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127
Fig mosaic disease
Mosaico de la higuera
Taxonomía: Esta enfermedad se incluye dentro del grupo de enfermedades del High
plains virus.
Descripción: Se ha conseguido purificar partículas filamentosas flexuosas de 230 nm de
diámetro y 720 nm de longitud a partir de hojas de higuera enfermas. En las mismas preparaciones, también se han observado partículas granulares que semejan partículas isométricas de tamaño muy reducido. Asociados, tanto a las partículas filamentosas como
granulares se ha detectado ARN y cDNA de 600, 700, 2000 y 3000 pb. Las secuencias
de estos cDNA indican que el genoma es poliadenilado, multiparticulado y con muy escasa homología con las secuencias disponibles en los bancos de genes. Las mayores homologías se han encontrado con virus que infectan a insectos, virus animales, y con la
proteína de cubierta de Cucumber mosaic virus.
Citopatología: Solamente en el mesófilo de las hojas de higuera se observan los denominados DMBs (“double membrane bodies”), de naturaleza no conocida, dispersos o formando masas en el citoplasma. Se han observado dos tipos de partículas
semejantes a virus: una filamentosa–flexuosa en los tubos cribosos y en las células
adyacentes a éstos, y partículas isométricas en las células del floema. Los cloroplastos aparecen hipertrofiados, con acumulación anormal de almidón, y presencia de
cuerpos osmiófilos.
Huéspedes: El único hospedante conocido es la higuera. Mediante transmisión mecánica se ha conseguido infectar varias especies de la familia Chenopodiaceae y Solanaceae.
Sintomatología: Los síntomas pueden afectar tanto a hojas como a frutos. El síntoma
más característico es el mosaico, que puede extenderse a toda la hoja o aparecer en manchas irregulares. Asociado al mosaico se observan deformaciones en las hojas. Otros síntomas asociados son manchas cloróticas, moteados, manchas necróticas, amarilleo
internervial y caída prematura de hojas y frutos.
Transmisión: La enfermedad se transmite por injerto y por el ácaro eriófido Aceria ficus.
Una de las partículas virales asociadas a la enfermedad es transmisible por inoculación
mecánica.
Distribución geográfica: Es una enfermedad distribuida mundialmente y que afecta a
todas las variedades de higuera conocidas.
128
Referencias:
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129
Grapevine fanleaf virus (GFLV)
Virus del entrenudo corto infeccioso de la vid
Sinónimos: Virus de la degeneración infecciosa de la vid, Grapevine court–noué virus,
Grapevine infectious degeneration virus.
Taxonomía: Familia: Comoviridae; Género: Nepovirus.
Descripción: Partículas isométricas de silueta angular de aproximadamente 30 nm de
diámetro, que sedimentan a 50S (T), 86S (M) y 120S (B) y contienen dos moléculas de
RNA monocatenario de sentido positivo. Las T no contienen RNA, las M una molécula
de RNA de 3,8 kb y las B una molécula de RNA de 7,3 kb.
Citopatología: Se han encontrado partículas virales en células del parénquima de las raíces de plantas de vid infectadas, y en el citoplasma de células del mesofilo de Chenopodium sp.
Huéspedes: Además de su presencia en el género Vitis sp., se puede encontrar en diferentes plantas herbáceas y hortícolas, como: Nicotiana tabacum, Chenopodium sp., Phaseolus vulgaris, Cucumis sativus, etc.
Sintomatología: Los síntomas más llamativos en hoja corresponden a senos peciolares
abiertos, nervios principales con tendencia a juntarse, dentición acusada y mosaicos. Los
pámpanos muestran ramificación anormal, nudos dobles, entrenudos cortos, proliferación de nietos, fasciaciones y bifurcaciones, madera aplastada y crecimiento en zig–zag.
Los racimos presentan corrimiento total o parcial de bayas. Tanto las raíces principales
como secundarias aparecen en menor número, con más grosor y menor longitud que las
de plantas sanas. Agostamiento irregular.
Transmisión: Fundamentalmente mediante propagación vegetativa, teniendo como vector transmisor el nemátodo ectoparásito Xiphinema index. También por inoculación mecánica artificial a determinadas plantas herbáceas.
Distribución geográfica: Muy extendido por todas las zonas vitícolas, siendo mayor su
presencia en suelos con X. index.
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Grapevine fleck virus (GFkV)
Virus del jaspeado de la vid
Sinónimos: Grapevine marbrure virus, Grapevine phloem–limited isometric virus.
Taxonomía: Familia: Tymoviridae; Género: Maculavirus.
Descripción: Partícula isométrica de 30 nm de diámetro que contiene una molécula simple de RNA de 7.4 kb.
Citopatología: Se trata de un virus limitado al floema de la vid.
Huéspedes: Únicamente en el género Vitis.
Sintomatología: No hay una sintomatología definida, ya que se encuentra en forma latente en patrones y viníferas. Únicamente se pueden considerar como síntomas específicos los que exterioriza Vitis rupestris (en particular el clon St. George), consistentes en
hojas en forma de cuchara contraídas hacia el haz (epinastia), mostrándose en dichas
hojas clareamientos en las nerviaciones de tercer y cuarto orden, acompañados de un escaso sistema radicular.
Transmisión: Solamente se conoce su transmisión mediante multiplicación vegetativa,
ignorándose por el momento si existe algún vector. Experimentalmente se puede transmitir mediante Cuscuta spp.
Distribución geográfica: Presente en todas las zonas vitícolas.
Referencias:
– Boscia, D., Martelli, G.P., Savino, V., Castellano, M.A. (1991). Identification of the
agent of grapevine fleck disease. Vitis 30: 97–105
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132
Grapevine leaf roll–associated virus (GLRaV)
Virus del enrollado de la vid
Taxonomía: Familia: Closteroviridae; Género: Ampelovirus.
Descripción: Partículas filamentosas, entre 1400 y 2200 nm, flexuosas, con una molécula
de RNA monocatenario de sentido positivo de 15,5–20 kb. Se conocen dos closterovirus,
siete ampelovirus y un virus sin adscripción a familia que conforman el complejo, de los
cuales, el 1, el 2, el 3 y el 6 han sido detectados en España.
Citopatología: El virus se encuentra limitado al floema de las vides infectadas.
Huéspedes: Vid.
Sintomatología: Las hojas se enrollan hacia el envés según tres ejes, con tonalidades
púrpura en las variedades tintas y amarillo–verdosas en las blancas, manteniendo los nervios verdes. Estos cambios de color se inician a finales de verano en las hojas basales. En
algunos cultivares, y dependiendo del ecosistema, se aprecia falta de color en las bayas,
maduración más tardía e irregular, con menor contenido en azúcar. Las plantas afectadas
son ligeramente más pequeñas que las sanas.
Transmisión: Por material de propagación, por injerto y por vectores de las familias
Pseudococcidae (Pseudococcus longispinus, Ps. calceolariae, Ps. viburni, Ps. maritimus,
Planococcus ficus y P. citri) y Coccidae (Pulvinaria vitis).
Distribución geográfica: Amplia presencia en todas las regiones vitícolas.
Referencias:
– Boscia, D., Savino, V., Elicio, V., Jebahi, S.D., Martelli, G.P. (1990). Detection of closteroviruses in grapevine tissues. Proc. 10th Meeting ICVG, Volos, Greece, pp. 52–57.
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– Cabaleiro, C., Segura, A. (1997). Some characteristics of the transmission of grapevine
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– Carreño, J. (1997). El color de la uva Don Mariano. Factores influyentes en su pigmentación. Tesis doctoral. Universidad de Murcia.ss
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– Engelbrecht, D.J., Kasdorf, G.G.F. (1985). Assocation of a closterovirus with grapevines indexing positive for grapevine leafroll and evidence for its natural spread in grapevine. Phythopathologia Mediterranea 24: 101–105.
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110.
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– Rosciglione, B., Castellano, M.A., Martelli, G.P., Savino, V., Cannizaro, G. (1983).
Mealybug transmission of grapevine virus A. Vitis 22: 331–347.
134
Impatiens necrotic spot virus (INSV)
Virus de las manchas necróticas del impatiens
Taxonomía: Familia: Bunyaviridae; Género: Tospovirus.
Descripción: Partícula isométrica esférica que contiene tres cadenas (L,M,S) de ARN
monocatenario de sentido negativo (L) o que codifican en ambos sentidos de lectura (M
y S), de tamaños 8,9; 5,4 y 2,9 kb respectivamente.
Huéspedes: Numerosas ornamentales. Citado en España en Asplenium nidus–avis y en
Impatiens balsamina.
Sintomatología: Causa anillado necrótico y lesiones también necróticas en la planta huésped. Disminución del desarrollo de la planta.
Transmisión: Se transmite por el trips de las flores Frankliniella occidentales, de forma
persistente circulativa y propagativa.
Distribución geográfica: Norteamérica, Europa. En España se ha encontrado esporádicamente.
Referencias:
– Laviña, A., Batlle, A., (1994). First report of Impatiens necrotic spot virus in Asplenium nidus–avis in Spain. Plant Disease 78: 316.
135
Impietratura disease
Enfermedad de la impietratura de los cítricos
Taxonomía: Supuesta etiología viral.
Citopatología: Se produce acumulación de goma en zonas aisladas del albedo o la columela del fruto
Huéspedes: Cítricos. Afecta a la mayor parte de las especies y variedades cultivadas, si
bien algunas son portadoras asintomáticas.
Sintomatología: La enfermedad afecta fundamentalmente al fruto y el síntoma característico es la formación de bolsas de goma en el albedo, y a veces en la columela, sin alcanzar la pulpa. En el momento del cambio de color del fruto las zonas afectadas
permanecen de color verde, a veces como manchas protuberantes y otras planas. Cuando
el fruto madura estas zonas cambian a color pardo y normalmente aparecen deprimidas.
Los frutos pueden quedar deformados y de tamaño pequeño, y a veces caen al final del
verano. En hojas jóvenes se pueden observar flecos cloróticos y manchas en forma de hoja
de roble.
Transmisión: Por yemas infectadas.
Distribución geográfica: Distribuida en las zonas citrícolas del Mediterráneo y Oriente
Medio. También se ha detectado en India, Sudáfrica, Texas y Venezuela.
Referencias:
– Bové,J.M., (1995). Virus and virus–like diseases in the Near East region. Rome: FAO.
– Guerri, J., (2000). Impietratura. En: Enfermedades de los cítricos, Duran–Vila, N., Moreno, P.(eds.). Ediciones Mundi–Prensa. Madrid, pp.71–72.
– Roistacher, C.N., (1991). Graft–transmissible diseases of citrus. Handbook for detection and diagnosis. Rome: FAO.
136
Iris yellow spot virus
Virus de la mancha amarilla del iris
Taxonomía: Familia: Bunyaviridae; Género: Tospovirus.
Descripción: Partícula isométrica esférica de 80 a 110 nm de diámetro, que contiene tres
cadenas (L, M, S) de ARN monocatenario de sentido negativo.
Huéspedes: Allium cepa L. (cebolla), Iris hollandica Tub., Eustoma russellianum (Lisianthus), Allium porrum L. (puerro), Allium sativum L. (ajo), Allium fistulosum L. (cebollino inglés), Allium schoenoprasum L. (cebolla francesa), Hippeastrum sp.
Sintomatología: Lesiones de color marrón claro pajizo, secas, en forma de huso o de
ojo, de rombo o de diamante, en cebolla, puerro y cebollino inglés. Manchas cloróticas que evolucionan a manchas amarillas. Algunas lesiones tienen el centro verde,
con bordes amarillentos o de color marrón claro. Otras lesiones aparecen como anillos concéntricos, o alternando coloraciones de tejidos verdes y amarillentos o marrón
claro. Estas manchas contribuyen a una temprana senescencia foliar. En el escapo
floral también pueden observarse este tipo de manchas. Aborto de flores. Respecto a
la calidad del bulbo, hay autores que indican la influencia de la infección, otros, sin
embargo, citan que ésta no se ve afectada; en todo caso, hay importantes pérdidas en
la producción.
Transmisión: Por el trips de las cebollas, Thrips tabaci, de forma persistente circulativa
propagativa. No ha sido demostrada la transmisión de este tospovirus por el trips de las
flores (Frankliniella occidentales), ni tampoco por la semilla. Se conoce muy poco de la
epidemiología de este virus.
Distribución geográfica: Colorado, Washington, Idaho, Oregón, Utah, California, Arizona, Nevada, Nuevo México, Chile, Israel, Brasil, Holanda, Irán, Australia, India, Isla
Reunión, Slovenia, España.
Referencias:
– Córdoba, C., Martínez, L.,Muñoz, R., Jordá, C. (2005). Iris yellow spot virus: A new
onion disease in Spain. Plant Disease 89: 1243.
– Córdoba, C., Martínez, L.,Muñoz, R., Lerma, M.L., Jordá, C. (2005). Iris yellow spot
virus (IYSV): nuevo virus en el cultivo de la cebolla en España. Boletín Sanidad Vegetal–Plagas 31: 425–430.
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– Cortés, I., Livieratos, I.C., Derks, A., Peters, D., Kormelink, R. (1998). Molecular and
serological characterization of Iris yellow spot virus, a new and distinct Tospovirus
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– Counts, B.A., McMichael, L.A., Tesoriero, L., Rodoni, B.C., Wilson, C.R., Wilson,
A.J., Persley, D.M., Jones, R.A.C. (2003). Iris yellow spot virus found infecting
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– Derks, A.LM, Lemmers, M.E.C. (1996). Acta Horticulturae 432: 132.
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scape blight of onion (Allium cepa) seed crops in Idaho. Plant Disease 77: 952.
– Kritzman, A., Beckelman, H., Alexandrov, S., Cohen, J., Lampel, M., Zeid, M., Raccah, B., Gera, A. (2000). Lisianthus leaf necrosis: A new disease of Lisianthus caused by Iris yellow spot virus. Plant Disease 84: 1185–1189.
– Kritzman, A., Lampel, M., Raccah, B., Gera, A. (2001). Distribution and Transmission
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– Pozzer, L., Bezerra, I.C., Kormelink, R., Prins, M., Peters, D., Resende, R. de O., de
Ávila, A.C. (1999). Characterization of a tospovirus isolate of Iris yellow spot virus
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– Pozzer, L., Nagata, T., Lima, M.I., Kitajima, E.W., Resende, R. de O., de Ávila, A.C.
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138
Leek yellow stripe virus
Virus del estriado amarillo del puerro
Taxonomía Familia: Potyviridae; Género: Potyvirus.
Descripción: Partícula flexuosa de 815 a 820 nm de longitud.
Citopatología: Al microscopio óptico se pueden observar inclusiones citoplasmáticas a
menudo granulares y cercanas al núcleo. La observación al microscopio electrónico de
células procedentes de plantas infectadas muestra las típicas inclusiones tubulares, laminares y de rueda de carro (“pinwheels”) típicas del grupo al que pertenecen.
Huéspedes: Afecta a puerro (Allium porrum L.) y a otras pocas especies del género
Allium, como ajo (Allium sativum L.), cebolla (A. cepa L.) y chalota o chalote (A. ascalonicum L.), siendo estas últimas más resistentes, aunque no inmunes.
Sintomatología: En puerro produce rayado amarillo en las hojas, especialmente en la
base de las mismas. Hojas flácidas. Las plantas afectadas producen bulbos de menor peso
y de peor calidad.
Transmisión: Se transmite experimentalmente por Aphis fabae y Myzus persicae de
forma no persistente.
Distribución geográfica: Distribuido por varios países de Europa (Bélgica, Alemania,
Francia, España, etc.), generalmente restringido a áreas de cultivo de puerro. En Nueva
Zelanda, Washington y Argentina.
Referencias:
– Bos, L. (1981). Leek yellow stripe virus. CMI/AAB Descriptions of Plant Viruses,
nº 240.
– Brunt, A.A., Crabtree, K., Dallwitz, M.J., Gibbs, A.J., Watson, L., Zurcher, E.J. (eds.)
(1996 onwards). Leek yellow stripe potyvirus.– Plant Viruses Online: Descriptions
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– Hanu, R.P., Hellier, B.C., Dugan, F.M. (2005). First report of Onion yellow dwarf virus,
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– Lot, H., Chovelon, V., Souche, S., Delecolle, B. (1998). Effects of Onion yellow dwarf
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Plant Pathology 20 (1): 14–16.
140
Lettuce big–vein virus (LBVV)
Virus de las venas gruesas de la lechuga
Taxonomía: Género: Varicosavirus.
Observaciones: Se asocia la enfermedad de las nerviaciones gruesas de la lechuga o
“big–vein” de la lechuga a la presencia de este virus y al Mirafiori lettuce virus (MiLV),
ambos transmitidos por el mismo vector. Otros autores, debido a no poder verificarse los
postulados de Koch–Pasteur en el caso del LBVV, exponen que el big–vein de la lechuga
sólo se debe al MiLV, aunque aparecen frecuentemente asociados.
Descripción: Varillas de 320 a 360 nm de longitud y 18 nm de diámetro.
Citopatología: En el citoplasma de células infectadas por el virus pueden encontrarse
cuerpos de inclusión que contienen viriones.
Huéspedes: Lactuca sativa, Sonchus oleraceus, Sonchus asper.
Sintomatología: Las hojas de las plantas afectadas presentan engrosamiento de los nervios con aclareamiento de la zona cercana a los mismos, lo que da un aspecto más acusado de este engrosamiento. Las plantas presentan un porte más erguido. Cuando la
infección se produce tempranamente, las plantas aparecen raquíticas. Todos los tipos de
lechuga pueden verse afectados, pero la sintomatología puede diferir en cada caso. En las
batavias, iceberg y romanas se hacen más patentes las venas gruesas y el aclareamiento
de las zonas próximas. Las lechugas de hoja de roble y Lollo presentan un aspecto más
raquítico, con hojas deformadas.
Transmisión: Transmitido por el hongo quitridial Olpidium brassicae.
Distribución geográfica: Australia, Checoslovaquia, Italia, Japón, Holanda, Nueva Zelanda, Reino Unido, Estados Unidos, España.
Referencias:
– Blancard, D., Lot, H., Maisonneuve, B. (2005). Enfermedades de las lechugas: Identificar, conocer, controlar. Ediciones Mundi–Prensa. I.S.B.N.: 84–8476–188–6, 375 pp.
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Brasil. Plant Pathology 7.
– Latham, L.J., Jones, R.A.C., McKirdy, S.J. (2004).Lettuce big–vein disease: Sources, patterns of spread and losses. Australian Journal of Agricultural Research 55: 125–130.
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– Lot, H., Campbell, R.N., Souche, S., Milne, R.G., Roggero, P. (2002). Transmission by
Olpidium brassicae of Mirafiori lettuce virus and Lettuce big–vein virus, and their
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– Navarro, J.A., Botella, F., Sastre, P., Marhuenda, A., Sánchez–Pina, A., Pallas, V. (2002).
Desarrollo de métodos moleculares para la detección de dos virus asociados con la
enfermedad de las venas grandes de la lechuga y su aplicación a la identificación de
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Fitopatología, Almería, p.109.
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– Rosales, I.M., Sepúlveda, P., Bruna, A. (2004). First report of lettuce big–vein virus
and Mirafiori lettuce virus in Chile. Plant Disease 88:1286.
142
Lettuce mosaic virus (LMV)
Virus del mosaico de la lechuga
Sinónimos: Lactuca virus 1, Marmor lactucae.
Taxonomía: Familia: Potyviridae; Género: Potyvirus.
Descripción: Partícula filamentosa, flexuosa, de aproximadamente 750 x 13 nm y con una
única molécula lineal de RNA de cadena sencilla y de sentido positivo de 10 kb.
Huéspedes: Lechuga, escarola, espinaca, endivia, garbanzo, guisante. Entre las plantas
silvestres Sonchus tenerrimus, Senecio vulgaris, Chenopodium album, Galinsoga parviflora, Malva sp., Ecballium elaterium, Lactuca serrriola, L. virosa, Lamium amplexicaule, Helminthia sp., etc.
Sintomatología: Produce aclarado de venas, mosaico y moteado amarillo en las hojas.
Puede causar enanismo y falta de formación del cogollo. Los síntomas son más graves
cuanto antes le sobreviene la infección. Las plántulas que nacen de semilla infectada muestran un fuerte mosaico y protuberancias en las hojas, las plántulas infectadas no desarrollan, quedan en forma de roseta y no llegan a formar cogollo. Los síntomas pueden ser
variables dependiendo de la variedad de lechuga afectada, cepa del virus, momento del desarrollo de la planta en el que es infectada y condiciones ambientales.
Transmisión: Se transmite por pulgones de forma no persistente, estando citados Aphis
gossypii, A. craccivora, Hyperomyzus lactucae, Myzus persicae, Macrosiphum euphorbiae y Acyrthosiphon scariolae, entre otros. Por inoculación mecánica artificial, por polen
y por semilla.
Distribución geográfica: Mundial. En España ampliamente distribuido.
Referencias:
– Álvarez, J.M., Luis, M.P., Cabezas, A. (1979). Estudio de la reacción de diferentes variedades de lechuga (Lactuca sativa L.) al virus del "mosaico" de la lechuga (LMV).
Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias. Protección Vegetal 10:
19–23.
– Blancard, D., Lot, H., Maisonneuve, B. (2005). Enfermedades de las lechugas:
Identificar, conocer, controlar. Ediciones Mundi–Prensa. ISBN: (84–8476–188–
6), 375 pp.– Dinant, S., Lot, H. (1991). Lettuce mosaic virus: a review. Plant Pathology 529–542.
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– Pink, D.A.C., Kostova, D., Walkey, D.G.A. (1992). Differentiation of pathotypes of
lettuce mosaic virus. Plant Pathology 41: 5–12.
– Revers, F., Lot, H., Souche, S., Le Gall, O., Candresse, T., Dunez, J. (1997). Biological and molecular variability of Lettuce mosaic virus isolates. Phytopathology 87:
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144
Lucerne enation virus (LEV)
Virus de las excrecencias de la alfalfa
Taxonomía: Familia: Rhabdoviridae; Género: No está asignado a ningún genero todavía.
Descripción: Partícula baciliforme de 250 nm de longitud y 85 nm de anchura.
Citopatología: Viriones observados en el floema.
Huéspedes: Alfalfa, haba.
Sintomatología: Causa la formación de excrecencias en el envés de la vena principal de
los foliolos, que se arrugan; las plantas alcanzan una altura normal, pero muy ramificadas.
Transmisión: Se transmite por pulgones (Aphis craccivora) de forma persistente y por
injerto.
Distribución geográfica: Francia, Marruecos, Italia, Yugoslavia, Rumania y España.
Referencias:
– Sardiña, J.R., Novales Lafarga, J. (1973). Una virosis de la alfalfa con producción de
‘enations’. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agragrias. Protección
Vegetal 3: 131–146.
– Signoret, P.A., Alliot, B.C. (1997). Lucerne enation virus en (Brunt, A.A., Crabtree,
K., Dallwitz, M.J., Gibbs, A.J., Watson, L. Zurcher, E.J.). Plant Viruses Online: Descriptions and Lists from the VIDE Database: 62.U.P.0.029.
145
Maize dwarf mosaic virus (MDMV)
Virus del mosaico enanizante del maíz
Sinónimos: Maize mosaic virus; antes se clasificaba como una cepa del virus del mosaico
de la caña de azúcar (Sugarcane mosaic virus, SCMV).
Taxonomía: Familia: Potyviridae; Género: Potyvirus.
Descripción: Partícula filamentosa y flexuosa de 750 nm de longitud y 13 nm de diámetro. El genoma es una única molécula lineal de RNA de cadena sencilla y de sentido
positivo de 9,5 kb.
Citopatología: Los viriones se encuentran principalmente dispersos en el citoplasma de
las células del mesófilo y otras partes de la planta infectada. Se observan inclusiones del
tipo “pinwheel” que, en secciones transversales, se pueden observar en forma de ovillos,
rollos y tubos.
Huéspedes: Los huéspedes naturales se restringen a maíz, sorgo, cañota (Sorghum halepense L.), Setaria verticillata (L.) y Phalaris arundinacea L. Mediante transmisión mecánica se ha determinado la susceptibilidad de varias especies de gramíneas.
Sintomatología: Los síntomas son mosaico y, ocasionalmente, enanismo en maíz. En
sorgo, el mosaico puede ir acompañado de lesiones púrpuras y necróticas.
Transmisión: Se transmite por inoculación mecánica y por pulgones de forma no persistente pertenecientes a tres subfamilias. Los aislados españoles caracterizados se transmiten, en orden de mayor a menor eficiencia, por Schizaphis graminum, Rhopalosiphum
maidis (Fitch), R. padi (L.), Metopolophium dirhodum (Walker), Sitobion avenae (Fabricius). Se transmite también por semilla dependiendo del aislado y la variedad de maíz. La
proporción de transmisión por semilla oscila entre 0.007% y 0.4%. No se ha detectado la
transmisión por semilla de los aislados presentes en España.
Distribución geográfica: Con excepción de Australia, se ha citado su presencia en todas
las áreas donde se cultiva el maíz y sorgo. En España se ha detectado en Andalucia, Aragón, las dos Castillas, Cataluña y Extremadura. Los mayores niveles de incidencia de
este virus se han observado en el Valle del Ebro.
Referencias:
– Achón M. A., Sin, E. (1998). Efecto del virus del mosaico enanizante del maíz (MDMV)
en el establecimiento de plantas de maíz y su vigor. ITEA. 94V: 109–117.
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in Northeast of Spain. Z. PflKrankh. Pfl. Shurz. 106: 539–544.
– Achón, M. A., Sobrepere, M. (2001), Incidence of Potyviruses in commercial Maize
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– Achón, M.A., Lomonossoff, G.P., Medina, V. (1995). Studies on maize dwarf mosaic
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– Achón, M.A., Medina, V., Shanks, M., Markham, P., Lomonossoff, G.P. (1994). Characterisation of a maize–infecting potyvirus from Spain. European Journal of Plant
Pathology 100: 157–165.
– Achón, M.A., Pinner, M., Medina, V., Lomonossoff, G.P. (1996). Biological characteristics of maize dwarf mosaic potyvirus from Spain. European Journal of Plant Pathology 102: 697–705
– Ford, R.E., Tosic, M., Shukla, D.D. (1989). Descriptions of Planta viruses CMI/AAB
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– Olalla Mercade, L., Mira Belda, A., Jurado Grana, F., Gómez Herrera, E. (1984). Introducción al estudio de la enfermedad del raquitismo de las socas de caña de azúcar en zonas peninsulares de España. Comunicaciones INIA, Protección Vegetal 21:
23 pp.
– Olalla Mercade, L., Mira Belda, A., Jurado Grana, F., Gómez Herrera, E. (1984). Estudios de campo en el virus de la caña de azúcar (1982). Comunicaciones INIA,
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– Sánchez, F., Romero, J., Ponz, F. (1993). Diversidad de potyvirus de maíz en distintas regiones españolas. Investigación Agraria, Producción y Protección Vegetales
8: 173–256.
147
Maize rough dwarf virus (MRDV)
Virus del enanismo rugoso del maíz
Sinónimos: Mal de Río Cuarto.
Taxonomía: Familia: Reoviridae; Género: Fijivirus.
Descripción: Viriones isométricos de 70 nm de diámetro, con una doble cubierta que
contiene 10 segmentos de RNA bicatenario lineal que se denominan S–1 a S–10, de 3,9;
3,2; 3,15; 3,15; 3,1; 2,29; 2,20; 1,74; 1,73 y 1,72 kb respectivamente.
Citopatología: Los viriones se encuentran en el citoplasma de las células del floema de
las enaciones, formando inclusiones cristalinas y viroplasmas de considerable tamaño
que contienen tanto viriones maduros como inmaduros. También se pueden encontrar estructuras tubulares de unos 10 nm de diámetro que contienen viriones. Los cloroplastos
son los orgánulos más afectados, presentando desorganización de los tilacoides.
Huéspedes: Los únicos hospedantes naturales conocidos son: maíz, avena, Digitaria sanguinalis y Echinochloa cruz–galli. Experimentalmente, mediante transmisión con el vector, infecta trigo y cebada.
Sintomatología: Cuando la infección se produce en plantas jóvenes de maíz se observa
un enanismo severo, no hay producción de grano y la planta muere prematuramente. Otro
síntoma característico es la producción de tumoraciones en el envés, que dan una consistencia rugosa a la hoja. Además las hojas presentan una coloración verde oscura intensa.
Transmisión: Se transmite por homópteros de la familia Delphacidae de forma propagativa circulativa. Se ha observado la transmisión trasovárica del virus. El único vector
conocido en Europa es Laodelphax striatellus. La cepa americana (Mal de Rio Cuarto)
se transmite por Delphacodes kuscheli Fennah. No se transmite ni por inoculación mecánica ni por semilla.
Distribución geográfica: Europa mediterránea, Israel y Argentina, donde es endémico.
En España se ha detectado en todas las comunidades visitadas: Andalucía, Aragón, Cataluña, Extremadura. Los mayores niveles de incidencia se han observado en Aragón.
Referencias:
– Alonso–Dueñas, N., Serrano., L., Achon, M.A. (2004). Epidemiologia de las virosis de
Poaceas. XII Congreso de la Sociedad Española de Fitopatología. Gerona, 180.
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– Commonwealth Mycological Institute. (C.M.I.). (1997). Distribution of Maize rough
dwarf virus. CMI Map 738, 1st. Edition.
– Lovisolo, O. (1971). Maize rough dwarf virus. Descriptions of Plant viruses. CMI/AAB
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– Rodrigo, G., Sobrepere, M., Medina, V., Achon, M.A. (2000). Presencia del virus del
enanismo rugoso del maíz (MRDV) en Cataluña. X Congreso de la Sociedad Española de Fitopatología. Valencia, 136.
– Signoret, P.A., Alliot, B. (1985). Occurrence of Maize rough dwarf virus in France and
Spain. Mitteilungen aus der Biologischen Bundesanstalt für Land und Forstwirtschaft 228: 74–75.
– Sobrepere, M, Rodrigo, G., Pons, X, Albajes., R., Achon, M.A. (2002). Incidente virus
epidemiology Symposium. Aschersleben (Alemania).
– Sobrepere, M., Achon, M.A. (2001). Emergence of Maize rough dwarf Fijivirus in
Spain. IXth Conference on virus diseases of Gramineae in Europe. York (UK).
149
Melon necrotic spot virus (MNSV)
Virus de las manchas necróticas del melón
Sinónimos: Virus del cribado del melón, virus del “colapso” del melón.
Taxonomía: Familia: Tombusviridae; Género: Carmovirus.
Descripción: Partícula isométrica de 30 nm de diámetro, con una molécula de ARN lineal, monocatenario y de sentido positivo de 4,26 kb. El ácido nucleico supone el 17,8
% del virión.
Citopatología: Las partículas virales se encuentran en forma de agregados o formaciones
cristalinas en el citoplasma o vacuola central de las células de plantas infectadas.
Huéspedes: Melón, pepino, sandía, calabacín.
Sintomatología: Causa lesiones cloróticas que acaban como manchas necróticas puntuales que le dan el nombre de “cribado”. También pueden presentarse manchas necróticas internerviales que avanzan hasta que amplias zonas de la hoja acaban secándose.
Causa estrías en pecíolos y tallos.
Un síntoma muy típico es el de necrosis de los nervios de la hoja, que forma como un enrejado. Posteriormente se necrosa la zona internervial, llegando hasta la necrosis total de
la hoja.
Otro síntoma totalmente diferente a los expuestos es un marchitamiento rápido que evoluciona hasta la muerte de la planta, de ahí el nombre de “Colapso”, sin presentar los síntomas
típicos de las manchas necroticas anteriormente descritos, que le dan el nombre de cribado
del melón. En este caso también presenta estrías necróticas en la base del tallo, que se extienden hacia arriba del mismo. La sintomatología es similar a la causada por agentes fúngicos vasculares o bacterianos. Suelen presentarse en el momento del engorde de los frutos.
Los síntomas descritos se presentan en una distribución espacial en el campo en forma
de manchas o rodales, típico de una enfermedad cuya transmisión esta ligada al suelo.
Los frutos presentan manchas necróticas deprimidas en su superficie.
Transmisión: Se transmite por el hongo Olpidium bornovanus (anteriormente denominado O. cucurbitacearum y O. radicale) (Chytidriomycetes).
Se transmite por semilla, pero su presencia y extensión está ligada a la presencia del
hongo.
Distribución geográfica: Mundial; en España se ha citado en Andalucía, Murcia, Comunidad Valenciana, Castilla-La Mancha y Aragón.
150
Referencias:
– Cuadrado, I.M., Gómez, J., Moreno, P. (1993). El virus de las manchas necróticas del
melón (MNSV) en Almería. I. Importancia del MNSV como causa de la muerte súbita del melón. Boletín de Sanidad Vegetal, Plagas 19: 93–106.
– Díaz, J. A., Nieto, C., Moriones, E., Truniger, V., Aranda, M. A. (2004). Molecular characterization of a Melon necrotic spot virus strain that overcomes the resistance in
melon and non–host plants. Molecular Plant–Microbe Interactions 6: 668–675.
– García–Jiménez, J., Martínez–Ferrer, G., Armengol, J., Velázquez, T., Orts, M., Juárez, M., Ortega, A., Jordá, C., Alfaro–García, A. (1993). Agentes asociados al colapso del melón en distintas zonas españolas. Boletín de Sanidad Vegetal, Plagas
19: 401–423.
– Gómez, J., Cuadrado, I., Velasco, V. (1993). El virus de las manchas necróticas del
melón (MNSV) en Almería. II. Eficacia de la desinfección del suelo frente a MNSV.
Boletín de Sanidad Vegetal, Plagas 19: 179–186.
– Gómez, J., Cuadrado, I., Velasco, V. (1993). El virus de las manchas necróticas del
melón (MNSV) en Almería. III. Eficacia del injerto del melón para combatir el
MNSV. Boletín de Sanidad Vegetal, Plagas 19: 187–192.
– Gómez–Vázquez, J., (1993). Enfermedades del melón en los cultivos “sin suelo” de la
provincia de Almería. Comunicación I+D Agroalimentaria 3/93. Junta de Andalucía. Consejería de Agricultura y Pesca. Servicio de Publicaciones y Divulgación.
(ISBN: 84–87564–80–1).
– Juárez, M., Ortega A., Aucejo S., Jordá C., (2000). La situación del virus del cribado
del melón en el Levante español. X Congreso de la SEF. p. 325.
– Juárez, M., Ortega A., Jordá C., (1994). Variabilidad del virus del cribado del melón.
Hortofruticultura nº 11: 37–40.
– Luis–Arteaga, M. (1994). Virus de las manchas necróticas del melón. Melon Necrotic
Spot Virus. MNSV. En (Díaz Ruiz, J.R.; García Jiménez, J.) Enfermedades de las
Cucurbitáceas en España. Monografías de la SEF 1: 82.
– Luis–Arteaga, M., Álvarez, J. (1990). Evolution of muskmelon virus infection on field
crops in the Ebro Valley (Spain). Report Cucurbit Genetics Cooperative 13: 20–23.
151
Mirafiori lettuce virus (MiLV)
Virus de las nerviaciones gruesas de la lechuga (“big vein”)
Taxonomía: Género: Ophiovirus.
Descripción: Filamentos de 3 nm de diámetro, más o menos plegados, formando masas
de tamaño y contorno no determinado.
Observaciones: Se asocia la enfermedad de las nerviaciones gruesas de la lechuga o
“big–Vein” de la lechuga a la presencia de este virus y al Lettuce big vein virus (LBVV),
ambos transmitidos por el mismo vector. Otros autores, debido a no poder verificarse los
postulados de Koch–Pasteur en el caso del LBVV, exponen que el big–vein de la lechuga
sólo se debe al MiLV, aunque aparecen frecuentemente asociados.
Huéspedes: Diferentes especies de los géneros Lactuca, Cichorium y Sonchus.
Sintomatología: Las hojas de las plantas afectadas presentan engrosamiento de los nervios, con aclareamiento de la zona cercana a los mismos, lo que da un aspecto más acusado de este engrosamiento. Las plantas presentan un porte más erguido. Cuando la
infección se produce tempranamente, las plantas aparecen raquíticas. Todos los tipos de
lechuga pueden verse afectados, pero la sintomatología puede diferir en cada caso. En las
batavias, iceberg y romanas se hace más patente las venas gruesas y el aclareamiento de
las zonas próximas. Las lechugas de hoja de roble y Lollo presentan un aspecto más raquítico, con hojas deformadas.
Transmisión: Por las zoosporas del hongo quitridiomiceto Olpidium brassicae.
Distribución geográfica: California, Brasil, Chile, Japón, Australia, Nueva Zelanda, España.
Referencias:
– Blancard, D., Lot, H., Maisonneuve, B. (2005). Enfermedades de las lechugas: Identificar, conocer, controlar. Ediciones Mundi–Prensa. ISBN: (84–8476–188–6),
375 pp.
– Colariccio, A., Chaves, A.L.R., Eiras, M., Chagas, C.M., Lenzi, R., Roggero, P. (2003).
Presence of lettuce big–vein disease and associated virases in a subtropical area of
Brasil. Plant Pathology 7.
– Latham, L.J., Jones, R.A.C., McKirdy, S.J. (2004). Lettuce big–vein disease: Sources, patterns of spread and losses. Australian Journal of Agricultural Research 55,
125–130.
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– Lot, H., Campbell, R.N., Souche, S., Milne, R.G., Roggero, P. (2002). Transmission by
Olpidium brassicae of Mirafiori lettuce virus and Lettuce big–vein virus, and their
roles in Lettuce big–vein etiology. Phytopathology 92: 288–293.
– Moreno, A., De Blas, C., Biurrun, R., Nebreda, M., Palacios, I., Duque, M., Federes,
A. (2004). The incidente and distribution of viruses infecting lettuce, cultivated
Brassica and associated natural vegetation in Spain. Ann. Appl. Biol. 144: 339–346.
– Navarro, J.A., Botella, F., Sastre, P., Marhuenda, A., Sanchez–Pina, A., Pallas, V. (2002).
Desarrollo de métodos moleculares para la detección de dos virus asociados con la
enfermedad de las venas grandes de la lechuga y su aplicación a la identificación de
reservorios naturales. Proceedings of the XI Congreso de la Sociedad Española de
Fitopatología. Almería, p.109.
– Roggero, P., Lot, H., Souche, S., Lenzi, R., Milne, R.G. (2003). Occurrence of Mirafiori
lettuce virus and lettuce big–vein virus in relation to development of big–vein
symptoms in lettuce crops. European Journal of Plant Pathology 109: 261–267.
– Rosales, I.M., Sepúlveda, P., Bruna, A. (2004). First report of lettuce big–vein virus
and Mirafiori lettuce virus in Chile. Plant Disease Note 88:1286.
153
Onion yellow dwarf virus
Virus del amarilleo enanizante de la cebolla
Sinónimos: Allium virus 1, Marmor cepae.
Taxonomía Familia: Potiviridae; Género: Potyvirus.
Descripción: Partícula flexuosa de entre 722 y 820 nm de longitud y 16 nm de diámetro.
Citopatología: Con el microscopio óptico pueden observarse inclusiones granulares y
en observaciones al microscopio electrónico las típicas rueda de carro o “pinwheels” y
rollos o “scrolls”.
Huéspedes: Allium cepa L., A. sativum L., A. ascalonicum L., A. porrum L., A. fistolosum L., otros Allium sp., Narcissus pseudonarcissus L., N. tazetta orientales L., etc.
Sintomatología: Estrías amarillas en las primeras hojas, estrías que evolucionan a amarilleo de las hojas. Hojas rizadas, flácidas y deformadas. Mosaico y acaparamiento de la
planta. Distorsión en el tallo floral y flores más pequeñas con semillas de peor calidad.
Los síntomas dependen del momento en el que tiene lugar la infección. Los bulbos tienen peor almacenamiento.
Transmisión: Durante el periodo vegetativo se transmite por el áfido Myzus persicae
(Sulzer) y M. ascalonicus de forma no persistente. No tenemos cita de su transmisión
por semilla o polen.
Distribución geográfica: Mundial
Referencias:
– Bos, L., (1976). Onion yellow dwarf virus. CMI/AAB Descriptions of Plant Viruses, p. 158.
– Lot, H., Chovelon, V., Souche, S., Delecolle, B. (1998). Effects of onion yellow dwarf
and leek yellow stripe viruses on symptomatology and yield loss of three French
garlic cultivars. Plant Disease 82, 12, pp. 1381–1385.
– Lunello P., Mansilla C., Conci V., Ponz F. (2004). Ultra–sensitive detection of two garlic potyvirus using a real–time fluorescent (Taqman®) RT–PCR assay. Journal of Virological Methods. 118, 1, 15–21.
– Shiboleth, Y.M., GalOn, A., Koch, M., Rabinowitch, H.D., Salomon, R. (2001). Molecular characterization of onion yellow dwarf virus (OYDV) infecting garlic (Allium
sativum L.) in Israel: thermotherapy inhibits virus elimination by meristem tip culture. Ann. Appl. Biol. 138, 2: 187–195.
154
Papaya ringspot virus (PRSV)
Virus de las manchas anulares de la papaya
Sinónimos: Watermelon mosaic virus I; Papaya distorsion ringspot virus; Papaya mosaic virus; Specific watermelon mosaic virus.
Taxonomía Familia: Potyviridae; Género: Potyvirus.
Descripción: Partícula filamentosa flexuosa de 760–800 nm de longitud por 12 nm de
diámetro, con una única molécula lineal de ARN de cadena sencilla y de sentido positivo
de 10,3 kb. El ácido nucleico supone el 5,5% del virión.
Citopatología: Induce inclusiones en forma de molinillos (“pinwheels”) y de tubos
(“scrolls”) en el citoplasma de las células de plantas infectadas.
Huéspedes: Melón, calabacín, pepino, sandía, calabaza y papaya.
Sintomatología: Causa en general mosaico y deformaciones tanto en hojas como en
frutos. También causa abullonado en hojas y frutos según la especie del huésped. En pepino pueden observarse mosaico y deformaciones en hojas y frutos. En calabacín, mosaico, hojas con aspecto laciniado y mosaico en fruto. En melón, amarilleo en general,
hojas deformadas, nervios con aspecto fasciado y mosaico en fruto. En papaya, moteado y distorsión de hojas. Las hojas más jóvenes presentan mosaico, abullonado, deformaciones y filimorfismo. En tallo, manchas alargadas de color más oscuro y en fruto,
manchas circulares de color más oscuro, como infiltradas de grasa. La infección conjunta
con WMV–II puede tener efecto sinérgico.
Transmisión: Se transmite por pulgones de forma no persistente por numerosas especies de áfidos, estando citados Myzus persicae, Aphis gossypii y A. craccivora, Aulacorthum solani y Macrosiphum euphorbiae.
Distribución geográfica: Mundial; en España se ha citado en Andalucía, Canarias y
Costa del Mediterráneo.
Referencias:
– Alonso–Prados, J.L., Luis–Arteaga, M., Alvarez, J.M., Moriones, E., Batlle, A., Laviña, A., García–Arenal, F., Fraile, A., (2003). Epidemics of aphid–transmitted virases in melon crops in Spain. Eur. J. Patholo. 109: 129–138.
– Luis–Arteaga, M. (1994). Virus de las manchas anulares de la papaya. Papaya Ringspot Virus. PRSV. En (Díaz Ruiz, J.R.; García Jiménez, J.). Enfermedades de las Cucurbitáceas en España. Monografías de la SEF 1: 81.
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– Luis–Arteaga, M., Alvarez, J.M., Alonso–Prados, J.L., Bernal, J.J., García–Arenal, F.,
Laviña, A., Batlle, A., Moriones, E. (1998). Occurrence, distribution and relative
incidente of mosaic viruses infecting field–grown melon in Spain. Plant Disease 82:
979–982.
– Purcifull, D., Edwardson, J., Hiebert, E., Gonsalves, D. (1984). Papaya ringspot virus.
CMI/AAB Descriptions of Plant Viruses nº 292.
156
Parietaria mottle virus (PMoV)
Virus del moteado de la parietaria
Taxonomía: Familia : Bromoviridae; Género: Ilarvirus.
Descripción: Partícula isométrica de 24–36 nm de diámetro, con un genoma compuesto
por cuatro RNAs de sentido positivo de 4,3; 3,7; 2,7 y 1,1 kb respectivamente.
Huéspedes: Parietaria, pimiento y tomate.
Sintomatología: Clorosis brillante o necrosis que puede afectar a toda la hoja, tallo y
ápice. También puede presentarse en forma de moteado suave o ausencia completa de
síntomas.
Transmisión: Se transmite por inoculación mecánica o injerto.
Distribución geográfica: Italia, Grecia, sur de Francia y, en España, Cataluña, País Vasco
y Murcia.
Referencias:
– Aramburu, J. (2001). First Report of Parietaria mottle virus on Tomato in Spain. Plant
Disease 85, 1210.
– Caciagli, P., Boccardo, G., Lovisolo, O. (1989). Parietaria mottle virus, a posible new
ilarvirus from Parietaria officinalis (Urticaceae). Plant Pathology 38: 577–84.
– Galipienso, L., Herranz, M.C., Pallás, V., Aramburu, J. (2004). Detection of a tomato
strain of Parietaria mottle virus (PMoV–T) by molecular hybridisation and reverse
transcriptase–polymerase chain reaction in field samples from north–eastern Spain.
Plant Pathology 54: 29–35.
– Janssen, D., Saez, E., Segundo, E., Martín, G., Gil, F., Cuadrado, I.M. (2005). Capsicum annuum a new host of Parietaria mottle virus in Spain. Plant Pathology 54:
567–567.
– Roggero, P., Ciuffo, M., Katis, N., Alioto, D., Crescenzi, A., Parella, G., Gallitelli, D.
(2000). Necrotic disease in tomatoes in Greece and south Italy caused by tomato
strain of Parietaria mottle virus. Journal of Plant Pathology 82: 159.
157
Peanut stunt virus (PSV)
Virus del enanismo del cacahuete
Sinónimos: Groundnut stunt virus, Robinia mosaic virus.
Taxonomía: Familia: Bromoviridae; Género: Cucumovirus.
Descripción: Partícula isométrica de 30 nm de diámetro, con un 16% de ácido nucleico. Genoma tripartido de RNA monocatenario de sentido positivo de 3,4; 2,9 y
2,2 kb respectivamente.
Citopatología: Viriones observados en todas las partes de la planta. Inclusiones: cristales en el citoplasma.
Huéspedes: Trébol, alfalfa, judía, cacahuete.
Sintomatología: Moteado clorótico en hojas y enanismo en la planta, así como malformaciones en el fruto. Epinastia, distorsión de hoja y enanismo en judía. Pronunciado enanismo en cacahuete.
Transmisión: Por áfidos de forma no persistente, estando citados Aphis craccivora, A.
spiraecola y Myzus persicae. Transmitido por semilla en pequeña proporción en cacahuete.
Distribución geográfica: Norteamérica, Japón, Corea, Marruecos, Europa; en España
se ha citado en Madrid.
Referencias:
– Díaz–Ruiz, J.R., Kaper, J.M., Waterworth, H.E., Devergne, J.C. (1979). Isolation and
characterization of peanut stunt virus from alfalfa in Spain. Phytopathology 69:
504–509.
– Díaz–Ruiz, J.R., Kaper, J.M. (1983). Nucleotide sequence relationships among thirty
peanut stunt virus isolates determined by competition hybridation. Archives of Virology 75: 277–281.
– Miltão, V., Moreno, I., Rodríguez–Cerezo, E., García–Arenal, F. (1998). Differential
interactions among isolates of peanut stunt cucumovirus and its satellite RNA. Journal of General Virology 79: 177–184.
158
Pelargonium flower–break virus (PFBV)
Virus de la rotura de la flor del pelargonio
Taxonomía: Familia: Tombusviridae; Género: Carmovirus.
Descripción: Partículas isométricas de aproximadamente 30 nm de diámetro. Compuesta
por una cadena simple de ARN.
Huéspedes: Pelargonium zonale, P. peltatum.
Sintomatología: Rotura del color de las flores de algunos cultivares de Pelargonium sp.,
en otros, sin síntomas.
Transmisión: Transmisión vegetativa, por injerto y mecánica. Transmisión en la solución
nutritiva recirculante.
Distribución geográfica: Inglaterra, Alemania, Holanda, Dinamarca.
Referencias:
– Berkelmann, B., Wohanka, W., Krczal, G. (1995). Transmission of Pelargonium flower–
break virus (PFBV) by recirculanting nutrient solutions with and without slow sand
filtration. ISHS Acta Horticulturae 382: IV International Symposium on Soil and
Substrate Infestation and Disinfestation. Leuven. Belgium.
– Brunt, A.A., Crabtree, K., Dallwitz, M.J., Gibbs, A.J., Watson, L., Zurcher, E.J. (Eds.)
(1996). Pelargonium flower–break virus. Plant Viruses Online: Descriptions and
Lists from the VIDE Database. http://biology.anu.edu.au
– Hollings, M., Stone, O.M. (1974). Pelargonium flower–break virus. CMI/AAB. Descriptions of Plant Viruses Nº 130.
– Pelargonium flower–break virus. ICTVdB. The Universal Virus Database.
http://www.ncbi.nlm.nih.gov
159
Pelargonium line pattern virus (PLPV)
Virus del anillado del pelargonio
Sinónimos: Pelargonium ring pattern virus.
Taxonomía: Familia: Tombusviridae; Género: Carmovirus (¿).
Descripción: Partículas isométricas de aproximadamente 30 nm de diámetro compuestas por una cadena simple de ARN.
Citopatología: Los virus pueden encontrarse en las células de la epidermis y mesófilo de
las hojas de las plantas infectadas.
Huéspedes: Pelargonium zonale. En P. peltatum no presenta síntomas.
Sintomatología: En primavera causa dibujos en anillo de color amarillo en las hojas adultas de cultivares susceptibles. Los síntomas son similares a los ocasionados por Pelargonium ring spot.
Transmisión: No se conoce vector. Se transmite vegetativamente, por injerto y por contacto entre plantas.
Distribución geográfica: Bélgica, Dinamarca, Francia, Holanda, Reino Unido, USA,
Alemania.
Referencias:
– Brunt, A.A., Crabtree, K., Dallwitz, M.J., Gibas, A.J., Watson, L., Zurcher, E.J. (Eds.)
(1996). Plant Viruses Online: Descriptions and Lists from the VIDE Database.
http://biology.anu.edu.au
– Smith, I.M., Dunez, J., Lelliott, R.A., Phillips, D.H., Archer, S.A. (1992). Manual de
Enfermedades de las Plantas. Ediciones Mundi–Prensa pp. 117.
160
Pelargonium zonate spot virus (PZSV)
Virus de las manchas por zonas del pelargonio
Sinónimos: Virus de las manchas zonales del Pelargonium
Taxonomía: Género: Algunas clasificaciones lo agrupan con los Ourmiavirus
Descripción de la partícula: Partículas casi–isométricas de 25–35 nm de diámetro. Compuesta por dos ARN de simple cadena (ARN–1 y ARN–2) encapsidadas en dos partículas distintas y tres nucleoproteinas de diferentes coeficientes de sedimentación. Las
partículas son similares a los Ilarvirus así como otros virus similares, sin embargo no tienen relación serológica con ellos.
Citopatología: Las partículas virales pueden encontrarse tanto en el citoplasma como en
el núcleo de las células de plantas infectadas. Las inclusiones nucleares se asocian al nucleolo y las del citoplasma pueden aparecer en estructuras tubulares en filas
Plantas hospedantes: Tomate, alcachofa Pelargonium zonale, Chrysanthemum segetum, Capsella bursa–pastoris, Diplotaxis erucoides, Picais echiodes, Sonchus oleraceus.
Sintomatología: Dibujos y anillos concéntricos en tomate, mosaico y deformaciones en
alcachofa, bandeado amarillo–cromo concentrico en Pelargonium zonale, moteado amarillo en Chrysanthemum segetum.
Transmisión: Por semilla en Nicotiana glutinosa y por polen.
Por trips del género Melanothrips sp., mediante el transporte pasivo de granos de polen
contaminados
Distribución geográfica: Distribución restringida: sur de Italia y provincia de Zaragoza
en España.
Referencias:
– Conti M., Gallitelli D., Lisa V., Lovisolo O., Martelli G.P., Ragozzino A., Rana G.L.,
Vovlas C., (2000). Virus de las manchas por zonas del geranio. En: Principales virus
de las plantas hortícolas. Bayer. Mundi–Prensa, 198–202.
– Gallitelli D., (1982). Properties of tomato isolate of Pelargonium zonate spot virus.
Ann. Appl. Biol. 100: 457–466.
161
– Gallitelli D., Quacquarelli A., Martelli G.P., (1983). Pelargonium zonate spot virus.
CMI/AAB. Descriptions of Plant Viruses. Nº 272.
– Luis–Arteaga M., Cambra M. A., (2000). First report of natural infection of greenhouse–grown tomato and weed species by Pelargonium zonate spot virus in Spain.
Plant Disease, 84 (7), 807
162
Pepino mosaic virus (PepMV)
Virus del mosaico del pepino dulce
Taxonomía: Familia: Flexiviridae; Género: Potexvirus.
Descripción: Partícula flexuosa de aproximadamente 510 nm de longitud y 11 nm de
diámetro. Genoma compuesto por una simple cadena de ARN.
Citopatología: Produce inclusiones formadas por masas de partículas en forma de bandas, típicas de los potexvirus, en el citoplasma del parénquima del mesófilo de la hoja.
Huéspedes: El aislado original fue detectado en Solanum muricatum L. (Pepino dulce o
Pera melón) y no afectaba a tomate. El aislado europeo afecta a tomate y ha sido encontrado infectando de forma natural a las siguientes especies silvestres: Amaranthus sp.,
Basia scoparia, Calistegia sepium, Chenopodium murale, Convolvulus althaeoides, Convolvulus arvensis, Conyza albida, Coronopus sp., Diplotaxis erucoides, Echium creticum, E. humile, Heliotropium europeo, Malva parviflora L., Moricandia arvensis,
Nicotiana glauca Grah., Onopordum sp., Piptatherum multiflorum, Plantago sp., Rumex
sp., Sisimbrium irio, Solanum nigrum L., y Sonchus oleraceus L., Sonchus tenerrimus,
Taraxacum vulgare. Diferentes especies del género Lycopersicon se muestran sensibles
al virus, tal como L. chilense, L. chmielewkii, L. parviflorum, L. pennellii, L. pimpinellifolium.
Sintomatología: Mosaicos de tonos e intensidades diversos, desde el típico mosaico
verde claro–verde oscuro, muy similar al presentado por el virus del mosaico del tomate
o el mosaico verde–verde tan claro que casi llega a blanco, a mosaico amarillo dorado–
verde oscuro. Manchas amarillas que pueden comenzar en el centro del foliolo y se extienden hasta que prácticamente todo el foliolo se vuelve de color amarillo. Foliolos
amarillos con islas de color verde oscuro. Apuntamiento de foliolos, llegando a filiformismo, síntoma que recuerda al presentado por el virus del mosaico del pepino (Cucumber mosaic virus). Rizado de hojas internervial y abullonado. Estrías de color verde
oscuro en tallos y en el cáliz. Manchas de colores diversos, rojo más claro, naranja o
verde, en frutos maduros o madurez irregular.
Hay un síntoma que cursa con marchitez, pudiendo llegar a “muerte súbita” o “colapso”.
Se detecta la presencia de Pepino mosaic virus en las plantas afectadas y la de Olpidium
brassicae en sus raíces, y siempre ligada esta manifestación a determinadas condiciones
ambientales.
Transmisión: Se transmite por semilla, constituyendo así el inóculo primario de la enfermedad. Su posterior expansión se realiza de forma mecánica, con gran facilidad, en
las distintas labores de cultivo al que se ve sometido el mismo. La transmisión por los
163
abejorros polinizadores, Bombus terrestris y Bombus canariensis, ha sido también comprobada.
Distribución geográfica: Se encuentra descrito en Perú, Holanda, Reino Unido*, Francia, Alemania*, Canadá, Bélgica, Portugal, Italia, diferentes estados de EE.UU. (Arizona,
California, Colorado, Florida, Oklahoma y Texas), Noruega*, Polonia*, Marruecos, Finlandia*, Suecia, Eslovaquia*, Bulgaria*, Ucrania y Austria. En España se ha encontrado
en Alicante, Almería, Barcelona, Granada, Murcia, Navarra (¿), Valencia, Islas Baleares
e Islas Canarias.
(*) Según datos de EPPO (2004) ha sido citado, pero erradicado.
Referencias:
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raíces como causa del síndrome del “Colapso” del tomate. XII Congreso de la Sociedad Española de Fitopatología. Lloret de Mar (Girona).
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– Lázaro A., Martínez–Culebras P., Lacasa A., Hita I., Jordá C., (2000). A new disease in
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– Martínez–Culebras P., Lázaro A., Jordá C. (2002). A RT–PCR assay combined with
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– Soler S., Prohens J., Nuez F. (2000). El virus del mosaico del pepino dulce en el cultivo del tomate. Vida Rural 119: 48–52.
165
Pepper mild mottle virus (PMMV)
Virus del moteado atenuado del pimiento
Taxonomía: Género: Tobamovirus.
Descripción: Partícula cilíndrica y rígida de 312 x 18 nm, con una molécula de ARN
monocatenario de sentido positivo de 6,36 kb.
Citopatología: Agregados de virus en las células de plantas de pimiento afectadas. Las
partículas se orientan transversalmente a lo largo del eje de este agregado. Forman capas
de partículas y cada capa con la siguiente forma un ángulo de 60º.
Huéspedes: Pimiento y especies de género Capsicum.
Sintomatología: Clorosis suave de la hoja y enanismo de la planta, especialmente graves si se infecta en estado de plántula. También es causa de frutos pequeños, deformados
con mosaico y con depresiones necróticas.
Transmisión: Fácilmente transmisible por inoculación mecánica, por contacto entre plantas y por semilla. Sobrevive durante meses en restos de cosecha.
Distribución geográfica: Mundial; en España se ha citado en Aragón y en el sudeste.
Referencias:
– Alonso, E., García Luque, I., Ávila Rincón, M.J., Wicke, B., Serra, M.T., Díaz Ruiz, J.R.
(1989). A tobamovirus causing heavy losses in protected pepper crops in Spain.
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– Alonso, E., García Luque, I., Cruz, A. de la, Wicke, B., Ávila Rincón, M.J., Serra, M.T.,
Castresana, C., Díaz Ruiz, J.R. (1991). Nucleotide sequence of the genomic RNA
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Nucleotide sequences of 5' and 3' non–coding regions of pepper mild mottle virus
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– García Luque, I., Ferrero M. L., Rodríguez J. M., Alonso E., Cruz A. de la, Sanz A. I.,
Vaquero, C., Serra, M. T., Díaz Ruiz. (1993) The nucleotide sequence of the coat
protein genes and 3' non–coding regions of two resistance–breaking tobamoviruses
in pepper shows that they are different viruses. Archives of Virology 131: 75–88.
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– García Luque, I., Serra, M.T., Alonso, E., Wicke, B., Ferrero, M.L., Díaz Ruiz, J.R. (1990).
Characterization of a Spanish strain of pepper mild mottle virus (PMMV–S) and its relationships to other tobamoviruses. Journal of Phytopathology 129: 1–8.
– Marte, M., Wetter, C. (1986). Occurrence of pepper mild mottle virus in pepper cultivars from Italy and Spain. Zeitschrift für Pflanzenkrankheiten und Pflanzenschutz
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– Rodríguez–Cerezo, E., Moya, A., García–Arenal, F. (1989). Variability and evolution of
the plant RNA virus pepper mild mottle virus. Journal of Virology 63: 2198–2203.
– Tenllado, F., García Luque, I., Serra, M.T., Díaz Ruiz, J.R. (1997). Pepper resistance
braking tobamoviruses: can they coexist in single pepper plants? European Journal
of Plant Pathology 103: 235–243.
167
Plum pox virus (PPV)
Virus de la sharka
Sinónimos: Viruela del ciruelo, Prunus virus 7.
Taxonomía Familia: Potyviridae; Género: Potyvirus.
Descripción: Partícula filamentosa y flexuosa de 764 x 20 nm, con una única molécula
de ARN de cadena sencilla y de sentido positivo de 9,7 kb. Posee una proteína unida a
su extremo 5´ y una cola poly A en su extremo 3´. El ácido nucleico supone el 7% del
virión.
Citopatología: Cuerpos de inclusión en forma de molinillos (“Pinwheels”) pueden observarse en las células de las hojas de ciruelos y melocotoneros infectados por este virus.
Huéspedes: Especies frutales de hueso: albaricoquero, almendro, cerezo, ciruelo y melocotonero y distintos portainjertos y plantas ornamentales del género Prunus.
Sintomatología: Los síntomas de la enfermedad de la sharka dependen del aislado viral.
Los aislados tipo D (Dideron) pueden afectar a todos los frutales de hueso, excepto al
cerezo, pero son especialmente graves en las variedades más precoces de albaricoquero
y ciruelo europeo. Los aislados tipo M (Marcus) inducen síntomas más agresivos en
todos los frutales de hueso, excepto en cerezo, y son especialmente epidémicos en melocotonero. Los aislados tipo C (Cherry) pueden infectar al cerezo, aunque sin provocar graves síntomas. Nunca se han observado en España infecciones naturales en
almendro ni en cerezo.
Los síntomas generales de la enfermedad pueden aparecer en pétalos de flores, causando decoloración en algunos cultivares de melocotonero. En las hojas aparecen anillos y manchas cloróticas, que suelen desaparecer con los primeros calores del verano.
Los síntomas económicamente perjudiciales se presentan en los frutos, que además
suelen caer prematuramente. Se producen anillos cloróticos y manchas deprimidas que
suelen producir deformaciones graves, acompañadas de gomosis interna, que confiere
mal sabor al fruto, haciéndolo inservible para la industria, incluso alcoholera. El endocarpio de los albaricoques con síntomas externos suele mostrar anillos cloróticos y
manchas tipo “ojo de perdiz”, características de la infección por este virus.
La enfermedad en España (únicamente se encuentran diseminados aislados tipo D) es
grave en albaricoquero, donde causa importantes pérdidas. Los ciruelos japoneses la
toleran agronómicamente y es posible la rentabilidad del cultivo incluso con altos porcentajes de infección. A pesar de las extensas plantaciones de melocotonero que se sitúan en la proximidad de plantaciones de ciruelo japonés infectado, los melocotoneros
no se infectan.
168
Transmisión: Se transmite por injerto, por pulgones de forma no persistente, estando citados Myzus persicae, Brachycaudus cardui, entre otros. Experimentalmente por inoculación mecánica.
Distribución geográfica: Endémico en la mayoría de los países de Europa. Presente en
numerosas zonas productoras de la Cuenca del Mediterráneo y Oriente Medio, Chile y
Argentina. En proceso de erradicación en América del Norte (Canadá y el estado de Pensilvania en EE.UU.). En España se encuentra en todas las zonas de importancia económica del cultivo de frutales de hueso, excepto en Aragón y Navarra.
Referencias:
– Avinent, L., Hermoso de Mendoza, A., Llácer, G. (1994). Transmission of plum pox
potyvirus in Spain. Bulletin OEPP/EPPO Bulletin 24: 669–674.
– Cambra, M., Asensio, M., Gorris, M.T., Pérez, E., Camarasa, E., García, J.A., López–
Moya, J.J., López–Abella, D., Vela, C., Sanz, A. (1994). Detection of plum pox
potyvirus using monoclonal antibodies to structural and non structural proteins. Bulletin OEPP/EPPO Bulletin 24: 569–577.
– Cambra, M., García, J.J. (2000). Virus de la sharka o de la viruela del ciruelo (Plum pox,
PPV). 27–29. En: Enfermedades de los frutales de pepita y hueso. Monografía de la
Sociedad Española de Fitopatología nº 3. Ed. E. Montesinos, P. Melgarejo, M.A.
Cambra, J. Pinochet. SEF/Mundi–Prensa. Madrid. 147 pp.
– Cambra, M., Gorris, M.T., Capote, N., Asensio, M., Martínez, M.C., Bertolini, E., Collado, C., Mataix, E., López, A. (2004). Epidemiology of Plum pox virus in Japanese
plums in Spain. Acta Horticulturae 657: 195–200.
– Cambra, M.A., Crespo, J., Gorris, M.T., Martínez, M.C., Olmos, A., Capote, N., Cambra, M. (2004). Detection and eradication of Plum pox virus Marcus type in Aragón
(Spain). Acta Horticulturae 657: 231–235.
– Candresse, T., Cambra, M., Dallot, S., Lanneau, M., Asensio, M., Gorris, M.T., Revers,
F., Macquaire, G., Olmos, A., Boscia, D., Quiot, J.B., Dunez, J. (1998). Comparison of monoclonal antibodies and polymerase chain reaction assays for the typing
of isolates belonging to the D and M serotypes of plum pox potyvirus. Phytopathology 88: 198–204.
– Gottwald, T.R., Avinent, L., Llácer, G., Hermoso de Mendoza, A., Cambra, M. (1995).
Analysis of the spatial spread of sharka (plum pox virus) in apricot and peach orchards in eastern Spain. Plant Disease 79: 266–278.
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– Llácer, G., Cambra, M., Laviña, A. (1985). Detection of Plum pox virus in Spain. Bulletin OEPP/EPPO Bulletin 15: 325–329.
– López Moya, J.J., Fernández–Fernández, M.R., Cambra, M., García, J.A. (2000). Biotechnological aspects of plum pox virus. Journal of Biotechnology 76: 121–136.
– OEPP/EPPO (2004). Diagnostic protocols for regulated pests. Plum pox potyvirus. Bulletin OEPP/EPPO Bulletin 34: 247–256.
170
Potato leaf roll virus (PLRV)
Virus del enrollado de la hoja de la patata
Sinónimos: Tomato yellow top virus; Potato phloem necrosis virus, Virus del acartonamiento de la patata.
Taxonomía: Familia: Luteoviridae; Género: Polerovirus (Miembro tipo).
Descripción: Partícula isométrica de aproximadamente 25 nm de diámetro, compuesta
de una molécula de RNA de cadena sencilla y sentido positivo de 5,9 a 6 kb. El ácido nucleico supone el 30% del virión. Dos versiones de la proteína de la cápsida, una de ellas
con una región “readthrough”, que es necesaria para la transmisión por el pulgón.
Citopatología: El virus está restringido al floema, donde causa necrosis más o menos
aparentes. Se puede revelar su presencia por tinción de callosa.
Huéspedes: Además de la patata infecta, principalmente, a especies de la familia de la Solanáceas, aunque también aparece citado en otras especies pertenecientes a otras familias
como Amaranthus sp., Celosia argentea, Gomphrena globosa, etc. En tomate se le conoce
como Tomato yellow top, aunque no ha sido descrito en España hasta este momento.
Sintomatología: En el año de la infección por pulgón (síntoma primario), se produce
una clorosis intervenal y enrollamiento hacia arriba de las hojas apicales. En variedades pigmentadas, el borde de la hoja se amorata. En algunas variedades norteamericanas, la necrosis del floema se aprecia a simple vista al cortar el ombligo del
tubérculo (net necrosis). La planta nacida de tubérculo el año siguiente (síntoma secundario) presenta un porte erecto, menor de lo normal. Los síntomas foliares se manifiestan desde las primeras hojas con el típico enrollamiento, se vuelven coriáceas
y producen un chasquido característico al ser dobladas. Se reduce el tamaño de los
tubérculos y el rendimiento puede bajar hasta un 50%. En variedades andinas induce
enanismo amarillo.
Transmisión: Se transmite por pulgones de forma persistente, estando citado Myzus persicae y Macrosiphum euphorbiae como los vectores más eficientes. Los tubérculos de
siembra infectados constituyen la fuente primera de inóculo. Para el agricultor de consumo, el control consiste en utilizar patata de siembra certificada.
Distribución geográfica: Ampliamente distribuido en las zonas de cultivo de patata. Históricamente, ha sido el virus más importante del cultivo de la patata.
171
Referencias:
– Harrison, B.D. (1984). Potato leaf roll virus. CMI/AAB. Descriptions of Plant Viruses.
Nº 291.
– Legorburu, F. J. (2000). Virosis de la patata y patata de siembra. Cuadernos de Fitopatología 64: 57–63.
– Pérez de San Román, F. (1963). Vulnerabilidad de la patata al virus del enrollado. Anales del INIA 11: 89–156.
– Sardiña, J.R. (1945). Enfermedades de la patata. Publicación Estación Fitopatológica
Agrícola de La Coruña 5: 111 pp.
172
Potato virus A (PVA)
Virus A de la patata
Sinónimos: Marmor solana, Potato mild mosaic virus, Potato virus P, Solanum virus 3.
Taxonomía: Familia: Potyviridae; Género: Potyvirus.
Descripción: Partícula filamentosa y flexuosa de 730–750 nm de longitud con una única
molécula de RNA monocatenario de sentido positivo de 9,58 kb y una única especie molecular de proteína de cápsida.
Huéspedes: En la naturaleza se presenta básicamente en patata. También ha sido citada
en diferentes especies de otros géneros de Solanáceas como: Nicandra, Lycium, Physalis, Hyoscyamus, Datura, Nicotiana, Petunia... y en dos géneros de las leguminosas: Trigonella y Melilotus.
Sintomatología: Produce un mosaico de intensidad y rugosidad variable, normalmente
pasajero. Se considera un virus leve. Las venas aparecen hundidas, la superficie foliar
adquiere una textura áspera y los márgenes de las hojas se arrugan. La infección mixta
con el virus X produce un síntoma más grave del mosaico rugoso (“crinkle”). Existen
variedades con el gen de hipersensibilidad Na, que reaccionan dando necrosis apical.
Es un virus poco frecuente que aparece de forma esporádica en lotes concretos de patata
de siembra.
Transmisión: Se transmite por pulgones de forma no persistente, estando citado Myzus
persicae, Aphis frangulae y A. nasturtii como los más eficientes. Myzus persicae puede
también transmitir el Potato Aucuba mosaic virus en presencia del Potato virus A.
Distribución geográfica: Zonas de cultivo de la patata.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI) (1971). Description of Potato virus A.
CMI/AAB. Descriptions of Plant Viruses Nº 54.
– Legorburu, F.J. (2000). Virosis de la patata y patata de siembra. Cuadernos de Fitopatología 64: 57–63.
– Smith, I.M., Dunez, J., Phillips, D.H., Lelliott, R.A., Archer, S.A. (1992). Manual de
enfermedades de las plantas. Ediciones Mundi–Prensa, Madrid.
173
Potato virus M (PVM)
Virus M de la patata
Sinónimos: Potato interveinal mosaic virus, Potato leaf rolling mosaic virus, Potato paracrinkle virus, Potato virus E, Solanum virus 7, Solanum virus 11.
Taxonomía: Familia: Flexiviridae; Género: Carlavirus.
Descripción: Partícula filamentosa y flexuosa de 650 x 12 nm. Estructura helicoidal con
una sola molécula de RNA monocatenario de sentido positivo y una única especie molecular de proteína de cápsida.
Citopatología: Se han podido observar la presencia de Cuerpos–X en el interior de las
células de plantas de tomate y patata infectadas por este virus, pero no se han visto inclusiones cristalinas.
Huéspedes: En la naturaleza se presenta, básicamente, en patata. Es un virus poco frecuente, que aparece en algunas variedades locales (Bufé, Papa Negra...).
Sintomatología: Si bien se describieron algunas cepas severas en los años cincuenta (paracrinckle), es prácticamente asintomático. Se considera un virus leve.
Transmisión: Se transmite por pulgones de forma no persistente, estando citados Myzus
persicae y menos eficientemente por Aphis frangulae, A. nasturtii y Macrosiphum euphorbiae. También se transmite por contacto entre plantas.
Distribución geográfica: Ampliamente distribuido en las zonas de cultivo de la patata.
Rara vez se ha encontrado en España.
Referencias:
– Stevenson, W. R., Loria, R., Franc, G. D., Weingartner, D. P. (2001). Compendium of
Potato Diseases, 2nd edition, APS Press, St Paul, Minnessota, USA.
174
Potato virus S (PVS)
Virus S de la patata
Taxonomía: Familia: Flexiviridae; Género: Carlavirus.
Descripción: Partícula filamentosa y flexuosa de 650 x 12 nm. Estructura helicoidal con
una sola molécula de ARN monocatenario de sentido positivo y una única especie molecular de proteína de cápsida.
Huéspedes: En la naturaleza se presenta únicamente en patata.
Sintomatología: Es prácticamente asintomático. Se considera un virus leve, que produce
pérdidas de cosecha del orden del 5–10%.
Es el virus más frecuente en patata. El material prebásico se recontamina rápidamente en
el campo. Cuando se describió en los años cincuenta, se vio que muchas variedades lo llevaban crónico, especialmente en Norteamérica. Es particularmente refractario a la termoterapia y al cultivo de meristemos.
Variabilidad intraespecífica: No hay variedad significativa entre los aislados europeos.
Transmisión: Se transmite por pulgones de forma no persistente, estando citado como
vector Myzus persicae. También se transmite por contacto entre plantas.
Distribución geográfica: Ampliamente distribuido en las zonas de cultivo de la patata.
Referencias:
– García Orad, A., Pérez de San Román, F. (1971) Terapéutica de los virus X y S de la
patata. Anales del INIA. Serie Protección Vegetal 1: 81–114.
– Legorburu, F. J. (2000). Virosis de la patata y patata de siembra. Cuadernos de Fitopatología 64: 57–63.
175
Potato virus X (PVX)
Virus X de la patata
Sinónimos: Potato mild mosaic virus, Potato mottle virus, Solanum virus 1, Potato latent
virus.
Taxonomía: Familia: Flexiviridae; Género: Potexvirus (Miembro tipo).
Descripción: Partícula filamentosa y flexuosa de 515 nm de longitud y 13 nm de diámetro. Estructura helicoidal con un sola molécula de RNA monocatenario de sentido positivo de 6,4 kb. El ácido nucleico supone el 6% del virión. Una única especie molécular
de proteína de cápsida, de peso molecular 30000.
Citopatología: Puede presentar paquetes de partículas densamente agregados o viroplasmas, generalmente estos últimos situados en zonas cercanas al núcleo.
Huéspedes: Patata, tabaco, tomate, pimiento, berenjena.
Sintomatología: En patata puede producir un mosaico internervial muy suave o ser asintomático. En ocasiones causa deformaciones, manchas cloróticas y enanismo. En general se considera un virus leve, que produce pérdidas de cosecha del orden del 5 al 10%.
La infección conjunta con el Virus A produce un síntoma más grave de mosaico rugoso
(crinkle). En tabaco y tomate produce también moteado necrótico, pudiendo causar en infecciones graves manchas y anillos necróticos.
Variabilidad intraespecífica: Entre los aislados de patata, se definen cuatro cepas (PVX1,
PVX2, PVX3 y PVX4), según su comportamiento con los genes de hipersensibilidad NX
y NB, si bien esto tiene poca repercusión práctica. Existe un gen de inmunidad que protege de todos los aislados europeos.
Transmisión: Se transmite mecánicamente y por contacto entre plantas debido a su alta
concentración en los tejidos vegetales.
Distribución geográfica: Ampliamente distribuido en las zonas de cultivo de la patata.
Referencias:
– Benlloch, M. (1949). Observaciones fitopatológicas en 1948. Boletín Patología Vegetal y Entomología Agrícola 16: 203–242.
176
– García Orad, A., Pérez de San Román, F. (1971). Terapéutica de los virus X y S de la
patata. Anales del INIA. Serie Protección Vegetal 1: 81–114.
– Legorburu, F. J. (2000). Virosis de la patata y patata de siembra. Cuadernos de Fitopatología 64: 57–63.
– Sardiña, J.R. (1945). Enfermedades de la patata. Publicación Estación Fitopatológica
Agrícola de La Coruña 5: 111 pp.
177
Potato virus Y (PVY)
Virus Y de la patata
Sinónimos: Tobacco vein–banding virus, Tobacco veinal necrosis virus (cepa PVYN),
Solanum virus 2.
Taxonomía: Familia: Potyviridae; Género: Potyvirus (Miembro tipo).
Descripción: Partícula filamentosa y flexuosa de 730 x 11 nm, con una única molécula
de RNA de cadena sencilla y de sentido positivo de 10,4 kb y una única especie molecular de proteína de cápsida de peso molecular 34.000.
Citopatología: Inclusiones citoplasmáticas en forma de molinillos (“Pinwheels”).
Huéspedes: Presenta una amplia lista de huéspedes, en su mayor parte pertenecientes a
la familia de las Solanáceas (patata, pimiento, tabaco, tomate).
Sintomatología: Existen varias cepas y la sintomatología depende de dichas cepas y del
tipo de huésped.
En patata, los síntomas son particularmente complejos. Con la cepa PVYN, para la que
no existen genes de hipersensibilidad en las variedades cultivadas, la transmisión por
pulgón (síntoma primario) produce necrosis de las venas visibles en el envés de las hojas
ya formadas, que evoluciona a un mosaico rugoso en las hojas nuevas. La planta procedente del tubérculo infectado (síntoma secundario) presenta un porte menor del normal, con mosaico rugoso y acortamiento del ciclo vegetativo. La gravedad del mosaico
rugoso es variable, presentando sólo rugosidad con temperaturas altas. Puede ser prácticamente asintomático en variedades tolerantes (Baraka). Se producen pérdidas de cosecha del orden del 35–50%. Estos aislados han desplazado a la cepa PVY0 en la última
década del siglo XX y son ahora mayoritarias en campos de patata. Muchas variedades
de gran cultivo (Kennebec, Désirée, etc.) poseen el gen Nytbr, que confiere hipersensibilidad a la cepa PVY0. En este caso, la necrosis de las venas en infección primaria evoluciona a un fuerte mosaico rugoso con manchas necróticas en las hojas nuevas.
Aparecen estrías necróticas a lo largo del tallo y las hojas bajas y medias se marchitan
y caen, quedando sólo un penacho en el ápice (“palmeado”) y la planta muere prematuramente. En infección secundaria presenta mosaico necrótico y estriado desde la nascencia, muriendo la planta en pocas semanas. Los aislados PVYNTN son los únicos que
producen síntomas en tubérculo, que comienzan como áreas arqueadas centradas alrededor de los ojos, que acaban hundiéndose y acorchándose superficialmente. La intensidad de los síntomas depende de la combinación aislado/variedad, siendo algunas
variedades especialmente sensibles (Hermes, Incola, etc.). Existen en patata otras cepas
y recombinantes minoritarios, tal como PVYZ, PVYC, PVYNW. Las cepas PVYC causan,
178
como síntomas primarios y secundarios, moteado, arrugado y bandeado necrótico de las
venas. También puede aparecer necrosis en los tubérculos.
En tabaco el virus reacciona de manera opuesta a la patata, las cepas PVYN causan aclarado de venas y que evoluciona a necrosis de las mismas, mientras que las cepas PVY0
evolucionan a un moteado clorótico.
En pimiento causa mosaico con moteado y arrugado de las hojas apicales, bandeado de
nervios. Detención del desarrollo, necrosis de los nervios, caída de hojas y deformaciones en los frutos.
En tomate, necrosis internerviales y necrosis de nervios, más evidentes por el envés, con
la cepa PVY0, sin síntomas en fruto. Con la cepa PVYN, manchas blanquecinas en fruto,
siendo más visibles en fruto verde que en maduro.
Variabilidad intraespecífica: Como se ha expuesto anteriormente, los aislados obtenidos de cada cultivo se clasifican en cepas según la reacción de ellos frente a los genes de
resistencia de éste. La cepa PVY0 de patata es capaz de infectar a pimiento, pero no la
PVYN. Los aislados de pimiento no son capaces de infectar a patata. Blanco–Urgoiti et
al. (1996) proponen una clasificación independiente del huésped, basada en la secuencia
de la proteína de la cápsida.
Transmisión: Se transmite por pulgones de forma no persistente por algunas especies
de áfidos, estando citado Myzus persicae como el vector más eficiente, además también
se citan como vectores M. ornatos, Macrosiphum euphorbiae, Aulacorthum circumflexum, A. nasturtii y A. gossypii.
Distribución geográfica: Ampliamente distribuido en las zonas de cultivo de patata,
pimiento, tomate y tabaco. Constituye el principal factor limitante de la producción de
patata.
Referencias:
– Abad, P., Jordá, C. (2000). Characterization of Potato virus Y isolates from tomato crops
in the Canary Islands (Spain). OEPP/EPPO Bulletin 30 (2).
– Avilla, C., Collar, J.L., Duque, M., Hernaiz, P., Martin, B., Fereres, A. (1996). Cultivos
barrera como método de control de virus no persistentes en pimiento. Boletín de
Sanidad Vegetal, Plagas 22: 301–307.
– Avilla, C., Collar, J.L., Duque, M., Pérez, P., Fereres, A. (1997). Impact of floating rowcovers on bell pepper yield and virus incidence. Hort Science 32: 882–883.
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– Legorburu, F.J., (2000). Virosis de la patata y patata de siembra. Cuadernos de Fitopatología 64: 57–63.
– Pérez, P., Collar, J.L., Avilla, C., Duque, M., Fereres, A. (1995). Estimation of vector
propensity of potato virus Y in open–field pepper crops of central Spain. Journal of
Economical Entomology 88: 986–991.
– Pérez, P., Gimeno, C., Verdugo, M., Soto, M.S., Ponz, F., Ferreres, A. (1992). Dinámica
de poblaciones de vectores y transmisión del virus Y de la patata en los cultivos de
pimiento. Boletín de Sanidad Vegetal, Plagas 18: 225–235.
– Sardiña, J.R. (1945). Enfermedades de la patata. Publicación Estación Fitopatológica
Agrícola de La Coruña 5: 111 pp.
– Soto, M.J., Luis–Arteaga, M., Fereres, A., Ponz, F. (1994). Limited degree of serological variability in pepper strains of potato virus Y as revealed by analysis with monoclonal antibodies. Annals of Applied Biology 124: 37–43.
180
Prune dwarf virus (PDV)
Virus del enanismo del ciruelo
Sinónimos: Cherry chlorotic ringspot virus, cherry ring mosaic, cherry ring mottle, cherry
yellow mosaic, peach stunt virus, sour cherry yellows virus.
Taxonomía: Familia: Bromoviridae; Género: Ilarvirus.
Descripción: Partícula isométrica baciliforme de 20, 23, 19 x 33 y 19 x 38 nm con un genoma tripartido de ARN monocatenario de sentido positivo y un cuarto ARN subgenómico. El ácido nucleico supone el 14% del virus.
Citopatología: Los viriones se encuentran en el citoplasma de las células infectadas en
cualquier tejido de la planta hospedante.
Huéspedes: Aunque puede infectar a la mayoría de Prunus spp., sus principales huéspedes son el almendro, cerezo (dulce y guindo), ciruelo y melocotonero.
Sintomatología: Durante la primavera causa manchas cloróticas, moteado difuso y anillos
en las hojas casi totalmente expandidas. Al avanzar la estación dejan de desarrollarse estos
síntomas, incluso pueden desaparecer los años siguientes. En algunos cultivares se da un
acortamiento de los entrenudos, deformación del limbo foliar y caída de yemas de madera
y flor. También causa, sobre todo en guindo, amarilleo y caída de hojas después de la caída
de pétalos, quedando pocos frutos en el árbol, pero de gran calidad.
Transmisión: Se transmite por polen, injerto y semilla. Experimentalmente por transmisión mecánica
Distribución geográfica: Mundial.
Referencias:
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ApMV). 25–27. En: Enfermedades de los frutales de pepita y hueso. Monografía de
la Sociedad Española de Fitopatología nº 3. Ed. E. Montesinos, P. Melgarejo, M.A.
Cambra, J. Pinochet. SEF/Mundi–Prensa. Madrid. 147pp.
181
Prunus necrotic ringspot virus (PNRSV)
Virus de los anillos necróticos de los Prunus
Sinónimos: Almond calico, apricot necrotic ringspot, cherry dusty yellows, cherry tatter
leaf, European plum line pattern virus, hop B virus, hop C virus, peach ringspot, plum line
pattern virus, prunus ringspot virus, red currant necrotic ringspot virus, rose chlorotic
mottle virus, rose line pattern virus, rose vein banding virus, rose yellow vein mosaic
virus, sour cherry necrotic ringspot virus.
Taxonomía: Familia: Bromoviridae; Género: Ilarvirus.
Descripción: Partícula isométrica de unos 23, 25 y 27 nm de diámetro de genoma tripartido de ARN monocatenario de sentido positivo de 3,66; 2,51 y 1,89 kb correspondientes a ARN 1, ARN 2 y ARN 3 respectivamente. El ácido nucleico supone el 16% del
virus.
Huéspedes: Prunus spp., especialmente los frutales de hueso (albaricoquero, almendro,
cerezo, ciruelo y melocotonero), rosal y lúpulo.
Sintomatología: Los síntomas son muy variables en función de los cultivares, aislados
y condiciones climáticas. Suelen consistir en arabescos blanquecinos sobre los pétalos
de flores de melocotonero. En hojas: necrosis y manchas perforantes del limbo, mosaicos, dibujos cloróticos anulares o en arabescos, decoloración tipo “calico”, deformaciones foliares y disminución del crecimiento. La necrosis puede afectar a hojas, brotes,
ramas y tronco. Las deformaciones foliares varían entre curvaturas, distorsión, rugosidad y presencia de excrecencias en el envés del limbo. Causa fallos de floración por
caída de yemas.
Transmisión: Se transmite por injerto, por semilla, por polen y experimentalmente por
inoculación mecánica.
Distribución geográfica: Mundial; en España se ha citado en todos los frutales de hueso
y en rosal.
Referencias:
– Aparicio, F., Myrta, A., Di Terlizzi, B., Pallás, V. (1999). Molecular variability among
isolates of Prunus necrotic ringspot from different Prunus spp. Phytopathology 89,
991–999.
– Aparicio, F., Sánchez–Pina, M.A., Sánchez–Navarro, J.A., Pallás, V. (1999). Location
of Prunus necrotic ringspot Ilarvirus within pollen grains of infected nectarine trees:
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Plant Pathology 105: 623–627.
– Juárez, J., Arregui, J.M., Camarasa, E., Cambra, M., Llácer, G., Ortega, C., Ortega, V.,
Navarro, L. (1989). Recovery of virus–free peach trees from selected clones by
shoot–tip grafting in vitro. Acta Horticulturae 235: 77–83.
– Llácer, G. (1978). Las virosis y micoplasmosis de los árboles frutales. INIA. Madrid.
– Llácer, G., Cambra, M., Laviña, A., Aramburu, J. (1986). Viruses infecting stone fruit
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ApMV). 25–27. En: Enfermedades de los frutales de pepita y hueso. Monografía de
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Cambra, J. Pinochet. SEF/Mundi–Prensa. Madrid. 147 pp.
– Peña–Iglesias, A., Ayuso–González, P. (1975). Preliminary identification of the viruses
producing Spanish apricot pseudopox (viruela) and apricot mosaic diseases. Acta
Horticulturae 44: 255–265.
183
Red clover vein mosaic virus (RCVMV)
Virus del mosaico de las venas del trébol rojo
Sinónimos: Pea stunt virus, vein mosaic of red clover.
Taxonomía: Familia: Flexiviridae; Género: Carlavirus.
Descripción: Los viriones son filamentos ligeramente flexuosos de alrededor de 645
nm de longitud y 12 nm de diámetro, que contienen una única molécula de RNA monocatenario de sentido positivo de 7,5 kb. El ácido nucleico supone el 6 % del virión.
Citopatología: Presenta inclusiones cristalinas y amorfas en guisante y trébol rojo.
Huéspedes: Trébol, guisante.
Sintomatología: Causa clorosis de venas, mosaico estriado en hojas y, en ocasiones,
enanismo de la planta. En guisante llega a producir la muerte de las plántulas en fases
iniciales de su desarrollo.
Transmisión: Se transmite por inoculación mecánica, por pulgones de forma no persistente por diferentes especies, como Acyrthosiphon pisum, Myzus persicae, Therioaphis
maculatus y Cavariella aegopodii y por semilla.
Distribución geográfica: Norteamérica, Sudáfrica, Europa.
Referencias:
– Rubio–Huertos, M., Bos, L. (1973). Light and electron microscopy of red clover
vein mosaic virus in pea (Pisum sativum). Netherlands Journal of Plant Pathology 79: 94–103.
184
Rough lemon bud union crease disease
Enfermedad de la mala unión con el limonero rugoso
Taxonomía: Supuesta etiología viral.
Huéspedes: Sólo se ha observado síntomas en naranjos dulces propagados sobre patrón
limonero rugoso, pero otras especies pueden sufrir infecciones asintomáticas.
Sintomatología: El síntoma característico es la presencia de una hendidura en la madera
en la línea de unión patrón–injerto, que se corresponde con una cresta en la cara cambial
de la corteza. En el fondo de la hendidura a veces se producen indentaciones con pequeños depósitos de goma. En estadios avanzados de la enfermedad, todo el fondo de la hendidura presenta un color pardo, y en la superficie exterior del tronco se observa una
discontinuidad en forma de collar, ligeramente hinchada y de aspecto suberoso, en la que
se va produciendo una extrusión de tejidos de la corteza.
Transmisión: Por yemas infectadas.
Distribución geográfica: Esta enfermedad ha sido observada en Australia, Brasil, Egipto,
España, Florida, India, Sudáfrica y Sudán.
Referencias:
– Bové, J.M. (1995). Virus and virus–like diseases in the Near East region. Rome: FAO.
– Guerri, J. (2000). Desórdenes de la unión patrón/injerto. En: Enfermedades de los cítricos, Duran–Vila, N., Moreno, P.(eds.). Ediciones Mundi–Prensa. Madrid, p.67.
– Navarro, L., Pina, J.A., Juárez, J., Ballester–Olmos, J.F. (1993). Elimination of a bud
union abnormality of sweet orange grafted on rough lemon by shoot–tip grafting in
vitro. En: Proc. 12th Conf. International Organization of Citrus Virologists. Moreno, P., da Graça, J.V., Timmer, L.W. (eds.). IOCV, Riverside, CA. pp. 375–378.
– Roistacher, C.N. (1991). Graft–transmissible diseases of citrus. Handbook for detection
and diagnosis. Rome: FAO.
185
Southern bean mosaic virus (SBMV)
Virus del mosaico del sur de la judía
Sinónimos: Bean mosaic virus 4, Southern bean mosaic virus 1, Bean virus 4.
Taxonomía: Género: Sobemovirus.
Descripción: Partículas isométricas de aproximadamente 30 nm de diámetro, que contienen una molécula de RNA de cadena sencilla de 4 Kb.
Citopatología: Las partículas virales se encuentran en el citoplasma y núcleo de las células infectadas.
Huéspedes: Son susceptibles las leguminosas.
Sintomatología: Causa mosaico y moteado en judía, chícharo y soja. En judía, además
de los síntomas de mosaico, puede desarrollar fruncido de hojas, necrosis de venas, defoliación y síntomas marcados en las vainas (áreas manchadas verde oscuro, de aspecto
húmedo).
Transmisión: El virus se transmite por semilla y por polen. Se transmite asimismo por
coleópteros foliares, estando citados Cerotoma trifurcata, Epilachna varivestis y Ootheca
mutabilis, dependiendo de la cepa del virus.
Distribución geográfica: En regiones templadas y tropicales de América, África, Francia y en España.
Referencias:
– Segundo, E., Gil–Salas, F.M., Jansen, D., Martín, G., Cuadrado, I.M. and Remah, A.
(2004). First report of Southern bean mosaic virus infecting french bean in Morocco. Plant Disease 88: 1162.
– Verhoeven, J.Th.J., Roenhorst, J.W., Lesemann, D.E., Segundo, E., Velasco, I., Ruiz, L.
Jansen, D., Cuadrado, I.M. (2003). Southern bean mosaic virus the causal agent of
a new disease of Phaseolus vulgaris in Spain. European Journal of Plant Pathology
109: 935–941.
– Wu, S.X., Renehart, C.A., Kaesberg, P. (1987). Sequence and organization of Southern
bean mosaic virus genomic RNA. Virology 161: 73–80.
186
Squash mosaic virus (SqMV)
Virus del mosaico de la calabaza
Sinónimos: Cucurbit ring mosaic virus, Muskmelon mosaic virus.
Taxonomía: Familia: Comoviridae; Género: Comovirus.
Descripción: Partículas isométricas de silueta angular que sedimentan a 50S (T), 86S
(M) y 120S (B). Los tres componentes tienen un diámetro de 30 nm, conteniendo dos de
ellas moléculas de RNA monocatenario de sentido positivo. Las T no contienen RNA, las
M una molécula de RNA de 4,5 kb y las B una molécula de RNA de 6,9 kb. El ácido nucleico supone el 35% del virión.
Huéspedes: Calabacín, melón, sandía.
Sintomatología: Produce bandeado de venas, mosaico, manchas cloróticas más o
menos intensas, deformación y filimorfismo en hojas de forma grave. Sobre los frutos ocasiona protuberancias que impiden su comercialización, mosaico fuerte y deformación, sobre todo en el calabacín, reducción del desarrollo. El tipo de síntomas y
su intensidad dependen de la cepa del virus, del huésped y de las condiciones del
medio.
Transmisión: Se transmite principalmente por semilla y posteriormente por vía mecánica.
Está citada su transmisión por miembros de la familia Crysomelidae, los cuales retienen
su capacidad para propagar el virus durante días o semanas, estando citados Diabrotica
undecimpunctata howardi Barber y Acalymma trivittatum Manherheim. De momento no
tenemos constancia de su presencia en España.
Distribución geográfica: Mundial; en España se ha citado en Andalucía y a lo largo de
la costa Mediterránea.
Referencias:
– Campbell, R.N. (1971). Squash mosaic virus. CMI/AAB. Descriptions of Plant Viruses Nº 43.
– Díaz, M.V., Serra, M.T., Diaz, J.R. (1989). Determinación del serotipo de dos aislados
españoles del virus del mosaico de la calabaza (SqMV). V Congreso SEF. Badajoz,
17–20 Octubre. P.p. 11.
– Luis–Arteaga, M. (1994). Virus del mosaico de la calabaza. Squash Mosaic Virus.
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SqMV. En (Díaz Ruiz, J.R.; García Jiménez, J.) Enfermedades de las Cucurbitáceas
en España. Monografías de la SEF 1: 87.
– Luis–Arteaga, M., Alvarez, J.M., Alonso–Prados, J.L., Bernal, J.J., García–Arenal, F.,
Laviña, A., Batlle, A., Moriones, E. (1998). Occurrence, distribution and relative
incidente of mosaic viruses infecting field–grown melon in Spain. Plant Disease 82:
979–982.
188
Strawberry latent ringspot virus (SLRSV)
Virus latente de las manchas anulares de la fresa
Sinónimos: Aesculos line pattern virus, rhubarb virus 5, court–noué du pêcher, rosetta del
pesco.
Taxonomía: Familia: Comoviridae; Género: Nepovirus (miembro posible).
Descripción: Partículas isométricas de 30 nm de diámetro y perfil angular, que sedimentan a 126–134 S (B) y a 50–58 S. Su genoma consta de dos ARN monocatenarios y
de sentido positivo.
Citopatología: Los viriones se encuentran en el citoplasma de células infectadas del mesófilo y epidermis, en inclusiones membranosas y túbulos.
Huéspedes: Tiene una amplia gama de plantas huéspedes, tanto espontáneas como cultivadas. Entre estas últimas, se ha citado en fresa, frambueso, espárrago, cerezo, ciruelo,
melocotonero, rosal, viña y olivo.
Sintomatología: En fresa y frambueso, moteado y decaimiento según el cultivar afectado. En melocotonero, hojas pequeñas, enrolladas, cloróticas y acortamiento de entrenudos. Puede presentarse en los huéspedes en infecciones mixtas, alcanzando mayor
importancia.
Transmisión: Por nematodos vectores, estando citadas dos especies: Xiphinema diversicaudatum y X. coxi. Por injerto, polen, semilla y experimentalmente por inoculación mecánica
Distribución geográfica: Norteamérica, Europa y Nueva Zelanda.
Referencias:
– Bertolini, E., Fadda, Z., García, F., Celada, B., Olmos, A., Gorris, M.T., Del Rio, C., Caballero, J., Durán–Vila, N., Cambra, M. (1998). Virosis del olivo detectadas en España. Nuevos métodos de diagnóstico. Phytoma 102: 191–193.
– Bertolini, E., Olmos, A., López, M.M., Cambra, M. (2003). Multiplex nested reverse
transcription–polymerase chain reaction in a single tube for simultaneous detection
of four RNA viruses and Pseudomonas savastanoi pv savastanoi in olive trees.
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– Desvignes, J.C. (1999). Virus diseases of fruit trees. CTIFL. París. (ISBN: 2–87911–
122–6). 202 pp.
189
Sugarcane mosaic virus (SCMV)
Virus del mosaico de la caña de azúcar
Sinónimos: Abaca mosaic virus; con anterioridad a 1989 también se denominaba cepa B
del Virus del mosaico enanizante del maíz (Maize dwarf mosaic virus–B).
Taxonomía: Familia: Potyviridae; Género: Potyvirus.
Descripción: Partícula filamentosa y flexuosa de 750 nm de longitud y 13 nm de diámetro. El genoma es una molécula lineal de RNA de cadena sencilla y de sentido positivo de 9.5 kb.
Citopatología: Los viriones se encuentran principalmente en el citoplasma y aparato de
Golgi de las células del mesófilo de las hojas infectadas. Se pueden encontrar inclusiones del tipo “pinwheel” que no contienen viriones, y que en secciones transversales aparecen como ovillos, rollos, tubos y agregados laminares.
Huéspedes: Los hospedantes naturales se restringen a maíz, sorgo y caña de azúcar, aunque algunas cepas no infectan a caña de azúcar, como es el caso de las cepas españoles
obtenidas de maíz. Mediante transmisión mecánica se ha determinado la susceptibilidad
de varias especies de gramíneas.
Sintomatología: Los síntomas son mosaico y, en algunos cultivares, lesiones necróticas.
Transmisión: Se transmite por inoculación mecánica y por numerosas especies de pulgones de forma no persistente. Los aislados españoles se transmiten, en orden de mayor
a menor eficiencia, por Schizaphis graminum, Sitobion avenae (Fabricius), Metopolophium dirhodum (Walker), Rhopalosiphum padi (L.), R. maidis (Fitch). No se ha detectado la transmisión de este virus por semilla ni en caña de azúcar ni en sorgo. En cambio,
en maíz sí se ha citado la transmisión por semilla en muy baja proporción de dos cepas,
una del continente americano, y otra del oeste de Europa.
Distribución geográfica: Está distribuido mundialmente. En España solamente se ha detectado en Cataluña y en la Comunidad de Madrid con incidencias inferiores al 0.3%.
Referencias:
– Achón, M.A, Sobrepere, M., Minguell., R. (2003). Molecular and Biological properties
of A Sugarcane mosaic Potyvirus Isolates from Spain. Z. PflKrankh. Pfl. Shurz. 110:
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– Achón, M.A. (1999). Incidence of maize dwarf mosaic and sugarcane mosaic viruses
in Northeast of Spain. Z. PflKrankh. Pfl. Shurz. 106: 539–544.
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– Achón, M.A., Sobrepere, M. (2001). Incidence of Potyviruses in commercial Maize
fields and their seasonal cycles in Spain. Z. PflKrankh. Pfl. Shurz. 108: 399–406.
– Hohmann, F., Fuchs, E., Gruntzig, U., Oertel, U. (1999). A contribution to the ecology
of sugarcane mosaic potyvirus (SCMV) and maize dwarf mosaic potyvirus
(MDMV). Z. PflKrankh. Pfl. Shurz. 106: 314–324.
– Olalla Mercade, L., Mira Belda, A., Jurado Grana, F., Gómez Herrera, E. (1984). Introducción al estudio de la enfermedad del raquitismo de las socas de caña de azúcar en zonas peninsulares de España. Comunicaciones INIA, Protección Vegetal
21: 23 pp.
– Olalla Mercade, L., Mira Belda, A., Jurado Grana, F., Gómez Herrera, E. (1984). Estudios de campo en el virus de la caña de azúcar (1982). Comunicaciones INIA,
Protección vegetal 20: 13 pp.
– Sánchez, F., Romero, J., Ponz, F. (1993). Diversidad de potyvirus de maíz en distintas
regiones españolas. Investigación Agraria, Producción y Protección Vegetales 8:
173–256.
– Teakle, D.S., Shukla, D.D., Ford R.E. (1989). Sugarcane mosaic virus. CMI/AAB. Descriptions of plant viruses No. 342.
191
Sweet potato chlorotic stunt virus (SPCSV)
Virus del enanismo clorótico de la batata
Taxonomía: Familia: Closteroviridae; Género: Crinivirus.
Descripción: Partícula flexuosa de 850–950 nm de longitud, compuesto de ARN (ss) con
genoma bipartito.
Citopatología: Limitado al floema.
Huéspedes: La lista de plantas huéspedes se limita a especies del género Ipomoea, aunque Nicotiana spp., Amaranthus palmeri y lisianthus (Eustoma grandiflorum) se han descrito como susceptibles.
Sintomatología: Causa síntomas muy suaves, como moteados cloróticos foliares y
una ligera disminución del tamaño de la planta, que se confunden con deficiencias nutricionales.
En infecciones mixtas con el potyvirus Sweet potato feathery mottle virus, causa el síndrome conocido como “enfermedad viral de la batata” (sweet potato virus disease,
SPVD). Esta enfermedad se caracteriza por clorosis, hojas de pequeño tamaño y deformadas y reducción muy importante en el tamaño de la planta. La producción puede llegar a reducirse hasta en un 98%.
Transmisión: Mosca blanca; Trialeurodes abutilonea (Haldeman); Bemisia tabaci (Gennadius). Biotipos B (= B. argentifolii) y Q.
Relación con otros virus: No presenta una relación estrecha con las especies de crinivirus que infectan otros cultivos.
Puede dividirse serológicamente en dos serotipos, que también se diferencian genéticamente.
Distribución geográfica: En España ha sido citdo en Málaga, Tenerife y Lanzarote.
Referencias:
– Karyeija, R.F., Kreuze, J.F., Gibson, R.W., Valkonen, J.P.T. (2000). Synergistic interactions of a potyvirus and a phloem–limited crinivirus in sweet potato plants. Virology 269: 26–36.
– Kreuze, J., Savenkov, E.I., Valkonen, J.P.T. (2002). Complete genome sequence and
analyses of the subgenomic RNAs of Sweet potato chlorotic stunt virus reveal several new features for the genus Crinivirus. Journal of Virology 76: 9260–9270.
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– Sim, J., Valverde, R.A., Clark, C.A. (2000). Whitefly transmission of Sweet potato chlorotic stunt virus. Plant Disease 84: 1250.
– Valverde, R.A., Lozano, G., Navas–Castillo, J., Ramos, A., Valdés, F. (2004). First report of Sweet potato chlorotic stunt virus and Sweet potato feathery mottle virus infecting sweet potato in Spain. Plant Disease 88: 428.
193
Sweet potato feathery mottle virus (SPFMV)
Virus del moteado suave (ligero, plumoso) de la batata
Sinónimos: Sweet potato chlorotic leaf spot virus, Sweet potato internal cork virus, Sweet
potato russet crack virus, Sweet potato virus A.
Taxonomía: Familia: Potyviridae; Género: Potyvirus.
Descripción: Partículas flexuosas de aproximadamente unos 850 nm de longitud.
Citopatología: Inclusiones cilíndricas en forma de ruedas (”pinwheels”) y de tubos
(“scrolls”) pueden observarse en el citoplasma de células de la epidermis, mesófilo y de
los vasos de Ipomea nil e Ipomea setosa infectadas por injerto con alguna de las razas de
este virus.
Huéspedes: Convolvuláceas. La primera cita fue en Ipomea batatas.
Sintomatología: Aclareamiento de venas, manchas cloróticas en hojas, pudiendo llegar
a desaparecer. En boniato, dependiendo de la variedad, puede observarse reducción de la
superficie foliar, mosaico, abullonado, amarilleo de hojas y nervios, arrepollado, deformaciones de las hojas, como acucharado y apuntamiento, pudiendo llegar a filiformismo.
Secado y caída de las hojas. En general, falta de desarrollo y de producción. Algunos aislados pueden causar lesiones necróticas en el exterior de las raíces (“russet crack”). Los
tubérculos de plantas afectadas tienen mala conservación en el almacenaje.
Transmisión: Transmisión por áfidos de tipo no persistente, estando citados como transmisores más eficientes Aphis gossypii y Myzus persicae.
Distribución geográfica: Mundial. Estados Unidos, China, Zimbabwe, Uganda, Venezuela, Argentina, Tanzania, Japón, Corea, Nigeria, Australia, España.
Referencias:
– Brunt, A.A., Crabtree, K., Dallwitz, M.J., Gibbs, A.J., Watson, L., Zurcher, E.J. (Eds.)
(1999). Sweet potato feathery mottle virus. Plant Viruses Online: Descriptions and
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– Chavi, F., Robertson, A.I., Verduin, B.J.M. (1997). Survey and characterization of viruses in Sweet potato from Zimbabwe. Plant Disease 81: 1115–1122.
– Moyer, J.W., Salazar, L.F. (1989). Viruses and virus–like diseases of sweet potato. Plant
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– Olivero, C.A., Trujillo, G., Colina, R. (1989). El virus del moteado plumoso de la batata (Sweet potato feathery mottle virus) en Venezuela. Rev. Fac. Agron. (Maracay)
15, 107–118.
– Serra Aracil, J., Jordá Gutiérrez, C., Font San Ambrosio, I., Climent Olmedo, S.,
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– Souto, E.R., Sim, J., Chen, J., Valverde, R.A., Clark, C.A. (2003). Properties of strains
of sweet potato feathery mottle virus and two newly recognized Potyvirus infecting
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– Tairo, F., Kullaya, A., Valkonen, J.P.T. (2004). Incidence of viruses infecting sweet potato in Tanzania. Plant Disease 88: 916–920.
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195
Sweet potato leaf curl virus (SPLCV)
Virus del rizado de la hoja de la batata
Sinónimos: Ipomea yellow vein virus.
Taxonomía Familia: Geminiviridae; Género: Begomovirus.
Descripción: Partícula de simetría icosaédrica. Genoma monopartito, sólo una partícula
posee una cadena simple circular de ADN.
Huéspedes: Ipomea batatas.
Sintomatología: Enrollado de las hojas en plantas jóvenes e hinchazón de los nervios;
más tarde los síntomas se suavizan e incluso desaparecen. Amarilleo de venas.
Transmisión: Transmitido por el aleuródido Bemisia tabaci de forma persistente.
Distribución geográfica: USA, Sicilia, Taiwan, España.
Referencias:
– Banks, G.K. Bedford, I.D., Beitia, F.J., Rodríguez Cerezo, E., Markham, P.G. A novel
geminivirus of Ipomea indica (Convolvulaceae) from Southern Spain. (1999). Plant
Disease 83: 486.
– Briddon, R.W., Bull, S.E., Bedford, I.D. (2005). Occurrence of sweet potato leaf curl
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– Dallwitz, M.J., Paine, T., Zurcher, E.J. (2006). Sweet potato leaf curl virus. ICTVdB
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– Lozano, G., Nuñez, A., Valverde, R., and Navas–Castillo, J. (2004). Begomoviruses
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Symposium. October 5–9, Cavtat, Croatia.
196
Tobacco mild green mosaic virus (TMGMV)
Virus del mosaico verde atenuado del tabaco
Sinónimos: Cepas U2 y U5 del Tobacco mosaic virus, Green–tomato atypical mosaic
virus, Mild strain del Tobacco mosaic virus, Mild dark–green tobacco mosaic virus, Para–
tobacco mosaic virus.
Taxonomía: Género: Tobamovirus.
Descripción: Partícula alargada y rígida de forma cilíndrica de 308 x 18 nm con un canal
interior de 2 nm de diámetro. Compuesta por una molécula de ARN monocatenario de
sentido positivo de 6,35 kb. El ácido nucleico supone el 5% del virión.
Citopatología: Agregados cristalinos en el citoplasma de las células afectadas formados
por partículas virales ordenadas en capas anguladas.
Huéspedes: Solanáceas silvestres y cultivadas. En España ha sido detectado en tabaco,
pimiento, berenjena y es común en la solanácea espontánea Nicotiana glauca.
Sintomatología: En tabaco produce mosaico leve con forma de hoja de roble. En pimiento causa un mosaico grave y necrosis, llegando a causar la muerte de la planta.
Transmisión: Se transmite por inoculación mecánica, por semilla y por contacto entre
plantas.
Distribución geográfica: Mundial; en España se ha citado en la región sudeste y en el
noreste.
Referencias:
– Córdoba C., García-Rández A., Montaño N., Jordá C., (2005). First Report of Tobacco
mild green mosaic virus in Capsicum chinense in Venezuela. Plant Disease. 90: 1261.
– Fraile, A., Malpica, J.M., Aranda, M.A., Rodríguez-Cerezo, E., García-Arenal, F.
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wild plant Nicotiana glauca. Virology 223: 148–155.
– Moya, A., Rodríguez-Cerezo, E., García-Arenal, F. (1993). Genetic structure of natural populations of the plant RNA virus tobacco mild green mosaic virus. Molecular
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– Rodríguez-Cerezo, E., Elena, S.F., Moya, A., García-Arenal, F. (1991). High genetic stability in natural populations of the plant RNA virus tobacco mild green mosaic virus.
Journal of Molecular Evolution 32: 328–332.
197
Tobacco mosaic virus (TMV)
Virus del mosaico del tabaco
Sinónimos: Marmor tabaci, Cepa U1.
Taxonomía: Género: Tobamovirus.
Descripción: Partícula en forma de varilla cilíndrica rígida de 300 x 18 nm, con una molécula de ARN monocatenario de sentido positivo de 6,4 kb. El ácido nucleico supone el
5% del virión.
Citopatología: Agregados cristalinos formados por partículas virales ordenadas en capas.
Huéspedes: Tabaco, pimiento, tomate, berenjena.
Sintomatología: En tabaco, áreas en mosaico de color verde oscuro y claro; reducción
del desarrollo. En invierno pueden aparecer plantas enanizadas con las hojas en forma de
'hoja de helecho'. En pimiento puede causar también rizado en las hojas jóvenes y en tomate, un estriado pardo de tallos y ramas, seguido por necrosis foliar y abscisión de hojas.
Transmisión: Se transmite por contacto entre plantas, por inoculación mecánica y por semilla en pimiento y tomate.
Distribución geográfica: Mundial; en España se ha señalado en todas las regiones.
Referencias:
– Vela, A (1972). Una estirpe del virus del mosaico del tabaco procedente de Digitalis
thapsi L. Microbiología Española 25: 211–224.
198
Tobacco rattle virus (TRV)
Virus "rattle" del tabaco
Virus del cascabeleo del tabaco
Sinónimos: Aster ring–spot virus, Belladona mosaic virus, Potato corky ring–spot virus,
Potato stem mottle virus.
Taxonomía: Género: Tobravirus (Miembro tipo).
Descripción: Partículas cilíndricas rígidas de 22 nm de diámetro, y dos tipos de partículas de longitudes diferentes, de 190 y 50–115 nm. Encapsidan un genoma bipartito de
RNA de cadena sencilla y de sentido positivo. Contienen una única especie molecular de
proteína de cápsida, de peso molecular 22.000.
Huéspedes: Tiene un rango natural de huéspedes extraordinariamente amplio, que abarca
tanto monocotiledóneas como dicotiledóneas.
Sintomatología: En patata, produce arcos necróticos profundos en la carne del tubérculo, que pueden transparentarse a través de la piel. Esto le distingue de los aislados NTN
del PVY, cuya necrosis es siempre superficial. No obstante, los síntomas se confunden fácilmente con los del “mop top” (Potato mop–top virus, PMTV, género Pomovirus; sumamente raro en España). Los síntomas foliares son infrecuentes, y consisten en un
moteado severo que afecta a parte de los tallos de la mata (one–stem mottle). Se conoce
poco de los genes de resistencia en patata, si bien la variedad Bintje es inmune. Recientemente se han descrito variedades que no presentan síntomas en el tubérculo.
Variabilidad intraespecífica: Es un virus extraordinariamente variable en su proteína de
cápsida, de manera que los diferentes serotipos no presentan reacción cruzada entre sí.
Transmisión: Es transmitido en la naturaleza por nematodos tricodóridos del género
Trichodorus sp., la especie del vector está ligada a la raza del virus presente. Por ello,
su epidemiología está ligada al suelo. Aparece esporádicamente en determinados lotes
de patata de siembra de importación y en determinadas parcelas de cultivo. La patata
es un mal huésped, en el que se presenta con frecuencia defectivo en ARN 2 y, por
tanto, no encapsidado (formas NM). Estas formas no son transmisibles por nematodo,
de forma que se rompe el ciclo epidemiológico. Tampoco se transmite bien a todos los
tubérculos hijos, tendiendo a desaparecer en la descendencia. Por el contrario, en las variedades asintomáticas descritas recientemente el virus se replica completamente y son
fuente de transmisión para los nematodos. Incluso en este caso, el vector no sobrevive
el transporte en la patata de siembra y es necesario que en el campo de destino se encuentre la especie de nematodo adecuada al patotipo del virus. A pesar de esta difícil
199
contaminación por la patata de siembra, una vez presente en una parcela es casi imposible de erradicar, ya que tanto el virus como el vector son sumamente polífagos y se
perpetúan en otros cultivos y malas hierbas. En éstas se transmite, además, por semilla. Su diagnóstico serológico en tubérculo de patata no es práctico, debido a la multiplicidad de serotipos y a la frecuencia de formas NM.
Distribución geográfica: Ampliamente distribuido en diferentes cultivos y zonas geográficas. En España, presencia esporádica.
Referencias:
– Legorburu, F. J. (2000). Virosis de la patata y patata de siembra. Cuadernos de Fitopatología 64: 57–63.
200
Tomato bushy stunt virus (TBSV)
Virus del enanismo ramificado del tomate
Sinónimos: Lycopersicum virus 4, Marmor dodecahedron.
Taxonomía: Familia: Tombusviridae; Género: Tombusvirus.
Descripción: El virión, de simetría icosaédrica, de aproximadamente 30 nm de diámetro, contiene un ARN genómico de 4,7 kb, lineal, de sentido positivo y de cadena sencilla. Exteriormente muestran una superficie granular de forma redondeada. Es un virus
muy estable.
Citopatología: Se pueden encontrar partículas virales en tejidos conductores y en el parénquima.
Huéspedes: Tomate, berenjena, pimiento, manzano, peral.
Sintomatología: En tomate, causa necrosis en los ápices de los tallos, con desarrollo de
necrosis secundarias. Proliferación de tallos laterales, dándole un aspecto de matorral.
Clorosis apical, necrosis de nervios foliares, peciolos y tallos. Las hojas jóvenes pueden
mostrar arabescos y rizado, mientras que las adultas se vuelven de color amarillento o
morado. Aborto de flores. Frutos con manchas cloróticas o necróticas, depresiones, anillos y líneas sinuosas en fruto maduro, manchas y deformación.
En berenjena, clorosis apical, abullonaduras y deformaciones en frutos.
En frutales, puede originar la aparición de rosetas de hojas y, en ocasiones, chancros,
aunque suele ser asintomático.
Transmisión: Se transmite por inoculación mecánica, injerto, semilla y por el suelo. No
se conocen vectores.
Distribución geográfica: Europa, América; en España se ha citado en la región sudeste.
Referencias:
– Célix, A., Rodríguez–Cerezo, E., García–Arenal, F. (1997). New satellite RNAs, but
no DI RNAs, are found in natural populations of tomato bushy stunt tombusvirus.
Virology 239: 277–284.
– Cuadrado, I.M., Guerra–Sanz, J.M., García, C., Aguilar, M.I., Moreno, P. (1995). First
report of tomato bushy stunt virus in Almería (Spain). Plant Disease 79: 11: 1186.
201
– Luis–Arteaga, M., Rodríguez–Cerezo, E., Fraile, A., Sáez, E., García–Arenal, F.
(1996). Different tomato bushy stunt virus strains that cause disease outbreaks in
solanaceous crops in Spain. Phytopathology 86: 535–542.
– Saez Alonso, E., Luis Arteaga, M., Rodríguez Cerezo, E., García Arenal, F. (1995). El
virus del enanismo ramificado del tomate (TBSV): Un nuevo patógeno en los cultivos de tomate y berenjena de Almería. Phytoma–España 68: 28–30.
202
Tomato chlorosis virus (ToCV)
Virus del amarilleo del tomate
Taxonomía: Familia: Closteroviridae; Género: Crinivirus.
Descripción: Partícula flexuosa de 800–850 nm de longitud. Con genoma bipartito compuesto por ARN (ss).
Citopatología: Limitado al floema.
Huéspedes: Lista de plantas huéspedes muy reducida. Afecta a tomate, Solanum nigrum,
Nicotiana benthamiana y N. clevelandii. Se ha detectado infectando plantas de pimiento
en la provincia de Almería. ToCV no afecta a lechuga ni a alcachofa, y TICV sí es capaz
de infectarlas.
Sintomatología: Moteado clorótico y amarilleo internervial de hojas que, a menudo, desarrollan manchas rojizas, bronceadas o necróticas y enrollamiento de las hojas inferiores,
que se vuelven quebradizas. Más tarde y progresivamente aparecen síntomas en las hojas
jóvenes de amarilleo internervial, manteniendo las venas el color verde oscuro.
No se ven síntomas en flores o frutos, aunque éstos disminuyen en tamaño y número.
Se observa una reducción del tamaño de la planta debido a la disminución del área fotosintética.
La sintomatología es similar a la causada por el crinivirus Tomato infectious chlorosis
virus (TICV).
Transmisión: Mosca blanca, Trialeurodes vaporariorum (Weswood), Trialeurodes abutilonea (Haldeman), Bemisia tabaci (Gennadius), Biotipos A, B (=B. argentifolii), Q.
Relación con otros virus: A pesar de su sintomatología similar al TICV, no presenta relación serológica con éste. También hay diferencia en lo relacionado a la transmisión con
los vectores. Muestra bastante homología con el ARN–1 y ARN–2 de Lettuce infectious
yellows virus (LIYV).
Distribución geográfica: En España ha sido descrito en las provincias de Sevilla, Málaga, Almería, Murcia, Alicante, Valencia, Castellón, Barcelona, Las Palmas de Gran Canaria, Tenerife, Mallorca.
Referencias:
– Font, M.I., Juarez, M., Martínez, O., Jordá, C. (2004). Current status and newly discovered natural host of Tomato infectious chlorosis virus and Tomato chlorosis virus.
Plant Disease 88: 82.
203
– Font, M.I., Vaira, A.M., Accotto, G.P., Lacasa, A., Serra, J., Gomila, J., Juarez, M.,
Jordá, C. (2002). Amarilleos en los cultivos de tomate asociados a Tomato chlorosis virus (ToCV) y Tomato infectious chlorosis virus (TICV). Boletín de Sanidad
Vegetal–Plagas, 29: 109–121.
– Louro, D., Accotto, G.P., Vaira, A.M. (2000). Occurrence and diagnosis of Tomato
chlorosis virus in Portugal. European Journal of Plant Pathology 106: 589–592.
– Lozano, G., Moriones, E., Navas–Castillo, J. (2004). First report of sweet pepper
(Capsicum annuum) as a natural host plant for Tomato chlorosis virus. Plant Disease 88: 224.
– Navas–Castillo, J., Camero, R., Bueno, M., Moriones, E. (2000). Severe yellowing outbreaks in tomato in Spain associated with infections of Tomato chlorosis virus. Plant
Disease 84: 835–837.
– Wisler, G.C., Li, R.H., Liu, H.Y., Lowry, D.S., Duffus, J.E. (1998). Tomato chlorosis
virus: a new whitefly–transmitted, phloem–limited, bipartite closterovirus of tomato. Phytopathology 88: 402–409.
204
Tomato infectious chlorosis virus (TICV)
Virus del amarilleo infeccioso del tomate
Taxonomía: Familia: Closteroviridae; Género: Crinivirus.
Descripción: Partícula flexuosa de 850–900 nm de longitud. Genoma bipartito compuesto por ARN(ss).
Citopatología: Limitado al floema.
Huéspedes: Tomate (Lycopersicon sculentum L.), tomatillo (Physalis ixocarpa Brot.),
patata (Solanum tuberosusm L.), alcachofa (Cynara scolymus L.), lechuga (Lactuca sativa L.), Chenopodium murale, C. album, Aster chino y petunia (Petunia x hybrida Vilm.).
Sintomatología: Similar a la presentada por el Tomato chlorosis virus (ToCV), pero en
este caso más severa. Amarilleo internervial de hojas que, a menudo, desarrollan manchas
rojizas, bronceadas o necróticas, fragilidad de las hojas. Severas pérdidas en campo. Los
síntomas tempranos de TICV son evidentes en hojas más viejas y se asemejan a problemas nutricionales. Los síntomas en flores o frutos no son demasiado aparentes, aunque
éstos disminuyen en tamaño y número. Reducción del tamaño de la planta debido a la disminución del área fotosintética.
Transmisión: Mosca blanca, Trialeurodes vaporariorum (Westwood), de forma semipersistente. Periodo mínimo de adquisición del virus por la mosca: 1 hora; periodo mínimo de inoculación: 1 hora; periodo mínimo de retención: 4 días.
Relación con otros virus: A pesar de su sintomatología similar al ToCV, no presenta relación serológica con éste.
Distribución geográfica: El virus ha sido detectado, al menos una vez, en las siguientes
provincias españolas: Murcia, Alicante, Valencia y Castellón.
Referencias:
– Duffus, J.E., Hsing–Yeh, Wisler, G.C. (1996). Tomato infectious clorosis virus a new
clostero–like virus transmitted by Trialeurodes vaporariourum. European Journal of
Plant Pathology 102: 219–226.
– Font, M.I., Juárez, M., Martínez, O., Jordá, C. (2004). Current status and newly discovered natural host of Tomato infectious chlorosis virus and Tomato chlorosis virus.
Plant Disease 88: 82.
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– Font, M.I., Vaira, A.M., Accotto, G.P., Lacasa, A., Serra, J., Gomila, J., Juárez, M.,
Jordá, C. (2002). Amarilleos en los cultivos de tomate asociados a Tomato chlorosis virus (ToCV) y Tomato infectious chlorosis virus (TICV). Boletín de Sanidad Vegetal–Plagas, 29: 109–121.
– Wisler, G.C., Liu, H.Y., Klaassen, V.A., Duffus, J.E., Falk, B.W. (1996). Tomato infectious chlorosis virus has a bipartite genome and induces phloem–limited inclusions characteristic of the closteroviruses. Phytopathology 86: 622–626.
206
Tomato mosaic virus (ToMV)
Virus del mosaico del tomate
Sinónimos: Lycopersicum virus 1, Tobacco mosaic virus–cepa tomate.
Taxonomía: Género: Tobamovirus.
Descripción: Partícula cilíndrica y rígida de aproximadamente 300 nm de longitud y 18
nm de diámetro, mostrando un típico canal interior coincidente con el eje de su estructura helicoidal de un diámetro aproximado entre 2–3 nm. Está compuesto por una molécula de ARN monocatenario de sentido positivo de 6,4 kb. El ácido nucleico supone el
5% del virión. Varias cepas.
Citopatología: Inclusiones cristalinas y amorfas. Cristales hexagonales, en forma de
aguja, de clavo o de huso, agregados de partículas en bandas.
Huéspedes: Tiene una amplia lista de plantas huéspedes, entre las que cabe destacar tomate, pimiento, tabaco, y berenjena.
Sintomatología: Causa mosaico verde claro–verde oscuro o verde–amarillento y reducción de la lámina foliar en hojas; en fruto, mosaico, maduración irregular, áreas de pulpa
acorchada y necrosis subepidérmicas conocidas con el nombre de “goma” según las cepas
y variedades. La cepa 22 origina enanismo y necrosis de las hojas apicales.
Falta de desarrollo de las plantas afectadas. Posibilidad de infecciones mixtas con otras
virosis con efecto sinérgico, como con el Virus X de la patata y el mosaico del pepino.
Transmisión: Se transmite por inoculación mecánica, por contacto entre plantas y por semilla. Sobrevive en restos de cosecha en el suelo durante meses. Es importante la transmisión mecánica durante las operaciones de cultivo.
Distribución geográfica: Mundial. En España esta ampliamente distribuido, afectando
a las variedades autóctonas y a las variedades tipo “cherry”.
Referencias:
– Alonso, E., García Luque, I., Ávila Rincón, M.J., Wicke, B., Serra, M.T., Díaz Ruiz, J.R.
(1989). A tobamovirus causing heavy losses in protected pepper crops in Spain.
Journal of Phytopathology 125: 67–76.
– Aramburu J., Galipienso L. (2005). First report in Spain of variant of tomato mosaic
virus (ToMV) overcoming the Tm–22 resistance gene in tomato (Lycopersicon esculentum). Plant Pathology 54: 566.
207
– Jordá, C., Alfaro, A. (1977). La “goma” del tomate. Su relación con el TMV. Congreso
Nacional Sociedad Española de Microbiología. Sección Fitopatología. Madrid.
– Jordá, C., García–Jiménez, J., Alfaro, A. (1983). Identificación de razas españolas de
ToMV y resistencia genética de los híbridos españoles de tomate: Estudio preliminar. I Congreso Nacional de la Sociedad Española de Ciencias Hortícolas. Pag. 501.
– Jordá, C., Vicente, E., Alfaro, A. (1979). La “goma” del tomate, un grave problema del
fruto. INIA, 295–301.
– Rodríguez–Cerezo, E., Moya, A., García–Arenal, F. (1989). Variability and evolution of
the plant RNA virus pepper mild mottle virus. Journal of Virology 63: 2198–2203.
208
Tomato spotted wilt virus (TSWV)
Virus del bronceado del tomate
Sinónimos: Varios son los sinónimos con los que puede encontrarse este virus citado en
la bibliografía mundial, tal como: Kat river disease virus, Komnek virus, Pineapple side
rot virus, Pineapple yellow spot virus, Tomato bronze leaf virus, Tomato bronzing virus,
Carcova virus, Vira cabeça virus, Lycopersicon virus 3, Lycopersicon virus 7, Peanut bud
necrosis virus, Markhorka tip chlorosis virus, Tip blight virus.
Taxonomía: Familia: Bunyaviridae; Género: Tospovirus.
Descripción: Partícula isométrica esférica de 80 a 110 nm de diámetro, que contiene
tres cadenas (L, M, S) de ARN monocatenario de sentido negativo (L) o que codifican
en ambos sentidos de lectura (M y S), de tamaños 8,9; 5,4 y 2,9 kb respectivamente.
Con una envuelta lipoproteica que presenta la superficie cubierta de proyecciones. Las
partículas del virus contienen tres proteínas estructurales distintas, la proteína de la nucleocápsida interna N de peso molecular 27 K y dos proteínas en la envuelta que son glicosiladas, de 78 K (G1) y 58 K (G2). Además contiene pequeñas cantidades de una
proteína L, de aproximadamente 200 K, asociada con la nucleocápsida interna, codificada por la L–RNA.
Presenta una alta variabilidad.
Citopatología: El virus se encuentra incluido en paquetes en el interior del retículo endoplasmático del citoplasma de las células infectadas y con facilidad pueden encontrarse
inclusiones amorfas, viroplasmas.
Huéspedes: Presenta un amplio rango de huéspedes; se han descrito más de 500 especies
pertenecientes a diferentes familias, entre las que se pueden citar Solanáceas, Compuestas, Chenopodiáceas, Labiadas, Umbelíferas, Leguminosas, Ranunculáceas, Papaveráceas, Cucurbitáceas, Malváceas, Convolvuláceas, etc. Sin embargo, hay que hacer una
puntualización en las más de 500 especies que figuran citadas en la bibliografía, ya que
durante muchos años fue considerado como la única especie viral del grupo al que pertenece y, posteriormente, se han ido señalando nuevas entidades, por lo que sería más
exacto su atribución a los Tospovirus en general.
Dentro de las especies en las que se ha diagnosticado la infección por TSWV en España
cabe citar: tomate, pimiento, lechuga, tabaco, judía, escarola, alcachofa, apio, berenjena,
col, etc.; plantas ornamentales de flor como gerbera, anémona, cala, begonia, ranúnculo,
petunia, limonium, etc.; plantas ornamentales de hoja como Ficus, Dieffenbachia, etc.
Sintomatología: En tomate el síntoma más típico y que le da nombre es la aparición de
una tonalidad bronceada sobre las hojas jóvenes, seguida de una parada del crecimiento;
209
si la infección es temprana las plántulas mueren. Amarilleos y manchas anilladas de tonos
bronce sobre las hojas en tomate y pimiento. Arabescos y manchas anilladas en las hojas
de pimiento. Arrepollamiento del brote y necrosis. Necrosis en lechuga, escarola. Anormalidades de color o coloraciones más pálidas y manchas circulares y anilladas de colores diversos en los frutos de tomate, pimiento, berenjena, etc. Necrosis en plantas
ornamentales, principalmente las de flor. Asimetría en las hojas.
Transmisión: Se realiza por tisanópteros de manera persistente circulativa propagativa.
Se citan Frankliniella occidentalis, F. schultzei, F. fusca, Trips tabaci. En España Frankliniella occidentalis se ha mostrado como el único transmisor eficiente. Los ecotipos
mediterráneos de T. tabaci no se muestran eficaces. Lo adquieren las larvas y lo transmiten los adultos. Respecto a la transmisión por semilla, los datos existentes son muy
contradictorios.
Distribución geográfica: Mundial. En España está citado en numerosas áreas, siendo la
Costa Mediterránea la más afectada. Entre las provincias donde ha sido detectado cabe
citar: Barcelona, Lérida, Tarragona, Castellón, Zaragoza, Valencia, Alicante, Murcia, Albacete, Almería, Granada, Málaga, Sevilla, Cádiz, Huelva, Cáceres, Badajoz, Madrid, La
Coruña, Lugo, Asturias, La Rioja, País Vasco.
Referencias:
– Aramburu, J., Laviña, A., García, I., Moriones, E. (1994). Evolución temporal de la incidencia del virus del bronceado del tomate (TSWV) en cultivos tempranos de tomate al aire libre de la comarca del Maresme (Cataluña) durante la campaña de
1992. Investigación Agraria, Producción y Protección Vegetales, Fuera de Serie 2:
177–186.
– Aramburu, J., Riudavets, J., Arno, J., Laviña, A., Moriones, E. (1995). Rapid serological detection of Tomato spotted wilt virus in individual thrips by squash blot assay
for use in epidemiological studies. Plant Pathology 45: 367–374.
– Aramburu, J., Riudavets, J., Arno, J., Laviña, A., Moriones, E. (1997). Epidemiology
of spotted wilt disease caused by TSWV [Tomato Spotted Wilt Virus] in tomato
crops outdoor cultivation in Catalonia [Spain]. Phytoma. 89: 28–34.
– Aramburu, J., Riudavets, J., Arno, J., Laviña, A., Moriones, E. (1997). The proportion
of viruliferous individuals in field populations of Frankliniella occidentalis implication for tomato spotted wilt tospovirus epidemics in tomato. European Journal of
Plant Pathology 103: 623–629.
– Ávila, A. C. de, Peña, L., Kitajima, E.W., Resende, R. de O., Díaz–Múgica, M.V., Díaz–
Ruiz, J.R., Peters, D. (1991). Characterization of tomato spotted wilt virus (TSWV),
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isolated from Capsicum annuum L. in the Canary Islands. Phytopathologia Mediterranea 30: 23–29.
– Jordá, C., Ortega, A., Juárez, M. (1995). New hosts of tomato spotted wilt virus. Plant
Disease 79: 538.
– Jordá, C., Osca, J.M., (1989). Un nuevo virus en España: El TSWV. V Congreso Nacional de la Sociedad Española de Fitopatología. Badajoz, 35–40. Ed. Conselleria
de Agricultura, Industria y Comercio.
– Lacasa, A., Contreras J. (1993). Comportamiento de Frankliniella occidentales en la
transmisión del virus del bronceado del tomate: planteamientos para su control en
cultivos hortícolas. Phytoma España 50: 33–39.
– Lacasa, A., Esteban, J.R., Beitia, F.J., Contreras, J. (1995). Distribution of western flower thrips in Spain. NATO ASI Life Science 276: 465–468.
– Laviña, A., Aramburu, J., Moriones, E. (1996). Occurrence of tomato spotted wilt and
cucumber mosaic viruses in field–grown tomato crops and associated weeds in northeastern Spain. Plant Pathology 45: 837–842.
– Laviña, A., Batlle, A. (1993). First report of tomato spotted wilt virus infection of Ficus
species in Spain. Plant Disease 77: 536.
– Moriones, E., Aramburu, J., Riudavets, J., Arnó, J., Laviña, A. (1998). Effect of plant
age at time of infection by tomato spotted wilt tospovirus on the yield of field grown
tomato. European Journal of Plant Pathology 104: 295–300.
– Roca, E., Aramburu, J., Moriones, E. (1997). Comparative host reactions and Frankliniella occidentalis transmission of different isolates of tomato spotted wilt tospovirus from Spain. Plant Pahtology 46: 407–415.
– Roselló, S., Jordá, C., Nuez, F. (1994). El virus del Bronceado del Tomate (TSWV). I
Enfermedades y epidemiología. Phytoma–España 62. 21–34. II.– Etiología y Control. Phytoma–España 64: 33–42.
211
Tomato yellow leaf curl disease (TYLCV)
Virus del rizado amarillo del tomate
Virus de la hoja cuchara del tomate
Taxonomía: Familia: Geminiviridae: Género: Begomovirus.
Descripción: Partículas isométricas, geminadas, de aproximadamente 20 x 30 nm. Con
genoma monopartito compuesto por una cadena circular, simple, de ADN.
Citopatología: El virus se localiza en el floema de las plantas afectadas. Dentro de las células, las partículas se acumulan en el núcleo, presentando unas inclusiones típicas en
forma de anillo. Estudios posteriores han revelado que, aunque el virus se encuentra principalmente en tejidos vasculares, puede llegar a alcanzar el parénquima lagunar y, ocasionalmente, el parénquima en empalizada de las hojas afectadas, pero nunca en las
células epidérmicas (Ber et al., 1990; Pinner et al., 2000).
Huéspedes: El rango de hospedantes varía entre especies del virus e incluso entre aislados diferentes del virus dentro de la especie. Las plantas pueden ser infectadas y no presentar síntomas, como ocurre con algunas de las plantas silvestres. A continuación se
citan las especies que han sido diagnosticadas positivas tras infección natural, tanto silvestres como cultivadas, para cada especie viral.
– Especie Israel (TYLCV):
Amaranthus retroflexus L., Borreria sp., Capsicum annuum L., Capsicum chinense
Jacq., Cleome viscosa L., Croton lobatus (L.) Muell. Arg., Cynanchum acutum L.,
Datura stramonium L., Eustoma grandiflorum (L.) Cass., Ipomea indica (Buró.)
Merr., Lycopersicon pimpinellifolium (L.) P.Mill., Lycopersicon sculentum Mill.,
Malva parviflora L., Macroptilium sp., Macroptilium lathyroides (L.) Urb., Mercuriales ambigua L., Phaseolus vulgaris L., Sida sp., Solanum nigrum L., Urtica sp.,
Sonchus sp., Wissadula sp.
– Especie Sardinia (TYLCSV):
Datura stramonium L., Lycopersicon sculentum Mill., Solanum luteum Mill., Solanum nigrum L.
Sintomatología: La sintomatología esta influenciada por las condiciones ambientales,
precocidad e intensidad de la infección, variedad de tomate y especie del virus presente.
En general, en tomate causa una parada del desarrollo, dándole un aspecto achaparrado.
Provoca enrollamiento de hojas a lo largo del nervio principal mostrando la forma típica,
que le da nombre, de cuchara. Clorosis más o menos intensa en los bordes de las hojas.
Rizado internervial y amarilleo. En ocasiones pueden observarse ciertos matices violá212
ceos en el envés de las hojas. Los nuevos foliolos presentan una reducción del tamaño y
deformaciones, apareciendo engrosados, fruncidos internervialmente y con clorosis. A
veces, la lámina foliar se reduce tanto que llega a quedar reducida al máximo. Los síntomas han sido confundidos en algunos casos con los ocasionados por el fitoplasma “Stolbur”. Abscisión de flores y los frutos cuajados son más pequeños y de color más pálido.
La especie Israel (TYLCV) ocasiona una sintomatología más severa que la especie Sardinia (TYLCSV).
Los síntomas son tanto más evidentes cuanto más pequeñas son las plantas cuando se infectan.
En judía, causa engrosamiento de los foliolos de las hojas adultas, que adquieren una tonalidad verde más intensa, observándose un fruncido característico y, en ocasiones, un
abarquillado hacia el haz o hacia el envés de los mismos. Falta de desarrollo de la planta.
Aborto y esterilidad floral y los frutos cuajados se desarrollan anormalmente, con lo que
pierden su valor comercial.
Los brotes nuevos se desarrollan de forma anormal, con entrenudos cortos, una importante reducción de la lámina foliar y aspecto redondeado de la misma. También se puede
observar una gran proliferación de tallos axilares, lo cual, unido al tamaño reducido de
los foliolos, confiere al conjunto un aspecto arbustivo. Las pérdidas de producción pueden ser importantes (Monci et al., 2000).
En pimiento, clorosis internervial y marginal en las hojas, que aparecen curvadas hacia
el haz. Los frutos presentan amarilleamiento y morfología anormal (Reina et al., 2000).
Transmisión: Bemisia tabaci Genn., de forma persistente, circulativa. En la transmisión
circulativa del TYLCV está implicada una bacteria endosimbionte tipo C de la mosca
blanca (Morin et al., 1999; Czosnek et al., 2001). Hay diferencias de eficacia en la transmisión según el biotipo de la mosca blanca presente. El biotipo B y Q se muestran muy
eficaces, e incluso el Q más que el B. El biotipo Q se encuentra ampliamente distribuido,
ha sido citado desde el Algarve hasta Valencia, y además en Cabo Verde, Canarias, Marruecos, Italia (Sicilia y Cerdeña) e Israel.
La especie “Israel” del virus (TYLCV) es transmitida con más eficiencia por el vector que
la especie “Sardinia” (TYLCSV).
La incidencia de la enfermedad se relaciona directamente con la densidad de la población
del vector.
El virus puede ser adquirido tanto en el estado de adulto como en el de larva, pero sólo
es propagado por los adultos. La mosca tiene un periodo de adquisición e inoculación
del virus de 15–30 minutos. El periodo de incubación es de 21 horas y el insecto permanece infectivo unos 20 días. El biotipo B es capaz de transmitirlo a su descendencia (Ghanim et al., 1998).
Especies del complejo “TYLCV”: Las especies del complejo “TYLCV”, según la última revisión (Fauquet et al., 2003), quedan determinadas en seis, estableciéndose su se213
paración por existir en su genoma diferencias superiores al 10%. Las especies son las siguientes:
–
TYLCV: Coincidente con la antigua especie Israel
–
TYLCSV: Especie Sardinia
–
TYLCCNV: China
–
TYLCGV: Gezira
–
TYLCMalV: Málaga (*)
–
TYLCThV: Tailandia (genoma bipartito)
(*) Esta especie es un recombinante entre la especie Israel y la especie Sardinia.
Distribución geográfica: En nuestro país ha sido diagnosticado, al menos una vez, en las
siguientes provincias: Badajoz, Cádiz, Sevilla, Málaga, Granada, Almería, Murcia, Alicante, Valencia, Castellón, Barcelona, Las Palmas de Gran Canaria, Tenerife, Mallorca y
Menorca.
Referencias:
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in the Canary Islands. Plant Disease 84: 1046.
– Font, I., Martínez, P., Gomila, J., Jordá, C. (2002). First report of tomato yellow leaf curl
virus in the Balearic Islands. Journal of Plant Pathology 84: 69.
– Font I., Rubio L., Martínez P., Jordá C., (2007). Genetic structure and evolution of natural populations of viruses causing the tomato yellow leaf curl disease in Spain.
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– Jordá, C., Font, I., Martínez, P., Juarez, M., Ortega, A., Lacasa, A. (2001). Current status and natural hosts of tomato yellow leaf curl virus in Spain., Plant Disease 85:
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tomato yellow leaf curl virus isolates. Annals of Applied Biology 139: 251–257.
– Monci, F., Sánchez–Campos, S., Navas–Castillo, J., Moriones E. (2002). A natural recombinant between the geminiviruses tomato yellow leaf curl Sardinia virus and
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Plant Disease 83: 1176.
215
Tulip breaking virus
Virus de la ruptura del color del tulipán
Sinónimos: Tulip mosaic virus, Tulipa virus 1, Marmor tulipae, Tulipavirus vulgare, Lily
mottle virus.
Taxonomía: Familia: Potyviridae; Género: Potyvirus.
Descripción: Partícula flexuosa de 740 nm de longitud y 14 nm de diámetro.
Citopatología: En células de pétalos de plantas infectadas por el virus se pueden observar paquetes de partículas paralelas e inclusiones en forma de “pinwheels”.
Huéspedes: Dos géneros de la familia Liliaceae: Tulipan y Lilium.
Sintomatología: Ruptura del color de la flor de las variedades rojas y púrpuras del tulipán. En Lilium, de suave a moderado moteado en las hojas.
Transmisión: Por áfidos de forma no persistente, estando citado como más eficiente
Myzus persicae, además de Aphis gossypii, Macrosiphum euphorbiae, entre otros. Transmisible por savia y por injerto entre bulbos.
Distribución geográfica: Mundial.
Referencias:
– Loebenstein, G., Lawson, R.H., Brunt, A.A. Virus and virus–like diseases of bulb and
flower crops. (1995) Chapter 33: 352–383.
– Se, T., Kanematsu, S. (2002). First report of tulip band breaking virus in mosaic diseased tulip in Japan. Plant Disease 86: 1405.
216
Turnip mosaic virus
Virus del mosaico del nabo
Sinónimos: Brassica virus 1, Cabbage virus A, Cabbage black ring–spot virus, Marmor
brassicae, etc.
Taxonomía: Familia: Potyviridae; Género: Potyvirus.
Descripción: Partícula flexuosa de aproximadamente 720 nm de longitud y 15–20 nm de
diámetro. Compuestas por una cadena simple de ARN.
Citopatología: Al microscopio óptico se pueden llegar a observar inclusiones celulares.
Huéspedes: Amplio rango de huéspedes, entre los que cabe citar col, coliflor, col de Bruselas, col china, rábano, nabo, colinabo, mostaza, lechuga, escarola, Capsella bursa–pastoris, Stellaria media, Impatiens balsamina, Cheiranthus cheiri, Mathiola incana,
Tropaeolum, anémona, petunia, zinnia, crisantemo, etc.
Sintomatología: Moteados, manchas necróticas y ring–spots en col, coliflor y col de
Bruselas. Mosaico con distorsión de hojas y enanismo en nabo, rábano, mostaza, col
china. En batavia tipo iceberg, jaspeado amarillo en hojas adultas, pudiendo llegar a adquirir un color amarillo vivo en su totalidad, a veces con zonas verdes y con evolución a
necrosis con frecuencia. Las hojas más jóvenes presentan mosaico deformante amarillo–
verdoso con manchas necróticas. Falta de desarrollo de la planta, más acusado si la infección le sobreviene en un estado juvenil. Los síntomas en col y coliflor de este virus
pueden confundirse con los causados por el Cauliflower mosaic virus.
Manchas cloróticas, mosaico, aclareamiento de nervios y enanismo en petunia, moteado
en crisantemo, manchas cloróticas, amarilleo de hojas en Impatiens, moteado, amarilleo
de hojas y malformaciones en Cheiranthus, ruptura del color de la flor de Mathiola.
Transmisión: Por áfidos de forma no persistente, estando citados entre otros Myzus persicae, Aphis craccivora, Brevicoryne brassicae y Macrosiphum euphorbiae.
Distribución geográfica: Mundial. Marruecos, Estados Unidos, España, Irán.
Referencias:
– Blancard, D., Lot, H., Maisonneuve, B. (2005). Enfermedades de las lechugas:
Identificar, conocer, controlar. Ediciones Mundi–Prensa. ISBN: 84–8476–188–
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– Farzadfar, Sh., Ohsima, K., Pourrahim, R., Golnaraghi, A.R., Jalali, S., Ahoonmanesh
(2005). Occurrence of Turnip mosaic virus on ornamental crops in Iran. Plant Pathology 54: 261.
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– Moreno, A., De Blas, C., Biurrun, R., Nebreda, M., Palacios, I., Duque, M., Federes,
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– Sánchez, F., Wang, X., Jenner, C.E., Walsh, J.A., Ponz, F. (2003). Strains of Turnip mosaic potyvirus as defined by the molecular analysis of the coat protein gene of the
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– Segundo, E., Martín–Bretones, G., Ruiz, L., Velasco, L., Janssen, D., Cuadrado, I.
(2003). First report of Turnip mosaic virus in Pisum sativum in Spain. Plant Disease 87: 103.
– Walsh, J.A., Jenner, C.E. (2002). Turnip mosaic virus and the quest for durable resistance. Molecular Plant Pathology 3: 289–300.
218
Virus de la France del champiñón
Enfermedad vírica del champiñón
Sinónimos: Watery stipe, Brown disease, “X” disease, Die–back, Marchitez.
Descripción: La enfermedad se asocia a un complejo vírico formado por dos tipos de
partículas, unas partículas isométricas de aproximadamente 25 nm de diámetro, otras bacilariformes de 50x19 nm (Mushroom bacilliform virus de la familia Barnaviridae) y partículas isométricas de aproximadamente 34 nm de diámetro.
Citopatología: Agregados virales en las células del hongo infectadas, situados cercanos
al núcleo.
Huéspedes: Agaricus bisporus, Pleurotus ostreatus.
Sintomatología: En champiñones cultivados, pérdida de producción. El micelio invade
el sustrato con lentitud, mostrándose zonas no cubiertas. Los champiñones presentan deformaciones en el pie, con abombamientos (forma de barril), o bien aparecen más delgados y torcidos. Los sombrerillos son de menor tamaño, toman coloraciones marrones
y se abren prematuramente.
En P. ostreatus, los carpóforos presentan un desarrollo deprimido, ligeramente amarillentos, márgenes curvados, micelio con tonalidades amarillentas, tacto viscoso y aspecto
de aparente podredumbre.
Transmisión: Se transmiten a través de las esporas y del micelio.
Distribución geográfica: Estados Unidos, Italia, Inglaterra, Holanda, España.
Referencias:
– Dieleman, A., Zaayen, V. (1972). Mushroom virus disease in the Netherlands:
Symptoms, etiology, electron microscopy, spread and control.
– Zanon, M.J., Armengol, J., Vilaseca, J.C., Jordá, C. (2005). Estudio del síndrome de decaimiento en el cultivo de Pleurotas ostreatus (Jack.:Fr.) P. Kumm. Bol. San. Veg.
Plagas 31: 431–441.
219
Watermelon mosaic virus (WMV)
Virus del mosaico 2 de la sandía
Sinónimos: Watermelon mosaic virus 2.
Taxonomía: Familia: Potyviridae; Género: Potyvirus.
Descripción: Partícula filamentosa de 750 a 780 nm de longitud, con una única molécula
de RNA de cadena sencilla y de sentido positivo de 9,7 kb. El ácido nucleico supone el
5% del virión.
Citopatología: Induce inclusiones cilíndricas en forma de ruedas (“pinwheels”) en el citoplasma de las células de los huéspedes, así como en forma de tubos (“scrolls”). Con algunos aislados pueden aparecer también agregados laminares.
Huéspedes: Pepino, melón, calabaza, calabacín y sandía. Guisante, judía, espinaca.
Sintomatología: En pepino, mosaico suave de hojas y moteado de frutos; en calabacín,
mosaico a veces deformante con aspecto filiforme en hojas y mosaico y deformaciones
de frutos; en melón, síntomas foliares de intensidad entre débil y muy fuerte, en forma
de mosaico a veces deformante con reducción de la superficie foliar, y mosaico pronunciado en frutos; en sandía, causa mosaico en manchas de color verde oscuro junto a los
nervios y deformación del limbo en hojas.
Transmisión: Se transmite por pulgones de forma no persistente, por más de 38 especies
de áfidos, entre los cuales cabe citar: Aphis citricola, A. craccivora, A. gossypii, Aulacorthum solani, Macrosiphum euphorbiae, Myzus persicae y Toxoptera citricidus.
Distribución geográfica: Mundial; en España se ha citado en Valencia, Madrid, Aragón,
Cataluña, Extremadura y Andalucia.
Referencias:
– Alonso–Prados, J.L., Fraile, A., García–Arenal, F. (1997). Impact of Cucumber mosaic
virus and Watermelon mosaic virus 2 on melon production in Central Spain. Journal of Plant Pathology 79: 131–134.
– Alonso–Prados, J.L., Luis–Arteaga, M., Alvarez, J.M., Moriones, E., Batlle, A., Laviña, A., García–Arenal, F., Fraile, A. (2003). Epidemics of aphid–transmitted virases in melon crops in Spain. Eur. J. Patholo. 109: 129–138.
– Luis–Arteaga, M. (1994). Virus del mosaico de la sandía–2. Watermelon Mosaic Virus–
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España. Monografías de la SEF 1: 77.
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– Luis–Arteaga, M., Álvarez, J. (1990). Evolution of muskmelon virus infection on field
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– Luis–Arteaga, M., Alvarez, J.M., Alonso–Prados, J.L., Bernal, J.J., García–Arenal, F.,
Laviña, A., Batlle, A., Moriones, E. (1998). Occurrence, distribution and relative
incidente of mosaic viruses infecting field–grown melon in Spain. Plant Disease 82:
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– Moreno, I.M., Malpica, J.M., Diaz–Pendon, J.A., Moriones, E., Fraile, A., Garcia–Arenal, F. (2004) Variability and genetic structure of the population of watermelon mosaic virus infecting melon in Spain. Virology 318: 451–460.
– Rubio–Huertos, M., Peña–Iglesias, A. (1973). Bacilliform particles in cortex cells of Cucumis melo fruits. Plant Disease 57: 649–652.
221
Wheat dwarf virus (WDV)
Virus del enanismo del trigo
Taxonomía: Familia: Geminiviridae; Género: Mastrevirus.
Descripción: Los viriones están formados por dos partículas quasi–isométricas unidas de
18 nm de diámetro y 30 nm de longitud. El genoma consiste en una molécula circular de
ADN monocatenario 2.700 nt.
Citopatología: Los viriones se encuentran en el núcleo de células de hojas y raíces. A diferencia de otros mastrevirus, no inducen la formación de inclusiones.
Huéspedes: Los hospedantes naturales son avena, cebada y trigo. Experimentalmente se
ha determinado la susceptibilidad de varias especies de gramíneas.
Sintomatología: El síntoma más característico es un enanismo severo que va acompañado
de estrías y amarilleos en las hojas.
Transmisión: Se transmite de forma persistente por Psammotettix alienus. No se transmite ni por inoculación mecánica ni por semilla.
Distribución geográfica: Es un virus prevalente en el norte, este y oeste de Europa. En
otros países de Europa como Francia y, más recientemente, en España se han observado
brotes epidémicos de este virus.
Referencias:
– Bendalmane, M., Schalk., H–J., Gronenborn, B. (1995). Identification and characterization of wheat dwarf virus from France using a rapid method for geminivirus DNA
preparation. Phytopathology 85: 1449–1455.
– Kvarnheden, A., Lindblad., M., Lindsten,K., Valkonen., J.P.T. (2002). Genetic diversity
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Congreso de la Sociedad Española de Fitopatología. Gerona, 121.
222
Zucchini yellow mosaic virus (ZYMV)
Virus del mosaico amarillo del calabacín
Sinónimos: Muskmelon yellow stunt virus.
Taxonomía: Familia: Potyviridae; Género: Potyvirus.
Descripción: Partícula filamentosa y flexuosa de aproximadamente 750 nm de longitud,
con una única molécula de ARN de cadena sencilla y de sentido positivo de 9 kb. El ácido
nucleico supone del 4,5 al 7% del virión.
Citopatología: Induce inclusiones citoplasmáticas en forma de molinillo (“pinwheels”)
y en forma de tubo (“scrolls”), pero no agregados laminares.
Huéspedes: Calabacín, melón, pepino, sandía.
Sintomatología: En calabacín, importante reducción del crecimiento. En las hojas produce aclarado de venas, amarilleo, mosaico, excrecencias y filimorfismo. En frutos, mosaico, deformación y alteración de la pulpa y deformación de semillas. Aparición de
abolladuras en el fruto.
En pepino, mosaico más o menos deformante y aspecto filiforme. En fruto, deformaciones y abullonaduras.
En melón, la sintomatología varía según patotipo y variedad, apareciendo aclarado de
nervios, amarilleos y marchitamiento letal. Raquitismo, deformaciones importantes y enaciones. En fruto, ligero mosaico, jaspeado interno, carne endurecida y resquebrajaduras
externas.
Transmisión: Se transmite por pulgones de forma no persistente, estando citados Aphis
citricota, A. gossypii, Myzus persicae y Macrosiphum euphorbiae.
Distribución geográfica: Mundial; en España se ha citado en Andalucía, Murcia, Aragón, Cataluña y Madrid.
Referencias:
– Alonso–Prados, J.L., Luis–Arteaga, M., Alvarez, J.M., Moriones, E., Batlle, A., Laviña, A., García–Arenal, F., Fraile, A. (2003). Epidemics of aphid–transmitted virases in melon crops in Spain. Eur. J. Patholo. 109: 129–138.
– Lisa, V., Lecoq, H. (1984). Zucchini yellow mosaic virus. C.M.I./A.A.B. Descriptions
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– Luis–Arteaga, M. (1990). Detección del virus del mosaico amarillo del calabacín en cultivos de cucurbitáceas en España. Investigación Agraria, Producción y Protección
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– Luis–Arteaga, M. (1994). Virus del mosaico amarillo del calabacín. Zucchini Yellow
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– Luis–Arteaga, M., Álvarez, J. (1990). Evolution of muskmelon virus infection on field
crops in the Ebro Valley (Spain). Report Cucurbit Genetics Cooperative 13: 20–23.
– Luis–Arteaga, M., Alvarez, J.M., Alonso–Prados, J.L., Bernal, J.J., García–Arenal, F.,
Laviña, A., Batlle, A., Moriones, E. (1998). Occurrence, distribution and relative
incidente of mosaic viruses infecting field–grown melon in Spain. Plant Disease 82:
979–982.
224
Viroides
Avocado sunblotch viriod (ASBVd)
Viroide del manchado solar del aguacate
Taxonomía: Familia: Avsunviroidae; Género: Avsunviroid.
Descripción: RNA monocatenario circular de 246–251 nucleótidos, con una estructura
secundaria de mínima energía libre en forma de varilla o cuasi–varilla. Es el único viroide
con una composición de bases predominante en A+U (los otros viroides tienen una composición de bases rica en G+C). Las cadenas de ambas polaridades son capaces de formar ribozimas de cabeza de martillo que tienen un papel clave en la replicación.
Citopatología: Alteraciones del cloroplasto.
Huéspedes: El único hospedante natural del ASBVd es el aguacate, aunque este viroide
ha sido transmitido experimentalmente a otras especies de la familia Lauraceae, a la que
pertenece el aguacate.
Sintomatología: Síntomas de ASBVd pueden observarse en distintos órganos, aunque el
viroide también se replica en los llamados portadores asintomáticos. Los síntomas foliares son esporádicos, expresándose en los casos más llamativos como intensas áreas cloróticas asociadas al tejido vascular y, en otros casos, como un patrón variegado que afecta
a parte o a la totalidad de la superficie de la hoja. Los síntomas en tallo, que frecuentemente son los primeros en aparecer, incluyen estrías con un color que va desde blanco
hasta amarillo o naranja. También se observan grietas en la corteza de los árboles infectados, que frecuentemente presentan un porte enanizado. Los frutos sintomáticos muestran depresiones crateriformes amarillentas o rosadas que pueden cubrir la mayor parte
de su superficie, lo que hace disminuir su valor comercial. Ocasionalmente algunos árboles infectados se recuperan (portadores asintomáticos) y, aunque aparecen visualmente
sanos, suelen tener un menor rendimiento.
Transmisión: El viroide se transmite por injerto, incluyendo injerto natural de raíz, y
mecánicamente, por lo que es recomendable la desinfección regular de los instrumentos
de poda. También se transmite por semilla, sobre todo en el caso de los potadores asintomáticos, y por polen.
Distribución geográfica: Detectado inicialmente en Estados Unidos, el ASBVd se ha
descrito también en otras áreas del mundo donde este cultivo es relevante como América
del Sur, Australia, Suráfrica y la Cuenca Mediterránea (incluyendo España e Israel).
227
Referencias:
– Daròs, J.A., Marcos, J.F., Hernández, C., Flores, R. (1994). Replication of avocado
sunblotch viroid: Evidence for a symmetric pathway with two rolling circles and
hammerhead ribozyme processing. Proc. Natl. Acad. Sci. USA 91: 12813–12817.
– Flores, R., Daròs, J.A., Hernández, C. (2000). The Avsunviroidae family: viroids containing hammerhead ribozymes. Adv. Virus Res. 55: 271–323.
– Hutchins, C., Rathjen, P.D., Forster, A.C., Symons, R.H. (1986). Self–cleavage of plus
and minus RNA transcripts of avocado sunblotch viroid. Nucleic Acids Res. 14:
3627–3640.
– Palukaitis, P., Hatta, T. Alexander D.M., Symons R.H. (1979). Characterization of a viroid associated with avocado sunblotch disease. Virology 99: 145–151.
– Semancik, J.S., Szychowski. J.A. (1994). Avocado sunblotch disease: A persistent viroid infection in which variants are associated with differential symptoms. J. Gen.
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– Symons, R.H. (1981). Avocado sunblotch viroid: Primary sequence and proposed secondary structure. Nucleic Acids Res. 9: 6527–6537.
228
Chrysanthemum stunt viroid (CSVd)
Viroide del enanismo del crisantemo
Taxonomía: Familia: Pospiviroidae; Género: Pospiviroid.
Descripción: RNA monocatenario circular de 354, 356 nucleótidos con una estructura secundaria de mínima energía libre en forma de varilla, con regiones cuyas bases están apareadas que alternan con bucles cuyas bases están desapareadas.
Citopatología: Ninguna descrita.
Huéspedes: En infección natural se ha descrito en crisantemo, Ageratum sp. y petunia,
pero tiene una gama de huéspedes experimentales muy amplia.
Sintomatología: Los síntomas más característicos consisten en una disminución del tamaño de las plantas, que tienen entrenudos cortos, la lámina foliar menos desarrollada y
manchas cloróticas. El botón floral, que en muchas variedades comerciales suele aparecer cuando las plantas tienen 19–20 hojas, se adelanta aproximadamente de 7 a 10 días y
aparece cuando la planta tiene 9–12 hojas. Ello conlleva la pérdida de valor comercial,
ya que en nuestro país la comercialización de crisantemos es sobre todo para el día 1 de
noviembre.
Transmisión: La vía fundamental de transmisión es mediante propagación vegetativa de
esquejes procedentes de plantas madre infectadas, y mediante transmisión mecánica por
las herramientas de corte.
Distribución geográfica: Mundial. CSVd está presente en casi todas las zonas de cultivo
de esta especie. CSVd se encuentra en la lista A2 de patógenos de cuarentena
(OEPP/EPPO).
Referencias:
– Duran–Vila, N., Romero–Durbán, J., Hernández, M. (1996). Detection and eradication
of chrysanthemum stunt viroid in Spain. Bulletin OEPP/EPPO 26: 399–405.
– Duran–Vila, N., Hernández, M. (1995). Enfermedades producidas por viroides: el enanismo del crisantemo. Phytoma 66: 24–27.
– Haseloff, J., Symons, R.H. (1981). Chrysanthemum stunt viroid: Primary sequence and
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– Romero–Durbán, J., Cambra, M., Duran–Vila, N. (1995). A simple imprint hybridization method for detection of viroids. J. Virol. Methods 55: 37–47.
229
Citrus bent leaf viroid (CBLVd)
Viroide de la hoja curvada de los cítricos
Sinónimos: Viroide I de los cítricos (CVd–I), Viroide variable de los cítricos (CVaVd).
Taxonomía: Familia: Pospiviroidae; Género: Apscaviroid
Descripción: RNA monocatenario circular de 327 nucleótidos con una estructura secundaria de mínima energía libre en forma de varilla, con regiones cuyas bases están apareadas que alternan con bucles cuyas bases están desapareadas. Se han descrito también
un grupo de variantes de menor tamaño (318 nt).
Citopatología: Ninguna descrita.
Huéspedes: Son hospedantes naturales prácticamente todos los miembros de la familia
Rutaceae. Dentro de esta familia se ha detectado en las especies y variedades de los géneros Citrus y Poncirus. Se ha transmitido experimentalmente a especies de los géneros Fortunella, Microcitrus, y Severinia que han sido ensayadas. Tiene un rango de
huéspedes prácticamente restringido a los cítricos y sus relativos, pero se ha logrado
transmitir a aguacate.
Sintomatología: Solo se han descrito síntomas en cidro, donde produce epinastia leve en
algunas hojas como consecuencia de una necrosis puntual en el nervio central, pero a
veces se observan síntomas mas acusados conocidos como “síndrome variable”, caracterizado por zonas de planta con síntomas más acusados que alternan con zonas en que
las hojas son prácticamente asintomáticas. Los árboles injertados en Poncirus trifoliata
son ligeramente más pequeños.
Transmisión: La vía fundamental de transmisión es mediante propagación vegetativa
de yemas infectadas, y mediante transmisión mecánica por las herramientas de corte y
poda.
Distribución geográfica: Mundial. CBLVd está presente en casi todas las zonas de cultivo de cítricos. En países en los que se encuentra disponible material certificado libre de
viroides, este patógeno puede llegar a erradicarse.
Referencias:
– Ashulin, L., Lachman, O., Hadas, R., Bar–Joseph, M. (1991). Nucletide sequence of a
new viroid species, citrus bent leaf viroid (CBLVd) isolated from grapefruit in Israel. Nucleic Acids Res. 19: 4767.
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231
Citrus exocortis viroid (CEVd)
Viroide de la exocortis de los cítricos
Sinónimos: Cuello escamoso (scaly butt), enfermedad de la lima Rangpur (Rangpur lime
disease).
Taxonomía Familia: Pospiviroidae; Género: Pospiviroid
Descripción: RNA monocatenario circular de 370–375 nucleótidos, con una estructura
secundaria de mínima energía libre en forma de varilla, con regiones cuyas bases están
apareadas, que alternan con bucles cuyas bases están desapareadas. Se han identificado
variantes con distinta agresividad.
Citopatología: En plantas de G. aurantiaca y tomate se han descrito malformaciones de
la pared celular y la presencia de “plasmalemosomas” o proliferaciones de la membrana
celular.
Huéspedes: En infección natural se encuentran afectados prácticamente todos los miembros de la familia Rutaceae. Dentro de esta familia se ha detectado en la mayoría de las
especies y variedades de los géneros Citrus, Poncirus y Fortunella, y también se ha transmitido experimentalmente a algunas especies de los géneros Microcitrus y Severinia. Se
ha descrito como infección natural en viña, tomate, berenjena, nabo y zanahoria. Experimentalmente se ha transmitido a petunia, crisantemo, pepino, pimiento, petunia, Gynura
aurnatiaaca, G. sarmentosa, Physalis spp., Solanum spp., Tagetes patula y Zinnia elegans.
Sintomatología: En especies de cítricos sensibles, el CEVd produce descamaciones de
la corteza y enanismo. Son sensibles Poncirus trifoliata, sus híbridos citrange Troyer y
citrange Carrizo, y la lima Rangpur, todos ellos utilizados como patrones. Las especies
comúnmente utilizadas como variedades en nuestro país son tolerantes, pero cuando se
hallan injertadas sobre un patrón sensible, el árbol es poco vigoroso y a veces la copa es
amarillenta y poco densa. El cidro y las especies herbáceas sensibles presentan enanismo
acusado, epinastia, necrosis de las nerviaduras y malformación de las hojas.
Transmisión: La vía fundamental de transmisión es mediante propagación vegetativa
de yemas infectadas, y mediante transmisión mecánica por las herramientas de corte y
poda.
Distribución geográfica: Mundial. CEVd está presente en casi todas las zonas de cultivo
de cítricos. En países en los que se encuentra disponible material certificado libre de viroides, este patógeno puede llegar a erradicarse.
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Referencias:
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233
Citrus viroid III (CVd–III)
Viroide III de los cítricos
Taxonomía: Familia: Pospiviroidae; Género: Apscaviroid
Descripción: RNA monocatenario circular de 294 ó 297 nucleótidos según el tipo de variante. Presenta una estructura secundaria de mínima energía libre en forma de varilla
con regiones cuyas bases están apareadas, que alternan con bucles cuyas bases están desapareadas. Se han descrito varias variantes de este viroide.
Citopatología: Ninguna descrita.
Huéspedes: En infección natural se encuentran afectados prácticamente todos los miembros de la familia Rutaceae. Dentro de esta familia se ha detectado en la mayoría de las
especies y variedades de los géneros Citrus y Poncirus, y también se ha transmitido experimentalmente a algunas especies de los géneros Fortunella, Microcitrus y Severinia.
Tiene un rango de huéspedes restringido a los cítricos y especies emparentadas.
Sintomatología: Sólo se han descrito síntomas en cidro, en el que produce epinastia en
hojas como consecuencia de necrosis y anillamiento del peciolo. Causa enanismo en árboles injertados en Poncirus trifoliata, y en algunas ocasiones se han observado síntomas
de “huellas dactilares” (“finger imprint” en inglés) en árboles cultivados bajo determinados regímenes hídricos.
Transmisión: La vía fundamental de transmisión es mediante propagación vegetativa de
yemas infectadas, y mediante transmisión mecánica por las herramientas de corte y poda.
Distribución geográfica: Mundial. CVd–III está presente en casi todas las zonas de cultivo de cítricos. En países en los que se encuentra disponible material certificado libre de
viroides, este patógeno puede llegar a erradicarse.
Referencias:
– Barbosa, C.J., Pina, J.A., Bernad, L., Serra, P., Navarro, L., Duran–Vila, N. (2005).
Mechanical transmision of citrus viroids. Plant Disease 89: 749–754.
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235
Citrus viroid IV (CVd–IV)
Viroide IV de los cítricos
Taxonomía: Familia: Pospiviroidae; Género: Cocadviroid
Descripción: RNA monocatenario circular de 284 nucleótidos con una estructura secundaria de mínima energía libre en forma de varilla, con regiones cuyas bases están apareadas, que alternan con bucles cuyas bases están desapareadas. Se le considera como un
viroide quimérico entre CEVd y HSVd.
Citopatología: Ninguna descrita.
Huéspedes: En infección natural se encuentran afectados prácticamente todos los miembros de la familia Rutaceae. Dentro de esta familia se ha detectado en la mayoría de las
especies y variedades de los géneros Citrus y Poncirus y también se ha transmitido experimentalmente a algunas especies de los géneros Fortunella, Microcitrus y Severinia.
Como infección natural sólo se ha descrito en cítricos, pero experimentalmente se ha
transmitido a crisantemo, pepino, tomate y Datura stramonium.
Sintomatología: En Poncirus trifoliata produce grietas en la corteza. En cidro produce
epinastia en hojas como consecuencia de necrosis y anillamiento del peciolo.
Transmisión: La vía fundamental de transmisión es mediante propagación vegetativa de
yemas infectadas, y mediante transmisión mecánica por las herramientas de corte y poda.
Distribución geográfica: Mundial. CVd–IV está presente en casi todas las zonas de cultivo de cítricos. En países en los que se encuentra disponible material certificado libre de
viroides, este patógeno puede llegar a erradicarse.
Referencias:
– Barbosa, C.J., Pina, J.A., Bernad, L., Serra, P., Navarro, L., Duran–Vila, N. (2005).
Mechanical transmisión of citrus viroids. Plant Disease 89: 749–754.
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237
Eggplant latent viroid (ELVd)
Viroide latente de la berenjena
Taxonomía: Familia: Avsunviroidae; Género: Elaviroid
Descripción: RNA monocatenario circular de 332–335 nucleótidos con una estructura secundaria de mínima energía libre en forma de casi–varilla que permite la adquisición de
estructuras subóptimas y la formación de estructuras de cabeza de martillo con actividad
ribozimática.
Citopatología: No se ha descrito.
Huéspedes: Sólo se ha descrito en berenjena. No se han encontrado otros huéspedes experimentales.
Sintomatología: Las plantas de berenjena infectadas no muestran ningún síntoma.
Transmisión: Se transmite mecánicamente y por semilla.
Distribución geográfica: Sólo se ha descrito en España.
Referencias:
– Fadda, Z., Daròs, J.A., Fagoaga, C., Flores, R., Duran–Vila, N. (2003). Eggplant Latent Viroid (ELVd): Candidate Type Species for a New Genus Within Family Avsunviroidae (Hammerhead Viroids). J. Virol. 77: 6528–6532
– Fagoaga, C., Pina, J.A., Duran–Vila, N. (1994). Occurrence of small RNAs in severely
diseased vegetable crops. Plant Disease 78: 749–753.
238
Grapevine yellow speckle viroid 1 (GYSVd–1)
Viroide 1 del moteado amarillo de la viña
Sinónimos: Viroide de la viña–f (GV–f)
Taxonomía: Familia: Pospiviroidae; Género: Apscaviroid
Descripción: RNA monocatenario circular de 366–368 nucleótidos con una estructura secundaria de mínima energía libre en forma de varilla, con regiones cuyas bases están apareadas, que alternan con bucles cuyas bases están desapareadas.
Citopatología: Ninguna descrita.
Huéspedes: En infección natural se encuentran afectados prácticamente todos los cultivares y patrones de viña. No se ha transmitido a otros huéspedes experimentales.
Sintomatología: Induce un moteado amarillo distribuido por toda la superficie de las
hojas. El moteado puede variar de unas pocas manchas en una o dos hojas hasta un moteado tan prominente que llega a cubrir prácticamente toda la superficie de la hoja. La manifestación de síntomas requiere unas condiciones ambientales muy precisas, por lo que
los síntomas se observan con mucha frecuencia en Australia y sólo esporádicamente en
Europa. Viñas coinfectadas con GYSVd–1 y con el virus del entrenudo corto infeccioso
(GFLV) muestran una variegación reticular característica (en inglés, “vein banding”) que
se ha asociado a un efecto sinérgico entre ambos patógenos.
Transmisión: La vía fundamental de transmisión es mediante propagación vegetativa de
yemas infectadas, y mediante transmisión mecánica por las herramientas de corte y poda.
Hay discrepancias acerca de la transmisión por semilla.
Distribución geográfica: Mundial. GYSVd–1 está presente en todas las zonas de cultivo
de la vid.
Referencias:
– Flores, R., Duran–Vila, N., Pallás, V., Semancik, J.S. (1985). Detection of viroid and
viroid–like RNAs from grapevine. J. Gen. Virol. 66: 2095–2102.
– Rezaian, M.A., Koltunow, A.M., Krake, L.R. (1988). Isolation of three viroids and a circular RNA from grapevines. J. Gen. Virol. 69: 413–422.
– Koltunow, A.M., Rezaian, M.A. (1988). Grapevine yellow speckle viroid: Structural features of a new viroid group. Nucleic Acids Research 16: 849–864.
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– Szychowski, J.A., Doazan, J.P., Lecalir, P., Garnier, M., Credi, R., Minafra, A., Duran–
Vila, N., Wolpert, J.A., Semancik, J.S. (1991). Relationship and patterns of distribution among grapevine viroids from California and Europe. Vitis 30: 25–36.
– Szychowski, J.A., McKenry, M.V., Walker, M.A., Wolpert, J.A., Credi, R. Semancik,
J.S. (1995). The vein–banding disease syndrome: A synergistic reaction between
grapevine viroids and fanleaf virus. Vitis 34: 229–232.
– Szychowski, J.A., Credi, R., Reanwarakorn, K., Semancik, J.S. (1998). Population diversity in grapevine yellow speckle viroid–1 and the relationship to disease expression. Virology 248: 432–444.
240
Grapevine yellow speckle viroid 2 (GYSVd–2)
Viroide 2 del moteado amarillo de la viña
Taxonomía: Familia: Pospiviroidae; Género: Apscaviroid
Descripción: RNA monocatenario circular de 363 nucleótidos con una estructura secundaria de mínima energía libre en forma de varilla, con regiones cuyas bases están apareadas, que alternan con bucles cuyas bases están desapareadas.
Citopatología: Ninguna descrita.
Huéspedes: En infección natural se encuentran afectados muchos cultivares de viña y,
en particular, los de uva de mesa. No se ha transmitido a otros huéspedes experimentales.
Sintomatología: Al igual que el GYSVd–1, induce moteado amarillo distribuido por
toda la superficie de las hojas. El moteado puede variar de unas pocas manchas en una
o dos hojas hasta un moteado tan prominente que cubra prácticamente toda la superficie de la hoja. La manifestación de síntomas requiere unas condiciones ambientales muy precisas, por lo que los síntomas se observan con mucha frecuencia en
Australia y sólo esporádicamente en Europa. Vides coinfectadas con GYSVd–2 y con
el virus del entrenudo corto infeccioso (GFLV) muestran una variegación reticular (en
inglés “vein banding”) característica que se ha asociado a un efecto sinérgico entre
ambos patógenos.
Transmisión: La vía fundamental de transmisión es mediante propagación vegetativa
de yemas infectadas, y mediante transmisión mecánica por las herramientas de corte
y poda.
Distribución geográfica: Mundial. GYSVd–2 está presente en todas las zonas de cultivo
de la vid, pero se ha encontrado con más frecuencia en variedades de uva de mesa.
Referencias:
– Koltunow, A.M., Rezaian, M.A. (1988). Grapevine yellow speckle viroid: Structural features of a new viroid group. Nucleic Acids Research 16: 849–864.
– Rezaian, M.A., Koltunow, A.M., Krake, L.R. (1988). Isolation of three viroids and a circular RNA from grapevines. J. Gen. Virol. 69: 413–422.
– Szychowski, J.A., Doazan, J.P., Lecalir, P., Garnier, M., Credi, R., Minafra, A., Duran–
Vila, N., Wolpert, J.A., Semancik, J.S. (1991). Relationship and patterns of distribution among grapevine viroids from California and Europe. Vitis 30: 25–36.
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– Szychowski, J.A., McKenry, M.V., Walker, M.A., Wolpert, J.A., Credi, R. Semancik,
J.S. (1995). The vein–banding disease syndrome: A synergistic reaction between
grapevine viroids and fanleaf virus. Vitis 34: 229–232.
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242
Hop latent viroid (HLVd)
Viroide latente del lúpulo
Taxonomía: Familia: Pospiviroidae; Género: Cocadviroid
Descripción: RNA circular, monocatenario y desnudo, de 256 nucleótidos.
Citopatología: Ninguna descrita.
Huéspedes: Originalmente detectado en lúpulo. No se ha detectado en otro huésped excepto en Urtica dioica en Alemania.
Sintomatología: Las plantas infectadas del cultivar ‘Omega’ son más pálidas, crecen más
lentamente y producen menos ramificaciones. En otros cultivares el viroide permanece
latente o induce síntomas menos evidentes. En general, las plantas afectadas presentan una
marcada reducción del contenido en alpha–ácidos de hasta el 50%.
Transmisión: Fácilmente transmisible por métodos mecánicos. No se ha observado transmisión ni por pulgones ni por polen.
Distribución geográfica: Mundial; en España se ha citado en León.
Referencias:
– Barbara, D.J. Adams, A.N. (2003). Hop latent viroid (HLVd). In: VIROIDS. Hadidi, A.,
Randles, J., Semancik, J. and Flores, R. (eds.). pp: 213–217. APS Press, St Paul,
USA.
– Pallas, V., Navarro, A., Flores, R. (1987). Isolation of a viroid like RNA from hop, different from Hop stunt viroid. Journal of General Virology 68: 3201–3205.
– Puchta, H., Ramm, K., Sanger, H. (1988). The molecular structure of hop latent viroid
(HLV), a new viroid occurring worldwide in hops. Nucleic Acids Research 16,
4197–4216.
243
Hop stunt viroid (HSVd)
Viroide del enanismo del lúpulo
Sinónimos:
Viroide del fruto pálido del pepino (CPFVd). Término que se utilizó para designar un viroide detectado en pepino antes que fuera secuenciado.
Viroide de la cachexia de los cítricos (CCaVd).
Viroide II de los cítricos (CVd–II).
Viroide B de los cítricos (CBVd ).
Taxonomía: Familia: Pospiviroidae; Género: Hostuviroid
Descripción: RNA circular monocatenario de 297–302 nucleótidos con alto contenido en
estructura secundaria. En cítricos se han descrito dos tipos de variantes que se comportan de forma distinta al infectar huépedes sensibles.
Citopatología: Ninguna descrita.
Huéspedes: Originalmente se ha detectado como infección natural en lúpulo, pepino, ciruelo, melocotonero, albaricoquero, almendro, granado y cítricos. En España se ha detectado en los cinco últimos cultivos. Este viroide tiene una gama de huéspedes
experimentales muy amplia.
Sintomatología: En ciruelo y melocotonero provoca manchas rojizas en el pericarpo e
irregularidades en frutos jóvenes, enfermedad conocida con el nombre de ‘fruto picado
del ciruelo o melocotonero’. Hasta la fecha, aunque el viroide se ha detectado en estos cultivos, la enfermedad no ha sido descrita en España. En albaricoquero se ha descrito recientemente la asociación de este viroide con la enfermedad conocida con el nombre de
‘degeneración del fruto’ que ocasiona irregularidades de la piel y pérdida de propiedades
organolépticas. En especies sensibles de cítricos produce la enfermedad conocida como
“cachexia” o “xiloporosis” que se caracteriza por la aparición de acanaladuras en la madera, que pueden estar impregnadas de goma. Son sensibles a esta enfermedad los mandarinos, clementinos y satsumas, así como algunas especies utilizadas como patrones
como Citrus macrophylla y la lima Rangpur. La manifestación de síntomas depende de
las condiciones ambientales de la zona de cultivo. En España los efectos más agresivos
se han observado en limoneros injertados sobre C. macrophylla en la región de Murcia.
Los síntomas en mandarino y clementino suelen ser muy suaves en la Comunidad Valenciana y algo más fuerte en Andalucía.
Transmisión: La vía fundamental de transmisión es mediante propagación vegetativa de
yemas infectadas, y mediante transmisión mecánica por las herramientas de corte y poda.
244
Distribución geográfica: En frutales se ha descrito en Europa, Norteamérica y Japón. En
cítricos se ha descrito en la mayoría de zonas de cultivo.
Referencias:
– Amari, K., Ruiz, D., Gómez, G., Sánchez–Pina, M.A., Pallás, V., Egea, J. (2007). An
important new apricot disease in Spain is associated with Hop stunt viroid infection. European Journal of Plant pathology 118: 173–181.
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diagnosis of hop stunt viroid in fruit trees: Identification of new hosts and application of a nucleic acid extraction procedure based on non–organic solvents. European Journal of Plant Pathology 102: 837–846.
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245
Peach latent mosaic viroid (PLMVd)
Viroide del mosaico latente del melocotonero
Taxonomía: Familia: Avsunviroidae; Género: Pelamoviroid.
Descripción: RNA monocatenario circular de 335–351 nucleótidos con una estructura secundaria de mínima energía libre ramificada formada por múltiples horquillas y estabilizada por un pseudonudo. Esta estructura es muy probablemente relevante in vivo. Las
cadenas de ambas polaridades son capaces de formar ribozimas de cabeza de martillo
que tienen un papel clave en la replicación.
Citopatología: Alteraciones del cloroplasto.
Huéspedes: El PLMVd afecta a melocotonero y sus híbridos. Hay discrepancias acerca
de si también infecta a otras especies frutales (de los géneros Prunus, Pyrus y Malus), en
las que no se han descrito síntomas característicos.
Sintomatología: En condiciones de campo los síntomas no se manifiestan inmediatamente, sino tras un período de tiempo variable. El término “latente” en la denominación
de la enfermedad, hace referencia por una parte a que la mayoría de las infecciones naturales transcurren sin inducir síntomas foliares aparentes y, por otra, a que las primeras
alteraciones patológicas se observan transcurridos al menos dos años después de efectuada la plantación con material infectado.
Los primeros síntomas consisten principalmente en retrasos en la floración, brotación y
maduración, así como alteraciones más o menos acusadas de distintos órganos de la
planta. Las flores presentan pétalos con estriaciones y los frutos agrietamientos de la línea
de sutura, decoloraciones y deformaciones. Las yemas también pueden necrosarse y algunas cepas del agente causan acanaladuras de la madera de los tallos (stem pitting). Muy
raramente se observan síntomas foliares consistentes en un mosaico amarillento que en
algunos aislados muy agresivos llegan a cubrir toda la superficie foliar (calico) o a inducir necrosis de los márgenes de las hojas. A partir del quinto año los árboles afectados disminuyen su densidad foliar, presentando un típico porte abierto (open habit) y son más
susceptibles al ataque por agentes bióticos y abióticos, que causan finalmente su muerte
precoz.
Transmisión: La vía principal es mediante propagación vegetativa de material infectado,
y por transmisión mecánica con las herramientas de poda. No se transmite por semilla.
Distribución geográfica: Mundial. PLMVd se ha detectado en todas las zonas de cultivo
del melocotonero.
246
Referencias:
– Ambrós, S., Hernández, C., Desvignes, J.C., Flores, R. (1998). Genomic structure of
three phenotypically different isolates of peach latent mosaic viroid: implications of
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Peach latent mosaic viroid variants inducing peach calico contain a characteristic insertion that is responsible for this symptomatology. Virology 313: 492–501.
247
Pear blister canker viroid (PBCVd)
Viroide de los chancros pustulosos del peral
Taxonomía: Familia: Pospiviroidae; Género: Apscaviroid
Descripción: RNA monocatenario circular de 315–316 nucleótidos con una estructura secundaria de mínima energía libre en forma de cuasi–varilla con regiones de doble hélice
que alternan con bucles con bases desapareadas.
Citopatología: Ninguna descrita.
Huéspedes: Los únicos hospedantes naturales del PBCVd son el peral y el membrillero,
y existen indicios recientes de que también pudiera serlo el nashi. Este viroide ha sido
transmitido experimentalmente a otras quince especies del género Pyrus, a cinco especies
del género Malus, y a algunas especies de los géneros Chaenomeles, Cydonia y Sorbus,
aunque en todos los casos sin síntomas. También se ha transmitido a la planta herbácea
pepino, que reacciona con una ligera rugosidad de las hojas o asintomáticamente.
Sintomatología: La distribución y relevancia patogénica del PBCVd ha sido muy probablemente subestimada porque la mayoría de los cultivares de peral son tolerantes. En
el peral indicador A20 los síntomas en condiciones de campo sólo se expresan en corteza
aproximadamente dos años después de la inoculación y consisten en pústulas o grietas superficiales en la epidermis que, progresivamente, evolucionan a chancros, escamas y hendiduras profundas, que causan la muerte en 5–8 años. En los indicadores alternativos
Fieud 37 y Fieud 110 (dos selecciones de peral) los síntomas en invernadero, consistentes en necrosis en la base de los peciolos que luego se extiende a las hojas y a la corteza,
aparecen a los 3–5 meses después de la inoculación.
Transmisión: La vía principal es mediante propagación vegetativa de material infectado,
y por transmisión mecánica con las herramientas de poda. Es poco probable que se transmita por semilla.
Distribución geográfica: El PBCVd se ha descrito en Europa (Francia, España, Italia,
Bosnia–Herzegovina y Grecia), África (Túnez) y Australia, y probablemente está presente en otras áreas del mundo, como Estados Unidos.
Referencias:
– Ambrós, S., Desvignes, J.C., Llácer, G., Flores, R. (1995). Pear blister canker viroid:
sequence variability and causal role in pear blister canker disease. J. Gen. Virol. 76:
2625–2629.
248
– Desvignes, J.C., Cornaggia, D., Grasseau, N., Ambrós, S., Flores, R. (1999). Pear blister canker viroid: studies on host range and improved bioassay with two new pear
indicators, Fieud 37 and Fieud 110. Plant Disease 83: 419–422.
– Flores, R., Hernández, C., Llácer, G., Desvignes, J.C. (1991). Identification of a new
viroid as the putative causal agent of pear blister canker disease. J. Gen. Virol. 72:
1199–1204.
– Hernández, C., Elena, S.F., Moya, A., Flores, R. (1992). Pear blister canker viroid is a
member of the apple scar skin viroid subgroup (apscaviroids) and also has sequence
homologies with viroids from other subgroups. J. Gen. Virol. 73: 2503–2507.
– Shamloul, A.M., Faggioli, F., Keith, J.M., Hadidi, A. (2002). A novel multiplex RT–
PCR probe capture hybridization (RT–PCR–ELISA) for simultaneous detection of
six viroids in four genera: Apscaviroid, Hostuviroid, Pelamoviroid, and Pospiviroid.
J. Virol. Methods 105: 115–121.
249
Bacterias
Agrobacterium tumefaciens (Smith y Townsend) Conn
Tumores de frutales y rosal
Sinónimos: A. radiobacter pv. tumefaciens, A. tumefaciens biovar 1 y 2, A. radiobacter,
A. rhizogenes.
Taxonomía: "Proteobacteria"; Alphaproteobacteria; Rhizobiales; Rhizobiaceae.
Descripción: Bacteria con forma bacilar, Gram–negativa, mótil con flagelos peritricos.
No esporulada. Quimio–organoheterótrofa, utiliza una amplia gama de fuentes de carbono. Se han descrito los biovares 1 y 2, basados en determinadas pruebas bioquímicas,
que actualmente corresponden taxonómicamente a dos especies distintas (A. tumefaciens
y A. rhizogenes). Las cepas causantes de tumores tienen un plásmido conjugativo denominado Ti, directamente relacionado con la inducción tumoral.
Huéspedes: Albaricoquero*, almendro*, avellano*, caqui*, cerezo*, ciruelo*, chopo*,
crisantemo*, Ficus benjamina*, frambueso*, manzano*, melocotonero*, membrillero*,
mimbre*, nogal*, olivo*, peral*, pimiento*, rosal*, sauce*, vid*.
*Huéspedes identificados en España.
Sintomatología: Tumores debidos a la superproducción de auxinas y citoquininas que originan hipertrofia e hiperplasia de las células vegetales. Suelen aparecer en cuello y raíces con aspecto y tamaño variable, pero también en la parte aérea, aunque con menor
frecuencia. Según su situación, tamaño y número pueden afectar en mayor o menor grado
al desarrollo de la planta.
Transmisión: Material vegetal, suelo o substrato, agua y técnicas culturales.
Distribución geográfica: Mundial. En España, identificada con especial incidencia en viveros de frutales y de rosal.
Referencias:
– Benlloch, M. (1949). Observaciones fitopatológicas en 1948. Boletín Patología Vegetal y Entomología Agrícola 16: 203–242.
– Commonwealth Mycological Institute. (CMI). (1966). Distribution of Agrobacterium
tumefaciens (Smith y Townsend) Conn. CMI Map 137, 2nd. Edition.
– López, M.M., Miró, M., Salcedo, C.I., Orive, R.J., Temprano, F.J., (1983). Características de los aislados españoles de Agrobacterium tumefaciens. Anales del Instituto
Nacional de Investigaciones Agrarias 24: 239–249.
253
– López, M.M., Gorris, M.T., Montojo, A.M. (1988). Opine utilization by Spanish isolates of Agrobacterium tumefaciens. Plant Pathology 37: 565–572.
– Albiach, M.R., López, M.M. (1992). Plasmid heterogeneity in Spanish isolates of Agrobacterium tumefaciens from thirteen different hosts. Applied and Environmental
Microbiology 58: 2683–2687.
– López, M.M., Martí, R., Morente, C., Orellana, N., Ninot, A., Aletá, N. (1994). Bacterias fitopatógenas identificadas en nogal en España. Investigación Agraria, Producción y Protección Vegetales. Fuera de Serie 2: 307–314.
– Cubero, J., Martínez, M.C., Llop, P., López, M.M. (1999). A simple and efficient PCR
meted for the detection of Agrobacterium tumefaciens in plant tumors. Journal of
Applied Microbiology, 86: 591–602.
– Martí, R., Cubero, J., Daza, A., Piquer, J., Salcedo, C. I., Morente, C., López, M.M.
(1999). Evidence of migration and endophytic presence of Agrobacterium tumefaciens in rose plants. Eupean Journal of Plant Pathology 105: 39–50.
– Velázquez, E., Palomo, J.L., Lastra, B., Mateos, P.F., García, P., Martínez–Molina, E.
(2001). Rapid identification of Agrobacterium species by Staircase Electrophoresis
of Low Molecular Weight RNA (LMW RNA) profiles. European Journal of Plant
Pathology 107: 931–938.
– Penyalver, R., Sánchez, J.J., Petit, A., Salcedo, C.I., López, M.M. (2004). Tumorigenic
Agrobacterium sp. isolated from weeping fig in Spain. Plant Disease 88: 428.
254
Agrobacterium vitis Ophel y Kerr
Tumores de la vid
Sinónimos: Agrobacterium tumefaciens biovar 3.
Taxonomía: "Proteobacteria"; Alphaproteobacteria; Rhizobiales; Rhizobiaceae.
Descripción: Bacteria con forma bacilar, Gram–negativa, mótil con flagelos peritricos.
No esporulada. Quimio–organoheterótrofa, utiliza una amplia gama de fuentes de carbono. Las cepas causantes de tumores tienen un plásmido conjugativo denominado Ti, directamente relacionado con la indución tumoral.
Huéspedes: Vid*. Puede producir tumores en otras especies herbáceas y leñosas tras ser
inoculada.
*Huésped identificado en España.
Sintomatología: Tumores debidos a la superproducción de auxinas y citoquininas que originan hipertrofia e hiperplasia de las células vegetales. Pueden aparecer en raíz, cuello y
parte aérea de la planta, ya que la bacteria migra sistémicamente. Los tumores en cuello
suelen ser los de mayor tamaño y en los sarmientos aparecen agrupados formando cadenas de pequeños tumores.
Transmisión: Material vegetal, suelo o substrato, agua y técnicas culturales.
Distribución geográfica: Europa, América y Oceanía. En España, identificada en distintas zonas vitícolas y en viveros de vid.
Referencias:
– Ruiz Castro, A. (1950). La lucha contra las enfermedades del viñedo en España. Boletín Patología Vegetal Entomología Agrícola 18: 243–280.
– Rodríguez de Lecea, J., Rosa, C. de la, Beltrá R. (1974). Virulence and ketoglucoside
formation in strains of Agrobacterium tumefaciens. Phyton 32: 113–119.
– López, M.M., Gorris, M.T., Montojo, A.M. (1988). Opine utilization by Spanish isolates of Agrobacterium tumefaciens. Plant Pathology, 37: 565–572.
– Lastra, B. (1998). Agrobacterium spp. en cultivares de vid de Galicia: distribución, caracterización de cepas bacterianas y sensibilidad de cultivares y portainjertos. Tesis
Doctoral. Universidad de Santiago de Compostela. Departamento de Bioloxia Vexetal. Facultade de Bioloxia.
255
– López, M.M. (1998). Tuberculosis de la vid. En (Arias Giralda, A.) Los parásitos de la
vid. 4ª Ed. MAPA. Mundi–Prensa, Madrid, pp. 225–227.
– Cotado–Sampayo, M., Segura, A., Wuest, J., Strasser, R.K., Barja, F. (2001). Interaction of Agrobacterium vitis with grapevine rootstocks. Archives des Sciences 54:
223–231.
– Velázquez, E., Palomo, J.L., Lastra, B., Mateos, P.F., García, P., Martínez–Molina, E.
(2001). Rapid identification of Agrobacterium species by Staircase Electrophoresis
of Low Molecular Weight RNA (LMW RNA) profiles. European Journal of Plant
Pathology 107: 931–938.
256
Brenneria nigrifluens Hauben et al.
Cancro o chancro de la corteza del nogal
Sinónimos: Erwinia amylovora var. nigrifluens, Erwinia nigrifluens.
Taxonomía: "Proteobacteria"; Gammaproteobacteria; Enterobacteriales; Enterobacteriaceae.
Descripción: Bacteria con forma bacilar, Gram–negativa y anaeróbica facultativa. Mótil
con varios flagelos peritricos. No forma esporas. Quimio–organoheterótrofa.
Huéspedes: Nogal*.
*Huésped identificado en España.
Sintomatología: En la corteza del tronco y de las ramas principales, áreas necróticas de
color marrón oscuro y chancros de tamaño variable. Exteriormente pueden observarse, en
ciertas épocas, exudados de color variable, generalmente oscuros, que tiñen la corteza. No
suele penetrar hacia tejidos más internos. Asociada a situaciones de estrés.
Transmisión: Lluvia y viento.
Distribución geográfica: California (Estados Unidos) e Italia. En España, identificada
en Cataluña y otras zonas de cultivo del nogal.
Referencias:
– López, M.M., Martí, R., Morente, C., Orellana, N., Ninot, A., Aletá, N. (1994). Bacterias fitopatógenas identificadas en nogal en España. Investigación Agraria, Producción y Protección Vegetales. Fuera de Serie 2: 307–314.
257
Brenneria quercina Hauben et al.
Cancro o chancro bacteriano de especies de Quercus
Sinónimos: Erwinia quercina.
Taxonomía: "Proteobacteria"; Gammaproteobacteria; Enterobacteriales; Enterobacteriaceae.
Descripción: Bacteria con forma bacilar, Gram–negativa y anaeróbica facultativa. Mótil
con varios flagelos peritricos. No forma esporas. Quimio–organoheterótrofa.
Huéspedes: Quercus ilex*, Q. faginea*, Q. pyrenaica* y otras especies del género Quercus.
*Huéspedes identificados en España.
Sintomatología: Chancros que afectan a la corteza de tronco y ramas principales o secundarias, con exudados de color variable. Al descortezar se observan lesiones internas,
pardas, rojizas u oscuras que afectan a la madera. En frutos, brotes y yemas pueden aparecer copiosos exudados de color pardo, formados mayoritariamente por bacterias. Caída
prematura de frutos. Los síntomas suelen ir asociados a situaciones de estrés.
Transmisión: Lluvia y viento.
Distribución geográfica: California (Estados Unidos). En España, identificada en distintas zonas en masas forestales y jardines.
Referencias:
– Poza, C. (2000). Mecanismos de patogénesis y estudio de la variabilidad natural en
bacterias del género Erwinia. Tesis doctoral. Universidad Autónoma de Madrid. Facultad de Ciencias Biológicas. Departamento de Biología.
– Biosca, E.G., González, R., López–López, M.J., Soria, S., Montón, C., Pérez–Laorga,
E., López, M.M. (2003). Isolation and characterization of Brenneria quercina, causal agent of bark canker and drippy nut of Quercus. Phytopathology 93: 485–492.
– Palomo, J.L., García–Benavides, P. (2005). Brenneria quercina (Hild. y Schroth) Hauben et al. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 230. Ministerio de Agricultura, Pesca y Alimentación. Madrid.
258
Brenneria rubrifaciens Hauben et al.
Cancro o chancro profundo de la corteza del nogal
Sinónimos: Erwinia rubrifaciens.
Taxonomía: "Proteobacteria"; Gammaproteobacteria; Enterobacteriales; Enterobacteriaceae.
Descripción: Bacteria con forma bacilar, Gram–negativa y anaeróbica facultativa. Mótil
con varios flagelos peritricos. No forma esporas. Quimio–organoheterótrofa. Produce un
pigmento difusible rosado (rubrifacina) en algunos medios de cultivo.
Huéspedes: Nogal*.
*Huésped identificado en España.
Sintomatología: Chancros en tronco y ramas, que penetran más internamente que los de
B. nigrifluens, con la que puede confundirse. Pueden afectar al interior de la corteza, el
cambium y el xilema. Produce exudados en la corteza de color variable, generalmente oscuros.
Transmisión: Lluvia y viento.
Distribución geográfica: California (Estados Unidos). En España, únicamente identificada en una plantación en Badajoz.
Referencias:
– González, R., López–López, M.J., Biosca, E.G., López, F., Santiago, R., López, M.M.
(2002). First report of bacterial deep bark canker of walnut caused by Brenneria
(Erwinia) rubrifaciens in Europe. Plant Disease 86, 696.
259
Brenneria sp.
Cancro o chancro bacteriano del chopo
Sinónimos: Bacteria no descrita previamente, pendiente de caracterización taxonómica.
Taxonomía: "Proteobacteria"; Gammaproteobacteria; Enterobacteriales; Enterobacteriaceae.
Descripción: Bacteria con forma bacilar, Gram–negativa y anaeróbica facultativa. Mótil
con varios flagelos peritricos. No forma esporas. Quimio–organoheterótrofa.
Huéspedes: Populus sp.*
*Huéspedes identificados en España.
Sintomatología: Chancros con exudados de color variable que afectan a la corteza, tanto
del tronco, como de las ramas principales. Al descortezar, se observan lesiones internas
pardas o rojizas en la corteza y el cambium.
Transmisión: Lluvia y viento.
Distribución geográfica: En España, identificada en Aragón y Castilla–León.
Referencias:
– Biosca, E.G., Martín, S., Zuriaga, P., Montón, C., López–Ocaña, L., López, M.M.
(2006). Characterization of Brenneria sp. from poplar cankers in Spain. En: Modern multidisciplinary applied Microbiology. Exploiting microbes and their interactions. Wiley–VCH 385–389.
260
Clavibacter michiganensis subsp. michiganensis
(Smith) Davis et al.
Cancro o chancro bacteriano del tomate
Sinónimos: Corynebacterium michiganense, Corynebacterium michiganense pv. michiganense.
Taxonomía: "Actinobacteria"; Actinobacteria; Actinomycetales; Microbacteriaceae.
Descripción: Bacteria pleomórfica, Gram–positiva, no mótil. No esporulada. Estrictamente aeróbica y quimio–organoheterótrofa. Contiene ácido 2, 4 diaminobutírico en su
pared y forma colonias amarillas en medios de cultivo con glucosa.
Huéspedes: Tomate* y pimiento*.
*Huéspedes identificados en España.
Sintomatología: Marchitez vascular, chancros en tallo, manchas oscuras y quemaduras
marginales en hojas y manchas en frutos en forma de ojo de pájaro.
Transmisión: Semilla, restos vegetales, técnicas culturales, lluvia y viento.
Distribución geográfica: Mundial. En España, identificada en varias zonas de cultivo del
tomate. Se han tomado medidas de erradicación.
Referencias:
– López M.M., Salcedo C.I., Pérez, M.A. (1985). Características de aislados españoles de
Corynebacterium michiganense y de Xanthomonas vesicatoria. Anales del Instituto
Nacional de Investigaciones Agrarias. Serie Agrícola, 28: 235–234.
– Noval, C., Vicente, G., López–Goicoechea, E., Arranz, D. (1996). Clavibacter michiganensis subsp. michiganensis (Smith) Davis et al. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 11. Ministerio de Agricultura,
Pesca y Alimentación.
261
Clavibacter michiganensis subsp. sepedonicus (Spieckermann y
Kotthoff) Davis et al.
Podredumbre anular de la patata
Sinónimos: Corynebacterium michiganense subsp. sepedonicum, Corynebacterium michiganense pv. sepedonicum, Corynebacterium sepedonicum.
Taxonomía: "Actinobacteria"; Actinobacteria; Actinomycetales; Microbacteriaceae.
Descripción: Bacteria pleomórfica, Gram–positiva, no mótil. No produce esporas. Estrictamente aeróbica y quimio–organoheterótrofa. De crecimiento lento en medios de
cultivo.
Huéspedes: Patata*.
*Huésped identificado en España.
Sintomatología: En hojas, marchitamiento y enrollado del borde de los foliolos hacia
arriba, amarilleamiento y necrosis, que puede afectar a uno o varios de los tallos de
una planta. En tubérculo, anillo vascular inicialmente marcado y posterior podredumbre y descomposición de esa zona, con producción de exudados claros pastosos,
al oprimir. En estados avanzados, fisuras, deformaciones y podredumbre del tubérculo. Frecuentes infecciones latentes, que pueden permanecer sin manifestar síntomas, hasta dos generaciones.
Transmisión: Material vegetal, insectos y técnicas de cultivo.
Distribución geográfica: Mundial, en zonas templadas. En España, se ha identificado en
zonas de producción y en patata almacenada. Se han tomado medidas de erradicación.
Referencias:
– Marquínez, R., Palomo, J.L. (1996). Clavibacter michiganesis subsp. sepedonicus
(Spieck y Kott) Davis et al. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 12. Ministerio de Agricultura, Pesca y Alimentación.
– Palomo, J.L., Velázquez, E., Mateos, P.F., García, P., Martínez–Molina, E. (2000). Rapid
identification of Clavibacter michiganensis subsp. sepedonicus based on the stable
low molecular weight RNA (LMW RNA) profiles. European Journal of Plant Pathology 106: 789–793.
– Palomo, J.L. (2001). Diagnóstico, caracterización y epidemiología de Clavibacter michiganensis subsp. sepedonicus, bacteria causante de la podredumbre anular de la
262
patata. Tesis doctoral. Universidad de Salamanca. Departamento de Microbiología
y Genética.
– Rivas, R., Velázquez, E., Palomo, J.L., Mateos, P.F., García–Benavides, P., Martínez–
Molina, E. (2002). Rapid identification of Clavibacter michiganensis subsp. sepedonicus using two primers random amplified polymorphic DNA (TP–RAPD)
fingersprints. European Journal of Plant Pathology 108: 179–184.
– Palomo, J.L, López, M.M., García–Benavides, P., Velázquez, E., Martínez–Molina, E.
(2006). Evaluation of the API 50CH and API ZYM systems for rapid characterization of Clavibacter michiganensis subsp. sepedonicus causal agent of potato ring
rot. European Journal of Plant Pathology 115: 443–451.
263
Curtobacterium flaccumfaciens pv. flaccumfaciens (Hedges)
Collins y Jones
Marchitez bacteriana de la judía
Sinónimos: Corynebacterium flaccumfaciens subsp. flaccumfaciens, Corynebacterium
flaccumfaciens pv. flaccumfaciens, Corynebacterium flaccumfaciens.
Taxonomía: "Actinobacteria"; Actinobacteria; Actinomycetales; Microbacteriaceae.
Descripción: Bacteria pleomórfica, Gram–positiva, no mótil. No produce esporas. Estrictamente aeróbica y quimio–organoheterótrofa. De crecimiento lento en medios de cultivo.
Huéspedes: Judía* y otras especies de leguminosas.
*Huésped identificado en España.
Sintomatología: Marchitez de plántulas con coloración rojiza del tallo. En planta, lesiones rojizas en los nudos del tallo y marchitez generalizada, hojas de color pardo. Manchas hidrópicas en fruto y coloraciones anormales en semillas.
Transmisión: Semilla, restos vegetales, técnicas culturales y nematodos.
Distribución geográfica: Australia y algunos países de África, América del Norte y Europa. En España, se ha citado en Almería.
Referencias:
– González, A.J., Tello, J.C., Rodicio, M.R. (2005). Bacterial wilt of beans (Phaseolus
vulgaris) caused by Curtobacterium flaccumfaciens in Southeastern Spain. Plant
Disease 89: 1361.
264
Dickeya spp. Samson et al.
Marchitez y podredumbre de la patata y de especies hortícolas
Sinónimos: Erwinia chrysanthemi, Pectobacterium chrysanthemi.
Taxonomía: "Proteobacteria"; Gammaproteobacteria; Enterobacteriales; Enterobacteriaceae.
Descripción: Bacteria con forma bacilar, Gram–negativa, anaeróbica facultativa y
mótil con varios flagelos peritricos. No forma esporas. Utiliza una gama moderadamente amplia de fuentes de carbono y energía. Se diferencia de Pectobacterium carotovorum subsp. carotovorum y de P. atrosepticum en varios caracteres bioquímicos
y mediante técnicas serológicas y moleculares. Según el huésped al que afectara, la
especie E. chrysanthemi se clasificaba en diferentes patovares (pv. chrysanthemi, pv.
dianthicola, pv. dieffenbachiae, pv. paradisiaca, pv. parthenei y pv. zeae). Recientemente, dicha especie ha sido transferida al género Dickeya, quedando distribuída en
las siguientes especies: D. chrysanthemi, D. dianthicola, D. dadantii, D. dieffenbachiae y D. zeae.
Huéspedes: Cebolla*, clavel*, Dieffenbacchia* sp., maíz*, patata* y otras especies hortícolas y ornamentales.
*Huéspedes identificados en España.
Sintomatología: En patata, podredumbre blanda, pie negro, necrosis y marchitez sistémica, en condiciones climáticas húmedas y cálidas. Pueden aparecer también podredumbres en conservación. En maíz y otras especies, podredumbre húmeda y marchitez
de cuello y doblado de las plantas a nivel del cuello.
Transmisión: Tubérculo madre en patata y material vegetal en otras especies, lluvia,
viento, agua y técnicas culturales.
Distribución geográfica: Zonas templadas y subtropicales. En España, identificada esporádicamente en Andalucía, Aragón, Comunidad Valenciana y Extremadura.
Referencias:
– Noval, C. (1989). Maladies bactériennes des graminées en Espagne. Bulletin
OEPP/EPPO Bulletin 19: 131–135.
– Cambra, M., Bernal, I. (2000). Pectobacterium chrysanthemi (Burkholder) Brenner et
al. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales.
Ficha 162. Ministerio de Agricultura, Pesca y Alimentación. Madrid.
265
– Rodríguez–Rodríguez, J.M., Rodríguez–Rodríguez, R. (2004). Pectobacterium
chrysanthemi pv. dieffenbachiae (Burkholder et al.) Hauben et al., Mc Fadden. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha
231. Ministerio de Agricultura, Pesca y Alimentación.
– Palacio–Bielsa, A., Cambra, M.A., López, M.M. (2006). Characterisation of potato isolates of Dickeya chrysanthemi in Spain by a microtitre system for biovar determination. Annals of Applied Biology 148: 157–164.
266
Erwinia amylovora (Burrill) Winslow et al.
Fuego bacteriano de las rosáceas
Sinónimos: Erwinia amylovora f.sp. rubi, Micrococcus amylovorus, Bacillus amylovorus, Bacterium amylovorum.
Taxonomía: "Proteobacteria"; Gammaproteobacteria; Enterobacteriales; Enterobacteriaceae.
Descripción: Bacteria con forma bacilar, Gram–negativa y anaeróbica facultativa. Mótil
con varios flagelos peritricos. No forma esporas. Quimio–organoheterótrofa. Requiere
ácido nicotínico para crecer en medios de cultivo.
Huéspedes: Frutales de pepita: acerolo*, manzano*, membrillero*, níspero* y peral*.
Afecta también a rosáceas ornamentales y silvestres de los géneros Crataegus*, Cotoneaster*, Pyracantha*, Sorbus* y Stranvaesia (Photinia).
*Huéspedes identificados en España.
Sintomatología: Flores necrosadas con coloración oscura, brotes curvados en forma de
cayado y hojas necrosadas. A partir de ellos, avance de los síntomas por las ramas, con
desecamiento de hojas y frutos, sin defoliación. Chancros en ramas y tronco que, al ser
descortezados, muestran tejidos húmedos con estrías rojizas y pardas. Con humedad elevada se producen exudados blanquecinos o pardos en todos los órganos.
Transmisión: Material vegetal, técnicas culturales, insectos, lluvia y viento.
Distribución geográfica: Europa, Norteamérica y algunos países asiáticos. En España,
ha sido identificada esporádicamente en frutales de pepita y rosáceas ornamentales en
Aragón, Cantabria, Castilla–León, Castilla–La Mancha, Cataluña, La Rioja, Navarra y
País Vasco, en focos aislados. Se han tomado medidas de erradicación.
Referencias:
– Gorris, M.T., Camarasa, E., López, M.M., Cambra, M. (1996). Production and characterization of monoclonal antibodies specific for Erwinia amylovora and their use in
different serological techniques. Acta Horticulturae 411: 47–51.
– Gorris, M.T., Cambra, M., Llop, P., López, M.M. (1996). A sensitive and specific detection of Erwinia amylovora based on the ELISA–DASI enrichment method with
monoclonal antibodies. Acta Horticulturae 411: 41–46.
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– López, M.M., Gorris, M.T., Llop, P., Cambra, M., Roselló, M., Berra, D., Borruel, M.,
Plaza, B., García, P., Palomo, J.L. (1999). Fire blight in Spain: situation and monitoring. Acta Horticulturae 489: 187–191.
– Llop, P., Bonaterra, A., Peñalver, J., López, M.M. (2000). Development of a highly
sensitive nested–PCR procedure using a single closed tube for detection of Erwinia
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– Jock, S., Donat, V., López, M.M., Bazzi, C., Geider, K. (2002). Following spread of
fire blight in Western Central and Southern Europe by molecular differentiation of
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– López, M.M., Llop, P., Donat, V., Peñalver, J., Rico, A., Ortiz, A., Murillo, J., Llorente,
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– Rico, A., Ortiz–Barredo, A.; Ritter, E., Murillo, J. (2004). Genetic characterization of
Erwinia amylovora strains by amplified fragment length polymorphism. Journal of
Applied Microbiology 96: 302–310.
– López, M.M., Keck, M., Llop, P., Gorris, M.T., Peñalver, J., Donat, V., Cambra, M.,
Janse, J.D., Sletten, A., Cambra, M.A., Palomo, J.L., Simpkins, S., Duarte, M.T.,
Poliakoff, F., van Vaerenbergh, J. (2004). Erwinia amylovora. Diagnostic protocols
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– Donat, V., Biosca, E.G., Rico, A., Peñalver, J., Borruel, M., Berra, D., Basterretxea, T.,
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– Llop, P., Donat, V., Rodríguez, M., Cabrefiga, J., Ruz, L., Palomo, J.L., Montesinos, E.,
López, M.M. (2006). An indigenous virulent strain of Erwinia amylovora, lacking
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268
Erwinia persicina Hao et al.
Sinónimos: Erwinia persicinus, Erwinia nulandii.
Taxonomía: "Proteobacteria"; Gammaproteobacteria; Enterobacteriales; Enterobacteriaceae.
Descripción: Bacteria con forma bacilar, Gram–negativa, anaeróbica facultativa, fermentativa. Mótil con flagelos peritricos. No forma esporas. Quimio–organoheterótrofa.
Descrita como productora de un pigmento rosa soluble en agua, pero que las cepas españolas no lo producen.
Huéspedes: Judía*.
*Huésped identificado en España.
Sintomatología: En hojas, manchas cloróticas y necróticas de distintos tipos y colores.
En vainas, deformación, curvatura y manchas necróticas. Coloración rosada en las semillas.
Transmisión: Semilla, técnicas culturales, lluvia y viento.
Distribución geográfica: Nebraska (Estados Unidos). En España, descrita en Andalucía.
Referencias:
– González, A.J., Tello, J.C., de Cara, M. (2005). First report of Erwinia persicina from
Phaseolus vulgaris in Spain. Plant Disease 89: 109.
269
Erwinia sp.
Necrosis de las flores del peral
Sinónimos: Bacteria no previamente descrita, pendiente de caracterización taxonómica.
Taxonomía: "Proteobacteria"; Gammaproteobacteria; Enterobacteriales; Enterobacteriaceae.
Descripción: Bacteria con forma bacilar. Gram–negativa, anaeróbica facultativa, fermentativa. Quimio–organoheterótrofa. Mótil con flagelos peritricos. No forma esporas.
Huéspedes: Peral* var. Ercolini y Tendral.
*Huésped identificado en España.
Sintomatología: Necrosis de flores, que toman coloración oscura, y también lesiones oscuras en peciolos de corimbos.
Transmisión: Lluvia y viento.
Distribución geográfica: Identificada únicamente en Valencia.
Referencias:
– Roselló, M., Peñalver, J., Llop, P., Gorris, M.T., Chartier, R., García, F., Montón, C.,
Cambra, M., López, M.M. (2006). Identification of an Erwinia sp. different from Erwinia amylovora and responsible for necrosis on pear blossoms. Canadian Journal
of Plant Pathology 28: 30–41.
270
Ewingella americana Grimon et al.
Taxonomía: "Proteobacteria"; Gammaproteobacteria; Enterobacteriales; Enterobacteriaceae.
Descripción: Bacteria con forma bacilar, Gram–negativa. Mótil con flagelos peritricos.
Anaeróbica facultativa y quimio–organoheterótrofa, con metabolismo respiratorio y fermentativa.
Huéspedes: Setas cultivadas: champiñón (Agaricus bisporus), “shiitake” u hongo japonés (Lentinula edodes) y “seta de ostra” (Pleurotus ostreatus).
Sintomatología: Lesiones oscuras y necróticas.
Distribución geográfica: En España, descrita en Aragón.
Referencias:
– Reyes, J.E., Venturini, M.E., Oria, R., Blanco, D. (2004). Prevalence of Ewingella americana in retail fresh cultivated mushrooms (Agaricus bisporus, Lentinula edodes,
Pleurotus ostreatus). FEMS Microbiology Ecology 47: 291–296.
271
Pectobacterium atrosepticum Gardan et al.
Pie negro de la patata
Sinónimos: Erwinia carotovora, Erwinia carotovora pv. atroseptica, Erwinia carotovora subsp. atroseptica, Pectobacterium carotovorum subsp. atrosepticum.
Taxonomía: "Proteobacteria"; Gammaproteobacteria; Enterobacteriales; Enterobacteriaceae.
Descripción: Bacteria con forma bacilar, Gram–negativa, anaeróbica facultativa y mótil
con varios flagelos peritricos. No forma esporas. Utiliza una gama moderadamente amplia de fuentes de carbono y energía. Se diferencia de P. carotovorum subsp. carotovorum y de Dickeya spp. en varios caracteres bioquímicos y mediante técnicas serológicas
y moleculares.
Huéspedes: Col china*, patata*, tomate* y zanahoria*.
*Huéspedes identificados en España.
Sintomatología: Causa pérdidas en la emergencia, por podredumbre de los tubérculos de
siembra. Una vez emergidas las plantas aparecen enanizadas, con la parte aérea de color
verde pálido o amarillento y hojas rígidas y erectas, con los márgenes enrollados hacia
dentro. El cuello, por encima y por debajo de la superficie, está podrido en su interior y
con la epidermis de color pardo oscuro. La podredumbre del tallo puede afectar sólo a la
base o a toda la planta. Los tubérculos hijos pueden pudrirse en campo y en almacén.
Transmisión: Patata de siembra, agua, lluvia, viento y técnicas culturales.
Distribución geográfica: Mundial, en zonas templadas y frescas. En España, identificada
en zonas de cultivo de patata y muy esporádicamente en otros cultivos.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute. (CMI). (1966). Distribution of Erwinia atroseptica (Van Hall) Jennison. CMI Map 131, 2nd. Edition.
– Gorris, M.T., Alarcón, B., López, M.M., Cambra, M. (1994). Characterization of monoclonal antibodies specific for Erwinia carotovora subsp. atroseptica and comparison of serological methods for its sensitive detection on potato tubers. Applied and
Environmental Microbiology, 60: 2076–2085.
– Wastie, R.L., Mackay, G.R., Carbonell, J. (1994). Effect of Erwinia carotovora subsp.
atroseptica on yield of potatoes from cut and uncut tubers in Valencia. Potato Research, 37: 21–24.
272
– Alarcón, B., Gorris, M.T., Cambra, M., López, M.M. (1995). Serological characterization of potato isolates of Erwinia carotovora subsp. atroseptica and subsp. carotovora using polyclonal and monoclonal antibodies. Journal of Applied Bacteriology,
79: 592–602.
– Palomo, J.L., García–Benavides, P., Cortés, J. (1997). Erwinia carotovora subsp. atroseptica (van Hall) Dye y subsp. carotovora. Fichas de diagnóstico en laboratorio de
organismos nocivos de los vegetales. Ficha 111. Ministerio de Agricultura, Pesca y
Alimentación. Madrid.
– Toth, I., Bertheau, Y., Hyman, B., Laplaze, I., López, M.M., McNicol, J., Niepold F.,
Persson, P., Salmond, G.PC., Sletten, A., Van der Wolf. J.M., Pérombelon, M.C.M.
(1999). Evaluation of phenotypic and molecular typing techniques for determining
diversity in Erwinia carotovora subsp. atroseptica. Journal of Applied Microbiology, 87: 770–781.
273
Pectobacterium carotovorum subsp. carotovorum
(Jones) Hauben
Podredumbre blanda de la patata y especies hortícolas
Sinónimos: Erwinia carotovora, Erwinia carotovora pv. carotovora, Erwinia carotovora subsp. carotovora.
Taxonomía: "Proteobacteria"; Gammaproteobacteria; Enterobacteriales; Enterobacteriaceae.
Descripción: Bacteria con forma bacilar, Gram–negativa, anaeróbica facultativa y mótil
con varios flagelos peritricos. No forma esporas. Utiliza una gama moderadamente amplia de fuentes de carbono y energía. Se diferencia de P. atrosepticum y de Dickeya spp.
en varios caracteres bioquímicos y mediante técnicas serológicas y moleculares.
Huéspedes: Alcachofa*, apio*, cala*, calabacín*, cardo*, cebolla*, col china*, coliflor*,
girasol*, haba*, iris*, judía*, lechuga*, melón*, patata*, pepino*, pimiento*, puerro*,
sandía*, tomate*, tabaco* y otras hortícolas y ornamentales.
*Huéspedes identificados en España.
Sintomatología: Podredumbre blanda que suele iniciarse en la zona del cuello de la
planta, puede mostrar síntomas semejantes a los del pie negro en patata y llegar a afectar a todos los órganos. Pueden aparecer también podredumbres en conservación.
Transmisión: Tubérculo madre en patata, lluvia, viento, agua, técnicas culturales y material vegetal.
Distribución geográfica: Mundial. En España, identificada en las zonas de cultivo de la
patata y esporádicamente en otros cultivos.
Referencias:
– Izquierdo Tamayo, A., Durán–Grande, M. (1969). Notas sobre las bacteriosis del tabaco.
Boletín Patología Vegetal y Entomología Agrícola 30: 215–221.
– Izquierdo Tamayo, A., Durán Grande, M., Muñoz Noguera, C. (1979). Bacteriosis del
tabaco en España. Notas críticas. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones
Agrarias, Protección Vegetal, 11: 23–28.
– Beltrá, R., López, M.M. (1994). Podredumbre blanda. Erwinia carotovora subsp. carotovora. En (Díaz Ruiz, J.R.; García Jiménez, J.) Enfermedades de las Cucurbitáceas en España. Monografías de la SEF 1: 26.
274
– Alarcón, B., Gorris, M.T., Cambra, M., López, M.M. (1995). Serological characterization of potato isolates of Erwinia carotovora subsp. atroseptica and subsp. carotovora using polyclonal and monoclonal antibodies. Journal of Applied Bacteriology
79: 592–602.
– Palomo, J.L., García–Benavides, P., Cortés, J. (1999). Erwinia carotovora subsp. atroseptica (van Hall) Dye y subsp. carotovora. Fichas de diagnóstico en laboratorio de
organismos nocivos de los vegetales. Ficha 111. Ministerio de Agricultura, Pesca y
Alimentación.
– Cazorla, F.M., Pérez–García, A., Rivera, E., Codina, J.C., Torés, J.A., de Vicente, A.
(2000). Bacterial diseases of tomato in Southern Spain: application of a detached
tissue assay to evaluate bacterial pathogenicity. Bulletin OEPP/EPPO Bulletin 30:
351–356.
275
Pseudomonas cichorii (Swingle) Stapp
Veta negra
Taxonomía: "Proteobacteria"; Gammaproteobacteria; Pseudomonadales; Pseudomonadaceae.
Descripción: Bacteria con forma bacilar. Gram–negativa, mótil con flagelos polares. No
esporulada. Estrictamente aeróbica y quimio–organoheterótrofa. Produce pigmento fluorescente en medios de cultivo apropiados. Pertenece al grupo III LOPAT.
Huéspedes: Borraja*, lechuga*, endivia*, escarola* y otras plantas hortícolas.
*Huéspedes identificados en España.
Sintomatología: En hojas, lesiones oscuras, que evolucionan a podredumbre blanda y oscura que se inicia en el nervio principal y se puede extender a todo el limbo. Suele comenzar en las hojas externas y afectar a toda la planta, en condiciones de alta humedad.
Transmisión: Semilla, lluvia, viento, restos vegetales y técnicas culturales.
Distribución geográfica: Mundial, en zonas templadas. En España, ha sido identificada
esporádicamente.
Referencias:
– Cambra, M., Bernal, J. (1996). Pseudomonas cichorii (Swingle) Stapp. Fichas de diagnóstico de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 13. Ministerio de Agricultura, Pesca y Alimentación. Madrid.
– Palacio–Bielsa, A., Cambra, M.A. (2004). Borrago officinalis is a new host of Pseudomonas cichorii in the Ebro Valley of Spain. Plant Disease, 88: 769.
276
Pseudomonas corrugata Roberts y Scarlett
Necrosis medular del tomate
Taxonomía: "Proteobacteria"; Gammaproteobacteria; Pseudomonadales; Pseudomonadaceae.
Descripción: Bacteria con forma bacilar, Gram–negativa, mótil con flagelos polares. Estrictamente aeróbica y quimio–organoheterótrofa. Forma colonias inicialmente de forma
arrugada que pueden ser posteriormente lisas, en distintos medios. Algunas cepas producen pigmento difusible amarillo, verdoso o anaranjado en ciertos medios de cultivo,
pero no fluorescente.
Huéspedes: Tomate* y, con menor frecuencia, pimiento*, crisantemo y geranio.
*Huéspedes identificados en España.
Sintomatología: Necrosis de la médula, que puede afectar también a los vasos, con coloración variable de parda a casi negra. Clorosis de las hojas más jóvenes, pudiendo llegar a afectar a la parte superior de la planta. Manchas oscuras en tallo. A veces se observan
raíces adventicias como consecuencia de las infecciones.
Transmisión: Lluvia, viento, suelo, agua, técnicas culturales y material vegetal.
Distribución geográfica: Mundial. En España, ha sido identificada esporádicamente en
Canarias, Comunidad Valenciana y otras zonas de cultivo del tomate.
Referencias:
– Siverio, F., Cambra, M., Gorris, M.T., Corzo, J., López, M.M. (1993). Lipopolysaccharides as determinants of serological variability of Pseudomonas corrugata. Applied and Environmental Microbiology 59: 1805–1812.
– López, M.M., Siverio, F., Albiach, M.R., García, F., Rodríguez, R. (1994). Characterization of Spanish isolates of Pseudomonas corrugata from tomato and pepper. Plant
Pathology 43: 80–90.
– Siverio, F. (1994). Caracterización de Pseudomonas corrugata Roberts y Scarlett,
agente causal de la necrosis medular del tomate. Tesis doctoral. Universidad de La
Laguna. Departamento de Microbiología y Biología celular.
– Commonwealth Mycological Institute. (C.M.I.). (1996). Distribution of Pseudomonas
corrugata Roberts & Scarlett. CMI Map 579, 2nd . Edition.
277
– Siverio, F., López, M.M. (1996). Characteristics of the whole cell fatty acids profile of
Pseudomonas corrugata. European Journal of Plant Pathology 102: 519–526.
– Sutra, L., Siverio, F., López, M.M., Hunault, G., Gardan, L. (1997). Taxonomy of Pseudomonas strains isolated from tomato pith necrosis: emended description of Pseudomonas corrugata and proposal of new genomospecies. International Journal of
Systematic Bacteriology 47: 1020–1033.
– Cazorla, F.M., Pérez–García, A., Rivera E., Codina, J.C., Torés, J.A., de Vicente A.
(2000). Bacterial diseases of tomato in Southern Spain: application of a detached
tissue assay to evaluate bacterial pathogenicity. Bulletin OEPP/EPPO Bulletin 30:
351-356.
278
Pseudomonas fluorescens (Trevisan) Migula
Taxonomía: "Proteobacteria"; Gammaproteobacteria; Pseudomonadales; Pseudomonadaceae.
Descripción: Bacteria con forma bacilar, Gram–negativa, mótil con un flagelo polar. No
esporulada. Estrictamente aeróbica y quimio–organoheterótrofa. Produce pigmento fluorescente en medios de cultivo apropiados y enzimas pectolíticos. Pertenece al grupo V
LOPAT. Se han descrito cinco biovares en esta especie.
Huéspedes: Alcachofa* y diferentes plantas hortícolas.
*Huésped identificado en España.
Sintomatología: Podredumbre de tejidos de reserva y de tejidos blandos. Especialmente
frecuente en productos almacenados. En general se considera una bacteria oportunista.
Transmisión: Lluvia y viento.
Distribución geográfica: Mundial, zonas templadas de Europa y América. En España,
ha sido identificada esporádicamente.
Referencias:
– Peñalver, R., Durán–Vila, N., López, M.M. (1994). Characterisation and pathogenicity
of bacteria from shoot tips of the globe artichoke (Cynara scolymus L.). Annals of
Applied Biology 125: 501–513.
279
Pseudomonas marginalis pv. marginalis (Brown) Stevens
Podredumbre y necrosis marginal de las hojas
Sinónimos: Pseudomonas marginalis.
Taxonomía: "Proteobacteria"; Gammaproteobacteria; Pseudomonadales; Pseudomonadaceae.
Descripción: Bacteria con forma bacilar, Gram–negativa, mótil con un flagelo polar. No
esporulada. Estrictamente aeróbica y quimio–organoheterótrofa. Produce pigmento fluorescente en medios de cultivo apropiados y enzimas pectolíticos. Pertenece al grupo IV
LOPAT.
Huéspedes: Alcachofa*, apio*, cebolla*, endivia*, lechuga*, peral*, tabaco* y otras
plantas hortícolas.
*Huéspedes identificados en España.
Sintomatología: Podredumbre blanda de tubérculos, bulbos y tallos. En hojas, lesiones
iniciales en los márgenes que evolucionan a lesiones oscuras de mayor tamaño. En condiciones de alta humedad y temperatura, la podredumbre se puede extender a toda la
planta. En general se considera una bacteria oportunista.
Transmisión: Lluvia, viento y técnicas culturales.
Distribución geográfica: Mundial, y en zonas templadas de Europa y América. En España, ha sido identificada esporádicamente.
Referencias:
– Izquierdo Tamayo, A., Durán–Grande, M. (1969). Notas sobre las bacteriosis del tabaco.
Boletín Patología Vegetal y Entomología Agrícola 30: 215–221.
– Commonwealth Mycological Institute. (C.M.I.). (1993). Distribution of Pseudomonas
marginalis pv. marginalis (Brown) Stevens. CMI Map 357, 3rd. Edition.
– Peñalver, R., Durán–Vila, N., López, M.M. (1994). Characterisation and pathogenicity
of bacteria from shoot tips of the globe artichoke (Cynara scolymus L.). Annals of
Applied Biology 125: 501–513.
280
Pseudomonas mediterranea Catara et al.
Necrosis medular del tomate
Taxonomía: "Proteobacteria"; Gammaproteobacteria; Pseudomonadales; Pseudomonadaceae.
Descripción: Bacteria con forma bacilar, Gram–negativa, mótil con flagelos polares. Estrictamente aeróbica y quimio–organoheterótrofa. No fluorescente en medio B de King.
Características generales similares a las de P. corrugata, con colonias rugosas o lisas.
Huéspedes: Tomate* y pimiento.
*Huésped identificado en España.
Sintomatología: Necrosis de médula, que puede afectar también a los vasos, con coloración variable, de parda a casi negra. Síntomas similares a los de P. corrugata.
Transmisión: Lluvia y viento.
Distribución geográfica: Citada en España, Francia e Italia. Se ha podido confundir en
algunos casos con P. corrugata, hasta su descripción como especie nueva en 2002.
Referencias:
– Catara, V., Sutra, L., Morineau, A., Achouak, W., Christen, R., Gardan, L. (2002). Phenotypic and genomic evidence for the revisión of Pseudomonas corrugata and proposal of Pseudomonas mediterranea sp. nov. International Journal of Systematic
and Evolutionary Microbiology 52: 1749–1758.
281
Pseudomonas savastanoi pv. phaseolicola (Burkholder)
Young et al.
Grasa de la judía
Sinónimos: Pseudomonas phaseolicola, Pseudomonas syringae pv. phaseolicola.
Taxonomía: "Proteobacteria"; Gammaproteobacteria; Pseudomonadales; Pseudomonadaceae.
Descripción: Bacteria con forma bacilar, Gram–negativa, mótil, con flagelos polares. No
esporulada. Estrictamente aeróbica y quimio–organoheterótrofa. Fluorescente en medios
de cultivo apropiados. Pertenece al grupo Ia LOPAT. Generalmente produce faseolotoxina, aunque en España se han aislado cepas patógenas y no toxigénicas. Se han descrito
nueve razas del patógeno, en base a inoculaciones en distintas variedades de judía.
Huéspedes: Judía*.
*Huésped identificado en España.
Sintomatología: Manchas angulares en hojas, rodeadas de un halo húmedo, que pueden
coalescer, tomar color pardo y secarse. Lesiones hidrópicas en vaina y tallo. En general,
clorosis y deformación de hojas y menor desarrollo de la planta. Semillas infectadas con
manchas color amarillo y con exudado.
Transmisión: Semilla, lluvia, viento y técnicas culturales.
Distribución geográfica: Mundial. En España, identificada en la mayoría de las zonas
de cultivo de judía.
Referencias:
– Sardiña, J.R. (1939). La grasa de las judías. Boletín Patología Vegetal y Entomología
Agrícola. 8: 231–264.
– Benlloch, M. (1949). Observaciones fitopatológicas en 1948. Boletín Patología Vegetal y Entomología Agrícola 16: 203–242.
– Franco, L., de la Vega, R., Noval, C. (1986). Aislamiento e identificación de bacterias
fitopatógenas en semillas de judía. Monografías INIA, Madrid, 48.
– Commonwealth Mycological Institute. (CMI). (1992). Distribution of Pseudomonas
syringae pv. phaseolicola (Burkholder) Young et al. CMI Map 85, 5th. Edition.
282
– Asensio, C., Martin, E., Montoya, J.L. (1993). Heredabilidad de la resistencia a la raza
1 de Pseudomonas syringae pv. phaseolicola en algunas variedades de judía. Investigación Agraria, Producción y Protección Vegetales 8: 445–456.
– González, A.I., J., Landeras, E., Mendoza, M.C. (2000). Pathovars of Pseudomonas
syringae causing bacterial brown spot and halo blight in Phaseolus vulgaris, L. are
distinguishable by ribotyping. Applied Environmevitad Microbiology 66: 850–854.
– Rico, A., López, R., Asensio, C., Aizpún, M., Asensio–S., Manzanera, C., Murillo, J.
(2003). Nontoxigenic strains of P. syringae pv. phaseolicola are a main cause of
halo blight of beans in Spain and escape current detection methods. Phytopathology
93: 1553–1559.
– González, A.I., de la Vega, M.P., Ruiz, M.L., Polanco, C. (2003). Analysis of the argk–
tox gene cluster in nontoxigenic strains of Pseudomonas syringae pv. phaseolicola.
Applied and Environmental Microbiology 69: 4879–4982.
– González, A.I., Tello, J., Mendoza, M.C. (2004). Microorganismos patógenos transmitidos por semilla de judía tipo granja asturiana: saneamiento de semilla. Ed. KRK
Eds/SERIDA, 160 pp. Oviedo.
– Oguiza, J.A., Rico, A., Rivas, L.A., Sutra, L., Vivian, A., Murillo, J. (2004). Pseudomonas syringae pv. phaseolicola can be separated into two genetic lineages distinguished by the posesión of the phaseolotoxin biosynthetic cluster. Microbiology
150: 474–482.
– Rivas, L.A., Mansfield, J., Tsiamis, G., Jackson, R.W., Murillo, J. (2005). Changes in
race–specific virulence in Pseudomonas syringae pv. phaseolicola are associated
with a chimeric transposable element and rare deletion events in a plasmid–borne pathogenicity island. Applied Environmental Microbiology 71: 3778–3785.
– Rico, A., Erdozáin, A., Ortiz–Barredo, J.I. Ruiz de Galarreta, Murillo, J. (2006). Detection by multiplex PCR and characterization of nontoxigenic strains of P. syringae pv. phaseolicola from different places in Spain. Spanish Journal of Agricultural
Research 4: 261–267.
283
Pseudomonas savastanoi pv. retacarpa García de los Ríos
Tumores de retama
Taxonomía: "Proteobacteria"; Gammaproteobacteria; Pseudomonadales; Pseudomonadaceae.
Descripción: Bacteria con forma bacilar, Gram–negativa, mótil con flagelos polares. Estrictamente aeróbica y quimio–organoheterótrofa. No forma esporas. Produce pigmento
fluorescente en medios de cultivo apropiados.
Huéspedes: Retama*.
*Huésped identificado en España.
Sintomatología: Tumores en ramas, similares a los inducidos por P. savastanoi pv. savastanoi en olivo, generalmente redondeados y de tamaño variable.
Transmisión: Lluvia y viento.
Distribución geográfica: En España, aislada en Aragón y Comunidad de Madrid.
Referencias:
– García de los Ríos, J.E. (1999). Retama sphaerocarpa (L.) Boiss., a new host of Pseudomonas savastanoi. Phytopathologia Mediterranea 38: 54–60.
284
Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi (Smith) Janse
Tuberculosis o tumores del olivo
Sinónimos: Pseudomonas savastanoi, Pseudomonas syringae subsp. savastanoi.
Taxonomía: "Proteobacteria"; Gammaproteobacteria; Pseudomonadales; Pseudomonadaceae.
Descripción: Bacteria con forma bacilar, Gram–negativa, mótil con flagelos polares. No esporulada. Estrictamente aeróbica y quimio–organoheterótrofa. Pertenece
al grupo Ib LOPAT. Existen otros patovares de esta especie que afectan a adelfa,
fresno y retama.
Huéspedes: Olivo*.
*Huésped identificado en España.
Sintomatología: Tumores redondeados de tamaño variable, en troncos, ramas, brotes y,
menos frecuentemente en hojas y frutos.
Transmisión: Material vegetal, técnicas culturales, lluvia, viento y riego.
Distribución geográfica: Mundial. En España, identificada en la mayoría de las zonas
de cultivo de olivo.
Referencias:
– Benlloch, M. (1942). Observaciones sobre algunas enfermedades del olivo. Boletín Patología Vegetal y Entomología Agrícola 11: 1–12.
– Commonwealth Mycological Institute. (CMI). (1966). Distribution of Pseudomonas
savastanoi (EF Smith) Stevens. CMI Map 135, 2nd. Edition.
– Villagómez, M. (1996). Pseudomonas syringae pv. savastanoi. Fichas de diagnóstico
en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 15. Ministerio de Agricultura, Pesca y Alimentación. Madrid.
– Penyalver, R., García, A., Ferrer, A., Bertolini, E., López, M.M. (2000). Detection of
Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi in olive plantas by enrichment PCR. Applied and Environmental Microbiology 66: 2673–2677.
– Bertolini, E., Penyalver, R., García, A., Olmos, A., Quesada, J.M., Cambra, M., López,
M.M. (2003). Highly sensitive detection of Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi
in asymptomatic olive plants by nested–PCR in a single closed tube. Journal of Microbiological Methods 52: 261–266.
285
– Bertolini, E., Olmos, A., López, M.M., Cambra, M. (2003). Multiplex nested RT–PCR
in a single closed tube for sensitive and simultaneus detection of four RNA viruses and Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi in olive trees. Phytopathology 93:
286–292.
– Penyalver, R., García, A., Ferrer, A., Bertolini, E., Quesada, J.M., Salcedo, C.I., Piquer, J., Pérez–Panadés, J., Carbonell, E.A., Del Río, C., Caballero, López, M.M.
(2006). Factors affecting Pseudomonas savastanoi pv. savastanoi plant inoculations and their use for evaluation of olive cultivar susceptibility. Phytopathology
96: 313–319.
286
Pseudomonas syringae pv. aptata (Brown y Jamieson)
Young et al.
Mancha bacteriana de la remolacha
Sinónimos: Pseudomonas aptata.
Taxonomía: "Proteobacteria"; Gammaproteobacteria; Pseudomonadales; Pseudomonadaceae.
Descripción: Bacteria con forma bacilar, Gram–negativa. Estrictamente aeróbica y quimio–organoheterótrofa. Mótil con flagelos polares. No esporulada. Fluorescente en medio
B de King. Pertenece al grupo Ia LOPAT.
Huéspedes: Acelga, girasol, melón y remolacha*.
*Huésped identificado en España.
Sintomatología: En semillero, marchitamiento de hojas y plántulas. En campo, amarilleo
y necrosis de hojas y manchas redondeadas, oscuras y necróticas que coalescen y producen rotura del limbo. En peciolos, manchas pardas y difusas. Oscurecimiento de los vasos
en raíz.
Transmisión: Semilla, restos vegetales, técnicas culturales, lluvia y viento.
Distribución geográfica: Mundial, en zonas templadas. En España, ha sido aislada esporádicamente. Distribución restringida.
Referencias:
– Palomo, J.L., García–Benavides, P. (1997). Pseudomonas syringae pv. aptata (Brown
& Jam) Young et al. Fichas de diagnóstico de organismos nocivos de los vegetales.
Ficha 163. Ministerio de Agricultura, Pesca y Alimentación. Madrid.
287
Pseudomonas syringae pv. coriandricola Toben et al.
Mancha bacteriana del cilantro
Taxonomía: "Proteobacteria"; Gammaproteobacteria; Pseudomonadales; Pseudomonadaceae.
Descripción: Bacteria con forma bacilar, Gram–negativa, aeróbica, mótil con flagelos
polares. Quimio–organoheterótrofa. No forma esporas. Pertenece al grupo Ia LOPAT. En
cultivo, suele producir pigmento verdoso, que a veces no es fluorescente en el medio B
de King.
Huéspedes: Cilantro*.
*Huésped identificado en España.
Sintomatología: En hojas, manchas húmedas y luego oscuras, sin halo, que pueden afectar a peciolos y tallos. Manchas oscuras en inflorescencias y caída de flores. Lesiones
húmedas y luego oscuras en frutos.
Transmisión: Semilla, técnicas culturales, lluvia y viento.
Distribución geográfica: Estados Unidos y Alemania. En España, citada en Andalucía.
Referencias:
– Cazorla, F.M., Vázquez, M.A., Rosales, J., Arrebola, E., Navarro, J., Pérez–García, A.,
de Vicente, A. (2005). First report of bacterial leaf spot (Pseudomonas syringae
pv. coriandricola) of coriander in Spain. Journal of Phytopathology 153: 181–184.
288
Pseudomonas syringae pv. helianthi (Kawamura) Young et al.
Mancha bacteriana del girasol
Sinónimos: Pseudomonas helianthi.
Taxonomía: "Proteobacteria"; Gammaproteobacteria; Pseudomonadales; Pseudomonadaceae.
Descripción: Bacteria con forma bacilar, Gram–negativa, mótil, con flagelos polares. No
esporulada. Estrictamente aeróbica y quimio–organoheterótrofa. Produce pigmento fluorescente en medios de cultivo apropiados. Pertenece al grupo Ia LOPAT.
Huéspedes: Girasol*.
*Huésped identificado en España.
Sintomatología: Manchas angulares con halo de color pardo en hojas, distorsión y deformación, si las nerviaciones están afectadas. También produce manchas oscuras en
tallo.
Transmisión: Semilla, lluvia, viento y técnicas culturales.
Distribución geográfica: Mundial. En España, citada en Andalucía.
Referencias:
– Durán, J.M., Sobrino, E. (1987). First Report of Pseudomonas syringae pv. helianthi
on sunflower in Spain. Plant Disease 71: 101.
289
Pseudomonas syringae pv. lachrymans (Smith y Brian)
Young et al.
Mancha angular de las cucurbitáceas
Sinónimos: Pseudomonas lachrymans.
Taxonomía: "Proteobacteria"; Gammaproteobacteria; Pseudomonadales; Pseudomonadaceae.
Descripción: Bacteria con forma bacilar, Gram–negativa, mótil, con flagelos polares. No
esporulada. Estrictamente aeróbica y quimio–organoheterótrofa. Produce pigmento fluorescente en medios de cultivo apropiados. Pertenece al grupo Ia LOPAT.
Huéspedes: Melón*, pepino*, sandía* y otras cucurbitáceas.
*Huéspedes identificados en España.
Sintomatología: En hojas, lesiones húmedas e irregulares delimitadas por las nerviaduras secundarias, que adquieren color pardo y halo clorótico, pudiendo llegar a caer la
parte central de la lesión. En frutos, lesiones circulares y húmedas con gotas de exudado,
que posteriormente forman placas secas. Necrosis del tallo.
Transmisión: Semilla, lluvia, viento y técnicas culturales.
Distribución geográfica: Mundial. En España, identificada esporádicamente en Andalucía y Comunidad Valenciana.
Referencias:
– Beltrá, R., López, M.M. (1994). Mancha angular. Pseudomonas syringae pv. lachrymans. En (Díaz Ruiz, J.R.; García Jiménez, J.). Enfermedades de las cucurbitáceas
en España. Monografías de la SEF 1: 23.
– Colino, M.I., Santiago, R., Arribas, M.C. (2004). Pseudomonas syringae pv. lachrymans
(Smith y Bryan) Young, Dye y Wilkie. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 233. Ministerio de Agricultura, Pesca y
Alimentación. Madrid.
290
Pseudomonas syringae pv. mori (Boyer y Lambert) Young et al.
Mancha y marchitez bacteriana de la morera
Sinónimos: Pseudomonas mori.
Taxonomía: "Proteobacteria"; Gammaproteobacteria; Pseudomonadales; Pseudomonadaceae.
Descripción: Bacteria con forma bacilar, Gram–negativa, mótil, con flagelos polares. No
esporulada. Estrictamente aeróbica y quimio–organoheterótrofa. Produce pigmento fluorescente en medios de cultivo apropiados. Pertenece al grupo Ia LOPAT.
Huéspedes: Morera* (Morus alba y Morus bombycis).
*Huésped identificado en España.
Sintomatología: En hojas, manchas necróticas de color pardo a oscuro, con halo húmedo, que evoluciona a halo clorótico. En algunas hojas, el nervio principal se necrosa
y las hojas se enrollan o distorsionan. Lesiones oscuras en peciolo y ramas, de tamaño variable. Yemas necrosadas.
Transmisión: Material vegetal, técnicas culturales, lluvia y viento.
Distribución geográfica: Mundial. En España, identificada en viveros y jardines en distintas zonas.
Referencias:
– Morente, M.C., López, M.M., Martí, R. (1990). Detección e identificación en España
de Pseudomonas syringae pv. mori (Boyer y Lambert) Young et al., en Morus alba
y Morus bombycis. Estudios de Fitopatología, 193–198, SEF. Consejería de Agricultura, Industria y Comercio. Junta de Extremadura.
291
Pseudomonas syringae pv. morsprunorum (Wormald)
Young et al.
Taxonomía: "Proteobacteria"; Gammaproteobacteria; Pseudomonadales; Pseudomonadaceae.
Descripción: Bacteria con forma bacilar, Gram–negativa, mótil, con flagelos polares. No
esporulada. Estrictamente aeróbica y quimio–organoheterótrofa. Produce pigmento fluorescente en medios de cultivo apropiados. Pertenece al grupo Ia LOPAT.
Huéspedes: Laurel–cerezo*. Frutales de hueso.
*Huésped identificado en España.
Sintomatología: Manchas en hojas, chancros en ramas y lesiones en frutos.
Transmisión: Material vegetal, lluvia, viento y técnicas culturales.
Distribución geográfica: América, Australia, India y Sudáfrica. En España, citada en
Galicia.
Referencias:
– Mateo–Sagasta, E., Beltrá, R. (1990). Leaf spot of cherry laurel in Spain caused by
Pseudomonas syringae pv. morsprunorum. Plant Disease 74: 615.
292
Pseudomonas syringae pv. pisi (Sackett) Young et al.
Grasa del guisante
Sinónimos: Pseudomonas pisi, Phytomonas pisi, Chlorobacter pisi.
Taxonomía: "Proteobacteria"; Gammaproteobacteria; Pseudomonadales; Pseudomonadaceae.
Descripción: Bacteria con forma bacilar, Gram–negativa, mótil con flagelos polares. No
esporulada. Estrictamente aeróbica y quimio–organoheterótrofa. Produce pigmento fluorescente en medios de cultivo apropiados. Pertenece al grupo Ia LOPAT. Se han descrito
siete razas en base a la reacción diferencial en distintos cultivares.
Huéspedes: Guisante* y veza*.
*Huéspedes identificados en España.
Sintomatología: Lesiones en foliolos, inicialmente pequeñas, redondeadas o irregulares,
oscuras e hidrópicas, que aumentan de tamaño, quedan limitadas por las nerviaciones y
finalmente se secan. Las lesiones pueden producir exudados. Las flores pueden verse
afectadas y morir. En vainas, manchas pardas, hundidas especialmente en la sutura. Semillas con lesiones y exudados. En tallo, estrías y marchitez sistémica. Se pueden confundir estos síntomas con los de P. syringae pv. syringae.
Transmisión: Semilla, restos vegetales, técnicas culturales, lluvia y viento.
Distribución geográfica: Mundial. En España, descrita en zonas de producción de guisante. Distribución restringida.
Referencias:
– García Benavides, P., Cortés, J., Palomo, J.L (1999). Pseudomonas syringae pv. pisi (Sackett) Young et al. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los
vegetales. Ficha 113 Ministerio de Agricultura, Pesca y Alimentación. Madrid.
– Elvira–Recuenco, M. (2000). Sustainable control of pea bacterial blight: approaches
for durable genetic resistanse and biocontrol by endophytic bacteria. Thesis Wageningen University.
– Martín, A., García, C.A., Caminero, C. (2005). Pea bacterial blight (Pseudomonas syringae pv. pisi). Grain legumes 41: 8–9.
293
Pseudomonas syringae pv. syringae van Hall
Necrosis bacteriana de frutales de pepita
y necrosis apical del mango
Sinónimos: Pseudomonas syringae.
Taxonomía: "Proteobacteria"; Gammaproteobacteria; Pseudomonadales; Pseudomonadaceae.
Descripción: Bacteria con forma bacilar, Gram–negativa, mótil, con flagelos polares. No
esporulada. Estrictamente aeróbica y quimio–organoheterótrofa. Produce pigmento fluorescente en medios de cultivo apropiados. Pertenece al grupo Ia LOPAT. Produce varios
tipos de toxinas, como syringomicina y syringotoxina.
Huéspedes: Cítricos*, frutales de la familia de las rosáceas*, kiwi*, laurel*, mango*,
judía, guisante* y otras plantas hortícolas y ornamentales.
*Huéspedes identificados en España.
Sintomatología: En frutales, causa necrosis y marchitez de las yemas y flores y chancros
en ramas y tronco. En cítricos, produce marchitez de brotes y chancros. En mango, necrosis apical y en kiwi afecta a las yemas florales. En hortícolas y ornamentales suele
producir marchitez de brotes jóvenes y lesiones en hojas.
Transmisión: Lluvia, viento y técnicas culturales.
Distribución geográfica: Mundial, en zonas templadas. En España, identificada en Cataluña y otras zonas productoras de frutales de pepita, y en Andalucía en cítricos y mango.
Referencias:
– Montesinos, E., Vilardell, P. (1989). On the role of Pseudomonas syringae pv. syringae,
in blast of pear trees in Catalunya, Spain. Acta Horticulturae 256: 143–151.
– Montesinos, E., Vilardell, P. (1991). Relationships among population levels of Pseudomonas syringae, amount of ice nuclei, and incidence of blast of dormant flower buds in commercial pear orchards in Catalunya, Spain. Phytopathology 81:
113–119.
– Cazorla, F.M., J.A. Torés, L. Olalla, A. Pérez–García, J.M. Farré de Vicente, F. (1998).
Bacterial apical necrosis of mango in southern Spain. A disease caused by Pseudomonas syringae pv. syringae. Phytopathology 88: 614–620.
294
– Moragrega, C., Manceau, C., Montesinos, E. (1998). Evaluation of drench treatments
with phosphate derivates against Pseudomonas syringae pv. syringae on pear
under controlled environment conditions. European Journal of Plant Pathology
104: 171–180.
– González, A.I., J., Landeras, E., Mendoza, M.C. (2000). Pathovars of Pseudomonas
syringae causing bacterial brown spot and halo blight in Phaseolus vulgaris, L.
are distinguishable by ribotyping. Applied and Environmental Microbiology 66:
850–854.
– González, A.J., Ávila, M. (2001). Disease of floral buds of kiwifruit in Spain caused by
Pseudomonas syringae. Plant Disease 85: 1287.
– Cazorla, F.M., Arrebola E., Sesma, A., Pérez–García, A.; Codina, J.C., Murillo, J., de
Vicente, A. (2002). Copper resistance in Pseudomonas syringae strains isolated from
mango is encoded mainly by plasmids. Phytopathology 92: 909–916.
– Arrebola, E., Cazorla, F.M., Durán, V.E., Rivera, M.E., Olea, F., Codina, J.C., Pérez–
García, A., de Vicente, A. (2003). Mangotoxin: A novel antimetabolite toxin produced by Pseudomonas syringae inhibiting ornithine/arginine biosynthesis.
Physiological and Molecular Plant Pathology 63: 117–127.
– Flores, R. (2004). Pseudomonas syringae. Van Hall. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 234. Ministerio de Agricultura,
Pesca y Alimentación. Madrid.
295
Pseudomonas syringae pv. tabaci (Wolf y Foster) Young et al.
Quema bacteriana del tabaco
Sinónimos: Pseudomonas tabaci.
Taxonomía: "Proteobacteria"; Gammaproteobacteria; Pseudomonadales; Pseudomonadaceae.
Descripción: Bacteria con forma bacilar, Gram–negativa, mótil, con flagelos polares.
No esporulada. Estrictamente aeróbica y quimio–organoheterótrofa. Produce pigmento
fluorescente en medios de cultivo apropiados. Pertenece al grupo Ia LOPAT. Produce
tabtoxina.
Huéspedes: Tabaco*.
*Huésped identificado en España.
Sintomatología: Podredumbre de hojas jóvenes en semilleros, que se extiende a toda la
planta, reduciendo la cantidad y la calidad de la hoja. En hojas adultas forma lesiones rodeadas de un halo clorótico.
Transmisión: Semilla, lluvia, viento y técnicas culturales.
Distribución geográfica: Mundial. En España, citada en zonas de cultivo de tabaco.
Referencias:
– Izquierdo Tamayo, A., Durán–Grande, M. (1969). Enfermedades y plagas del tabaco en
España. Boletín Patología Vegetal y Entomología Agrícola 30: 155–214.
– Izquierdo Tamayo, A., Durán Grande, M., Muñoz Noguera, C. (1979). Bacteriosis del
tabaco en España. Notas críticas. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones
Agrarias, Protección Vegetal 11: 23–28.
– Commonwealth Mycological Institute. (CMI). (1996). Distribution of Pseudomonas
syringae pv. tabaci (Wolf y Foster) Young et al. CMI Map 293, 3rd Edition.
296
Pseudomonas syringae pv. tomato (Okabe) Young et al.
Mancha bacteriana o peca del tomate
Sinónimos: Pseudomonas tomato.
Taxonomía: "Proteobacteria"; Gammaproteobacteria; Pseudomonadales; Pseudomonadaceae.
Descripción: Bacteria con forma bacilar, Gram–negativa, mótil con flagelos polares. No
esporulada. Estrictamente aeróbica y quimio–organoheterótrofa. Produce pigmento fluorescente en medios de cultivo apropiados. Pertenece al grupo Ia LOPAT. Produce toxinas,
proteínas extracelulares y polisacáridos.
Huéspedes: Tomate*.
*Huésped identificado en España.
Sintomatología: Pequeñas manchas oscuras en hojas, rodeadas de un halo amarillo, que
pueden producir defoliación y que aparecen también en flores, dando lugar a la caída de
las mismas en proporciones variables. En tallo, lesiones oscuras, irregulares y superficiales. En fruto, pequeñas lesiones epidérmicas oscuras y elevadas.
Transmisión: Semilla, lluvia, viento y técnicas culturales.
Distribución geográfica: Mundial. En España, identificada en semilleros y en distintas
zonas de cultivo de tomate.
Referencias:
– Pérez–García, A., Cánovas, F.M., Gallardo, F., Hirel, B., de Vicente, A. (1995). Differential expression of glutamine synthetase isoforms in tomato detached leaflets infected with Pseudomonas syringae pv. tomato. Molecular Plant Microbe Interactions
8: 96–103.
– Commonwealth Mycological Institute. (CMI). (1996). Distribution of Pseudomonas
syringae pv. tomato (Okabe) Young, Dye & Wilkie. CMI Map 697, 1st. Edition.
– Cazorla, F.M., Pérez–García, A., Rivera E., Codina, J.C., Torés, J.A., de Vicente A. (2000).
Bacterial diseases of tomato in Southern Spain: application of a detached tissue assay to
evaluate bacterial pathogenicity. Bulletin OEPP/EPPO Bulletin 30: 351–356.
– Santiago, R. (2003). Pseudomonas syringae pv. tomato (Okabe) Young et al. Fichas de
diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 164. Ministerio de Agricultura, Pesca y Alimentación. Madrid.
297
Pseudomonas tolaasii Paine
Taxonomía: "Proteobacteria"; Gammaproteobacteria; Pseudomonadales; Pseudomonadaceae.
Descripción: Bacteria con forma bacilar, Gram–negativa, mótil, con flagelos polares. No
esporulada. Estrictamente aeróbica y quimio–organoheterótrofa. Produce pigmento fluorescente en medios de cultivo apropiados. Pertenece al grupo V LOPAT.
Huéspedes: Agaricus spp*.
*Huéspedes identificados en España.
Sintomatología: Lesiones irregulares de color marrón oscuro sobre los tejidos del
huésped.
Distribución geográfica: América, Asia, Europa y Oceanía. En España, ha sido citada en
champiñón.
Referencias:
– Bradbury, J.F. (1987). Description of Pseudomonas tolaasii Paine. CMI Descriptions
of fungi and bacteria 894. Commonwealth Mycological Institute, United Kingdom.
298
Pseudomonas viridiflava (Burkholder) Dowson
Taxonomía: "Proteobacteria"; Gammaproteobacteria; Pseudomonadales; Pseudomonadaceae.
Descripción: Bacteria con forma bacilar, Gram–negativa, mótil, con flagelos polares. No
esporulada. Estrictamente aeróbica y quimio–organoheterótrofa. Produce pigmento fluorescente en medios de cultivo apropiados. Pertenece al grupo II LOPAT, aunque en España se han descrito cepas atípicas.
Huéspedes: Haba*, Hebe sp.*, judía*, kiwi*, lechuga* y repollo*. Puede afectar a distintas plantas hortícolas y leñosas.
*Huéspedes identificados en España.
Sintomatología: Podredumbres blandas en hortícolas, en distintos órganos. En kiwi, necrosis, podredumbre y caída de flores, con distintos tipos de lesiones en hojas. Se considera patógeno de debilidad y oportunista.
Transmisión: Lluvia, viento y técnicas culturales.
Distribución geográfica: Mundial. En España, citada en Asturias y Galicia.
Referencias:
– Cabezas de Herrera, E., García–Jurado, O. (1975). Chemical and physicochemical changes produced in vegetal tissues by Pseudomonas viridiflava. Phytopathologische–
Zeitschrift 84: 360–368.
– Mansilla, J.P., Pintos, C., Abelleira, A. (1999). Pseudomonas viridiflava (Burkholder)
Dowson. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 114. Ministerio de Agricultura, Pesca y Alimentación. Madrid.
– González, A.J., Rodicio, M.R., Mendoza, M.C. (2003). Identification of an emergent
and atypical Pseudomonas viridiflava type causing bacteriosis in plants of agronomic importance in a Spanish region. Applied and Environmental Microbiology
69: 2936–2941.
– González, A.J., Rodicio, M.R. (2006). Pseudomonas viridiflava causing leaf spots and
defoliation on Hebe spp. in Northern Spain. Plant Disease 90: 830.
299
Ralstonia solanacearum (Smith) Yabuuchi et al.
Marchitez bacteriana y podredumbre parda de la patata
Sinónimos: Pseudomonas solanacearum, Burkholderia solanacearum.
Taxonomía: "Proteobacteria"; Betaproteobacteria; Burkholderiales; Burkholderiaceae.
Descripción: Bacteria con forma bacilar, Gram-negativa, mótil, con flagelos polares. No
esporulada. Estrictamente aeróbica y quimio-organoheterótrofa. No fluorescente, acumula gránulos de poli-β-hidroxibutirato. Existen seis biovares descritos en base a características bioquímicas y tres razas por especialización de huésped. En España, sólo se
han aislado cepas del biovar 2, raza 3.
Huéspedes: Patata*, tomate*, Solanum dulcamara y otras especies de solánaceas.
*Huéspedes identificados en España
Sintomatología: En patata, marchitez de las hojas superiores de la planta y, aunque a
veces se recupera por la noche, puede llegar a ser permanente. Vasos afectados y producción de exudados blanquecinos, pudiendo llegar a morir la planta. En tubérculos, produce necrosis del anillo vascular y exudados en esa zona. Causa frecuentes infecciones
latentes. En otras especies, produce marchitez de distinta intensidad y sintomatología
según el huésped, el momento de la infección y la gravedad del ataque.
Transmisión: Material vegetal, nematodos, suelo, agua, lluvia, viento, material vegetal
y técnicas de cultivo.
Distribución geográfica: Mundial. En España, sólo se han aislado cepas del biovar 2,
raza 3 en patata en La Palma, Andalucía, Castilla-León, Extremadura y País Vasco y en
focos aislados en tomate. Se han tomado medidas de erradicación. También ha sido identificada en algunos cursos de agua, en los que se ha prohibido su uso como agua de riego.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute. (CMI). (1970). Distribution of Pseudomonas
solanacearum E.F. Smith. CMI Map 138, 4th. Edition.
– Marquínez, R., Noval, C. (1996). Pseudomonas solanacearum (Smith) Dowson. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 14.
Ministerio de Agricultura, Pesca y Alimentación. Madrid.
– Caruso, P., Gorris, M.T., Cambra, M., Palomo, J.L., Collar, J., López, M.M. (2002).
Enrichment-DASI-ELISA that uses a specific monoclonal antibody for sensitive de300
tection of Ralstonia solanacearum in asymptomatic potato tubers. Applied and Environmental Microbiology 68: 3634-3638.
– Caruso, P., Bertolini, E., Cambra, M., López, M.M. (2003). A new and sensitive Co-operational polymerase chain reaction (Co-PCR) for rapid detection of Ralstonia solanacearum in water. Journal of Microbiological Methods 55:257-272.
– Biosca, E.G., Caruso, P., Bertolini, E., Álvarez, B., Palomo, J.L., Gorris, M.T., López,
M.M. (2005). Improved detection of Ralstonia solanacearum in culturable and
VBNC state from water samples at low temperatures. En Bacterial wilt disease
and the Ralstonia solanacearum species complex, pp. 501-506. APS, St. Paul,
MN, USA.
– Caruso, P. (2005). Detección y caracterización serológica y molecular de Ralstonia solanacearum biovar 2, causante de la marchitez y podredumbre parda de la patata.
Tesis doctoral. Universidad de Valencia. Facultad de Ciencias Biológicas. Departamento de Genética.
– Caruso, P., Palomo, J.L., Bertolini, E., Álvarez, B., López, M.M., Biosca, E.G. (2005).
Seasonal variation of Ralstonia solanacearum biovar 2 populations in a Spanish
river: recovery of stressed cells at low temperatures. Applied and Environmental
Microbiology 11: 140-148.
301
Rhodococcus fascians (Tilford) Goodfellow
Fasciaciones de crucíferas y otras especies
Sinónimos: Corynebacterium fascians.
Taxonomía: "Actinobacteria"; Actinobacteria; Actinomycetales; Nocardiaceae.
Descripción: Bacteria pleomórfica, Gram-positiva. Quimio-organoheterótrofa, no produce esporas. Crecimiento lento en medios de cultivo. Produce citoquininas exógenas.
Huéspedes: Col*, coliflor*, hortícolas y ornamentales.
*Huéspedes identificados en España.
Sintomatología: Produce fasciaciones y brotaciones anormales, especialmente en la base
del tallo, con aparición de yemas y tallos cortos y gruesos, con hojas anormales. Tumores y deformaciones en raíces. Menor desarrollo vegetativo.
Transmisión: Suelo y material vegetal.
Distribución geográfica: En Europa y América, en zonas templadas. Identificada esporádicamente en distintas zonas españolas. Distribución restringida.
Referencias:
– Roselló, M., López, M.M. (2003). Rhodococcus fascians (Tilford) Goodfellow. Fichas
de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 115. Ministerio de Agricultura, Pesca y Alimentación. Madrid.
302
Streptomyces spp. Waksman y Henrici
Sarna de la patata
Sinónimos: Actinomyces spp.
Taxonomía: "Actinobacteria"; Actinobacteria; Actinomycetales; Streptomycetaceae.
Descripción: Bacteria Gram-positiva, con micelio aéreo de pequeño tamaño y esporulada.
Aeróbica y quimio-organoheterótrofa. La clasificación taxonómica del género es incompleta y no se conocen bien las especies patógenas, pero parece existir gran diversidad
entre cepas. Las cepas más estudiadas producen thaxtominas, toxinas implicadas en el
desarrollo de los síntomas.
Huéspedes: Patata*, zanahoria* y otras especies hortícolas.
*Huéspedes identificados en España.
Sintomatología: Pústulas de distinta forma, color y tamaño alrededor de las lenticelas,
en la epidermis de los tubérculos de patata. Los síntomas son variables según la cepa bacteriana, la variedad y las condiciones de cultivo y el tipo de suelo. Algunos autores distinguen entre sarna pustulosa y reticulada o entre superficial, emergente y profunda, pero
estos síntomas no se corresponden con especies bacterianas determinadas.
Transmisión: Tubérculos de patata y técnicas culturales.
Distribución geográfica: Mundial. En España, se ha identificado S. scabies en zonas de
cultivo de patata, pero otras especies pueden estar también presentes.
Referencias:
– Urquijo, P., Sardina, J.R., Santaolalla, G. (1971). Patología Vegetal Agrícola. Ed.
Mundi-Prensa, Madrid.
303
Xanthomonas arboricola pv. juglandis (Pierce) Vauterin et al.
Mancha bacteriana o mal seco del nogal
Sinónimos: Xanthomonas juglandis, Xanthomonas campestris pv. juglandis.
Taxonomía: "Proteobacteria"; Gammaproteobacteria; Xanthomonadales; Xanthomonadaceae.
Descripción: Bacteria con forma bacilar, Gram-negativa, mótil, con un flagelo polar. No
esporulada. Estrictamente aeróbica y quimio-organoheterótrofa. Produce pigmento amarillo característico (xanthomonadina) y polisacárido extracelular.
Huéspedes: Nogal*.
*Huésped identificado en España.
Sintomatología: Causa lesiones necróticas de color negro en hojas, brotes y chancros en
ramas y nueces jóvenes. Provoca caída prematura de nueces, y las que alcanzan el final
del desarrollo pueden mostrar lesiones en cáscara y semilla.
Transmisión: Lluvia, viento, técnicas culturales y material vegetal.
Distribución geográfica: Mundial. En España, se ha descrito en la mayoría de las zonas
de cultivo de dicha especie.
Referencias:
– Aletá, N., Ninot, A. (1993). Exploration and evaluation of Spanish native walnut (Juglans
regia L.) populations from Catalonia and Galicia. Acta Horticulturae 311: 17-23.
– López, M.M., Martí, R., Morente, C., Orellana, N., Ninot, A., Aletá, N. (1994). Bacterias fitopatógenas identificadas en nogal en España. Investigación Agraria, Producción y Protección Vegetales. Fuera de Serie 2: 307-314.
– Loreti, S., Gallelli, A., Belisario, A., Wajnberg, E., Corazza, L. (2001). Investigation of
genomic variability of Xanthomonas arboricola pv. juglandis by AFLP analysis.
European Journal of Plant Pathology 197: 583-591.
– Ninot, A., Aletá, N., Moragrega, C., Montesinos, E. (2002). Evaluation of a reduced copper spraying progam to control bacterial blight of walnut. Plant disease 86: 583-587.
– Flores, R. (2004). Xanthomonas arboricola pv. juglandis (Pierce) Vauterin et al. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha
235. Ministerio de Agricultura, Pesca y Alimentación. Madrid.
304
Xanthomonas arboricola pv. pruni (Smith) Vauterin et al.
Mancha bacteriana de los frutales de hueso
Sinónimos: Xanthomonas campestris pv. pruni, Xanthomonas pruni.
Taxonomía: "Proteobacteria"; Gammaproteobacteria; Xanthomonadales; Xanthomonadaceae.
Descripción: Bacteria con forma bacilar, Gram-negativa, mótil, con un flagelo polar. No
esporulada. Estrictamente aeróbica y quimio-organoheterótrofa. Produce pigmento amarillo característico (xanthomonadina) y polisacárido extracelular.
Huéspedes: Frutales de hueso*, especialmente almendro, ciruelo japonés*, melocotonero* y cerezo*, pudiendo afectar también a distintos patrones de estos frutales.
*Huéspedes identificados en España.
Sintomatología: En hojas, manchas circulares o irregulares, inicialmente húmedas, color
púrpura o pardo, que se necrosan y muestran halo clorótico, pudiendo evolucionar a cribado. A menudo se sitúan en el nervio principal y márgenes de la hoja, luego coalescen
y dan lugar a clorosis y deformación. Chancros abiertos en madera de color y tamaño variable. En frutos, manchas pardas con halo, que luego se suberizan y se puede producir
goma al resquebrajarse. Necrosis de yemas.
Transmisión: Material vegetal, lluvia, viento y técnicas culturales.
Distribución geográfica: Mundial. En España, se han encontrado focos esporádicos en
Extremadura y en algunos viveros de otras zonas. Se han tomado medidas de erradicación.
Referencias:
– Santiago, R., López, M.M. (2004). Xanthomonas arboricola pv. pruni (Smith) Vauterin et al. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales, Ficha 236. Ministerio de Agricultura, Pesca y Alimentación. Madrid.
305
Xanthomonas axonopodis pv. malvacearum (Smith)
Vauterin et al.
Podredumbre y mancha angular del algodón
Sinónimos: Xanthomonas malvacearum, Xanthomonas campestris pv. malvacearum.
Taxonomía: "Proteobacteria"; Gammaproteobacteria; Xanthomonadales; Xanthomonadaceae.
Descripción: Bacteria con forma bacilar, Gram-negativa, mótil, con un flagelo polar. No
esporulada. Estrictamente aeróbica y quimio-organoheterótrofa. Produce pigmento amarillo característico (xanthomonadina) y polisacárido extracelular.
Huéspedes: Algodón*.
*Huésped identificado en España.
Sintomatología: En plántulas, lesiones sobre tallo y hojas, amarilleo y podredumbre que
puede provocar su muerte. En hojas y brácteas, lesiones angulares que comienzan siendo
traslúcidas y acaban siendo oscuras y provocando defoliación. En cápsulas, lesiones y
podredumbre que van tomando color oscuro y provocan su caída. En tallo, lesiones hidrópicas que evolucionan a bandas oscuras, llegando a contraerse y romperse las ramas.
Transmisión: Semilla, restos de cultivo, lluvia, viento y técnicas culturales.
Distribución geográfica: Mundial. En España, descrita en algunas zonas de cultivo del
algodón.
Referencias:
– Rosania, A., Mosele, L. (1966). Some aspects of current cotton cultivation in Spain. Rivista Agricultura Subtropical Tropical 60: 247-267.
– Commonwealth Mycological Institute. (CMI). (1996). Distribution of Xanthomonas
campestris pv. malvacearum (Smith) Dye. CMI Map 57, 6th. Edition.
306
Xanthomonas axonopodis pv. phaseoli (Smith) Vauterin et al.
Quema bacteriana o tabaquera de la judía
Sinónimos: Xanthomonas phaseoli, Xanthomonas phaseoli var. fuscans, Xanthomonas
campestris pv. phaseoli.
Taxonomía: "Proteobacteria"; Gammaproteobacteria; Xanthomonadales; Xanthomonadaceae.
Descripción: Bacteria con forma bacilar, Gram-negativa, mótil, con un flagelo polar. No
esporulada. Estrictamente aeróbica y quimio-organoheterótrofa. Produce pigmento amarillo característico (xanthomonadina) y polisacárido extracelular. Algunas cepas producen pigmentos pardos, tipo melanina, en medios de cultivo con tirosina y se han agrupado
en la var. fuscans, que presenta también diferencias genéticas.
Huéspedes: Judía común* y especies próximas.
*Huésped identificado en España.
Sintomatología: Manchas necróticas en hojas, tallos, vainas y semillas con halo amarillo. Las lesiones puede aparecer cubiertas de exudado amarillo, si la humedad es elevada.
Posteriormente, los tejidos se necrosan y puede haber defoliación, estrangulamiento del
tallo y marchitez de la planta. Lesiones acuosas en vainas e infección externa e interna
de las semillas.
Transmisión: Semilla, restos de cultivo, lluvia y viento.
Distribución geográfica: Mundial, especialmente en zonas cálidas y subtropicales. En
España, se ha descrito en zonas de cultivo de judía.
Referencias:
– Alfaro, A., Silván, A. (1940). La ‘tabaquera’ de las judías. Boletín Patología Vegetal y
Entomología Agrícola, 9: 9-20.
– Franco, L., de la Vega, R. Noval, C. (1986). Aislamiento e identificación de bacterias
fitopatógenas en semillas de judía. Monografías INIA, Madrid, 48.
– Benlloch, M. (1949). Observaciones fitopatológicas en 1948. Boletín Patología Vegetal y Entomología Agrícola 16: 203-242.
307
– Commonwealth Mycological Institute. (CMI). (1996). Distribution of Xanthomonas
phaseoli (EF Smith) Dowson. CMI Map 401, 3rd. Edition.
– López, R. (2003). Caracterización de patógenos implicados en bacteriosis de judíagrano (Phaseolus vulgaris L.) en Castilla y León, puesta a punto de un método de
inoculación y búsqueda de fuentes de resistencia en variedades locales. Tesis Doctoral. Universidad de Valladolid. Departamento de Producción Vegetal y Silvopascicultura.
308
Xanthomonas axonopodis pv. vesicatoria (ex Doidge)
Vauterin et al.
Mancha o sarna bacteriana del pimiento
Sinónimos: X. vesicatoria, X. campestris pv, vesicatoria, Xanthomonas perforans, X. euvesicatoria.
Taxonomía: "Proteobacteria"; Gammaproteobacteria; Xanthomonadales; Xanthomonadaceae.
Descripción: Bacteria con forma bacilar, Gram-negativa. No esporulada. Estrictamente
aeróbica, quimio-organoheterótrofa. Mótil por un flagelo polar. Produce pigmento amarillo característico (xanthomonadina) y polisacárido extracelular. En esta especie se han
incluido dos grupos de cepas, A y C, con distintos caracteres fenotípicos y moleculares,
que han sido considerados recientemente como especies distintas (X. perforans y X. euvesicatoria).
Huéspedes: Pimiento* y, con menor fecuencia, tomate*.
*Huéspedes identificados en España.
Sintomatología: Manchas necróticas con halo en hojas, necrosis marginales y defoliación. Pústulas pardas en fruto. Exudados amarillentos si la humedad es elevada. Síntomas
similares a los de X. vesicatoria.
Transmisión: Semilla, restos de cultivo, técnicas culturales, lluvia y viento.
Distribución geográfica: Mundial. En España, se han identificado focos en pimiento y
muy raramente en tomate. Se han tomado medidas de erradicación. Se ha podido confundir en algunos casos con X. vesicatoria.
Referencias:
– López, M.M., Salcedo, C.I., Pérez, M.A. (1985). Características de aislados españoles
de Corynebacterium michiganense y de Xanthomonas vesicatoria. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias. Serie Agrícola, 28: 234-235.
– CABI/EPPO (1998). Distribution maps of quarantine pests for Europe. Xanthomonas
vesicatoria, Map. 289.
– Cazorla, F.M., Pérez-García, A., Rivera, M.E., Codina, J.C., Torés, J.A., de Vicente, A.
(2000). Bacterial diseases of tomato in southern Spain: application of a detached
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leaf tissue assay to evaluate bacterial pathogenicity. Bulletin OEPP/EPPO Bulletin,
30: 351-356.
– Sesma, A., Pueyo, A., Rico, A., Jones, J., Murillo, J. (2001). Characterization of Spanish strains of Xanthomonas isolated from tomato and pepper fields. Proceedings of
the 11th Congress of the Mediterranean Phytopathological Union, Evora, 304-306.
310
Xanthomonas campestris pv. campestris (Pammel) Dowson
Nerviación negra de las crucíferas
Sinónimos: Xanthomonas campestris.
Taxonomía: "Proteobacteria"; Gammaproteobacteria; Xanthomonadales; Xanthomonadaceae.
Descripción: Bacteria con forma bacilar, Gram-negativa y mótil por un flagelo polar. No
esporulada. Estrictamente aeróbica, quimio-organoheterótrofa. Produce pigmento amarillo característico (xanthomonadina) y polisacárido extracelular.
Huéspedes: Berza*, brócoli*, col*, col china*, col de Bruselas*, coliflor* y otras crucíferas.
*Huéspedes identificados en España.
Sintomatología: Manchas con halo en hojas, nerviaciones negras, necrosis marginales
triangulares con bordes amarillentos y clorosis. Vasos oscuros, marchitez y enanismo.
Transmisión: Semilla, restos de cultivo, lluvia y viento.
Distribución geográfica: Mundial. En España, identificada esporádicamente en zonas de
cultivo de Brassica spp., con incidencia variable según los años.
Referencias:
– Urquijo P., Sardiña J.R., Santaolalla G. (1970). Patología Vegetal Agrícola, 2ª ed.
Mundi-Prensa, Madrid.
– Ortega, A.M., López, M.M. (1990). Identificación de Xanthomonas campestris pv. campestris (Pammel) Dowson en distintas especies de Brassica. Estudios de Fitopatología, 199-204. SEF, Consejería de Agricultura, Industria y Comercio, Junta de
Extremadura.
311
Xanthomonas cucurbitae (Bryan) Vauterin et al.
Mancha bacteriana de las cucurbitáceas
Sinónimos: Xanthomonas campestris pv. cucurbitae.
Taxonomía: "Proteobacteria"; Gammaproteobacteria; Xanthomonadales; Xanthomonadaceae.
Descripción: Bacteria con forma bacilar, Gram-negativa y aeróbica. No esporulada. Estrictamente aeróbica y quimio-organoheterótrofa. Produce pigmento amarillo característico (xanthomonadina) y polisacárido extracelular.
Huéspedes: Calabaza* y otras cucurbitáceas.
*Huésped identificado en España.
Sintomatología: Moteado en hojas, con pequeñas lesiones húmedas que evolucionan a
lesiones redondas de color castaño, con centros translúcidos y halos amarillos que llegan
a secarse. Manchas redondas pequeñas en frutos.
Transmisión: Lluvia y viento.
Distribución geográfica: Mundial. En España, se ha citado muy esporádicamente en cucurbitáceas.
Referencias:
– Beltrá, R., López, M.M. (1994). Mancha bacteriana. Xanthomonas campestris pv. cucurbitae. En (Díaz Ruiz, J.R.; García Jiménez, J.) Enfermedades de las cucurbitáceas en España. Monografías de la SEF 1: 25.
312
Xanthomonas fragariae Kennedy y King
Mancha angular de la fresa
Taxonomía: "Proteobacteria"; Gammaproteobacteria; Xanthomonadales; Xanthomonadaceae.
Descripción: Bacteria con forma bacilar, Gram-negativa, mayoría de células no móviles,
pero algunas tienen un único flagelo polar. No esporulada. Estrictamente aeróbica y quimio-organoheterótrofa. Produce pigmento amarillo característico (xanthomonadina) y
polisacárido extracelular. Se distingue de otras especies de Xanthomonas por su imposibilidad de crecer a 35ºC.
Huéspedes: Fresa*.
*Huésped identificado en España.
Sintomatología: Produce lesiones foliares angulares, que comienzan como manchas hidrópicas en el envés y luego forman áreas necróticas limitadas por los nervios. Frecuente aparición de exudados amarillentos en el envés. Se ha descrito en algunos casos
la invasión sistémica que causa decaimiento y colapso de la planta.
Transmisión: Material vegetal, restos de cultivo, técnicas culturales, lluvia y viento.
Distribución geográfica: Mundial. En España, se ha identificado en viveros y zonas de
producción de fresa. Distribución restringida.
Referencias:
– López, M.M., Aramburu, J.M., Borrás, V. (1985). Detección e identificación de Xanthomonas fragariae en España. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones
Agrarias. Serie Agrícola 28: 245-259.
– Smith, I.M., McNamara, D.G., Scott, P.R., Harris, K.M. (1992). Quarantine pests for
Europe: data sheets on quarantine pests for the European communities and for the
EPPO. CAB International. EPPO. 1032 pp.
– Noval, C., Páez, J.I. (1996). Xanthomonas fragariae Kennedy y King. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 16. Ministerio
de Agricultura, Pesca y Alimentación. Madrid.
313
– Villagómez, M. (1996). Xanthomonas fragariae Kennedy y King. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 16. Ministerio de
Agricultura, Pesca y Alimentación. Madrid.
– CABI/EPPO (1998). Distribution maps of quarantine pests for Europe. Xanthomonas
fragariae. Map 284.
314
Xanthomonas hortorum pv. pelargonii (Brown) Vauterin et al.
Marchitez bacteriana del geranio
Sinónimos: Xanthomonas campestris pv. pelargonii, Xanthomonas pelargonii.
Taxonomía: "Proteobacteria"; Gammaproteobacteria; Xanthomonadales; Xanthomonadaceae.
Descripción: Bacteria con forma bacilar, Gram-negativa. No esporulada. Estrictamente
aeróbica, Quimio-organoheterótrofa. Mótil con un flagelo polar. Produce pigmento amarillo característico (xanthomonadina) y polisacárido extracelular.
Huéspedes: Pelargonium spp.
*Huésped identificado en España.
Sintomatología: En hojas, manchas primero húmedas y luego pardas, con halo clorótico
y necrosis marginales sectoriales. Exudados en condiciones húmedas. Lesiones pardas en
los vasos y marchitez parcial o generalizada de la planta. Frecuentes infecciones latentes
en material de propagación.
Transmisión: Material vegetal, restos de cultivo, técnicas culturales, lluvia y viento.
Distribución geográfica: Mundial. En España, distribución restringida.
Referencias:
– Cambra, M. (2000). Xanthomonas campestris pv. pelargonii (Brown) Dye. Fichas de
diagnóstico de organismo nocivos de los vegetales. Ficha 165. Ministerio de Agricultura, Pesca y Alimentación. Madrid.
315
Xanthomonas vesicatoria (ex Doidge) Vauterin et al.
Mancha bacteriana del pimiento
Sinónimos: X. campestris pv. vesicatoria, X. axonopodis pv. vesicatoria.
Taxonomía: "Proteobacteria"; Gammaproteobacteria; Xanthomonadales; Xanthomonadaceae.
Descripción: Bacteria con forma bacilar, Gram-negativa. No esporulada. Estrictamente aeróbica, quimio-organoheterótrofa. Mótil por un flagelo polar. Produce pigmento amarillo característico (xanthomonadina) y polisacárido extracelular. Existen
varios grupos de cepas en la antigua especie X. campestris pv. vesicatoria, con distintos caracteres fenotípicos y moleculares y que se han considerado recientemente
especies distintas (X. gardneri, X. perforans, X. euvesicatoria, X. vesicatoria) y antes
X. axonopodis pv. vesicatoria.
Huéspedes: Pimiento* y tomate*.
*Huéspedes identificados en España.
Sintomatología: Manchas necróticas con halo en hojas, necrosis marginales y defoliación. Pústulas pardas en fruto. Exudados amarillentos si la humedad es elevada. Síntomas
similares a los de Xanthomonas axonopodis pv. vesicatoria.
Transmisión: Semilla, restos de cultivo, técnicas culturales, lluvia y viento.
Distribución geográfica: Mundial. En España se han identificado focos en pimiento y
muy raramente en tomate. Se han tomado medidas de erradicación. Se ha podido confundir en algunos casos con Xanthomonas axonopodis pv. vesicatoria.
Referencias:
– López M.M., Salcedo C.I., Pérez M.A. (1985). Características de aislados españoles de
Corynebacterium michiganense y de Xanthomonas vesicatoria. Anales del Instituto
Nacional de Investigaciones Agrarias. Serie Agrícola, 28: 235-243.
– CABI/EPPO (1998). Distribution maps of quarantine pests for Europe. Xanthomonas
vesicatoria, Map. 289.
– Cazorla, F.M., Pérez-García, A., Rivera, E., Codina, J.C., Torés, J.A., de Vicente, A.
(2000). Bacterial diseases of tomato in Southern Spain: application of a detached
tissue assay to evaluate bacterial pathogenicity. Bulletin OEPP/EPPO Bulletin 30:
351-356.
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– Sesma, A., Pueyo, A., Rico, A., Jones, J., Murillo, J. (2001). Characterization of
Spanish strains of Xanthomonas isolated from tomato and pepper fields. Proceedings of the 11th Congress of the Mediterranean Phytopathological Union,
Evora, 304-306.
– Santiago, R. (2003). Xanthomonas vesicatoria (ex Doidge) Vauterin et al. Fichas de
diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 166. Ministerio de Agricultura, Pesca y Alimentación. Madrid.
317
Xylophilus ampelinus (Panagopoulos) Willems et al.
Necrosis bacteriana de la vid
Sinónimos: Xanthomonas ampelina.
Taxonomía: "Proteobacteria"; Betaproteobacteria; Burkholderiales; (género no asignado a familia).
Descripción: Bacteria con forma bacilar, Gram-negativa, mótil, con un flagelo polar. No
esporulada. Estrictamente aeróbica y quimio-organoheterótrofa. Colonias con pigmento
amarillo característico y de muy lento desarrollo.
Huéspedes: Vid*.
*Huéspedes identificados en España.
Sintomatología: Produce aborto de yemas en brotes, sarmientos y racimos y chancros
oscuros, abiertos y profundos. Lesiones en vasos y médula. Puede afectar gravemente
al desarrollo de la planta y a las sucesivas brotaciones. Los síntomas pueden desaparecer al cabo de varios años, por causas desconocidas.
Transmisión: Material vegetal, lluvia, viento y técnicas culturales.
Distribución geográfica: Zona mediterránea y Sudáfrica. En España, se han descrito
focos en Aragón, La Rioja y Galicia, habiendo disminuido su incidencia a partir de los
años noventa.
Referencias:
– Ruiz Castro, A. (1950). La lucha contra las enfermedades del viñedo en España. Boletín Patología Vegetal y Entomología Agrícola 18: 243-280.
– López, M.M., Gracia, M., Sampayo, M. (1987). Current state of Xanthomonas ampelina in Spain and susceptibility of Spanish cultivars to bacterial necrosis. Bulletin
OEPP 17: 231-236.
– Gorris, M.T., Cambra, M., López, M.M. (1989). Production of monoclonal antibodies
specific to Xylophilus ampelinus. Proceedings 7th International Conference on Plant
Pathogenic Bacteria. Budapest: 913-921.
– Cambra, M.A. (1997). La necrosis bacteriana de la vid, causada por Xylophilus ampelinus. Detección serológica, distribución en Aragón y sensibilidad varietal. Tesis
doctoral. Universidad Politécnica de Valencia. Escuela Técnica Superior de Ingenieros Agrónomos.
318
– López, M.M. (1998). Necrosis bacteriana. En (Arias Giralda, A.) Los parásitos de la vid.
4ª Ed. MAPA. Mundi-Prensa, Madrid.
– Cambra M., Bernal, I. (1999). Xylophilus ampelinus (Panagopoulos) Willems et al. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha
167. Ministerio de Agricultura, Pesca y Alimentación. Madrid.
319
Mollicutes
Apple proliferation phytoplasma
Fitoplasma de la proliferación del manzano
Sinónimos: Apple witches´broom, Candidatus Phytoplasma mali
Descripción: Organismo tipo micoplasma. No cultivado. Clasificado 16SrX-A
Huéspedes: Manzano.
Sintomatología: Brotación de ramos anticipados (“proliferaciones, “escobas”) o con entrenudos muy cortos (“rosetas”). Hojas con estípulas anormalmente grandes, irregularmente aserradas. Puede aparecer clorosis, enrojecimiento prematuro y defoliación.
Floración tardía y pétalos irregulares en tamaño, pueden presentar filodia. Frutos de pequeño calibre y maduración retrasada. Sensibilidad al oidio muy marcada. El árbol afectado puede presentar falta de vigor. Sistema radicular de forma compacta. La distribución
en el árbol no es homogénea. Durante el año la distribución del fitoplasma no es constante en el árbol infectado, disminuyendo en invierno y reinvadiendo los tallos en primavera-verano, aunque su concentración siempre depende de la temperatura.
Transmisión: Se transmite por injerto. No se transmite por semilla o polen. Como posibles vectores de la enfermedad se ha citado a los Cicadélidos, aunque no se dispone de
suficiente información. Cacopsylla melanoneura ha sido citada como transmisor del fitoplasma, encontrándose psílidos infectados procedentes de campo; asimismo, se ha
comprobado su eficiencia en la transmisión mediante transmisión artificial. También está
citada C. picta.
Distribución geográfica: Austria, Bélgica, Bulgaria, Yugoslavia, Croacia, República
Checa, Dinamarca, Francia, Alemania, Grecia, Hungría, Italia, Holanda, Noruega, Polonia, Rumania, Eslovaquia, Eslovenia, España, Inglaterra, Chipre, Turquía, Asia. En España se ha identificado en manzano de sidra.
Referencias:
– Avinent, L., Llácer, G. (1994). Detección de fitoplasmas en frutales mediante la reacción en cadena de la polimerasa (PCR). Investigación Agraria, Producción y Protección Vegetales. Fuera de Serie 2: 201-205.
– Avinent, L., Llácer, G. (1995). Detection of phytoplasmas in fruit trees by polymerase
chain reaction (PCR) in Spain. Acta Horticulturae 386: 480-483.
– Batlle A., Laviña A., García-Chapa M., Sabaté J., Folch C., Asin L., (2004). Comparative results between different detection methods of virus and phytoplasma for a pear
323
and apple certification program. Acta Horticulturae 657: 71-77.
– Casanova, R., Llácer, G., Sánchez-Capuchino, J.A. (1980). Remission of symptoms of
apple proliferation, after injection of concentrated tetracycline solutions. Acta Phytopathologica Academiae Scientiarum Hungaricae 15: 273-277.
– Casanova, R., Sánchez-Capuchino, J.A., Llácer, G. (1982). Acción de la penicilina G
potásica sobre el "apple proliferation". Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias, Agrícola 19: 139-149.
– Morvan, G., Castelain, C., Schmid, G., Peña-Iglesias, A. (1975). Apple proliferation.
Acta Horticulturae 44: 175-199.
– Sánchez-Capuchino, J.A., Casanova, R., Llácer, G. (1979). Remisión de síntomas de
apple proliferation, tras la inyección de soluciones concentradas de tetraciclina. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias. Protección Vegetal 12: 87-93.
– Seemuller, E., Zawadzka, BJ., Kunze, L., Sánchez-Capuchino, JA., Llácer, G., Casanova, R., Forner, JB., Bono, R., Gheorghiu, E (1976). Diseases caused by mycoplasma-like organisms. Acta Horticulturae 45: 109-157.
– Tedeschi R., Alma A. (2004). Trasmission of apple proliferation phytoplasma by Cacopsylla melanoneura (Compotera: Psyllidae). Journal of Economic Entomology
97: 8-13.
324
Apricot chlorotic leaf roll phytoplasma
Fitoplasma del enrollado clorótico del albaricoquero
Sinónimos: European stone fruit yellows phytoplasma, Peach chlorotic leaf roll virus,
Candidatus Phytoplasma prunorum.
Descripción: Organismo tipo micoplasma, todavía no cultivado. Fitoplasma perteneciente al grupo del Apple proliferation phytoplasma. Pertenece al subgrupo ribosomal del
16Sr-X.
Huéspedes: Albaricoquero, ciruelo japonés, melocotonero, Prunus salicina. También
se ha identificado en especies silvestres del genero Prunus, como Prunus spinosa y
Prunus mahaleb. Entre las plantas silvestres cabe citar Convolvulus arvensis y Cynodon dactylon.
Sintomatología: Hojas cloróticas y enrolladas, brotación anticipada de hojas durante el
invierno, floración escasa e irregular, necrosis del líber por helada en los árboles salidos
prematuramente del reposo invernal, muerte de ramas o árboles enteros. Proliferación de
yemas. En Prunus salicina los síntomas son similares pero menos típicos. Las hojas son
más pequeñas y enrojecidas.
Transmisión: Por injerto, por material vegetal. Se transmite mediante un insecto vector,
el psílido Cacopsylla pruni. El cicadélido Fieberiella florii ha sido citado como vector potencial de la enfermedad.
Distribución geográfica: Francia, Alemania, Italia, Grecia, Rumania, Yugoslavia, Suiza.
En España se ha señalado en Cataluña, Aragón, Extremadura y Valencia.
Referencias:
– Avinent, L., Llácer, G. (1994). Detección de fitoplasmas en frutales mediante la reacción en cadena de la polimerasa (PCR). Investigación Agraria, Producción y Protección Vegetales. Fuera de Serie 2: 201-205.
– Avinent, L., Llácer, G. (1995). Detection of phytoplasmas in fruit trees by polymerase
chain reaction (PCR) in Spain. Acta Horticulturae 386: 480-483.
– Carraro, L., Ferrini, F., Labonne, G., Ermacora, P., Nazia, Loi (2004). Seasonal infectivity of Cacopsylla pruni, vector of European stone fruit yellows phytoplasma.
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– Laviña, A., Sabaté, J., García-Chapa, M., Torres, E., Batlle, A. (2004). Occurrence and
Epidemiology of European Stone Fruit Yellows Phytoplasma in Spain. Acta Horticulturae 657: 489-494.
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– Laviña, A., Sabate, J., García-Chapa, M. Batlle, A. (2005). Alternative hosts and epidemiology of European stone fruit yellows phytoplasma (ESFYP) in Spain. Phytopathology 95 (supplement) pp 153.
– Llácer, G. (1974). El virus del enrollamiento clorótico, productor de una forma de "déperissement" del albaricoquero en la región del Ebro. Anales del Instituto Nacional
de Investigaciones Agrarias. Protección Vegetal 4: 27-74.
– Llácer, G., Medina, V. (1986). A new approach to the epidemiology and control of apricot chlorotic leaf roll in the Valencia region. Acta Horticulturae 192: 183-187.
– Llácer, G., Medina, V. (1988). A survey of potential vectors of apricot chlorotic leaf roll.
Agronomie 8: 79-83.
– Llácer, G., Medina, V., Archelos, D. (1986). Investigación sobre la detección, difusión
natural y control del enrollamiento clorótico del albaricoquero. Boletín de Sanidad
Vegetal Plagas 12: 181-207.
– Morvan, G. (1991). Virus and mycoplasma diseases of apricots. Acta Horticulturae 293:
537-553.
– Sánchez-Capuchino, J.A., Forner, J.B. (1975). Vegetative disorders in the Japanese
plum trees on myrobalan rootstock in the province of Valencia (Spain). Acta Horticulturae 44: 93-97.
– Sánchez-Capuchino, J.A., Llácer, G., Forner, J.B. (1975). Epidemiología y huéspedes
naturales del "Apricol chlorotic leaf roll' en el Levante Español. ITEA. Información
Técnica Económica Agraria 6: 81-87.
– Seemuller, E., Zawadzka, BJ., Kunze, L., Sánchez-Capuchino, JA., Llácer, G., Casanova, R., Forner, JB., Bono, R., Gheorghiu, E (1976). Diseases caused by mycoplasma-like organisms. Acta Horticulturae 45: 109-157.
326
Aster yellows phytoplasma
Fitoplasma del amarilleo del aster
Sinónimos: Lettuce yellows. Se ha propuesto el nombre de Candidatus Phytoplasma
asteris.
Descripción: Procariota sin pared, limitado por una membrana plasmática trilaminal. Los
fitoplasmas incluidos en el grupo del Aster yellows causan enfermedades de tipo “amarilleo”. Pertenece al subgrupo ribosomal del 16Sr, I-B.
Huéspedes: Afecta a un gran número de especies de plantas, entre las que cabe citar:
Allium sp., Apium graveolens (Apio), Aster, Callistephus chinensis (Aster chino), Daucus carota (Zanahoria), Gladiolus sp. (Gladiolo), Hordeum vulgare (Cebada), Lactuca sativa (Lechuga), L. serriola, Linum usitatissimum (Lino), Lycopersicon esculentum
(Tomate), Solanum tuberosum (Patata), Spinacia olelacea (Espinaca), Rosa, Cosmos, Petunia, Estatice, Vinca, Camomila, Sonchus sp., Taraxacum officinale, etc.
Sintomatología: Produce amarilleo general o clorosis, enanismo, distorsión y deformación de las hojas. Esterilidad de las flores y malformación de los órganos florales, disminución en cantidad y calidad de la cosecha. En zanahoria comienza con un aclareo de
los nervios de las hojas, que evoluciona a un amarilleo de las hojas jóvenes de la corona.
Producción de muchos brotes adventicios. Las hojas adultas toman coloraciones bronceadas o rojizas. Las zanahorias son pequeñas, ahusadas o con formas anormales y con
gran cantidad de raíces secundarias pubescentes. La corona toma forma de cono. En el
aster se produce un acortamiento de los entrenudos y brotaciones axilares. En lechuga,
amarilleo y deformación de las hojas del cogollo. Las plantas afectadas jóvenes presentan enanismo.
Transmisión: Por cicadélidos, entre los que cabe citar Macrosteles fascifrons como el vector más importante y M. quadrilineatus y Euscelidius variegatus, entre otros muchos.
Distribución geográfica: Se ha descrito en Estados Unidos, Japón, Polonia, Holanda,
Francia, Italia, Alemania, Argentina, Australia, Canadá, Checoslovaquia, Colombia, Guatemala, Hungría, Perú, Rumania, URSS. En España ha sido citado en Cataluña, Castilla
y Valencia.
Referencias:
– Abad, P., Font, I., Rally, E.L., Espino, A.I., Jordá, C., Davis, R.E. (1999). Phytoplasmas
associated with carrot yellows in two Spanish regions. First Internet Conference on
Phytopathogenic Mollicutes. Pag. 71.
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– Avinent L., Llácer G. (1996). Fitoplasmas y espiroplasmas fitopatógenos. En: Llácer,
G., López, M., Trapero, A., Bello, A. (Eds). Patología Vegetal. Phytoma-España,
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– Batlle, A., Sabaté, J., Laviña, A., (2007). First report of Phytoplasmas Associated
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– Davis, R.E., Prince, J.P., Hammond, R.W., Rally, E.L. and Lee I.M. (1992). Polymerase
chain reaction detection of Italian periwinkle virescence mycoplasmalike organism
(MLO) and evidence for relatedness with aster yellows MLOs. Petria 2: 184-193.
– Davis, R.E., Whitcomb, R.F. (1970). Evidence on posible micoplasma etiology of aster
yellows disease. I. Suppression of symptom development in plants by antibiotics. Infect. Immun. 2: 201-208.
– Doi, Y., Teranaka, M., Yora, K., Asuyama, H. (1967). Micoplasma or PLT group-like
microorganism found in the phloem elements of plants infected with mulberry
dwarf, potato witches´broom, aster yellows, or Paulownia witches´broom. Ann.
Phytopath. Soc. Japan 33: 259-266.
– Esau, K., Magyarosy, A.C., Breazeale, V. (1976). Studies of the micoplasma-organism
(MLO) in spinach leaves affected by the aster yellows disease. Protoplasma 90:
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– Lee, I.M., Davis, R.E., Chen, T.A., Chiykowski, L.N., Fletcher, J., Hiruki C. (1991).
Classification of MLOs in the aster yellows MLO strain cluster on basis of RFLP
analyses. Phytopathology 81: 1169
– Lee, I.M., Gundersen-Rindal, D.E., Davis, R.E., Bartoszyk, I.M. (1998). Revised classification scheme of phytoplasmas based on RFLP analyses of 16SrRNA and ribosomal protein gene sequences. International Journal of Systematic Bacteriology 48:
1153-1169.
328
Bois Noir phytoplasma
Fitoplasma asociado a la madera negra de la vid
Sinónimos: Grapevine bois noir phytoplasma, Black wood.
Descripción: No es un micoplasma específico de la vid. Pertenece al grupo Stolbur.
Tiene un rango de hospedantes muy amplio, causando enfermedades en diversos cultivos hortícolas, ornamentales y frutales. Junto a la Flavescencia dorada son considerados
como las enfermedades que causan amarilleos en la vid. Pertenece al subgrupo ribosomal del 16Sr, XII-A.
Huéspedes: Frutales, hortícolas, ornamentales, vid. En plantas silvestres, se ha descrito
que infecta a Convolvulus arvensis, Urtica dioica y Solanum nigrum.
Sintomatología: En primavera se manifiesta por una reducción del crecimiento, mientras que en verano la planta adopta un hábito llorón, las hojas se endurecen y enrollan
hacia el envés, disponiéndose unas sobre otras, dando al sarmiento aspecto de serpiente.
Las hojas duras y quebradizas tienen un color amarillo dorado en las variedades blancas y rojizo en las tintas. La sintomatología es similar a la presentada por la Flavescencia dorada. El nombre hace referencia al ennegrecimiento de los brotes no
lignificados en invierno.
Transmisión: Ha sido transmitido experimentalmente a vid con fulgóridos de la especie
Hyalesthes obsoletus infectados naturalmente con dicho fitoplasma; recientemente se ha
señalado a H. obsoletus como posible vector de la enfermedad.
Distribución geográfica: Francia, Alemania, Italia, Suiza. En España se ha citado en
Aragón, Murcia, Rioja, Navarra, Álava, Islas Canarias y Cataluña.
Referencias:
– Abad, P., Font, I., Espino, I., González, A., Santiago, R., Pérez, J.L., Serra, J., Torres,
E., Rally, E.L., Davis, R.E., Jordá, C. (1998). Nuevos casos de fitoplasmas diagnosticados en España. IX Congreso de la Sociedad Española de Fitopatología, 85.
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– Batlle, A., Sabaté, J., Laviña, A. (2005). Epidemiology and detection of stolbur phytoplasma affecting grapevine in Spain. Phytopathology 95 (supplement) pp.153.
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330
Grapevine flavescence dorée phytoplasma
Fitoplasma asociado a la flavescencia dorada de la vid
Descripción: Micoplasma específico de la vid. El fitoplasma puede encontrarse en el floema de las plantas de vid infectadas. Es difícil diferenciarlo sintomatológicamente del fitoplasma de la Madera Negra de la vid, por el rango de los cultivares susceptibles a ambos
fitoplasmas y porque los síntomas de ambas enfermedades son parecidos. Sin embargo,
existen diferencias notables en cuanto a la epidemiología. Se considera como la enfermedad causada por fitoplasmas más importante y destructiva de la vid. Pertenece al subgrupo ribosomal del 16Sr, V-C.
Huéspedes: Vid.
Sintomatología: En primavera se manifiesta por una reducción del crecimiento mientras que, en verano, la planta adopta un hábito llorón, las hojas se endurecen y enrollan
hacia el envés, disponiéndose unas sobre otras, dando un aspecto de serpiente al sarmiento. Las hojas duras y quebradizas tienen un color amarillo dorado en las variedades
blancas y rojizo en las tintas. Reduce el vigor de las cepas y la calidad del vino, debido
a la acidez y bajo contenido en azúcares de los frutos de las plantas infectadas.
Transmisión: Transmitido por el cicadélido Scaphoideus titanus. Es un vector muy móvil
y eficiente. Tanto las ninfas como los adultos son capaces de adquirir el fitoplasma en su
alimentación y, tras un periodo de latencia, capaces de transmitirlo. Sin medidas de control la enfermedad se extiende con mucha rapidez. También puede ser propagada la enfermedad con material vegetal.
Distribución geográfica: Francia, Italia. En España se ha señalado en Cataluña.
Referencias:
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62: 127-133.
332
Pear decline phytoplasma
Fitoplasma del decaimiento del peral
Sinónimos: Pear leaf curl, Pear “moria”, Parry´s disease, Candidatus Phytoplasma pyri.
Descripción: Organismo tipo micoplasma, todavía no cultivado con membrana trilaminar. Localizado en los vasos del floema. Pertenece al subgrupo ribosomal del 16Sr X-C.
Huéspedes: En general afecta a Pirus sp. Cabe citar un decaimiento rápido en Pirus pyrifolia y P. ussuriensis. Con un decaimiento lento P. communis, P. betulifolia y P. calleryana. También está citado en algunas especies de Cydonia sp.
Sintomatología: Enrojecimiento precoz de las hojas, a veces incluso en julio, corteza
rojiza, defoliación importante, crecimiento débil y decaimiento general de los árboles,
que les conduce a la muerte más o menos rápidamente, dependiendo del patrón. Se han
citado dos tipos de decaimiento, el rápido y el lento; que aparezca uno u otro depende
de la sensibilidad del árbol a la enfermedad y las prácticas culturales con las que se
lleve a cabo la plantación. El decaimiento rápido aparece cuando el floema de la zona
de unión del patrón y el injerto está muy dañado, en la época de crecimiento, los frutos dejan de desarrollarse y las hojas se marchitan rápidamente. Comienza con un amarilleo y la muerte del árbol sobreviene en unos días. En el decaimiento lento, los árboles
se van debilitando progresivamente, el desarrollo se ve reducido, las hojas escasean, son
pequeñas, de consistencia como cuero y de color verde claro, con bordes enrollados y
que toman coloraciones rojizas; esto puede prolongarse durante semanas, meses e incluso años. Suele aparecer en primavera o al final del verano. Este fitoplasma se considera endémico en muchas zonas de nuestro país, manifestándose la forma suave de
la enfermedad o “show decline”.
Transmisión: Por injerto, aunque se considera de baja incidencia. Por vector, estando citado el psílido del peral, Cacopsylla pyricola, siendo más eficientes en la transmisión las
hembras que los machos. Este psílido causa, además de su acción como vector del decaimiento del peral, daños “per se” en la alimentación, por introducir en las hojas fitotoxinas
de la saliva. También se han encontrado otros psílidos en el peral, C. pyri y C. pyrisuga,
aunque su papel como vectores de la enfermedad no se ha demostrado claramente.
Distribución geográfica: Canadá, USA (California, Oregón, Washington) y Europa (Alemania, Italia, Inglaterra, Suiza, Austria, república Checa, Holanda, Eslovaquia, Eslovenia, Yugoslavia, Polonia); en España se ha señalado en Cataluña, Aragón, Valencia y
Andalucía. También citado en Africa y Australia.
333
Referencias:
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335
Potato stolbur phytoplasma
Fitoplasma del stolbur de la patata
Sinónimos: Tomato stolbur MLO, Classical stolbur MLO. Se propone el nombre de Candidatus Phytoplasma solana.
Descripción: Procariota sin pared celular, restringido a floema y ocasionalmente en células del parénquima; no ha sido cultivado axénicamente. Pertenece al subgrupo ribosomal del 16Sr XII. El fitoplasma o los fitoplasmas del grupo Stolbur causan enfermedades
de tipo “amarilleo”.
Huéspedes: Afecta a más de 60 especies botánicas. Se ha citado principalmente en Solanáceas, afectando a pimiento, patata, tomate, berenjena. También ha sido diagnosticado
en clavel, feijoa, fresa, vid (Madera negra), zanahoria, espárrago, endibia, avocado. La
principal especie reservorio de la enfermedad es la correhuela o Convolvulus arvensis.
Otras especies reservorio son Urtica dioica, Callystegia sepium, Trifolium sp. y Lavandula officinalis.
Sintomatología: Las hojas superiores toman color violeta o amarillo, con el ápice morado. Los sépalos adquieren gran tamaño, mientras que las flores y frutos no se desarrollan. En tomate se da crecimiento arbustivo de la planta por proliferación de yemas
laterales. Cálices hipertrofiados y pétalos de color verde. En patata puede producir tubérculos aéreos y proliferación de yemas axilares. Plantas achaparradas. Bajo determinadas condiciones, los tallos más bajos presentan necrosis cortical y decoloración
vascular. En pimiento, entrenudos cortos, yemas florales verdes. En zanahoria, amarilleos y enrojecimiento de las hojas adultas, excesiva brotación de las yemas de la corona, deformación de las raíces, reducción del tamaño y envejecimiento prematuro de
las mismas. En correhuela, aspecto achaparado, entrenudos cortos y amarilleos.
Transmisión: Se transmite por injerto, propagación vegetativa, plantas parásitas (Cuscuta
sp.) y diversas especies de cicadélidos, siendo considerado como vector más importante
Hyalesthes obsoletus. En condiciones experimentales se han identificado distintos cicadélidos como posibles transmisores de la enfermedad; entre ellos Euscelis plebejus, E. obsoletus, Aphrodes bicinctus y Macrosteles quadripunctulatus. En zanahoria está citada
Bacticera trigonica (sin.: Trioza nigricornis Forst.), psila de la familia Triozidae, como
vector de la enfermedad.
Distribución geográfica: En Europa ha sido citado en Grecia, Polonia, Rusia, Ucrania,
Yugoslavia, Bulgaria, República Checa, Francia, Hungría, Italia, Rumania, Suiza; en España se ha señalado en Andalucía, Aragón, Cataluña, Canarias, Galicia y Valencia. También ha sido citado en Armenia, Chipre, Israel y Turquía.
336
Referencias:
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337
Spiroplasma citri Saglio
Sinónimos: Stubborn, “Little leaf”.
Descripción: Procariota sin pared, limitado por una membrana plasmática trilaminar. Células pleomórficas móviles con movimiento helicoidal. Microorganismo restringido al
floema de las plantas.
Huéspedes: Pertenecen en su mayoría a la familia Rutaceae, tal como Citrus aurantifolia
(lima), C. aurantium (naranjo amargo), C. clementina (clementina), C. jambhiri (limón
rugoso), C. limon (limón), C. madurensis (calamondin), C. maxima (pomelo), C. paradisi, C. paradisi x C. reticulata (tangelo), C. sinensis (naranjo dulce), C. sinensis x Poncirus trifoliata (citrange), C. unshiu (satsuma), Fortunella sp. (kumquats). Entre las no
rutáceas cabe citar: Armoracia rusticana, Barbarea vulgaris, Brassica geniculata, B. nigra,
B. oleracea, B. rapa, Capsella bursa-pastoris, Catharanthus roseus, etc.
Sintomatología: Causa la enfermedad del ‘stubborn’ de los cítricos. Los árboles se enanizan, ramificándose, a menudo, de forma anormalmente densa y con las hojas erectas.
Puede llegar a producir la muerte progresiva de ramas y brotes. Las hojas son más pequeñas, enrolladas, moteadas o cloróticas. Los entrenudos son más cortos y se produce
una proliferación de yemas axilares. Los frutos son más pequeños.
Transmisión: Se transmite por propagación vegetativa y por cicadélidos (Circulifer tenellus y Neoaliturus haematoceps).
Distribución geográfica: Presente en muchas zonas de cultivo de los cítricos. Está citada
su presencia en Egipto, Libia, Madagascar, Maruecos, Túnez, Irán, Irak, Israel, Líbano,
Pakistán, Arabia Saudita, Siria, Turquía, Chipre, Grecia, Cerdeña, Sicilia, México, Estados Unidos, Argentina, Brasil, Perú, etc. En España se ha señalado en Valencia y Murcia.
Referencias:
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– Commonwealth Mycological Institute. (CMI). (1993). Distribution of Spiroplasma citri
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339
Hongos
Acremonium cucurbitacearum Alfaro et al.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Forma unos conidióforos a menudo ramificados en los que aparecen células conidiógenas monofiálidas que se van estrechando hacia su extremo distal. Las conidias se agregan en los extremos del conidióforo y son fuertemente curvadas, hialinas y
con los extremos redondeados; miden 3,8-11 x 1,5-4 μm.
Huéspedes: Melón.
Sintomatología: Causa necrosis de raíces e hipocotilo y pérdida de barbada en plantas
de melón y sandía, provocando una rápida muerte de la planta.
Referencias:
– Alfaro-García, A., Armengol, J., Bruton, B.D., Gams, W., García-Jiménez, J., MartínezFerrer, G. (1996). The taxonomic position of the causal agent of Acremonium collapse of muskmelon. Mycologia 88: 804-808.
– Armengol, J., Sanz, E., Martínez Ferrer, G., Sales, R., Bruton, B.D., García-Jiménez,
J. (1998). Host range of Acremonium cucurbitacearum, cause of Acremonium collapse of muskmelon. Plant Pathology 47: 29-35.
– García-Jiménez, J., Velázquez, M.T., Jordá, C., Alfaro-García, A. (1994). Acremonium
species as the casual agent of muskmelon collapse in Spain. Plant Disease 78: 416-419.
343
Acremonium strictum W. Gams
Negreo
Sinónimos: Cephalosporium acremonium Corda.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Forma conidióforos cilíndricos poco septados que llevan en el extremo pequeñas conidias ovoides, unicelulares y hialinas que permanecen juntas en un glomérulo
apical y miden 4-12 x 2-3 μm.
Huéspedes: Encina, maíz.
Sintomatología: Los tejidos afectados toman un color rojizo que con el tiempo se torna
marrón o negro. En la encina ataca a la madera y se produce un desarrollo excesivo de
las ramificaciones adventicias. En maíz ataca a la flor, causando el negreo de la flor; las
espigas afectadas pueden resultar estériles o, en caso de desarrollarse completamente,
producir granos pequeños que dan lugar a plántulas enfermas.
Referencias:
– Collado, J., Platas, G., Peláez, F. (1996). Fungal endophytes in leaves, twigs and bark
of Quercus ilex from central Spain. Nova Hedwigia 63: 347-360.
344
Albugo candida (Pers. ex Hook) O. Kuntze
“Falsa roya” blanca de las crucíferas
Sinónimos: Cystopus candidus (Pers.) Lév., Albugo cruciferarum (DC) S. F. Gray.
Taxonomía: Reino Chromista. Filo Oomycota (División Eumycota, Subdivisión Mastigomycotina, Clase Oomycetes).
Descripción: Micelio intercelular hialino, con haustorios globosos. Esporangios en cadenas, globosos a ovales, hialinos, de 12-18 μm de diámetro. Oosporas globosas, de color
marrón oscuro, de 30-55 μm de diámetro.
Huéspedes: Crucíferas, principalmente de los géneros Brassica y Raphanus.
Sintomatología: Causa la “roya blanca” de las crucíferas, que se caracteriza por la presencia de manchas (soros) de color amarillento-blanquecino en tallos, peciolos y limbo
foliar. No suele provocar daños económicos graves.
Referencias:
– CABI/EPPO (2001). Albugo candida. Distribution Maps of Plant Diseases nº 821.
– Cambra, M., Bernal, I. (1996). Albugo candida (Pers) Kuntae. Albugo tragopogonis
(DC) Gray. Falsa roya blanca. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos
nocivos de los vegetales. Ficha 17. MAPA. Madrid.
345
Albugo tragopogonis (DC) S. F. Gray
“Falsa roya” blanca de las compuestas
Sinónimos: Cystopus cubicus de Bary, C. tragopogonis (DC.) J. Schröt., Uredo tragopogonis DC.
Taxonomía: Reino Chromista. Filo Oomycota (División Eumycota, Subdivisión Mastigomycotina, Clase Oomycetes).
Descripción: Micelio intercelular hialino, con haustorios globosos. Esporangios hialinos a amarillo claro, cilíndricos, cortos, redondeados en el ápice y de 18-24 x 12-20 μm.
Oosporas esféricas, de 44-57 μm y de color marrón oscuro.
Huéspedes: Escorzonera, gerbera, salsifí, girasol.
Sintomatología: Causa la “roya blanca” de las compuestas, que infecta principalmente
las hojas y, en casos excepcionales, el tallo. Se caracteriza por la presencia de manchas
(soros) de color amarillento-blanquecino. Se han descrito ataques muy graves en plantaciones.
Referencias:
– Cambra, M., Bernal, I. (1996). Albugo candida (Pers.) Kuntae. Albugo tragopogonis
(DC) Gray. Falsa roya blanca. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos
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346
Alternaria alternata (Fr.) Keissl.
Sinónimos: A. tenuis C. G. Nees, Torula alternata Fr.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Colonias de color negro o negro verdoso, a veces grises. Conidias formadas en cadenas largas, a veces ramificadas, de forma obclavada, obpiriforme, ovoide o
elipsoide, con más de ocho tabiques transversales y con varios tabiques longitudinales u
oblicuos, de 20-63 μm de longitud y 9-18 μm de grosor en su parte más ancha.
Huéspedes: Hongo habitualmente saprofito. En España se han descrito cepas patógenas
sobre las variedades de cítricos Fortune, Nova y Mineola (A. alternata pv. citri) y sobre
remolacha.
Sintomatología: En cítricos: en hojas jóvenes se observa la aparición de áreas necróticas irregulares de color marrón, con un característico halo amarillento. Las zonas necróticas tienden a disponerse a lo largo de las nerviaciones. En frutos, los síntomas incluyen
desde manchas ligeramente deprimidas, de color marrón claro, hasta áreas circulares de
color marrón oscuro en la superficie exterior. A menudo los frutos jóvenes y las hojas
terminan cayendo y los frutos maduros no son comercializables, lo que supone importantes pérdidas económicas.
En remolacha: Manchas foliares, que en un primer momento se caracterizan por unos
puntos necróticos de color marrón; al aumentar de tamaño, el borde de los mismos adquiere una tonalidad violácea, quedando el centro de color marrón claro. En estados más
avanzados las manchas toman una forma irregular y en algunos casos circular, de color
marrón o marrón oscuro. Finalmente se produce la muerte de las hojas, comenzando por
las de más edad.
Referencias:
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347
Alternaria brassicae (Berk.) Sacc.
Negrón
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Produce un micelio inmerso de hifas ramificadas, septadas, hialinas y lisas.
Los conidióforos salen en grupos de 2 a 10 desde las hifas a través de los estomas. Son
simples, erectos o flexuosos, frecuentemente doblados, hinchados en la base y de color
gris oliváceo. Dan lugar a unas conidias características de color verde oliva pálido, muy
largas (75-300 x 20-30 μm), con un pico pronunciado de la mitad de su longitud.
Huéspedes: Brassica oleracea L., diversas variedades.
Sintomatología: Se transmite por semilla, pudiendo causar la muerte de las plántulas en
el semillero. En la planta madura ataca a todas las partes aéreas. En las hojas se observan
manchas de color pardo oscuro rodeadas de un halo de tejido clorótico. Las lesiones viejas pueden aparecer cubiertas de un fieltro de esporas amarillas.
Referencias:
– Romero-Muñoz, F., Jiménez-Díaz, R. M. (1979). La mancha negra: una enfermedad de
la colza recientemente registrada en España. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias. Protección Vegetal 9: 11-31.
348
Alternaria brassicicola (Schwein.) Wiltshire
Alternariosis
Sinónimos: Helmintosporium brassicicola Schwein.; Alternaria circinans Berk. & Curt.;
Alternaria oleracea Milbraith.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Conidióforos aislados o en grupos de 2 a 12 o más, más o menos cilíndricos, pero normalmente anchos en la base, tabicados, de pálidos a marrón oliváceos, lisos,
de más de 70 µm de largo, 5-8 µm de ancho. Conidias normalmente en cadenas, a veces
de más de 20, bifurcadas, estrechándose ligeramente hacia el ápice. La célula basal es redonda, la apical más o menos rectangular, sin pico, con 1-11 tabiques transversales y
pocos longitudinales, casi siempre con estrechamiento en los tabiques. Longitud de 18130 µm y anchura en la zona más ancha de 8-20 µm.
Huéspedes: Casi todas las crucíferas, principalmente Brassica oleracea y Brassica campestris.
Sintomatología: De todas las Alternaria que afectan a crucíferas, ésta es la especie más
frecuente y dañina, especialmente sobre la coliflor. En semilleros causa moteado oscuro
y halo amarillento en las hojas de las plántulas. Posteriormente se producen síntomas de
"pie negro". En hojas maduras aparecen manchas punteadas rodeadas de halo amarillo,
que derivan a manchas más grandes casi negras y con líneas concéntricas y centro más
claro. En los cogollos de preinflorescencias de la coliflor causa manchas pardas que pueden derivar a podredumbres húmedas.
Referencias:
– Ellis, M.B. (1971). Dematiaceous, Hyphomycetes. CAB, CMI.
– Rodríguez Rodríguez, R., Rodríguez Rodríguez, J.M. (2002). Alternaria brassicicola
(Schwein.) Wiltshire. Alternariosis. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 168. MAPA. Madrid.
349
Alternaria carthami Chowdhury
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina. Clase Hyphomycetes).
Descripción: Los conidióforos son erectos, simples, rectos o flexuosos, algunas veces
doblados, septados y de color marrón o marrón oliváceo. Da lugar a conidias solitarias o
en cadenas cortas, constreñidas en el septo y de color marrón pálido. Suelen tener 7 septos longitudinales y 5 transversales; miden 60-110 x 15-26 μm, con un pico pronunciado
de la mitad de su longitud.
Huéspedes: Cártamo.
Sintomatología: Se transmite por semillas, siendo un hongo del suelo. Causa en las plantas afectadas lesiones en hojas y necrosis del tallo. Afecta más a las plantas jóvenes.
Referencias:
– Gil, A., Melero, J.M. (1982). Alternaria carthami Chowdhury, patógeno del cártamo
en España. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias, Agrícola 18:
97-110.
350
Alternaria cucumerina (Ellis & Everh.) Elliot
Tizón
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina. Clase Hyphomycetes).
Descripción: Los conidióforos, que emergen en solitario o en pequeños grupos, son de
color marrón pálido, septados y normalmente simples. Llevan conidias solitarias o en cadenas de 2 unidades, de color pálido a marrón dorado, especialmente en la parte basal.
Tienen 6 a 9 tabiques transversales y varios longitudinales, forma de maza con el ápice
alargado y miden 130-220 x 15-24 μm. El pico es tabicado y de color marrón pálido.
Huéspedes: Melón, sandía.
Sintomatología: Comienza la enfermedad causando pequeñas lesiones color crema en la
lámina foliar, con un borde verde oscuro y acuoso. Las manchas toman color marrón oscuro y crecen hasta confluir y secar por completo las hojas. Es también capaz de causar
daños al fruto.
Referencias:
– Rodríguez, R. (1994). Tizón de las hojas. Alternaria cucumerina. En “Díaz Ruiz, J.R.;
García Jiménez, J. Enfermedades de las Cucurbitáceas en España”. Monografías de
la SEF 1: 71.
351
Alternaria pluriseptata Karts. et Han.
Mancha seca
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Las colonias, de color negro, están formadas por conidióforos de color marrón pálido, normalmente solitarios, ramificados y bastante cortos. Llevan conidias en
cadena; la conidia basal es obclavada, de color marrón dorado, con el ápice alargado, con
2-7 septos transversales y varios longitudinales y mide 25-50 x 11-17 μm; el resto de conidias, sin el ápice alargado, son elipsoides a ovoides, con 2-6 septos transversales y varios longitudinales, de color marrón dorado y miden 25-50 x 11-17 μm.
Huéspedes: Calabacín, pepino.
Sintomatología: Provoca la aparición de puntos amarillos en el haz de las hojas maduras que, en condiciones de humedad, se van desarrollando en forma de círculos concéntricos con un halo de color amarillo más intenso. En caso de ataques virulentos, las hojas
pueden secarse por completo por confluencia de lesiones.
Referencias:
– Rodríguez, R. (1994). Mancha seca de las hojas del pepino. Alternaria pluriseptata. En
“Díaz Ruiz, J.R.; García Jiménez, J. Enfermedades de las Cucurbitáceas en España”.
Monografías de la SEF 1: 69.
352
Alternaria solani Sorauer
Negrón
Sinónimos: Macrosporium solani Ell. & G.Martin.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina. Clase Hyphomycetes).
Descripción: Los conidióforos emergen en solitario o en pequeños grupos, rectos o flexuosos, septados y de color marrón pálido u oliváceo. Las conidias que lleva son muriformes y de color pardo oliváceo o pálido. Suelen ser únicas, alguna vez están en cadenas,
tienen un pico de longitud igual o mayor que el cuerpo de la espora y miden en conjunto
150-300 x 15-19 μm.
Huéspedes: Berenjena, patata, tomate.
Sintomatología: En plantas jóvenes causa podredumbre de cuello que mata al huésped.
En plantas adultas se producen lesiones circulares con anillos concéntricos marcados y
de superficie arrugada, en hojas y tallo. Llegan a provocar la muerte de la hoja. No suele
afectar al fruto, pero en ocasiones lo llega a pudrir, entrando por la cicatriz del cáliz. También produce podredumbres en el tubérculo de la patata.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1972). Distribution of Alternaria solani
Sorauer. CMI Map 89, 4th. Edition.
– Sardiña, J.R. (1945). Enfermedades de la patata. Publicación Estación Fitopatológica
Agrícola de La Coruña 5: 111 pp.
353
Alternaria triticina Prasada & Prahbu
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina. Clase Hyphomycetes).
Descripción: Conidias acrógenas, individuales o en cadenas de 2-4, lisas, rectas, de color
marrón claro a verde oliva que se vuelve de un color más oscuro con la edad, con 1-10
tabiques transversales, con una ligera constricción en los tabiques y 0-5 tabiques longitudinales, de tamaño variable, con una longitud total de 15-89 μm y anchura de 7-30 μm.
Huéspedes: Trigo.
Sintomatología: Manchas sobre hojas y vainas y decoloración de glumas y semillas.
Referencias:
– Anahosur, K. H. (1978). Alternaria triticina. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi
and Bacteria Nº 583.
– Marín Sánchez, J.P., Jiménez Díaz, R. (1979). Susceptibilidad de cultivares de arroz a
varios hongos fitopatógenos en las marismas del Guadalquivir. Resúmenes de las
Comunicaciones de la IV reunión Científica Anual del Grupo Especializado en Fitopatología de la Sociedad Española de Microbiología: 7-8.
– Marín Sánchez, J.P., Jiménez Díaz, R. (1983). Nota sobre hongos fitopatógenos que
afectan a cultivos de cereales en Andalucía occidental. Jornadas sobre Patología Vegetal. Resúmenes de las Comunicaciones presentadas a la IV, V y VI Reuniones
Anuales del Grupo Especializado de Fitopatología Microbiana de la Sociedad Española de Microbiología: 66-68. Monografías INIA nº 48.
354
Alternaria vitis Cavara
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Los conidióforos, de color marrón, erectos y emergentes de la superficie
foliar por ambas caras, dan lugar a conidias características de color verde oliva pálido,
muy largas y con un pico pronunciado de la mitad de su longitud. Normalmente solitarias, pueden encontrarse, en ocasiones, en cadenas cortas (2-4); miden 90-140 x 1216 μm.
Huéspedes: Vid.
Sintomatología: Puede causar la muerte de los plantones. En la planta madura ataca a
todas las partes aéreas, produciendo en las hojas manchas de color pardo oscuro rodeadas
de un halo de tejido clorótico. Las lesiones viejas pueden aparecer cubiertas de un fieltro
de esporas de aspecto amarillento.
Referencias:
– Ruiz Castro, A. (1950). La lucha contra las enfermedades del viñedo en España. Boletín Patología Vegetal y Entomología Agrícola 18: 243-280.
355
Aphanomyces cochlioides Drechsler
Taxonomía: Reino Chromista. Filo Oomycota (División Eumycota, Subdivisión Mastigomycotina, Clase Oomycetes).
Descripción: Micelio compuesto por hifas aseptadas, incoloras. Esporangios de hasta 4
mm de largo, separados del micelio vegetativo por un tabique. Las zoosporas primarias,
de 100 a 200 por esporangio, son alargadas y se enquistan en el orificio del esporangio
cuando emergen; estos quistes primarios son esféricos y de 6-15 μm de diámetro. Las
zoosporas secundarias son reniformes, biflageladas lateralmente y de 8-13 x 7-8 μm. Anteridios curvados, aclavados, de 6-10 x 9-18 μm y con prolongaciones apicales. Oogonios
subesféricos, de 22-28 μm de diámetro y rodeados de 1-5 anteridios. Oosporas esféricas,
incoloras a amarillo brillante, de 16-24 μm de diámetro y con contenido granular.
Huéspedes: Espinaca, remolacha azucarera.
Sintomatología: Causa, junto con especies de Pythium, podredumbre de plántulas y ennegrecimiento de raíces.
Referencias:
– Hall, G. (1989). Aphanomyces cochlioides. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and
Bacteria nº 972.
– Ramírez de Lara, M.C., Mateo-Sagasta, E. (1992). Aphanomyces cochlioides Drechsler, parásito de la remolacha azucarera de la cuenca del Duero. Boletín de Sanidad
Vegetal Plagas 18: 603-613.
– Ramírez de Lara, M.C., Raposo, R., Mateo-Sagasta, E. (1994). Ocurrence of Aphanomyces cochlioides damping-off of sugar beet in Spain. Plant Disease 78: 102.
356
Apiognomonia errabunda (Roberge ex Desm.) Höhnel
[Anamorfo: Discula umbrinella (Berk. & Broome) Sutton]
Sinónimos: Del teleomorfo: Apiognomonia tiliae (Rehm) Höhn, Gnomonia errabunda
(Roberge) Auersw., G. quercina Kleb, etc. Del anamorfo: Gloeosporium fagi Fuckel, G.
tiliae Oudem, etc.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Anamorfo: Acérvulos de más de 150 μm de diámetro, conidióforos de
13-21 x 3-5 μm, estrechándose a 2-3 μm en su ápice. Conidias de 9,5-12 x 3,5-5 μm. Teleomorfo: Los peritecios se forman sobre las hojas caídas al suelo y en primavera producen ascosporas que son dispersadas por el viento.
Huéspedes: Especies del género Quercus, principalmente Q. pyrenaica, Q. robur, Q. petraea. Se han citado también como huéspedes ocasionales de este hongo Fagus y Fraxinus, aunque no han sido confirmados en España.
Sintomatología: Marchitez de brotes en primavera, muerte de ramillas tras la formación
de chancros de anillamiento y grandes lesiones necróticas en el limbo foliar, afectando a
la nerviación principal y secundaria, lo que conduce a una rápida marchitez de la hoja, a
deformaciones en su desarrollo y a una muerte prematura de las mismas. Infecciones repetidas determinan en los árboles fuertes estados de debilidad, que incrementan su susceptibilidad a otros agentes.
Referencias:
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi-Prensa, Madrid, 576 pp.
– Sutton, B. C. (1980). The Coelomycetes. CMI Kew, Surrey, England, 696 pp.
357
Apiognomonia erythrostoma (Pers) Hönel [Anamorfo: Libertina
effusa (Lib) Hönel]
Sinónimos: Del teleomorfo: Gnomonia erythrostoma (Pers) Auersw., Sphaeria erythostroma Pers. Del anamorfo: Ascochyta effusa Lib., A. stipata Lib., Cylindrosporium prunicerasi C. Masal., Libertina stipata (Lib.) Höhn., Phomosis effusa (Lib.) B. Sutton, P.
stipata (Lib) B. Sutton, Septoria affusa (Lib.) Desm., S. pallens Sacc., S. stipata Sacc.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: Peritecios inmersos en el huésped, con un cuello largo que
llega hasta la superficie, donde se encuentra el ostiolo. Ascas cilíndricas, conteniendo
ocho ascosporas hialinas, ovoides y bicelulares que miden 14-20 x 5-6 μm. Anamorfo:
Picnidios subepidérmicos con conidióforos que llevan conidias filiformes y curvadas que
miden 18-25 x 1 μm.
Huéspedes: Albaricoquero, cerezo.
Sintomatología: Causa manchas foliares irregulares que pueden tener varios centímetros de diámetro. Son de color amarillo, que se hace rojizo e incluso pardo con el tiempo.
En casos graves causan una defoliación prematura.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1993). Distribution of Gnomonia erythrostoma (Pers) Anersw. CMI Map 455, 2nd. Edition.
– Mateo-Sagasta, E. (1973). Estudio de enfermedades criptogámicas y alteraciones de
causa no parasitaria en los cerezos del Valle del Jerte. Catálogo de parásitos. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias. Protección Vegetal 3: 11-48.
– Mateo-Sagasta, E. (2000). Mancha foliar del cerezo (Blumeriella jaapii). En “Montesinos, E. et al. (edit.): Enfermedades de los frutales de pepita y hueso”: 68-69.
Mundi-Prensa-SEF. 147 pp.
– Pérez, J.A., García, T., Arias, A., Martínez de Velasco, D. (1992). Lucha contra el hongo
del cerezo Gnomonia erythrostoma. Los efectos de los tratamientos en el rajado de
la cereza. Boletín de Sanidad Vegetal Plagas 18: 585-590.
358
Apiognomonia veneta (Sacc. & Speg) Hönel [Anamorfo: Discula
platani (Peck) Sacc.]
Antracnosis del plátano
Sinónimos: Del teleomorfo: Diaporthe veneta Sacc. & Speg., Gnomonia platani Kleb.,
G. veneta (Sacc. & Speg.) Kleb. Del anamorfo: D. nervisequa (Fuckel) M. Morelet, Fusarium nervisequum Fuckel, F. platani Mont., Gloeosporium nervisequum (Fuckel) Sacc.,
G. platani (Mont.) Oudem.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: Peritecios inmersos en el huésped, con un cuello largo que
llega hasta la superficie, donde se encuentra el ostiolo. Las ascas contienen ocho ascosporas hialinas, ovoides y bicelulares, que miden 12-16 x 4-6 μm. Anamorfo: Acérvulos
subcuticulares cuyos conidióforos llevan conidias hialinas, unicelulares y de 10-14 x 46 μm.
Huéspedes: Plátano de paseo.
Sintomatología: Produce necrosis en las yemas, que no se abren en primavera, y necrosis en las ramas, brotes y hojas.
Referencias:
– Mateo-Sagasta, E. (1975). Discula platani (Peck.) Sacc., una peligrosa enfermedad de
nuestros plátanos ornamentales. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones
Agrarias. Protección Vegetal 5: 41-56.
359
Armillaria mellea (Vahl) Kummer sensu stricto
Podredumbre o mal blanco de la raíz
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Gasteromycetes).
Descripción: Tiene el carpóforo de color miel con pocas escamas y estipes, fasciculado,
muy largo y sin bulbo en la base. El anillo es ciliado y blanco amarillento. Los rizomorfos subterráneos son delgados y quebradizos. Los basidios son alargados y clavados
con 4 esterigmas. Las basidiosporas son ovoides a elipsoides, hialinas y miden 7-12 x
5-7,5 μm.
Huéspedes: Arbustos, forestales, frutales, ornamentales, vid.
Sintomatología: Sobre especies forestales es un parásito de debilidad. En vid y frutales
causa la podredumbre de los tejidos vivos duros de las raíces del huésped. En la parte
aérea del huésped causa amarilleo y pérdida de turgencia en las hojas, que se desarrollan
tarde y se caen pronto. También puede causar una marchitez súbita de la planta en períodos de estrés hídrico.
Referencias:
– Benlloch, M. (1945). Clave para reconocer las plagas y enfermedades del olivo por
sus síntomas externos. Publicación Estación Fitopatológica Agrícola de Madrid
16: 14 pp.
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1997). Distribution of Armillaria mellea
(Vahl ex Fr.) Kummer. CMI Map 143, 5th. Edition.
– Ruiz Castro, A. (1950). La lucha contra las enfermedades del viñedo en España. Boletín Patología Vegetal y Entomología Agrícola 18: 243-280.
– Sardiña, J.R. (1934). La podredumbre de la raíz de la viña. Boletín Patología Vegetal y
Entomología Agrícola 7: 208-216.
360
Ascochyta hortorum (Speg.) Smith
Necrosis apical del fruto
Sinónimos: Phoma exigua Desm., Ascochyta cinarae Died.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: Picnidios de forma esférica, de aproximadamente 150 μm de diámetro en
los que resalta muy claramente el ostiolo. Conidias generalmente bicelulares aunque a
veces pueden encontrarse algunas unicelulares, cilíndricas y ligeramente asimétricas, de
10-12 x 2-4 µm de diámetro.
Huéspedes: Numerosos, pero principalmente alcachofa.
Sintomatología: Causa una necrosis de color oscuro en el extremo de las brácteas, que
puede evolucionar hasta alcanzar 1/3 de la superficie de las mismas. Generalmente afecta
a todas las brácteas del capítulo a la vez, observándose las puntas ennegrecidas. Esta sintomatología se puede confundir con las producidas por encharcamientos temporales o
frío, aunque en éstas nunca se producen picnidios.
Referencias:
– García Figueres, F. (1996). Ascochyta hortorum (Speg.) Smith. Necrosis apical del
fruto. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales.
Ficha 23. MAPA. Madrid.
361
Ascochyta lentis Bondartsev & Vassilievskii
Antracnosis
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: Forma picnidios de forma esférica y color pardo de hasta 200 μm de diámetro. Los conidióforos hialinos y de pequeña longitud llevan picnidiosporas, también
hialinas, monoseptadas y de forma recta o algo curvada y los extremos redondeados, que
miden 17-20 x 5,5-6,5 μm.
Huéspedes: Lenteja.
Sintomatología: Causa lesiones foliares grisáceas con un halo de color marrón castaño.
Estas lesiones, que comienzan por el margen, se van extendiendo hacia las venas y de ahí
a tallos y vainas, hasta llegar a las semillas, que aparecen cubiertas de manchas circulares de color oscuro.
Referencias:
– Díaz, D., Tello, J.C. (1994). Un inventario fúngico de las semillas de lenteja (Lens culinaris Medik.) recolectadas en Castilla-La Mancha. Boletín de Sanidad Vegetal,
Plagas 20: 857-870.
362
Ascochyta pisi Lib.
Antracnosis
Sinónimos: Sphaeria concava Berk.; Ascochyta pisicola (Berk.) Sacc.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: Picnidios de pared fina, más claros que en otras especies de Ascochyta, con
conidias uniseptadas (muy raramente biseptadas), hialinas, oblongo cilíndricas, rectas o
ligeramente curvadas, a veces con una ligera constricción a nivel del septo, con extremos
redondeados y con dos grandes gútulas aceitosas en los extremos opuestos. No forma
nunca peritecios (no se conoce su teleomorfo), y muy raramente produce clamidosporas.
Huéspedes: Principalmente ataca al guisante, pero también afecta a los géneros Lathyrus y Vicia.
Sintomatología: Manchas en hojas y en vainas, circulares, más o menos irregulares, con
un borde oscuro y centro marrón pálido. Cuando el ataque es temprano puede causar
caída de plántulas en pre o postemergencia. En vainas puede causar aborto de semillas o
daños en las mismas. Nunca causa daños en cuello o raíces y raramente en tallos, pero en
estos casos las manchas son más alargadas.
Referencias:
– Collar Urquijo, J. (2002). Ascochyta pisi Lib. Antracnosis. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 171. MAPA. Madrid.
– Punithalingam, E., Holiday, P. (1972). Ascochyta pisi. CMI Descriptions of Pathogenic
Fungi and Bacteria CAB, nº 334.
363
Ascochyta sorghi Sacc.
Sinónimos: Ascochyta graminicola Sacc.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: Forma picnidios de forma esférica y color pardo, subcuticulares o inmersos. Los conidióforos, hialinos y de pequeña longitud, contienen picnidiosporas, también
hialinas, monoseptadas y de forma elipsoide a oblonga, en ocasiones reniforme y con los
extremos redondeados y miden 16-20 x 6-8 μm.
Huéspedes: Gramíneas pratenses.
Sintomatología: Causa lesiones foliares en la planta huésped. El efecto es parecido al
quemado de la hoja.
Referencias:
– Unamuno, L.M. (1942). Contribución al estudio de los hongos microscópicos de la provincia de Cuenca. Anales del Jardín Botánico de Madrid 2: 7-86.
364
Aspergillus flavus Link
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Las cabezas conídicas son típicamente radiadas y rara vez exceden los
500-600 μm de diámetro. Los conidióforos, con la pared engrosada, son rugosos e
hialinos. Las conidias son globosas a subglobosas, equinuladas y miden 4,5-5,5 x 3,54,5 μm.
Huéspedes: Cacahuete, maíz, pimiento, productos almacenados.
Sintomatología: Produce aflatoxinas en los productos vegetales almacenados. Pueden
infectarse en campo.
Referencias:
– Ruiz, J.A., Bentabol, A., Gallego, C., Angulo, R., Acosta, I., Jodral, M. (1996). Aflatoxin-producing strains of Aspergillus flavus in the mould flora of the different greenhouse substrates for the cultivation of cucumber (Cucumis sativus L.).
International Journal of Food Microbiology 29: 193-199.
– Ruiz, J.A., Bentabol, A., Gallego, C., Angulo, R., Jodral, M. (1996). Mycoflora and
aflatoxin-producing strains of Aspergillus flavus in greenhouse-cultivated green
beans (Phaseolus vulgaris L.). Journal of Food Protection 59: 433-435.
– Sanchís, V., Balcells, X., Torres, M., Sala, N. Viñas, I., Canela, R. (1995). A survey of
aflatoxins and aflatoxigenic Aspergillus flavus in corn-based products from the Spanish market. Microbiological Research 150: 437-440.
365
Aspergillus niger v. Tieghem
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Se caracteriza por las conidias negras sobre un micelio de color amarillo pálido. Las cabezas conídicas son globosas. Los conidióforos son lisos e hialinos, en ocasiones con un ligero tono marrón. Las conidias son globosas y a menudo muy rugosas en
su superficie y miden 4-5 μm de diámetro.
Huéspedes: Productos almacenados (cebolla, cereales), vid.
Sintomatología: Causa la pudrición del órgano de reserva. Entra por las heridas y se manifiesta en la superficie por una masa de esporas negras.
Referencias:
– Mediavilla Molina, A., Angulo Romero, J., Rodero Franganillo, J.M., Domínguez Vilches, E., Galán Soldevilla, C., García Pantaleón, F.I. (1996). Fungal contamination
of potential medical interest in Spanish grain stores. Journal of Investigational Allergology and Clinical Immunology 6: 196-201.
– Ruiz Castro, A. (1950). La lucha contra las enfermedades del viñedo en España. Boletín Patología Vegetal y Entomología Agrícola 18: 243-280.
366
Athelia rolfsii (Curzi) Tu & Kimb
[Anamorfo: Sclerotium rolfsii Sacc.]
Mal del esclerocio
Sinónimos:. Del teleomorfo: Corticium rolfsii Curzi, Pellicularia rolfsii E. West.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotyna, Clase Hymenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: las basidiosporas son hialinas, de superficie lisa y de forma globosa algo piriforme; su tamaño es de 4,5-6,7 x 3,5-4,5 μm. Anamorfo: esclerocios redondeados pequeños (como máximo 1,5 mm de diámetro) que tienen una corteza de color
marrón claramente diferenciada y que constituyen la forma de persistencia en el suelo; la
corteza y la médula tienen vesículas con material de reserva. Las hifas forman fíbulas en
los tabiques.
Huéspedes: Altramuz, berenjena, fresón, girasol, jazmín, judía, melón, manzano, olivo,
patata, pimiento, remolacha, sandía, tomate, vid, etc.
Sintomatología: La infección comienza por la parte baja de la planta, donde se observa
un micelio blanco afieltrado y sobre él corpúsculos esféricos (esclerocios). Produce podredumbre de cuello, corona o tallo que desemboca en marchitez del huésped.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute. (CMI). (1969). Distribution of Corticium rolfsii Curzi. CMI Map 311, 3rd. Edition.
– Domínguez García-Tejero, F. (1951). Distribución en España de las plagas y enfermedades de la remolacha. Boletín Patología Vegetal y Entomología Agrícola 18:
181-204.
– Mordue, J. E. M. (1974). Corticium rolfsii. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and
Bacteria nº 410.
– Santiago Merino, R. (1996). Corticium rolfsii Curzi. Mal del esclerocio. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 35. MAPA.
Madrid
367
Blumeria graminis (DC.) Speer
[Anamorfo: Oidium monilioides (Nees) Link]
Oidio de los cereales
Sinónimos: Del teleomorfo: Erysiphe graminis DC., E. communis Fr., Alphitomorpha
communis var. graminearum Wallr.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: Cleistotecios globosos y posteriormente deprimidos, negros y
grandes respecto a otros Erysiphe sp., con apéndices rudimentarios, conteniendo
8-25 ascas grandes, en su mayoría con 8 ascosporas. Ascosporas de 20-24 x 10-14 μm,
hialinas a marrón pálido, que sólo se forman cuando el huésped se ha secado por completo. Se pueden distinguir claramente formas especiales sobre trigo, cebada, avena y
centeno. También hay formas especiales sobre gramíneas silvestres y pratenses. Anamorfo: Conidias en cadenas largas, elipsoides, de 25-37 x 12-17 μm.
Huéspedes: Avena, cebada, centeno, gramíneas festucoides, trigo.
Sintomatología: La infección se centra principalmente en el haz de las hojas inferiores,
pudiéndose encontrar en cualquier parte aérea. No suele resultar mortal para la planta.
Referencias:
– Kapoor, J. N. (1967). Erysiphe graminis. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and
Bacteria nº 153.
– Laboratorio de Criptogamia (1941). Informe del trabajo llevado a cabo por la Estación
de Fitopatología de La Coruña durante 1939-40. Publicación Estación Fitopatología Agrícola de La Coruña 14: 35 pp.
– Marín, J. P. (1985). Micosis del trigo en Andalucía Occidental. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias, Agrícola 7: 382-386.
– Marín, J. P., Segarra, J., Almacellas, J. (1992). Enfermedades de los cereales en Cataluña
en 1988-90. Investigación Agraria, Producción y Protección Vegetales 7: 261-275.
– Montes, F., Páez, J. I., Vega, J. M., Duhart (1999). Erysiphe graminis DC. Oidio. Fichas
de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 120.
MAPA.
– Segarra, J., Marín, J. P., Almacellas, J. (1993). Micosis de la cebada en Cataluña durante el
periodo 1988-90. Investigación Agraria, Producción y Protección Vegetales 8: 457-467.
368
Blumeriella jaapi (Rehm) v. Arx
[Anamorfo: Phloeosporella padi (Lib.) v. Arx]
Mancha foliar del cerezo
Sinónimos: Del teleomorfo: B. hiemalis (B. B. Higgins) Poldmaa, Coccomyces hiemalis Higgins, C. lutescens B. B. Higgins, C. prunophorae B. B. Higgins, Pseudopeziza
jaapi Rehm. Del anamorfo: Cylindrosporum hiemalis (Higgins) Sacc., C. padi P. Karst.,
Septoria padi (Lib.) Thüm.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Discomycetes).
Descripción: Teleomorfo: Apotecios erumpentes, de color marrón o negro y carnosos
que permanecen inmersos o deprimidos después de la ruptura de los tejidos del huésped
que los cubren. Ascosporas filiformes, cilíndricas o en forma de lágrima, de tamaño variable, en principio aseptadas, para llegar a formar 1-3 septos en la madurez. Anamorfo:
Acérvulos circulares de hasta 200 μm de diámetro. Conidióforos hialinos, septados y ramificados desde la base. Conidias hialinas, aseptadas, de pared fina, cilíndricas, ligeramente estrechadas en la base truncada, de 7,5-9,5 x 1,5 μm.
Huéspedes: Albaricoquero, ciruelo, cerezo, guindo.
Sintomatología: Produce manchas moradas en las primeras hojas que aparecen en primavera. Puede llegar a necrosarse el área central de la lesión hasta desprenderse. Las lesiones del envés son pardas.
Referencias:
– Mateo-Sagasta, E. (1973). Estudio de enfermedades criptogámicas y alteraciones de
causa no parasitaria en los cerezos del Valle del Jerte. Catalogo de parásitos. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias. Protección Vegetal 3: 11-48.
– Mateo-Sagasta, E. (2000). Mancha foliar del cerezo (Blumeriella jaapi). En “Montesinos et al. (edit.) Enfermedades de los frutales de pepita y de hueso: 68-69“. SEFMundi-Prensa. 147 pp.
– Santiago Merino, R. (2002). Blumeriella jaapi (Rehm) v. Arx. Perdigonada. Fichas de
diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 172.
MAPA.
369
Botryosphaeria dothidea (Moug: Fr.) Ces & De Not
[Anamorfo: Fusicoccum aesculi Corda]
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Teleomorfo: En el tejido vegetal, ascoma inicialmente sumergido, separado o agrupado en un estroma complejo multilocular, que se vuelve erumpente y se abre
a través de ostiolos bien desarrollados, con lóbulos individuales de 180-250 μm de diámetro. Ascas bitunicadas, aclavadas, de 84-176 x 16-24 μm. Ascosporas elipsoides a fusiformes, más anchas en su parte superior, hialinas, lisas, de pared delgada, unicelulares,
de 18-25 x 7,5-12 μm. Anamorfo: Picnidios negros, de 1-4 mm, multiloculares. Conidias
hialinas, unicelulares, de pared delgada de 17-25 x 5-7 μm, algo estrechadas en los extremos.
Huéspedes: Vid (Vitis vinifera).
Sintomatología: Retrasos en la brotación, entrenudos cortos, escaso desarrollo de los
brotes y clorosis foliar. En la madera se observan necrosis sectoriales, tanto en zonas internas en el patrón o las ramas de la variedad como también en la zona de injerto.
Referencias:
– Armengol, J., Vicent, A., Torné, L., García Figueres, F., García Jiménez, J. (2001). Hongos asociados a decaimientos y afecciones de madera en vid en diversas zonas españolas. Boletín de Sanidad Vegetal, Plagas 27: 137-153.
– Martos; Luque, J. (2004). Identificación y caracterización de aislados del género Botryosphaeria en Vitis. Actas XII Congreso de la Sociedad Española de Fitopatología:
156. Lloret de Mar. Girona.
– Phillips, A.J.L. (2002). Botryosphaeria species associated with diseases of grapevines
in Portugal. Phytopathologia Mediterranea 41: 3-18.
370
Botryosphaeria obtusa (Schwein.) Shoemaker
[Anamorfo: Sphaeropsis malorum Peck]
Sinónimos: Del teleomorfo: Physalospora obtusa (Schwein.) Cooke, Sphaeria obtusa
Schwein. y 20 más. Del anamorfo: Phoma obtusa Fuckel, Diplodia griffonii Sacc & Traverso, D. juglandicola (Schwein.) Curr.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Teleomorfo: Ascostroma generalmente embebido en el tejido cortical, de
más de 3 mm de anchura. Ascas bitunicadas aclavadas, de 90-120 x 17-23 μm. Ascosporas
hialinas unicelulares, a veces con un tabique de 25-33 x 7-12 μm, fusiformes, con más
grosor en su zona media. Anamorfo: Picnidios globosos, estromáticos de más de 500 μm
de diámetro, con ostiolo papilado. Conidias de color marrón, ovoides, de 20-26 x 9-12 μm
y con pared rugosa.
Huéspedes: Vid (Vitis vinifera).
Sintomatología: Retrasos en la brotación, entrenudos cortos, escaso desarrollo de los
brotes y clorosis foliar. En la madera se observan necrosis sectoriales, tanto en zonas internas en el patrón o las ramas de la variedad como también en la zona de injerto. Este
hongo se ha asociado a síntomas de yesca en la madera de la vid (podredumbre esponjosa, necrosis internervial de hojas, apoplejías).
Referencias:
– Armengol, J., Vicent, A., Torné, L., García Figueres, F., García Jiménez, J. (2001). Hongos asociados a decaimientos y afecciones de madera en vid en diversas zonas españolas. Boletín de Sanidad Vegetal Plagas 27: 137-153.
– Martos; Luque, J. (2004). Identificación y caracterización de aislados del género Botryosphaeria en Vitis. Actas XII Congreso de la Sociedad Española de Fitopatología:
156. Lloret de Mar. Girona.
– Phillips, A.J.L. (2002). Botryosphaeria species associated with diseases of grapevines
in Portugal. Phytopathologia Mediterranea 41: 3-18.
– Punithalingam, E., Waller, J. M. (1973). Botryosphaeria obtusa. CMI Descriptions of
Pathogenic Fungi and Bacteria Nº 394.
371
Botryosphaeria ribis Gross. & Duggar Seaver
[Anamorfo: Fusicoccum ribis Slippers, Crous & M. J. Wingf.]
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Teleomorfo: Ascoma ascostromático, negro, multilocular, ostiolado, con
cuello corto, agregado y erumpente sobre los tejidos del hospedante. Pared del ascoma
gruesa, pseudoparenquimatosa, con las células exteriores de paredes gruesas y marrón oscuras y las interiores más pequeñas e hialinas y con paredes finas. Acas bitunicadas, aclavadas, de 100-110 x 16-20 μm. Ascosporas hialinas, unicelulares, ovoides, de 17-23 x
7-10 μm. Anamorfo: Conidioma picnidial. Conidias fusiformes a elipsoides, unicelulares, hialinas, raramente de color marrón claro en su madurez y con 1-2 tabiques, con
ápice obtuso y base aplanada, de 15-24 x 5-7 μm.
Huéspedes: Numerosas especies leñosas, entre ellas la jara pringosa (Cistus ladanifer).
Sintomatología: Desecación y muerte de ramas, que ocasionalmente desencadenan la
muerte de la planta completa. La presencia de chancros de debilidad va siempre asociada
a la enfermedad.
Referencias:
– Gutiérrez, J., Sánchez, M.E., Trapero, A. (2000). El chancro de Cistus ladanifer causado por Botryosphaeria ribis. X Congreso de la Sociedad Española de Fitopatología. Programa y Resúmenes: 203. Valencia.
– Punithalingam, E., Holliday, P. (1973). Botryosphaeria ribis. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria Nº 395.
– Slippers, B., Crous, P. W., Denman, S., Coutinho, T. A., Wingfield, B. D., Wingfield,
M. J. (2004). Combined multiple gene genealogies and phenotypic characters differentiate several species previously identified as Botryosphaeria dothidea. Mycologia 96: 83-101.
372
Botryosphaeria stevensii Shoemaker
[Anamorfo: Diplodia mutila (Fr.) Mont.]
Sinónimos: Del teleomorfo: Sphaeria malorum Berk., S. mutila Fr. Del anamorfo: Botryodiplodia malorum (Berk.) Petr. & Syd., Camarosporium mutilum (Fr.) Sacc. & Traverso, D. quercina Westend., etc.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Teleomorfo: Ascostroma marrón y liso inmerso en el tejido del huésped.
Ascas en empalizada, con ocho ascosporas, acompañadas de parafisos. Ascosporas de
16-40 x 5-10 μm, hialinas, unicelulares, de forma fusoide y algo más anchas en su región
central. Anamorfo: Picnidios globosos, que se forman en tallos y frutos. Conidias de
27-31 x 12-3,5 μm, ovoides, de color pardo y pared rugosa.
Huéspedes: Quercus spp.
Sintomatología: Causa chancros, muerte progresiva del árbol y marchitez.
Referencias:
– Luque, J., Girbal, J. (1989). Dieback of cork oak (Quercus suber) in Catalonia (NE
Spain) caused by Botryosphaeria stevensii. European Journal of Plant Pahtology
19: 7-13.
– Luque, J., Parladé, J., Pera, J. (2001). El decaimiento del alcornoque en Cataluña: síntomas y hongos asociados. Invest. Agr.: Sist. Recur. For. 10: 271-287.
– Muñoz, M.C., Cobos, P., Martínez-Saavedra, G. (1992). La traqueomicosis de Diplodia sobre Quercus. Boletín de Sanidad Vegetal Plagas 18: 641-657.
373
Botryotinia draytonii (Buddin & Wakef.) Seaver
[Anamorfo: Botrytis gladiolorum Timm.]
Sinónimos: Del teleomorfo: Sclerotinia draytonii Buddin & Wakef.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Discomycetes).
Descripción: Anamorfo: Conidias unicelulares, de aproximadamente 15 x 10 μm. Sobre
los tejidos afectados también se suelen producir esclerocios negros, de 1-2 mm.
Huéspedes: Gladiolo.
Sintomatología: Sobre los bulbos aparecen focos de podredumbre parda que penetran
profundamente al interior, generalmente formando una especie de rayos. El tejido afectado es esponjoso y blando. Con frecuencia la podredumbre empieza en los alrededores
de la yema apical y penetra hacia abajo por la parte central del bulbo, con lo que se pudre
la base y no se forma ninguna raíz.
Referencias:
– García-Jiménez, J., Alfaro-García, A. (1985). Inspección fitosanitaria del bulbo de gladiolo: Estudio básico. Boletín del Servicio contra Plagas e Inspección Fitopatológica.
Fuera de serie Nº 3. 71 pp.
– Goidanich, G. (1964). Manuale di Patologia Vegetale. Vol. 2. Edizioni Agricole
Bologna. 1283 pp.
374
Botryotinia fuckeliana (de Bary) Whetzel
[Anamorfo: Botrytis cinerea Pers.]
Podredumbre gris
Sinónimos: Del teleomorfo: Sclerotinia fuckeliana (De Bary) Fuckel.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Discomycetes).
Descripción: Teleomorfo: Apotecios en forma de discos cóncavos y pardo amarillentos. Ascas cilíndricas. Ascosporas elipsoidales a fusiformes y uninucleadas. Anamorfo:
Conidióforos más o menos rectos, ramificados y pardos. Las ramas terminales producen conidias lisas, unicelulares, obovales o elipsoidales y hialinas a pardo claro, de
6-18 x 4-11 μm. Algunas cepas producen esclerocios, de forma variable y de más de
3 mm de diámetro.
Huéspedes: Muy polífago: hortícolas, frutales, fresa, ornamentales (flor cortada y plantas de maceta), vid, viveros de forestales, poscosecha de frutas y hortalizas.
Sintomatología: En vid, ataca principalmente al racimo, aunque puede presentarse en
cualquier parte verde. Puede destruir las inflorescencias antes de la floración o cubrir los
frutos con una esporulación conídica gris característica. En ocasiones produce necrosis
y muerte de las partes herbáceas. En el resto de especies, infecta a las plantas a partir de
heridas o tejidos colonizados. Causa muerte de plántulas en pre o post emergencia. Desarrolla lesiones pardas que se extienden por el tallo y las hojas. En flores produce manchados y marchiteces. En los frutos causa una podredumbre blanda que se extiende con
rapidez. También afecta a los productos hortícolas almacenados.
Referencias:
– Cal, A. de, Melgarejo, P. (1992). First report of Botrytis cinerea on kenaf (Hibiscus
cannabinus) in Spain. Plant Disease 76: 539.
– Ellis, M. B., Waller, J. M. (1974). Sclerotinia fuckeliana (conidial state: Botrytis
cinerea). CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria nº 431.
– Gómez-García, V. M., Montón-Romans, C. (1996). Botrytis cinerea Pers. Podredumbre gris “piel de rata”. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos
de los vegetales. Ficha 25. MAPA. Madrid.
– López-Herrera, C.J., Mateo-Sagasta, E., Grana-Enciso, E. (1986). Susceptibilidad de
plantas de pimiento (Capsicum annuum L.) y berenjena (Solanum melongena L.) a
375
la infeccion por Botrytis cinerea, en invernadero. Phytopathologia Mediterranea 25:
135-139.
– López-Herrera, C.J., Mateo-Sagasta, E. (1994). Podredumbre gris. Botrytis cinerea. En
“Díaz Ruiz, J. R. y García-Jiménez, J. (edit.). Enfermedades de las cucurbitáceas en
España”: 59-62. Monografías de la SEF nº 1. 155 pp.
– Palazón-Español, I.J., Palazón-Español, C.F. (1979). Estudio sobre la resistencia a los
benzimidazoles de cepas autóctonas de Botrytis cinerea Pers. Anales del Instituto
Nacional de Investigaciones Agrarias. Protección Vegetal 10: 11-17.
– Pérez-Marín, J.L. (1982). La lutte chimique contre la pourriture grise de la vigne dans
La Rioja (Espagne). Bulletin OEPP 12: 81-85.
– Pérez-Marín, J. L. (2004). Podredumbre gris (Botrytis cinerea Pers.). En “Los parásitos de la vid. Estrategias de protección razonada”. 5ª edición: 202-206. MAPAMundi-Prensa.
– Raposo, R., Delcan, J., Gómez, V., Melgarejo, P. (1996). Distribution and fitness of
isolates of Botrytis cinerea with multiple fungicide resistance in Spanish greenhouses. Plant Pathology 45: 497-505.
– Ruiz Castro, A. (1950). La lucha contra las enfermedades del viñedo en España. Boletín
Patología Vegetal y Entomología Agrícola 18: 243-280.
376
Botrytis allii Munn.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión
Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Forma esclerocios agregados de 1-5 μm de diámetro. Los conidióforos son
pequeños (< 1mm) y compactos y forman masas densas sobre hojas y bulbos. Sobre cada
uno de ellos se produce una cabeza de fiálidas ramificadas con conidias unicelulares, estrechas y elipsoidales de 5-10 x 3-8 μm.
Huéspedes: Ajo, cebolla, chalote, puerro.
Sintomatología: En bulbos almacenados durante más de dos meses, las partes superiores se hacen blandas a la presión. Bajo las hojas escamosas externas se ven esclerocios
negros en torno al cuello del bulbo. Se va extendiendo hacia abajo la infección, empardeciendo los tejidos afectados.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1966). Distribution of Botrytis allii
Munn. CMI Map 169, 2nd. Edition.
377
Botrytis elliptica (Berck.) Cooke
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión
Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Conidióforos largos, de 800-900 μm, ramificados en su extremo en dos
o tres ramas, con esterigmas en los que se insertan conidias globosas o piriformes de
25-30 x 15-20 μm. Sobre los tejidos afectados se forman pequeños esclerocios de
1-1,5 mm.
Huéspedes: Plantas liliáceas, principalmente Lilium.
Sintomatología: Sobre tallos, hojas y capullos produce manchas foliares de dos tipos:
unas son circulares o elípticas de tamaño variable (1-3 cm), de color marrón oscuro más
o menos rojizo y que pueden juntarse unas con otras hasta ocupar toda la superficie; el
otro tipo de manchas tiene un aspecto blanquecino, también de forma circular o elíptica
pero mucho menores, generalmente de menos de 0,5 cm de diámetro, en las que se aprecia una clara depresión de los tejidos y que no suelen crecer en tamaño.
Referencias:
– Collar Urquijo, J. (1996). Botrytis elliptica (Berck.) Cke. Mancha foliar. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 26. MAPA.
Madrid.
378
Botrytis fabae Sardiña
Geña de las habas
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión
Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Forma conidióforos pequeños (< 1mm) y compactos, que no se suelen encontrar en campo. Las conidias son unicelulares, estrechas y elipsoidales. Su tamaño es
mayor que el de otras especies de Botrytis: 14-29 x 11-20 μm. Se distingue también de
otras especies de Botrytis por su limitada gama de huéspedes y por su patogenicidad sobre
Vicia.
Huéspedes: Haba, veza.
Sintomatología: Ataca todas las partes aéreas de las plantas. Con baja humedad, crea
manchas circulares de color pardo oscuro o gris, de varios mm. Con humedad se extiende
rápidamente intra e intercelularmente. Produce entonces enzimas pectolíticas y fitotoxinas. Las lesiones antes grises ennegrecen, se agrandan y destruyen el tejido afectado. En
condiciones de alternancia humedad-sequedad, se forman anillos concéntricos, según el
tipo de lesión que se forma.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1995). Distribution of Botrytis fabae
Sardiña. CMI Map 162, 5th. Edition.
– Sardiña, J.R. (1929). Una nueva especie de Botrytis que ataca a las habas. Boletín Sociedad Española de Historia Natural 15: 291-295.
– Sardiña, J.R. (1931). Dos nuevas enfermedades de las habas. Boletín Patología Vegetal y Entomología Agrícola 19-22: 59-80.
379
Bremia lactucae Regel
Mildiu
Sinónimos: Botrytis gangliformis Berk., Bremia centaureae Syd., B. gangliformis (Berk.)
C. G. Shaw, Peronospora gangliformis Tul., P. gangliformis (Berk.) de Bary.
Taxonomía: Reino Chromista, Filo Oomycota (División Eumycota, Subdivisión
Mastigomycotina, Clase Oomycetes).
Descripción: Esporangióforos rígidos e hialinos, ramificados dicotómicamente. Los
puntos de ramificación están dilatados en forma de cono invertido. Esporangios de
12-31 x 11-27,5 μm, esféricos a ovoides e hialinos, con una papila. Oosporas de
20-31 μm de diámetro, esféricas, de superficie lisa e hialinas, aunque los restos del oogonio le den color amarillo parduzco.
Huéspedes: Más de 230 especies de compuestas, entre las que destacan como plantas
cultivadas, lechuga, alcachofa, endivia y escarola.
Sintomatología: Causa síntomas de mildiu en las hojas de forma localizada. Comienza
produciendo una decoloración en el área afectada y posteriormente se produce la esporulación blanca en el envés. Con el tiempo, las hojas adquieren una tonalidad parda y
pueden llegar a secarse.
Referencias:
– Cambra, M., Bernal, I. (1996). Bremia lactucae Regel. Mildiu. Fichas de diagnóstico
en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 27. MAPA. Madrid.
– Commonwealth Mycological Institute. (CMI). (1960). Distribution of Bremia lactucae
Regel. CMI Map 86, 3rd. Edition.
– García-Morató, M. (1995). Plagas, enfermedades y fisiopatías del cultivo de la lechuga
en la Comunidad Valenciana. Generalitat Valenciana. Consellería de Agricultura,
Pesca y Alimentación. 185 pp.
– Losa España, D.M. (1942). Aportación al estudio de la flora micológica española.
Anales del Jardín Botánico de Madrid 2: 87-142.
– Morgan, W. M. (1981). Bremia lactucae. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and
Bacteria nº 682.
380
Cenangium ferruginosum Fr.
Sinónimos: Cenangium abietis (Pers.) Rehm, Peziza abietis Pers.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Discomycetes).
Descripción: Apotecios numerosos, que se abren presentando un aspecto central cremoso y descargan las ascosporas durante los periodos húmedos. Las ascosporas son hialinas, unicelulares, fusiformes a elipsoides y lisas. Tras la esporulación, los apotecios
lentamente se vuelven negros y quebradizos.
Huéspedes: Todas las especies de pinos.
Sintomatología: Los síntomas son poco específicos o difíciles de delimitar, ya que suele
actuar como patógeno oportunista e instalarse en ramas que están en malas condiciones.
Aun así, la aparición de costras negras y rugosas en la corteza, las acículas uniformemente pardas y la escasa producción de resina en los tejidos infectados son síntomas bastante representativos de este hongo. Acaba por destruir los tejidos corticales y el cambium
de ramas debilitadas por otras plagas o patógenos, o que padecen dominancia o senescencia. También provoca muerte de ramillos por la formación de chancros anillantes.
Referencias:
– Hanlin, R. T. (1998). Illustrated genera of Ascomycetes. Vol 2. APS Press. St Paul, Minnesota, USA. 258 pp.
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi–Prensa, Madrid, 576 pp.
381
Ceratocystis paradoxa [Anamorfo: Thielaviopsis paradoxa
(De Seynes) Höhnel]
Sinónimos: Del teleomorfo: Ceratostomella paradoxa Dade, Ophiostoma paradoxum
(Dade) Nannf., etc. Del anamorfo: Chalara paradoxa (De Seynes) Sacc., Endoconidiophora paradoxa (De Seynes) R. W. Davidson, etc.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: Peritecios sumergidos parcial o totalmente, de color marrón
claro, globosos, de 190-350 µm de diámetro, con cuello muy largo, de más de 1400 µm
de longitud, de color negro y marrón pálido hacia su extremo. Ascosporas elipsoidales,
hialinas, unicelulares, lisas, de 7-10 x 2,5-4 µm. Anamorfo: Conidióforos largos, de hasta
200 µm de longitud, septados, fialídicos, estrechándose hacia su ápice. Conidias cilíndricas, algo ovales en su madurez, de pared lisa, de 6-24 x 2-5,5 µm. Clamidosporas terminales en cadenas, de pared gruesa, de color marrón, de 10-25 x 7,5-20 µm.
Huéspedes: Piña tropical (Ananas comosus L.).
Sintomatología: Podredumbres laterales y basales que llegan a destruir el fruto, síntomas
que se manifiestan especialmente durante el transporte. Se trata de un patógeno "de
herida" poco dependiente del grado de madurez.
Referencias:
– Hernández, J., Gallo, L. (1984). Thielaviopsis paradoxa (De Seyn.) Hoehn, en piña
tropical (Ananas comosus L.) en la isla de Hierro. Comunicaciones del III Congreso
Nacional de Fitopatología: 51-56. Puerto de la Cruz, Tenerife.
– Morgan-Jones, G. (1967). Ceratocystis paradoxa. CMI Descriptions of Pathogenic
Fungi and Bacteria nº 143.
382
Cercospora beticola Sacc.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión
Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Forma manchas de color grisáceo con un borde rojizo o púrpura sobre las
hojas. Los conidióforos, sin ramificar y de color pardo oscuro, llevan conidias solitarias,
hialinas, obclavadas o fusiformes, con 6-10 septos que miden 40-160 x 3,5-4,5 μm.
Huéspedes: Patata, remolacha.
Sintomatología: El primer síntoma es la aparición de un punteado rojizo que se desarrolla en manchas redondas y algo deprimidas con un halo pardo o rojizo. Cuando hay
humedad suficiente, se producen conidióforos casi negros, con las conidias formando un
fieltro gris irregular. Causa decaimiento de la planta.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1969). Distribution of Cercospora beticola Sacc. CMI Map 96, 4th. Edition.
– Del Cañizo, J. (1942). Pulverización en cultivos de patata. Datos prácticos. Boletín Patología Vegetal y Entomología Agrícola 11: 359-374.
– Domínguez García-Tejero, F. (1951). Distribución en España de las plagas y enfermedades de la remolacha. Boletín Patología Vegetal y Entomología Agrícola 18:
181-204.
– Laboratorio de Criptogamia. (1941). Informe del trabajo llevado a cabo por la Estación
de Fitopatología de La Coruña durante 1939-40. Publicación Estación Fitopatología
Agrícola de La Coruña 14: 35 pp.
– Rossi, V., Racca, P., Giosue, S. (1995). Geophytopathological analysis of Cercospora
leaf spot on sugarbeet in the Mediterranean area. Phytopathologia Mediterranea 34:
69-82.
383
Cercospora fabae Fautr.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión
Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Los conidióforos son de color marrón a oliváceo, rectos o flexuosos y no
ramificados. Las conidias son hialinas o de color pálido, pluriseptadas, obclavadas y de
pared lisa y miden 50-180 x 2,5-3,5 μm.
Huéspedes: Haba.
Sintomatología: En las hojas del huésped forma manchas pardo rojizas y grises en el
centro. Las lesiones son delimitadas y rara vez producen daños relevantes.
Referencias:
– Laboratorio de Criptogamia. (1947). Informe del trabajo llevado a cabo por la Estación
de Fitopatología de La Coruña durante 1947. Publicación Estación Fitopatológica
Agrícola de La Coruña 39: 29-62.
384
Chalara elegans Nag Raj & Kendr.
Sinónimos: Thielaviopsis basicola (Berk. & Broome) Ferraris; Torula basicola Berk. &
Broome.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión
Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Produce dos tipos de esporas: fialoconidias en cadenas, de color hialino o
pardo claro, pared delgada y forma cilíndrica, de 6 x 4 μm de tamaño y clamidosporas,
compuestas por 1-3 células basales de pared delgada subyacentes a una cadena de 1-8
células pardas o negras de 14-16 μm de longitud. Algunos aislados producen clamidosporas gigantes con muchas células basales.
Huéspedes: Algodón, berenjena, cucurbitáceas, leguminosas, tabaco, tomate, ornamentales.
Sintomatología: Causa la podredumbre negra de la raíz, retrasando el crecimiento y causando el amarilleo de las hojas.
Referencias:
– Melero-Vara, J.M., Jiménez-Díaz, R.M. (1990). Etiology, incidence, and distribution of
cotton seedling damping-off in southern Spain. Plant Disease 74: 597-600.
– Tello, J.C., Lacasa, A., Molina, R. (1985). Nota fitopatológica sobre el complejo parasitario del pie de la judía en la costa de Granada. ITEA Producción Vegetal 61:
57-69.
385
Chondrostereum purpureum (Pers.: Fr.) Pouzar
Mal del plomo
Sinónimos: Stereum purpureum Pers.: Fr., Stereum rugosiusculum Berk. & M. A. Curtis, Telephora purpurea Fr.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Hymenomycetes).
Descripción: Produce carpóforos bien diferenciados de varios centímetros, de color variable desde el gris al marrón, al principio aplastados sobre la corteza del huésped y posteriormente con un margen libre; la superficie superior es blanca pilosa y la inferior tiene
un himenio liso, de color lila pálido a pardo pálido. Las basidiosporas son hialinas, ovales
y apiculadas en un extremo, de 6-8 x 3-4 μm.
Huéspedes: Frutales en general, especialmente de hueso.
Sintomatología: El síntoma característico es el brillo metálico de las hojas, que toman
una coloración gris plateada y se curvan ligeramente, pudiendo llegar a necrosarse. En las
plantas gravemente afectadas el follaje se desarrolla poco y es clorótico. Las secciones
de troncos y ramas afectadas muestran un oscurecimiento del tejido leñoso. Otro síntoma
característico es la aparición de basidiocarpos sobre las partes muertas de los árboles;
son típicamente de unos 2,5 cm y suelen aparecer en rodales. A menudo los síntomas se
distribuyen muy irregularmente en el árbol y dentro de las plantaciones.
Referencias:
– CABI (1991). Chondrostereum purpureum (Pers. : Fr.) Pouzar. Distribution Maps of
Plant Diseases. Map nº 30.
– Melgarejo, P. (2000). Mal del plomo (Chondrostereum purpureum). En “Montesinos,
E. et al. (edit.). Enfermedades de los frutales de pepita y de hueso: 74-75”. Sociedad Española de Fitopatología-Ediciones Mundi-Prensa. Madrid.
– Montón Románs, C. (1996). Chondrostereum purpureum (Pers.) Pouzar. Mal de plomo.
Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha
29. MAPA. Madrid.
386
Ciborinia camelliae Kohn
Sinónimos: Sclerotinia camelliae Hara; Sclerotinia camelliae Hansen & Thomas.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Discomycetes).
Descripción: Esclerocios negros, discoides simples o agregados, que pueden llegar a medir
hasta 12 x 10 x 2 mm. Apotecios con estipe de longitud variable (2-100 x 1-2 mm) y un receptáculo de 5-18 mm de diámetro de color beige canela, cupulado al principio y llegando
a ser plano convexo con posterioridad. Ascas unitunicadas con múltiples parafisos filiformes, con ocho ascosporas hialinas, unicelulares, aovadas, bi- o multigutuladas, de dimensiones 7,5-12,5 x 4-5 µm.
Huéspedes: Todos los cultivares e híbridos de Camellia japonica, C. sasanqua y C.
reticulata.
Sintomatología: El hongo afecta exclusivamente a las flores de camelia. En los pétalos
inicialmente se observa necrosis de los nervios y pequeñas manchas de color oxidado
que pueden llegar a cubrirlos totalmente, tornándose de color marrón y adquiriendo consistencia húmeda. La flor puede secarse y mantenerse sobre la planta o caer al suelo sin
disgregarse.
Referencias:
– Mansilla, J.P., Abelleira, A., Pintos, C., Salinero, M.C. (2002). Ciborinia camelliae
Kohn. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales.
Ficha 174. MAPA. Madrid.
387
Cladosporium cladosporioides (Fres.) de Vries
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión
Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Las colonias aterciopeladas y de color verde oliva o marrón oliváceo están
formadas por conidióforos claramente diferenciados, con forma cilíndrica aunque tortuosa en los extremos, de color marrón pálido a oliváceo, que llevan conidias en cadenas
cortas, de color oscuro, elipsoidales o con forma de limón, estructura uni o bicelular, de
color marrón oliváceo pálido, pared lisa y que miden 3-11 x 2-5 μm.
Huéspedes: Girasol, maíz, productos almacenados, sorgo.
Sintomatología: Produce la podredumbre de las semillas almacenadas. No es un
patógeno de gran virulencia.
Referencias
– Mediavilla Molina, A., Angulo Romero, J., Rodero Franganillo, J.M., Domínguez
Vilches, E., Galán Soldevilla, C., García Pantaleón, F.I. (1996). Fungal contamination of potential medical interest in Spanish grain stores. Journal of Investigational
Allergology and Clinical Immunology 6: 196-201.
388
Cladosporium variabile (Cooke) De Vries
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión
Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Las colonias aterciopeladas de color negro oliváceo, algunas veces con
pigmentos rojo púrpura, están formadas por conidióforos claramente diferenciados, rectos o flexuosos, de forma cilíndrica aunque tortuosa en los extremos, de color marrón pálido,
que llevan conidias en cadenas cortas, de forma oblonga, color marrón pálido a oliváceo,
con 0-3 septos, densamente verrucosas y miden 5-30 x 3-13 μm.
Huéspedes: Espinaca.
Sintomatología: Causa lesiones en las hojas de espinaca. Éstas se producen muy frecuentemente, pero carecen de importancia.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1996). Distribution of Cladosporium
variabile (Cooke) De Vries. CMI Map 694, 1st Edition.
389
Claviceps purpurea (Fr.) Tul.
[Anamorfo: Sphacelia segetum Lév.]
Cornezuelo
Sinónimos: Del teleomorfo: Cordyceps purpurea (Fr.) Berk., Sphaeria purpurea Fr. Del
anamorfo: Sclerotium clavus DC.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: Peritecios ovales u oblongos con ascas hialinas y cilíndricas
que llevan ocho ascosporas filiformes y flexuosas de 82-117 μm de longitud. Anamorfo:
Acérvulos con conidióforos cortos y compactos que llevan conidias hialinas, ovales, elípticas u oblongas, con dos núcleos en el extremo, que miden 2,5-10 x 2,2-5,2 μm. Forma
esclerocios oscuros con forma de cuerno sobre la flor del huésped.
Huéspedes: Arroz, avena, cebada, centeno, trigo.
Sintomatología: Coloniza el ovario del huésped, sobre el que exuda un jugo azucarado,
medio ideal para el desarrollo del anamorfo Sphacelia segetum. Los cornezuelos que se
forman actúan como sumidero metabólico, impidiendo el desarrollo del grano adyacente. Los daños directos son pequeños, pero los efectos sobre animales que se alimenten
con harinas contaminadas pueden ser funestos.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1966). Distribution of Claviceps purpurea (Fr) Tul. CMI Map 10, 3rd. Edition.
– Dillon Weston, WAR, Taylor, R.E. (1942). Observation on ergots in cereal crops. Journal of Agricultural Science 32: 457-664.
390
Cochliobolus cynodontis R. R. Nelson [Anamorfo: Drechslera
cynodontis (Marignoni) Subram. & B. L. Jain]
Sinónimos: Del anamorfo: Bipolaris cynodontis (Marignoni) Shoemaker, Helminthosporium cynodontis Marignoni.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Anamorfo: Conidióforos solitarios o, con frecuencia, en grupos de 2 ó 3,
flexuosos, con escasa frecuencia geniculados, de color marrón oliváceo-claro y de tamaño
82-123 x 2,8-6 µm. Conidias de color marrón-claro u oliváceo-claro, de 30,7-80 x
8,2-16,4 µm, curvadas, generalmente fusoides, presentando su mayor anchura en su mitad
basal y disminuyendo ésta gradualmente, hacia los extremos, con 4-10 pseudoseptos.
Huéspedes: Arroz.
Sintomatología: Síntomas muy variados, que afectan a un gran número de órganos. En
láminas foliares causa puntuaciones necróticas de color marrón y manchas necróticas redondeadas de 3-5 mm de diámetro o subelipsoidales de 3 x 2 mm, de centro marrón
claro o gris y borde marrón más oscuro. En raquis causa necrosis lineales de color marrón, de 1-2 x 0,5 mm y, en granos, lesiones de color marrón con centro más claro en
ocasiones, subrectangulares o irregulares y ocupando la superficie total o parcialmente.
Referencias:
– Marín-Sánchez, J.P., Jiménez-Díaz, R.M. (1981). Enfermedades del arroz en las marismas del Guadalquivir. Boletín de Sanidad Vegetal Plagas 7: 3-56.
391
Cochliobolus hawaiiensis Alcorn
[Anamorfo: Drechslera hawaiiensis M. B. Ellis]
Sinónimos: Del anamorfo: Bipolaris hawaiiensis (M. B. Ellis) Uchida & Aragaki,
Helminthosporium hawaiiense Bugnic.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes)
Descripción: Teleomorfo: Pseudotecios globosos, con cuello cilíndrico y largo, de 200450 µm. Ascas bitunicadas cilíndricas o cilíndrico-aclavadas de 125-205 x
10-18 µm. Ascosporas hialinas, filiformes, de 85-190 x 2,5-6 µm, con 4-15 tabiques,
con una envoltura hialina delgada y mucilaginosa. Anamorfo: Conidióforos solitarios
o agrupados en número de 3-5, flexuosos o geniculados, de color marrón u oliváceo; de
hasta 120 µm de longitud y 2-7 µm de anchura. Conidias marrones u oliváceo-claro,
rectas, elipsoidales o cilíndricas y de extremos redondeados, de 12-37 x 5-11 µm, con
2-7 pseudoseptos.
Huéspedes: Arroz.
Sintomatología: Puntuaciones necróticas o necrosis irregulares de bordes difusos y hasta
10 mm de longitud en láminas foliares.
Referencias:
– Marín-Sánchez, J. P., Jiménez-Díaz, R. M. (1981). Enfermedades del arroz en las marismas del Guadalquivir. Boletín de Sanidad Vegetal Plagas 7: 3-56.
– Sivanesan, A., Holliday, P. (1982). Cochliobolus hawaiiensis. CMI Descriptions of
Pathogenic Fungi and Bacteria Nº 728.
392
Cochliobolus miyabeanus (Ito & Kuribayasi) Drechsler ex
Dastur [Anamorfo: Bipolaris oryzae (Breda de Haan) Shoemaker]
Mancha negra, Helmintosporiosis
Sinónimos: del teleomorfo: Ophiobolus miyabeanus Ito & Kuribayashi in Ito; del
anamorfo: Drechslera oryzae (Breda de Haan) Subram. & Jain; Helminthosporium oryzae
Breda de Haan.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Teleomorfo: Ascoma unilocular formando un pseudotecio marrón oscuro a
negro, globoso, ostiolado. La pared del ascoma está compuesta de células pseudoparenquimáticas. El centrum contiene pseudoparafisos ramificados, filiformes y septados. Las
ascas son bitunicadas, cilindricas aclavadas, con 1 a 8 ascosporas filiformes, septadas e
hialinas. Anamorfo: Conidióforos rectos, raramente flexuosos, a veces geniculados, de
color marrón-amarillo-claro o amarillo claro, de hasta 600 µm de longitud y 4-8 µm de
grosor. Conidias de color marrón-amarillento claro o amarillo-claro, curvadas, fusiformes,
lisas, con hilo pequeño y ligeramente saliente, más anchas en la mitad basal que en los
extremos, hacia los cuales se estrecha, en particular hacia el extremo distal, con 6-14
pseudoseptos, de 65-153 x 14-22 µm.
Huéspedes: Arroz.
Sintomatología: Afecta a hojas, glumas y semillas. En hojas produce manchas
marrones ovaladas en sentido longitudinal. Las manchas jóvenes presentan una coloración
más clara y con bordes difusos, mientras que las más viejas tienen coloración oscura y
más intensa en los bordes. En las glumas produce manchas análogas a las de las hojas pero
de menor tamaño. En las semillas se aprecia una ligera depresión en la zona de la mancha y el grano acaba desecándose.
Referencias:
– CABI (1991). Cochliobolus miyabeanus. Distribution Maps of Plant Diseases nº 92.
– Ellis, M.B., Holliday, P. (1971). Cochliobolus miyabeanus (conidial state: Drechslera
oryzae). CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria nº 302.
– García Figueres, F. (1996). Bipolaris oryzae (Breda de Haan) Shoemaker. Mancha
negra. Helmintosporiosis. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 24. MAPA. Madrid.
– Marín-Sánchez, J.P., Jiménez-Díaz, R.M. (1981). Enfermedades del arroz en las marismas del Guadalquivir. Boletín de Sanidad Vegetal Plagas 7: 3-56.
393
Cochliobolus sativus (Ito & Kurib.) Drechsler ex Dastur
[Anamorfo: Drechslera sorokiniana (Sacc) Subr. & Jain]
Mal del pie
Sinónimos: Del teleomorfo: Ophiobolus sativus Ito & Kurib. Del anamorfo: Bipolaris
sorokiniana (Sacc.) Shoem., B. sorokinianum Sacc., B. sativum Pammel, B. acrothecioides Lindfors, B. californicum Mackie & Paxton.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Teleomorfo: Pseudotecios de color marrón oscuro a negro. Ascas cilíndricas,
con 1-8 ascosporas hialinas o ligeramente marrones, filiformes, con 6-13 septos, de 160-360
x 6-9 μm y a menudo rodeadas de una cubierta mucilaginosa. Anamorfo: Conidióforos
solitarios o en pequeños grupos, rectos o flexuosos, de color marrón pálido o algo oscuro,
con conidias fusiformes o elipsoidales, con 3-12 septos y 40-120 x 17-28 μm.
Huéspedes: Avena, cebada, centeno, trigo.
Sintomatología: Podredumbres en raíz y cuello, pudiendo llegar a causar la muerte de las
plántulas. El ataque se extiende hasta las hojas, donde forma lesiones pardas que se oscurecen con el tiempo.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute. (CMI). (1967). Distribution of Cochliobolus
sativus (Ito & Kurib.) Drechsl. CMI Map 322, 2nd. Edition.
– Marín, J.P. (1985). Micosis del trigo en Andalucía Occidental. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias, Agrícola 7: 382-386.
– Marín, J.P. (1986). Hongos asociados con el Mal del Pie del trigo en Andalucía Occidental. Investigación Agraria, Producción y Protección Vegetales 1: 409-431.
– Marín, J.P., Segarra, J., Almacellas, J. (1992). Enfermedades de los cereales en Cataluña
en 1988-90. Investigación Agraria, Producción y Protección Vegetales 7: 261-275.
– Segarra, J., Marín, J.P., Almacellas, J. (1993). Micosis de la cebada en Cataluña durante el periodo 1988-90. Investigación Agraria, Producción y Protección Vegetales
8: 457-467.
– Sivanesan, A., Holliday, P. (1981). Cochliobolus sativus. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria nº 701.
394
Cochliobolus spicifer Nelson [Anamorfo: Drechslera spicifera
(Bainier) von Arx]
Sinónimos: Del teleomorfo: Pseudocochliobolus spicifer (Nelson) Tsuda. Del anamorfo:
Brachycladium spiciferum Bainier, Curvularia spicifera (Bainier) Boedijn,
Helminthosporium spiciferum (Bainier) Nicot y 7 más.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Teleomorfo: Pseudotecios elipsoidales, globosos, negros. Ascas cilíndricas
a aclavadas, rectas o ligeramente curvadas, bitunicadas, de 130-260 x 12-20 μm. Ascosporas filiformes, de 135-240 x 3,5-7 μm, hialinas, con 6-16 tabiques, enrolladas en
forma de espiral en el interior de las ascas. Anamorfo: Conidióforos simples o en pequeños grupos, flexuosos, fuertemente geniculados, de 300 μm o más de longitud y
4-9 μm de grosor. Conidias rectas, oblongas o cilíndricas, de 20-40 x 9-14 μm, redondeadas en los extremos, de color marrón dorado en su madurez, excepto en una pequeña zona por encima de la cicatriz oscura, lisas, con tres pseudoseptos.
Huéspedes: Trigo.
Sintomatología: Manchas foliares.
Referencias:
– Marín Sánchez, J.P., Jiménez Díaz, R. (1983). Especies de hongos fitopatógenos de
trigo en Andalucía occidental: distribución e importancia. Jornadas sobre Patología
Vegetal. Resúmenes de las Comunicaciones presentadas a la IV, V y VI Reuniones
Anuales del Grupo Especializado de Fitopatología Microbiana de la Sociedad Española de Microbiología: 131-132. Monografías INIA nº 48.
– Sivanesan, A., Holliday, P. (1976). Cochliobolus spicifer. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria Nº 702.
395
Coleosporium tussilaginis (Pers.) Lév
Roya del pino
Sinónimos: C. campanulae Lév ex J. Kickx fil.; C. occidentale Arth.; C. senecionis J.
Kickx fil.; C. sonchi (F. Strauss) Tul.; C. sonchi-arvensis Lév. in Berk., nom. illeg.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Urediniomycetes).
Descripción: Sobre las acículas de pino forma espermogonios poco aparentes y, sobre
todo, ecidios en forma de vesículas blanquecinas que acaban rompiendo la epidermis de
la acícula. En su madurez los ecidios tienen 2-3 mm de altura y se encuentran repletos de
ecidiosporas de color anaranjado.
Huéspedes: Pinus sylvestris y P. halepensis (fases espermogonial y ecidial); compuestas
(fases uredinal y telial).
Sintomatología: Las primeras manifestaciones son muy poco específicas, observándose
sobre las acículas pequeñas áreas de aproximadamente medio milímetro y de tonalidad
rojiza o violácea, provocadas por la colonización del micelio primario surgido de la germinación de las basidiosporas. Los espermogonios o picnios también son poco aparentes,
caracterizándose por la producción de una gotita de resina. El síntoma más característico
es la producción de ecidios, que aparecen primero como vesículas blanquecinas que
rompen la epidermis de la acícula cuando está todavía verde y que, en su madurez, toman
un color anaranjado debido a la presencia de masas de ecidiosporas.
Referencias:
– Cummings, G. B. and Hiratsuka, Y. (1991). Illustrated genera of rust fungi. APS Press.
– Montón Románs, C. (1996). Coleosporium tussilaginis (Pers.) Lév. Roya del pino.
Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha
30. MAPA. Madrid.
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi-Prensa.
396
Colletotrichum acutatum J. H. Simmonds
Antracnosis del fresón y arándano, “aceitunas jabonosas”
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión
Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: Colonias densas con micelio aéreo blanco, que se va volviendo gris rosado
con la edad. Las conidias en masas tienen color rosa salmón. Sin esclerocios, pero con
setas en la planta huésped. Conidias aseptadas, hialinas, cilíndricas, fusiformes, ocasionalmente constreñidas en el centro, de 12,8 x 4,2 μm.
Huéspedes: En España se ha descrito afectando a fresón, arándano (Vaccinium corymbosum) y olivo.
Sintomatología: En fresón provoca una podredumbre de color pardo-rojizo en cuello. La
sección longitudinal de la raíz muestra una coloración negruzca del córtex. Los síntomas
también incluyen marchitez de las flores debido a la infección de las mismas y podredumbre de las infrutescencias verdes y en proceso de maduración. En las infrutescencias las lesiones redondas aparecen cubiertas por masas de esporas de color salmón. En hojas, las
lesiones son redondas, de 5 a 10 mm de diámetro, de color marrón claro con bordes rojizopúrpura.
En arándano los primeros síntomas se observan al final de la primavera, apareciendo lesiones circulares, necróticas, de color rojo a salmón y de 3 a 20 mm de diámetro. Posteriormente las lesiones se tornan de color salmón con un halo rojo brillante en el centro.
En olivo produce las llamadas “aceitunas jabonosas”, que antes se asociaban a Gloeosporium olivarum (=Colletotrichum gloeosporioides): la infección comienza por una mancha
oscura deprimida que se extiende totalmente hasta ocupar la práctica totalidad de la
aceituna, momificándola. En condiciones de altas humedades aparecen sobre las lesiones
unas masas mucosas de tonalidad rosada que se van oscureciendo progresivamente.
Referencias:
– Barrau, C, de los Santos, B., Romero, F. (2001). First report of Colletotrichum acutatum in blueberry plants in Spain. Plant Disease 85: 1285.
– De los Santos, B., Romero, F. (1999). Occurrence of Colletotrichum acutatum,
causal organism of strawberry anthracnose in southwestwestern Spain. Plant Disease 83: 301.
– Martín, M.P., García-Figueres, F. (1999). Colletotrichum acutatum and C. gloeosporioides
cause anthracnose on olives. European Journal of Plant Pathology 105: 733-741.
397
Colletotrichum coccodes (Wallr.) Hughes
Sinónimos: Colletotrichum atramentarium (Berk. & Broome) Tauben., Gloeosporium
amygdalinum Brizi
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión
Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: Forma acérvulos redondeados o alargados de 300 μm de diámetro, que contienen conidias cilíndricas, largas y rectas, con extremos atenuados, hialinas y aseptadas,
que miden 16-24 x 2,5-4,5 μm. Forma esclerocios frecuentemente, que pueden tener
setas. Se transmite por tubérculos y semillas.
Huéspedes: Berenjena, patata, tomate, almendro.
Sintomatología: Causa el punteado negro de tomate y patata, así como la podredumbre
de la raíz. La infección afecta fundamentalmente a las raíces, pudiendo extenderse a las
partes aéreas que estén en contacto con el suelo. En almendro, las ramas son atacadas
cuando son aún herbáceas y se secan rápidamente. Los frutos presentan lesiones de color
marrón y algo deprimidas en el centro. Las hojas presentan lesiones marrones que acaban por perforar el limbo
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1967). Distribution of Colletotriccum
coccodes (Wallr.) Hughes. CMI Map 190, 2nd. Edition.
– Palazón-Español, I.J., Palazón-Español, C.F. (1979). Estudios sobre Gloeosporium
amygdalinum Brizi en los almendros españoles. Anales del Instituto Nacional de
Investigaciones Agrarias. Protección Vegetal 11: 29-43.
– Unamuno, L.M. (1933). Enumeración y distribución geográfica de los Esferopsidales
conocidos en la Península Ibérica y las Islas Baleares. Memoria de la Academia de
Ciencias de Madrid 4: 458.
398
Colletotrichum crassipes (Speg.) v. Arx
Antracnosis
Sinónimos: Gloeosporium crassipes Speg., C. guajaci Syd., C. eranthemi Vasant
Rao, etc.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión
Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: Conidias unicelulares, de elipsoidales a cilíndricas, con extremos redondeados, con una zona más oscura en el centro y más brillante en ambos extremos. En
observaciones directas de las plantas, tienen unas medidas aproximadas de 20-25 x 5 μm,
mientras que en medio de cultivo agar patata dextrosa son algo más cortas (15 x 5 μm).
En medio agar de maíz y malta se observan los apresorios, de color más oscuro y formas
irregulares, con el margen lobulado.
Huéspedes: Afecta a un gran número de especies de orquidáceas y otras ornamentales,
así como a cultivos de vid, tomate, melocotonero, caña de azúcar, etc.
Sintomatología: Las hojas empiezan a amarillear y secarse, sobre todo las puntas de las
hojas exteriores y más viejas. A veces, antes de caer las hojas afectadas, aparecen pequeños puntos negros sobre la superficie foliar, con frecuencia agrupados en formaciones
más o menos circulares, que terminan por extenderse a la mayor parte de la hoja.
Referencias:
– Jiménez Jiménez, J. (2002). Colletotrichum crassipes (Speg.) v. Arx. Antracnosis.
Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha
175. MAPA. Madrid.
– Sutton, B.C. (1980). The Coelomycetes. Fungi imperfecti with picnidia, acervuli and
stroma. Ed. Commonwealth Mycological Institute. pp. 524-537.
399
Colletotrichum dematium (Pers.) Grove
Antracnosis
Sinónimos: Más de 80 sinónimos.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión
Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: No existe unanimidad sobre el estatus taxonómico de este hongo. Aquí se
ha seguido la clasificación de Von Arx (1957, 1970), que encuadra en esta especie a un
total de 84 sinónimos anteriores pertenecientes a diversos géneros (Colletotrichum,
Sphaeria, Vermicularia, Fusarium, Excipula, Volutella, Exosporium y Amerosporium).
Este autor reconoce dentro de esta especie varias formas especializadas (truncata, spinaciae, circinans) que, sin embargo, para otros autores son especies diferentes: C. truncatum (Schwein.) Andrus & Moore, C. spinaciae Ell. & Halsted, C. circinans (Berk.) Vogl.
En cualquier caso, los diferentes miembros del grupo no pueden separarse por métodos
morfológicos. Forma acérvulos estromáticos de color negro, con setas. Las conidias son
hialinas, falciformes, pequeñas, de 18-30 x 3-4,5 μm.
Huéspedes: La f. truncata afecta a leguminosas, habiendo sido descrita en España
afectando a soja, la f. spinaciae a espinaca y la f. circinans a cebolla.
Sintomatología: En soja (f. truncata), los primeros síntomas pueden observarse en el
estado de plántula, en forma de lesiones deprimidas de color oscuro en los cotiledones,
pero donde el ataque es más evidente en planta adulta, apreciándose zonas oscuras en
diferentes partes de la planta, principalmente en la parte baja del tallo, que con ambiente
húmedo toman un aspecto gelatinoso y grisáceo debido a la producción de los cirros en
los acérvulos. También puede afectar a las semillas, que pueden arrugarse y toman coloraciones oscuras y que, puestas en un ambiente con alta humedad, desarrollan rápidamente los acérvulos.
En espinaca (f. spinaciae), también se pueden observar sobre las semillas pequeños puntos negros, los acérvulos, visibles a simple vista. Las plantas presentan manchas en las
hojas, al principio pequeñas y de color negro verdoso que, al ir creciendo, van tomando
una forma irregular, tamaño variable y color blanco sucio a amarillo pálido, sobre las
cuales se diferencian los acérvulos.
En cebolla (f. circinans) sólo afecta a variedades blancas, observándose sobre las escamas externas manchas de color oscuro formadas por multitud de puntos negros que son
los acérvulos del hongo.
400
Referencias:
– Arx, J. A. von (1957). Die Arten der Gattung Colletotrichum. Phytopath. Z. 29: 413-468.
– Arx, J. A. von (1970). A revision of the fungi classified as Gloeosporium. Bibliotheca
Mycologica. Band 24. 2nd ed. J. Cramer. 203 pp.
– Borruel Olano, M., Plaza Campistegui, B. (1996). Colletotrichum spinaciae Ell. &
Halst. Antracnosis de la espinaca. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 33. MAPA. Madrid.
– Commonwealth Mycological Institute. (CMI) (2001). Distribution of Colletotrichum
truncatum (Schwein.) Andrus & W. D. Moore. CMI Map 835.
– García-Jiménez, J., Alfaro-García, A. (1981). Enfermedades fúngicas de la soja en España transmitidas por semilla. Comptes rendus 6me. Journées de Phytiatrie et Phytopharmacie circunmediterranéennes: 209-218. Perpignan (Francia).
– Sagasta-Azpeitia, E.M. (1969). Notas sobre el hongo Colletotrichum circinans (Berk.)
Vogl., productor de “antracnosis” en cebollas. Bol. Patol. Veg. Ent. Agric. 30: 147-153.
401
Colletotrichum lindemuthianum (Sacc. & Magn.) Scribner
Antracnosis de la judía
Sinónimos: Gloeosporium lindemuthianum Sacc. & Magn.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión
Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: Forma acérvulos redondeados o alargados en frutos, hojas y tallos. Algunas células del acérvulo se desarrollan como setas de color marrón, septadas, hinchadas
en la base con el ápice redondeado, que miden 4-9 μm de ancho y menos de 100 μm de
largo. Las conidias son hialinos, cilíndricos con los extremos obtusos, aseptados, de
11-20 x 2,5-5,5 μm; se forman en fiálidas de conidióforos unicelulares hialinos o marrones pálidos.
Huéspedes: Diferentes leguminosas, principalmente judía.
Sintomatología: Produce manchas rojizas y decoloración de venas en el envés. En tallos, peciolos y vainas se forman lesiones elípticas deprimidas con el centro pardo y margen ennegrecido. En la vaina, se rodean de un halo pardo rojizo. Puede llegar a causar
necrosis foliar y malformación de venas.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1966). Distribution of Colletotrichum
lindemuthianum Bri. & Cav. CMI Map 177, 3rd. edition.
– Del Cañizo Gómez (1955). Manual práctico de fitopatología y terapéutica agrícola.
Ministerio de Agricultura, Madrid.
– González Fernández, A.J. (1996). Colletotrichum lindemuthianum (Sacc. & Magn.)
Scribner. Antracnosis. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos
de los vegetales. Ficha 32. MAPA. Madrid.
– Mordue, J. E. M., (1971). Colletotrichum lindemuthianum. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria nº 316.
402
Colletotrichum trichellum (Fr.: Fr.) M. M. Duke
Antracnosis
Sinónimos: Amerosporium trichellum (Fr.: Fr.) Lind., Colletotrichum hedericola Laub.,
C. gloeosporioides (Penz.) Sacc. var hederae Pass.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión
Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: Acérvulos de pequeño tamaño, con setas. Conidias falciformes, no muy
curvadas, con grandes gútulas en su interior y de tamaño 14-24 x 4-6 μm. Esclerocios a
veces presentes.
Huéspedes: Hiedra.
Enfermedad: Manchas circulares sobre el haz de las hojas que aparecen principalmente
hacia finales de verano y otoño. Color marrón claro en el centro de la mancha y más oscuro hacia los márgenes.
Referencias:
– Arx, J. A. von (1970). A revision of the fungi classified as Gloeosporium. Biblioteca
Mycologica. Band 24. 2nd ed. J. Cramer. 203 pp.
– Montón, C., García, F. (1996). Colletotrichum trichellum (Fr.: Fr.) Duke. Antracnosis.
Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha
34. MAPA. Madrid.
– Sutton, B. C. (1980). The Coelomycetes. CMI. Kew, Surrey, England. 696 pp.
403
Coniella petrakii B. Sutton
Sinónimos: Coniothyrium diplodiella (Speg.) Sacc.; Coniella diplodiella (Speg.) Petrak
& Sydow.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión
Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: Los picnidios, primero inmersos y luego erumpentes, son de color claro y
de forma globosa. Los conidióforos hialinos sólo se ramifican en la base y llevan conidias unicelulares, subhialinas, que se tornan marrón pálido en la madurez y de forma elíptica, con el ápice obtuso y la base truncada; miden 8-16 x 5,5-7,5 μm y se forman en
fiálidas terminales.
Huéspedes: Vid.
Sintomatología: Produce una podredumbre blanca en las uvas heridas por granizo.
Primero aparecen como manchas marrones en el centro, que se tornan blancas hacia los
márgenes, y cuando marchita el fruto aparece cubierto de picnidios blancos. El micelio
ataca a los pámpanos y al tronco, causando la caída de la corteza y la aparición sobre la
madera de picnidios blancos.
Referencias:
– Alfaro, A., Vicente, S. (1954). Experimentos a pequeña escala con fungicidas. Boletín
Instituto de Investigaciones Agronómicas 14: 163-177.
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1992). Distribution of Coniella petrakii
B. Sutton. CMI Map 335, 3rd. Edition.
– Ruiz Castro, A. (1950). La lucha contra las enfermedades del viñedo en España. Boletín
Patología Vegetal y Entomología Agrícola 18: 243-280.
404
Coniothyrium concentricum (Desm) Sacc.
Sinónimos: C. hysterioideum P. Karst. & Har., Microdiplodia histerioidea (P. Karst. &
Har.) Petr. & Syd., Microsphaeropsis concentrica (Desm.) Morgan-Jones, Phoma concentrica Desm.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión
Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: Micelio inmerso, septado, marrón o hialino, ramificado. Picnidios globosos, marrones, uniloculares, de paredes gruesas, con ostiolos circulares centrales.
Conidióforos ausentes. Células conidiógenas holoblásticas, anelídicas, cilíndricas, hialinas a marrón claro. Conidias marrones, de paredes gruesas, con uno o ningún tabique,
verrugosas, de ápices obtusos, base truncada, y cilíndricas.
Huéspedes: Yucca sp.
Sintomatología: Necrosis en hojas. Es frecuente encontrar las hojas del año anterior de
plantas del género Yucca con una parte apical blanquecina y con eflorescencias de diferentes hongos sobre ellas.
Referencias:
– Mateo-Sagasta, E. (1983). Algunas enfermedades de plantas ornamentales: Coniothyrium concentricum (Desm.) Sacc., productor de necrosis en hojas de Yucca sp.
Jornadas sobre Patología Vegetal. Resúmenes de las Comunicaciones presentadas a
la IV, V y VI Reuniones Anuales del Grupo Especializado de Fitopatología Microbiana de la Sociedad Española de Microbiología: 77. Monografías INIA nº 48.
405
Cronartium flaccidum (Alb. y Schw) Wint.
Sinónimos: C. asclepiadeum (Willd.) Fr., C. peoniae Castagne, Erineum asclepiadeum
Willd., Peridermium cornui Rostr. & Kleb., P. pini f. corticola Mussat, Sphaeria flaccida Alb. & Schwein.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Urediniomycetes).
Descripción: Ecidios en forma de vesículas grandes, de hasta 6 mm de alto, de
tonalidad anaranjada cuando están repletos de ecidiosporas. Las fases uredio y telio se desarrollan en huéspedes alternativos como Vincetoxicum officinale, que es el más frecuente,
o Paeonia spp. o Gentiana sp. Sobre éstos los uredios presentan un aspecto pulverulento
y de color naranja vivo, y los telios presentan la forma de cornículos de color ferruginoso.
Huéspedes: Pinus sylvestris y P. halepensis, entre otros.
Sintomatología: El tramo afectado del ramillo o rama se hipertrofia, adoptando una forma
de huso escamoso que puede alcanzar el doble del diámetro de una rama normal, observándose desprendimientos de corteza y flacidez de las acículas situadas por encima del
área infectada. Finalmente se produce la muerte de las ramas. Los extremos de las copas
o el árbol entero mueren al cabo del tiempo, como consecuencia de las infecciones
sistémicas que se han ido extendiendo progresivamente desde las ramas hasta el tronco.
Referencias:
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi-Prensa, Madrid, 576 pp.
406
Cronartium ribicola J. C. Fisch.
Sinónimos: Peridermium indicum Colley & M. V. Taylor, P. kurilense Dintel, P. strobi
Kleb.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Urediniomycetes).
Descripción: Roya heteroica macrocíclica con las facies espermogonio y ecio sobre
Pinus y uredio y telio sobre Ribes. Espermogonios intracorticales, bajo el peridermo.
Ecios intracorticales en origen, erumpentes en la madurez, con peridio, peridermioide,
con eciosporas catenuladas, verrugosas, de 16-30 μm de diámetro. Uredios subepidérmicos al principio, abiertos por un poro, con peridio y parafisos, con uredosporas elipsoides a obovoides, de 19-30 x 13-20 μm, equinuladas. Telios subepidérmicos al
principio, erumpentes en la madurez, teliosporas unicelulares, lisas, catenuladas, de 2860 x 15-23 μm.
Huéspedes: Pinus strobus, P. lambertiana, P. monticola, P. coralensis, P. pumila, P. parviflora; también Ribes spp.
Sintomatología: En pino produce chancros. Los primeros síntomas son manchas decoloradas en las acículas y pequeños hinchamientos de color amarillento en los brotes,
sobre la base de la corteza de las acículas afectadas. De dos a cuatro años después de la
infección se forman los espermogonios y ecios sobre los tejidos hinchados. Forma chancros sobre las ramas, que acaban muriendo, y las acículas toman un color marrón rojizo.
Los chancros también pueden aparecer en el tronco produciendo ecios, y el ceñido del
tronco provoca la muerte del árbol. En hojas de Ribes produce los uredios y telios en
ataques anuales. Con ataques severos las hojas afectadas toman color marrón o negro y
caen prematuramente.
Referencias:
– CABI/EPPO (2000). Cronartium ribicola J. C. Fisch. Distribution Maps of Plant Diseases nº 6.
– Laundon, G. F., Rainbow, A. F. (1971). Cronartium ribicola. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria Nº 283.
– Smith, I. M., Dunez, J., Lelliott, R. A., Phillips, D. H., Archer, S. A. (edit.) (1988). European handbook of plant diseases. Blackwell Scientific Publications. 583 pp.
407
Cryphonectria parasitica (Murril) Barr
Chancro del castaño
Sinónimos: Diaporthe parasitica Murrill, Endothia gyrosa var. parasitica (Murrill) Clinton, E. parasitica (Murril) Anderson & Anderson, Valsonectria parasitica (Murrill) Rehm.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: estromas que portan peritecios en el interior de la peridermis
del huésped y que salen a la superficie por medio de un cuello largo. Ascosporas hialinas
a amarillo pálido, con uno o ningún septo, de forma variable entre oblongas y fusoides,
de 7-12 x 3-5,5 μm. Anamorfo: conidias producidas en picnidios dentro del estroma; son
hialinas, unicelulares, elipsoidales a baciliformes y miden 3-5 x 1-1,5 μm.
Huéspedes: Castaño, encina, Quercus spp.
Sintomatología: Produce chancros que causan la muerte de algunos de los brotes o ramas
que se encuentran por encima de la lesión. Los chancros jóvenes son elípticos y de color
amarillo pardo. Con el tiempo se agrietan y se exfolia la corteza. Sobre la lesión se forman capas de micelio aplanadas en forma de abanicos. Bajo el área anillada por el chancro se dan brotes de crecimiento rápido.
Referencias:
– Cobos Suárez, P. (1989). Fitopatología del castaño (Castanea sativa Miller). Boletín de
Sanidad Vegetal. Fuera de serie nº 16. 129 pp.
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1965). Distribution of Cryphonectria
parasitica (Murril) Barr. CMI Map 66, 3rd. Edition.
– Gravatt, G.F. (1952). Blight on chesnut and oaks in Europe in 1951. Plant Disease 36:
111-115.
– Laboratorio de Criptogamia (1943). Informe del trabajo llevado a cabo por la Estación
de Fitopatología de La Coruña durante 1942. Publicación Estación Fitopatología
Agrícola de La Coruña 23: 21-57.
– Mansilla Vázquez, J. P., Pintos Varela, C., Abelleira Argibay, A. (1996). Cryphonectria
parasitica (Murrill) Barr. Chancro del castaño. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 36. MAPA.
408
– Muñoz, M.C., Cobos, P. (1991). Endothia parasitica (Murril) Anderson. Sintomatología
e identificación. Situación de la enfermedad en los castañares asturianos. Boletín
de Sanidad Vegetal, Plagas 17: 287-298.
– Sardiña, J.R. (1943). Contribución al estudio de un chancro de castaños japoneses en
Galicia. Boletín Patología Vegetal y Entomología Agrícola 12: 195-220.
– Sivanesan, A., Holliday, P. (1981). Cryphonectria parasitica. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria Nº 704.
409
Cryptodiaporthe populea (Sacc.) Butin
[Anamorfo: Discosporium populeum (Sacc.) B. Sutton]
Sinónimos: Del teleomorfo: Diaporthe populea Sacc. Del anamorfo: Chondroplea populea (Sacc.) Kleb., Dothichiza populea Sacc. & Briard, Phoma populea Sacc.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: peritecios agrupados bajo la corteza saliendo al exterior como
pústulas a través de la peridermis. Ascas en forma de clavo, con un anillo apical. Ascosporas hialinas y elipsoides, con un septo central y de 16-23 x 6-9 μm. Anamorfo: conidias hialinas y de forma obovada a napiforme, con la base truncada, de 9-11 x
7-8 μm.
Huéspedes: Chopo.
Sintomatología: Causa, sobre todo en plantones, sarna del tronco o necrosis de corteza.
En las bases de ramas, ramos y yemas aparecen lesiones ovales, deprimidas y de colores
pardos a grises. Entra por las heridas.
Referencias:
– Booth, C., Gibson, I.A.S., Sutton, B.C. (1973). Cryptodiaporthe populea. CMI
Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria Nº 364.
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1992). Distribution of Cryptodiaporthe
populea (Sacc.) Butin. CMI Map 344, 3rd. Edition.
– Torres, J.J. (1960). Una nueva enfermedad del chopo en España. Boletín Servicio Plagas Forestales 3:11-14.
410
Cryptosporiopsis tarraconensis Gene et al.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión
Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: Forma acérvulos subepidérmicos de color marrón oscuro, sobre los que se
desarrollan células conidiógenas hialinas, fialídicas, simples y cilíndricas con conidias
también hialinas, unicelulares, de pared fina y lisa, elipsoides con el ápice obtuso y que
miden 19-33,5 x 7,5-13,5 μm.
Huéspedes: Avellano.
Sintomatología: Causa la podredumbre de las yemas del avellano. Éstas acaban por secarse y morir.
Referencias:
– Gene, J., Guarro, J., Figueras, M.J. (1990). A new species of Cryptosporiopsis causing
bud rot of Corylus avellana. Mycological Research 94: 309-312.
411
Curvularia trifolii (Kauffm.) Boedijn f. sp. gladioli Parmelee &
Luttrell apud Parmelee
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión
Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Conidióforos erectos, pigmentados, geniculados desde elongaciones simpódicas, produciendo conidias simples a través de poros conspicuos. Conidias de pared
lisa, de 23-38 x 12-16 μm en su parte más gruesa, generalmente con tres tabiques transversales, casi siempre curvadas en su tercera célula contando desde la base, que generalmente es de mayor tamaño que el resto de células. Las células de los extremos son
subhialinas a marrón pálido, mientras que la tercera célula suele ser la más oscura.
Huéspedes: Gladiolo (Gladiolus sp.).
Sintomatología: Sobre las escamas del cormo se observan manchas y rayas alargadas
de color marrón claro a oscuro, manchas que se corresponden con lesiones de forma
irregular y de color negruzco en la superficie del cormo y que a veces penetran al interior. Las yemas, sobre todo en la parte baja del cormo, suelen aparecer bordeadas por una
mancha de color oscuro. Durante el almacenamiento, estas manchas continúan desarrollándose y los tejidos enfermos se endurecen con la característica de que suelen llegar a
separarse de los tejidos sanos, lo que hace que sólo en muy raras ocasiones los cormos
se necrosen totalmente.
Referencias:
– García-Jiménez, J., Alfaro-García, A. (1985). Inspección fitosanitaria del bulbo de gladiolo: estudio básico. Boletín del Servicio de Defensa contra Plagas e Inspección Fitopatológica. Fuera de Serie 3. (71 pp.).
– Hernández, J., Morales, A., Gallo, L. (1983). Patógenos en cormos de gladiolo de importación. Proceedings del II Congreso Nacional de la Sociedad Española de Fitopatología: 99-102.
– Hernández, J., Morales, A., Gallo, L. (1984). Fusariosis latente y patogenicidad de cepas
en gladiolos de importación. Resúmenes del III Congreso Nacional de la Sociedad
Española de Fitopatología: 52.
– Laundon, G. F. (1971). Curvularia trifolii f. sp. gladioli. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria Nº 307.
412
Cyclaneusma minus (Butin) Di Cosmo, Peredo & Minter
Caída de acículas
Sinónimos: Naemacyclus minor Butin.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Discomycetes).
Descripción: Teleomorfo: ascas cilíndricas que contienen ocho ascosporas hialinas,
filiformes y un poco curvadas (forma de "boomerang") con dos tabiques centrados que
distan entre sí aproximadamente 8 µm. Las ascosporas miden 65-100 x 2,5-3 µm.
Anamorfo: picnidios de 150-250 µm de diámetro. Conidias de forma bacilar que miden
6-9,5 x 0,8-1 µm.
La diferenciación entre esta especie y C. niveum es difícil, ya que los caracteres morfométricos presentan un amplio rango de solapamiento y los aislados no siempre producen picnidios. En medio agar malta, tras 2-3 semanas de cultivo, C. minus produce
apotecios y picnidios y el medio se oscurece a marrón oscuro, mientras que C. niveum
produce sólo picnidios y el agar no suele oscurecerse.
Huéspedes: Pinos de dos, tres y cinco acículas: Pinus canariensis, P. halepensis, P. nigra,
P. pinaster, P. pinea, P. radiata, P. sylvestris y P. uncinata, entre otros.
Sintomatología: Los síntomas iniciales son la presencia en las acículas de zonas decoloradas, manchas de color verde pálido a amarillentas, que van virando con el tiempo a pardo
o atabacado. Sobre dichas manchas emergen los apotecios de color claro, típicos del hongo.
Finalmente, toda la acícula adquiere un color marrón amarillento y se desprende. En caso de
fuertes y sucesivas infecciones, se produce una defoliación masiva de las acículas de más de
un año, llegando a quedar el árbol con las acículas del último periodo vegetativo.
Referencias:
– Landeras Rodríguez, E., Berra Lertxundi, D. (2002). Cyclaneusma minus (Butin) Di
Cosmo, Peredo y Minter. Caída de acículas. Fichas de diagnóstico en laboratorio
de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 177. MAPA. Madrid.
– Millar, C.S., Minter, D.W. (1980). Naemacyclus minor. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria, nº 659.
– Minter, D.W., Millar, C.S. (1980). Naemacyclus niveus. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria, nº 660.
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi-Prensa
413
Cyclaneusma niveum (Pers.) Di Cosmo, Peredo & Minter
Sinónimos: Naemacyclus niveus (Pers.) Fuckel ex Sacc., Stictis nivea Pers., Propolis
nivea Pers. ex Fr., Lophodermium gilvum Rostr.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Discomycetes).
Descripción: Teleomorfo: Apotecios elípticos, marrones y cortos, que se abren en dos solapas bien definidas y que carecen de clípeo. Ascas cilíndricas que contienen ocho ascosporas filiformes, hialinas y biseptadas, de 75-120 x 2-3,5 μm. Parafisos filiformes,
aseptados, hialinos y rectos, ramificados hacia el ápice. Anamorfo: Picnidios globosos,
embebidos en la acícula. Conidias formadas en fiálidas, tienen forma de hoz y miden
12-16 x 0,8-1 μm.
Huéspedes: Pino.
Sintomatología: Causa la caída de acículas. Las ascosporas infectan las acículas en su
primer año y también a las más viejas. Los síntomas aparecen un año más tarde. Primero
aparecen como manchas verde pálido para luego amarillear. El resultado final son acículas amarillas con bandas transversales de color pardo.
Referencias:
– Martínez, J.B. (1942). La micosis del Pinus insignis (Pinus radiata) en Guipúzcoa.
Publicación Instituto Forestal Investigaciones Experimentales 8: 72 pp.
– Minter, D. W., Miller, C.S. (1980). Naemacyclus niveus. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria nº 660.
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi-Prensa, Madrid, 576 pp.
– Scott, C.W. (1962). Pinus radiata. F.A.O. Forest Production Studies 14: 328pp.
414
Cymadothea trifolii (Pers.) Wolf [Anamorfo: Polythrincium
trifolii Kunze (facies conidial); Sphaeria trifolii Pers. (facies
picnídica o espermogonial) ]
Manchas foliares
Sinónimos: del teleomorfo: Mycosphaerella killiani Petr.; Dothidella trifolii (Pers.)
Bayliss-Elliot & Stans.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Teleomorfo: lóculos inmersos de un diámetro aproximado de 1,5 mm, que
contienen ascas claviformes de 48-55 x 20-25 µm, con ocho ascosporas bicelulares, obovadas, hialinas o ligeramente oscuras, de 22-26 x 6-7,5 µm. Anamorfo: facies conidial
(Polythrincium), conidióforos que crecen de un punto o pústula; oscuros, no ramificados
y retorcidos, mono o bicelulares. Conidias hialinas o ligeramente oscuras, bicelulares,
ovoides, cuneiformes o piriformes; lisas o ligeramente equinuladas en el ápice, de
17-24 µm de longitud, 13-24 µm de anchura en su parte más gruesa y 4-5 µm en la base.
Facies picnídica o espermogonial (Sphaeria): picnidios (espermogonios) papilados de
diámetro ligeramente superior a 2 mm, que descargan en masas numerosas conidias (espermacios) hialinas y ovales de 3-5 x 1,5-2 µm.
Huéspedes: Es muy corriente la facies espermogonial en el trébol blanco (Trifolium
repens L.) y en menor grado en el trébol violeta (T. pratense L.) y varias especies de este
género.
Sintomatología: Manchas oscuras de aspecto aterciopelado (conocidas vulgarmente
como "manchas de seda" del anamorfo P. trifolii) en el envés de las hojas. Posteriormente, si el número de manchas es elevado, el foliolo se seca y cae al suelo.
Referencias:
– Booth, C., O'Rourke, C.J. (1973). CMI Descriptions of Pahogenic Fungi and Bacteria,
nº 393. CAB.
– Collar Urquijo, J. (1999). Cymadothea trifolii (Pers.) Wolf. Manchas foliares. Fichas de
diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 117.
MAPA. Madrid.
415
Cystodendron dryophilum (Pass.) Bubák
Sinónimos: Tubercularia dryophila Pass., Strumella dryophila (Pass.) Sacc.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión
Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Conidias unicelulares, hialinas, esféricas a ovoides, de 2-2,5 μm de
diámetro, formadas en series de 3-4 por fiálida.
Huéspedes: Alcornoque (Quercus suber).
Sintomatología: Se ha aislado en hojas de alcornoques afectados por decaimiento, con
crecimiento anual de ramas reducido, clorosis, defoliación, puntisecado, producción de
brotes epicórmicos y hojas más pequeñas de lo habitual. También se observan en el tronco
y en la base de estos árboles chancros y heridas.
Referencias:
– Luque, J., Parladé, J., Pera, J. (2001). El decaimiento del alcornoque en Cataluña: síntomas y hongos asociados. Investigación Agraria: Sistemas y Recursos Forestales
10: 271-287.
– Marras, F. (1962). Contributi alla patologia della Quercia da sughero (Quercus suber
L.). II. Malattie fogliari causate da fungi parassiti in Sardegna. Stazione Sperimentale del Sughero. Tempio Pausania. Memoria 3: 75-82.
416
Dendrophoma myriadea (Preuss) Sacc.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión
Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: Micelio inmerso, ramificado, septado, hialino o marrón. Conidiomas
separados o agregados, superficiales, negros, al principio globosos y cerrados, al final
se abren y llegan a ser cupulados. Setas marrones, septadas, lisas. Conidióforos hialinos,
simples o ramificados irregularmente, septados, lisos, cilíndricos. Células conidiógenas
enteroblásticas, fialídicas, cilíndricas, hialinas, lisas. Conidias hialinas o marrón muy
claro, aseptadas, de paredes finas, con una setula en la punta.
Huéspedes: Alcornoque (Quercus suber).
Sintomatología: Se ha aislado en hojas de alcornoques afectados por decaimiento, con
crecimiento anual de ramas reducido, clorosis, defoliación, puntisecado, producción de
brotes epicórmicos y hojas más pequeñas de lo habitual. También se detectan en el tronco
y en la base de estos troncos chancros y heridas.
Referencias:
– Luque, J., Parladé, J., Pera, J. (2001). El decaimiento del alcornoque en Cataluña: síntomas y hongos asociados. Investigacion Agraria: Sistemas y Recursos
Forestales 10: 271-287.
417
Diaporthe actinidiae Sommer & Beraha (Anamorfo:
Phomopsis sp.)
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: se ha detectado en ramas afectadas que, tras la poda, se
dejan en el suelo de las parcelas. En estas ramas se encontraban los peritecios incrustados en un estroma negro, con largos cuellos sinuosos, filiformes y con el extremo redondeado de color marrón. Los peritecios miden 150-460 μm de diámetro y 470-900
x 50-120 μm de longitud del cuello. Ascas de 29-40 x 5,2-7,3 μm. Ascosporas hialinas, unitabicadas, estrechándose en el tabique, de forma fusoide a elipsoide y de
8,9-9,4 x 3,1 μm. Anamorfo: picnidios con conidias tipo α (5,0-8,3 x 2,0-3,8 μm) y ß
(17,5-30,0 x 1,5 μm).
Huéspedes: Kiwi (Actinidia deliciosa).
Sintomatología: Los primeros síntomas consisten en ramas que se descortezan con facilidad y con coloración más oscura de lo normal. Posteriormente aparecen manchas
necróticas de extensión variable que a la lupa presentan puntitos negros (picnidios). También se observan podredumbres de pétalos que, cuando caen sobre las hojas y por la
humedad reinante, quedan pegados a ellas, desarrollando unas necrosis similares a la ya
descrita. Necrosis de nervios en hojas, que hacen que éstas se curven hacia el haz, y necrosis del pedúnculo de los frutos, que hace que éstos queden de un tamaño no
comercial.
Referencias:
– García-Jiménez, J., Ciurana, N., Mansilla, J.P., Pintos Varela, C., Sales, R., Armengol,
J. (1998). Detección de Diaporthe actinidae Sommer et Beraha provocando daños
en kiwi (Actinidia deliciosa (A. Chev.) C.F. Liang et A.R. Ferguson) en Galicia. IX
Congreso Nacional de la Sociedad Española de Fitopatología. Programa y
Resúmenes: 115. Salamanca.
– Pintos Varela, C., García-Jiménez, J., Mansilla, J. P., Ciurana, N., Sales, R., Armengol, J. (2000). Presencia de Diaporthe actinidiae afectando al kiwi (Actinidia deliciosa) en el noroeste de la Península Ibérica. Boletín de Sanidad Vegetal Plagas
26: 389-399.
418
Diaporthe citri Wolf [Anamorfo: Phomopsis citri Fawcett]
Sinónimos: Del anamorfo: P. californica Fawcett, P. caribaea Horne, P. cytosporella
Penzig & Sacc.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: estroma negro con peritecios inmersos. Ascas sin parafisos. Ascosporas bicelulares, hialinas y ligeramente constreñidas en el septo central. Anamorfo:
picnidios inmersos y posteriormente erumpentes de color negro y forma cónica a lenticular. Conidias de dos tipos, ambas hialinas y unicelulares: las del tipo α tienen forma
fusiforme a elipsoidal y miden 6-10 x 2-3 μm, mientras que las de tipo β son filiformes, curvadas, frecuentemente tienen un extremo en forma de anzuelo y miden 20-30 x 0,5-1 μm.
Huéspedes: Cítricos.
Sintomatología: Causa la podredumbre de los frutos, comenzando por el punto de inserción en el pedúnculo. La pulpa toma color pardo oscuro y adquiere cierta dureza. Puede
causar melanosis en hojas jóvenes, brotes, tallos y frutos.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1996). Distribution of Diaporthe citri
(Fawcet) Wolf. CMI Map 126, 4th. Edition.
– Fawcett, H.S. (1932). Diaporthe citri, the perfect stage of Phomopsis citri and Phomopsis californica. Phytopathology 22: 928.
– Punithalingam, E., Holliday, P. (1973). Diaporthe citri (conidial state: Phomopsis citri).
CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria Nº 396.
– Tuset, J. J., Timmer, L. W. (2000). Melanosis y podredumbre peduncular (melanose
and stem-end-rot). En “Durán-Vila, N. y Moreno, P. (edit.). Enfermedades de los
cítricos”: 38-40. Monografia de la Sociedad Española de Fitopatología nº 2. SEFMundi-Prensa. 165 pp.
419
Didymascella thujina (E. J. Durand) Maire
Sinónimos: Keithia thujina E. J. Durand.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Discomycetes).
Descripción: Teleomorfo: apotecios pardo rojizos que se hacen opacos al secarse. Ascas
cortas, cilíndricas y con el ápice redondeado. Las ascosporas aparecen en grupos de dos
o cuatro en las ascas y son elipsoides, de 20-25 x 14-16 μm, incoloras, posteriormente pardas y desigualmente bicelulares.
Huéspedes: Thuja spp.
Sintomatología: Causa la seca de las hojas, que resulta grave como enfermedad en los
viveros. Las hojas afectadas empardecen y mueren ya entrada la primavera, observándose
en las escamas foliares afectadas cómo, debajo de la epidermis, se forman tres apotecios
que posteriormente se abren dando lugar a una solapa escuamiforme. Las plantas afectadas aparecen enanizadas y muchas mueren.
Referencias:
– Fernández de Ana, F.J. (1974). Nuevos ataques a las tuyas en los viveros de Galicia.
Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias. Recursos Naturales 1:
187-199.
420
Didymella bryoniae (Auersw.) Rehm
[Anamorfo: Phoma cucurbitacearum (Fr. ) Sacc.]
Chancro gomoso del tallo
Sinónimos: Del teleomorfo: Didymella melonis Pass., Mycosphaerella citrullina
Grossenb., M. melonis (Pass.) Chiu & Walker, Sphaerella bryoniae Auersw., Sphaeria
bryoniae Fuckel. Del anamorfo: Ascochyta cucumis Fautr. & Roum., Phyllosticta citrullina Chester, Ascochyta citrullina (Smith) Grossenb., A. melonis Potebnia.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Teleomorfo: pseudotecios globosos, sumergidos, de color negro y con un
ostiolo apical papilado. Ascas cilíndricas con ocho ascosporas hialinas, bicelulares, elipsoidales y ligeramente constreñidas en el tabique, que miden 14-18 x 4-7 μm. Anamorfo:
picnidios de color marrón oscuro que llevan en su interior conidias hialinas, cilíndricas
y generalmente unitabicadas, que miden 6-10 x 3-4 μm.
Huéspedes: Calabacín, melón, pepino, sandía.
Sintomatología: En la base del tallo aparecen grandes zonas de color pardo y acuoso
con gotas de exudado. Sobre ellas aparecen seudotecios y picnidios que dan a la zona
afectada un color negruzco. Las plantas pueden llegar a marchitarse. En los frutos causa
podredumbre blanda apical y peduncular. Son también frecuentes los ataques a hojas,
sobre todo en sandía, provocando manchas oscuras en el limbo foliar y, con ataques intensos, puede secarse prácticamente toda la parte aérea de la planta.
Referencias:
– Punithalingam, E., Holliday, P. (1972). Didymella bryoniae. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria nº 332.
– Rodríguez, R., Gómez-Vázquez, J., García-Jiménez, J. (1994). Chancro gomoso del tallo.
Didymella bryoniae. En “Díaz-Ruiz, J. R. y García-Jiménez, J. (edit.): Enfermedades
de las cucurbitáceas en España”: 50-53. Monografías de la SEF nº 1. 155 pp.
– Rodríguez, R., Rodríguez, J. M. (2002). Didymella bryoniae (Auersw.) Rehm. Podredumbre de hojas y frutos. Chancro gomoso del tallo. Fichas de diagnóstico en
laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 178. MAPA.
– Vicent, A., Armengol, J., Zornoza, C., García-Jiménez, J. (2001). Incidencia de
Didymella bryoniae y Alternaria cucumerina en el cultivo de la sandía en la Comunidad Valenciana. Agrícola Vergel. Abril: 178-184.
421
Didymella fabae Jellis & Punith. [Anamorfo: Ascochyta fabae Speg]
Rabia
Sinónimos: del anamorfo: Ascochyta fabae Speg.; A. pisi f. foliicola Sacc & March.; A.
pisi var. foliicola (Sacc. & March.) Wollenw. & Hochapf.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Teleomorfo: cuerpos fructíferos sexuales producidos en restos de tallos,
sumergidos o parcialmente erumpentes, de color oscuro, subglobosos, individuales o a
veces en grupos, de 180-240 x 130-150 μm, con cuellos cortos, ostiolados. Ascas hialinas, cilíndricas a subclavadas, bitunicadas, de 55-70 x 10-14 μm, conteniendo 8 ascosporas hialinas, lisas, bicelulares, constreñidas en el tabique, con la célula superior
de mayor grosor que la inferior, de tamaño 15-18 x 5,5-6,5 μm. Anamorfo: picnidios de
200-250 μm, con ostiolo papilado. Células conidiógenas hialinas, cortas, fialídicas. Conidias hialinas rectas o ligeramente curvadas, con un tabique, y a veces dos o tres, no constreñidos al nivel de los tabiques, de 16-24 x 3,5-6 μm.
Huéspedes: Haba.
Sintomatología: Causa lesiones en hojas, tallos y vainas. Las manchas en hojas y tallos
son más o menos circulares, ligeramente hundidas, de color marrón chocolate y centro
claro; en el centro aparecen pequeños puntos oscuros (picnidios) dispuestos a veces en
círculos concéntricos. Las lesiones en tallos son similares pero más deprimidas y largas.
Referencias:
– CABI (1993). Didymella fabae Jellis & Punith. Distribution Maps of Plant Diseases nº
513.
– García Benavides, P., Páez Sánchez, J.I. (1996). Ascochyta fabae Speg. Rabia. Fichas
de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 22.
MAPA. Madrid.
– Kaiser, W. J., Wang, B. C., Rogers, J. D. (1997). Ascochyta fabae and A. lentis: Host
specificity, teleomorphs (Didymella), hybrid analysis and taxonomic status. Plant
Disease 81: 809-816.
– Punithalingam, E. (1993). Didymella fabae. CMI Descriptions of Fungi and Bacteria nº
1164.
– Rubiales, D., Trapero-Casas, A. (2002). Occurrence of Didymella fabae, the teleomorph of
Ascochyta fabae, on faba bean straw in Spain. J. Phytopathol. 150: 146-148.
422
Didymella lentis Kaiser, Wang & Rogers
[Anamorfo: Ascochyta lentis Vassilievsky]
Rabia
Sinónimos: del anamorfo: A. fabae f. sp. lentis Gossen et al.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Teleomorfo: cuerpos fructíferos sexuales producidos en hojas o vainas,
solitarios o agrupados, de 150-250 μm de diámetro, subglobosos. Ascas bitunicadas, subcilíndricas o aclavadas, de 59-95 x 10,5-12 μm. Ascosporas hialinas a amarillentas en el
asca, que toman una coloración marrón en la madurez, bicelulares, constreñidas en el
tabique, de 11,8-17,6 x 6,6-8,8 μm, con una de las células redondeada y la otra redondeada
o algo aguda. Los caracteres morfológicos del anamorfo son muy similares a los de
Didymella fabae.
Huéspedes: Lenteja.
Sintomatología: Produce lesiones en hojas, tallos y vainas. Las lesiones en hojas y vainas
son de color claro. En el tallo se producen lesiones de color pardo claro que pueden llegar a estrangularlo y secarlo. Se transmite por semilla; las semillas afectadas muestran decoloraciones y manchas pardo oscuras.
Referencias:
– Díaz, D., Tello, J. C. (1994). Un inventario fúngico de las semillas de lenteja (Lens
culinaris) recolectadas en Castilla-La Mancha. Bol. San. Veg. Plagas 20: 857-870.
– García Benavides, P., Páez Sánchez, J. I. (1996). Ascochyta fabae Speg. Rabia. Fichas
de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 22.
MAPA. Madrid.
– Kaiser, W. J., Wang, B. C., Rogers, J. D. (1997). Ascochyta fabae and A. lentis: Host
specificity, teleomorphs (Didymella), hybrid analysis and taxonomic status. Plant
Dis. 81: 809-816.
– Punithalingam, E. (1993). Didymella fabae. CMI Descriptions of Fungi and Bacteria nº
1164.
423
Didymella lycopersici Kleb
[Anamorfo: Ascochyta lycopersici (Plowr.) Brunaud]
Sinónimos: Del anamorfo: Diplodina lycopersici Hollós, Phoma lycopersici (Plowr.)
Jacz., Sphaeronaema lycopersici Plowr.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Teleomorfo: pseudotecios con ascas cilíndricas, subclavadas, sésiles, con
ocho ascosporas de 12-15 x 5 μm, elipsoidales, hialinas, ligeramente constreñidas en el
septo. Anamorfo: picnidios oscuros, al principio inmersos y posteriormente erumpentes.
Conidias hialinas, de 12-15 x 5 μm, elipsoidales, uni- o bicelulares.
Huéspedes: Tomate.
Sintomatología: Comienza causando lesiones de color pardo en la base del tallo que
pueden anillar totalmente el tallo y causar la marchitez de la planta, amarilleo de hojas y
desarrollo de raíces adventicias por encima de la lesión.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute. (CMI). (1968). Distribution of Didymella lycopersici Kleb. CMI Map 324. 2nd. ed.
– Holliday, P., Punithalingam, E. (1970). Didymella lycopersici. CMI Descriptions of
Pathogenic Fungi and Bacteria nº 272.
424
Diplocarpon earliana (Ellis & Everh.) Wolf
[Anamorfo: Marssonina fragariae (Lib.) Dieb.]
Abigarrado de las hojas
Sinónimos: Del teleomorfo: Peziza earliana Ellis & Everh., Mollisia earliana (Ellis &
Everh.) Sacc., Fabraea earliana (Ellis & Everh.) Seaver. Del anamorfo: Leptothyrium fragariae Libert., Gloeosporium fragariae (Lib.) Mont., Marsoniella fragariae (Lib.) Höhnel, Ascochyta fragariae Sacc., A. colorata Peck, Marsonia fragariae Sacc.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Discomycetes).
Descripción: Teleomorfo: apotecios en forma de copa. Ascosporas hialinas, bicelulares,
de forma elíptica u oval, de 18-28 x 4-6 μm. Anamorfo: acérvulos por debajo de la
cutícula que acaban por erumpir. Conidias bicelulares, de 18-30 x 5-7 μm, hialinas, elípticas u ovales y con un único septo transversal.
Huéspedes: Fresa.
Sintomatología: Forma lesiones de color morado con el centro más oscuro sobre las
hojas, que llegan a marchitarse. Infecta los peciolos y pedúnculos de las flores,
anillándolos, llegando en ocasiones a deformar el cáliz.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1969). Distribution of Diplocarpon earlianum (Ell.& Everh.) Wolf. CMI Map 452, 1st. Edition.
– Sivanesan, A., Gibson, I. A. S. (1976). Diplocarpon earliana. CMI Descriptions of
Pathogenic Fungi and Bacteria nº 486.
425
Diplocarpon mespili (Sorauer) B. Sutton
[Anamorfo: Entomosporium mespili (DC.) Sacc.]
Sinónimos: Del teleomorfo: D. maculatum (Atk.) Jorst., Fabraea maculata Atkinson,
Entomopeziza soraueri Kleb., Diplocarpon soraueri (Kleb.) Nannf. Del anamorfo: Xyloma mespili DC. ex Duby, Morthiera mespili (DC. ex Duby) Fuckel, Entomosporium
maculatum Lév., E. thuemenii (Cooke) Sacc., Morthiera thuemenii Cooke.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Discomycetes).
Descripción: Teleomorfo: apotecios con forma de copa, inmersos y luego erumpentes.
Ascas cilíndricas con ocho ascosporas. Ascosporas uniseptadas, hialinas y de superficie
lisa, de 18-28 x 4-6 μm. Anamorfo: acérvulos subcuticulares en puntos marrón oscuro.
Conidias de 12-20 x 8-14 μm, hialinas, solitarias y cruciformes, con cuatro células.
Huéspedes: Amelanchier spp.; Crataegus spp.; Cydonia spp.; Eriobotrya spp.; Malus
spp.; Pyrus spp.; Sorbus spp.
Sintomatología: Causa la seca de las hojas de las especies que parasita.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1992). Distribution of Fabraea maculata (Lév.) Atk. CMI Map 327, 3rd. edition.
– Llorente, I. (2000). Entomosporiosis de los frutales de pepita (Entomosporium maculatum). En “Montesinos et al. (edit.) Enfermedades de los frutales de pepita y de
hueso: 62-63”. SEF- Mundi-Prensa. 147 pp.
– Sivanesan, A., Gibson, I. A. S. (1976). Diplocarpon maculatum. CMI Descriptions of
Pathogenic Fungi and Bacteria nº 481.
– Unamuno, L.M. (1935). Notas Micológicas. XI. Algunas especies interesantes de micromycetes de Vizcaya. Boletín Sociedad Española de Historia Natural 35: 423-436.
426
Discostroma corticola (Fuckel) Brockmann [Anamorfo:
Seimatosporium lichenicola (Corda) Schoemaker & Müller]
Sinónimos: Del teleomorfo: Clethridium corticola (Fuckel) Schoemaker & Müller; del
anamorfo: Hendersonia crataegi Brenckle, H. lichenicola (Corda) Fr., Coryneum foliicola Fuckel y 22 más.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Sobre el material vegetal, generalmente sólo se encuentra el anamorfo:
acérvulos de hasta 350 μm de diámetro. Conidiogénesis holoblástica en anélidas. Conidias de 13-15 x 5,5-6,5 μm, con tres tabiques, fusiformes, paredes periclinales colapsadas, con las dos células del medio o las tres superiores más oscuras que la célula basal,
sin apéndices.
Huéspedes: Manzana en conservación y ataca también a vid y diversos géneros de
rosáceas, especialmente Rosa spp.
Sintomatología: En manzana produce podredumbre interna del fruto en conservación. En
campo ataca a ramas de Rosa spp. y sarmientos de vid, donde parece actuar como parásito
secundario.
Referencias:
– Armengol, J., Sales, R., Bosch, S., Domingo, T., García-Vidal, S., Romero, F., GarcíaJiménez, J. (1999). Detección en España de Seimatosporium lichenicola (Corda)
Shoemaker & E. Müller causando una podredumbre poscosecha en manzana. Boletín de Sanidad Vegetal Plagas 25: 445-451.
– Sutton, B. C. (1980). The Coelomycetes. CMI 696 pp.
– Tuset, J.J., Portilla, M.T., Piquer, J. (1983). El Seimatosporium lichenicola (Corda)
Schoemaker & Müller, nuevo parásito de la vid en España. Resúmenes de las Comunicaciones presentadas a la IV, V y VI Reuniones Anuales del Grupo Especializado de Fitopatología Microbiana de la Sociedad Española de Microbiología:
128-129. Monografías INIA nº 48.
427
Dothiorella dominicana Petr. & Cif.
Podredumbre y gomosis del ápice de los brotes
Sinónimos: Fusicoccum aesculi Corda.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión
Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: El hongo produce colonias algodonosas de micelio grisáceo en agar patata
dextrosa y picnidios solitarios o cuerpos fructíferos estromáticos multiloculares. Sobre lesiones del tallo se producen picnidios solitarios sumergidos en pseudoestroma subcuticular. Las conidias, de 12-25 x 4-6 µm, son fusiformes a naviculares.
Huéspedes: Mango (Manguifera indica L.).
Sintomatología: Podredumbre oscura en el extremo de los brotes nuevos, bien yemas
terminales o bien yemas axilares, y que puede afectar al peciolo de las hojas y producir
la muerte y caída de las mismas. Con frecuencia, no siempre, de las lesiones puede fluir
un líquido gomoso de color canela o marrón, muy característico de la enfermedad.
Referencias:
– Rodríguez Rodríguez, R., Rodríguez Rodríguez, J.M., Espino de Paz, A.I. (2002). Dothiorella dominicana Petr. & Cif. Podredumbre y gomosis del ápice de los brotes.
Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha
179. MAPA. Madrid.
428
Drechslera biseptata (Sacc & Roum.) Richardson & Fraser
Sinónimos: Brachysporium biseptatum (Sacc. & Roum.) Sacc., Drechslera biformis (E.
W. Mason & S. Hughes) Subram. & B. L. Jain, Helminthosporium biforme E. W. Mason
& S. Hughes, H. biseptatum Sacc. & Roum., Marilleotia biseptata (Sacc. & Roum.) Shoemaker.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión
Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Conidióforos solitarios o en pares, flexuosos o geniculados, de hasta 133 µm
de longitud y 6 µm de anchura, con la célula basal generalmente ensanchada a modo de
bulbo basal. Conidias rectas, con forma de porra, de color marrón o marrón claro, generalmente con 1-3 pseudoseptos, de 12,3-41 x 8,2-14,3 µm.
Huéspedes: Arroz.
Sintomatología: Necrosis de color marrón en ápices y láminas foliares.
Referencias:
– Marín-Sánchez, J. P., Jiménez-Díaz, R. M. (1981). Enfermedades del arroz en las marismas del Guadalquivir. Boletín de Sanidad Vegetal Plagas 7: 3-56.
429
Drechslera sorghicola (Lefebvre & Sherwin)
Richardson & Fraser
Sinónimos: Helmithosporium sorghicola Lefebvre & Sherwin.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión
Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Conidióforos generalmente solitarios, a veces en pequeños grupos, rectos
o flexuosos, de color marrón verdoso, de más de 700 μm de longitud y 6-9 μm de anchura.
Conidias ligeramente curvadas, fusiformes, de color pálido a marrón dorado, lisas, con
3-8 pseudoseptos, de 30-110 x 12-19 μm.
Huéspedes: Arroz.
Sintomatología: Manchas foliares.
Referencias:
– Ellis, M. B., Holliday, P. (1976). Drechslera sorghicola. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria Nº 491.
– Marín Sánchez, J.P., Jiménez Díaz, R. (1983). Susceptibilidad de cultivares de arroz a
varios hongos fitopatógenos en las marismas del Guadalquivir. Jornadas sobre Patología Vegetal. Resúmenes de las Comunicaciones presentadas a la IV, V y VI
Reuniones Anuales del Grupo Especializado de Fitopatología Microbiana de la Sociedad Española de Microbiología: 18. Monografías INIA nº 48.
430
Drepanopeziza punctiformis Gremmen [Anamorfo: Marssonina
brunea (Ellis & Everh.) Magnus]
Sinónimos: Del anamorfo: Gloeosporium brunneum Ellis & Everh., Marssonina brunnea (Ellis & Everh.) Sacc., M. populina Schnabl., Marssonina populina (Schnabl.) Magnus, M. tremulae Kleb., M. tremuloides Kleb.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Discomycetes).
Descripción: Teleomorfo: apotecios pardo oscuros, subepidérmicos al principio y después
superficiales. Ascas en forma de maza con ocho ascosporas unicelulares, hialinas y biseriadas que miden 8-15 μm de largo. Anamorfo: acérvulos con conidióforos pequeños y
simples que portan una conidia hialina, ovoidal, bicelular, formada en pústulas, que mide
17,5-24 x 4,5-7 μm.
Huéspedes: Chopo.
Sintomatología: Causa lesiones foliares, formando apotecios en ambas caras de la hoja.
Se forman pequeñas lesiones pardo oscuras que a menudo coalescen en toda la superficie. Durante el verano, en estas lesiones se forman pústulas conídicas. Las hojas muy
afectadas caen prematuramente.
Referencias:
– Muñoz-López, M.C., Rupérez, A. (1976). Presencia de Marssonina brunnea (E & E)
Magn. (Melanconiales) en España. Boletín de Sanidad Vegetal Plagas 2: 247-255.
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi-Prensa, Madrid, 576 pp.
431
Drepanopeziza sphaeroides (Pers.) Nannf. [Anamorfo:
Marssonina salicicola (Bres.) Magnus]
Antracnosis del sauce
Sinónimos: Del anamorfo: Gloeosporium salicicolum (Bres.) Petr., Marssonina salicicolai Bres.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Discomycetes).
Descripción: Teleomorfo: los apotecios con ascosporas se forman durante el invierno en
las hojas muertas, pero esta forma es poco corriente. Anamorfo: los acérvulos miden
100-200 µm de diámetro. Las conidias miden 10-18,5 x 4-6 µm, son piriformes, rectas
o ligeramente curvadas, hialinas, formadas por dos células de tamaño desigual, la célula
basal es más pequeña y mide de 1/3 a 1/4 de la longitud total.
Huéspedes: El hongo se limita al género Salix, aunque es más corriente en Salix x sepulcralis, S. babilonica, S. fragilis, S. alba var. "tristis" y var. "coerulea".
Sintomatología: En las hojas aparecen pequeñas manchas de color marrón-negro cuyo
centro se decolora y en él aparecen los acérvulos, de los que salen las conidias en una
masa mucilaginosa blanquecina. Las hojas se deforman y las más afectadas terminan por
caer al suelo. En ramas y brotes tiernos se forman chancros alargados, irregulares y deprimidos, con el centro más claro. Los brotes se secan en las puntas, se deforman y los
árboles pierden su porte típico.
Referencias:
– Jiménez Jiménez, J. (2002). Marssonina salicicola (Bres.) Magn. Antracnosis. Fichas
de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 186.
MAPA. Madrid.
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi-Prensa.
432
Elsinoë ampelina Shear [Anamorfo:
Sphaceloma ampelinum de Bary]
Antracnosis de la vid
Sinónimos: Del anamorfo: Gloeosporium ampelophagum (Pass.) Sacc., Ramularia ampelophaga Pass.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Teleomorfo: ascas globosas que se distribuyen irregularmente en la parte
superior del ascoma, globosas o elípticas, de 15-28 x 12-25 μm. Ascosporas de 15-16 x
4-5 μm, hialinas, triseptadas. Anamorfo: acérvulos superficiales hialinos a marrón pálido.
Conidióforos fialídicos. Conidias de 4-7,5 x 2-3,5 μm, hialinas, unicelulares.
Huéspedes: Vid.
Sintomatología: Ataca a las partes verdes de la planta. Reduce tanto el crecimiento como
la producción. En hojas causa perforaciones, en pámpanos chancros, y en frutos lesiones
circulares deprimidas que se acaban secando.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1967). Distribution of Elsinoë ampelina
Shear. CMI Map 234, 2nd. Edition.
– Pérez de Obanos Castillo, J. J. (2004). Antracnosis (Elsinoë ampelina Shear). En “Los
parásitos de la vid. Estrategias de protección razonada”. 5ª edición: 212-213. MAPA.
Mundi-Prensa.
– Ruiz Castro, A. (1950). La lucha contra las enfermedades del viñedo en España. Boletín
Patología Vegetal y Entomología Agrícola 18: 243-280.
– Sivanesan, A., Critchett, C. (1974). Elsinoë ampelina. CMI Descriptions of Pathogenic
Fungi and Bacteria nº 439.
433
Elsinoë quercus-ilicis (Arn.) Jenkins & Goid
Sinónimos: Uleomyces querci-ilicis Arn.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Cuerpos estromáticos subcuticulares o intraepidérmicos. Ascas globosas o
piriformes, de unos 30 μm de diámetro. Ascosporas hialinas o de color amarillo claro, de
15,5-19 x 8,5-11,5 μm, elipsoidales o fusiformes, con ápices redondeados, con tres tabiques
transversales y, en la madurez, con uno o dos tabiques longitudinales menos evidentes, en
una o las dos células centrales.
Huéspedes: Alcornoque (Quercus suber).
Sintomatología: Se ha aislado en hojas de alcornoques afectados por decaimiento, con
crecimiento anual de ramas reducido, clorosis, defoliación, puntisecado, producción de
brotes epicórmicos y hojas más pequeñas de lo habitual. También se detectan en el tronco
y en la base de estos árboles chancros y heridas.
Referencias:
– Goidanich, G. (1964). Manuale di Patología Vegetale. Vol II. Ed. Agricole Bologna.
1283 pp.
– Luque, J., Parladé, J., Pera, J. (2001). El decaimiento del alcornoque en Cataluña: síntomas y hongos asociados. Investigación Agraria: Sistemas y Recursos Forestales
10: 271-287.
– Marras, F. (1962). Contributi alla patologia della Quercia da sughero (Quercus suber
L.). II. Malattie fogliari causate da fungi parassiti in Sardegna. Stazione Sperimentale del Sughero. Tempio Pausania. Memoria 3: 17-20.
434
Embellisia alli (Campanile) Simmons
Sinónimos: Helminthosporium allii Campanile.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión
Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Conidióforos externos, rígidos, rectos o curvos, marrones, septados, en grupos de 3-12; llevan en su extremo una conidia solitaria. Las conidias suelen ser ovoides,
oscuras, con 4-5 septos, en las que la célula central se hace ligeramente más alargada, con
mayor diámetro y más fuertemente coloreada que el resto; miden 20-56 x 9-14 μm.
Huéspedes: Ajo blanco.
Sintomatología: Causa el negreo de los cultivares blancos de ajo. En los bulbos se forman conidias negras sobre las escamas externas. Asimismo, ataca a las hojas, causándoles el marchitamiento comenzando por el ápice.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institut. (CMI). (1992). Distribution of Embellisia alli
(Campanile) Simmons. CMI Map 642, 1st Edition.
– Simmons E.G. (1971). Helminthosporium alli as a type of a new genus. Mycologia 63:
380-386.
435
Entyloma calendulae f.sp. dahliae (Sydow) Viégas
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Ustilaginomycetes).
Descripción: Forma ustilosporas globosas a poligonales, hialinas, en ocasiones de color
amarillo pálido, de 8-14 μm de diámetro, con una pared de dos capas lisa. Las conidias,
formadas en la superficie de los moteados de las hojas, son hialinas y de forma y tamaño
variables, aunque comúnmente miden 10-25 x 2-3,3 μm.
Huéspedes: Dalia.
Sintomatología: Causa el moteado de las hojas. Los soros, permanentemente embebidos en las hojas, forman manchas circulares o elípticas de hasta 1 cm de diámetro,
que en ocasiones confluyen. Al principio son pálidas y posteriormente marrones y
necróticas.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1963). Distribution of Entyloma dahliae
Sydow. CMI Map 114, 2nd. Edition.
436
Entyloma serotinum Schröter [Anamorfo:
Entylomella serotina Hönel]
Carbón de la borraja
Sinónimos: Anamorfo: Entyloma boraginis Ciferri; Entyloma leuco-maculans Hume.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Ustilaginomycetes).
Descripción: Los soros permanecen siempre inmersos en el tejido del huésped, formando
puntos circulares, visibles en ambas superficies de las hojas, de 1-4 mm de diámetro. Las
ustilosporas se forman en el parénquima del huésped y son unicelulares, solitarias, globosas o ligeramente ovoides, casi sin color o amarillentas o tintadas de marrón y miden
10-15 μm de diámetro. Las conidias, con forma filiforme, de 16-50 x 1,5-3 μm, se producen en la superficie de las lesiones, especialmente en la cara inferior, emergiendo a
través de los estomas.
Huéspedes: Borraja.
Sintomatología: Sobre el limbo foliar aparecen numerosas manchas de pequeño tamaño
(aproximadamente 1-5 mm de diámetro) al principio de color pálido y oscureciéndose con
el tiempo. Los peciolos no se ven afectados. La enfermedad comienza por las hojas más
viejas y cercanas al suelo. Las infecciones iniciales ocurren a principios de otoño, con las
primeras bajadas de las temperaturas.
Referencias:
– Berra, D. (1989). Una epifita de la borraja (Borago officinalis L.): El carbón Entyloma
serotinum. Boletín de Sanidad Vegetal, Plagas 15: 215-223.
– Berra Lertxundi, D.(1996). Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos
de los vegetales. Ficha 38. MAPA. Madrid.
– Mordue, J. E. M. (1988). Entyloma serotinum. CMI Descriptions of Fungi and Bacteria nº 962.
– Zundel, G.L. (1953). The Ustilaginales of the world. The Pennsylvania State College
School of Agriculture. USA 410 pp.
437
Epichloë baconii White [Anamorfo Acremonium typhinum var.
bulliforme White]
Estrangulamiento de espigas
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: ascostroma cilíndrico, de 2-4 cm, que rodea la vaina foliar y
el primordio de la inflorescencia en los tallos del huésped impidiendo el desarrollo de
la espiga, de color blanco al principio, que pasa a ser de color amarillo o anaranjado con
el desarrollo de los peritecios. Peritecios piriformes, de cuello corto. Ascosporas hialinas, filamentosas y multiseptadas. Antes de su eyección, las ascosporas se desarticulan
para formar esporas fragmentadas cilíndricas con un solo septo. Anamorfo: conidióforos
rectos acabados en punta. Conidios reniformes o en forma de media luna, de 4,4-5,0 x
1,75-2 µm.
Huéspedes: Agrostis castellana, A. stolonifera, A. capillaris y A. tenuis.
Sintomatología: Provoca el estrangulamiento de las espigas en plantas del género Agrostis,
por medio de estromas en todos sus tallos, lo que conlleva la completa esterilización de la
planta durante su ciclo reproductivo. El micelio coloniza de manera asintomática el espacio intercelular de hojas y vainas foliares.
Referencias:
– Romo Vaquero, M., Vázquez de Aldana, B.R., García Ciudad, A., García Criado, B., Zabalgogeazcoa, I. (2003). First report of choke disease caused by Epichloë baconii in
the Agrostis castellana. Plant Disease 87: 314.
438
Epichloë clarkii White
Estrangulamiento de espigas
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: ascostroma cilíndrico, de 3-7 cm. Ascosporas filamentosas,
que se desarticulan en esporas fragmentadas con forma de lanza. Anamorfo: conidióforos
rectos, con forma de fiálida. Conidias unicelulares, reniformes, de 4-6 µm de longitud.
Huéspedes: Holcus lanatus.
Sintomatología: Provoca el estrangulamiento de las espigas en la especie Holcus lanatus. Los ascostromas formados por el hongo impiden la emergencia de las espigas, esterilizando todos o casi todos los tallos reproductivos de la planta infectada. El micelio
coloniza de manera asintomática el espacio intercelular de hojas y vainas foliares.
Referencias:
– Zabalgogeazcoa, I., Vázquez de Aldana, B.R., García Ciudad, A., García Criado, B.
(2003). Fungal endophytes in grasses from semi-arid permanent grassland of
western Spain. Grass and Forage Sciences 58: 94-97.
439
Epichloë festucae (Leuchtmann, Schardl & Siegel)
Estrangulamiento del tallo
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: ascostroma cilíndrico, de 2-3 cm, que rodea la vaina foliar y
el primordio de la inflorescencia en los tallos del huésped, de color blanco al principio,
que pasa a ser amarillo o naranja tras la fertilización y formación de los peritecios. Ascosporas hialinas, filamentosas, de 250-390 µm de longitud, que se desarticulan para formar esporas fragmentadas con forma de lanza. Anamorfo: conidióforos hialinos, rectos
con forma de fiálida. Conidias reniformes, de 4-6 µm de longitud.
Huéspedes: Festuca rubra, F. ampla, Lolium perenne.
Sintomatología: Provoca el estrangulamiento del tallo. Ocasionalmente en algún tallo del
huésped se forma un ascostroma que impide el desarrollo de la espiga. En la mayoría de
los casos las plantas infectadas no muestran síntomas, pero contienen diversos alcaloides
tóxicos para herbívoros. El micelio coloniza de manera asintomática el espacio intercelular de hojas y vainas foliares. El hongo se transmite por semilla.
Referencias:
– Arroyo, R., Martínez Zapater, J.M., García Criado, B., Zabalgogeazcoa, I. (2002). The
genetic structure of natural populations of the fungal endophyte Epichloë festucae.
Molecular Ecology 11: 355-364.
– Zabalgogeazcoa, I., Vázquez de Aldana, B.R., García Criado, B., García Ciudad, A.
(1999). The infection of Festuca rubra by the endophyte Epichloë festucae in
Mediterranean permanent grasslands. Grass and Forage Sciences 54: 91-95.
– Zabalgogeazcoa, I., García Criado, B., Bony, S. (2002). Identification of the fungal endophyte Epichloë festucae in the fine fescue Festuca ampla. Plant Disease 86: 1272.
440
Epichloë typhina (Pers. ex Fr.) Tul.
[Anamorfo: Sphacelia typhina Sacc]
Huso o moho
Sinónimos: del teleomorfo: Typhodium typhinum (Pers.:Fr.) Seaver. Del anamorfo: Acremonium typhinum Morgan-Jones & Gams
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: peritecios con ostiolos prominentes, que contienen ascas cilíndricas y muy alargadas (100-200 x 6-10 µm), cada una con ocho ascosporas filiformes,
casi tan largas como las ascas y septadas a intervalos de 8-12 µm. Anamorfo: conidióforos
cortos que portan conidias unicelulares, hialinas y ovales, de 3-9 x 1-2 µm .
Huéspedes: Varias gramíneas pratenses de los géneros Agropyron, Agrostis, Alopecurus,
Dactylis, Festuca, Holcus, Phleum y Poa, siendo el dactilo y la festuca cultivada las más
afectadas.
Sintomatología: Estromas blanquecinos (anamorfo) que al principio envuelven el tallo
por debajo del último nudo y que, posteriormente, engrosan, se endurecen y adquieren una
tonalidad anaranjada y esponjosa (teleomorfo) e impiden el desarrollo normal de la inflorescencia. Una vez que los estromas maduran, son objeto de ataques de hongos hiperparásitos y larvas de dípteros. Los daños no son graves, pero sí tienen importancia en el
caso de campos para la producción de semilla.
Referencias:
– Booth, C., O'Rourke, C.J. (1973). Epichloë typhina. CMI Descriptions of Pathogenic
Fungi and Bacteria nº 639.
– Collar Urquijo, J. (1999). Epichloë typhina (Pers. ex Fr.) Tul. Huso o moho. Fichas de
diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 119.
MAPA. Madrid.
441
Erysiphe betae Vañha Weltzien
[Anamorfo: Oidium erysiphoides Fr.]
Oidio
Sinónimos: Del teleomorfo: E. polygoni D.C., Microsphaera betae Vañha, E. communis
(Wallr.), E. communis f. betae (Vañha) Jacz.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes)
Descripción: Teleomorfo: cleistotecios de 80-120 μm de diámetro, solitarios o en pequeños grupos, que contienen 3-8 ascas cada uno. Ascas de 50-70 x 30-50 μm, con un
número variable de ascosporas, entre 3 y 5. Ascosporas hialinas y elípticas, que miden
18-30 x 12-19 μm. Anamorfo: conidióforos simples, sobre los que se encuentran las
conidias, dispuestas en cadenas cortas, de forma elíptica a cilíndrica y que miden 30-50
x 15-20 μm.
Huéspedes: Remolacha y acelga.
Sintomatología: El micelio es externo y se desarrolla en la superficie de las hojas. Los
primeros síntomas son pequeñas manchas blancas aterciopeladas dispersas en forma de
estrella. Posteriormente, estas manchas se vuelven pulverulentas y se espesan, y las hojas
se recubren de un polvo blanquecino de aspecto harinoso.
Referencias:
– Domínguez García-Tejero, F. (1951). Distribución en España de las plagas y enfermedades de la remolacha. Boletín Patología Vegetal y Entomología Agrícola 18:
181-204.
– Kapoor, J. N. (1967). Erysiphe betae. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria nº 151.
– Pérez de Algaba, A., García Benavides, P. (1996). Erysiphe betae Wañha Weltzien
Oidio. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales.
Ficha 39. MAPA. Madrid.
– Smith, J.M., Dunez, J., Lelliott, R.A., Phillips, D.H., Archer, S.A. (1992). Manual de
enfermedades de las plantas, Ed. Mundi-Prensa.
442
Erysiphe euonymi-japonici (Viennot-Bourgin) U. Braun & S.
Takam. [Anamorfo: Oidium euonymi-japonici E. S. Salmon]
Oidio del evónimo
Sinónimos: Del teleomorfo: Microsphaera euonymi-japonici Viennot-Bourgin.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: cleistotecios globosos, de 100-144 μm de diámetro. Anamorfo:
micelio externo que se nutre de la planta por medio de haustorios. Sobre él se forman
conidióforos erguidos, sobre los que se produce un gran número de conidias elípticas que
miden 30-38 x 13-14 μm.
Huéspedes: Evónimo del Japón.
Sintomatología: Aparecen manchas blancas redondas sobre las hojas, que luego se
cubren de polvo blanco, dejando el limbo con aspecto clorótico. También ataca las yemas
y las inflorescencias, aunque en menor medida.
Referencias:
– Domínguez García-Tejero, F. (1993). Plagas y enfermedades de las plantas cultivadas.
9ª Edición. Ediciones Mundi-Prensa. Madrid.
443
Erysiphe necator Schwein [Anamorfo: Oidium tuckeri Berck.]
Oidio de la vid
Sinónimos: Del teleomorfo: Uncinula necator (Schwein.) Burril, U. americana Howe,
U. spiralis Berk. & Curt., U. subfusca Berk. & Curt.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: cleistotecios globosos, algo aplastados, de 84-105 μm de
diámetro, con fulcros insertados ecuatorialmente, con extremos más o menos helicoidales
en la madurez. Ascas en número de 4-6 por cleistotecio, de 50-60 x 25-40 μm. Ascosporas ovales a cilíndricas de 15-25 x 10-14 μm. Anamorfo: micelio externo a los tejidos,
semipersistente, muy delgado. Conidias de 32-39 x 17-21 μm, elipsoides a cilíndricas, en
cadenas largas.
Huéspedes: Vid.
Sintomatología: Enaniza los pámpanos jóvenes, que quedan blancos. En hojas y brotes
vegetativos aparecen los signos de oidio. La epidermis de los frutos se cubre de necrosis
pardas, apareciendo el agrietamiento si el ataque se da cuando el fruto no ha alcanzado
su tamaño definitivo.
Referencias:
– Kapor, J. N. (1967). Uncinula necator. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria Nº 160.
– Ocete, R., Lara, M., Pérez, M.A., Romero, M., Pérez, J. (1996). Prospección del estado
sanitario de poblaciones de Vitis vinifera silvestris (Gmelin) Hegi situadas en el entorno del Parque Nacional de Doñana (Huelva-Cádiz) y en el Parque Natural 'Sierra
Norte' (Sevilla). Boletín de Sanidad Vegetal Plagas 22: 433-441.
– Pérez de Obanos, J. J. (2004) Oidio (Uncinula necator Burr.). En “Anónimo: Los parásitos de la vid. Estrategias de protección razonada: 196-201” Edit MAPA-MundiPrensa. 391pp.
– Ruiz Castro, A. (1950). La lucha contra las enfermedades del viñedo en España. Boletín
Patología Vegetal y Entomología Agrícola 18: 243-280.
444
Erysiphe vanbruntiana var. sambuci-racemosae (U. Braun) U.
Braun & S. Takam.
Oidio
Sinónimos: Microsphaera vanbruntiana var. sambuci-racemosae U. Braun.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Cleistotecios hipofilos, muy abundantes y densos, de 104-155 μm de
diámetro y con muchos apéndices. Las ascas, 3-7 en cada ascocarpo, contienen 4-6 ascosporas elipsoides o subglobosas de 20-27 x 11-14 μm.
Huéspedes: Saúco rojo.
Sintomatología: Causa oidio en las hojas del árbol del saúco rojo. En general, el micelio no es muy aparente.
Referencias:
– Durrieu, G. (1995). A Microsphaera on red elder (Sambucus racemosa) in western Europe. Mycological Research 99: 323-324.
– Durrieu, G. (1996). Invasion de Microsphaera vanbruntiana var. sambuci-racemosae
parasite de Sambucus racemosa en France et en Espagne. Cryptogamie, Mycologie
17: 1-5.
445
Eutypa lata (Pers) Tul & C.Tul [Anamorfo:
Libertella blepharis A.SM.]
Apoplejía del albaricoquero, Eutipiosis de la vid
Sinónimos: Del teleomorfo: Eutypa armeniaceae Hansf. & Carter y diversas especies
de los géneros Cryptosphaeria, Diatrype, Eutypa, Sphaeria y Valsa. Del anamorfo: Cytosporina lata Hönel, C. ribis Magnus, C. rubescens Fr., Phomopsis ribis (Magnus)
Grove.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: peritecios inmersos en el estroma, con un ostiolo polar
erumpente. Ascas unitunicadas y alargadas, con un poro apical. Ascosporas alantoides,
más o menos pardas y miden 7-11 x 1,5-2 μm. La forma sobre albaricoque se consideró
E. armeniaceae Hansf. & Carter, pero ya no parece justificado el considerarla una especie
aparte. Anamorfo: picnidios inmersos en el estroma, de hasta 2 mm. Conidióforos pequeños, ramificados, erectos y llevan conidias filiformes y curvadas de 25-40 x
1-1,5 μm.
Huéspedes: Albaricoquero, vid.
Sintomatología: En albaricoquero, donde causa apoplejía o gomosis, provoca la marchitez súbita de hojas de ramas individuales en verano, madurando sus frutos antes y
muriendo las ramas antes del final de la estación. De la porción afectada exudan
gomas. En la vid, donde provoca excoriosis o muerte de brazos, se producen chancros desde las heridas de podas viejas y a través de los pámpanos más débiles. Éstos
últimos darán hojas a menudo empardecidas y deformadas y el número y tamaño de
racimos es menor.
Referencias:
– Carter, M.V., Moller, W.J. (1974). Eutypa canker of apricot in Spain. Plant Disease 58:
441-443.
– Carter, M.V., Talbot, P. H. B. (1974). Eutypa armeniacae. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria Nº 436.
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1996). Distribution of Eutypa lata (Pers)
Tul & C. Tul. CMI Map 385, 4th. Edition.
446
– García-Jiménez, J., Armegol, J., Beltrán, R., Giménez-Jaime, A., Vicent, A. (2004). Enfermedades fúngicas de madera. En “Los parásitos de la vid. Estrategias de protección razonada”. 5ª edición: 221-228. MAPA- Mundi-Prensa.
– Mateo-Sagasta, E. (2000). Eutypa lata en frutales de hueso. En “Montesinos et al. (edit.)
Enfermedades de los frutales de pepita y de hueso: 74 “. SEF- Mundi-Prensa. 147 pp.
– Santiago Merino, R. (1996). Eutypa lata (Pers.) Tul. & C. Tul. Eutipiosis de la vid.
Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha
41. MAPA.
447
Exobasidium japonicum Shirai
Agallas
Sinónimos: Exobasidium vacinii var. japonicum McNabb.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Hymenomycetes).
Descripción: En una preparación al microscopio óptico de la epidermis celular con esporulación externa se observan fácilmente las basidiosporas, rectas o curvadas,
generalmente geniculadas, con un tabique y de 12-20 x 3-4,5 µm. En medio de cultivo y
sobre las agallas, a partir del micelio se pueden formar conidias algo fusiformes o en
forma de acícula de 5-25 x 1-3 µm.
Huéspedes: Ericáceas, azaleas y rododendros, hortícolas y plantas silvestres.
Sintomatología: Forma agallas en flores y hojas que causan graves daños, especialmente
en plantas de invernadero con temperaturas templadas y abundante humedad. Las agallas pueden llegar a medir entre 2,5 y 5 cm y son de color verde o rosado, según la cepa.
Posteriormente se recubren de micelio aterciopelado blanco que acaba oscureciéndose.
Referencias:
– Booth, C. (1983). Exobasidium japonicum. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and
Bacteria nº 780.
– Montón Romans, C. (1996). Exobasidium japonicum Shirai. Agallas. Fichas de
diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 42. MAPA.
Madrid.
448
Exobasidium rhododendri (Fuckel) C. E. Cramer
Sinónimos: E. vaccinii f. rhododendri (C. E. Cramer) W. Voss, E. vaccinii var. rhododendri Fuckel.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotyna, Clase Basidiomycetes).
Descripción: Carpóforo de 1-4 cm, carne esponjosa, forma globosa e irregular, con manchas blancas, rojas o verdes. Himenio velloso y blanco, esporas hialinas.
Huéspedes: Rhododendron ferrugineum. Es especialmente frecuente en distintas especies
de la familia de las Ericáceas.
Sintomatología: Presencia de abolladuras anuales en las hojas, debidas a hipertrofias
e hiperplasias del tejido foliar. Estas malformaciones de las hojas recuerdan a las agallas producidas por insectos chupadores. Tienen consistencia carnosa, color blanco y
superficie aterciopelada o pulverulenta. La abolladura termina adoptando un color
pardo, mientras que la infección se va extendiendo hacia el tejido tierno del tallo y de
las yemas. Se produce una muerte precoz de las hojas infectadas.
Referencias:
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi-Prensa, Madrid, 576 pp.
449
Fomitiporia mediterranea M. Fischer
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Hymenomycetes).
Descripción: Especie fúngica tradicionalmente asociada a la “yesca” de la vid. Ha
existido mucha confusión acerca de la denominación correcta de este hongo, habiéndose
ubicado en los géneros Fomes y Phellinus. No tenemos conocimiento de que su identificación exhaustiva haya sido abordada hasta el momento en España. En otros países ha
sido ubicado últimamente dentro del género Fomitiporia como F. punctata, aunque investigaciones más recientes llevadas a cabo por Fischer y Binder (2004) con aislados de
vid de otros países europeos, así como de aislados españoles (comunicación personal),
señalan que la especie que afecta a vid es F. mediterranea.
La descripción de esta especie es la siguiente: cuerpos fructíferos resupinados, duros, de
más de 15 mm de grosor, con margen delgado de color marrón amarillento. Poros circulares, en número de 5-8 por mm. Tabiques sin “clamp conections”. Esporas elipsoidales
a subglobosas, hialinas, de pared gruesa, lisas, de 5,5-7,5 x 4,5-6,5 µm.
Huéspedes: Vid (Vitis vinifera).
Sintomatología: Podredumbre esponjosa en la madera de vid con descomposición interna de la madera. Este hongo se ha asociado con síntomas de yesca de la madera de vid
(podredumbre esponjosa, necrosis internervial de hojas, apoplejías).
Referencias:
– Armengol, J., Vicent, A., Torné, L., García Figueres, F., García Jiménez, J. (2001). Hongos asociados a decaimientos y afecciones de madera en vid en diversas zonas españolas. Boletín de Sanidad Vegetal, Plagas 27: 137-153.
– Fischer, M. (2002). A new wood-decaying basidiomycete species associated with esca
of grapevine: Fomitiporia mediterranea (Hymenochaetales). Mycological Progress
1: 315-324.
– Fischer, M., Binder, M. (2004). Species recognition, geographic distribution and hostpathogen relationships: a case study in a group of lignicolous basidiomycetes, Phellinus s. l. Mycologia 96: 799-811.
– García-Jiménez, J., Armengol, J., Beltrán, R., Jiménez-Jaime, A., Vicent, A. (2004).
Enfermedades fúngicas de madera. En “Los parásitos de la vid. Estrategias de protección integrada”: 221-228. Ed. MAPA-Mundi-Prensa. 391 pp.
– Redondo, C., Tello, M.L., Avila, A., Mateo Sagasta, E. (2001). Spatial distribution of
symptomatic grapevines with esca disease in Madrid region (Spain) (Vitis vinifera
L.) Phytopathologia Mediterranea 40, Supplement: S439-S442.
450
Fomitopsis pinicola (Swart: Fr.) P. Karsten
Pudrición parda
Sinónimos: Ungulina marginata (Fr.) Pat., Fomes pinicola (Sw) Fr. y 44 más.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotyna, Clase Basidiomycetes).
Descripción: Carpóforos en forma de repisas regulares o irregulares, de 80-300 (500)
mm de ancho, gruesas (30-100 mm), leñosas; superficie superior marcada en zonas
concéntricas, alternando de color café rojizo o gris en los ejemplares jóvenes, en los
adultos uniformemente gris café a gris negruzco, opaca y no pegajosa; margen café
anaranjado y resinoso. Superficie inferior con poros muy pequeños, color blanquecino a amarillento, se manchan de color café rojizo con el maltrato.
Huéspedes: Polífago, sobre diversas frondosas y resinosas, aunque es más frecuente
sobre estas últimas. Algunos autores consideran una cierta especialización parasitaria con
formas diferentes entre frondosas y coníferas.
Sintomatología: Los primeros pasos de la pudrición se caracterizan por una tonalidad
amarillo pálida a parda de la madera; en ocasiones aparecen coloraciones pardo-rojizas.
Con frecuencia la madera aparece fracturada en secciones cúbicas y las piezas se
mantienen juntas por gruesos fieltros de micelio blancuzco. Finalmente, la madera
aparece completamente disgregada. El hongo es capaz de producir corazón rojo en árboles
vivos. Es muy importante como destructor de la madera en árboles muertos por otros
agentes.
Referencias:
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi-Prensa, Madrid, 576 pp.
451
Fulvia fulva (Cooke) Cif.
Cladosporiosis del tomate
Sinónimos: Cladosporium fulvum Cooke.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión
Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Conidióforos con dilataciones nudosas en un solo lado, que se pueden desarrollar como ramas cortas laterales. Producen conidias de 16-40 x 5-7 μm, cilíndricas
o elipsoides, de superficie lisa, rectas o algo curvadas, en cadenas normalmente ramificadas y de color verde oliva a pardo.
Huéspedes: Tomate.
Sintomatología: Manchas de color amarillo pálido sobre el haz de las hojas. En el envés
el micelio pasa de gris pálido a gris oscuro o pardo cuando empieza la esporulación. Las
hojas muy infectadas toman coloraciones pardas y caen.
Referencias:
– Berra, D., Laucirica, M. (1999). Fulvia fulva (Cooke) Cif. Cladosporiosis del tomate.
Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha
121. MAPA.
– Commonwealth Mycological Institute. (CMI). (1969). Distribution of Cladosporium
fulvum Cooke. CMI Map 77, 4th. Edition.
– Holliday, P., Mulder, J. L. (1970). Fulvia fulva. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi
and Bacteria nº 487.
– Laboratorio de Criptogamia. (1941). Informe del trabajo llevado a cabo por la Estación
de Fitopatología de La Coruña durante 1939-40. Publicación Estación Fitopatología
Agrícola de La Coruña 14: 35 pp.
452
Fusarium arthrosporioides Sherbakoff
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión
Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Forma conidióforos que emergen en grupos, son septados y con 3-4
ramificaciones terminales en las que se forman 2-3 fiálidas en el ápice. Las macroconidias, fusoides a lanceoladas, con 3-5 septos, apuntadas en la extremidad distal y con
un apéndice característico en la basal, miden 22-55 x 3,7-6 μm. Las microconidias son
piriformes u ovales, miden 7,5-11 x 3-4 μm y se forman en fiálidas simples que se desarrollan lateralmente en el micelio aéreo. No se han observado clamidosporas.
Huéspedes: Platanera.
Sintomatología: Ataca junto a Fusarium oxysporium f.sp. cubense, que produce la enfermedad de Panamá.
Referencias
– Blesa, A.C., Morales, D., López, I. (1979). Contribución al estudio de la micoflora de
los suelos de plataneras canaria. I. El genero Fusarium. Fruits 34: 585-597.
453
Fusarium culmorum (W.G.Sm.) Sacc.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión
Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Forma macroconidias curvadas, con 3-5 septos, fusoides y con la célula
apical constreñida en su centro; miden 26-40 x 4-6 μm y se producen en monofiálidas
sobre micelio de crecimiento muy rápido de color amarillo rojizo. No tiene microconidias. Las clamidosporas, principalmente intercalares, son ovales y de color pardo.
Huéspedes: Arroz, cebada, maíz, melón, remolacha, trigo.
Sintomatología: Penetra en las plantas muy jóvenes por el hipocotilo o las raíces, destruyéndolas. En plantas adultas ataca la base del tallo causando marchiteces prematuras, pardeamientos y secas de la planta. Puede afectar a la formación fructífera en
cereales y producir podredumbres en almacén de manzanas y remolacha. Causa podredumbre del cuello en el trigo.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1968). Distribution of Fusarium culmorum (W.G. Smith) Sacc. CMI Map 440, 1st. Edition.
– Marín, J.P. (1985). Micosis del trigo en Andalucía Occidental. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias, Agrícola 7: 382-386.
– Marín, J.P. (1986). Hongos asociados con el Mal del Pie del trigo en Andalucía Occidental. Investigación Agraria, Producción y Protección Vegetales 1: 409-431.
– Marín, J.P., Segarra, J., Almacellas, J. (1992). Enfermedades de los cereales en Cataluña en 1988-90. Investigación Agraria, Producción y Protección Vegetales 7: 261275.
– Marín-Sánchez, J.P., Jiménez-Díaz, R.M. (1982). Two new Fusarium species infecting
rice in southern Spain. Plant Disease 66: 332-334.
– Segarra, J., Marín, J.P., Almacellas, J. (1993). Micosis de la cebada en Cataluña durante el periodo 1988-90. Investigación Agraria, Producción y Protección Vegetales
8: 457-467.
– Tello, J.C., Bernao, A., Fernández, E., Imedio, D. (1986). Notas sobre la micosis del
melón en La Mancha. ITEA Producción Vegetal 63: 45-60.
454
Fusarium oxysporum Schlecht.: Fr. f. sp. basilici
Tamietti & Matta
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión
Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: El micelio aéreo al principio es blanco y el centro cambia de color pasando
por distintos tonos, desde violeta a morado oscuro. Las microconidias, siempre presentes,
son oval-elipsoides, mono o bicelulares y se forman en fiálidas cortas no ramificadas.
Las macroconidias, normalmente 3-5 septadas, son fusoides, ligeramente curvadas, se
forman al principio en fiálidas individuales y luego en esporodoquios. Las clamidosporas son solitarias o agrupadas en cadenas cortas.
Huéspedes: Albahaca (Ocimum basilicum L.).
Sintomatología: Clorosis y marchitez en los extremos apicales, marchitez y necrosis de
hojas y peciolos, disminución en el crecimiento, aparición de estrías negras longitudinales a lo largo de tallos y peciolos, decoloración y necrosis del xilema. Los síntomas empiezan a desarrollarse en el ápice de la planta y progresivamente se van extendiendo hasta
la base de la misma.
Referencias:
– Guirado Moya, M.L, Gómez Vázquez, J., Blanco Prieto, R., Tello-Marquina, J.C.
(2002). First report of Fusarium oxysporum f. sp. basilici in sweet basil cultivation
in Spain. Plant Disease 86: 1402.
455
Fusarium oxysporum f. sp. canariensis
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión
Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Ver F. oxysporum f. sp. basilici
Huéspedes: Phoenix canariensis y P. dactylifera.
Sintomatología: Oscurecimiento y necrosis de los tejidos vasculares de la raíz, coloración
rojiza a la altura del cuello, manchas longitudinales a lo largo del raquis y seca unilateral
de hojas.
Referencias:
– Abad, P., Armengol, J., Olmo, D., García-Jiménez, J. (2002). Detección mediante PCR
de Fusarium oxysporum f. sp. canariensis en palmera canaria. Phytoma España 138:
94-96.
– Olmo, D., Abad, P., Armengol, J., García-Jiménez, J. (2001). Molecular identification
of Fusarium oxysporum f. sp. canariensis on Phoenix canariensis in Spain. Proceedings of XI Congress of the Mediterranean Phytopathological Union: 168-169.
Evora, Portugal.
456
Fusarium oxysporum f. sp. ciceris (Padwick) Matuo & Sato
Fusariosis vascular del garbanzo
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión
Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes)
Descripción: Ver F. oxysporum f. sp. basilici.
Huéspedes: Garbanzo.
Sintomatología: Comienza mostrándose en las hojas más viejas, como aclarado de venas
leve y clorosis de la lámina, síntomas que posteriormente se trasladan a las hojas jóvenes.
En el tallo se forman estrías longitudinales necróticas.
Referencias:
– Casas, A.T., Jiménez-Díaz, R.M. (1981). Occurrence and etiology of chickpea 'wilt
complex' in southern Spain. International Chickpea Newsletter 5: 10-11.
– Jiménez-Díaz, R.M. (1994). La fusariosis vascular del garbanzo causada por
Fusarium oxysporium f. sp. ciceris: quince años de investigación en España. Investigación Agraria, Producción y Protección Vegetales. Fuera de serie 2:
285-294.
– Jiménez-Díaz, R.M., Trapero Casas, A., Cabrera de la Colina, J. (1989). Races of Fusarium oxysporum f. sp. ciceri infecting chickpeas in southern Spain. NATO ASI Cell
Biology 28: 515-520.
– Trapero-Casas, A., Jiménez-Díaz, R.M. (1985). Fungal wilt and root diseases of chickpea in southern Spain. Phytopathology 75: 1146-1151.
457
Fusarium oxysporum f. sp. cubense (E.F. Smith)
Snyder & Hansen
Mal de Panamá
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión
Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Ver F. oxysporum f. sp. basilici.
Huéspedes: Platanera.
Sintomatología: Los síntomas son variables, generalmente causa el marchitamiento de
la planta.
Referencias:
– Álvarez, C.E., García, V., Robles, J., Díaz, A. (1981). Influence des caracteristiques du
sol sur l'incidence de la maladie de Panama. Fruits 36: 71-81.
– Blesa, A.C., Morales, D., López, I. (1979). Contribución al estudio de la micoflora de
los suelos de platanera canaria. I. El genero Fusarium. Fruits 34: 585-597.
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1966). Distribution of Fusarium oxysporum Schlecht. CMI Map 31, 3rd. Edition.
– Charpentier, J.M. (1976). La culture bananière aux îles Canaries. Fruits 31: 569-585.
– García, V. (1977). État actuel des études de nutrition et fertilité en culture bananière à
Tenerife. Fruits 32: 15-23.
– Holmes, E. (1930). The Canary banana. Banana cultivation in the Canaries. Tropical
Agriculture 6: 320-325.
458
Fusarium oxysporum f. sp. dianthi (Prill.& Delacr.)
Snyder & Hansen
Fusariosis vascular del clavel
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión
Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Ver F. oxysporum f. sp. basilici.
Huéspedes: Clavel.
Sintomatología: Comienza perdiendo color en las hojas basales para luego marchitarse.
La infección se extiende hacia la parte superior, normalmente en un solo lado de la planta,
causando el rizado de los tallos. Puede llegar a marchitar la planta entera.
Referencias:
– Basallote-Ureba, M.J., Melero-Vara, J.M., López-Herrera, C.J. López-Rodríguez, M.,
Prados-Ligero, A. M. (2005). Utilización de enmiendas orgánicas y cultivo
hidropónico en el control de la fusariosis del clavel. 42 pp. Consejería de Agricultura y Pesca. Junta de Andalucía, Sevilla.
– Prados, A.M., Basallote, M.J., López-Herera, C.J.,.Villamar, L.P., López, M., González,
L., Melero, J.M. (2004). El uso de compost en el control de la Fusariosis vascular
del clavel. Res. XII Congreso de la Sociedad Española de Fitopatología. Lloret de
Mar (Gerona) 162.
– Prados-Ligero, A.M., Melero-Vara, J.M., Basallote-Ureba, M.J. (2003). Evaluation of
levels of resistance to Fusarium oxysporum f. sp. dianthi in a set of cultivars of carnation. Proc. 8th Internatinal Congress of Plant Pathology: 363. Cristchurch (New
Zealand)
– Tello Marquina, J.C., Lacasa Plasencia, A. (1990). Fusarium oxysporum en los cultivos
intensivos del litoral mediterráneo de España. Fases parasitarias (fusariosis vasculares del tomate y del clavel) y no parasitaria. Boletín de Sanidad Vegetal. Fuera de
Serie 19: 190 pp.
– Trillas-Gay, M.I., Araus, J.L. (1993). Effects of Fusarium oxysporum culture filtrates
on carnation callus cell ultrastructure and cytoplasmic calcium distribution. Plant
Pathology 43: 231-241.
459
Fusarium oxysporum f. sp. gladioli (Mas.) Snyder & Hansen
Fusariosis del gladiolo
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión
Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Ver F. oxysporum f. sp. basilici.
Huéspedes: Gladiolo.
Sintomatología: Sobre bulbos produce podredumbre, cerca de la base o en la misma base
del bulbo, de coloración marrón claro, poco visible al principio y que después evoluciona
a marrón oscuro o negro, con una textura escamosa cuando el bulbo se seca. Estos síntomas en almacén evolucionan hasta la "momificación" del bulbo, de textura esponjosa
y dura, muy similar a la "podredumbre seca" de la patata. Sobre el follaje puede provocar marchitez y amarilleamiento de hojas, hasta acabar desecándose. También es frecuente la aparición de "astas de toro", hojas que en sus primeros estadios de desarrollo
se curvan tomando el aspecto de cuerno. Las plantas afectadas destacan claramente del
resto por su forma y su tamaño, que queda raquítico; no suelen producir vara floral.
Referencias:
– García-Jiménez, J., Alfaro-García, A. (1985). Inspección fitosanitaria del bulbo de
gladiolo: Estudio básico. Boletín del Servicio de Defensa contra Plagas e Inspección Fitopatológica. Fuera de serie 3. 71 pp.
460
Fusarium oxysporum f. sp. lycopersici (Sacc.) Snyder & Hansen
Fusariosis vascular del tomate
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión
Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Ver F. oxysporum f. sp. basilici.
Huéspedes: Tomate.
Sintomatología: Causa la inclinación hacia abajo de los peciolos. Las hojas, empezando
por las más viejas, amarillean y mueren. Puede afectar a ramas aisladas de una planta.
Referencias:
– Carbonell, C., Cifuentes, D., Tello, J., Cenis, J.L. (1994). Diferenciación de Fusarium
oxysporum f.sp. lycopersici y F. oxysporum f.sp. radicis-lycopersici y su detección
en planta mediante marcadores RAPD. Boletín de Sanidad Vegetal, Plagas 20:
919-926.
– Tello, J.C., Lacasa, A. (1988). Evolución racial de poblaciones Fusarium oxysporum
f.sp. lycopersici. Boletín de Sanidad Vegetal, Plagas 14: 335-341.
– Tello, J.C., Lacasa, A. (1990). Fusarium oxysporum en los cultivos intensivos del litoral mediterráneo de España. Fases parasitarias (fusariosis vasculares del tomate y del
clavel) y no parasitaria. Boletín de Sanidad Vegetal. Fuera de Serie 19.
461
Fusarium oxysporum f. sp. melongenae Matuo & Isigami
Fusariosis vascular de la berenjena
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Ver F. oxysporum f. sp. basilici.
Huéspedes: Berenjena.
Sintomatología: El síndrome observado corresponde a dos tipos de síntomas ligeramente
diferenciados: de una parte, amarilleamiento de las venas del limbo, que empieza siendo
unilateral y luego se generaliza antes de la muerte de la planta y, de otro, marchitamiento,
en el que las hojas se marchitan bruscamente de forma irreversible, en verde. En ambos
casos el xilema se tiñe de una intensa coloración marrón y las raíces no muestran podredumbre hasta que la planta muere por completo.
Referencias:
– Urrutia Herrada, M.T., Gómez García, V.M., Tello Marquina, J. (2004). La fusariosis
vascular de la berenjena en Almería. Boletín de Sanidad Vegetal Plagas 30: 85-92.
462
Fusarium oxysporum f. sp. melonis (Leach & Currence)
Snyder & Hansen.
Fusariosis vascular del melón
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Ver F. oxysporum f. sp. basilici.
Huéspedes: Melón.
Sintomatología: Produce, en la mayoría de los casos, un amarilleamiento lento y progresivo de la planta, por el que las venas empiezan a tomar color amarillento, se hacen
gruesas y quebradizas, al tiempo que en los tallos se forman estrías necróticas longitudinales por las que exudan gomas y sobre las que se forman esporodoquios rosados.
Existen aislados que causan la marchitez súbita de las plantas sin que previamente amarilleen.
Referencias:
– González Torres, R., Jiménez-Díaz, R.M., Gómez Vázquez, J. (1988). Incidencia y distribución de las fusariosis vasculares del melón y la sandía en Andalucía. Investigación Agraria, Producción y Protección Vegetales 3: 377-392.
– González Torres, R., Melero Vara, J.M., Gómez Vázquez J., Velasco Arroyo V. (1992)
Espectro racial y distribución de Fusarium oxysporum f. sp. melonis y F. oxysporum
f. sp. niveum en Almería. Control integrado de las fusariosis vasculares del melón
y la sandía en invernadero. Monografías sobre proyectos FIAPA nº 10. Almería, 42
pp.
– González Torres, R., Melero, J.M., Gómez Vázquez, J., Jiménez-Díaz, R. M. (1994).
Fusariosis vasculares del melón y la sandía. Fusarium oxysporum f.sp. melonis y F.
oxysporum f.sp. niveum. En (Díaz Ruiz, J.R.; García Jiménez, J.) Enfermedades de
las Cucurbitáceas en España. Monografías de la SEF 1: 47-50.
– Tello, J.C., Bernao, A., Fernández, E., Imedio, D. (1986). Notas sobre la micosis del
melón en La Mancha. ITEA Producción Vegetal 63: 45-60.
463
Fusarium oxysporum f. sp. niveum (E.F. Smith)
Snyder & Hansen.
Fusariosis vascular de la sandía
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Ver F. oxysporum f. sp. basilici.
Huéspedes: Sandía.
Sintomatología: Produce una flacidez y necrosis de las hojas, que inicialmente afectan
a la planta unilateralmente y más tarde se extienden a toda ella. Otro síntoma en las plantas afectadas es la reducción en su desarrollo respecto de las sanas. Además, cuando se
corta transversalmente el tallo de las plantas afectadas, se observa una coloración oscura
en los tejidos vasculares que tiene valor diagnóstico cuando se considera junto con los
otros síntomas.
Referencias:
– González Torres, R., Jiménez-Díaz, R.M., Gómez Vázquez, J. (1988). Incidencia y distribución de las fusariosis vasculares del melón y la sandía en Andalucía. Investigación Agraria, Producción y Protección Vegetales 3: 377-392.
– González Torres, R., Melero, J.M., Gómez Vázquez, J., Jiménez-Díaz, R. M. (1994).
Fusariosis vasculares del melón y la sandía. Fusarium oxysporum f.sp. melonis y F.
oxysporum f.sp. niveum. En (Díaz Ruiz, J.R.; García Jiménez, J.) Enfermedades de
las Cucurbitáceas en España. Monografías de la SEF 1: 47-50.
464
Fusarium oxysporum f. sp. phaseoli Kendr. & Synder
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Ver F. oxysporum f. sp. basilici.
Huéspedes: Guisante, judía.
Sintomatología: Produce un amarilleo foliar comenzando por las hojas inferiores, retarda el crecimiento y la planta puede llegar a morir. Causa también un oscurecimiento
del sistema vascular del tallo y los peciolos.
Referencias:
– Díaz-Mínguez, J.M., Alves-Santos, F.M., Benito, E.P., Eslava, A.P. (1996). Fusarium
wilt of common bean in the Castilla y León region of Spain. Plant Disease 80: 600.
– Sinobas, J., Iglesias, C., García, A. (1994). Prospección de las micosis en los invernaderos de Villa del Prado (Madrid) y su incidencia en el cultivo de judía (Phaseolus
vulgaris L.). Boletín de Sanidad Vegetal, Plagas 20: 889-898.
– Tuset-Barrachina, J.J. (1973). Estudios sobre la marchitez y secado de plantas herbáceas 1. Un Fusarium patógeno de la judía en Levante. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias. Protección Vegetal 3: 73-93.
– Velásquez-Valle, R., Schwartz, H.F., Díaz-Mínguez, J. (1997). Pathogenicity of Fusarium oxysporum f.sp. phaseoli isolates from Spain to Phaseolus vulgaris. Plant Disease 81: 312.
465
Fusarium oxysporum Schlecht.: Fr. f. sp.
radicis-cucumerinum Vakal.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Ver F. oxysporum f. sp. basilici.
Huéspedes: Pepino.
Sintomatología: Podredumbre en tallos y raíces. Las lesiones en tallo se extienden hasta
10 ó 12 cm por encima del cuello en plantas maduras; no se han observado daños en
fruto. En estadíos avanzados de la infección, se puede apreciar la abundante producción
de esporodoquios de color naranja en las lesiones del tallo y cuello, sin decoloración vascular.
Referencias:
– Moreno, A., Alférez, A., Avilés, M., Diánez, F., Blanco, R, Santos, M., Tello-Marquina,
J. C. (2001). First report of Fusarium oxysporum f. sp. radicis-cucumerinum on cucumber in Spain. Plant Disease 85:1206.
466
Fusarium oxysporum f. sp. radicis-lycopersici Jarvis & Shoem.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Ver F. oxysporum f. sp. basilici.
Huéspedes: Tomate.
Sintomatología: Causa podredumbre de cuello y raíz en la planta que parasita.
Referencias:
– Carbonell, C., Cifuentes, D., Tello, J., Cenis, J.L. (1994). Diferenciación de Fusarium
oxysporum f.sp. lycopersici y F. o. f.sp. radicis-lycopersici y su detección en planta
mediante marcadores RAPD. Boletín de Sanidad Vegetal, Plagas 20: 919-926.
– Tello, J.C., Lacasa, A. (1988). La podredumbre del cuello y de las raíces causada por
Fusarium oxysporum f.sp. radicis-lycopersici, nueva enfermedad en los cultivos de
tomate españoles. Boletín de Sanidad Vegetal, Plagas 14: 307-312.
467
Fusarium poae (Peck) Wollenw.
Sinónimos: Fusarium sporotrichiella var. poae (Peck) Bilai, F. tricinctum (Corda) Sacc.,
Sporotrichum poae Peck, S. antophilum Peck.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Micelio aéreo algodonoso, de blanco a marrón rojizo. Microconidias globosas, ovales o ampuliformes, de 8-12 x 7-10 µm, generalmente unicelulares. Macroconidias escasas, ligeramente curvadas, generalmente con 3-5 tabiques y 20-40 x
3-4,5 µm, ligeramente más anchas por encima del tabique medio. Las clamidosporas aparecen muy raramente.
Huéspedes: Trigo.
Sintomatología: Este hongo se asocia a la aparición de espigas "falladas".
Referencias:
– Booth, C. (1971). Fusarium poae. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria Nº 308.
– Booth, C. (1971). The genus Fusarium. CMI 237 pp.
– Marín Sánchez, J.P., Jiménez Díaz, R. (1983). Notas sobre hongos fitopatógenos que
afectan a cultivos de cereales en Andalucía occidental. Jornadas sobre Patología Vegetal. Resúmenes de las Comunicaciones presentadas a la IV, V y VI Reuniones
Anuales del Grupo Especializado de Fitopatología Microbiana de la Sociedad Española de Microbiología: 66-68. Monografías INIA nº 48.
– Marín Sánchez, J.P., Jiménez Díaz, R. (1983). Especies de hongos fitopatógenos de
trigo en Andalucía occidental: distribución e importancia. Jornadas sobre Patología
Vegetal. Resúmenes de las Comunicaciones presentadas a la IV, V y VI Reuniones
Anuales del Grupo Especializado de Fitopatología Microbiana de la Sociedad Española de Microbiología: 131-132. Monografías INIA nº 48.
– Nelson, P. E., Toussoun, T. A., Marasas, W. F. O. (1983). Fusarium species: an illustrated manual for identification. The Pennsylvania State University Press. 193 pp.
468
Fusarium semitectum Berk. & Rav.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Las conidias que forma son todas macroconidias, pero de dos tipos distintos. Las conidias primarias se forman en células esporógenas llegándose a formar hasta
5 esporas por célula; son curvadas, con el ápice en punta, 0-5 septos y miden 17-28 x
2,5-4 μm. Las conidias secundarias se forman en fiálidas que se agrupan en esporodoquios; tienen hasta 7 septos y miden 20-46 x 3-5,5 μm. Las clamidosporas, globosas, de
color marrón claro y de 9-13 μm de diámetro, son intercalares y solitarias o en cadenas
cortas.
Huéspedes: Arroz, maíz.
Sintomatología: Produce la podredumbre de raíz y tallo en los cereales. Es causa secundaria de podredumbre de frutos y tubérculos en almacén, fundamentalmente en zonas
tropicales.
Referencias:
– Marín-Sánchez, J.P., Jiménez-Díaz, R.M. (1982). Two new Fusarium species infecting
rice in southern Spain. Plant Disease 66: 332-334.
– Marín, J.P., Segarra, J., Almacellas, J. (1992). Enfermedades de los cereales en Cataluña en 1988-90. Investigación Agraria, Producción y Protección Vegetales 7:
261-275.
469
Fusarium solani f. sp. cucurbitae W. C. Snyder et H. N. Hans
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: En España se ha descrito la raza 1 de este patógeno, que provoca podredumbre en tallo y frutos, mientras que la raza 2 sólo provoca podredumbre en fruto.
Huéspedes: Calabaza (Cucurbita maxima) y sandías injertadas.
Sintomatología: Las plantas comienzan mostrando una estría necrótica longitudinal de
color pardo en la zona del cuello en la que, en condiciones de humedad, se puede observar el crecimiento de micelio blanquecino. La lesión crece hasta afectar todo el cuello,
que toma una consistencia blanda y húmeda, provocando marchitez de los brotes y muerte
prematura de la planta. Paralelamente, sobre los frutos aparecen pequeñas manchas de
color pardo y consistencia blanda, que van creciendo, dando a la piel un aspecto apergaminado y provocando una podredumbre de la pulpa que puede llegar hasta la cavidad
central, invadiendo las semillas.
Referencias:
– Armengol, J., José, C.M., Moya, M.J., Sales, R., Vicent, A., García-Jiménez, J. (2000).
Fusarium solani f. sp. cucurbitae race 1, a potential pathogen of grafted watermelon production in Spain. EPPO Bulletin 30: 179-183.
– García-Jiménez, J., Moya, M.J., Armengol, J., Sales, R., Miguel, C., Pardo, A. (1998).
Podredumbre de cuello y frutos de calabaza causados por Fusarium solani f. sp. cucurbitae W. C. Snyder et H. N. Hans raza 1. Resúmenes IX Congreso Nacional de
la Sociedad Española de Fitopatología: 111. Salamanca.
470
Gaeumannomyces graminis (Sacc.) v. Arx & H. Olivier
Mal del pie de los cereales
Sinónimos: Ophiobolus graminis Sacc. y otras especies de los géneros Gaeumannomyces, Ophiobolus y Sphaeria.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Dentro de esta especie, actualmente se incluyen tres variedades: graminis,
avenae y tritici, todas ellas con un rango de huéspedes en gramíneas con solapamientos.
Teleomorfo: peritecios ovales y ligeramente aplastados en el sentido dorso-ventral. Ascas
unitunicadas. Ascosporas de color amarillo pálido, ligeramente curvadas, con los extremos redondeados y miden 80-100 x 2,5-3 μm. Anamorfo: forma hifas pardas unidas en
hebras, con hifas laterales que forman hifopodios desde los que se realiza la entrada en
el huésped. Colonias de color marrón oliváceo a negro. Conidióforos ramificados, lisos
y de color marrón, llevan en sus extremos conidias simples con uno o ningún septo, elipsoidales a oblongas, incoloras y de 5 x 2 μm de media.
Huéspedes: Arroz, avena, cebada, centeno, trigo, triticale.
Sintomatología: Causa la podredumbre del pie del huésped. Ataca a las raíces en
todos los estados del crecimiento del huésped. Causa enanismo y reducción del ahijamiento.
Referencias:
– Benlloch, M. (1946). Notas sobre el mal de pie de trigo en la huerta Valenciana. Boletín Patología Vegetal y Entomología Agrícola 14: 55-68.
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1968). Distribution of Ophiobolus graminis Sacc. CMI Map 334, 2nd. Edition.
– Laboratorio de Criptogamia. (1941). Informe del trabajo llevado a cabo por la Estación
de Fitopatología de La Coruña durante 1939-40. Publicación Estación Fitopatología Agrícola de La Coruña 14: 35 pp.
– Marín, J.P. (1985). Micosis del trigo en Andalucía Occidental. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias, Agrícola 7: 382-386.
– Marín, J.P. (1986). Hongos asociados con el Mal del Pie del trigo en Andalucía Occidental. Investigación Agraria, Producción y Protección Vegetales 1: 409-431.
471
– Walker, J. (1973). Gaeumannomyces graminis var. graminis. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria Nº 381.
– Walker, J. (1973). Gaeumannomyces graminis var. avenae. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria Nº 382.
– Walker, J. (1973). Gaeumannomyces graminis var. tritici. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria Nº 383.
472
Gibberella avenacea R. J. Cooke [Anamorfo:
Fusarium avenaceaum (Corda ex Fr. ) Sacc.]
Sinónimos: Del anamorfo: Fusisporium avenaceum Fr.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: peritecios solitarios o agrupados en los nudos inferiores de los
tallos de trigo, globosos a piriformes. Ascas cilíndricas o aclavadas de 70-100 x 9-12 µm.
Ascosporas hialinas, con uno a tres tabiques, con constricción en el tabique central, de
13-25 x 4-6,5 µm. Anamorfo: micelio aéreo rosa a rojo, en colonias viejas con esporodoquios de color naranja. Conidióforos no ramificados o ramificados, en cuyo caso se
pueden confundir con polifiálidas. Clamidosporas ausentes. Microconidias muy escasas
o ausentes. Macroconidias muy grandes, de 40-80 x 3,5-4 µm, curvadas, de pared delgada, con 3-7 tabiques, con célula apical alargada y célula basal muy marcada.
Huéspedes: Trigo.
Sintomatología: Lesiones en la base del tallo y raíces.
Referencias:
– Booth, C. (1971). The genus Fusarium. CMI 237 pp.
– Marín Sánchez, J.P., Jiménez Díaz, R. (1983). Especies de hongos fitopatógenos de
trigo en Andalucía occidental: distribución e importancia. Jornadas sobre Patología
Vegetal. Resúmenes de las Comunicaciones presentadas a la IV, V y VI Reuniones
Anuales del Grupo Especializado de Fitopatología Microbiana de la Sociedad Española de Microbiología: 131-132. Monografías INIA nº 48.
– Nelson, P. E., Toussoun, T. A., Marasas, W. F. O. (1983). Fusarium species: an illustrated manual for identification. The Pennsylvania State University Press. 193 pp.
473
Gibberella baccata (Wallr.) Sacc.
[Anamorfo: Fusarium lateritium Ness]
Sinónimos: Del teleomorfo: Botryosphaeria moricola Ces. & de Not., Gibbera baccata
(Wallr.) Fuckel, Gibberella baccata var. moricola (Ces. & de Not.) Wollenw., G. lateritium Snyder & Hansen, G. moricola (Ces. & de Not.) Sacc., G. pulicaris subsp.
baccata (Wallr.) Sacc., Sphaeria baccata Wallr.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Forma un micelio flocoso en el que predominan los colores amarillo, naranja o pardo rojizo. Teleomorfo: los cultivos forman a menudo estromas azul oscuro en
los que puede iniciarse peritecios. Ascas cilíndricas a aclavadas, con el extremo distal redondeado. Ascosporas hialinas, fusiformes a elipsoides, de 13-18 x 5-8 μm. Anamorfo:
microconidias ausentes. Macroconidias de 22-75 x 2,5-5 μm, ligeramente curvadas, con
3-7 septos, acuminadas en el ápice y con una célula basal pedicelada, formadas en esporodoquios que toman color naranja oscuro.
Huéspedes: Albaricoquero.
Sintomatología: Produce chancros, podredumbre de yemas y puede causar la muerte
progresiva de la planta.
Referencias:
– Booth, C. (1971). Gibberella baccata (conidial state: Fusarium lateritium). CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria Nº 310.
– Carter, M.V., Price, T.V., Davison, E.M., Bumbieris, M., Clare, B.G., Dube, A.J.,
Johnsson, J.S., Kerr, A., Htay, K., Roberts, W.P., Francki, R.I.B., Randles, J.W.,
Rezaian, M.A., Habili, N., Ikegami, M. (1974). Biennial Report of the Waite Agricultural Research Institute, 1972-1973. 118 pp. Waite Agricultural Research Institute. Australia.
474
Gibberella circinata Nirenberg & O’Donnell
[Anamorfo: Fusarium circinatum Niremberg & O’Donnell]
Chancro resinoso del pino
Sinónimos: Del anamorfo: Fusarium subglutinans (Wollenb. & Reinking) Nelson et al.
f. sp. pini Correl et al.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: peritecios ovoides a obpiriformes, de unas 325 µm de altura
y 230 µm de anchura, no papilados, solitarios, no estromáticos. Ascas cilíndricas de
88-100 x 7,5-8,5 µm. Ascosporas elipsoides a fusiformes, de 9,4-16,6 x 4,5-6,0 µm,
lisas, hialinas, con un tabique medio y con tabiques adicionales formados tras su descarga, tomando entonces color marrón pálido. Anamorfo: en PDA produce micelio
aéreo casi blanco, con el centro teñido de color gris violeta. Esclerocios y clamidosporas
ausentes. Presencia de polifiálidas, a menudo asociadas con hifas curvadas estériles.
Conidias obovoides, ocasionalmente ovales o alantoides, generalmente unicelulares,
de 7,0-12,0 x 2,5-3,9 µm.
Huéspedes: Distintas especies del género Pinus (P. pinaster, P. radiata y P. sylvestris).
Sintomatología: Las plántulas presentan amarilleo y seca de acículas inferiores, que
progresa en sentido ascendente hasta producirse finalmente la muerte de la plántula. A
nivel de cuello se observa un chancro y, ocasionalmente, fructificaciones blanquecinas.
Referencias:
– Jaafar, L., Abad-Campos, P., Berbegal, M., Beltrán, C., García-Jiménez, J., Armengol,
J., Landeras, E. (2004). Identificación de Fusarium circinatum en Pinus spp. en Asturias. Resúmenes XII Congreso de la Sociedad Española de Fitopatología: 149.
Lloret de Mar (Girona).
– Landeras, E., García, P., Fernández, Y., Braña, M., Armengol, J. (2004). Detección de
Fusarium circinatum en Pinus spp. en Asturias. Resúmenes XII Congreso de la Sociedad Española de Fitopatología: 152. Lloret de Mar (Girona).
– Niremberg, H. I., O’Donnell, K. (1998). New Fusarium species and combinations within the Gibberella fujikuroi species complex. Mycologia 90: 434-458.
475
Gibberella fujikuroi (Saw.) Wollenw.
[Anamorfo: Fusarium moniliforme Sheldon]
"Bakanae del arroz"
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: peritecios superficiales, globosos a cónicos. Ascas elipsoides.
Ascosporas hialinas y elípticas, de 14-18 x 4,5-6 μm. Anamorfo: microconidias de 5-12
x 1,5-2,5 μm en cadenas moniliformes sobre monofiálidas. Macroconidias rectas o curvadas, con 3-7 septos, algunas veces tienen estrechamientos dorsiventrales en ambos extremos y miden 25-60 x 2,5-4 μm.
Huéspedes: Arroz, caña de azúcar, maíz.
Sintomatología: Ataca al pie de la planta y las raíces cuando actúa como anamorfo. Como
teleomorfo, produce cantidades de ácido giberélico, ocasionando la enfermedad de la
“bakanae del arroz”. Es también un contaminante de alimentos almacenados.
Referencias:
– Booth, C. and Waterston, J.M. (1964). Gibberella fujikuroi. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria Nº 22.
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1990). Distribution of Gibberella fujikuroi (Sawada) Ito. CMI Map 102, 7th. Edition.
– Marín, J.P., Segarra, J., Almacellas, J. (1992). Enfermedades de los cereales en Cataluña en 1988-90. Investigación Agraria, Producción y Protección Vegetales 7:
261-275.
– Marín Sánchez, J.P., Jiménez-Díaz, R. M. (1982). Two new Fusarium species infecting
rice in southern Spain. Plant Disease 66: 332-334.
– Viñas, I., Sanchís, V., Hernández, E. (1985). Fusarium in pre-harvest corn in Valencia
(Spain). Microbiologie, Aliments, Nutrition 3: 365-370.
476
Gibberella intermedia (Kuhlman) Samuels, Niremberg & Seifert
[Anamorfo: Fusarium proliferatum ( Matsushima) Niremberg]
Sinónimos: Del teleomorfo: Gibberella fujikuroi mating population D., G. fujikuroi var.
intermedia. Del anamorfo: Cephalosporium proliferatum T. Matsushima.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Anamorfo: micelio aéreo blanco que, a veces, se tiñe de color púrpura. Clamidosporas ausentes. Microconidias abundantes, generalmente unicelulares, en forma de
maza con base aplanada o, más raramente, en forma de pera, producidas en cadenas de
longitud variable y en falsas cabezas, sobre mono y polifiálidas. Macroconidias abundantes, bastante rectas, con las zonas ventral y dorsal paralelas en la mayor parte de su
longitud, con 3-5 tabiques. Las descripciones de la especie no citan dimensiones de micro
y macroconidias.
Huéspedes: Palmeras ornamentales de los géneros Chamaerops, Phoenix, Trachycarpus
y Washingtonia.
Sintomatología: Marchitez, lesiones en la base de las hojas y muerte de plántulas.
Referencias:
– Armengol, J., Moretti, A., Vicent, A., Bengoechea, J.A., García-Jiménez, J. (2001).
Identification and incidence of Fusarium proliferatum on palms in Spain. Proceedings of the XIth Congress of the Mediterranean Phytopathological Union:
285-287. Évora, Portugal.
– Armengol, J., Moretti, A., Vicent, A., García-Jiménez, J. (2002). Caracterización de
Fusarium proliferatum en palmeras ornamentales. Resúmenes XI Congreso Nacional de la Sociedad Española de Fitopatología: 122. Almería.
– Ferrando, V., Abad-Campos, P., Armengol, J., Moretti, A., García-Jiménez, J. (2004).
Compatibilidad vegetativa de Fusarium proliferatum, patógeno de palmera. Resúmenes XII Congreso Nacional de la Sociedad Española de Fitopatología: 144. Lloret de Mar (Girona).
477
Gibberella intricans Wollenw.
[Anamorfo: Fusarium equiseti (Corda) Sacc.]
Sinónimos: Del anamorfo: F. falcatum Appel & Wollenw., F. gibbosum Appel & Wollenw., F. roseum var. gibbosum (Appel & Wollenw.) Messiaen & Cassini, F. scirpi Lamb.
& Fautr., Selenosporium equiseti Corda.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: peritecios superficiales, globosos a cónicos, con una pared exterior rugosa. Ascas aclavadas. Ascosporas hialinas y fusoides, con 2-3 septos, de 21-33
x 4-5,5 μm. Anamorfo: al principio se producen fiálidas laterales simples, aunque con el
tiempo también produce conidióforos ramificados. Conidias con forma de hoz, pediceladas, con 4-7 septos y de 22-60 x 3,5-6 μm. Clamidosporas intercalares, solitarias o en
pequeñas cadenas, globosas y de 7-9 μm de diámetro.
Huéspedes: Arroz, maíz.
Sintomatología: Produce la podredumbre de raíz y tallo en los cereales. Es causa secundaria de podredumbre de frutos y tubérculos en almacén.
Referencias:
– Booth, C. (1978). Fusarium equiseti. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria Nº 571.
– Marín Sánchez, J.P., Jiménez-Díaz, R. M. (1982). Two new Fusarium species infecting
rice in southern Spain. Plant Disease 66: 332-334.
478
Gibberella subglutinans (E. T. Edwards) P. E. Nelson, Toussoun
& Marasas [Anamorfo: Fusarium subglutinans (Wollenw. &
Reinking) Nelson et al.]
Proliferación de brotes
Sinónimos: Del teleomorfo: Gibberella fujikuroi var. subglutinans E. T. Edwards. Del
anamorfo: Fusarium moniliforme var. subglutinans Wollenw. & Reinking.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Teleomorfo: es raro en la naturaleza. Anamorfo: microconidias elipsoides
a fusiformes en polifiálidas, nunca en cadenas. Macroconidias abundantes ligeramente
curvadas, casi rectas, con 3-5 tabiques y 32-50 x 4,5-5 µm. No produce clamidosporas.
Huéspedes: Puede afectar a varios vegetales, principalmente el maíz y otras gramíneas,
pero en mango causa una enfermedad específica.
Sintomatología: En mango, la malformación del ápice de los brotes y/o yemas florales
produce síntomas muy espectaculares, por la presencia de multitud de pequeños brotes
en el extremo, dando un aspecto como de "repollo". En árboles muy atacados los brotes
afectados permanecen frenados en su crecimiento, sin moverse durante toda la estación,
recordando a los síntomas del Bunchy Top Virus. En otros casos hay una pequeña elongación de los brotes que queda frenada, con aspecto de candelabro.
Referencias:
– Booth, C., Waterston, J.M. (1964). Giberella fujikuroi var. subglutinans. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria nº 23.
– Rodríguez Rodríguez, R., Rodríguez Rodríguez, J.M., Espino de Paz, A.I. (2002). Fusarium subglutinans (Wollenw & Reinking), Nelson et al. Proliferación de brotes.
Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha
183. MAPA. Madrid.
479
Gibberella tricincta El-Gohll et al. [Anamorfo:
Fusarium tricinctum (Corda) Sacc.]
Sinónimos: Del anamorfo: F. citriforme Jamal, F. sporotrichiella var. tricinctum (Corda)
Bilai, F. sporotrichioides var. tricinctum (Corda) Raillo, Selenosporium tricinctum Corda.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: peritecios de color marrón oscuro a negro. Ascosporas fusiformes, hialinas, ligeramente curvadas. Anamorfo: microconidias en conidióforos laterales, ovadas o piriformes, con uno o ningún septo, de 7-16 x 4,5-7,5 μm, con 1-2 fiálidas
simples o ramificadas. Macroconidias formadas en esporodoquios y tienen forma de hoz,
3-5 septos y miden 26-53 x 3-4,8 μm.
Huéspedes: Gramíneas, platanera.
Sintomatología: Ataca a Musa spp. junto a Fusarium oxysporium f.sp. cubense, que
produce la enfermedad de Panamá. En gramíneas se ha señalado produciendo podredumbres.
Referencias:
– Blesa, A.C., Morales, D., López, I. (1979). Contribución al estudio de la micoflora de
los suelos de plataneras canarias. I. El genero Fusarium. Fruits 34: 585-597.
480
Gibberella zeae (Schwein.) Petch [Anamorfo:
Fusarium graminearum Schwabe]
Añublo blanco de la espiga
Sinónimos: Del teleomorfo: Botryosphaeria saubinetii (Mont.) Niessl, Dothidea zeae
(Schwein.) Schwein., Gibbera saubinetii Mont., Gibberella roseum (Link) Snyder &
Hansen, G. saubinetii (Mont.) Sacc., Sphaeria saubinetii Berk. & Broome, S. zeae
Schwein. Del anamorfo: Fusarium roseum Link.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: peritecios superficiales, globosos a cónicos. Ascas elipsoides.
Ascosporas hialinas y elípticas, de 19-24 x 3-4 μm. Anamorfo: por lo general, no forma
microconidias ni clamidosporas, aunque sí macroconidias fusiformes o en forma de hoz,
con 3-7 septos y de 25-50 x 3-4 μm.
Huéspedes: Arroz, cebada, maíz, trigo.
Sintomatología: Causa la podredumbre del pie, extendiéndose al resto de la planta, llegando a atacar los granos.
Referencias:
– Booth, C. (1973). Gibberella zeae (conidial state: Fusarium graminearum). CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria Nº 384.
– Marín, J.P. (1985). Micosis del trigo en Andalucía Occidental. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias, Agrícola 7: 382-386.
– Marín, J.P. (1986). Hongos asociados con el mal del pie del trigo en Andalucía Occidental. Investigación Agraria, Producción y Protección Vegetales 1: 409-431.
– Marín, J.P., Segarra, J., Almacellas, J. (1992). Enfermedades de los cereales en Cataluña en 1988-90. Investigación Agraria, Producción y Protección Vegetales 7: 261275.
– Segarra, J., Marín, J.P., Almacellas, J. (1993). Micosis de la cebada en Cataluña durante el periodo 1988-90. Investigación Agraria, Producción y Protección Vegetales
8: 457-467.
481
Glomerella cingulata (Stoneman) Spaulding & v. Schrenk
[Anamorfo: Colletotrichum gloeosporioides Penz]
Antracnosis
Sinónimos: Del teleomorfo: Gnomoniopsis cingulata Stoneman. Del anamorfo: Numerosos sinónimos agrupados principalmente en los géneros Colletotrichum y Gloeosporium.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: peritecios solitarios o en grupo, con forma globosa y color
pardo oscuro o negro. Las ascas contienen ocho ascosporas ovales y estrechas, con forma
de huso, hialinas o ligeramente pardas y uniseptadas, que miden 8-15 x 3-6 μm. Anamorfo: acérvulos grisáceos que producen gotas mucilaginosas anaranjadas con conidias
cilíndricas con los extremos obtusos, hialinas, aseptadas, que miden 9-24 x
3-6 μm y que se forman en fiálidas de conidióforos unicelulares, hialinos o marrón pálido y de forma cilíndrica.
Huéspedes: Manzano, naranjo, peral, fresón.
Sintomatología: Manchas del tipo antracnosis sobre los órganos afectados, que con ambiente húmedo se recubren de un mucus anaranjado.
Referencias:
– García-Jiménez, J., Alfaro, A. (1985). Colletotrichum gloeosporioides, a new anthracnose pathogen of soybean in Spain. Plant Disease 69: 1036-1039.
– Laboratorio de Criptogamia. (1941). Informe del trabajo llevado a cabo por la Estación
de Fitopatología de La Coruña durante 1939-40. Publicación Estación Fitopatología Agrícola de La Coruña 14: 35 pp.
– Mordue, J. E. M. (1971). Glomerella cingulata. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi
and Bacteria Nº 315.
– Varés-Megino, F. (1973). La antracnosis de los cítricos en España. I. Patogenicidad.
Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias 3: 383-400.
– Varés-Megino, F. (1974). La antracnosis de los cítricos en España. II. Velocidad de
desarrollo del hongo en hojas y brotes del huésped. Anales del Instituto Nacional
de Investigaciones Agrarias. Protección Vegetal 4: 239-255.
482
– Varés-Megino, F. (1975). La antracnosis de los cítricos en España. III. Penetración del
patógeno en hojas del huésped. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones
Agrarias. Protección Vegetal 5: 57-64.
– Von Arx, J. A. (1957). Die arten der gattung Colletotrichum Cda. Phytopatologische
Zeitschrift 29: 413-468.
– Von Arx, J. A. (1970) A revision of the fungi classified as Gloeosporium. Bibliotheca
Mycologica. Band 24.
483
Glomerella gossypii Edgerton
[Anamorfo: Colletotrichum gossypii Southworth]
Antracnosis
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: peritecios solitarios o en grupo, con forma globosa y color
pardo oscuro o negro. Las ascas contienen ocho ascosporas ovales y estrechas, con
forma de huso, hialinas o ligeramente pardas y uniseptadas, que miden 12-22 x 3,5-5 μm.
Anamorfo: acérvulos de forma discoidal, con conidióforos simples, dispuestos en empalizada, que llevan conidias unicelulares, hialinas (rojizas en masa), ovoides y alargadas, que miden 13-19 x 4-6 μm.
Huéspedes: Algodón.
Sintomatología: Causa antracnosis y podredumbre de las cápsulas que, cuando están
muy afectadas, se momifican sin abrirse, produciendo fibra de mala calidad.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1968). Distribution of Glomerella gossypii Edgerton. CMI Map 317, 2nd. Edition.
– Rosania, A., Mosele, L. (1966). Some aspects of current cotton cultivation in Spain. Revista de Agricultura Subtropical Tropical 60: 247-267.
484
Glomerella graminicola Politis
[Anamorfo: Colletotrichum graminicola (Ces) Wilson]
Antracnosis del césped
Sinónimos: del anamorfo: Vermicularia graminicola Westend, Elleiseilla mutica G.
Wint., Colletotrichum sublineola Henn. in Kab. & Bubák.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: peritecio obpiriforme a subgloboso, parcialmente inmerso en
el hospedante, cuello ostiolar incospicuo o corto. Pared del ascoma psudoparenquimática,
con las células externas de paredes más gruesas y pigmentadas, y las más internas aplanadas e hialinas. Ascas unitunicadas, de paredes finas, cilíndricas a clavadas, con ápices
redondeados, de 4-6-8 ascosporas. Las ascosporas son unicelulares, hialinas, biseriadas
en el asca, elipsoidales a subcilíndricas, de menos de 20 μm. Anamorfo: acérvulos con
abundantes setas de color negro; esporas fusiformes, aseptadas, gutuladas, puntiagudas
en ambos extremos, de 19-28,9 x 3,3-4,8 μm; apresorios grandes (aprox. 18 x 13 μm), de
contorno irregular; presencia de esclerocios negruzcos.
Huéspedes: Causa daños principalmente en campos de césped; en menor medida, en cereales y gramíneas cultivadas para grano y forraje.
Sintomatología: Los rodales afectados adquieren una tonalidad marrón-amarillenta al
observarlos a simple vista. En las plantas afectadas la desecación comienza por las hojas
más viejas y se va propagando a las más jóvenes; la infección llega a afectar a la base del
tallo y más raramente a las raíces.
Referencias:
– Berra Lertxundi, D. (2002). Colletotrichum graminicola (Ces) Wilson. Antracnosis del
césped. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 176. MAPA. Madrid.
– Mordue, J.E.M. (1967). Colletotrichum graminicola. CMI Descriptions of Pathogenic
Fungi and Bacteria, nº 132.
– Sutton, B.C. (1980). The Coelomycetes. Commonwealth Mycological Institute. pp.
523-537.
485
Gnomonia comari Karsten
[Anamorfo: Zythia fragariae Laibach]
Sinónimos: Del teleomorfo: Gnomonia fragariae f.sp. fruticola Arnaud; Gnomonia fructicola (Arnaud) Fall y otras especies del género Gnomonia. Del anamorfo: Gloeosporium fragariae Arnaud, Phyllosticta grandimaculans Bubak & K. Krieg.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: peritecios abundantes, solitarios y de color marrón oscuro a
negro. Ascas cilíndricas con ocho esporas, de pared fina y unitunicadas. Ascosporas hialinas, fusiformes a elipsoides, uniseptadas, de 9-12 x 2-2,5 μm. Anamorfo: es más frecuente en la naturaleza. Picnidios con conidias hialinas, cilíndricas y redondeadas en
ambos extremos, de 15-25 x 2-5 μm.
Huéspedes: Fresa.
Sintomatología: Causa lesiones foliares grandes y la podredumbre del fruto de la fresa.
Referencias:
– Páez Sánchez, J. I., Duhart, M. E., Vega Guillén, J. M. (1999). Gnomonia comari Karsten. Mancha zonal de la fresa. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos
nocivos de los vegetales. Ficha 124. MAPA.
– Punithalingam, E. (1982). Gnomonia comari. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi
and Bacteria Nº 737.
– Tuset-Barrachina, J.J. (1972). El Gnomonia fructicola (Arnaud) Fall y el Zythia fragariae Laibach, productores de un marchitamiento del fresal en Andalucía Occidental. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias. Protección Vegetal 2:
35-50.
486
Gnomonia leptostyla (Fr.) Ces. & de Not.
[Anamorfo: Marssoniella juglandis (Lib.) Höhnel]
Sinónimos: Del teleomorfo: Gnomonia juglandis (DC.) Traverso, Sphaeria juglandis
DC., S. leptostyla. Fr. Del anamorfo: Marssonina juglandis (Lib.) Magnus, Leptothyrium
juglandis Lib.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: peritecios inmersos en el huésped, con un cuello largo que
llega hasta la superficie, donde se encuentra el ostiolo. Ascas aclavadas. Ascosporas hialinas, fusiformes y bicelulares, de 16-26 x 2-6 μm. Anamorfo: pústulas aplanadas (acérvulos), rugosas y de color marrón. Conidias fusoides, curvadas, con el ápice algo
redondeado, uniseptadas, de 20-25 x 5 μm.
Huéspedes: Nogal.
Sintomatología: Produce antracnosis en hojas, peciolos, brotes jóvenes y frutos. Su aspecto es de manchas redondas de varios milímetros, pardo negruzcas y algo más pálidas
en el centro. En ataques graves se produce la caída de la hoja y el secado del fruto.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1961). Distribution of Gnomonia leptostyla (Fr.) Ces. & De Not. CMI Map 384, 1st. Edition.
– Santiago Merino, R. (2002). Gnomonia leptostyla (Fr.) Ces. & de Not. Niebla o antracnosis. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 184. MAPA.
– Unamuno, L.M. (1942). Contribución al estudio de los hongos microscópicos de la provincia de Cuenca. Anales del Jardín Botánico de Madrid 2: 7-86.
487
Golovinomyces cichoracearum (DC.) V. P. Heluta var.
cichoracearum [Anamorfo: Oidium asteris-punicei Peck]
Oidio
Sinónimos: Del teleomorfo: Alphitomorpha communis var. cichoracearum Wallr., Erysiphe cichoracearum DC ex Mèrat, E. communis Fr., E. compositarum Duby, E. scorzonerae Cast., E. lamprocarpa Lév.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: cleistotecios globosos que se vuelven aplastados o irregulares,
con numerosos apéndices rudimentarios, que a su vez contienen 10-25 ascas elipsoidales, en su mayoría con dos ascosporas. Ascosporas de 20-30 x 12-18 μm. Anamorfo: conidias cilíndricas, de unas 25 x 12 μm, en cadenas largas, cuyos tubos germinativos se
forman apical o subapicalmente, dividiéndose más tarde.
Huéspedes: Citrullus spp., Cucumis spp., Cucurbita spp.
Sintomatología: Manchas pulverulentas de color blanco en la superficie de las hojas que
van cubriendo el limbo foliar, peciolos y tallos. Las partes atacadas acaban por tomar
color amarillo y secarse. En ataques fuertes, los frutos se secan.
Referencias:
– Gómez-García, V. M., Torés, J. A., Álvarez, J. M. (1996). Sphaerotheca fuliginea
(Schlecht.) Pollaci. Erysiphe cichoracearum DC. Oidio o ceniza. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 40. MAPA.
– Kapoor, J. N. (1967). Erysiphe cichoracearum. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi
and Bacteria nº 152.
– Torés, J. A., Álvarez, J. M. (1994). Oidio. Sphaerotheca fuliginea, Erysiphe cichoracearum, Leveillula taurica. En “Díaz-Ruiz, J. R. y García-Jiménez, J. (edit.): Enfermedades de las cucurbitáceas en España”: 65-69. Monografías de la SEF
nº 1. 155 pp.
488
Graphiola phoenicis (Moug.) Poit.
Falso tizón
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotyna, Clase Ustilaginomycetes).
Descripción: Cuando el hongo alcanza la madurez sexual aparecen hifas amarillas, de 1
a 2 mm de largo, recubiertas de numerosas esporas unicelulares redondeadas, de 3-6 µm
de diámetro. Sobre las hojas se forman estructuras negras en forma de cuencos (soros) de
0,2-2 mm de diámetro.
Huéspedes: Palmeras (Chamaerops humilis, Phoenix canariensis, Ph. dactylifera, Washingtonia robusta).
Sintomatología: Manchas amarillas oscuras sobre ambas superficies del raquis de las
hojas. De las manchas emergen exudados del hongo a través de los soros. El tiempo de
vida de las hojas de las palmeras queda reducido a la mitad.
Referencias:
– Montón Romans, C. (1996). Graphiola phoenicis (Moug) Poit. Falso tizón. Fichas de
diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 43. MAPA.
Madrid.
489
Guignardia aesculi (Peck) V.B. Stewart [Anamorfo:
Leptodothiorella aesculicola (Sacc.) Siwan,
Phyllosticta sphaeropsoidea Ell. & Ev.]
Defoliación
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Teleomorfo: durante el invierno se forman los ascostromas en las hojas afectadas caídas al suelo, completándose su madurez al acercarse la primavera y dando lugar
a las infeciones primarias provocadas por las ascosporas. Anamorfo: durante el verano se
da la reproducción asexual mediante la fase Phyllosticta y, aparentemente, en las hojas
muertas se da la fase Leptodothiorella, cuyas conidias parecen comportarse como gametos. Los picnidios de Phyllosticta sphaeropsoidea son negros, de 90-175 µm de diámetro,
casi globosos y se desarrollan pronto y muy superficiales. Con humedad, exudan masas de
conidias incoloras, unicelulares. En la forma Leptodothiorella los espermogonios son de
40-110 µm de diámetro, parecen picnidios pero no producen inicialmente esporas. Maduran en hojas caídas en primavera temprana y liberan ascosporas en tiempo húmedo.
Huéspedes: Aesculus hippocastanus.
Sintomatología: En un principio, pequeños moteados cloróticos en la superficie de las
hojas o sobre los pecíolos, que se van extendiendo hasta ocupar grandes extensiones, de
color pardo oscuro o más típicamente rojizos, de márgenes amarillentos. Las lesiones
sobre pecíolos y frutos son pardas y alargadas. Las hojas, con los bordes enrollados y las
zonas lesionadas quebradizas, terminan cayendo. El hongo provoca una severa defoliación, que reduce significativamente el valor ornamental del castaño. Las infecciones severas, año tras año, conducen a una debilidad del pie, resultando más susceptible a otros
problemas.
Referencias:
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi-Prensa, Madrid, 576 pp.
490
Guignardia bidwellii (Ell.) Viala & Ravaz
[Anamorfo: Phyllosticta ampelicida (Engleman) van der Aa]
"Black rot"
Sinónimos: Del teleomorfo: Sphaeria bidwellii Ellis, Botryosphaeria bidwellii (Ell.) Petrak. Del anamorfo: Phoma uvicola Berk. & Curtis, Phyllosticta uvicola Thüm, Septoria
viticola Berk & Curtis y 11 más.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Teleomorfo: pseudotecios globosos en un estroma inmerso en el tejido de
la planta, tanto en granos de uva caídos en el suelo como en chancros en los sarmientos.
Ascas cilíndricas a aclavadas con ascosporas hialinas, unicelulares, de 12-17 x
6-7,5 μm. Anamorfo: picnidios negros, que sobresalen de la superficie, solitarios o en
círculos. Tienen 120-230 μm y producen conidias hialinas y unicelulares, de 5-12 μm, que
salen en masas de color blanco de los picnidios.
Huéspedes: Vid.
Sintomatología: Puede atacar a todos los órganos verdes de la vid. En hojas, causa unas
manchas de color blanco-grisáceo que luego viran a rojo ladrillo, rodeadas de una estrecha banda más oscura, recubriéndose de picnidios negros. En racimos, donde el ataque
es más importante, causa chancros oscuros y alargados en el pedúnculo y raspón; sobre
granos pequeños se forma una mancha gris que luego se vuelve negra y el grano se deseca rápidamente; si los granos están mal desarrollados adquieren un color violáceo que
luego vira a negro, arrugándose y desecándose; posteriormente se recubren de pequeños
puntitos negros en ambos casos.
Referencias:
– Pérez de Obanos Castillo, J. J. (1992). Black-rot (Guignardia bidwellii Viala y Ravaz).
En “Los parásitos de la vid. Estrategias de protección razonada”. 3ª edición: 186188. MAPA- Mundi-Prensa.
– Sivanesan, P., Holliday, P. (1981). Guignardia bidwellii. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria nº 710.
491
Gymnosporangium clavariiforme (Jacq.) DC.
Sinónimos: Gymnosporangium clavariiforme (Persoon) DC., Tremella clavariaeformis
Pers., Aecidium laceratum Sow.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Urediniomycetes).
Descripción: Telios diseminados sobre grandes engrosamientos de las ramas, cilíndricos, de color anaranjado marrón amarillento. Teliosporas cilíndricas a fusiformes, bicelulares, redondeadas, de 45-100 x 12-20 μm, con paredes hialinas a doradas de
0,5-1 μm de grosor. Espermogonios en el haz de las hojas, en pequeñas agrupaciones,
sobre manchas amarillentas o rojizas. Ecidios a menudo cubriendo totalmente los frutos, en pequeños hinchamientos de pecíolos o tallos o en el envés de hojas. Ecidiosporas globosas o algo elipsoides, de 20- 30 μm de diámetro.
Huéspedes: Forma los telios en Juniperus de la sección enebros, principalmente J. communis, y los ecidios principalmente sobre Crataegus, aunque también se ha visto sobre
Pyrus, Amelanchier y Sorbus.
Sintomatología: En enebro causa dilataciones y malformaciones en los puntos de infección de las ramas, que dificultan la circulación de la savia, lo que conduce a que las ramas
vegeten mal, hasta que terminan por secarse. Como consecuencia mata a las acículas de
los ramillos situados por encima de los chancros. Sobre los huéspedes alternativos provoca la caída prematura de las hojas y la malformación y aborto de los frutos.
Referencias:
– Laundon, G. (1977). Gymnosporangium clavariiforme. CMI Description of Pathogenic Fungi and Bacteria Nº 542.
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi-Prensa, Madrid, 576 pp.
492
Gymnosporangium cornutum Arthur ex F. Kern.
Sinónimos: G aurantiacum sensu auct., G. juniperi sensu auct., G. juniperinum sensu
auct., Aecidium cornutum Pers., Roestelia cornuta Fr.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotyna, Clase Urediniomycetes).
Descripción: Telios formados sobre ligeros engrosamientos fusiformes de ramas delgadas, de color marrón oscuro. Teliosporas elipsoides, bicelulares, de 15-24 x 30-58 μm, generalmente estrechándose hacia sus extremos, con paredes delgadas de 1-2 μm de grosor.
Ecidios hipófilos. Ecidiosporas globosas, de 16-25 x 21-29 μm, con paredes de color marrón y 2-2,5 μm de grosor.
Huéspedes: Especies de Juniperus, especialmente J. communis, y diversas rosáceas,
sobre todo Sorbus aucuparia (se cita una forma biológica f. aucupariae Erikss) y Amelanchier ovalis (f. amelanchieris E. Fisch.)
Sintomatología: Sobre el enebro produce malformaciones en los ramillos, generalmente
de tipo hipertrófico y con forma de huso. La formación del chancro conduce a la muerte
del follaje portado por el ramillo infectado, que adopta una tonalidad parda uniforme.
Sobre el serbal de cazadores (huésped alternativo) produce extensas clorosis en las hojas,
manchas de color amarillo y rojo intenso inicialmente aisladas y después confluyentes,
que llevan a una caída precoz de las hojas.
Referencias:
– Kern, F. D. (1973). A revised taxonomic account of Gymnosporangium. The Pennsylvania State University Press. 134 pp.
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi-Prensa, Madrid, 576 pp.
493
Gymnosporangium sabinae (Dickson) ex Winter
Roya del peral
Sinónimos: Gymnosporangium fuscum DC.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Urediniomycetes).
Descripción: Roya macrocíclica y heteroica. Los picnios se forman en grupos sobre el
haz de las hojas. Los ecios en el envés, sobre ligeras hinchazones del tejido. Las eciosporas son globosas, de pared color canela y ligeramente verrugosas; miden 23-37 μm de
diámetro. Los telios, color castaño, se forman en hinchazones fusiformes o cónicas en la
sabina, con teliosporas elipsoides a fusiformes, con un septo en el que se constriñen y de
color amarillento a canela; miden 42-56 x 22-32 μm.
Huéspedes: Peral, sabina.
Sintomatología: En el peral forma los ecios. Las hojas aparecen con manchas de color
rojo anaranjado. En el haz los espermogonios se forman como cuerpos muy pequeños y
redondeados. En el envés se forman los ecios, haces fibrosos de color blanco cremoso.
Puede causar chancros perennes en las ramas. Las teliosporas se forman sobre Juniperus
del grupo Sabina. En ese huésped se forman chancros en los brotes.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1961). Distribution of Gymnosporangium fuscum DC. CMI Map 387, 1st. Edition.
– Unamuno, L.M. (1941). Notas micológicas XIV. Contribución al estudio de los Uredinales de la flora española. Boletín Sociedad Española de Historia Natural 38: 19-36.
494
Haemanectria haematococca (Berk. & Broome) Samuels &
Nirenberg [Anamorfo: Fusarium solani (Martius) Appel &
Wollenweber emend. Snyder & Hansen]
Sinónimos: Del teleomorfo: Nectria haematococca Berk. & Broome, Hypomyces cancri
(Rutgers) Wollenw., H. haematococcus (Berk. & Broome) Wollenw., H. haematococcus
var. cancri (Rutgers) Wollenw., Nectria cancri Rutgers. Del anamorfo: F. eumartii Carp.,
F. martii Appel & Wollenw., F. solani f. sp. eumartii (C. W. Carp.) Snyder & Hansen, F.
solani var. coeruleum (Sacc.) Booth, F. solani var. eumartii (C. W. Carp.) Wollenw., F.
solani var. martii (Appel & Wollenw.) Wollenw., F. solani var. striatum (Sherb.) Wollenw., F. striatum Sherb., Fusisporium solani Mart.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Existe consenso en cuanto a que este ascomiceto es el teleomorfo de Fusarium solani, que actualmente está considerado como una especie compleja en proceso
de revisión. Dentro de H. haematococca se han descrito siete poblaciones de apareamiento que, en términos generales, se corresponden con las formas especializadas de F.
solani. En España se han encontrado las formas especializadas phaseoli y cucurbitae
(raza 1).
Teleomorfo: peritecios generalmente superficiales. Ascas cilíndricas o aclavadas, con el
ápice redondeado y un poro central, de 60-80 x 8-12 μm. Ascosporas elipsoides a obovadas, bicelulares, de 11-18 x 4-7 μm, hialinas que se vuelven de un color marrón claro,
ligeramente constreñidas en el tabique central. Anamorfo: macroconidias hialinas, ligeramente curvadas, generalmente con una célula pie redondeada y apical, apuntada, de
35-100 x 5-8 μm. Microconidias hialinas, ovales, elipsoides, reniformes o fusiformes,
con 0, 1 y, ocasionalmente, 2 tabiques, de 8-16 x 2-4 μm. Clamidosporas globosas a ovales, de 9-12 x 8-10 μm, intercalares o terminales, ocasionalmente formando cadenas.
Huéspedes: En España se ha descrito sobre patata (como F. coeruleum), judía (F. solani
f. sp. phaseoli), garbanzo (F. eumartii) y calabazas y sandías injertadas (F. solani f. sp.
cucurbitae raza 1).
Sintomatología: En patata provoca la podredumbre seca del tubérculo. El hongo entra por
heridas y brotes rotos del tubérculo. Se forma una zona pardo grisácea deprimida concéntricamente en la piel. De las heridas sale micelio blanco azulado. Los tejidos interiores se vuelven pardos y el micelio interior es también azulado.
En judía provoca necrosis y chancros en la zona del cuello, dando lugar a la marchitez
de las plantas.
En garbanzo provoca clorosis foliares y enanismo generalizado en la planta.
495
En calabaza, las plantas comienzan mostrando una estría necrótica longitudinal de color
pardo en la zona del cuello en la que, en condiciones de humedad, se puede observar el
crecimiento de micelio blanquecino. La lesión crece hasta afectar todo el cuello, que toma
una consistencia blanda y húmeda, provocando marchitez de los brotes y muerte prematura de la planta. Paralelamente sobre los frutos aparecen pequeñas manchas de color
pardo y consistencia blanda, que van creciendo, dando a la piel un aspecto apergaminado
y provocando una podredumbre de la pulpa que puede llegar hasta la cavidad central, invadiendo las semillas.
Referencias:
– Armengol, J., José, C.M., Moya, M.J., Sales, R., Vicent, A., García-Jiménez, J. (2000).
Fusarium solani f. sp. cucurbitae race 1, a potential pathogen of grafted watermelon production in Spain. EPPO Bulletin 30: 179-183.
– Booth, C. (1971). The genus Fusarium. Commonwealth Mycological Institute. 237 pp.
– García-Jiménez, J., Moya, M.J., Armengol, J., Sales, R., Miguel, C., Pardo, A. (1998).
Podredumbre de cuello y frutos de calabaza causados por Fusarium solani f. sp. cucurbitae W. C. Snyder et H. N. Hans raza 1. Resúmenes IX Congreso Nacional de
la Sociedad Española de Fitopatología: 111. Salamanca.
– Sardiña, J.R. (1945). Enfermedades de la patata. Publicación Estación Fitopatología
Agrícola de La Coruña 5. 111 pp.
– Sinobas, J., Iglesias, C., García, A. (1994). Prospección de las micosis en los invernaderos de Villa del Prado (Madrid) y su incidencia en el cultivo de judía (Phaseolus
vulgaris L.). Boletín de Sanidad Vegetal Plagas 20: 889-898.
– Tello, J.C., Lacasa, A., Molina, R. (1985). Nota fitopatológica sobre el complejo parasitario del pie de la judía en la costa de Granada. ITEA Producción Vegetal 61:
57-69.
– Trapero-Casas, A., Jiménez-Díaz, R. M. (1985). Fungal wilt and root diseases of chickpea in southern Spain. Phytopathology 75: 1146-1151.
496
Harknessia eucalypti Cooke
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: Conidias abundantes, redondeadas por la base y ligeramente puntiagudas
en el ápice, de color marrón-verdoso oscuro, de 18-25 x 11-14,5 µm, con un apéndice
basal hialino de 2-12 µm de longitud, resultante de la persistencia de la célula conidiógena; este apéndice está ligeramente ensanchado en la unión al cuerpo de la conidia. Las
conidias inmaduras son ligeramente pigmentadas, algo más alargadas y con forma más
o menos hexagonal. En su conjunto es característica la forma de "raqueta".
Huéspedes: Eucalipto.
Sintomatología: Provoca daños en hojas de los árboles afectados en plantaciones. Estos
daños consisten en manchas de forma geométrica irregular, preferentemente entre nervios.
Cuando el ataque es fuerte, van progresando, confluyendo entre sí, llegando a producir
pequeñas "abolladuras". Las manchas son primeramente de color marrón-rojizo oscuro
y luego se van aclarando hasta un color canela-claro. Entonces se observan los cuerpos
de fructificación de color negro.
Referencias:
– Rupérez, A., Muñoz, C. (1980). Enfermedades de los eucaliptos en España. Boletín del
Servicio de Plagas 6: 193-217.
– Sutton, B. C. (1980). The Coelomycetes. CMI. 696 pp.
497
Helicobasidium brebissonii (Desm.) Donk
[Anamorfo: Rhizoctonia crocorum (Pers) DC.]
Mal vinoso
Sinónimos: Helicobasidium purpureum Pat.; [Anamorfo: Rhizoctonia violacea Tul.]
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Hymenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: basidios curvos, emergentes, de color pardo claro, de 4-5 μm
de diámetro, triseptados, que llevan basidiosporas hialinas y elipsoidales que miden 9-12
x 5-8 μm; no es común la forma Helicobasidium en la naturaleza. Anamorfo: fieltro miceliar formado por filamentos cilíndricos, septados, ramificados y de 3-9 μm de espesor;
las hifas se juntan en cordones de color pardo violáceo. Esclerocios típicos de Rhizoctonia, que miden 30-50 x 12-14 μm.
Huéspedes: Alfalfa, judía, patata, remolacha, zanahoria.
Sintomatología: Las raíces y los tubérculos aparecen cubiertos por cordones violáceos.
Da lugar a invasiones bacterianas secundarias. Las raíces acaban por pudrirse.
Referencias:
– Domínguez García-Tejero, F. (1951). Distribución en España de las plagas y enfermedades de la remolacha. Boletín Patología Vegetal y Entomología Agrícola 18:
181-204.
– Estaciones de Patología Vegetal. (1926). Trabajos de las Estaciones de Patología Vegetal. Publicación Estación Patología Vegetal 1: 107-113.
498
Helminthosporium solani Dur., Mont.
Sarna plateada
Sinónimos: Brachysporium solani (Dur. & Mont.) Sacc.; Dematium atrovirens Harz;
Spondylocladium atrovirens (Harz) Harz ex Sacc.; Helminthosporium atrovirens (Harz)
Mason Hughes; Cladosporium abietinum Zukal.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Micelio hialino, septado, ramificado; adquiere una coloración castaña con
el tiempo. Conidióforos rectos o ligeramente flexuosos, de color pardo oscuro y septados.
Las conidias se originan en el ápice de los conidióforos, en disposición verticilada y por
debajo del septo superior, rectas o ligeramente curvadas, obclaviformes, lisas, con 2-8
pseudoseptos y patente cicatriz pardo-oscura en su base de 24-85 µm de longitud y
7-11 µm de anchura en su parte más gruesa, estrechándose hasta 2-5 µm en el ápice.
Huéspedes: Patata.
Sintomatología: Afecta sólo al tubérculo. Manchas circulares o difusas en la epidermis,
que se decolora, tomando un aspecto plateado, más patente al lavar los tubérculos. Si el
área afectada es muy extensa, éstos pueden arrugarse durante el almacenamiento, debido
a la pérdida excesiva de humedad.
Referencias:
– Ellis, M.B. (1968). Helminthosporium solani. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi
and Bacteria nº 166.
– García Benavides, P., Cortés Barbero, J., Palomo Gómez, J.L., Alonso Arce, F., Fontevedra Carreira, E. (1999). Helminthosporium solani Dur. y Mont. Sarna plateada. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha
125. MAPA. Madrid.
499
Hendersonia eucalyptina A. C. Santos
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: Picnidios oscuros globulosos separados, ostiolados, con paredes carnosas,
más o menos salientes de la epidermis del huésped. Conidias pluricelulares de aproximadamente 4 x 12 µm.
Huéspedes: Eucalipto.
Sintomatología: Provoca daños en hojas en plantaciones, consistentes en manchas oceladas de color vinoso y centro claro; el parénquima aparece desorganizado.
Referencias:
– Rupérez, A., Muñoz, C. (1980). Enfermedades de los eucaliptos en España. Boletín del
Servicio de Plagas 6: 193-217.
500
Herpotrichia juniperi (Duby) Petrak
Moho negro de la nieve
Sinónimos: Herpotrichia nigra Hartig, H. pinetorum (Fck.) Winter, Sphaeria juniperi
Duby, S. pinetorum Fuckel, S. scabra Curr., Laestadia juniperi (Duby) Sacc., Lasiosphaeria scabra (Curr.) Auersw.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Pseudotecios globosos o subglobosos de 200-450 μm de diámetro, con poro
apical papilado y pared pseudotecial de 20-40 μm de grosor. Ascas cilíndricas a veces algo
aclavadas, bitunicadas, de 115-190 x 12-18,5 μm. Ascosporas al principio hialinas y unitabicadas y posteriormente pálidas o de color marrón oscuro y 3-4 tabiques, elípticas,
constreñidas en los tabiques y rodeadas de una cubierta mucosa, de 25-34 x 8-12 μm.
Pseudoparafisos hialinos y filiformes.
Huéspedes: Pinus sylvestris, Pinus uncinata, Juniperus communis sp. alpina, Juniperus
sabina.
Sintomatología: El hongo forma un fieltro miceliar espeso de color negro que se desarrolla y envuelve los brotes de las coníferas, a los que produce finalmente la muerte. Al
principio las acículas se mantienen verdes, pero después pardean, mueren y permanecen
prendidas en el ramillo, entretejidas por el micelio envolvente y adoptando el aspecto de
un pincel negro. Provoca la muerte de brotes y acículas de distintos años de crecimiento,
incluso las nacidas en la última estación y que no han cumplido el año de vida cuando han
permanecido el invierno bajo la nieve, de ahí el nombre de la enfermedad.
Referencias:
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi Prensa, Madrid, 576 pp.
– Sivanesan, A., Gibson, I. A. S. (1972). Herpotrichia juniperi. CMI Description of Pathogenic Fungi and Bacteria Nº 328.
501
Heterobasidion annosum (Fr.) Bref.
[Anamorfo: Oedecephalum lineatum Bakshi]
Sinónimos: Del teleomorfo: Fomes annosus (Fr.) Cooke.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Hymenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: carpóforo perenne de forma de consola o irregular con un anclaje basal sésil muy ancho, en ocasiones resupinado. Es de color marrón grisáceo, que
se oscurece con el tiempo. Las basidiosporas son incoloras y de forma ovoide a elipsoide,
de 3,5-5,7 x 3,4 μm, sobre basidios con cuatro esporas cada uno. Anamorfo: conidias incoloras y de forma elipsoide o piriforme de 4,3-6,6 x 3-5,3 μm, sobre conidióforos verticales.
Huéspedes: Abeto, Picea spp., pino, Tsuga spp., tuya.
Sintomatología: En zonas secas de pH alto en el suelo, causa la muerte de los pinos.
Provoca escaso follaje y acortamiento de acículas. El hongo fructifica en la base del
tronco, pudriendo la raíz y el pie, o en árboles muertos. Puede causar la muerte de los árboles jóvenes de las coníferas.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1968). Distribution of Fomes annosus
(Fr.) Cooke. CMI Map 271, 2nd. Edition.
– Martínez, J.B. (1943). El Fomes annosus Fr. en España. Anales del Jardín Botánico de
Madrid 3: 49.
502
Hypoxylon mediterraneum (De Not) Ces. & de Not.
[Anamorfo: Botrytis sylvatica Malençon & Malençon]
Placa carbonosa del alcornoque
Sinónimos: Del teleomorfo: Sphaeria mediterranea de Not., Nummularia mediterranea
(de Not) Sacc., Numulariola mediterranea (de Not) P. Martin, Nummularia repandoides
Fuckel. Del anamorfo. Periconiella musae M. B. Ellis.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: peritecios con ascas cilíndricas unitunicadas, de 120-185 x
7,5-11,5 µm con ocho ascosporas. Éstas son monoseriadas, unicelulares, normalmente
gutuladas, de color marrón, oscureciéndose con la edad y llegando a ser negras, lisas,
elipsoides, de 12,5-23 x 5-10 µm y con un surco longitudinal distintivo. Anamorfo: conidióforos de color pálido a hialino, ramificados en la parte superior; conidias hialinas a
pálidas, simples, elípticas u ovoides con paredes lisas, de 2,5-7,5 x 2,5-3,5 µm.
Huéspedes: Alcornoque, castaño, chopo, eucalipto, haya, plátano de paseo y otras quercíneas.
Sintomatología: El primer síntoma es una exudación oscura que fluye de las zonas infectadas en tronco y ramas. Al cabo de un tiempo esta exudación se seca y deja residuos
alquitranados. Posteriormente se forman los chancros, que agrietan longitudinalmente la
corteza, dejando al descubierto las placas duras y carbonosas.
Referencias:
– Hawksworth, D. L. (1972). Hypoxylon mediterraneum. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria nº 359.
– Santiago Merino, R. (1996). Hypoxylon mediterraneum (De Not) Mill. Placa carbonosa del alcornoque. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de
los vegetales. Ficha 44. MAPA. Madrid.
503
Inonotus rickii (Pat.) Reid
Sinónimos: Poliporus rickii (Pat.) Sacc & Trotter, Xanthochrous rickii Pat.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Basidiomycetes).
Descripción: Cuerpos fructíferos sésiles, de aplanados a subesféricos o irregularmente unguliformes, simples o imbricados, de 20 x 25 x 15 cm de ancho, fondo y grosor, respectivamente; inicialmente pubescentes y de color pardo dorado, se convierten en rugosos y de
color pardo oscuro de óxido en ejemplares más viejos. Hifas hialinas o amarillentas, septadas, sin fíbulas, de 1,6-4 µm de diámetro, formando haces de 15-100 µm de espesor. Numerosas clamidosporas, hialinas en su juventud y marrones en la madurez, generalmente
dispuestas en filas y con formas variadas: esféricas, subesféricas, forma de pera, barril o
limón; de tamaño 10-12 µm. Algunas presentan apéndices hifoides de hasta
20 µm de longitud.
Huéspedes: Aunque el rango de huéspedes de esta especie es muy amplio, en España se
ha detectado en árboles urbanos, especialmente Acer negundo y Platanus x hybrida y
más raramente en Celtis australis y Schinus molle.
Sintomatología: Penetra en la madera de árboles sanos y debilitados a través de heridas
corticales y ramas rotas, causando podredumbre blanca en duramen y albura, necrosis
del tejido cortical, chancros y protuberancias en tronco.
Referencias:
– Intini, M., Tello, M.L. (2003). Investigaciones sobre hongos xilófagos de árboles urbanos en Europa: primera cita de Inonotus rickii (Pat.) Reid en España. Boletín de
Sanidad Vegetal Plagas 29: 277-279.
504
Issatchenkia orientalis Kudryavtsev
[Anamorfo: Candida krusei (Castellani) Berkhout]
Sinónimos: Del anamorfo: Saccharomyces krusei Cast., Endomyces krusei Cast., Monilia krusei (Cast) Cast & Chalmers, Myceloblastanon krusei (Cast.) Ota, Trichosporon
krusei (Cast.) Ciferri & Radaelli, Mycotoruloides krusei (Cast.) Langeron & Guerra.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Hemiascomycetes).
Descripción: Colonias de color crema claro y lisas, con una superficie seca y margenes
lobulados, con pseudohifas ramificadas y escasas. Las células son ovoides a elongadas,
simples o pareadas, con una o dos yemas en un extremo y de 2-5,5 x 4,0-15 µm.
Huéspedes: Cítricos, principalmente mandarino y naranjo.
Sintomatología: Decoloración de frutos.
Referencias:
– Davis, C. (1986). Candida krusei. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria
Nº 874.
– Tuset, J.J., Perucho, R. (2001). First recognition of Issatchenkia orientalis in mature citrus fruits in Spain. Plant Disease 85: 335.
505
Kabatiella prunicola (Ellis & Everh) v. Arx
Sinónimos: Microstroma tonellianum Ferraris.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: Forma fructificaciones bajo los tejidos epidérmicos del huésped. El tejido
estromático se restringe a la base de la fructificación, formando las conidias en la superficie superior. Los acérvulos son hialinos, al igual que las conidias, que carecen de septos, son de forma oval a piriforme y miden 12-22 x 3,5-5,2 μm.
Huéspedes: Cerezo.
Sintomatología: Ataca al fruto del cerezo, produciéndole una mancha amarillenta cuya
superficie empieza a arrugarse y después evoluciona rompiéndose la cutícula y epidermis
con facilidad, apareciendo otros hongos saprofitos y oscureciéndose el color.
Referencias:
– Mateo-Sagasta, E., Alonso González, A. (1994). Kabatiella prunicola (Ellis & Everh)
v. Arx en cerezos del Valle del Jerte. Investigación Agraria, Producción y Protección
Vegetales. Fuera de serie 2: 417-423.
506
Kabatina juniperi R. Schneid. & Arx.
Sinónimos: K. thujae var juniperi (R. Schneid & Arx) M. Morelet.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: Los acérvulos subepidérmicos, de 1-2 mm de diámetro, se forman preferentemente en la base de los brotes muertos y se abren atravesando la epidermis en condiciones de humedad, liberando gran cantidad de conidias hialinas aseptadas lisas, de
pared delgada, elipsoides, de 4-6,5 x 2-3 μm.
Huéspedes: Diversas Cupresáceas, particularmente especies de Juniperus y Cupressus.
Sintomatología: Se observan en los brotes del año y aparecen dispersos por la copa.
Éstos se marchitan y atabacan como consecuencia de lesiones necróticas que los estrangulan por su base, provocando la muerte de la zona situada por encima. Estos daños son
similares a los que están asociados a procesos carenciales o de bajas temperaturas. El
hongo no tiene capacidad para penetrar por sí mismo a través de los tejidos sanos de las
hojas: precisa heridas provocadas por insectos o por bajas temperaturas, por lo que es
frecuente que los síntomas aparezcan después de las heladas.
Referencias:
– Gibson, I. A. S., Sutton, B. C. (1976). Kabatina thujae. CMI Description of Pathogenic Fungi and Bacteria Nº 489.
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi-Prensa, Madrid, 576 pp.
507
Khuskia oryzae Hudson
[Anamorfo: Nigrospora oryzae (Berk. & Br.) Petch.]
Sinónimos: Del teleomorfo: Apiospora oryzae (H. J. Huds.) Arx, Del anamorfo: Basisporium gallarum Molliard, Monotospora oryzae Berk. & Broome, Nigrospora gallarum
(Molliard.) Potl., N. gossypii Jacz., N. sphaerica E. W. Mason.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: peritecios agrupados, subepidérmicos, erumpentes, globosos
a ovoides, de hasta 250 µm de diámetro, con ostiolo papilado, con áreas oscurecidas en
el huésped alrededor de cada grupo de peritecios. Ascas de pedicelo corto, unitunicadas,
aclavadas de 55-75 x 8,5-12 µm. Ascosporas hialinas, curvadas de 16-21 x 5-7 µm, inicialmente unicelulares pero pudiendo desarrollar un tabique transversal. Anamorfo: conidias globosas a subglobosas, al principio hialinas y de color negro en su madurez, de
10-16 x 10-13 µm, producidas a partir de células hialinas o débilmente oscurecidas, que
forman el conidióforo, y cuyas dimensiones oscilan entre 3 y 8 µm de ancho.
Huéspedes: Arroz y trigo.
Sintomatología: En láminas foliares provoca necrosis de distintos tamaños y aspecto,
puntuales, alargadas u ovales, de bordes poco definidos, de color marrón. En grano las necrosis son restringidas puntuales o generalizadas; las primeras de color marrón rojizo y
las generalizadas de forma irregular y que ocupan entre 1/2 y 1/3 de la superficie del
grano.
Referencias:
– Alfaro, A. (1946). El ácaro Pediculopsis graminum Reut. y el hongo Nigrospora oryzae (Berk. et Br.) Petch., en asociación parasitaria sobre trigos aragoneses. Boletín
de Patología Vegetal y Entomología Agrícola 14: 321-334.
– Marín-Sánchez, J. P., Jiménez-Díaz, R. M. (1981). Enfermedades del arroz en las marismas del Guadalquivir. Boletín de Sanidad Vegetal Plagas 7: 3-56.
– Sivanesan, A., Holliday, P. (1971). Khuskia oryzae. CMI Descriptions of Pathogenic
Fungi and Bacteria Nº 311.
508
Kretzschmaria deusta (Hoffm.) P. M. D. Martin
Sinónimos: Sphaeria deusta Hoffm., Hypoxylon deustum (Hoffm.) Grev., Ustulina deusta
(Hoffm.) Lind.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Peritecios esparcidos en el estroma inmerso. Ascas cilíndricas, a menudo
gelatinizadas, con ocho esporas. Ascosporas uniseriadas, de color marrón oscuro a negro
y de forma elipsoide o fusiforme, con extremos agudos, de 26-40 x 6-13 μm.
Huéspedes: Haya, olmo, tilo.
Sintomatología: Causa la podredumbre tanto de raíz como de la base del tronco de las
especies infectadas. También sobrevive en árboles muertos y en tocones.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1966). Distribution of Ustulina deusta
(Hoffm. ex Fr.) Petr. CMI Map 417, 1st. edition.
– Hawksworth, D. L. (1972). Ustulina deusta. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi
and Bacteria Nº 360.
509
Laetiporus sulphureus (Bull.: Fr.) Mur.
[Anamorfo: Sporotrichum versisporum (C.G. Lloyd) Stalpers]
Podredumbre cúbica
Sinónimos: Diversas especies de los géneros Agaricus, Boletus, Ceriomyces, Cladomeris, Cladoporus, Daedalea, Grifola, Laetiporus, Leptoporus, Merisma, Polypilus, Poliporellus, Poliporus, Ptychogaster, Sistrotema, Stereum, Sulphurina y Tyromyces hasta
completar un total de más de 40 sinónimos.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Basidiomycetes).
Descripción: Carpóforo (basidiocarpo) anual, lignícola, sésil o atenuado en su base. Cara
superior pubescente a casi glabra, de color variable: salmón, amarillento, amarillo anaranjado brillante, de color casi blanco al secarse. Superficie de poro amarillo brillante. Basidios aclavados, de 15-18 x 5-7 µm, con cuatro esterigmas. Basidiosporas elipsoidales
a ovoides, hialinas, lisas, de pared delgada de 5-7 x 3,5-4,5 µm.
Huéspedes: Amplio rango de huéspedes, tanto planifolios como coníferas, entre las que
destacan varias especies de Cupressus.
Sintomatología: Debilitamiento de los árboles, síntomas de podredumbre.
Referencias:
– Martín, M. P., García-Figueres, F., Montón, C. (2000). Podredumbre cúbica en Cupressus macrocarpa causada por Laetiporus sulphureus. Boletín de Sanidad Vegetal Plagas 26: 99-102.
– Van der Westhuizen, G. C. A. (1975). Laetiporus sulphureus. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria Nº 441.
510
Laetisaria fuciformis (McAlp.) Bursd.
[Anamorfo: Isaria fuciformis Berk.]
Hilo o hebra roja
Sinónimos: del teleomorfo: Hypochnus fuciformis McAlpine, Corticium fuciforme
(Berk.) Wakef.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Hymenomycetes).
Descripción: Raramente forma pequeños basidiocarpos a partir de hojas afectadas. Tiene
un micelio algodonoso con hifas multinucleadas y sin conexiones en puente (clamp connections), forma masas de artroconidias hialinas de elipsoides a cilíndricas, pero de formas muy irregulares (5-17 x 10-47 µm). Produce formas escleróticas (hebras rojas) a
partir de tejidos enfermos, con aspecto de rizomorfos filiformes ramificados, curvados y
apuntados de color rojo.
Huéspedes: Afecta a varias especies gramíneas de los céspedes, principalmente de los géneros Agrostis, Festuca, Lolium y Poa.
Sintomatología: Afecta a céspedes en épocas húmedas y templadas de primavera y otoño,
resultando favorecido por la presencia de rocíos intensos, lluvias suaves y nieblas. Produce manchas o pequeños rodales irregulares de 5 a 30 cm de diámetro, donde las hierbas toman un color verde oscuro de aspecto húmedo. Posteriormente, el tejido foliar se
necrosa, pudiendo llegar a secarse totalmente en 2 días, en condiciones favorables. Los
rodales afectados crecen, se unen y pueden afectar a grandes áreas de césped. A partir de
los ápices de hojas secas se desarrollan estructuras miceliares escleróticas filiformes, puntiagudas y ramificadas en los extremos, que les dan aspecto de cornamenta de un color
rojo intenso, y dan nombre a la enfermedad: "hilo o hebra roja".
Referencias:
– Collar Urquijo, J. (2002). Laetisaria fuciformis (McAlp.) Bursd. Hilo o hebra roja. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha
185. MAPA. Madrid.
511
Lasiodiplodia theobromae (Pat.) Griffon & Maubl.
Sinónimos: Botryodiplodia theobromae Pat. y otros doce más.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: En los tejidos atacados los cuerpos fructíferos son picnidios esferoidales,
de tamaño 50-70 µm de diámetro y paredes de color negruzco. Conidias jóvenes unicelulares, hialinas, de pared gruesa y base truncada. Conidias maduras, bicelulares, a menudo estriadas longitudinalmente, de 20-30 x 10-15 μm.
Huéspedes: Rosa, aguacate, papaya, Phoenix spp.
Sintomatología: Seca de varios brotes o ramas por planta. Las hojas de estos brotes presentan zonas de coloraciones pardo rojizas, enrollamientos, y su estado final es totalmente seco
y de textura quebradiza. En la palmera canaria se suele manifestar en las hojas basales. Sobre
el raquis aparecen manchas elípticas, de color pardo que corresponden a zonas necrosadas, más
grandes a nivel de la inserción de los foliolos. Sobre éstos se observan igualmente manchas,
tanto en las partes apicales como a lo largo de los nervios. A veces se observan zonas necróticas sobre el nervio central del foliolo, que hacen que éste se abra y acabe escindido en dos
mitades. Finalmente provoca la muerte de las hojas afectadas, por destruir el tejido fotosintético de los foliolos y el tejido parenquimático y vascular del raquis foliar.
Referencias:
– Gallo Llobet, L., Hernández Hernández, J. (1983). Patógenos de debilidad causantes de
seca de ramas en diferentes huéspedes de las Islas Canarias. Jornadas sobre Patología Vegetal. Resúmenes de las Comunicaciones presentadas a la IV, V y VI Reuniones Anuales del Grupo Especializado de Fitopatología Microbiana de la Sociedad
Española de Microbiología: 74-77. Monografías INIA nº 48.
– Pérez-Piqueres, A., Vicent, A., Armengol, J., García-Jiménez, J. (2000). Botryodiplodia theobromae Pat., patógeno en palmeras del género Phoenix en la Comunidad Valenciana. Cuadernos de Fitopatología 64: 153-157.
– Prendes, C.; Lorenzo, C.D., Cabrera, R. y Hodgson, F.M. (1990). Efecto de la Botryodiplodia theobromae PAT sobre la palmera canaria. Resúmenes del V Congreso
Nacional de Fitopatología: 94-98.
– Punithalingam, E. (1976). Botryodiplodia theobromae. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria Nº 519.
– Siverio Nuñes, A., Montesdeoca, M. (1990). Enfermedades de poscosecha en papayas.
Resúmenes del V Congreso Nacional de Fitopatología: 168-171.
512
Lembosia quercina (Ellis & G. Martin) Tracy & Earle
Sinónimos: Aulographum quercinum Ellis & G. Martin.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Pseudotecio alargado, oblongo a oval oscuro. Ascas bitunicadas, elipsoidales, oblongas, clavadas a subglobosas, engrosadas en el ápice, con 8 ascosporas clavadas a cilíndricas, bicelulares, hialinas y lisas.
Huéspedes: Alcornoque (Quercus suber).
Sintomatología: Se ha aislado en hojas de alcornoques afectados por decaimiento, con
crecimiento anual de ramas reducido, clorosis, defoliación, puntisecado, producción de
brotes epicórmicos y hojas más pequeñas de lo habitual. También se detectan en el tronco
y en la base de estos árboles chancros y heridas.
Referencias:
– Luque, J., Parladé, J., Pera, J. (2001). El decaimiento del alcornoque en Cataluña: síntomas y hongos asociados. Investigacion Agraria: Sistemas y Recursos Forestales
10: 271-287.
513
Lepteutypa cupressi (Nattrass, Booth & Sutton) Swart
[Anamorfo: Seiridium unicorne (Cooke & Ellis) Sutton]
Marchitamiento del ciprés
Sinónimos: Del teleomorfo: Rhynchosphaeria cupressi Nattrass, Booth & Sutton; del
anamorfo: Pestalotia unicornis Cooke & Ellis, Monochaetia unicornis (Cooke & Ellis)
Sacc., Cryptostictis cupressi Guba, Seiridium cupressi (Guba) Boesew.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: peritecios de 220-350 µm, ascas cilíndricas de 90-110 x 9-12 µm,
ascosporas de 16-19 x 6-7,5 µm, oblongas a elipsoides, hialinas a marrones con extremos obtusos o redondeados y tres tabiques transversales. Anamorfo: células conidiógenas anelídicas, conidias de 22-32 x 6-9,5 µm, fusiformes, lisas, con cinco tabiques, las cuatro células
de la parte media son de color marrón y las extremas hialinas, cónicas y terminadas en un
apéndice.
Huéspedes: Plantas de los géneros Cupressus, Chamaecyparis y Juniperus.
Sintomatología: Pústulas negras en el tronco y ramas, generalmente asociadas a exudados de resina. Más tarde aparecen chancros longitudinales y fisuras, con decoloración
del follaje. En caso de ataque grave el árbol se seca, con desprendimiento de resina marrón rojiza.
Referencias:
– Booth, C., Gibson, I. A. S. (1972). Rhynchosphaeria cupressi. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria nº 325.
– Borruel, Olano, M., Plaza Campistegui, B. (1996). Lepteutypa cupressi (Nat., Booth y
Sut.) Swart. Marchitamiento del ciprés. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 45. MAPA. Madrid.
514
Leptosphaeria coniothyrium (Fuckel) Sacc.
[Anamorfo: Coniothyrium fuckelii Sacc.]
Sinónimos: Del teleomorfo: Sphaeria coniothyrium Fuckel, Melanomma coniothyrium
(Fuckel) Holm. Del anamorfo: Coniothyrium fuckelii Sacc., Diapleella coniothyrium
(Fuckel) M. E. Barr, Kalmusia coniothyrium (Fuckel) Hunhdorf, Microsphaeropsis fuckelii (Sacc.) Boerema.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Teleomorfo: pseudotecios de color negro, inmersos. Ascas cilíndricas y
sésiles con 8 ascosporas de 12-15 x 3,5-4,5 μm, triseptadas, de color pardo oliváceo,
de tono pálido y con parafisos hialinos. Anamorfo: picnidios inmersos. Picnidiosporas
2,5-5 x 1,5-2 μm, unicelulares, elipsoidales, de pared lisa y color marrón oliváceo.
Huéspedes: Agracejo, rosa, Rubus spp.
Sintomatología: La infección en heridas de tallos jóvenes causa la marchitez de la rama.
Produce lesiones vasculares ocultas, que cuando salen a la superficie toman color gris
oscuro.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1967). Distribution of Leptospaeria coniothyrium (Fuckel.) Sacc. CMI Map 185, 2nd. Edition.
– Punithalingam, E. (1980). Leptosphaeria coniothyrium. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria nº 663.
– Unamuno, L.M. (1942). Contribución al estudio de los hongos microscópicos de la provincia de Cuenca. Anales del Jardín Botánico de Madrid 2: 7-86.
515
Leptosphaeria draconis J. Urr.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Peritecios esparcidos regularmente, con desarrollo intra y subepidérmico,
de forma globosa elipsoide; se abren al exterior por un ostiolo papiliforme provisto de
un poro, alrededor del cual se extiende una porción hialina de la pared del peritecio,
constituida por células alargadas de membranas delgadas, más o menos destruidas en
la madurez. Ascas octospóricas, cilíndricas y redondeadas en el ápice. Ascosporas elípticas, de color pardo, con cinco tabiques transversos, provistas de episporio relativamente grueso.
Huéspedes: Drago (Dracaena draco L.)
Sintomatología: Manchas pardas, amarillentas, que avanzan desde el ápice de la hoja,
hasta ocupar casi toda su superficie. Se manifiesta primero en las hojas inferiores, mientras que las del centro son atacadas posteriormente. Las manchas son de forma anular, estando limitadas por un área circular incolora, en cuyo centro se observan puntos de color
marrón que coinciden con la salida al exterior del poro ostiolar. A medida que la enfermedad va avanzando, las manchas van extendiendo su tamaño y los ápices de las hojas
quedan completamente secos, siendo de color marrón en su totalidad.
Referencias:
– De Armas, M., Santiago, C.T., Cabrera, R., Hodgson, F., Lorenzo, C.D., Prendes, C.,
Plata, P. (1984). Detección del hongo Leptosphaeria draconis J. Urr. en hojas de
drago (Dracaena draco L.). Comunicaciones del III Congreso Nacional de Fitopatología: 58. Puerto de la Cruz. Tenerife.
516
Leptosphaeria maculans (Desm.) Ces & de Not.
[Anamorfo: Phoma lingam (Tode ex Fr.) Desm.]
Sinónimos: Del teleomorfo: L. alliariae (Auersw) Rehm, Sphaeria alliariae Auersw, S.
lingam Tode, S. maculans Desm. Del anamorfo: P. brassicae Thüm, P. napobrassicae
Rostr., P. oleracea Sacc., Plenodomus lingan (Tode) Höhnel, etc.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Teleomorfo: pseudotecios negros, de forma globosa con pseudoparafisos
hialinos. Ascas cilíndricas a aclavadas con 8 ascosporas biseriadas, de 35-70 x 5-8 μm,
multiseptadas, cilíndricas a elipsoidales con los extremos redondeados, de color marrón
amarillento. Anamorfo: picnidios de dos tipos: los del tipo I (esclerotioideos) son inmersos y posteriormente erumpentes, de forma variable, de 200-500 μm de diámetro y ostiolos estrechos; los del tipo II son globosos, negros, de 200-600 μm de diámetro.
Picnidiosporas de 3-5 x 1,5-2 μm, unicelulares, hialinas y cilíndricas.
Huéspedes: Col, colza, mostaza blanca, nabo, repollo.
Sintomatología: Produce la podredumbre seca de raíz, pie y tallo del huésped en cualquier momento del desarrollo de la planta. En las partes dañadas aparece una lesión oval
deprimida de color pardo sobre la que se desarrollan puntos negros que son las fructificaciones del hongo.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1969). Distribution of Leptosphaeria
maculans (Desm.) Ces.& De Not. CMI Map 73, 3rd. Edition.
– Laboratorio de criptogamia. (1947). Informe del trabajo llevado a cabo por la Estación
de Fitopatología de La Coruña durante 1947. Publicación Estación Fitopatológica
Agrícola de La Coruña 39: 29-62.
– Punithalingam, E., Holliday, P. (1972). Leptosphaeria maculans. CMI Descriptions of
Pathogenic Fungi and Bacteria nº 331.
– Romero-Muñoz F., González-Torres R. (1982). Introducción al estudio epidemiológico
del pie negro (Leptosphaeria maculans) de la colza en Andalucía. Res. I Congreso
Nacional de Fitopatología. Granada. P. 8
517
Leptosphaerulina trifolii (Rostrup) Petrak
Quemado de la hoja
Sinónimos: Sphaerulina trifolii Rost., Pleospora trifolii (Rost.) Petr., Pseudosphaeria
trifolii (Rost.) Höhn. y 13 más.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Teleomorfo: pseudotecios inmersos en la hoja, globosos y erumpentes por
el ápice a través de un ancho poro de 120-200 μm de diámetro. Ascas con ocho ascosporas
de 25-50 x 10-20 μm, de color pardo pálido, ovoides y ligeramente constreñidas en los 3
ó 4 septos transversales; pueden tener hasta 2 septos longitudinales. Anamorfo: no se ha
encontrado.
Huéspedes: Alfalfa, trébol.
Sintomatología: Tanto en pecíolo como en ambas caras del limbo foliar aparecen lesiones pequeñas (unos 3 mm), negras y definidas. Al extenderse dan lugar a manchas de
centro pardo y bordes más oscuros. Con humedad la lesión coalesce y produce el quemado de la hoja.
Referencias:
– Booth, C., Pirozynski, K. A. (1981). Leptosphaerulina trifolii. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria nº 146.
– Collar-Urquijo, J. (1999). Leptosphaerulina trifolii (Rost.) Petr. y L. briosiana (Poll.)
Graham & Lutrell. Manchas foliares. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 127. MAPA.
– Moral, J. del, Casado, D., Chica, V. (1994). Aparición en Badajoz de Leptosphaerulina
trifolii (Rost.) Petr. sobre alfalfa. Boletín de Sanidad Vegetal Plagas 20: 871-879.
518
Leveillula taurica (Lév.) Arnaud
[Anamorfo: Oidiopsis taurica (Lév.) Salmon]
Oidio
Sinónimos: Del teleomorfo: Erysiphe taurica Lév., L. cistacearum Golovin, L. compositarum Golovin, etc. Del anamorfo: O. boroginaceis Golovin, O. cynarae (Ferraris &
Massa) Jacz., O. gigaspora (Scalia) Golovin, etc.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: cleistotecios de 135-250 μm de diámetro embebidos en un
denso micelio superficial, con numerosos apéndices irregulares de color pardo oliváceo o
hialinos. Ascas de 70-110 x 25-40 μm en número aproximado de veinte en cada ascocarpo,
conteniendo dos esporas cilíndricas a piriformes, algunas veces ligeramente curvadas, de
25-40 x 12-22 μm. Anamorfo: conidias cilíndricas o naviculares, de 25-95 x 14-20 μm, se
desarrollan de forma solitaria en puntos terminales de las hifas.
Huéspedes: Alcachofa, algodón, berenjena, olivo, patata, pimiento, tomate.
Sintomatología: Aparecen puntos cloróticos, seguidos de necrosis en el haz entre las
venas. En el envés se forma un masa pulverulenta blanca.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1996). Distribution of Leveillula taurica (Lév.) Arn. CMI Map 217, 5th. Edition.
– Laboratorio de Criptogamia. (1941). Informe del trabajo llevado a cabo por la Estación
de Fitopatología de La Coruña durante 1939-40. Publicación Estación Fitopatología Agrícola de La Coruña 14: 35 pp.
– Laboratorio de Criptogamia. (1943). Informe del trabajo llevado a cabo por la Estación
de Fitopatología de La Coruña durante 1942. Publicación Estación Fitopatología
Agrícola de La Coruña 23: 21-57.
– Laucirica Alonso, M. (1996). Leveillula taurica (Lev.) Arnaud. Oidio del pimiento. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales.
Ficha 46. MAPA.
– Mukerji, K. G. (1968). Leveillula taurica. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and
Bacteria nº 182.
– Torés, J. A., Álvarez, J. M. (1994). Oidio. Sphaerotheca fuliginea, Erysiphe cichoracearum, Leveillula taurica. En “Díaz-Ruiz, J. R. y García-Jiménez, J. (edit.): Enfermedades de las cucurbitáceas en España”: 65-69. Monografías de la SEF nº 1. 155 pp.
519
Lirula nervisequia (DC.; Fr.) Darker
[Anamorfo: Hypodermina nervisequa (Link.) Höhn]
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Discomycetes).
Descripción: Teleomorfo: los apotecios se forman por la cara abaxial, siguiendo la línea
media de las acículas. Ascas unitunicadas, de 150- 200 x 24-30 μm, conteniendo ocho ascosporas hialinas, aseptadas, lisas, filiformes, de 75-90 x 3-4 μm, con una envoltura mucosa de 3-4,5 μm de espesor que les permite adherirse a la superficie de la acícula.
Anamorfo: los cuerpos de fructificación son muy característicos y aparecen como dos líneas negras, resaltadas, paralelas y onduladas que recorren longitudinalmente la parte superior de la acícula sobre el nervio medio. Conidias hialinas, aseptadas lisas, elipsoidales
de 2-3 x 1 μm.
Huéspedes: Abies alba.
Sintomatología: Causa una caída precoz de acículas que tienen por lo menos dos años
de edad. Éstas adoptan una tonalidad pajiza o parda progresiva, y caen en gran número,
mientras que una pequeña cantidad de ellas permanecen prendidas, portando los cuerpos
de fructificación del hongo. Las ramas más afectadas son las que tienen entre 3 y 6 años,
siendo los abetos más viejos los más susceptibles. En general no provoca daños importantes, sólo localmente o en años determinados.
Referencias:
– Minter, D. W., Millar, C. S. (1984). Lirula nervisequia. CMI Description of Pathogenic Fungi and Bacteria Nº 783.
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi-Prensa, Madrid, 576 pp.
520
Lophodermella conjuncta (Darker) Darker
Sinónimos: Hypodermella conjuncta Darker.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Discomycetes).
Descripción: Apotecios embebidos en zonas de las acículas de color marrón grisáceo, formando estructuras dispersas, alargadas o elípticas de más de 3,75 mm de longitud. Ascas
unitunicadas cilíndricas o aclavadas de 100-160 x 15-16 μm. Ascosporas filiformes o con
forma de clavo alargado, hialinas, aseptadas, lisas, de 75-90 x 3-3,5 μm, rodeadas de una
cubierta gelatinosa de 1,5-3 μm de espesor.
Huéspedes: Se ha observado su presencia en Pinus nigra.
Sintomatología: Muerte prematura de las acículas, ocasionando la caída precoz del braquiblasto infectado. Las acículas de más de uno o dos años presentan coloraciones típicas pardo-rojizas con bandas o manchas más oscuras en la primavera, antes del comienzo
de la nueva brotación. Esta tonalidad marrón puede ser generalizada o alternar con zonas
que permanecen verdes en las proximidades de las zonas infectadas. Los árboles muy
afectados sólo presentan en el extremo de las ramas las acículas en desarrollo del año
en curso.
Referencias:
– Millar, C. S., Minter, D. W. (1980). Lophodermella conjuncta. CMI Description of Pathogenic Fungi and Bacteria Nº 658.
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi Prensa, Madrid, 576 pp.
521
Lophodermium juniperinum (Fr.) de Not
Sinónimos: L. juniperi (Grev.) Darker, Lophodermina juniperina (Fr.) Tehon, Hysterium
juniperinum Fr., H. juniperi Grev.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Discomycetes).
Descripción: Teleomorfo: ascoma elíptico de 0,5-0,9 x 0,35-0,5 mm, levantado sobre la
superficie del sustrato y abriéndose por una hendidura longitudinal que ocupa unos 7/8 de
la longitud del ascoma. Ascas con maduración secuencial de 75-110 x 15-17 μm, cilíndricas, de pared delgada, ápice obtuso, sin engrosamiento apical, con dehiscencia a través
de una pequeña grieta apical. Ascosporas en fascículos, a veces ligeramente curvadas helicoidalmente, cilíndricas, estrechándose hacia su base de 55-70 x 2-3,5 μm, hialinas, aseptadas, rodeadas de una cubierta gelatinosa de 2-3 μm de espesor. Anamorfo: conidias
hialinas, cilíndricas de 5-7 x 1 μm, aparentemente con función espermacial.
Huéspedes: Juniperus de la sección “enebros” principalmente.
Sintomatología: Causa defoliación precoz. Sobre acículas de más de un año de edad se
observan moteados o pequeñas manchas pardas que oscurecen y están rodeadas de una
zona clorótica. Las manchas se extienden y provocan que las acículas adquieran una tonalidad parda generalizada y caigan. Habitualmente se comporta como patógeno oportunista que coloniza acículas viejas o sometidas a algún tipo de estrés.
Referencias:
– Cannon, P. F., Minter, D. W. (1984). Lophodermium juniperinum. CMI Description of
Pathogenic Fungi and Bacteria Nº 797.
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi Prensa, Madrid, 576 pp.
522
Lophodermium pinastri (Schrad. ex Hook) Chev.
[Anamorfo: Leptostroma pinastri Desm.]
Sinónimos: Del teleomorfo: Hysterium pinastri Schrad., Hypoderma pinastri De Candolle, Lophodermellina pinastri (Schrad ex Hook) Höhn., Aporia obscura Duby, Schizothyrium obscurum (Duby) Sacc., Lophodermium pinicolum Tehon.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Discomycetes).
Descripción: Teleomorfo: apotecios negros y alargados. Ascocarpos parcialmente subepidérmicos, anfígenos, negros cuando están húmedos y, al secarse, aparecen negros en el
centro rodeados de una banda gris y un halo exterior fino de color negro. Forma líneas
estromáticas negras. Ascas cilíndricas que contienen 8 ascosporas. Parafisos filiformes y
tan largos como las ascas. Ascosporas alargadas y filiformes, de 70-110 x 2 μm. Anamorfo: picnidios subepidérmicos. Conidias de forma bacilar, de 4,5-6,25 μm de longitud.
Huéspedes: Pino.
Sintomatología: Infecta a las acículas jóvenes en las que sólo se extiende cuando éstas
senescen o se encuentran infectadas por otro patógeno. Las colonias del hongo se delimitan por líneas estromáticas negras.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1968). Distribution of Lophodermium pinastri (Schrad. ex Fr.) Chev. CMI Map 371, 2nd. Edition.
– Laboratorio de Criptogamia. (1943). Informe del trabajo llevado a cabo por la Estación
de Fitopatología de La Coruña durante 1942. Publicación Estación Fitopatología
Agrícola de La Coruña 23: 21-57.
– Martínez, J.B. (1942). La micosis del Pinus insignis (Pinus radiata) en Guipúzcoa. Publicación Instituto Forestal Investigaciones Experimentales 8: 72 pp.
– Minter, D.W., Miller, C. S. (1978). Lophodermium pinastri. CMI Descriptions of fungi
and Bacteria Nº 567.
– Scott, C.W. (1962). Pinus radiata. F.A.O. Forest Production Studies 14: 328pp.
523
Lophodermium seditiosum Minter, Staley & Millar
[Anamorfo: Leptostroma rostrupii Minter]
Defoliación de acículas jóvenes
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Discomycetes).
Descripción: Teleomorfo: ascocarpos de 800-1500 μm de longitud, totalmente cubiertos
por la epidermis del hospedante. Ascas unitunicadas, cilíndricas, de 140-170 x 11-13 μm.
Ascosporas filiformes, de 90-120 μm de longitud, a veces curvadas espiralmente en su
parte superior, envueltas en una cubierta gelatinosa. Anamorfo: picnidios subepidérmicos,
a menudo coalescentes, de 300-500 μm. Conidias bacilariformes de 6-8 μm de longitud.
Huéspedes: Todas las especies de pinos. Muy sensible Pinus sylvestris.
Sintomatología: Similares a los producidos por L. pinastri, pero mucho más graves, pudiendo afectar a las acículas del año en curso desde finales del verano y durante el otoño,
a las que mata antes de su segundo periodo vegetativo. Los primeros síntomas son pequeños moteados cloróticos que más tarde adquieren tonalidades pardo-rojizas. En función de la abundancia de éstos, se pueden producir defoliaciones importantes. Los
síntomas finales son el atabacamiento generalizado de las acículas y la caída de éstas a
partir de junio-julio. Normalmente es el follaje de las ramas bajas el que suele resultar más
dañado.
Referencias:
– Minter, D. W., Millar, C. S. (1978). Lophodermium seditiosum. CMI Description of Pathogenic Fungi and Bacteria Nº 568.
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi-Prensa, Madrid, 576 pp.
524
Macrophomina phaseolina (Tassi) Goidanich
Sinónimos: Sclerotium bataticola Taub.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: Los picnidios pardo oscuros son inmersos al principio y luego erumpentes
y están abiertos por un ostiolo apical. Los conidióforos son simples y llevan conidias unicelulares, hialinas y alargadas, elipsoides u ovoides, rodeadas de una membrana gruesa,
que miden 14-30 x 5-10 μm. El estado esclerocial se denomina Rhizoctonia bataticola
(Taubenhaus) Briton-Jones. Forma esclerocios negros, duros y de pared lisa, de 100 μm
a 1mm de diámetro.
Huéspedes: Frutales, girasol, leguminosas, melón, sandía, soja.
Sintomatología: Causa lesiones de color pardo oscuro en raíces, tras lo cual las plantas
infectadas pueden mostrar un plateado característico en las capas epidérmicas y subepidérmicas de la base del tallo y la raíz pivotante. El hongo se extiende a los tejidos vasculares formando esclerocios. Las plantas enanizan y maduran prematuramente.
Referencias:
– García-Jiménez, J. (1994). Decaimiento de ramas por Macrophomina phaseolina. En
(Díaz Ruiz, J.R.; García-Jiménez, J.) Enfermedades de las Cucurbitáceas en España.
Monografías de la SEF 1: 54.
– Jiménez-Díaz, R., Montes-Agustí, F. (1974). Sclerotium bataticola Taub. patógeno de
la soja (Glycine max) en España. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones
Agrarias. Protección Vegetal 4: 19-25.
- Jiménez-Díaz, R.M., Blanco López, M.A., Sackston, W.E. (1983). Incidence and distribution of charcoal rot caused by Macrophomina phaseolina on sunflower in Spain.
Plant Disease 67: 1033-1036.
– Lobo Ruano, M. (1991). Las graves alteraciones de melonares y sandiares. Boletín de
Sanidad Vegetal, Plagas 17: 133-163.
– Trapero-Casas, A., Jiménez-Díaz, R. M. (1985). Fungal wilt and root diseases of chickpea in southern Spain. Phytopathology 75: 1146-1151.
525
Magnaporthe grisea (Herbert) Barr [Anamorfo: Pyricularia
oryzae Briosi & Cavara y Pyricularia grisea Sacc.]
Quemado del arroz
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: El teleomorfo no se ha encontrado en la naturaleza. Anamorfo: conidias
obpiriformes, redondeadas en su base y atenuadas en su ápice, de color verde pálido
o hialinas, con 2 ó más septos y que miden 20-26 x 8-10 μm según el aislado y las condiciones de crecimiento. Las conidias se producen individualmente o en puntos sucesivos de crecimiento simpódico del conidióforo, normalmente simple y de escasas
ramificaciones. El nombre del anamorfo P. oryzae se ha usado para el hongo que aparece en el arroz, diferenciándolo de P. grisea que se encuentra en otros cereales y gramíneas.
Huéspedes: Arroz, avena, cebada, mijo, panizo, pratenses.
Sintomatología: Produce manchas en hojas, nudos, parte de la panícula y grano y, menos
comúnmente, en la vaina foliar. Comienza por pequeños puntos amarillentos que se extienden en forma elipsoide algo puntiaguda en los extremos con el margen pardo rojizo
y el centro gris o blancuzco, de 1 a 1,5 cm de longitud. Si ataca la panícula, la rompe por
la base, quedando el tallo de color pardo con el aspecto de quemado.
Referencias:
– Benlloch, M. (1975). Experiencias de lucha contra las enfermedades del arroz, originadas por el Sclerotium oryzae Catt. y la Pyricularia oryzae Cav. año 1973.
Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias. Protección Vegetal 5:
11-40.
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1968). Distribution of Pyricularia oryzae Cav. CMI Map 51, 5th. Edition.
– Marín-Sánchez, J.F., Jiménez-Díaz, R. M. (1981). Pyricularia oryzae and Nakataea
sigmoidea pathogens of rice in southern Spain. Phytopathologia Mediterranea 20:
89-95.
– Marín-Sánchez, J.P., Segarra, J., Almacellas, J. (1992). Enfermedades de los cereales
en Cataluña en 1988-90. Investigación Agraria, Producción y Protección Vegetales
7: 261-275.
526
– Páez-Sánchez, J. I., Montes-Agustí, F., García-Fernández, M., Vega Guillén, J. M.
(2002). Pyricularia oryzae Cavara. Piriculariosis, quemazón, añublo. Fichas de
diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 197.
MAPA.
– Subramanian, C. V. (1968). Pyricularia oryzae. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi
and Bacteria Nº 169.
527
Magnaporthe salvinii (Cattaneo) Krause & Webster
[Anamorfo: Nakatea sigmoidea Hara]
Sinónimos: Del teleomorfo: Leptosphaeria salvinii Cattaneo. Del anamorfo: Curvularia
sigmoidea (Cav.) Hara, Helminthosporium sigmoideum Cav., Sclerotium oryzae Catt.,
Vakrabeeja sigmoidea (Cav.) Subram.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Anamorfo: conidias obpiriformes, frecuentemente sigmoides, triseptadas,
redondeadas por debajo y atenuadas por arriba, de color verde pálido o hialinas, que
miden 40-83 x 11-14 μm, producidas individualmente o en puntos sucesivos de crecimiento del conidióforo marrón, liso, rara vez ramificado, cilíndrico y de color marrón.
Se encuentra principalmente en estado esclerocial, de denominación Sclerotium oryzae.
Los esclerocios son esféricos o subesféricos, de color negro y miden 200-300 μm de
diámetro.
Huéspedes: Arroz.
Sintomatología: Causa podredumbre del tallo de arroz, infectando a las raíces y a las
vainas de las hojas inferiores, causando el encamado y muerte de algunas de las plantas
infectadas.
Referencias:
– Benlloch, M. (1975). Experiencias de lucha contra las enfermedades del arroz, originadas por el Sclerotium oryzae Catt. y la Pyricularia oryzae Cav. año 1973. Anales
del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias. Protección Vegetal 5: 11-40.
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1996). Distribution of Magnaporthe salvinii. CMI Map 448, 4th. Edition.
– Ellis, M. B., Holliday, P. (1972). Leptosphaeria salvinii (conidial state: Nakatea sigmoidea). CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria Nº 344.
– Marín, J.P., Segarra, J., Almacellas, J. (1992). Enfermedades de los cereales en Cataluña en 1988-90. Investigación Agraria, Producción y Protección Vegetales 7:
261-275.
– Marín-Sánchez, J.F., Jiménez-Díaz, R. M. (1981). Pyricularia oryzae and Nakataea
sigmoidea pathogens of rice in southern Spain. Phytopathologia Mediterranea 20:
89-95
528
– Páez-Sánchez, J. I., García-Fernández, M., Vega Guillén, J. M., Montes-Agustí, F
(2002). Sclerotium oryzae Cattaneo. Mal de pie. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 200. MAPA.
– Smith, I.M., Dunez, J., Phillips, D.H., Lelliott, R.A., Archer, S.A. (1992). Manual de
enfermedades de las plantas. Ediciones Mundi-Prensa, Madrid. pp. 382.
529
Marthamyces panizzei (De Not.) Minter
[Anamorfo: Phyllosticta sp.]
“Quema” o “socarrina” del olivo
Sinónimos: Stictis panizzei De Not., Propolis panizzei (De Not.) Sherwood.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Discomycetes).
Descripción: Teleomorfo: apotecio inmerso. Ascas alargadas y cilíndricas con ocho ascosporas. Ascosporas hialinas, filiformes, multiseptadas, de superficie lisa y de 50-60 x
1-1,5 μm. Anamorfo: bajo la epidermis del envés, el anamorfo forma numerosos picnidios con esporas unicelulares y bacilares, de 3-4 x 0,5-0,8 μm.
Huéspedes: Olivo.
Sintomatología: Sobre la hoja se forman manchas irregulares de color rojizo con márgenes difusos que se vuelven marrones, limitadas por una línea saliente marrón oscura.
En el envés se forman ligeras depresiones sobre las que saldrán los picnidios. En la época
de otoño se forman sobre el haz unas pústulas negras, los apotecios.
Referencias:
– Benlloch, M. (1943). La “quema” o “socarrina” de las hojas del olivo, producida por
Stictis panizzei De Not., en España. Instituto Nacional de Investigaciones Agronómicas. Estación de Fitopatología Agrícola de Madrid. Trabajos (Serie Fitopatología) núm. 105. 9 pp.
– Benlloch, M. (1945). Clave para reconocer las plagas y enfermedades del olivo por
sus síntomas externos. Publicación Estación Fitopatológica Agrícola de Madrid
16. 14 pp.
530
Mastigosporium rubricosum (Dearn. & Barthol.) Nannf.
Manchas foliares del dactilo
Sinónimos: Fusoma rubricosum Dearn. & Barthol., Mastigosporium rubricosum var.
agrostidis Bollard.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Conidias hialinas, elípticas o subcilíndricas con 3 septos y que se originan
a partir de conidióforos cortos reunidos generalmente en esporodoquios.
Huéspedes: Afecta exclusivamente al dactilo; la sensibilidad a la enfermedad varía
mucho dependiendo del cultivar.
Sintomatología: Lesiones foliares pequeñas y ovaladas, más o menos alargadas, de color
marrón oscuro y cuyo centro clarea al aumentar de tamaño. A veces los tejidos adyacentes toman un tono más rojizo o violáceo. Cuando el número de manchas es elevado, se
produce una clorosis de la hoja y posterior muerte de los tejidos. Es una enfermedad de
desarrollo primaveral u otoñal.
Referencias:
– Collar Urquijo, J. (1996). Mastigosporium rubricosum (Dearn. y Barth.) Nannf. Manchas foliares. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 48. MAPA. Madrid.
531
Melampsora allii-populina Kleb.
Roya del chopo
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Urediniomycetes).
Descripción: Es una roya heteroica macrocíclica. Los ecios, sin peridio ni parafiso,
son de color anaranjado; las eciosporas, reunidas en cadena, son ovales y miden 10-12
x 14-16 μm. Forma uredinios de color anaranjado y de pequeño tamaño sobre los que
se forman las urediniosporas, redondeadas, siempre acompañadas de parafisos, de tamaño igual que las eciosporas. Los telios de pequeño tamaño, llevan las teliosporas cilíndricas, unicelulares, de 22-25 x 7-12 μm y recubiertas por la epidermis del huésped,
que se abre cuando éstas están maduras.
Huéspedes: Chopos de las secciones Aigeiros y Tacamahaca.
Sintomatología: Los tejidos parasitados se debilitan, pudiendo llegar, en casos extraordinarios, a producir defoliaciones parciales y retrasos en la madurez de los brotes. Los espermogonios y ecios se forman sobre especies del género Allium y Arum, mientras que
uredinios y telios aparecen en chopo.
Referencias:
– Smith, I.M., Dunez, J., Phillips, D.H., Lelliott, R.A., Archer, S.A. (1992). Manual de
enfermedades de las plantas. Ediciones Mundi-Prensa, Madrid.
– Torres Juan, J. (1964). Principales enfermedades que atacan a las frondosas en España.
Servicio de plagas forestales, Ministerio de Agricultura. Madrid.
532
Melampsora lini (Ehrenb.) Desm.
Roya del lino
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Urediniomycetes).
Descripción: Roya macrocíclica y autoica. Forma picnidios anfígenos en grupos de
5-10. Los ecios, sin peridio ni parafiso, son de color anaranjado y suelen encontrarse
asociados a los picnidios formando círculos concéntricos. Las eciosporas son elipsoidales y tienen un diámetro de 15-25 μm. Los uredios son pulverulentos y de color anaranjado, con urediosporas elipsoidales a obovadas de pared hialina finamente
equinulada de 15-25 x 14-22 μm de tamaño. Los telios, circulares o alargados, toman
un color pardo rojizo que se torna negro en la madurez. Las teliosporas son unicelulares y están recubiertas por la epidermis del huésped que se abre cuando éstas están maduras; son cilíndricas de 45-80 x 8-12 μm con la pared amarillenta y la parte superior
de color pardo claro.
Huéspedes: Lino.
Sintomatología: Aparecen pústulas eciales naranja-amarillentas sobre ambas superficies
de la hoja, primero subepidérmicas y luego erumpentes. Los uredinios aparecen más tarde
en las hojas, capullos y, en ocasiones, tallos; al principio son subepidérmicos y luego pulverulentos. En los tallos y hojas aparecerán, por último, los telios. Estos se manifiestan
como costras pardo rojizas que con el tiempo se vuelven negras.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1991). Distribution of Melampsora lini
(Ehrenb.) Lév. CMI Map 68, 5th. Edition.
– Gjaerum, H.B., Sunding, P. (1986). Flora of Macronesia: Checklist of rust fungi (Uredinales). Sommerfeltia 4: 42 pp.
– Unamuno, L.M. (1942). Contribución al estudio de los hongos microscópicos de la provincia de Cuenca. Anales del Jardín Botánico de Madrid 2: 7-86.
533
Melampsora populnea (Pers.) P. Karst.
Curvatura de los brotes
Sinónimos: 14 sinónimos, algunos de ellos como formas especializadas que a veces son
consideradas como especies diferentes: f. sp. pinitorqua (= M. pinitorqua), f. sp. laricis
(= M. laricis) y f. sp. rostrupii (=M. rostrupii).
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotyna, Clase Urediniomycetes).
Descripción: Uredosporas de 15-25 x 11-18 μm producidas en uredios pequeños de
color anaranjado. Los telios también son pequeños y contienen teliosporas de 22-60 x
7-12 μm. Las ecidiosporas de la f.sp. pinitorqua miden 14-20 x 13-17 μm, las de la f.
sp. laricis, 14-17 x 12-16 μm y las de la f. sp. rostrupii, 13-24 x11-17 μm.
Huéspedes: El estado uredal y telial se desarrolla en el envés de las hojas de Populus tremula y P. alba. La f.sp. pinitorqua también afecta a P. canescens, y la f. sp. rostrupii a
P. tremeloides. El estado ecial y espermogonial tiene lugar en diferentes especies: la f. sp.
pinitorqua en pinos, principalmente P. sylvestris, la f.sp. laricis en Larix decidua y la
f.sp. rostrupii en plantas herbáceas silvestres del género Mercurialis.
Sintomatología: Causa curvatura y crecimiento distorsionado de los brotes en los pinos.
Los daños dependerán del diámetro de la rama afectada. Los brotes jóvenes se secan completamente, ya que el hongo los coloniza y anilla rápidamente. Las ramas más gruesas es
más frecuente que superen la lesión, pero vegetan en malas condiciones y, en todo caso,
deformadas. En pinos jóvenes puede provocar la muerte de las copas o su deformación.
Sobre el chopo provoca principalmente caída prematura de las hojas, pero son ataques de
poca importancia.
Referencias:
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi-Prensa, Madrid, 576 pp.
– Smith, I. M., Dunez, J., Lelliot, R. A., Phillips, D. H., Archer, S. A. (edit.) (1988). European handbook of plant diseases. Blackwell Scientific Publications. 583 pp.
– Trapero, A., Sánchez-Hernández, E.: Apuntes de Patología Forestal. Escuela Técnica
Superior de Ingenieros Agrónomos y de Montes. Universidad de Córdoba. 257 pp.
534
Melampsora ricini Noronha
Roya del ricino
Sinónimos: Melampsora euphorbiae (Schub.) Castagne.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Urediniomycetes).
Descripción: Roya autoica. Los ecios y los picnios se desconocen. Forma uredinios en
grupos, de color anaranjado y de pequeño tamaño, sobre los que se forman las urediniosporas; son ovoides o elipsoidales, de 20-30 x 12-20 μm y paredes de color anaranjado. Los telios son subepidérmicos y aparecen en puntos de 1-2 mm de color marrón
claro, a menudo con un halo clorótico en el dorso de la hoja. Las teliosporas son unicelulares y están recubiertas por la epidermis del huésped, que se abre cuando éstas están
maduras; son prismáticas y redondeadas en el ápice, de 25-60 μm de largo y
6-12 μm de ancho.
Huéspedes: Euphorbia lagascae, ricino.
Sintomatología: Causa defoliaciones y marchitamiento prematuro en las plantas que parasita.
Referencias:
– Gjaerum, H.B., Sunding, P. (1986). Flora of Macronesia: Checklist of rust fungi (Uredinales). Sommerfeltia 4: 42 pp.
– Stevenson, J.A. (1926). Foreing plant disease. A manual of economic plant diseases
wich are new or not widely distributed in the USA. 198 pp. US Department of Agriculture, Federal Horticultural Board, USA.
– Villalobos, M.J.P., Jellis, G.J. (1992). Occurrence of Melampsora euphorbiae on Euphorbia lagascae in south-east Spain. Plant Pathology 41: 370-371.
535
Microsphaera alphitoides Griffon & Maubl.
[Anamorfo: Oidium quercinum Thüm]
Oidio del roble
Sinónimos: Del teleomorfo: Microsphaera quercina (Schwein.) Burr.; M. extensa Cooke
& Peck.; M. alni (Wallr.) Wint em Salm., Erysiphe alphitoides (Griffon & Maubl.) U.
Braun & S. Takam, E. quercina Schwein. Del anamorfo: Oidium alphitoides Griffon &
Maubl.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: cleistotecios de color primero amarillento y más tarde negro,
de 100-150 µm de diámetro, provistos de 10 a 20 fulcros con extremos ramificados dicotómicamente. El cleistotecio contiene de 8 a 15 ascas con 1-6 ascosporas ovales cada
una, que miden 8-14 x 18-25 µm. Anamorfo: conidióforos erectos, con cadenas de conidias elípticas hialinas, con 2-8 conidias de tamaño variable, de 28-36 x 17-22 µm y con
numerosas vacuolas en su interior.
Huéspedes: Afecta principalmente a especies de Quercus, que varían en su sensibilidad;
ocasionalmente se puede encontrar sobre Fagus sylvatica y Castanea sativa.
Sintomatología: Al final de la primavera aparece sobre hojas y brotes jóvenes una masa
afieltrada blanca constituida por el micelio y las conidias del hongo. Durante el verano
continúan las reinfecciones por distintas generaciones de la fase conídica. Si el ataque es
grave las hojas se abarquillan, marchitan y caen prematuramente.
Referencias:
– Mansilla Vázquez, P., Abelleira Argibay, A., Pintos Varela, C. (1999). Microsphaera alphitoides Griffon y Maubl. Oidio del roble. Fichas de diagnóstico en laboratorio de
organismos nocivos de los vegetales. Ficha 128. MAPA. Madrid.
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi-Prensa
536
Microsphaera platani Howe [Anamorfo: Oidium sp]
Oidio del plátano
Sinónimos: del teleomorfo: Erysiphe platani (Howe) U. Braun & S. Takam., M. alni f.sp.
platani Howe.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Anamorfo: el micelio es muy superficial y se organiza densamente estableciendo contacto con el huésped mediante apresorios y haustorios. Conidióforos erectos de longitud media y con 1-3 tabiques, con células basales cilíndricas. Conidias
abundantes, elípticas a rectangulares; no presentan cuerpos de fibrosina pero sí vacuolas,
generalmente nacen individualizadas, aunque ocasionalmente forman cadenas de 2 ó 3 esporas, con superficies rugosas a reticuladas, 20,5-34 × 11-20 (-21) µm. Tubo germinativo
apical. Teleomorfo: en España no se suele observar el teleomorfo. Tiene ascocarpos negros y circulares, de 58-81 µm de diámetro, con apéndices ramificados dicotómicamente.
Los ascocarpos contienen varias ascas, casi esféricas, de 35-53 × 31-42 µm, que contienen de 3 a 6 ascosporas. Las ascosporas son de elipsoidales a ovoides, amarillo pálidas,
y miden 19-22 × 13-16 µm.
Huéspedes: Platanus spp.
Sintomatología: Las hojas se cubren de un micelio denso de color blanco. Se observan
malformaciones y enrollamientos de los bordes de las hojas. Por debajo de la densa capa
de micelio aparecen extensas áreas cloróticas. La densidad del micelio provoca alteraciones en la fotosíntesis y en los procesos respiratorios. Este hongo causa daños estéticos y defoliación prematura en especies de plátanos de sombra. Si las infecciones son
extensas disminuye el crecimiento del árbol.
Referencias:
– Colino Nevado, M. I., Santiago Merino, R., Arribas Fernández, M. C. (2005). Microsphaera platani Howe. Oidio del plátano. Fichas de diagnóstico en laboratorio de
organismos nocivos de los vegetales. Ficha 250. MAPA. Madrid.
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi-Prensa, Madrid, 576 pp.
537
Microstroma juglandis (Berenger) Sacc.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Hymenomycetes).
Descripción: En el envés de las hojas aparecen unas eflorescencias compuestas de basidios desnudos, con basidiosporas ovales de 3-7 x 2-3 μm. En medio PDA produce colonias mucosas, de color blanco o crema y con aspecto de levadura, compuestas de células
aclavadas u ovoides-elipsoides, de tamaño similar a las basidiosporas, y que se reproducen por gemación unipolar.
Huéspedes: Nogal.
Sintomatología: Causa manchas foliares poligonales: en el envés aparecen las eflorescencias del hongo, compuesta por los basidios y basidiosporas. En el haz se observa una
coloración verde claro, sin eflorescencias. Al final se necrosa la zona afectada.
Referencias:
– García-Jiménez, J., Armengol, J., Martínez-Ferrer, G., Alonso, A. (1993). Microstroma
juglandis, agente causal de una nueva enfermedad del nogal en España. Cuadernos
de Fitopatología 38: 124-125
– García-Jiménez, J., Armengol, J., Martínez-Ferrer, G. (1995). First report of downy spot
of walnuts caused by Microstroma juglandis in Spain. Plant Disease 97: 766-769.
– Unamuno, L.M. (1942). Contribución al estudio de los hongos microscópicos de la provincia de Cuenca. Anales del Jardín Botánico de Madrid 2: 7-86.
538
Monilinia fructigena (Aderhold & Ruhl.) Honey
[Anamorfo: Monilia fructigena Pers.]
Sinónimos: Del teleomorfo: Sclerotinia fructigena Aderhold & Ruhl., Stromatinia fructigena (J. Schröt.) Boud.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Discomycetes).
Descripción: Teleomorfo: apotecios de color marrón amarillento. Ascas cilíndricas ligeramente pedunculadas, dispuestas en empalizada, con ocho ascosporas uniseriadas. Ascosporas elípticas a ovoides, unicelulares y de 9-12,5 x 5-6,8 μm. Anamorfo: micelio
hialino que, al envejecer, forma una costra estromática oscura. Las hifas se hacen zonadas en respuesta a la iluminación diurna. Conidias hialinas, ovoides o alimonadas con
los extremos truncados, de 12-34 x 6-15 μm, que se encuentran en cadenas ramificadas,
agrupadas en esporodoquios de color blanco crema a pardo pálido.
Huéspedes: Manzano, Prunus spp., peral, frutales de hueso.
Sintomatología: Causa la podredumbre del fruto, produciendo pústulas conídicas erumpentes, a menudo en círculos concéntricos. En cultivares sensibles se extiende a brotes
jóvenes, causando chancros locales y marchitez en los ramos de crecimiento.
Referencias:
– Benlloch, M. (1931). El moho de las frutas. Boletín Patología Vegetal y Entomología
Agrícola 5: 134-136.
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1990). Distribution of Monilinia fructigena Aderh. & Ruhl. CMI Map 22, 5th. Edition.
– De Cal, A., Melgarejo, P. (1999) Effects of long-wave light on Monilinia growth and
identification of species. Plant Disease 83: 62-65.
– De Cal, A., Melgarejo, P. (2000). Momificado de los frutales de hueso (Monilia spp.).
En “Montesinos et al. (edit.) Enfermedades de los frutales de pepita y de hueso: 6667“. SEF- Mundi-Prensa. 147 pp.
– De Cal, A., Usall, J. (2000). Podredumbre de los frutos causada por Monilia spp. En
“Montesinos et al. (edit.) Enfermedades de los frutales de pepita y de hueso: 9192“. SEF- Mundi-Prensa. 147 pp.
– Mateo-Sagasta, E. (1977). Monilia disease. Bulletin OEPP 7: 105-116.
– Mordue, J. E. M. (1979). Sclerotinia fructigena. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi
and Bacteria nº 617.
539
Monilinia laxa (Aderhold & Ruhl.) Honey ex Whetzel
[Anamorfo: Monilia laxa (Ehrenb.) Sacc.]
Sinónimos: Del teleomorfo: Sclerotinia laxa Aderhold & Ruhl., Sclerotinia cinerea (Bonorden) Schröter.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Discomycetes).
Descripción: Teleomorfo: apotecios de color marrón que adquieren tonos más pálidos con
el tiempo, con una depresión en el centro. Ascas cilíndricas ligeramente pedunculadas,
con ocho ascosporas uniseriadas al principio y biseriadas en la madurez. Ascosporas elípticas a ovoides, en ocasiones con el extremo apical algo apuntado, unicelulares y de 7-19
x 5-8,5 μm. Anamorfo: micelio hialino que, al envejecer, forma una costra estromática grisácea. Las hifas se hacen zonadas en respuesta a la iluminación diurna. Conidias de 5-23
x 4-16 μm, elipsoides, ovoides o alimonadas, teniendo a menudo los extremos truncados,
en cadenas cortas ramificadas. Es frecuente la presencia de esporodoquios conídicos de
0,4-0,8 mm de diámetro en los órganos infectados.
Huéspedes: Manzano, Prunus spp., peral, frutales de hueso.
Sintomatología: Causa una marchitez de flores en peral y frutales de hueso. De ahí se extiende causando seca de brotes y chancros. La infección directa en tejido joven causa la
marchitez de ápices. Causa podredumbre del fruto en los frutales de hueso.
Referencias:
– Benlloch, M. (1931). El moho de las frutas. Boletín Patología Vegetal y Entomología
Agrícola 5: 134-136.
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1965). Distribution of Sclerotinia laxa
Aderh.& Ruhl CMI Map 44. 3rd. edition.
– De Cal, A., Melgarejo, P. (2000). Momificado de los frutales de hueso (Monilia spp.).
En “Montesinos et al. (edit.) Enfermedades de los frutales de pepita y de hueso: 6667”. SEF- Mundi-Prensa. 147 pp.
– De Cal, A., Usall, J. (2000). Podredumbre de los frutos causada por Monilia spp. En
“Montesinos et al. (edit.) Enfermedades de los frutales de pepita y de hueso: 9192”. SEF- Mundi-Prensa. 147 pp.
– Mateo-Sagasta, E. (1977). Monilia disease. Bulletin OEPP 7: 105-116.
– Mordue, J. E. M. (1979). Sclerotinia laxa. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and
Bacteria nº 619.
540
Monographella nivalis (Schaffnit) E. Müller & v. Arx. var.
nivalis [Anamorfo: Gerlachia nivalis (Ces.) Gams. & Müller]
Sinónimos: Del teleomorfo: Calonectria graminicola F. Stevens, Calonectria nivalis
Schaffnit, Griphosphaeria nivalis (Schaffnit) Müller & Arx, Micronectriella nivalis
(Schaffnit) Booth, Monographella nivalis (Schaffnit) Müller. Del anamorfo: Fusarium nivale (Fr.) Ces., Lanosa nivalis Fr., Microdochium nivale (Fr.) Samuels & I. C. Hallett.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: en la naturaleza, los peritecios, de color negro, aparecen completamente sumergidos en la vaina de las hojas de la base del talo. Son ovales a globosos, de 120-180 µm de altura y 100-150 µm de diámetro, con una papila apical hialina.
Ascas aclavadas, a veces cilíndricas, de 60-70 x 6-9 µm, con pared delgada. Ascosporas
hialinas, elipsoidales, de 10-17 x 3,5-4,5 µm, a menudo con un tabique central, aunque
dos tabiques más, uno a cada lado del central, pueden desarrollarse posteriormente. Anamorfo: microconidias y clamidosporas ausentes. Conidióforos ramificados. Macroconidias pequeñas, con 1-3 tabiques, curvadas, de 10-30 x 2,5-5 µm. Tiene la particularidad
de formar colonias in vitro de color melocotón.
Huéspedes: Avena, cebada, centeno, trigo.
Sintomatología: Produce pérdidas de plántulas en emergencia fundamentalmente. Si
éstas consiguen salir, se ven lesiones pardas en los coleoptilos. Es típica la muerte de
plántulas por este patógeno después de estar cubiertas un tiempo por la nieve, con la temperatura del suelo suave. Cuando se funde, las hojas se necrosan y aparecen cubiertas de
micelio gris o rosado.
Referencias:
– Booth, C. (1971). Micronectriella nivalis (conidial state: Fusarium nivale). CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria Nº 309.
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1992). Distribution of Monographella
nivalis (Schaffnit) Müller. CMI Map 432, 3rd Edition.
– Marín Sánchez, J.P., Jiménez Díaz, R. (1983). Notas sobre hongos fitopatógenos que
afectan a cultivos de cereales en Andalucía occidental. Jornadas sobre Patología Vegetal. Resúmenes de las Comunicaciones presentadas a la IV, V y VI Reuniones
Anuales del Grupo Especializado de Fitopatología Microbiana de la Sociedad Española de Microbiología: 66-68. Monografías INIA nº 48.
541
– Marín Sánchez, J.P., Jiménez Díaz, R. (1983). Especies de hongos fitopatógenos de
trigo en Andalucía occidental: distribución e importancia. Jornadas sobre Patología
Vegetal. Resúmenes de las Comunicaciones presentadas a la IV, V y VI Reuniones
Anuales del Grupo Especializado de Fitopatología Microbiana de la Sociedad Española de Microbiología: 131-132. Monografías INIA nº 48.
– Marín, J.P. (1985). Micosis del trigo en Andalucía occidental. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias, Agrícola 7: 382-386.
542
Monosporascus cannonballus Pollack & Uecker
Sinónimos: Para algunos autores, M. eutypoides (Petrak) V. Arx es sinónimo de M. cannonballus, mientras que otros opinan que se trata de especies diferentes, basándose en el
número de ascosporas por asca y el número de tubos germinativos por ascospora.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: peritecios globosos, de unas 500 µm de diámetro, de color
negro, de pared delgada. Ascas aclavadas o piriformes, de 56-90 x 30-55 µm, con una,
raramente dos, ascosporas en su interior. Ascosporas unicelulares, de color negro, esféricas, de 25-50 µm de diámetro. Anamorfo: no se conoce
Huéspedes: Plantas de la familia de las cucurbitáceas, principalmente melón, pepino y
sandía. Se ha aislado también de las raíces de otras especies vegetales de diferentes familias, pero en ellas no parece comportarse como patógeno.
Sintomatología: Decoloración, lesiones pardas y necrosis en las raíces, tanto principales como secundarias, lo cual lleva a una disminución en su capacidad de retener agua.
En estados avanzados de la enfermedad se observan en la raíz unos puntos negros esféricos, que corresponden a los peritecios del hongo. El deterioro del sistema radicular
desemboca en marchitez y decaimiento de la parte aérea, terminando a menudo en colapso total, conforme la planta alcanza la madurez de los frutos, periodo de mayor demanda de agua. Como consecuencia, un alto porcentaje de los frutos no alcanza el
tamaño adecuado para su comercialización y tiene un contenido en azúcar bajo. En muchos casos se pierde completamente la cosecha.
Referencias:
– CABI/EPPO (2001). Monosporascus cannonballus Pollack & Uecker. Distribution
Maps of Plant Diseases nº 827.
– García-Jiménez, J., Armengol, J., Martínez-Ferrer, G. (1994). Puntos negros de las raíces de melón y sandía. En “Díaz-Ruiz, J. R. y García-Jiménez, J. Enfermedades de
las cucurbitáceas en España”: 38-42. Ed. SEF- Phytoma España. 155 pp.
– García-Jiménez, J., Armengol, J., Sales, R., Jordá, C., Bruton, B. (2000). Fungal pathogens associated with melon collapse in Spain. Bulletin OEPP 30: 169-173.
– Iglesias, A., Picó, B., Nuez, F. (2000). Pathogenicity of fungi associated with melon vine
decline and selection strategies for breeding resistant cultivars. Annals Applied Biology 137: 141-151.
543
– Lobo, M. (1990). Colapso del melón producido por hongos del género Monosporascus.
Boletín de Sanidad Vegetal Plagas 16: 701-707.
– Martyn, R. D., Miller, M. E. (1996). Monosporascus root rot and vine decline: an emerging disease of melons worldwide. Plant Disease 80: 716-725.
– Sivanesan, A. (1991). Monosporascus cannonballus. Mycopathologia 114: 53-54.
544
Mycocentrospora cladosporioides (Sacc.) M. E. A. Costa
Repilo plomizo, Cercospora
Sinónimos: Cercospora cladosporioides Sacc., Pseudocercospora cladosporioides
(Sacc.) U. Braun.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Conidióforos flexuosos y largos, que salen al exterior a través de los estomas. Conidias estrechas, alargadas, cilíndricas, con 2-5 septos y dimensiones variables,
28-60 x 2,5-5,5 µm.
Huéspedes: Olivo.
Sintomatología: En hojas, manchas difusas en el envés, irregulares en forma y tamaño,
de color grisáceo o plomizo. El haz puede carecer de síntomas o bien presentar áreas cloróticas amarillas. El hongo puede producir importantes defoliaciones. En frutos verdes se
producen lesiones más o menos circulares, de color ocre o marrón, que crecen ligeramente al madurar el fruto y adquieren tonalidades grisáceas o incluso azuladas. Las aceitunas afectadas no maduran correctamente, pudiendo llegar a momificarse; también puede
provocar una caída importante de fruto y una elevada acidez del aceite.
Referencias:
– Del Moral, J., Medina, D., (1985). El “repilo plomizo” del olivo, causado por Cercospora cladosporioides Sacc., enfermedad presente en España. Bol. Serv. Plagas 11:
31-36.
– Páez Sánchez, J.I., Montes Agustí, F., Vega Guillén, J.M. (2002). Mycocentrospora cladosporioides (Sacc.) Costa ex Deighton. Repilo plomizo, Cercospora. Fichas de
diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 187.
MAPA. Madrid.
– Trapero, A., López-Doncel, L. M., Viruega, J. R., (1998). Los “repilos” del olivo: etiología, epidemiología y estrategias de control. Phytoma España 102: 154-158.
545
Mycosphaerella buxicola (D.C.) Tomilin
Sinónimos: M. limbalis (Pers.) Arx, Didymella limbalis (Pers.) M. Morelet, Phyllosticta
limbalis Pers., Sphaeria buxicola DC.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Los cuerpos de fructificación son pseudotecios subepidérmicos, muy pequeños, de color dorado oscuro cuando están inmaduros y más negruzcos, sobre todo alrededor del ostiolo, en la madurez.
Huéspedes: Buxus sempervirens.
Sintomatología: Manchas totalmente blancas en los bordes de las hojas, delimitadas por
un margen negro; en fases más avanzadas el progreso de la infección se observa por la
decoloración primero amarilla y luego rojiza de los tejidos de la hoja contiguos. Estas
zonas se secan y terminan por caer, quedando la hoja como "mordida" por un insecto. Generalmente el hongo afecta más a las hojas viejas, siendo los síntomas más espectaculares que perjudiciales.
Referencias:
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi-Prensa, Madrid, 576 pp.
546
Mycosphaerella cerasella Aderh.
[Anamorfo: Cercospora circumscissa Sacc.]
Cribado de frutales de hueso
Sinónimos: Del teleomorfo: Sphaerella cerasella Aderh. (Sacc. & P. Syd.). Del anamorfo:
Passalora circumcissa (Sacc.) U. Braun, Cercospora cerasella Sacc., Pseudocercospora
circumscissa (Sacc.) Y. L. Guo & X. J. Liu.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Anamorfo: en hojas forma estromas de más de 40 μm de diámetro. Conidióforos en fascículos de 2-10, rectos, con 0-2 tabiques, frecuentemente geniculados, no
ramificados, algo más gruesos en su base, de 3-5 x 20-60 μm, con cicatrices en proyecciones nodulosas correspondientes a las antiguas conidias liberadas. Conidias de color pajizo, rectas o ligeramente curvadas, con verrugas diminutas en su superficie, con 2-6
tabiques, de 3,5-5 x 30-80 μm, con una cicatriz en su base y ápice obtuso.
Huéspedes: Frutales de hueso (almendro, albaricoquero, melocotonero y ciruelo).
Sintomatología: Ataca a las hojas de los frutales de hueso, causando el cribado o "perdigonado". Su actuación es débilmente parasitaria.
Referencias:
– Little, S. (1986). Cercospora circumscissa. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and
Bacteria Nº 911.
– Tuset, J.J., Portilla, M.T. (1983). Hongos causantes del "cribado" en España. Jornadas
sobre Patología Vegetal. Resúmenes de las Comunicaciones presentadas a la IV, V
y VI Reuniones Anuales del Grupo Especializado de Fitopatología Microbiana de
la Sociedad Española de Microbiología: 59. Monografías INIA nº 48.
547
Mycosphaerella dearnesii Barr
[Anamorfo: Lecanosticta acicola Sydow]
Banda roja
Sinónimos: del teleomorfo: Scirrhia acicola (Dearn.) Siggers. y otros. Del anamorfo:
Septoria acicola (Thüm.) Sacc. y otros.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes.
Descripción: En España sólo se ha encontrado el anamorfo: los cuerpos de fructificación (acérvulos) se producen sobre manchas en las acículas de color marrón-rojizo.
En la madurez estos acérvulos son de color negro y, aunque inicialmente son subepidérmicos, en forma de manchas grisáceas que se hinchan cuando la acícula está húmeda, terminan rasgándose en sentido longitudinal para liberar las conidias. Éstas son
de color marrón pálido a marrón oscuro, rectas o curvadas, tabicadas, generalmente
con 1-3 tabiques, de base truncada y ápice redondeado, con pared gruesa y de tamaño
15-35 x 3-4 μm
Huéspedes: Pinus spp., principalmente P. radiata.
Sintomatología: Inicialmente, bandas amarillentas en las acículas y moteados rojizos; las
bandas amarillas se vuelven rojizas con borde más oscuro, lo que da nombre a la enfermedad, nombre que comparte con M. pini. Las acículas desarrollan necrosis distales, permaneciendo verdes durante más tiempo su base hasta que se generalizan los daños, y
caen durante el otoño. La infección es típicamente más grave en las partes más bajas de
la copa, causando la caída total de los braquiblastos de 2 y 3 años. Las infecciones reiteradas en años consecutivos determinan la muerte de ramillos y la pérdida gradual de la
copa y tienen consecuencias negativas sobre el crecimiento de los pinos.
Referencias:
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi-Prensa, Madrid, 576 pp.
– Punithalingam, E., Gibson, I. A. S. (1973). Scirrhia acicola. CMI Description of Pathogenic Fungi and Bacteria Nº 367.
548
Mycosphaerella dianthi (Burt.) Jorst.
[Anamorfo: Cladosporium echinulatum (Berkeley) De Vries]
Ojo de perdiz
Sinónimos: Del anamorfo: Helminthosporium echinulatum Berkeley, Heterosporium
echinulatum (Berkeley) Cooke, Helminthosporium exasperatum Berkeley & Broome,
Heterosporium dianthi Saccardo & Roumeguère.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Teleomorfo: ascas bitunicadas, alargadas, ovoides y ocasionalmente claviformes; cada una con ocho ascosporas bicelulares, con las dos células ligeramente
desiguales, de oblongas a fusiformes, hialinas y lisas, de 20-30 x 7-9 µm, que suelen oscurecerse en la madurez. Anamorfo: conidióforos simples, flexuosos, geniculados, lisos
y ligeramente oscuros. Conidias simples o en cortas cadenas, cilíndricas u oblongas, ligeramente curvadas, de extremos redondeados, de tonos pardos u oliváceos y densamente equinuladas, con entre 1 y 5 septos, siendo lo más común de 2 a 4, de 25-55 x 8-17
µm.
Huéspedes: Ataca a varias especies del género Dianthus. Predomina la facies conídica,
C. echinulatum, mientras que el teleomorfo sólo se encuentra en restos vegetales invernantes.
Sintomatología: Manchas foliares características, blanquecinas o de color pajizo, de 2 a
6 mm de diámetro, con un halo oscuro negro-violáceo difuminado hacia el exterior, que
le da el aspecto de ocelos (de ahí el nombre común de "ojo de perdiz"). Cuando las manchas son numerosas, la hoja se seca. Afecta a todas las partes verdes del clavel, aunque
mayoritariamente a las hojas.
Referencias:
– Collar Urquijo, J. (1999). Heterosporium echinulatum (Berk.) Cke. Ojo de perdiz. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha
126. MAPA. Madrid.
– David, J. C. (1988). Cladosporium echinulatum. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi
and Bacteria nº 117.
549
Mycosphaerella fragariae (Tul.) Lindau
[Anamorfo: Ramularia brunnea Peck]
Mancha púrpura del fresón
Sinónimos: Del teleomorfo: Sphaeria fragariae (Tul.) Lindau in Engler & Prantl, Stigmatea fragariae Tul., Sphaerella fragariae (Tul.) Sacc. Del anamorfo: Ramularia tulasnei Sacc., Cylindrosporium grevilleanum Tul., R. grevilleana (Tul.) Jorst.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Teleomorfo: pseudotecios negros, globosos o con cierta forma cónica, ostiolados, con tamaño de 120-175 µm, ascas fasciculadas, cilíndricas, bitunicadas, de
50-70 x 9,5-13 µm, con ocho ascosporas hialinas, con un septo, de 11-14,5 x 2-3 µm.
Anamorfo: conidias hialinas, cilíndricas, alargadas, rectas o ligeramente curvadas, tienen de 1 a 3 tabiques, de 14-45 x 2-3 µm. Forman pequeñas cadenas, de 2 a 3 conidias.
Conidióforos fasciculados, hialinos, células conidiógenas poliblásticas, simpodiales, cilíndricas, terminales o intercalares, con cicatrices.
Huéspedes: Fresón.
Sintomatología: Manchas circulares en el haz de las hojas. El centro de la mancha presenta una coloración variable (blanca, gris, marrón claro) y el borde púrpura.
Referencias:
– Páez Sánchez, J. I., Vega Guillén, J. M., Varés Megino, F. (1996). Mycosphaerella fragariae (Tul.) Lindau. Mancha púrpura de la fresa. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 49. MAPA. Madrid.
– Sivanesan, A., Holliday, P. (1981). Mycosphaerella fragariae. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria nº 708.
550
Mycosphaerella graminicola (Fuckel) Schröter
[Anamorfo: Septoria tritici Roberge]
Septoriosis
Sinónimos: Del teleomorfo: Sphaerella graminicola Fuckel
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Teleomorfo: pseudotecios globosos y de color pardo oscuro. Ascosporas
bicelulares, hialinas y elipsoidales, de 9-16 x 2,5-4 μm. Anamorfo: picnidios que se forman en cualquier órgano infectado, al principio inmersos en el tejido y luego emergentes sobre la superficie. Contienen picnidiosporas hialinas, filiformes, ligeramente
curvadas, con 3-7 septos y 43-70 x 1,5-2 μm.
Huéspedes: Trigo.
Sintomatología: Comienza causando lesiones hidróticas de color verde pálido en las
hojas inferiores, para extenderse en forma de manchas pardas lineales o algo irregulares,
que aparecerán punteadas al desarrollarse los picnidios. Los picnidios exudan cirros blancos de esporas. También aparecen amarilleo y quemado de ápices.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1970). Distribution of Septoria tritici
Rob.& Desm. CMI Map 397, 2nd. Edition.
– Marín, J.P. (1985). Micosis del trigo en Andalucía Occidental. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias, Agrícola 7: 382-386.
– Marín, J.P., Aguirre, J. (1985). Micosis del trigo en Andalucía Occidental causada por
especies de Septoria. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias,
Agrícola 28: 119-145.
– Marín, J.P., Segarra, J., Almacellas, J. (1992). Enfermedades de los cereales en Cataluña
en 1988-90. Investigación Agraria, Producción y Protección Vegetales 7: 261-275.
– Montes, F., Páez, J. I., Duhart, M. E., Vega, J. M. (1999). Mycosphaerella graminicola
(Fuckel) Schröt in Cohn. Mancha o tizón foliar. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 130. MAPA.
– Sivanesan, A. (1990). Mycosphaerella graminicola. CMI Descriptions of Pathogenic
Fungi and Bacteria nº 986.
551
Mycosphaerella pini Rostr.
[Anamorfo: Dothistroma pini Hulbary]
Banda roja
Sinónimos: Del teleomorfo: Scirrhia pini Funk & Parker. Del anamorfo: Cytosporina
septospora Doroguine, Dothistroma septospora (Doroguine) Morelet y ocho más.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Teleomorfo: ascostroma subepidérmico al principio y, posteriormente,
erumpente y negro. Ascas cilíndricas con ocho ascosporas de 11-16 x 3-4 μm, bicelulares, con dos células asimétricas, biseriadas, hialinas y de forma fusiforme a elipsoidal.
Anamorfo: estroma picnidial sobre acículas, subepidérmico, volviéndose erumpente, de
color marrón oscuro a negro, de hasta 1,5 mm, a veces dividido. Conidióforos hialinos.
Conidias hialinas, de 25-60 x 2-3 μm, rectas o ligeramente curvadas, generalmente con
tres septos.
Huéspedes: Pino.
Sintomatología: Forma unas pequeñas manchas amarillas a lo largo de la acícula, que
acaban dando lugar a bandas que van tomando con el tiempo color rojo. En esas bandas se desarrollan estromas negros con picnidios. Puede provocar la caída de la acícula.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1970). Distribution of Scirrhia pini Funk
& Parker. CMI Map 419, 2nd. Edition.
– Fernández de Ana, F.J. (1975). La enfermedad de la banda roja en el Pinus radiata.
Comunicaciones INIA, Protección Vegetal 3: 16 pp.
– Fernández de Ana, F.J., Toval, G. (1979). Estudios de los daños producidos por el Dothistroma pini Hulbary en masas de Pinus radiata D. Don en Galicia. Comunicaciones INIA, Protección Vegetal 8: 28 pp.
– Punithalingam, E., Gibson, I. A. S. (1973). Scirrhia pini. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria nº 368.
552
Mycosphaerella pinodes (Berk. & Blox) Vestergr.
[Anamorfo: Ascochyta pinodes Jones]
Sinónimos: Del teleomorfo: Didymella pinodes (Berk. & Blox.) Petrak, Sphaerella pinodes (Berk. & A. Bloxam) Niessl., Sphaeria pinodes Berk. & A. Bloxam.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Teleomorfo: pseudotecios globosos y de color marrón oscuro, de 90-180 μm
de diámetro. Ascas bitunicadas, cilíndricas a subaclavadas, de 50-80 x 10-15 μm. Ascosporas bicelulares, de 12-18 x 4-8 μm, hialinas, elipsoidales, constreñidas en el septo
y con los extremos redondeados. Anamorfo: picnidios de color pardo oscuro a negro que
se forman en cualquier órgano infectado, al principio inmersos en el tejido y luego emergentes sobre la superficie. Picnidiosporas bicelulares, de 8-16 x 3-4,5 μm, hialinas, septadas, con una ligera constricción en el septo.
Huéspedes: Guisante.
Sintomatología: Causa lesiones amoratadas con margen claro en los foliolos, que acaban convirtiéndose en pardas con un anillo bien definido. De ahí se extienden hasta el
tallo, al que anillan y dan coloración azul oscura. Las flores infectadas senescen rápidamente y dan vainas desiguales. Pueden infectar a la semilla, que producirá plántulas con
podredumbre.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1967). Distribution of Mycosphaerella
pinodes (Berk & Blox.) Vestergr. CMI Map 316, 2nd. Edition.
– Laboratorio de Criptogamia. (1943). Informe del trabajo llevado a cabo por la Estación
de Fitopatología de La Coruña durante 1942. Publicación Estación Fitopatología
Agrícola de La Coruña 23: 21-57.
– Punithalingam, E., y Holliday, P. (1972). Mycosphaerella pinodes. CMI Descriptions
of Pathogenic Fungi and Bacteria nº 340.
553
Mycosphaerella populi (Auersw.) Schröter
[Anamorfo: Septoria populi Desm.]
Sinónimos: Del teleomorfo: Sphaerella populi Auersw., Mycosphaerella balsamopopuli Nev.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Teleomorfo: pseudotecios subglobosos, ostiolados, de hasta 150 μm de diámetro. Ascas bicelulares, aclavadas, con 8 ascosporas de 38-45 x 4-5 μm, incoloras o
pardo oliváceas y cilíndricas. Anamorfo: picnidios epifilos, subglobosos a globosos. Conidias bicelulares, de 30-40 x 3-4 μm, incoloras o pardo oliváceas, fusoides o en forma
de hoz y con los extremos redondeados.
Huéspedes: Chopo.
Sintomatología: Causa lesiones foliares de poca importancia sobre el huésped. Resulta
muy común en zonas templadas. Las lesiones son circulares, de 3-6 mm de diámetro siguiendo las venas principales y coalesciendo en áreas necróticas, pálidas en el centro,
más oscuras hacia los extremos y rodeadas de un margen estrecho y ligeramente elevado.
Referencias:
– Sivanesan, A. (1990). Mycosphaerella populi. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi
and Bacteria nº 987.
– Unamuno, L.M. (1942). Contribución al estudio de los hongos microscópicos de la provincia de Cuenca. Anales del Jardín Botánico de Madrid 2: 7-86.
554
Mycosphaerella punctiformis (Pers.) Starbäck. [Anamorfo:
Cylindrosporium castaneicolum (Desm.) Berl., Phyllosticta
maculiformis Sacc.]
Sinónimos: Del teleomorfo: M. maculiformis (Pers.) J. Schröt.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Teleomorfo: en las hojas caídas en el suelo durante el invierno se forman
los ascostromas, que producen en su interior ascas con ocho ascosporas tabicadas de
tamaño 12,5-17,5 x 2,5- 3,8 μm. Sinanamorfo Cylindrosporium: en el haz del limbo
foliar se forman los acérvulos que producen conidias con tres (excepcionalmente cuatro) tabiques, hialinas vermiformes, de 25-38 x 2,5-3,5 μm. Sinanamorfo Phyllosticta:
picnidios de 125-225 μm de diámetro que producen conidias alargadas, cilíndricas,
de 3,7-4 x 1,0 μm
Huéspedes: Castanea sativa, Quercus spp.
Sintomatología: Tras la brotación, presencia de pequeñas manchas pardo rojizas salpicadas por el limbo foliar, tanto en el haz como en el envés, producidas por el sinanamorfo
Cylindrosporium. La confluencia de las manchas, especialmente por los bordes del limbo,
provoca finalmente un atabacamiento generalizado de las hojas. Sobre algunas zonas que
permanecen más claras se observan pequeños picnidios del sinanamorfo Phyllosticta.
Este hongo provoca una defoliación activa del castaño, que puede ser grave cuando las
condiciones climáticas le son propicias. Provoca la caída prematura de las hojas y el
aborto de los frutos.
Referencias:
– Cobos Suárez, P. (1989). Fitopatología del castaño (Castanea sativa Miller). Bol. San.
Veg. Plagas. Fuera serie nº 16. 129 pp.
– Mansilla Vázquez, J. P., Pérez Otero, R., Pintos Varela, C., Salinero Corral, C., Iglesias
Vázquez, C., (2000). Plagas y enfermedades del castaño en Galicia. Xunta de Galicia. Consellería de Agricultura, Ganadería e Política Agroalimentaria. 93 pp.
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi Prensa, Madrid, 576 pp.
555
Mycosphaerella pyri (Auersw.) Boerema
[Anamorfo: Septoria pyricola Desm.]
Sinónimos: Del teleomorfo: M. sentina (Fr.) J. Schröt., Sphaerella pyri Auersw. Del anamorfo: S. pyri Desm.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Teleomorfo: pseudotecios globosos a ovales, de color marrón o negro.
Ascas oblongas con 8 ascosporas bicelulares, de 7-9 x 3-4 μm, hialinas, elipsoidales, ligeramente constreñidas en el septo. Anamorfo: picnidios de hasta 150 μm de diámetro,
epifilos. Conidias de 40-58 x 3-5 μm, subcilíndricas, curvadas, de color pardo oliváceo,
con 1-2 septos. Forma también micropicnidios esféricos de hasta 150 μm de diámetro, con
microconidias incoloras y aseptadas de 2-3 μm de longitud.
Huéspedes: Peral.
Sintomatología: Causa un punteado en las hojas, que son infectadas a partir de ascosporas
formadas en las hojas caídas y se dispersan por picnidiosporas.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1968). Distribution of Mycosphaerella
sentina (Fr.) Schroet. CMI Map 325, 2nd. Edition.
– Llorente, I. (2000). Septoriosis de los frutales de pepita (Septoria pyricola). En “Montesinos et al. (edit.) Enfermedades de los frutales de pepita y de hueso: 63-64”. SEFMundi-Prensa. 147 pp.
– Santiago-Merino, R. (1999). Mycosphaerella pyri (Auersw.) Boerema. Septoria del
peral. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales.
Ficha 131. MAPA.
– Sivanesan, A. (1990). Mycosphaerella pyri. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and
Bacteria nº 989.
– Unamuno, L.M. (1933). Enumeración y distribución geográfica de los Esferopsidales
conocidos en la Península Ibérica y las Islas Baleares. Memoria de la Academia de
Ciencias de Madrid. 4: 458.
556
Mycosphaerella rabiei Kovachevskii
[Anamorfo: Ascochyta rabiei (Pass.) Labrousse]
Rabia del garbanzo
Sinónimos: Del teleomorfo: Didymella rabiei (Kovachevski) v. Arx. Del anamorfo:
Phoma rabiei (Pass.) Khune, Phyllosticta rabiei (Pass.) Trotter.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Teleomorfo: pseudotecios globosos y de color pardo oscuro. Ascas cilíndricas.
Ascosporas de aproximadamente 15 x 7 μm, hialinas, bicelulares y elipsoidales. Anamorfo:
picnidios al principio inmersos en el tejido y luego emergentes sobre la superficie y de color
marrón oscuro. Picnidiosporas bicelulares, de 10-16 x 3,5 μm, hialinas, rectas o ligeramente
curvadas, constreñidas en el septo y redondeadas en los extremos.
Huéspedes: Garbanzo.
Sintomatología: Ataca a todas las partes aéreas de la planta, causando lesiones circulares en hojas y vainas y alargadas en peciolos y tallos. Los picnidios se forman en áreas
concéntricas en las lesiones. En ataques graves, pueden matar la planta.
Referencias:
– Benlloch, M. (1949). Observaciones fitopatológicas en 1948. Boletín Patología Vegetal y Entomología Agrícola 16: 203-242.
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1966). Distribution of Ascochyta rabiei
(Pass.) Labrousse. CMI Map 151, 2nd. Edition.
– Santiago-Merino, R. (1999). Mycosphaerella rabiei Kovachevskii. Rabia del garbanzo.
Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha
132. MAPA.
– Trapero Casas, A. (1994). La rabia del garbanzo: diez años de investigaciones (19831992). Investigación Agraria, Producción y Protección Vegetales. Fuera de serie 2:
371-383.
– Trapero-Casas, A., Kaiser, W.J. (1992). Influence of temperature, wetness period, plant
age, and inoculum concentration on infection and development of Ascochyta blight
of chickpea. Phytopathology 82: 589-596.
– Trapero-Casas, A., Kaiser, W.J. (1992). Development of Didymella rabiei, the teleomorph of Ascochyta rabiei, on chickpea straw. Phytopathology 82: 1261-1266.
557
Mycosphaerella zeae-maydis Mukunya & Boothroyd
[Anamorfo: Phyllosticta maydis Arny & Nelson]
Mancha amarilla de las hojas del maíz
Sinónimos: Del teleomorfo: Didymella zeae-maydis (Mukunya & Boothroyd) Arx,
Mycosphaerella maydis Pass. Del anamorfo: Phoma zeae-maydis Punith.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Teleomorfo: pseudotecios globosos, glabros y de color pardo oscuro. Ascas
hialinas, elipsoidales. Ascosporas de 14-15 x 3,5-4 μm, elípticas, bicelulares, incoloras.
Anamorfo: picnidios al principio inmersos en el tejido y luego emergentes sobre la superficie. Picnidiosporas hialinas y elípticas de 5-8 x 1,5-5 μm.
Huéspedes: Maíz.
Sintomatología: Causa lesiones pálidas en las hojas con picnidios evidentes. Sobrevive
en los restos de la cosecha, sobre los que se forman pseudotecas.
Referencias:
– Jiménez-Díaz, R. M. (1976). La mancha amarilla de las hojas del maíz: Una revisión
bibliográfica. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias. Protección
Vegetal 6: 17-35.
– Jiménez-Díaz, R. M. (1976). Factores que afectan la diseminación de Mycosphaerella
zeae-maydis, el agente causante de la mancha amarilla de las hojas del maíz. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias. Protección Vegetal 6: 37-54.
558
Myrothecium roridum Tode
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Los conidióforos son cortos y compactos, formando una capa estromática
junto con las células del huésped. Son hialinos, cilíndricos y ramificados. Las fiálidas, que
se encuentran al final de las ramificaciones, son cilíndricas, hialinas o algo oliváceas y
con el ápice ocasionalmente oscurecido. Las conidias tienen la pared lisa con el extremo
distal redondeado y el basal truncado y color hialino a ligeramente oliváceo, tomando
color negro cuando están en masa; miden 4,5-10,8 x 1,3-2,7 μm.
Huéspedes: Euphorbia lathyris, lechuga, ornamentales.
Sintomatología: Causa la podredumbre de cuello, seguida de marchitamiento y posterior desecación de la parte aérea. En hojas forma lesiones circulares necróticas en ambas
caras.
Referencias:
– Tuset, J.J., Hinarejos, C., García, J. (1986). Myrothecium roridum, un patógeno Tuberculariaceae de Euphorbia lathyris y Lactuca sativa en España. Investigación Agraria 1: 251-258.
559
Nalanthamala vermoesenii (Biourge ) Schroers
Sinónimos: Penicillium vermoesenii Biourge; Gliocladium vermoesenii (Biourge) Thom
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Forma hifas septadas, estrechas de 2-3 μm de diámetro. Los conidióforos
erectos, septados, ramificados al final, dan una estructura con forma de peine. Cada ramificación lleva una cadena de conidias. Éstas son globosas a ovoides, unicelulares y de
2-4 μm de diámetro.
Huéspedes: Palmeras.
Sintomatología: Causa la podredumbre de las yemas de las palmeras.
Referencias:
– López-Llorca, L.V., Orts, S. (1994). Histopathology of infection of the palm Washingtonia filifera with the pink bud rot fungus Penicillium vermoesenii. Mycological
Research 98: 1195-1199.
560
Naohidemyces vaccinii (Alb. & Schwein.) S. Sato,
Katsuya & Y. Hirats.
Roya
Sinónimos: Melampsora vaccinii (Alb. & Schwein.) G. Winter, Pucciniastrum vaccinii
(Wint.) Joerst., Thekopsora vaccinii (Alb. & Schwein.) Hirats, Uredo pustulata var. vaccinii Alb. & Schwein., U. vaccinii (G: Winter) S. Sato et al.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Urediniomycetes).
Descripción: Uredosporas de color amarillo-anaranjado, de ovoides a elípticas, de
15-26 x 10-20 µm, de pared gruesa y ligeramente rugosa y un poro central. Los telios se
forman en la epidermis inferior y son de color pardo. Teliosporas sésiles, de oblongas a
columnares, de 7-10 x 12-15 µm, con dos o más tabiques.
Huéspedes: Vaccinium corymbosum L.
Sintomatología: Aparición de pústulas de color amarillo-anaranjado en la cara abaxial de
las hojas, inicialmente en las de más edad y posteriormente en las más jóvenes. Las lesiones foliares aparecen en un primer momento como puntos cloróticos que derivan hasta
manchas necróticas. Se considera una enfermedad de menor importancia, pero cuando las
lesiones son muy abundantes, puede provocar una intensa defoliación.
Referencias:
– Barrau, C., de los Santos, B., Romero, F. 2002. First report of leaf rust of southern highbush blueberry caused by Pucciniastrum vacinii in southwestern Spain. Plant Disease 86:1178.
561
Nectria cinnabarina (Tode) Fr.
[Anamorfo: Tubercularia vulgaris Tode]
Sinónimos: Del teleomorfo: Cucurbitaria cinnabarina (Tode ex Fr.) Grez., Sphaeria cinnabarina Tode y otros. Del anamorfo: Tubercularia confluens Pers.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: peritecios de color anaranjado o rojizo-anaranjado, formados
en grupos de 1-15, globosos. Ascas de 60-90 x 9-14 μm, cilíndricas. Ascosporas bicelulares, de tamaño variable, de 12-20 x 4,5-6 μm, hialinas, cilíndricas a elipsoides, estrechadas ligeramente en el tabique central. Anamorfo: los esporodoquios salen a través de
las lenticelas y rompen la corteza en forma de pústulas de color rojo cinabrio. Conidias
unicelulares, cilíndricas a ovales, de 5-7 x 2-3 μm, cubren la superficie de los esporodoquios, que toman un color crema.
Huéspedes: Afecta a numerosas especies forestales frondosas, principalmente Acer, Betula, Carpinus, Fagus, Quercus, Ulmus, etc.
Sintomatología: Muerte de brotes y marchitez de las hojas como consecuencia de la formación de chancros delimitados en las ramas. El micelio se extiende con rapidez hacia
la madera, penetra en los vasos conductores y dificulta la circulación de la savia debido
a la producción de goma y tílides, lo que provoca la muerte de las partes altas de la copa
a partir de la zona invadida. Normalmente este hongo se comporta como oportunista, ya
que es un colonizador rápido de la corteza de árboles debilitados por otras causas, pero
a veces se extiende sobre tejidos vivos y causa muerte progresiva.
Referencias:
– Booth, C. (1977). Nectria cinnabarina. CMI Description of Pathogenic Fungi and Bacteria Nº 531.
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi-Prensa, Madrid, 576 pp.
562
Nectria coccinea (Pers.: Fr.) Fr. var faginata Lohman, A. M.
Watson & Ayers [Anamorfo: Cylindrocarpon faginatum Booth]
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: peritecios de 200-300 μm de diámetro, formados en grupos de
7-15 sobre un estroma erumpente de color rojo anaranjado: Ascas truncadas, con un poro
apical, de 72-94,5 x 6-9 μm. Ascosporas con un tabique, de 10,5-12,7 x 4,8-6,2 μm. Anamorfo: es menos aparente como elemento de diagnóstico en campo; se producen esporodoquios blancos más o menos densos que aparecen a través de la corteza, produciendo
macro- y microconidias que son dispersadas por el viento. Macroconidias curvadas, cilíndricas, con 3-7 tabiques, de 40-110 x 5-7 μm, microconidias hialinas, cilíndricas generalmente aseptadas, de 11-14 x3 μm.
Huéspedes: Afecta a haya. Otras especies forestales frondosas como Acer, Quercus, Populus y Ulmus son afectadas por N. coccinea (Pers. ex Fr.) Fries.
Sintomatología: Las primeras manifestaciones aparecen en las hojas, que son pequeñas,
cloróticas y más tarde marchitas y pardas. En el tronco aparecen manchas oscuras de exudados de savia y chancros rugosos que deforman las ramas y provocan resquebrajaduras
en la corteza. Este hongo actúa como patógeno oportunista que ataca a árboles debilitados por otras causas. Muchos árboles mueren debido a la enfermedad directamente, pero
otros muchos lo hacen como resultado de la rápida invasión de organismos secundarios.
En el haya la enfermedad es más importante porque es el resultado de la acción conjunta
del hongo y un cóccido, Cryptococcus fagisuga Lindeman.
Referencias:
– Booth, C. (1977). Nectria coccinea. CMI Description of Pathogenic Fungi and Bacteria Nº 532.
– Booth, C. (1977). Nectria coccinea. var. faginata. CMI Description of Pathogenic Fungi
and Bacteria Nº 533.
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi-Prensa, Madrid, 576 pp.
563
Nectria galligena Bresad. [Anamorfo: Cylindrocarpon
heteronemum (Berk.& Broome) Wollenw]
Chancro europeo
Sinónimos: Del teleomorfo: Neonectria galligena (Bres.) Rosman & Samuels. Del anamorfo: Cylindrocarpon mali (Allescher) Wollenw., Fusarium mali Alescher, F. heteronemum (Berk. & Br.) Wollenw.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: peritecios de color rojo brillante y forma globosa, que se hacen
más oscuros y de superficie rugosa con el tiempo. Ascas aclavadas, contienen normalmente 8 ascosporas hialinas, ovales o elipsoides, constreñidas en el septo central, que
miden 14-22 x 6-9 μm. Anamorfo: microconidias cilíndricas y aseptadas, de 4-8 x 2-3 μm
y macroconidias hialinas de 12-65 x 4-7 μm que se forman en esporodoquios.
Huéspedes: Manzano, peral.
Sintomatología: Sobre zonas de heridas o en horquillas de las ramas, se forma una zona
deprimida elíptica, con los bordes elevados sobre la corteza sana. Acaba rodeando el brote
o rama, matándolo. También produce un chancro cerrado, hinchándose el área infectada
y quedando la corteza agrietada. En los pliegues del callo se forman esporodoquios color
crema, y en los márgenes peritecas rojas.
Referencias:
– Booth, C. (1967). Nectria galligena. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria Nº 147.
– Collar Urquijo, J. (1996). Nectria galligena Bres. Chancro. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 50. MAPA.
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1963). Distribution of Nectria galligena
Bres. CMI Map 38, 2nd. Edition.
– Laboratorio de Criptogamia. (1943). Informe del trabajo llevado a cabo por la Estación
de Fitopatología de La Coruña durante 1942. Publicación Estación Fitopatología
Agrícola de La Coruña 23: 21-57.
– Mateo-Sagasta, E. (2000). Chancro común causado por Nectria spp. en frutales de pepita. En “Montesinos et al. (edit.) Enfermedades de los frutales de pepita y de hueso:
71”. SEF- Mundi-Prensa. 147 pp.
564
Nectria radicicola Gerlach & Nilson
[Anamorfo: Cylindrocarpon destructans (Zinssm.) Scholten]
Sinónimos: Del teleomorfo: Neonectria radicicola (Gerlach & L. Nilsson) Mantiri &
Samuels. Del anamorfo: Cylindrocarpon radicicola Woolenw., Ramularia destructans
Zinss.]
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: peritecios globosos de rojo a marrón rojizo. Ascas cilíndricas
a subclavadas, llevan 8 ascosporas elipsoides o casi fusoides, hialinas con un único septo
que miden 10-13 x 3-3,5 μm. Anamorfo: macroconidias cilíndricas con extremos redondeados, estrechándose ligeramente hacia la base; tienen 1-3 septos y miden 45-52 x 6,57,5 μm. Microconidias ovales o elípticas, de 6-10 x 3,5-4 μm.
Huéspedes: Múltiples plantas herbáceas y leñosas.
Sintomatología: Es un patógeno débil del suelo que causa podredumbre y lesiones en raíces. También es causante de podredumbres de almacén.
Referencias:
– Booth, C. (1967). Nectria radicicola. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria Nº 148.
– Tuset, J.J. (1980). Some pathological aspects of cypress in Spain. En “Grasso, V. and
Raddi, P. (edit.). The cypress: diseases and protection”: 225-230. European Economic Community, Agrimed.; Florence; Italy.
565
Neotyphodium coenophialum (Morgan-Jones & W. Gams)
Glenn, C. W. Bacon & Hanlin
Sinónimos: Acremonium coenophialum Morgan-Jones & Gams.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Colonias de color blanco o crema y crecimiento lento. Conidióforos rectos
con forma de fiálida que presentan una o dos conidias unicelulares reniformes de
7 µm de longitud.
Huéspedes: Numerosas especies de gramíneas.
Sintomatología: No produce síntomas en las plantas infectadas. Sin embargo, representa
un problema para los animales que consumen pasto infectado, ya que las plantas contienen varios alcaloides tóxicos causantes de trastornos en animales. El hongo se transmite
verticalmente por semilla.
Referencias:
– Zabalgogeazcoa, I., García Ciudad, A., García Criado, B. (1998). Neotyphodium coenophialum en semillas de variedades forrajeras de Festuca arundinacea. Investigación Agraria: Producción y Protección Vegetal 13: 167-172.
– Zabalgogeazcoa, I., Vázquez de Aldana, B.R., García Ciudad, A., García Criado, B.
(2003). Fungal endophytes in grasses from semi-arid permanent grassland of western Spain. Grass and Forage Sciences 58: 94-97.
566
Oidium mangiferae Berthet
Sinónimos: Acrosporium mangiferae (Berthet) Subram., O. erysiphoides f. mangiferae
(Berthet) J. M. Yen & Chin C. Wan.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: No se conoce su teleomorfo, aunque atendiendo al modo de germinación,
a la forma globular de los haustorios y al tipo de conidióforos, este hongo se puede asimilar al grupo de Erysiphe polygoni. Los conidióforos emergen del micelio, miden
64-163 µm y llevan en su extremo una única espora terminal, hialina y elíptica de
33-43 x 21,7-28 µm.
Huéspedes: Mango, con diferentes grados de sensibilidad según la variedad de que se
trate.
Sintomatología: El hongo se desarrolla sobre los tejidos jóvenes de las inflorescencias,
hojas y frutos, formando manchas de micelio blanco con aspecto pulverulento sobre los
órganos afectados. Las lesiones pueden llegar a unirse y los tejidos infectados bajo la lesión se ponen de color marrón. Las hojas atacadas se retuercen y deforman, y en ataques
severos se puede producir defoliación. En flores, la panícula floral resulta especialmente
susceptible, por lo que los daños son elevados. Los frutos atacados pueden aparecer completamente cubiertos por el hongo y caen prematuramente.
Referencias:
– Torés, J.A. (1997). El oidio del mango (Oidium mangiferae Berthet). Phytoma España
86: 16-20.
567
Olpidium brassicae (Woronin) P. A. Dang.
Sinónimos: Asterocystis radicis de Wild, Chytridium brassicae Woronin, Olpidiaster radicis (de Wild. ) Pascher, Pleotrachellus brassicae (Woronin) Sahtiy.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Chytridiomycota (División Eumycota, Subdivisión Mastigomycotina, Clase Chytridiomycetes).
Descripción: Zoosporangios redondeados y de pared delgada y lisa y esporangios latentes o quistes de pared gruesa y aspecto externo poligonal. Ambos aparecen individualmente llenando por completo las células de la raíz de la planta huésped, alcanzando un
diámetro de 8-30 μm de diámetro. Zoosporas esféricas, hialinas, de unas 3 μm de diámetro, con un flagelo posterior de unas 17 μm de longitud, enquistándose al adherirse a
la superficie del huésped.
Huéspedes: Plantas hortícolas, tabaco.
Sintomatología: Puede causar el secado de las plantas, presentando éstas apariencia de
haber sido quemadas. Es particularmente dañino sobre las plántulas.
Referencias:
– Gómez-Vázquez, J. (1994). Podredumbre radicular asociada a Olpidium (O. radicale
y O. brassicae). En “Díaz-Ruiz, J. R. y García-Jiménez, J. (edit.): Enfermedades de
las cucurbitáceas en España. SEF-Phytoma-España”: 31-32.
– Izquierdo-Tamayo, A. (1973). El ficomiceto Olpidium brassicae (Woronin) Dangeard,
su ataque a los semilleros de tabaco y su papel como vector de virus. Anales del
Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias. Protección Vegetal 3: 107-129.
568
Ophiostoma novo-ulmi Brasier [Sinanamorfos: Sporothrix sp. y
Graphium sp. ] y O. ulmi (Buisman) Nannf. [Sinanamorfos:
Sporothrix sp. y Pesotum ulmi (M. B. Schwartz) J. L.
Crane & Schoknecht]
Grafiosis (agresiva y no agresiva) del olmo
Sinónimos: De O. ulmi: Ceratocystis ulmi (Buisman) Moreau, Ceratostomella ulmi Buisman. De P. ulmi: Graphium ulmi M. B. Schwarz.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Durante años se consideró a los agentes causales de las grafiosis agresiva y
no agresiva de los olmos como cepas de la misma especie, O. ulmi. Los estudios de Brasier (1991) demostraron que existían entre ambos diferencias morfológicas, culturales y fisiológicas y separó las cepas agresivas como una nueva especie, O. novo-ulmi.
Básicamente ambas especies se diferencian por el aspecto morfológico de sus colonias en
medios agarizados y por la velocidad de crecimiento radial. Los coleópteros escolítidos actúan como vectores trasmisores de ambas enfermedades. O. novo-ulmi: Teleomorfo: peritecios superficiales o parcialmente sumergidos en el sustrato, negros, de 75-140 μm de
diámetro, cuello negro, de 230-640 μm de longitud, 19-36 μm de diámetro en la base y
9-14 μm en su extremo, con una ratio longitud/base del cuello de 1,5-6,2. Ascas de pared
delgada, globosas a ovales, evanescentes. Ascosporas hialinas, unicelulares, de 4,5-6 x
1-1,5 μm. Sinanamorfo Sporothrix: conidióforos de 10-30 μm producidos lateralmente en
las hifas, conidias holoblásticas, unicelulares hialinas, elipsoides a alongadas, de 4,5-14
x 2-3 μm. Sinanamorfo Graphium: conidias holoblásticas, producidas en sinemas, unicelulares, hialinas, ovoides a elipsoides, de 2-6 x 1-3 μm, agregadas en gotitas mucilaginosas de color blanco-crema. O. ulmi: Teleomorfo: peritecios superficiales o parcialmente
sumergidos en el sustrato, negros, de 100-150 μm de diámetro, cuello negro, de 280-420
μm de longitud, 18-42 μm de diámetro en la base y 11-16 μm en su extremo, con una ratio
longitud/base del cuelo de 2,4-3,5. Ascas de pared delgada, globosas a ovales, evanescentes. Ascosporas hialinas, unicelulares, de 4,5-6 x 1-1,5 μm. Los sinanamorfos son muy
similares a los de O. novo-ulmi.
Huéspedes: Especies del género Ulmus. En España es especialmente sensible U. minor.
Sintomatología: Obstrucción generalizada de los vasos del xilema, como consecuencia
de la cual se produce marchitez foliar primaria, muerte de ramillos y el colapso final de
los elementos conductores. En la grafiosis agresiva, la velocidad e intensidad con que se
producen estos daños no permiten prácticamente al árbol desarrollar ningún mecanismo
569
de defensa. El árbol puede rebrotar, pero los rebrotes se marchitan de nuevo tras un cierto
tiempo. Esta gravísima enfermedad ha reducido de forma muy importante las poblaciones de olmos de todo el mundo. En España es la responsable de la masiva mortandad de
U. minor desde 1980. La grafiosis no agresiva evoluciona mucho más lentamente, pudiendo sobrevivir los árboles afectados durante bastantes años.
Referencias:
– Booth, C., and Gibson, I. A. S. (1973). Ceratocystis ulmi. CMI Description of Pathogenic Fungi and Bacteria Nº 361.
– Brasier, C. M. (1991). Ophiostoma novo-ulmi sp. nov., causative agent of current Dutch
elm disease pandemics. Mycopathologia 115: 151-161.
– García Rotger, M., Romero Casado, J. (1996). Detección de la grafiosis agresiva en la
isla de Ibiza (Baleares). Bol. San. Veg. Plagas 22: 789-801.
– Ipinza Carmona, R., Gil Sánchez, L. (1987). Algunos aspectos teóricos de la epidemia
causada por la grafiosis. Revisión en España. Bol. San. Veg. Plagas 13: 395-408.
– Muñoz, M.C., Rupérez, A.(1980) La desaparición de los olmos. Bol. San. Veg. Plagas
6: 105-106
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi-Prensa, Madrid, 576 pp.
570
Ophiostoma piceae (Münch) H. Sydow & Sydow
Sinónimos: Ceratocystis piceae (Münch) B. K. Bakshi y 16 más.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Peritecios solitarios, parcialmente inmersos en el sustrato, de color marrón
oscuro a negro. Ascas globosas a ovales, formadas en cadenas, con 8 ascosporas, con paredes finas que delicuescen temprano. Ascosporas unicelulares, hialinas, amarillentas en
masas, ovales a reniformes.
Huéspedes: Especies forestales de hoja ancha (principalmente Quercus) o coníferas.
Referencias:
– CABI/EPPO (2002). Ophiostoma piceae (Munch) H. Sydow & Sydow. Distribution
Maps of Plant Diseases nº 869.
571
Otthia spiraeae (Fuckel) Fuckel
[Anamorfo: Diplodia sarmentorum (Fr.) Fr.]
Sinónimos: Cucurbitaria spiraeae Fuckel.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Anamorfo: células conidiógenas hialinas, lisas, cilíndricas, aseptadas, de
12-17 x 3-4,5 µm, holoblásticas al principio, y que después muestran proliferación percurrente, con uno o dos collaretes. Conidias inicialmente hialinas y aseptadas, con pared
gruesa, para posteriormente adquirir una coloración marrón oscuro, con un septo central,
lisas externamente y ornamentadas (verrugosas) internamente, de 24-26 x 9,4-10,5 µm, de
forma recta, ovoide a oblonga, con ápice obtuso y base truncada.
Huéspedes: Diversas especies del género Quercus, principalmente Q. suber y Q. ilex.
Sintomatología: Lesiones corticales en forma de pequeños chancros rodeados por una
capa de callo, que no llegan a anillar la rama, por lo que no aparecen síntomas foliares.
Referencias:
– Sánchez, M.E., Venegas, J., Romero, M.A., Phillips, A.J.L., Trapero, A. (2003). El chancro de encinas y alcornoques causado por Botryosphaeria spp. en Andalucía. Boletín de Sanidad Vegetal Plagas 29: 593-612.
572
Oxyporus latemarginatus (Durieu & Mont.) Donk
Sinónimos: Diversas especies de los géneros Chaetoporus, Irpex, Poliporus, Poria, Rigidoporus y Trametes, hasta un total de 15 sinónimos.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Basidiomycetes).
Descripción: Cuerpos fructíferos anuales, resupinados, adheridos al sustrato, de color
variable. Poros de tamaño y forma variables, de 0,3-2 mm de diámetro. Basidios hialinos,
de forma cilíndrico-aclavada y de 13-25 x 4-5 µm, con dos o cuatro basidiosporas. Basidiosporas hialinas, elipsoidales, con pequeñas gútulas, de 4,0-6,0 x 3-3,5 µm.
Huéspedes: Palmeras de la especie Phoenix canariensis.
Sintomatología: Podredumbre de palmeras.
Referencias:
– Bernicchia, A. (1990). Poliporaceaes. l. in Italia. Istituto di Patologia Vegetale. Università degli Studi. Bolonia (Italia). 584 pp.
– Martín, M.P., Montón, C. (2004). Identificación molecular de Oxyporus latemarginatus (Basidiomycotina) en palmeras. Boletín de Sanidad Vegetal Plagas 30:
93-96.
573
Penicillium chrysogenum Thom
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Los conidióforos delgados y de pared fina son erectos y llevan conidias
subglobosas a elípticas, de pared lisa y de 2,5-3,5 μm de diámetro. La especie se caracteriza por las cabezas conídicas ramificadas de tres en tres, de rápido crecimiento y color
azul verdoso, con un exudado abundante de color amarillo.
Huéspedes: En múltiples especies herbáceas y leñosas. En España ha sido identificado
sobre maíz.
Sintomatología: Causa el decaimiento de las plantas que infecta, así como la pudrición
de los materiales vegetales almacenados.
Referencias:
– Jiménez, M., Sanchís, V., Santamarina, P., Hernández, E. (1985). Penicillium in pre-harvest corn from Valencia (Spain). I. Influence of different factors on the contamination. Mycopathologia 92: 53-57.
– Kozakiewicz, Z. (1995). Description of Penicillium chrysogenum Thom. CMI Descriptions of fungi and Bacteria 1257, Commonwealth Mycological Institute.
574
Penicillium digitatum Sacc.
Moho verde de los cítricos
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Forma colonias de aspecto aterciopelado y color oliváceo pálido. Los conidióforos, cortos y lisos con muy pocas fiálidas, portan conidias lisas, pudiendo ser de
subglobosas a cilíndricas, la mayor parte de las ocasiones son elípticas; miden 3,4-12 x
3-8 μm.
Huéspedes: Cítricos, plantas hortícolas en almacén.
Sintomatología: Forma manchas hidróticas, redondas y deprimidas sobre la superficie
que parasita. Con el tiempo se cubre de micelio blanco sobre el que prevalecerá un tono
verde oliváceo cuando genere las esporas. Las lesiones se rodean de un anillo aguanoso.
El órgano afectado, normalmente frutos, acaba por momificar.
Referencias:
– Díaz Borras, M.A., Vila Aguilar, R., Hernández Giménez, E. (1987). Resistencia de
Penicillium digitatum, aislado en centros españoles de comercialización de cítricos
frente a los fungicidas OPPS. Revista de Agroquímica y Tecnología de Alimentos
27: 439-445.
575
Penicillium expansum Link
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Conidióforos erectos, hialinos, lisos, septados y ramificados al final, dan
una estructura con forma de peine. Cada ramificación lleva una cadena de conidias. Éstas
son globosas a ovoides, de 2,5-3 μm de diámetro, unicelulares, de color variable y con la
superficie lisa. Los grupos de conidias formados son simétricos. Esta especie se caracteriza por las cabezas conídicas de color verde grisáceo de rápido crecimiento.
Huéspedes: Aceitunas, aguacates, cerezas, manzanas, órganos de reserva de plantas hortícolas almacenados, peras, piñas, uvas.
Sintomatología: Causa la enfermedad del moho azul de almacén. Causa una podredumbre blanda, dando lugar a unas lesiones deprimidas de rápida extensión. Durante el almacenamiento del fruto se producen conidias y anillos concéntricos sobre la superficie.
Las masas conídicas, al madurar, toman color azul verdoso.
Referencias:
– Viñas, I., Usall, J., Sanchís, V. (1991). Tolerance of Penicillium expansum to postharvest fungicide treatments in apple packing houses in Lérida (Spain). Mycopathologia 113: 15-18.
– Viñas, I., Dadon, J., Sanchís, V. (1993). Citrinin-producing capacity of Penicillium expansum strains from apple packing houses of Lérida (Spain). International Journal
of Food Microbiology 19:153-156.
– Viñas, I., Usall, J., Teixidó, N., (1995). Presencia de cepas fúngicas resistentes a fungicidas en poscosecha de fruta dulce en Lérida. ITEA Producción Vegetal 91: 6-20.
576
Penicillium fagi Martin. et al.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Forma hifas septadas, estrechas de 2-3 μm de diámetro. Los conidióforos
erectos, septados, están ramificados en su último tercio. Las conidias, en los extremos de
las ramificaciones, son globosas a ovoides, unicelulares y de 2-4 μm de diámetro.
Huéspedes: Haya.
Sintomatología: Parasita las plantas leñosas forestales, atacando fundamentalmente los
frutos de éstas.
Referencias:
– Martínez, A.T., Ramírez, C. (1978). Penicillium fagi sp. nov., isolated from beech leaves. Mycopathologia 63: 57-59.
577
Penicillium gladioli Mc Cull. et Thom
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: En agar Czapek el aspecto de las colonias varía mucho en función de la
temperatura de crecimiento. A 15 ºC o menos el crecimiento es predominantemente conidial, con esclerocios en cultivos viejos. A esta temperatura los conidióforos aparecen
agrupados, en haces y las áreas conidiales son de color azul verdoso. Conidióforos ligeramente rugosos, largos, de hasta 2 mm de longitud y 3-3,5 µm de grosor, portando una
o dos ramas, cada una de ellas con unas pocas métulas de 10-12 µm de longitud y con 4
a 8 fiálidas. Conidias elípticas a subglobosas, lisas de 2,8-3,8 x 2,5-3,0 µm.
Huéspedes: Gladiolo.
Sintomatología: Zonas necrosadas de color marrón en los bulbos afectados, hundidas y
claramente delimitadas exteriormente. El tejido del interior del bulbo por debajo de esta
zona adquiere una coloración parda, que posteriormente evoluciona a blanca, con textura esponjosa.
Referencias:
– García-Jiménez, J., Alfaro-García, A. (1985). Inspección fitosanitaria del bulbo de gladiolo: Estudio básico. Boletín del Servicio de Defensa contra Plagas e Inspección Fitopatológica. Fuera de serie 3. 71 pp.
– Onions, A. H. S. (1966). Penicillium gladioli. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi
and Bacteria Nº 98.
578
Penicillium variabile Sopp
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Colonias cubiertas de un micelio aéreo amarillo estéril, con el reverso amarillo a naranja o verde marrón. Conidias elipsoidales a fusiformes, de tamaños diferentes, lisas o irregularmente rugosas, especialmente las más grandes, la mayoría de 3-3,5 x
2-2,5 μm, aunque a veces son mucho mayores.
Huéspedes: Pera "Blanquilla"
Sintomatología: Podredumbre verde.
Referencias:
– Palazón, I.J., Palazón, C. (1987). Presence of Penicillium verrucosum Dierckx and Penicillium variabile SOPP on post-harvest rots of "Blanquilla" pear. 7th Congress of
the Mediterranean Phytopathological Union. 192. Granada, Spain.
579
Penicillium verrucosum Dierckx
Sinónimos: P. casei W. Staub, P. gerundense C. Ramírez & A. T. Martínez, P. verrucosum (Dierckx) Samson, Stolk & Hadlok.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Colonias amarillo-verde brillante, de crecimiento más lento que P. expansum, con el que se puede confundir. Conidióforos ramificados de 2 a 3 veces, que se agregan en sinemas. Conidias inicialmente elipsoidales, y más tarde globosas a subglobosas,
de paredes lisas, de 3-4 μm de diámetro.
Huéspedes: Pera "Blanquilla".
Sintomatología: Podredumbre verde.
Referencias:
– Palazón, I. J., Palazón, C. (1987). Presence of Penicillium verrucosum Dierckx and Penicillium variabile Sopp on post-harvest rots of "Blanquilla" pear. 7th Congress of
the Mediterranean Phytopathological Union. 192. Granada, Spain.
580
Peronospora arborescens
Mildiu
Sinónimos: Botrytis arborescens Berk.
Taxonomía: Reino Chromista, Filo Oomycota (División Eumycota, Subdivisión Mastigomycotina, Clase Oomycetes).
Descripción: Conidióforos de 300-800 x 10-12 µm. Conidias de 18-26 x 16-20 µm,
elípticas a casi esféricas, hialinas o marrón pálido cuando están en masas. Oosporas de
42-48 µm, de color marrón rojizo oscuro, con pared exterior de grosor irregular, de
4-10 µm.
Huéspedes: Adormidera.
Sintomatología: Amarilleamiento, abullonamientos y deformaciones del limbo foliar,
que progresan hasta ocasionar necrosis generalizada de los tejidos afectados y finalmente,
muerte de la planta.
Referencias:
– Francis, S. M. (1981). Peronospora arborescens. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi
and Bacteria Nº 686.
– Montes, M., Landa, B. B., Muñoz-Ledesma, F. J., Jiménez-Díaz, R. M. (2004). Etiología, importancia y distribución del mildiu de la adormidera (Papaver somniferum)
en España. Resúmenes del XII Congreso de la Sociedad Española de Fitopatología:
157. Lloret de Mar (Girona).
581
Peronospora chlorae de Bary
Mildiu
Taxonomía: Reino Chromista, Filo Oomycota (División Eumycota, Subdivisión Mastigomycotina, Clase Oomycetes).
Descripción: Esporangióforos constituidos por un tallo rígido que se ramifica de dos a
diez veces dicotómicamente, siendo estas ramificaciones de forma curvada y terminaciones apuntadas. Esporangios de 16-25 x 13-17 μm, elipsoides a ovoides, sin papila apical, hialinos a gris pálido. Oogonios esféricos o elipsoides, de 26-46 μm de diámetro, a
menudo con un anteridio ovoide en posición lateral que mide 18 x 12 μm. Oosporas de
25-30 μm de diámetro, globosas, con algunas irregularidades en la superficie.
Huéspedes: Eustoma russelinianum, Erythraea spp., Centaurium spp.
Sintomatología: Ataca a las hojas del huésped, propagándose con rapidez sobre los tejidos verdes. Cubre la superficie del tejido con micelio que en principio es de color blanco,
para ir tomando una tonalidad pardo grisácea con el tiempo.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1994). Distribution of Peronospora chlorae de Bary. CMI Map 664, 1st Edition.
582
Peronospora conglomerata Fuckel
Mildiu
Taxonomía: Reino Chromista, Filo Oomycota (División Eumycota, Subdivisión Mastigomycotina, Clase Oomycetes).
Descripción: Esporangióforos arborescentes, incoloros, aseptados, ramificados de
3-7 veces dicotómicamente. Esporangios de 19-24 x 16-22 μm, esféricos, con algunas
irregularidades en la superficie, de color marrón pálido, sin papilas. Oogonios de
35-42 μm de diámetro, esféricos a subesféricos, a menudo con un anteridio ovoide en
posición lateral que mide 8 x 10 μm. Oosporas de 26-35 μm de diámetro, esféricas, de
superficie lisa.
Huéspedes: Geranium spp.
Sintomatología: Los esporangióforos se forman en toda la superficie inferior de la hoja,
la cual deja de crecer y se vuelve quebradiza y amarillenta.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1994). Distribution of Peronospora conglomerata Fuckel. CMI Map 665, 1st Edition.
583
Peronospora destructor (Berk.) Caspary
Mildiu
Sinónimos: Botrytis destructor Berk., Peronospora schleideni Unger.
Taxonomía: Reino Chromista, Filo Oomycota (División Eumycota, Subdivisión Mastigomycotina, Clase Oomycetes).
Descripción: Esporangióforos de color violeta que emergen por los estomas, están ramificados de forma monopódica y acaban en dos esterigmas. Esporangios de 18-29 x
22-40 μm, de forma piriforme a fusiforme unidos al esporangióforo por un extremo
apuntado. Oosporas de 30-44 μm de diámetro, de forma esférica y con una pared gruesa
de superficie lisa.
Huéspedes: Cebolla y, en menor medida, ajo.
Sintomatología: Infecta de forma sistémica o localizada. Sistémicamente causa enanismo y hojas de un tono verde pálido. Las lesiones localizadas en hojas e inflorescencias son manchas pálidas. En condiciones húmedas esporula, dando un tono gris violáceo
a las lesiones.
Referencias:
– Caballero, A. (1922). El Boixat o enfermedad de los ajos en Bañolas. Boletín Sociedad
Española de Historia Natural 22: 210-212.
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1969). Distribution of Peronospora destructor (Berk.) Casp. CMI Map 76, 3rd. edition.
– García-Morató, M. (1995). Plagas, enfermedades y fisiopatías del cultivo de la cebolla
en la Comunidad Valenciana. Generalitat Valenciana. Consellería de Agricultura,
Pesca y Alimentación. 111 pp.
– Mukerji, K. J. (1975). Peronospora destructor. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi
and Bacteria nº 456.
584
Peronospora euphorbiae Fuckel
Mildiu
Taxonomía: Reino Chromista, Filo Oomycota (División Eumycota, Subdivisión Mastigomycotina, Clase Oomycetes).
Descripción: Esporangióforos arborescentes, de incoloros a marrón claro, aseptados, que
se ramifican de 5-7 veces dicotómicamente en su tercio superior. Esporangios de 16-20
x 12-18 μm, esféricos a ovoides, de color marrón pálido a gris claro, sin papilas. Oogonios subesféricos, de 30-45 μm de diámetro y de color marrón amarillento. Oosporas esféricas, de superficie lisa, de 30-35 μm de diámetro y de color amarillo claro.
Huéspedes: Euphorbia spp.
Sintomatología: Ataca a las hojas del huésped, propagándose con rapidez sobre los tejidos verdes. Cubre la superficie del tejido con micelio que en principio es de color blanco,
para ir tomando una tonalidad pardo grisácea con el tiempo.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1994). Distribution of Peronospora euphorbiae Fuckel. CMI Map 677, 1st Edition.
585
Peronospora farinosa f. sp. betae Byford
Mildiu
Sinónimos: Peronospora betae Kuehn, P. schachtii Fuckel.
Taxonomía: Reino Chromista, Filo Oomycota (División Eumycota, Subdivisión Mastigomycotina, Clase Oomycetes).
Descripción: Micelio intercelular con haustorios ramificados en las células del huésped.
A través de los estomas emergen los esporangióforos en grupos pequeños y dan lugar a
esporangios elípticos que miden 21-27 x 16-19 μm. Oosporas de 30-36 μm de diámetro,
globosas, con alguna irregularidad en su superficie.
Huéspedes: Remolacha.
Sintomatología: Las hojas jóvenes aparecen engrosadas, deformadas y de color verde pálido. Con humedad esporula en el envés. En ataques graves, las hojas se necrosan y mueren. En plantas jóvenes pueden aparecer lesiones localizadas.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1969). Distribution of Peronospora farinosa Kiessl. CMI Map 28, 3rd. Edition.
– Domínguez García-Tejero, F. (1951). Distribución en España de las plagas y enfermedades de la remolacha. Boletín Patología Vegetal y Entomología Agrícola 18: 181-204.
– Francis, S. M., Byford, W. J. (1983). Peronospora farinosa f. sp. betae. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria nº 765.
– Pérez de Algaba, A., García Benavides, P. (1996). Peronospora farinosa f. sp. betae
Byford. Mildiu. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los
vegetales. Ficha 51. MAPA. Madrid.
586
Peronospora hyoscyami de Bary f. sp. tabacina (Adam) Skalický
Moho azul del tabaco
Sinónimos: P. nicotianae Speg.; P. tabacina Adam.
Taxonomía: Reino Chromista, Filo Oomycota (División Eumycota, Subdivisión Mastigomycotina, Clase Oomycetes).
Descripción: Esporangios de tamaño muy variable, de 15-25 x 10-17 μm y siempre de
coloración parda. Oosporas globosas, de 24-40 μm de diámetro, con alguna irregularidad
en su superficie, de color pardo.
Huéspedes: Tabaco.
Sintomatología: En el semillero aparecen manchas amarillas y redondas en el haz con
una eflorescencia gris o azulada en el envés. En las plantas adultas, aparecen lesiones
amarillas en el haz de las hojas con esporulación en el envés, llegando a formar áreas necróticas pardo claras, impidiendo su utilización agrícola. El sistema vascular toma coloraciones pardas, pudiendo aparecer lesiones en tallo, yemas y flores.
Referencias:
– Alcaraz Mira, E. (1971). La resistencia a Peronospora tabacina Adam de las variedades actuales de tabaco obtenidas por hibridación. Anales del Instituto Nacional de
Investigaciones Agrarias. Producción Vegetal 1: 125-147.
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1993). Distribution of Peronospora tabacina Adam. CMI Map 23, 10th. Edition.
– Hall, G. (1989). Peronospora hyoscyami f. sp. tabacina. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria nº 975.
587
Peronospora parasitica (Pers.) Fr.
Mildiu
Sinónimos: Hyaloperonospora brassicae (Gäum.) Göker, Perofascia lepidii (McAlpine)
Constant., Peronospora brassicae Gäum., P. cheiranthi Gäum., P. dentaria Rabenh.
Taxonomía: Reino Chromista, Filo Oomycota (División Eumycota, Subdivisión Mastigomycotina, Clase Oomycetes).
Descripción: Los esporangióforos salen a la superficie por los estomas y tienen ramificación dicotómica. Esporangios esféricos a elipsoides, de 24-27 x 12-22 μm. Anteridios
paraginos. Oosporas maduras de color marrón amarillento, esféricas, de pared gruesa y
de 26-45 μm de diámetro.
Huéspedes: Crucíferas cultivadas.
Sintomatología: El hongo penetra dentro del tejido del huésped. En plántulas susceptibles se puede dar infección sistémica, causando su marchitez y posterior muerte. En hojas
maduras se producen áreas cloróticas limitadas, con eflorescencias blanco verdosas en el
envés. Pueden llegar a secar y necrosar las hojas. En cogollos, produce decoloraciones y
facilita la acción de bacterias de podredumbre blanda durante el almacenamiento.
Referencias:
– Sinobas-Alonso, J., Díaz-Alonso, M. (1995). El mildiu de las crucíferas en el término
de Villa del Prado (Madrid): apuntes epidemiológicos. Boletín de Sanidad Vegetal
Plagas 21: 497-506.
588
Peronospora statices Berk.
Mildiu
Taxonomía: Reino Chromista, Filo Oomycota (División Eumycota, Subdivisión Mastigomycotina, Clase Oomycetes).
Descripción: Esporangióforos que emergen agrupados por los estomas del huésped, de
1 a 4 por cada estoma; son largos, rectos y ramificados dicotómicamente. Esporangios
obovoides a elípticos, sin papila, con la zona de inserción al esterigma del esporangióforo
ligeramente apuntada y con cicatriz; miden 19-23 x 13-16 µm. No se han observado las
fases sexuales u oogonios.
Huéspedes: Afecta al estátice y limonium, varias especies del género Limonium; también
puede encontrarse sobre otros géneros de la familia Plumbaginaceae.
Sintomatología: Síntomas típicos de los mildius causados por el género Peronospora:
manchas de tipo aceitoso en las hojas, más patentes en el haz, que posteriormente dan
lugar a tonos cloróticos y aspecto húmedo oscuro; las manchas se extienden como si fueran de aceite y acaban por secar total o parcialmente la hoja. El ataque a tallos florales y
pedúnculos foliares es raro, y sólo tiene lugar en ataques graves. En condiciones de alta
humedad ambiental el patógeno fructifica por el haz y el envés foliar, con una superficie
algodonosa densa de tonos grisáceos.
Referencias:
– Collar Urquijo, J. (2002). Peronospora statices Berk. Mildiu. Fichas de diagnóstico en
laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 188. MAPA. Madrid.
589
Peronospora viciae (Berk.) Caspary
Sinónimos: Botrytis viciae Berk. y 6 más.
Taxonomía: Reino Chromista, Filo Oomycota (División Eumycota, Subdivisión Mastigomycotina, Clase Oomycetes).
Descripción: Esporangióforos ramificados en dos tercios o más de su longitud. Esporangios de 15-30 x 15-20 μm, ovales a elípticos con el extremo unido al esporangióforo
algo estrechado, de color violeta pálido a gris pálido. Oosporas esféricas, de 25-37 μm de
diámetro, de color marrón claro a rosa amarillento.
Huéspedes: Almorta, guisante, judía, veza.
Sintomatología: Como síntomas sistémicos causa enanismo y deformación de plántulas,
aparición de eflorescencia blanca en tejidos infectados y muerte de la planta. La infección
localizada foliar da manchas amarillas a pardas en el haz con micelio algodonoso blancoazulado en el envés. Puede infectar zarcillos y flores e invadir vainas y semillas.
Referencias:
– Laboratorio de Criptogamia. (1943). Informe del trabajo llevado a cabo por la Estación
de Fitopatología de La Coruña durante 1942. Publicación Estación Fitopatología
Agrícola de La Coruña 23: 21-57.
– Mukerji, K. G. (1975). Peronospora viciae. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and
Bacteria nº 455.
590
Pestalotiopsis funerea (Desm.) Steyaert
Sinónimos: Pestalotia funerea Desm.; Pestalotiopsis dichaeta (Speg.) Stey.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: Forma, en acérvulos, conidias fusiformes, rectas o ligeramente curvadas,
constreñidas en los septos, de cinco células, de 19-27 x 5-7,5 μm, con apéndices característicos (3-6 en el ápice, 1 en la base). Los acérvulos son globosos y rompen la epidermis por un poro que llega a ser ancho e irregular, de hasta 300 μm de diámetro.
Huéspedes: Ciprés.
Sintomatología: Causa tanto lesiones en las acículas como chancros. Es particularmente
grave en los viveros.
Referencias:
– Fernández de Ana, F.J. (1974). Nuevos ataques a las tuyas en los viveros de Galicia.
Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias. Recursos Naturales 1:
187-199.
– Tuset-Barrachina, J.J. (1972). Un marchitamiento y secado de hojas y ramas jóvenes de
origen micológico, en el ciprés. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones
Agrarias. Protección Vegetal 2: 11-25.
– Tuset, J.J. (1980). Some pathological aspects of cypress in Spain. En (Grasso, V., Raddi,
P.) The cypress: diseases and protection. European Economic Community, Agrimed.; Florence; Italy. Pp 225-230.
591
Pestalotiopsis maculans (Corda) Nag Raj
Sinónimos: Hendersonia maculans (Corda) Lév., Pestalotia maculans (Corda) S. Hughes, Sporocadus maculans Corda.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: Conidias de 22-30 x 5-9 µm, de cinco células, con células basal y apical hialinas, mientras que las tres intermedias son de color marrón, las dos superiores más oscuras que la inferior. Normalmente poseen tres apéndices apicales (pueden variar de 1 a
4), de unas 17 µm de largo y un apéndice basal de unas 6 µm de largo.
Huéspedes: Madroño (Arbutus unedo) y algarrobo (Ceratonia siliqua).
Sintomatología: Manchas necróticas de gran tamaño (hasta 20 mm de diámetro) en hojas,
localizadas generalmente, aunque no exclusivamente, en los márgenes de las mismas. En
la especie A. unedo las manchas aparecen rodeadas por un halo rojo, mientras que en C.
siliqua el halo es oscuro. El hongo provoca defoliación.
Referencias:
– Trapero, A., Romero, M.A., Varo, R., Sánchez, M.E. (2003). First report of Pestalotiopsis maculans causing necrotic leaf spots in nursery plants of Arbutus unedo and
Ceratonia siliqua in Spain. Plant Disease 87:1263.
592
Pestalotiopsis palmarum (Cooke) Steyaert
Manchas en hojas de palmeras
Sinónimos: Pestalotia palmarum Cooke.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: Acérvulos globulosos, lenticelares o elipsoides, por los que emergen los
cirros a través de una abertura irregular y amplia. Conidióforos anelídicos. Conidias fusiformes, generalmente rectas, tienen tres células oscuras centrales y una terminal hialina
en cada extremo, de 17-25 x 4,5-7,5 µm. Generalmente con tres apéndices apicales y uno
basal más corto.
Huéspedes: Palmáceas en general, especialmente en palmera datilera, canaria y Washingtonia.
Sintomatología: En el raquis, acículas de las hojas y base de los peciolos aparecen pequeñas manchas negras aproximadamente de 1 cm de largo, que confluyen en amplias lesiones circulares. A medida que el hongo madura en las lesiones, éstas toman coloración
blanca con el borde negro. La palmera puede presentar un aspecto enfermizo, pero sin llegar a ser causa de muerte.
Referencias:
– Montón Romans, C. (1999). Pestalotiopsis palmarum (Cooke) Steyaert. Manchas en
hojas. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales.
Ficha 133. MAPA. Madrid.
– Morgue, J. E. M., Holliday, P., (1971). Pestalotiopsis palmarum. CMI Descriptions of
Pathogenic Fungi and Bacteria nº 319.
593
Pezicula alba Guthrie [Anamorfo: Phlyctema vagabunda Desm.]
Lepra, antracnosis de la aceituna
Sinónimos: Del anamorfo: Plyctaena vagabunda Desm., Gloeosporium olivae (Petri)
Foschi, G. allantoideum Peck, G. allantosporum Fautr., G. frigidum Sacc., G. tineum
Sacc., Cylindrosporium olivae Petri, etc.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Discomycetes).
Descripción: Se suele encontrar en su fase anamórfica: conidioma estromático, abierto,
unilocular, pero compartimentado y con presencia de hifas estériles (parafisos) intercaladas entre los conidióforos, que son relativamente largos (25-30 µm x 3,5-4 µm), ampuliformes, lisos flexuosos y con collaretes visibles. Conidias mayoritariamente curvadas
y de extremos redondeados, de tamaño 14-30 x 2-4 µm.
Huéspedes: Olivo.
Sintomatología: En frutos verdes y maduros aparecen lesiones de tipo antracnosis, deprimidas, circulares, de borde oscuro y centro castaño-rojizo. En principio son aisladas,
pero pueden llegar a ser coalescentes. En el centro de la lesión se aprecian unas pequeñas protuberancias (estromas) que acaban por romper la epidermis, apareciendo una masa
amarillo-naranja de aspecto escarchado y seco.
Referencias:
– Del Moral, J., Mazón, J. J., Santiago, R. (1986). Phlyctaena vagabunda (Desm.) von
Arx y Fusarium moniliforme Sheldon, nuevos patógenos de la aceituna en España.
Bol. San. Veg. Plagas 12: 9-17.
– Montón Romans, C. (1996). Phlyctaena vagabunda (Desm.) von Arx. Lepra, antracnosis. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales.
Ficha 54. MAPA. Madrid.
– Sutton, B. C. (1980). The Coelomycetes. CMI 696 pp.
594
Phaeocryptopus gaeumannii (T. Rohde) Petrak
Sinónimos: Adelopus gaeumannii T. Rohde.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Los cuerpos de fructificación del hongo son pseudotecios de color negro y
de 40-100 µm de diámetro que se forman en la cara abaxial de las acículas y que liberan
sus ascosporas de finales de primavera a comienzos de verano, infectando las acículas jóvenes y formando estromas en las cavidades subestomáticas de la cara abaxial de las acículas, madurando los pseudotecios durante el invierno y completando el ciclo en la
primavera siguiente.
Huéspedes: Abeto Douglas (Pseudotsuga menziesii).
Sintomatología: Provoca la caída precoz de las acículas. Éstas muestran durante la primavera y el verano un bandeado violáceo característico debido a la aparición de los cuerpos de fructificación del hongo, que se disponen a lo largo de las hileras de estomas en
la cara abaxial de las acículas. Más adelante estas zonas adoptan una tonalidad pardo rojiza. La enfermedad avanza lentamente, por lo que las acículas que caen antes llevan,
cuando menos, dos o tres años infectadas. No obstante, puede darse el caso de infeccciones severas, donde sólo permanecen, sin ningún tipo de lesión, las acículas del año en
curso con su peculiar color verde claro.
Referencias:
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi-Prensa, Madrid, 576 pp.
– Smith, I. M., Dunez, J., Lelliot, R. A., Phillips, D. H., Archer, S. A. (edit.) (1988). European handbook of plant diseases. Blackwell Sci. Publ. 583 pp.
595
Phaeoisariopsis griseola (Sacc.) Ferraris
Sinónimos: Isariopsis griseola Sacc.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Hifas de color oliváceo y septadas. Los conidióforos son simples, de color
marrón pálido a marrón, lisos y septados, con una ligera dilatación en el ápice. Las conidias son obclavadas, redondeadas en el ápice y truncadas en la base, de color marrón pálido oliváceo, con 2-6 septos y miden 35-70 x 5-7,5 μm.
Huéspedes: Judía.
Sintomatología: Causa manchas angulares grisáceas en las hojas del huésped. El hongo
persiste como esclerocio en los restos vegetales o en la semilla.
Referencias:
– Benlloch, M. (1949). Observaciones fitopatológicas en 1948. Boletín Patología Vegetal y Entomología Agrícola 16: 203-242.
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1996). Distribution of Phaeoisariopsis
griseola (Sacc.) Ferraris. CMI Map 328, 4th. Edition.
596
Phaeomoniella chlamydospora (W. Gams, Crous, M. J. Wingf. &
L. Mugnai) Crous & W. Gams
Enfermedad de Petri en vid
Sinónimos: Phaeoacremonium chlamydosporum W. Gams, Crous, M. J. Wingf. & L.
Mugnai. Tiene también un sinanamorfo tipo Phoma.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Facies Phaeomoniella: Conidióforos y células conidiógenas de color verde
claro. Conidias subhialinas, rectas, oblongo-elipsoides a obovadas, de 3-4 x 1-1,5 µm, formadas en cabezas mucosas. Facies Phoma: Picnidios globosos, de más de 70 µm de diámetro. Conidias hialinas, surgiendo del picnidio en un cirro, rectas, oblongo-elipsoides a
obovadas, de 2-2,5 x 1-1,5 µm.
Huéspedes: Vid (Vitis vinifera), afectando principalmente a plantas jóvenes de 2 a 3 años
de edad.
Sintomatología: Se trata de uno de los hongos asociados a la “enfermedad de Petri” en
la vid, caracterizada por la aparición de retrasos en la brotación, entrenudos cortos, escaso
desarrollo de los brotes y clorosis foliar. En la madera de la parte aérea y zonas basales
se observa, al realizar cortes transversales, el pardeamiento de los vasos xilemáticos, que
en ocasiones emiten una exudación gomosa de color oscuro.
Referencias:
– Armengol, J., Vicent, A., Torné, L., García Figueres, F., García Jiménez, J. (2001). Hongos asociados a decaimientos y afecciones de madera en vid en diversas zonas españolas. Boletín de Sanidad Vegetal Plagas 27: 137-153.
– Armengol, J., Vicent, A., Torné, L., García-Figueres, F., García Jiménez, J. (2001).
Fungi associated with esca and grapevine declines in Spain: a three-year survey.
Phytopathologia Mediterranea 40, Supplement: 325-329.
– Crous, P. W., Gams, W. (2000). Phaeomoniella chlamydospora gen. et comb. nov., a
causal organism of Petri grapevine decline and esca. Phytopathologia Mediterranea
39: 112-118.
– García-Jiménez, J., Armengol, J., Beltrán, R., Jiménez-Jaime, A., Vicent, A. (2004).
Enfermedades fúngicas de madera. En “Los parásitos de la vid. Estrategias de protección integrada”: 221-228. Ed. MAPA-Mundi-Prensa. 391 pp.
597
Phaeosphaeria herpotrichoides (de Not.) L. Holm.
Mal del pie de los cereales
Sinónimos: Leptosphaeria herpotrichoides de Not.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Teleomorfo: pseudotecios globosos inmersos que se prolongan en un cuello que llega hasta el exterior. Las ascas contienen 6-8 ascosporas de unas 23 x 5 μm, cilíndricas, redondeadas en el extremo, al principio hialinas y después de color marrón
oliváceo, que tienen 4-7 septos transversales.
Huéspedes: Cebada, centeno, trigo, triticale.
Sintomatología: Causa el enanismo y la reducción del ahijamiento del huésped. En la
base del tallo se presentan manchas ennegrecidas. Si se infectan las raíces adventicias y
el tiempo es seco, se produce el colapso del grano, reduciendo la cosecha.
Referencias:
– Alfaro, A. (1940). Una septoriosis del trigo. Boletín de Patología Vegetal y Entomología Agrícola 9: 205-211.
598
Phaeosphaeria nodorum (Müller) Hedjar
[Anamorfo: Septoria nodorum (Berk.) Berk.]
Sinónimos: Del teleomorfo: Leptosphaeria nodorum Müller. Del anamorfo: Depazea
nodorum Berk., Hendersonia nodorum (Berk.) Petrak, Phoma hennebergii Kühn, Macrophoma hennebergii (Kühn) Berl. & Vogl., Septoria glumarum Pass., Stagonospora
nodorum (Berk.) Castell & Germano.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Teleomorfo: ascocarpos inmersos, de 150-200 μm de diámetro, globosos, de color marrón a negro. Ascas aclavadas, cilíndricas o algo curvadas con 8 ascosporas. Ascosporas de 19,5-22,5 x 4 μm, con forma de huso, color subhialino a
pardo pálido con tres septos donde se constriñe; la penúltima célula se encuentra dilatada. Anamorfo: picnidios inmersos, globosos, de color miel, que llevan picnidiosporas de 22-30 x 2,5-3 μm, hialinas, rectas o ligeramente curvadas, con el ápice y la
base obtusos.
Huéspedes: Cebada, centeno, trigo, triticale.
Sintomatología: Provoca la seca del huésped. Comienza como manchas verde oscuro
en las plántulas, que se van extendiendo a la vez que toman color amarillento a pardo
claro, con el borde y a menudo el centro, de color oscuro. Las lesiones acaban siendo
áreas necróticas gris claro sobre las que se forman picnidios de color pardo claro. Puede
extenderse a la vaina, la caña y los nudos.
Referencias:
– Alfaro, A. (1940). Una septoriosis del trigo. Boletín Patología Vegetal y Entomología
Agrícola 9: 205-211.
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1992). Distribution of Phaeosphaeria
nodorum (E. Müller) Hedjar. CMI Map 283, 4th. Edition.
– Marín, J.P. (1985). Micosis del trigo en Andalucía Occidental. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias, Agrícola 7: 382-386.
– Marín, J.P., Aguirre, J. (1985). Micosis del trigo en Andalucía Occidental causada por
especies de Septoria. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias,
Agrícola 28: 119-145.
599
– Marín, J.P., Segarra, J., Almacellas, J. (1992). Enfermedades de los cereales en Cataluña en 1988-90. Investigación Agraria, Producción y Protección Vegetales 7:
261-275.
– Sutton. B. C., Waterston, J. M. (1966). Leptosphaeria nodorum. CMI Descriptions of
Pathogenic Fungi and Bacteria nº 86.
600
Phellinus pini (Brot.) Bondartsev & Singer
Sinónimos: Trametes pini (Thore) Britzelm., Fomes pini (Thore) P. Karst. y 11 más.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotyna, Clase Basidiomycetes).
Descripción: Los cuerpos de fructificación producidos por el hongo son los elementos
más característicos para el diagnóstico. Los basidiocarpos son estructuras perennes en
forma de consola o casco de caballo, de 5-20 cm de anchura y más de 10 cm de grosor
en su base. Su superficie es grisácea, verdusca o marrón oscura, existiendo un gran polimorfismo. Los márgenes activos son amarillentos. El himenio es poroso.
Huéspedes: Coníferas, muy susceptibles Pinus sylvestris, P. pinaster y P. pinea.
Sintomatología: Pudrición de los troncos de los pinos. Los pinos enfermos se conocen
como "árboles chamosos". La coloración que adquiere la madera atacada es pardo-rojiza
intensa. La madera descompuesta se desune siguiendo los anillos anuales. Entre la albura y el duramen descompuesto se forma una zona de aspecto teoso. Este hongo no mata
a su huésped, puesto que se desarrolla a expensas de la madera muerta, pero es considerado uno de los hongos que produce mayores pérdidas en volumen de madera en los montes para su producción, devaluando su calidad y determinando su baja resistencia
mecánica como consecuencia de la degradación de la lignina.
Referencias:
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi-Prensa, Madrid, 576 pp.
– Smith, I. M., Dunez, J., Lelliot, R. A., Phillips, D. H., Archer, S. A. (edit.) (1988). European handbook of plant diseases. Blackwell Sci. Publ. 583 pp.
601
Phialophora cinerescens (Wollenw.) v. Beyma
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Los conidióforos están claramente diferenciados del micelio vegetativo y
son septados, simples o ramificados e hialinos, que se vuelven marrón pálido con el
tiempo. Tienen en su extremo fiálidas en forma de botella. Las conidias se generan de
forma solitaria en los ápices y son simples, hialinas a marrón pálido, con el extremo distal redondeado y el basal truncado; miden 4-8 x 2,5-3,5 μm.
Huéspedes: Clavel.
Sintomatología: Causa una enfermedad vascular que lleva a una marchitez gradual en la
que las hojas toman un tono azulado antes de morir.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1996). Distribution of Phialophora cinerescens (Wollenw.) Beyna. CMI Map 711, 1st Edition.
– European and Mediterranean Plant Protection Organization (1996). EPPO Database
Vers. 3.4. European and Mediterranean Plant Protection Organization. París, France.
602
Phloeospora aceris (Lib.) Sacc.
Sinónimos: Didymosporina aceris (Lib.) Höhn., Marssonina truncatula (Sacc.) Magnus, Gloeosporium truncatullum Sacc., Cheilaria aceris Lib.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: Conidioma acervular, de más de 115 μm. Conidióforos ausentes. Células
conidiógenas holoblásticas, anelídicas, de color marrón claro, lisas, de 6-8 x 3-5 μm. Conidias cuneiformes a cilíndricas, de color verdoso a marrón claro, de pared delgada, lisas,
con base ancha y truncada y ápice obtuso, de 7-9,5 x 3-4 μm.
Huéspedes: Especies del género Acer, frecuente en A. opalus y A. campestris.
Sintomatología: Lesiones pardas en las hojas, de contorno irregular y 5-10 mm de diámetro, que merman su capacidad fotosintética. Sobre estas áreas necróticas se desarrollan
diminutos acérvulos negros. Ocasionalmente se produce un desprendimiento del centro
necrótico, que cae dejando el orificio. La extensión de las necrosis provoca una defoliación precoz; si la presencia del hongo es intensa durante varios años, se produce una pérdida de crecimiento y vigor en el árbol afectado.
Referencias:
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi-Prensa, Madrid, 576 pp.
– Sutton, B. C. (1980). The Coelomycetes. C. M. I. Kew, Surrey, England, 696 pp.
603
Phoma exigua var. heteromorpha (Sch. et Sacc.)
Noordeloos et Boerema
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: Picnidios esféricos de 100-200 µm de diámetro, a veces ostiolados. Picnidiosporas elipsoidales con extremos redondeados, unicelulares, de tamaño 5,5-11,0 x
1,8-4,0 µm, y con menor frecuencia bicelulares.
Huéspedes: Adelfa (Nerium oleander) en cultivos de vivero.
Sintomatología: Manchas foliares concéntricas, ovoides o elipsoides, defoliación en diferentes grados y necrosis de brotes.
Referencias:
– Alvarez, L. A., Armengol, J., Jaafar, L., Vicent, A., Arona, M., Pérez-Sierra, A., Beltrán,
C., García-Jiménez, J. (2004). Presencia de Phoma exigua var. heteromorpha afectando a viveros de adelfa. Resúmenes XII Congreso de la Sociedad Española de Fitopatología: 135. Lloret de Mar (Girona).
– Van der AA, H. A., Boerema, G. H., de Gruyter, J. (2000). Contributions towards a monograph of Phoma (Coelomycetes) VI-1. Section Phyllostictoides: Characteristics
and nomenclature of its type species Phoma exigua. Persoonia 17 (3): 435-456.
604
Phoma fimeti Brunaud
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: Colonias de color marrón oliváceo, ocasionalmente blanquecinas, con micelio aéreo de moderadamente denso a denso, sin zonas concéntricas, de color amarillo
por el reverso en agar avena. Picnidios inmersos uniloculares, de color marrón, globosos.
Sin conidióforos. Células conidiógenas enteroblásticas, fialídicas, hialinas, lisas. Conidias
hialinas, aseptadas, elipsoidales, de paredes finas, de 3-3,5 x 2-2,5 µm, con una gútula
grande.
Huéspedes: Albaricoquero.
Sintomatología: Ataca tanto a las hojas como a la madera. Parece ser que su actuación
es prácticamente saprofítica.
Referencias:
– Portilla, M.T., Tuset, J.J. (1983). Los Phoma presentes en nuestros frutales de hueso.
Resúmenes de las Comunicaciones presentadas a la IV, V y VI Reuniones Anuales
del Grupo Especializado de Fitopatología Microbiana de la Sociedad Española de
Microbiología: 60. Monografías INIA nº 48.
605
Phoma pomorum Tüm.
Sinónimos: Phyllosticta prunicola (Opiz) Sacc.; Phoma prunicola (Opiz) Wr. & Hochapf.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: Tiene los picnidios esféricos a subglobosos, frecuentemente con más de un
ostiolo y de color marrón claro a oscuro. Las conidias unicelulares o, muy ocasionalmente
uniseptadas, son elípticas, subhialinas, de superficie lisa, que en la madurez adquieren
color marrón oliváceo y miden 4,5-10 x 2-3,5 μm. Las clamidosporas se forman en largas
cadenas de color marrón oscuro con cada elemento subgloboso de 8-11 μm de diámetro.
Huéspedes: Limonero, manzano, peral, Prunus spp.
Sintomatología: Causa el punteado de las hojas de los árboles. También se ha aislado de
la podredumbre del fruto del limonero. Se trata de un parásito secundario.
Referencias:
– Tuset-Barrachina, J. J., Portilla, M.T. (1985). Contribución al conocimiento del género
Phoma presente en Prunus sp. en el área mediterránea. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias. Protección Vegetal 28: 181-120.
– Unamuno, L. M. (1935). Notas Micológicas. XI. Algunas especies interesantes de micromycetes de Vizcaya. Boletín Sociedad Española de Historia Natural 35: 423-436.
606
Phomopsis amygdali (Delacr.) Tuset & Portilla
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: Forma fructificaciones picnídicas con un estroma voluminoso, inicialmente
subepidérmico, que posteriormente erumpe en superficie. Los conidióforos son cilíndricos, ramificados en la base y producen conidias unicelulares, hialinas y fusiformes, que
miden 14-32 x 3-5 μm.
Huéspedes: Almendro, melocotonero.
Sintomatología: Las infecciones se producen en otoño por las cicatrices foliares, extendiéndose en primavera por los brotes unas lesiones pardas. Pueden llegar a marchitarse
los extremos distales de los brotes. Las pérdidas por defoliación o muerte progresiva pueden ser importantes.
Referencias:
– Tuset, J. J. (2000). Chancros en ramas causados por Phomopsis spp. En “Montesinos,
E. et al. (edit.): Enfermedades de los frutales de pepita y hueso”: 72-73. MundiPrensa- SEF. 147 pp.
– Tuset, J.J., Portilla, M.T. (1989). Taxonomic status of Fusicoccum amygdaly and Phomopsis amygdalina. Canadian Journal of Botany 67: 1275-1280.
– Varés-Megino, F., Mateo-Sagasta, E., Mijares-Álvarez, A., Barriocanal-Arnaiz, L.
(1977). Epidemiología y control de Fusicoccum amygdali Del., parásito del almendro. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias. Protección Vegetal
7: 107-138.
607
Phomopsis asparagui (Sacc.) Bubák
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: Los picnidios son aislados, inicialmente subcutáneos y posteriormente
erumpentes, de color marrón a negro. Los conidióforos hialinos, septados y cilíndricos llevan conidias de dos formas: las α, cortas, de 7-9 x 2-3 μm, hialinas, ovoides a fusiformes,
producidas en conidióforos largos y cilíndricos. Las β son filamentosas, hialinas, de
16-20 x 0,5 μm, producidas en conidióforos cortos y de forma cónica.
Huéspedes: Espárrago.
Sintomatología: El primer síntoma es la decoloración del tallo, seguida de la aparición
de lesiones marrones y elípticas. El centro de las lesiones se torna blanquecino, con numerosos picnidios inmersos y los márgenes de color marrón oscuro. En infecciones graves puede causar defoliación en la planta, que acaba por secarse.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1993). Distribution of Phomopsis asparagui (Sacc.) Bubák. CMI Map 657, 1st Edition.
– Uecker, F.A., Johnson, D.A. (1991). Morphology and taxonomy of Phomopsis species
on Asparagus. Mycologia 83: 192-199.
608
Phomopsis juniperivora G. Hahn
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: Picnidios sobre tallos y hojas generalmente solitarios, de color marrón oscuro, lenticulares a cónicos, a veces subesféricos, de más de 400 μm de anchura y con ostiolo apical. Conidias α: hialinas, unicelulares, fusiformes a elipsoides, bigutuladas, con
una gútula en cada extremo y de 8-10 x 2-3 μm. Conidias β: hialinas, filiformes, curvadas, de 20-30 x 0,5-1 μm.
Huéspedes: En España se ha detectado sobre diversas especies de Juniperus, pero
puede afectar también a un amplio rango de coníferas: Chamaecyparis spp., Cupressus spp., etc.
Sintomatología: Marchitez y atabacamiento de los brotes y muerte basípeta de los ramillos: la enfermedad aparece primero salpicada por la copa, con hojas cloróticas y
luego pardo rojizas, que se van presentando a medida que el hongo avanza hacia el xilema. Los síntomas se van extendiendo hacia abajo, hasta las ramas y el tronco donde
forma chancros perennes. Los daños son el resultado del anillamiento que provocan
estos últimos. La progresión hacia el tronco puede ocasionar finalmente en casos graves la muerte del pie.
Referencias:
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi-Prensa, Madrid, 576 pp.
– Punithalingam, E. and Gibson, I. A. S. (1973). Phomopsis juniperivora. CMI Description of Pathogenic Fungi and Bacteria Nº 370.
609
Phomopsis sclerotioides Kesteren
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: Forma picnidios subglobosos o esféricos de 300 μm de diámetro. Los conidióforos, hialinos, simples y cilíndricos, llevan conidias del tipo α (fialosporas) hialinas, unicelulares, fusiformes a elipsoides, de 7-10 x 2,5-3,5 μm. No se han encontrado
conidias del tipo β. Los esclerocios son de tamaño y forma variable.
Huéspedes: Melón, pepino.
Sintomatología: Causa la enfermedad de la podredumbre negra de las raíces. En la parte
aérea se produce una reducción del crecimiento y un amarilleamiento ascendente de las
hojas que, progresivamente, se van secando hasta la marchitez total. En las raíces más
gruesas se produce una necrosis de color negro grisáceo.
Referencias:
– Rodríguez, R. (1994). Podredumbre negra de las raíces del pepino. Phomopsis sclerotioides. En (Díaz Ruiz, J.R.; García Jiménez, J.) Enfermedades de las Cucurbitáceas en España. Monografías de la SEF 1: 42.
610
Phomopsis viticola (Sacc.) Sacc.
Excoriosis de la vid
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: Los picnidios, globosos, negros, solitarios, inicialmente inmersos y posteriormente erumpentes, contienen conidias α ovoides a fusoides de 7-9 x 2,5-3 μm y, en
ciertas condiciones, conidias β filiformes, ligeramente curvadas, de 18-28 x 0,5-1 μm, que
no pueden germinar ni infectar.
Huéspedes: Vid.
Sintomatología: Se manifiesta en sarmientos tres o cuatro entrenudos por encima de la
base. Comienza por desarrollar manchas corticales pequeñas y oscuras sobre el pámpano
verde. Con el verano aparecen estrías necróticas deprimidas de color violáceo, costras
aisladas negruzcas y estructuras superficiales suberificadas de color pardo pálido a oscuro.
Puede llegar a anillarse el pámpano. En otoño la corteza palidece en la longitud del crecimiento del año.
Referencias:
– Smith, I.M., Dunez, J., Phillips, D.H., Lelliott, R.A., Archer, S.A. (1992). Manual de
enfermedades de las plantas. Ediciones Mundi-Prensa, Madrid.
611
Phragmidium mucronatum (Pers.) Schlecht.
Roya del rosal
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Urediniomycetes).
Descripción: Se trata de una roya autoica y macrocíclica. Los ecios se encuentran esparcidos o en grupos anulares en ramas, peciolos o venas foliares. Las eciosporas son
globosas y elipsoides, con la pared hialina equinulada y gruesa; miden 18-21 μm. Los uredios están esparcidos en pequeños puntos rojizos o ligeramente amarillentos, con urediosporas elipsoides, equinuladas e hialinas que miden 14-20 x 12-18 μm. Los telios son
como los uredios pero en negro. Las teliosporas son cilíndricas, no constreñidas en los
septos y mucronadas en el ápice; son de color pardo claro y miden 65-120 x 30-45 μm.
Huéspedes: Rosa.
Sintomatología: Las teliosporas aparecen al final del verano, adhiriéndose a los tallos
donde germinan en primavera, infectando las hojas con las basidiosporas. La extensión
se produce mediante eciosporas y urediniosporas transportadas por el viento. Causa la
abscisión prematura de las hojas atacadas, con el consiguiente debilitamiento en el desarrollo de la raíz y brotes.
Referencias:
– Domínguez García-Tejero, F. (1993). Plagas y enfermedades de las plantas cultivadas.
9ª Edición. Ediciones Mundi-Prensa. Madrid.
612
Phyllactinia guttata (Wallr.) Lév. (Anamorfo: Oidium sp.)
Oidio
Sinónimos: del teleomofo: Alphitomorpha guttata Wallr., Erysiphe alni DC, E. betulae
DC, E. guttata Fr., E. suffulta Rebent., Phyllactinia berberidis Palla, P. corylea (pers.)
Karst., P. suffulta (Rabenh.) Sacc.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: cleistotecios inicialmente de color amarillento, después rojizos y finalmente negros, globosos, algo aplastados en su zona superior, de
160-230 μm de diámetro, con 6-15 apéndices insertados ecuatorialmente, de longitud
1-1,5 veces el diámetro del cleistotecio, rectos, aseptados, con un hinchamiento en su
base. Ascas en número de 8-25, subcilíndricas a ovadas-oblongas, de 70-100 x 25-40 μm.
Ascosporas en número de dos, raramente tres por asca, variables en forma y tamaño, de
25-45 x 15-25 μm. Anamorfo: conidias individuales en el extremo de los conidióforos,
generalmente con forma de maza, de 50-90 x 10-20 μm.
Huéspedes: Afecta a muchas especies forestales frondosas, siendo especialmente frecuente en Corylus, Acer, Fagus y Ulmus, pero también en Alnus, Castanea, Populus y
Salix.
Sintomatología: Aparición de un micelio blanco grisáceo inicialmente escaso sobre la superficie de las hojas, principalmente por el envés, pero también por el haz, formando acumulaciones de contorno redondeado. Las manchas van creciendo hasta que recubren
prácticamente toda la hoja. El hongo puede causar una cierta defoliación como consecuencia de la muerte prematura de las hojas. La intensidad de los daños dependerá de las
condiciones climáticas que se produzcan durante los días siguientes a la brotación de las
hojas.
Referencias:
– Kapoor, J. N. (1967). Phyllactinia guttata. CMI Description of Pathogenic Fungi and
Bacteria Nº 157.
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi-Prensa, Madrid, 576 pp.
613
Phytophthora cactorum (Lebert & Cohn) Schröter
Sinónimos: Phytophthora omnivora de Bary, Peronospora cactorum Leb. & Cohn y 6 más.
Taxonomía: Reino Chromista, Filo Oomycota (División Eumycota, Subdivisión Mastigomycotina, Clase Oomycetes).
Descripción: Esporangios de 36-50 x 28-35 μm, caducos, anchos y elípticos, con una papila esférica en el ápice y pedicelo corto. Algunas cepas producen clamidosporas de hasta
55 μm de diámetro. Homotálico. Oogonios esféricos, de 19-38 μm de diámetro, con la
pared fina e incolora. Anteridios esféricos o algo irregulares, paraginos y situados, normalmente, cerca de la posición de los oogonios. Oosporas incoloras, con un diámetro de
20-26 μm.
Huéspedes: Abedul, Acer spp., albaricoquero, castaño de Indias, ciruelo, manzano, cítricos, coníferas, fresa, lilo y otras ornamentales, etc.
Sintomatología: En coníferas y abedul causa la muerte de las plántulas. En lilo y otras
ornamentales causa la podredumbre del tallo y necrosis en las hojas de la planta afectada. En manzano, albaricoquero, cítricos, ciruelo y fresa causa la podredumbre de los frutos, comenzando por una marchitez y terminando por destruir los tejidos. Las lesiones son
firmes y adquieren un tono verde parduzco. En castaño de Indias y en Acer spp. causa
chancros en la madera, destruyendo los tejidos afectados.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute. (CMI). (1965). Distribution of Phytophtora cactorum (Leb.& Cohn) Schroet. CMI Map 280, 2nd. Edition.
– Erwin, D. C., Ribeiro, O. K. (1996). Phytophthora diseases worldwide. APS Press.
562 pp.
– Jacons, K.A., Verdejo-Lucas, S., Carbo, J. (1994). First report of Phytophthora cactorum
causing root and collar rot of apple in northeastern Spain. Plant Disease 78: 529.
– Páez Sánchez, J., Vega Guillén, J. M. (1996). Phytophthora cactorum (Lebert y Cohn)
Schröter. Podredumbre de la corona. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 56. MAPA. Madrid.
– Tuset, J.J. (1977). Contribución al conocimiento del género Phytophthora De Bary en
España. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias. Protección Vegetal 7: 11-106.
– Waterhouse, G. M., Waterston, J. M. (1966). Phytophthora cactorum. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria nº 111.
614
Phytophthora cambivora (Petri) Buismann
Tinta del castaño
Sinónimos: Blepharospora cambivora Petri.
Taxonomía: Reino Chromista. Filo Oomycota (División Eumycota, Subdivisión Mastigomycotina, Clase Oomycetes).
Descripción: Esporangióforos largos y no ramificados. En su extremo hay un único esporangio no papilado, con forma de limón, que mide 55-65 x 40-45 μm. Generalmente
heterotálico. Oogonios de unas 43 μm de diámetro, amarillos a marrones, con protuberancias irregulares en la pared. Oosporas pleróticas, de unas 36 μm de diámetro, incoloras y con un espesor de pared de unas 3 μm.
Huéspedes: Castaño, nogal.
Sintomatología: Tras entrar en la planta por las raíces finas, las oscurece y se extiende
a las raíces principales, que acaban por morir. La infección asciende con forma de lenguas por el tronco principal y cuando las raíces han muerto, la reacción de los taninos produce el color característico de tinta.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute. (CMI). (1971). Distribution of Phytophtora cambivora (Petri) Buisman. CMI Map 70, 3rd. Edition.
– Erwin, D. C., Ribeiro, O. K. (1996). Phytophthora diseases worldwide. APS Press.
562 pp.
– Laboratorio de Criptogamia. (1941). Informe del trabajo llevado a cabo por la Estación
de Fitopatología de La Coruña durante 1939-40. Publicación Estación Fitopatología Agrícola de La Coruña 14: 35 pp.
– Laboratorio de Criptogamia. (1943). Informe del trabajo llevado a cabo por la Estación
de Fitopatología de La Coruña durante 1942. Publicación Estación Fitopatología
Agrícola de La Coruña 23: 21-57.
–Waterhouse, G. M., Waterston, J. M. (1966). Phytophthora cambivora. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria nº 112.
615
Phytophthora capsici Leonian
Tristeza del pimiento
Sinónimos: Phytophthora hydrophila Curzi, P. parasitica var. capsici (Leonina) Sarejanni, P. palmivora MF4 Griffin.
Taxonomía: Reino Chromista. Filo Oomycota (División Eumycota, Subdivisión Mastigomycotina, Clase Oomycetes).
Descripción: Esporangios caducos, elipsoides y algo alargados, de 30-60 x 25-35 μm, papilados. Heterotálico. Oogonios esféricos de 30-39 μm de diámetro. Anteridios anfiginos
de 15 x 17 μm. Oosporas generalmente pleróticas, de tamaño variable (18-31,5 μm), con
paredes de 2-6 μm.
Huéspedes: Berenjena, calabacín, pimiento, sandía, tomate.
Sintomatología: La invasión se extiende desde las raíces o el cuello, mostrando una marchitez de la planta en poco tiempo, hasta que ésta muere.
Referencias:
– Alfaro-Moreno, A., Vegh, I. (1971). La “tristeza” o “seca” del pimiento producida por
Phytophthora capsici Leonian. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones
Agrarias. Serie: Protección Vegetal 1: 1-42.
– Berra Lertxundi, D. (1996). Phytophthora capsici Leonian. Tristeza o seca del pimiento.
Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha
57. MAPA. Madrid.
– Erwin, D. C., Ribeiro, O. K. (1996). Phytophthora diseases worldwide. APS Press.
562 pp.
– Palazón, C., Gil, R., Palazón, I. (1978). La “tristeza” o “seca” del pimiento. Estado actual del problema. ITEA 32: 56-62.
– Palazón, C., Palazón, I. (1989). Estudios epidemiológicos sobre la tristeza del pimiento
en la zona del Valle Medio del Ebro. Boletín de Sanidad Vegetal Plagas 15: 233-262.
– Stamps, J. D. (1985). Phytophthora capsici. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi
and Bacteria nº 836.
– Tuset, J.J. (1977). Contribución al conocimiento del genero Phytophthora De Bary en
España. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias. Protección Vegetal 7: 11-106.
616
Phytophthora cinnamomi Rands
Taxonomía: Reino Chromista. Filo Oomycota (División Eumycota, Subdivisión Mastigomycotina, Clase Oomycetes).
Descripción: Esporangios grandes, de 57-100 x 33-40 μm, elipsoides, algo alargados y no
papilados. Hinchamientos hifales esféricos de hasta 60 μm de diámetro. Heterotálico. Oogonios de unos 40 μm de diámetro, de color dorado en la madurez. Anteridios anfiginos.
Oosporas pleróticas, de 19-54 μm de diámetro, lisas, de color hialino a marrón amarillento.
Huéspedes: Alcornoque, aguacate, castaño, encina, vid.
Sintomatología: Ataca a las raíces absorbentes, causando podredumbre que puede extenderse a la base del tallo, dando lugar a una lesión parda que se ve al quitar la corteza.
Puede infectar el resto de partes aéreas: troncos, ramas, hojas y frutos.
Referencias:
– Brasier, C.M., Robredo, F., Ferraz, J.F.P. (1993). Evidence for Phytophthora cinnamomi involvement in Iberian oak decline. Plant Pathology 42: 140-145.
– Commonwealth Mycological Institute. (CMI). (1968). Distribution of Phytophthora
cinnamomi Rands. CMI Map 302, 3rd. Edition.
– Erwin, D. C., Ribeiro, O. K. (1996). Phytophthora diseases worldwide. APS Press.
562 pp.
– López-Herrera, C.J., Pérez-Jiménez, R. M. (1995). Morphology of Phytophthora cinnamomi isolates from avocado orchards in the coastal area of southern Spain. Journal of Phytopathology 143: 735-737.
– Mansilla, J.P., Pintos, C., Salinero, M.C. (1993). Aislamiento e identificación en la provincia de Pontevedra de Phytophthora cinnamomi Rands. como patógeno de viña.
Boletín de Sanidad Vegetal Plagas 19: 545–549.
– Mansilla Vázquez, J. P., Pintos Varela, C., Abelleira Argibay, A. (1996). Phytophthora
cinnamomi Rands. Tinta del castaño. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 57. MAPA. Madrid.
– Tuset, J.J., Hinarejos, C., Mira, J.L., Cobos, J.M. (1996). Implicación de Phytophthora
cinnamomi Rands en la enfermedad de la "seca" de encinas y alcornoques. Boletín
de Sanidad Vegetal, Plagas 22: 491-499.
– Waterhouse, G. M., Waterston, J. M. (1966). Phytophthora cinnamomi. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria nº 113.
617
Phytophthora citricola Sawada
Sinónimos: Phytophthora cactorum (Lebert & Cohn) Schöter var. applanata Chester., P.
pini Leonian, P. pini var. antirrhini Sundaraman & Ramakrshnan.
Taxonomía: Reino Chromista. Filo Oomycota (División Eumycota, Subdivisión Mastigomycotina, Clase Oomycetes).
Descripción: Produccción de esporangios en medio líquido; en medio sólido apenas se
producen, pero sí órganos sexuales. Esporangios de tamaño muy variable, de 30-75 x
21-44 µm, semipapilados, sin pedicelo, con forma de limón predominante. Presencia de
esporangios deformes, generalmente bipapilados. Especie homotálica, con anteridios paraginos, oogonios esféricos de 17-44 µm de diámetro, con pared lisa y delgada, oosporas esféricas, casi pleróticas, de 16-30 µm de diámetro. Ausencia de clamidosporas. En
medio agarizado las líneas de crecimiento del micelio forman dibujos estelados.
Huéspedes: Polífago, puede afectar a una gran variedad de plantas hortícolas, frutales,
ornamentales y forestales.
Sintomatología: Al igual que sucede con el resto de especies terrestres de Phytophthora,
el síntoma inicial es un amarilleo de la parte aérea de la planta, seguido de un decaimiento
general y muerte. Al inspeccionar cuello y raíces de las plantas afectadas, se observan
manchas de color oscuro.
Referencias:
– Berra Lertxundi, D. (2002). Phytophthora citricola Sawada. Fichas de diagnóstico en
laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 191. MAPA. Madrid.
– Erwin, D. C., Ribeiro, O. K. (1996). Phytophthora diseases worldwide. APS Press.
562 pp.
– Waterhouse, G.M., Waterston, J.M. (1966). Phytophthora citricola. CMI Descriptions
of Pathogenic Fungi and Bacteria nº 114.
618
Phytophthora citrophthora (R.&E. Sm.) Leonian
Sinónimos: Pythiacystis citrophthora Smith & Smith, Phytophthora imperfecta var. citrophthora (Smith & Smith) Sarejanni.
Taxonomía: Reino Chromista. Filo Oomycota (División Eumycota, Subdivisión Mastigomycotina, Clase Oomycetes).
Descripción: Esporangióforos ramificados de forma irregular. Esporangios de tamaño
muy variable, de 23-90 x 18-60 μm, y forma también muy variable, generalmente papilados, no caducos, a veces con dos ápices divergentes. Frecuentemente estéril, pero en algunos casos homotálico. No se da en la naturaleza.
Huéspedes: Cítricos.
Sintomatología: Causa gomosis, sobre todo en la base del tronco, donde se forma goma
en la superficie y mueren los tejidos internos. Éstos acaban secándose y fisurándose, y en
los tejidos adyacentes se forman chancros. La podredumbre de pie y cuello, aunque no
se ve desde la superficie de la corteza, anilla las raíces o el cuello y causa amarilleo en
las venas y palidez en las hojas. La producción y el tamaño de los frutos se reduce, pudiendo llegar a la muerte del árbol. La podredumbre parda del fruto hace que éste pierda
su color natural, dando lesiones al principio de color verde oscuro, que se tornan pardas
y permanecen firmes al tacto. Los frutos infectados caen antes de tiempo. Estas lesiones
se suelen infectar secundariamente por otros hongos.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute. (CMI). (1995). Distribution of Phytophtora citrophtora Leonian CMI Map 35, 6th. Edition.
– Erwin, D. C., Ribeiro, O. K. (1996). Phytophthora diseases worldwide. APS Press.
562 pp.
– Tuset, J.J. (1977). Contribución al conocimiento del genero Phytophthora De Bary en
España. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias. Protección Vegetal 7: 11-106.
– Tuset, J.J., Portilla, M.T. (1990). Control of Phytophthora brown rot of citrus fruits.
Bulletin OEPP 20: 153-161.
– Waterhouse, G. M., Waterston, J. M. (1966). Phytophthora citrophthora. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria nº 33.
619
Phytophthora cryptogea Pethybr. & Lafferty
Taxonomía: Reino Chromista. Filo Oomycota (División Eumycota, Subdivisión Mastigomycotina, Clase Oomycetes).
Descripción: Esporangios de 37-40 x 23-30 μm, ovoides a piriformes, no papilados,
que suelen tener una gran vacuola central. Las hifas, de hasta 8 μm de anchura, forman
hinchamientos en medios acuosos. Heterotálico. Oogonios amarillentos de 28-40 μm de
diámetro. Anteridios anfiginos esféricos de 10-16 μm de diámetro. Oosporas pleróticas
o casi pleróticas, de 20-32 μm de diámetro, de paredes gruesas (3,5 μm de diámetro).
Huéspedes: Árboles frutales, cultivos ornamentales, plantas hortícolas.
Sintomatología: Es un patógeno de raíces, que causa la muerte progresiva de plantas leñosas y marchitez de huéspedes herbáceos por invasión secundaria de cuello y tallo.
Referencias:
– Erwin, D. C., Ribeiro, O. K. (1996). Phytophthora diseases worldwide. APS Press.
562 pp.
– Páez Sánchez, J., Vega Guillén, J. M., Berra Lertxundi, D. (1996). Phytophthora cryptogea Pethybridge y Lafferty. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 59. MAPA. Madrid.
– Stamps, J. D. (1978). Phytophthora cryptogea. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi
and Bacteria nº 592.
– Tuset, J.J. (1977). Contribución al conocimiento del genero Phytophthora De Bary en
España. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias. Protección Vegetal 7: 11-106.
620
Phytophthora drechsleri Tucker
Sinónimos: P. erythoseptica var. drechsleri (Tucker) Sarejanni.
Taxonomía: Reino Chromista. Filo Oomycota (División Eumycota, Subdivisión Mastigomycotina, Clase Oomycetes).
Descripción: Teleomorfo: generalmente heterotálico. Anteridios anfiginos. Oogonios
lisos, esféricos, de 22-53 µm de diámetro. Oosporas pleróticas de 17-50 µm de diámetro.
Anamorfo: esporangios persistentes, terminales, no papilados, ovoides y de tamaño variable, de 36-70 x 26-40 µm, proliferantes interna o externamente.
Huéspedes: Pinus halepensis, Prunus spp.
Sintomatología: Los síntomas principales son marchitez y decaimiento de acículas, necrosis y muerte de raíces. El hongo provoca la muerte de plántulas en viveros.
Referencias:
– Erwin, D. C., Ribeiro, O. K. (1996). Phytophthora diseases worldwide. APS Press.
562 pp.
– Sánchez, M.E., Andicoberry, Trapero, A. (2002). Phytophthora root rot of Alepo Pine
in a forest nursery in Spain. Plant Disease 86:563.
– Stamps, J. D. (1985). Phytophthora drechsleri. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi
and Bacteria nº 840.
621
Phytophthora erythroseptica Pethybr.
Podredumbre rosa
Taxonomía: Reino Chromista. Filo Oomycota (División Eumycota, Subdivisión Mastigomycotina, Clase Oomycetes).
Descripción: Esporangios no papilados, presentando algunos una constricción típica
hacia el centro, que les da aspecto deforme, de tamaño 43-69 x 26-47 µm. Esporangióforos con crecimiento simpodial, ramificándose inmediatamente por debajo del esporangio. Presenta hinchamientos hifales pero no clamidosporas. La especie es homotálica,
produciendo numerosos órganos sexuales en medio de cultivo. El anteridio es anfigino.
Oosporas apleróticas de 28-35 µm de diámetro.
Huéspedes: Patata principalmente; también ha sido citado en espárrago, cineraria, tomate, guisante, frambuesa, tulipán, caña de azúcar, trébol y cala.
Sintomatología: Podredumbre uniforme en los tubérculos, cuya zona de avance aparece
delimitada por una línea oscura visible a través de la piel. Si se corta el tubérculo, se ven
los tejidos internos de color crema y textura esponjosa, que van cambiando a color rosáceo o salmón con la exposición al aire, y más tarde a negro. Las plantas amarillean y se
marchitan, con lesiones en la base del tallo. Las raíces, estolones y tejidos del tallo pueden verse afectados, tomando una coloración marrón o negra que se puede confundir con
el pie negro producido por Erwinia carotovora.
Referencias:
– Erwin, D. C., Ribeiro, O. K. (1996). Phytophthora diseases worldwide. APS Press.
562 pp.
– Paéz, J. I., Montes, F., Ruiz, A., Vega, J. M., Duhart, M. E. (1999). Phytophthora erythroseptica Pethybr. Podredumbre rosa. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 135. MAPA. Madrid.
– Stamps, D.J. (1978). Phytophthora erythroseptica. CMI Descriptions of Pathogenic
Fungi and Bacteria, nº 593.
622
Phytophthora hibernalis Carne
Taxonomía: Reino Chromista. Filo Oomycota (División Eumycota, Subdivisión Mastigomycotina, Clase Oomycetes).
Descripción: Esporangios de 36 x 19 μm, semipapilados, caducos, alargados, de elipsoides a ovoides, con la parte más ancha en el ápice y con un pedicelo largo. No produce
hinchamientos hifales ni clamidosporas. Homotálico. Oogonios de 22-56 μm de diámetro, esféricos o algo alargados, incoloros o algo amarillentos en la madurez. Anteridios
de tipo paragino. Oosporas pleróticas, de 22-45,6 μm de diámetro, con pared de unas
3 μm de espesor.
Huéspedes: Limonero, naranjo.
Sintomatología: Produce la podredumbre parda de los frutos de las ramas inferiores. Infecta preferentemente con alta humedad relativa y temperaturas suaves (15-20ºC).
Referencias:
– Erwin, D. C., Ribeiro, O. K. (1996). Phytophthora diseases worldwide. APS Press.
562 pp.
– Smith, I.M., Dunez, J., Phillips, D.H., Lelliott, R.A., Archer, S.A. (1992). Manual de
enfermedades de las plantas. Ediciones Mundi-Prensa, Madrid.
– Tuset, J. J. (1977). Contribución al conocimiento del genero Phytophthora De Bary en
España. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias. Protección Vegetal 7: 11-106.
– Waterhouse, G. M., Waterston, J. M. (1964). Phytophthora hibernalis. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria nº 31.
623
Phytophthora infestans (Montagne) de Bary
Mildiu
Sinónimos: Botrytis infestans Montagne, Peronospora infestans (Montagne) Caspary y
9 más.
Taxonomía: Reino Chromista. Filo Oomycota (División Eumycota, Subdivisión Mastigomycotina, Clase Oomycetes).
Descripción: Esporangióforos con ramificación indeterminada, dilatados en el punto
de unión con los esporangios. Éstos son elipsoides u ovoides de 29-36 x 19-22 μm, caducos, pedicelados y semipapilados. Heterotálico. Oogonios esféricos de 38-50 μm
de diámetro. Anteridios anfiginos. Oosporas esféricas, de unas 30 μm de diámetro.
Huéspedes: Patata, tomate.
Sintomatología: Se desarrollan lesiones necróticas oscuras en todas las hojas. Se concentran especialmente en el ápice. Las lesiones se extienden rápidamente a todo el tejido
foliar. En condiciones húmedas las lesiones se rodean de masas blancas de esporangióforos. También coloniza el tallo y el tubérculo, causando en este último una podredumbre blanda de color pardo oscuro.
Referencias:
– Benlloch, M. (1949). Observaciones fitopatológicas en 1948. Boletín Patología Vegetal y Entomología Agrícola 16: 203-242.
– Commonwealth Mycological Institute. (CMI). (1969). Distribution of Phytophtora infestans (Mont.) de Bary. CMI Map 109, 4th. Edition.
– Erwin, D. C., Ribeiro, O. K. (1996). Phytophthora diseases worldwide. APS Press.
562 pp.
– Estaciones de Patología Vegetal. (1926). Trabajos de las Estaciones de Patología Vegetal. Publicación Estación Patología Vegetal 1: 107-113.
– Marquínez Ramírez, R. (1996). Phytophthora infestans (Mont.) de Bary. Mildiu tardío.
Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha
60. MAPA. Madrid.
– Sardiña, J.R. (1945). Enfermedades de la patata. Publicación Estación Fitopatológica
Agrícola de La Coruña 5: 111 pp.
624
– Stamps, J. D. (1985). Phytophthora infestans. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi
and Bacteria nº 838.
– Tuset, J.J. (1977). Contribución al conocimiento del genero Phytophthora De Bary en
España. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias. Protección Vegetal 7: 11-106.
625
Phytophthora megasperma Drechsler
Sinónimos: Pythiomorpha miyabeana Ito & Nagai.
Taxonomía: Reino Chromista. Filo Oomycota (División Eumycota, Subdivisión Mastigomycotina, Clase Oomycetes).
Descripción: Esporangios ovoides, no papilados, proliferantes, de 35-60 x 25-45 μm.
Generalmente homotálico. Oogonios de 42-52 μm de diámetro, subesféricos, incoloros
o amarillentos, de pared lisa. Anteridios paraginos (ocasionalmente anfiginos). Oosporas
apleróticas, de 26-52 μm de diámetro, con pared gruesa y lisa.
Huéspedes: Frutales de hueso, leguminosas, olivo, ornamentales, vid.
Sintomatología: Causa podredumbre de raíz. Las plantas atacadas muestran hojas con lesiones con un halo pálido e hidrótico, amarilleo, muerte progresiva y marchitez
Referencias:
– Erwin, D. C., Ribeiro, O. K. (1996). Phytophthora diseases worldwide. APS Press.
562 pp.
– Liew, E.C.Y., Irwin, J.A.G. (1994). Comparative studies on Phytophthora megasperma
isolates from chickpea collected in Australia and Spain. Mycological Research 98:
1284-1290.
– Sánchez-Hernández, M.E., Ruiz-Dávila, A., Trapero-Casas, A. (1997). First report of
Phytophtora megasperma and Pythium irregulare as olive tree root pathogens. Plant
Disease 81: 1216.
– Waterhouse, G. M., Waterston, J. M. (1966). Phytophthora megasperma. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria nº 115.
626
Phytophthora nicotianae Breda de Haan (= P. parasitica Dastur)
Sinónimos: P. melongenae Sawada, P. allii Sawada, P. terrestris Sherbakoff y 12 más.
Taxonomía: Reino Chromista, Filo Oomycota (División Eumycota, Subdivisión Mastigomycotina, Clase Oomycetes).
Descripción: Waterhouse y Waterston (1964 a y b) distinguen dos variedades: P. nicotianae var. nicotianae y P. nicotianae var. parasitica, separación que no es aceptada por
Erwin y Ribeiro (1996), que sólo consideran P. nicotianae, considerando a P. parasitica
como sinónimo de aquélla. Esporangióforos ramificados de forma irregular o simpodial.
Esporangios terminales, papilados, no caducos y de formas y tamaños muy variables, de
11-60 x 20-45. Clamidosporas generalmente abundantes, terminales o intercalares, de
13-60 μm de diámetro. Termofílico, con crecimiento óptimo a 27-32ºC. La mayoría de
los aislados son heterotálicos. Oogonios esféricos, lisos, de 15-64 μm de diámetro. Anteridios anfiginos, esféricos u ovales. Oosporas apleróticas, de 13-35 μm.
Huéspedes: Berenjena, cítricos, tabaco, tomate.
Sintomatología: Su infección comienza con la podredumbre de las raíces, que retrasa el
crecimiento y decolora las hojas. En plantas jóvenes se extiende hasta el cuello, produciendo el cuello negro del tabaco o la podredumbre del cuello del tomate. En cítricos
causa la podredumbre parda de frutos por infección con salpicaduras de agua y, más comúnmente, gomosis y podredumbre en parte baja del tronco.
Referencias:
– Berra, D., Páez, J. I., Vega, J. M. (1999). Phytophthora nicotianae Van Breda de Haan.
Podredumbre de cuello. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 136. MAPA. Madrid.
– Erwin, D. C., Ribeiro, O. K. (1996). Phytophthora diseases worldwide. APS Press.
562 pp.
– Smith, I.M., Dunez, J., Phillips, D.H., Lelliott, R.A., Archer, S.A. (1992). Manual de
enfermedades de las plantas. Ediciones Mundi-Prensa, Madrid.
– Tuset-Barrachina, J.J. (1977). Contribución al conocimiento del genero Phytophthora
De Bary en España. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias. Protección Vegetal 7: 11-106.
– Waterhouse, G. M., Waterston, J. M. (1964a). Phytophthora nicotianae var. nicotianae. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria nº 34.
– Waterhouse, G. M., Waterston, J. M. (1964b). Phytophthora nicotianae var. parasitica.
CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria nº 35.
627
Phytophthora palmivora (Butler) Butler
Sinónimos: P. omnivora de Bary, P. faberi Maublanc, P. theobromae Coleman y 6 más.
Taxonomía: Reino Chromista, Filo Oomycota (División Eumycota, Subdivisión Mastigomycotina, Clase Oomycetes).
Descripción: Esporangios caducos, elipsoides u ovoides, de 35-60 x 20-40 μm, con pedicelo corto y con papila prominente. Heterotálico. Oogonios de 23,3-34,8 μm de diámetro. Anteridios anfiginos esféricos de unas 15 μm de diámetro. Oosporas pleróticas de
paredes gruesas.
Huéspedes: Más de un centenar de especies de importancia económica. En España se ha
descrito en algodón y ornamentales.
Sintomatología: Causa lesiones necróticas pardo negruzcas, aunque es difícil de definir
su actuación al actuar con otras especies de Phytophthora.
Referencias:
– Erwin, D. C., Ribeiro, O. K. (1996). Phytophthora diseases worldwide. APS Press.
562 pp.
– Commonwealth Mycological Institute. (CMI). (1996). Distribution of Phytophthora
palmivora (Putl.) Leon. CMI Map 725, 1st. Edition.
– Hernández-Hernández, J., Gallo-Llobet, L., Jaizme-Vega M.L. (1985). Presencia de
Phytophthora palmivora en España. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias, Agrícola 28: 171-180.
– Melero-Vara, J.M., Jiménez-Díaz, R. M. (1990). Etiology, incidence, and distribution
of cotton seedling damping-off in Southern Spain. Plant Disease 74: 597-600.
– Paez, J.I., Berra, D., Vega, J.M., Tello, J. (1993). Identificación de Phytophthora palmivora Butler en los jardines de la Exposicion Universal de Sevilla (EXPO-92). Boletín de Sanidad Vegetal Plagas 19: 633-647.
– Páez Sánchez, J. I., Berra Lertxundi, D., Vega Guillén, J. M. (1996). Phytophthora palmivora Butler. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 61. MAPA. Madrid.
– Stamps, J. D. (1985). Phytophthora palmivora. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi
and Bacteria nº 831.
628
Phytophthora phaseoli Thaxter
Mildiu de la judía
Taxonomía: Reino Chromista, Filo Oomycota (División Eumycota, Subdivisión Mastigomycotina, Clase Oomycetes).
Descripción: Esporangios semipapilados, no proliferantes, caducos y con pedicelo corto,
de tamaño variable dependiendo del sustrato: 35-50 x 20-24 µm. Esporangióforos ramificados simpodialmente y ligeramente hinchados en su base. Ausencia de hinchamientos
hifales y clamidosporas. Especie homotálica, con anteridio anfigino y oosporas apleróticas de 14,4- 26,6 µm de diámetro.
Huéspedes: Afecta a diferentes especies de varias familias botánicas causando marchitez de plántulas. En España se ha detectado causando mildiu en plantas del género Phaseolus.
Sintomatología: En Phaseolus ataca la parte aérea del vegetal; en el envés de las hojas,
en los tallos jóvenes y en los frutos se observa una vellosidad blanquecina que corresponde al micelio y fructificaciones del hongo.
Referencias:
– Berra Lertxundi, D.(2002). Phytophthora phaseoli Thaxter. Mildiu de la judía. Fichas
de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 192.
MAPA. Madrid.
– Erwin, D. C., Ribeiro, O. K. (1996). Phytophthora diseases worldwide. APS Press.
562 pp.
629
Phytophthora porri Foister
Mildiu del puerro
Taxonomía: Reino Chromista, Filo Oomycota (División Eumycota, Subdivisión Mastigomycotina, Clase Oomycetes).
Descripción: Esporangios de 35-82 x 23-52 µm, semipapilados, persistentes, no proliferantes. Los órganos sexuales producidos por el hongo se observan fácilmente en las
hojas: anteridios anfiginos o paraginos y oosporas apleróticas esféricas, de alrededor de
30 µm de diámetro, que adquieren tonalidades amarillentas al ir madurando. Hinchamientos hifales redondeados, elipsoides o angulares, individuales o en cadenas. Las clamidosporas se forman en los cultivos viejos y miden 20,8-35,3 µm de diámetro
Huéspedes: Varios. En España se ha encontrado afectando a puerro.
Sintomatología: Lesiones iniciales de color claro en los ápices y márgenes de las hojas;
evolucionan a podredumbres húmedas si persiste el ambiente húmedo y lluvioso, y van
apareciendo manchas oscuras debido a la invasión secundaria de Stemphylium.
Referencias:
– Berra Lertxundi, D. (1996). Phytophthora porri Foister. Mildiu del puerro. Fichas de
diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 62. MAPA.
Madrid.
– Erwin, D. C., Ribeiro, O. K. (1996). Phytophthora diseases worldwide. APS Press.
562 pp.
– Stamps, D.J. (1978). Phytophthora porri. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and
Bacteria, nº 595.
630
Phytophthora ramorum Werres, De Cock & Man in't Veld
Taxonomía: Reino Chromista, Filo Oomycota (División Eumycota, Subdivisión Mastigomycotina, Clase Oomycetes).
Descripción: Hongo heterotálico. Oogonios subglobosos, de 28-38 µm de diámetro, con
pared lisa e incolora. Oosporas pleróticas. Anteridios anfiginos, con forma de tonel a esférica, de 10-18 x 14-16 µm. Esporangios aislados o agrupados, formados en esporangióforos aéreos y son principalmente semipapilados, caducos, sin pedicelo o con pedicelo
corto, de elipsoidales a elongado-ovoides, de 40-80 x 20-32 µm, con una proporción longitud/anchura media de 2,16. Clamidosporas esféricas, terminales e intercalares, de 2272 µm de diámetro, de hialinas a amarillentas
Huéspedes: Muy numerosos. En España ha sido descrito hasta ahora en Rhododendron
sp., Camellia japonica y Viburnum tinus.
Sintomatología: Marchitez de brotes y hojas y manchas necróticas en los extremos y
márgenes de las hojas. Las manchas presentan una tonalidad de parda a negruzca, son húmedas, de bordes difusos, que se expanden y convierten en grandes áreas necróticas que
finalmente provocan la muerte de las hojas y la aparición de lesiones necróticas en los peciolos. En algunos casos el hongo causa marchitez y muerte de toda la planta.
Referencias:
– Moralejo, E., Werres, S. (2002). First report of Phytophthora ramorum on Rhododendron sp. in Spain. Plant Disease 86:1052.
– Pintos Varela, C., Mansilla Vázquez, J. P., Aguín Casal, O. (2003). First report of
Phytophthora ramorum on Camellia japonica in Spain. Plant Disease 87:1396.
– Pintos Varela, C., Mansilla Vázquez, J. P.,Aguín Casal, O. (2004). Phytophthora ramorum nuevo patógeno en España sobre Camellia japonica y Viburnum tinus. Boletín de Sanidad Vegetal Plagas 30: 97-111.
– Werres, S., Marwitz, R., Man In´t Veld, W. A., De Cock, A. W. A. M., Bonants, P. J. M.,
De Weerdt, M., Themann, K., Ilieva, E., Baayen, R. P. (2001). Phytophthora ramorum sp. nov., a new pathogen on Rhododendron and Viburnum. Mycological Resarch 105 (10): 1155-1165.
631
Phytophthora syringae (Kleb.) Kleb.
Sinónimos: P. cactorum subvar. syringae (Kleb.) Pethybridge.
Taxonomía: Reino Chromista, Filo Oomycota (División Eumycota, Subdivisión Mastigomycotina, Clase Oomycetes).
Descripción: Homotálico. Esporangios con pedicelo corto, no caducos, de forma ovalado-limoniforme, de 57 x 36 µm de tamaño medio, con papilas poco marcadas. Hinchamientos hifales redondeados o angulares, generalmente en cadenas. Anteridios
predominantemente paraginos, ocasionalmente anfiginos, de 10 x 7 µm. Oogonios esféricos de unas 33 µm de diámetro. Oosporas pleróticas.
Huéspedes: Frutos de manzana almacenados en cámaras frigoríficas.
Sintomatología: Pudrición seca. La sintomatología empieza a manifestarse con manchas
parduzcas de contorno difuso. La podredumbre progresa tanto externa como internamente, alcanzando el corazón del fruto. Cuando las manzanas están totalmente atacadas
el fruto parece como "momificado", o en estados menos avanzados como "escaldado", tratándose de una podredumbre "seca" distinta de las podredumbres blandas características
de los géneros Penicillium y Rhizopus.
Referencias:
– Erwin, D. C., Ribeiro, O. K. (1996). Phytophthora diseases worldwide. APS Press.
562 pp.
– Palazón, C.F., Tuset, J. J., Palazón, I. J. (1983). Detección de Phytophthora syringae
(Kleb.) Kleb. en manzanas, durante su conservación frigorífica. Proceedings del II
Congreso Nacional de la Sociedad Española de Fitopatología: 1-5.
– Waterhouse, G. M., Waterhouse, J. M. (1964). Phytophthora syringae. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria nº 32.
632
Pileolaria terebinthi Cast.
Roya de la cornicabra
Sinónimos: Uredo terebinthi DC, Uromyces terebinthi (DC) G. Winter.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Basidiomycetes).
Descripción: Hay poca información sobre esta roya; se desconoce si es autoica o heteroica, aunque parece que forma uredios, uredosporas y telios productores de teliosporas
provistas de largos y persistentes pedicelos hialinos.
Huéspedes: Cornicabra (Pistacia terebinthus).
Sintomatología: Manchas pardas, pardo rojizas o violáceas en las hojas, tanto en el haz
como en el envés, rodeadas por un fino margen amarillento. Las manchas se vuelven costrosas cuando las estructuras reproductoras maduran y forman teliosporas. El hongo provoca grandes necrosis en las hojas de la cornicabra, a veces con perforaciones de los
limbos, dando lugar a su caída precoz.
Referencias:
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi-Prensa, Madrid, 576 pp.
633
Plasmodiophora brassicae Voronin
Hernia o potra de las crucíferas
Taxonomía: Reino Protozoa, Filo Plasmodiophoromycota (División Myxomycota, Clase
Plasmodiophoromycetes).
Descripción: Zoosporas primarias uninucleadas, esféricas, hialinas, de 2,5-3,5 μm de
diámetro, que evolucionan, dentro del huésped, produciendo plasmodios que dan lugar a
numerosos zoosporangios. De cada uno de ellos se originan 4-16 zoosporas secundarias
(muy similares a las primarias) que, en ocasiones, se comportan como planogametos para
dar lugar a un cigoto.
Huéspedes: Rábano, repollo.
Sintomatología: Causa hinchazones en las raíces, ya sea como una agalla grande, o como
racimos en raíces laterales. En plantas con raíces bulbosas se dilatan las raíces laterales
fibrosas.
Referencias:
– Buczacki, S.T. (1979). Plasmodiophora brassicae. CMI Descriptions of pathogenic
fungi and bacteria nº 621.
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1966). Distribution of Plasmodiophora
brassicae Voronin. CMI Map 101, 3rd. edition.
– De Andrés, C.G. (1929). Notas sobre la hernia de la col. Boletín Patología Vegetal y Entomología Agrícola 4: 98-104.
– Pérez de Algaba, A. (1996). Plasmodiophora brassicae Voronin. Hernia o potra. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 63.
MAPA. Madrid.
634
Plasmopara crustosa (Fr.) Jorstad
Sinónimos: Plasmopara nivea (Unger) Schröter, P. podagrariae (G. H. Otth) Nannf., P.
umbelliferarum (Casp.) J. Schröt. ex Watenw. y 9 más.
Taxonomía: Reino Chromista Filo Oomycota (División Eumycota, Subdivisión Mastigomycotina, Clase Oomycetes).
Descripción: Esporangióforos esbeltos, de aproximadamente 210 μm de longitud y
4-8 μm de sección, rígidos e hialinos, que emergen del estroma en pequeños grupos; están
ramificados monopódicamente en su último tercio y acaban en tres esterigmas. Esporangios de forma oval o elíptica de 27 x 20 μm de media, que germinan por medio de zoosporas. Oogonios esféricos, de 30-40 μm de diámetro e incoloros. Anteridios formados en
los extremos distales de las hifas, de 12 x 30 μm. Oosporas esféricas y de pared rugosa,
de 25-40 μm de diámetro.
Huéspedes: Chirivía, zanahoria.
Sintomatología: En las hojas del huésped causa decoloraciones y amarilleo. En el envés
se produce la esporulación. Es común, pero poco importante.
Referencias:
– Losa España, D.M. (1942). Aportación al estudio de la flora micológica española. Anales del Jardín Botánico de Madrid 2: 87-142.
635
Plasmopara halstedii (Farlow) Berl. & de Toni
Mildiu del girasol
Sinónimos: Plasmopara helianthi Novotelnova, Peronospora halstedii Farlow.
Taxonomía: Reino Chromista. Filo Oomycota (División Eumycota, Subdivisión Mastigomycotina, Clase Oomycetes).
Descripción: Esporangióforos hipofilos, arborescentes con los ápices dilatados. Esporangios de forma oval o elíptica, papilados, de 18-30 x 14-20 μm. Oogonios esféricos, de
30-40 μm de diámetro e incoloros. Anteridios formados en los extremos distales de las
hifas, de 12 x 30 μm. Oosporas formadas en todos los órganos vegetativos del huésped,
principalmente en raíces y hojas, son esféricas, de color marrón amarillento, de
15-30 μm de diámetro.
Huéspedes: Girasol.
Sintomatología: El hongo ataca a los tejidos jóvenes y se desarrolla sistémicamente. Las
plantas presentan enanismo y mosaico clorótico en las hojas. Los capítulos resultan erectos y parcialmente cargados de semillas viables. Los ataques graves suponen encamado,
clorosis y pérdida de capítulos. También se puede desarrollar de forma localizada en hoja,
formando lesiones pequeñas verde pálido con eflorescencia blanca de esporangios en el
envés.
Referencias:
– Hall, G. (1989). Plasmopara halstedii. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria nº 979.
– Jiménez-Díaz, R. M. (1973). Notas sobre la presencia en España del mildiu del girasol.
Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias. Protección Vegetal 3: 95-105.
– Melero-Vara, J. M., García-Baudín, C., López-Herrera, C. J., Jiménez-Díaz, R.M.
(1983). Control del mildiu del girasol (Plasmopara helianthi Novot.) mediante metalaxil. Resúmenes de las Comunicaciones presentadas a la IV, V y VI Reuniones
Anuales del Grupo Especializado de Fitopatología Microbiana de la Sociedad Española de Microbiología: 69-71. Monografías INIA nº 48.
– Sackston, W. E. (1975). El mildiu (Plasmopara) del girasol: una política a seguir en la
importación de semillas y en los productos de mejora. Comunicaciones INIA, Protección Vegetal 5: 55-59.
636
Plasmopara viticola (Berk. & Curtis) Berl. & de Toni
Mildiu de la vid
Sinónimos: Botrytis viticola Berk. & Curt., Peronospora viticola (Berk. & Curt.) Casp.,
Peronospora viticola de Bary, Plasmopara amurensis Procenko, Rhysotheca viticola
(Berk. & Curt.) G: W. Wilson.
Taxonomía: Reino Chromista Filo Oomycota (División Eumycota, Subdivisión Mastigomycotina, Clase Oomycetes).
Descripción: Esporangióforos ramificados de forma monopódica, con ápices divergentes.
Esporangios de 17-25 x 10-16 μm, elipsoides, hialinos. Oosporas esféricas, de 28-40 μm
de diámetro, formadas en el interior de los tejidos foliares.
Huéspedes: Vid.
Sintomatología: El hongo infecta todas las partes verdes del huésped. Las lesiones en las
hojas difieren en su sintomatología dependiendo de la edad de la hoja: en primavera se producen manchas redondeadas y amarillentas en el haz (“mancha de aceite”), mientras que
en hojas de mayor edad las lesiones son decoloradas y poligonales, limitadas por los nervios. En ambos casos la esporulación se forma en el envés. Los pámpanos se infectan en
los ápices, adquiriendo color pardo y curvándose. Las uvas jóvenes infectadas aparecen grises y cubiertas por un polvo blanquecino que son los esporangióforos. Las uvas de mayor
edad pueden infectarse desde el raquis sin esporulación (mildiu larvado).
Referencias:
– Cambra, M., Bernal, I. (1996). Plasmopara viticola (Berk. y Curtis) Berl. y de Toni.
Mildiu de la vid. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los
vegetales. Ficha 64. MAPA. Madrid.
– Commonwealth Mycological Institute. (CMI). (1968). Distribution of Plasmopara viticola Berl. & de Toni. CMI Map 221, 2nd. Edition.
– Hall, G. (1989). Plasmopara viticola. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria nº 980.
– Laboratorio de Criptogamia. (1943). Informe del trabajo llevado a cabo por la Estación
de Fitopatología de La Coruña durante 1942. Publicación Estación Fitopatología
Agrícola de La Coruña 23: 21-57.
– Ruiz-Castro, A. (1950). La lucha contra las enfermedades del viñedo en España. Boletín Patología Vegetal y Entomología Agrícola 18: 243-280.
637
Platychora ulmi (Schleich.) Petrak
[Anamorfo: Pigottia ulmi (Grev.) Keissler]
Sinónimos: Del teleomorfo: Euryachora ulmi Fuck, Sphaeria ulmi Schleich. Del anamorfo: Asteroma ulmi Grez., Dothidea astroidea Berk. in Smith, Piggotia astroidea
(Berk.) Berk. & Br., Basiascella gallarum Bub.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota, (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes.)
Descripción: Anamorfo: conidioma acervular. Conidióforos ramificados y septados sólo
cerca de su base, de color marrón claro, lisos, cilíndricos, generalmente rectos. Células
conidiógenas holoblásticas, anelídicas, de color marrón claro. Conidias de color marrón
claro, de pared delgada y lisa, unicelulares, con ápice obtuso y base truncada, de 8-10 x
4,5-5 μm.
Huéspedes: Ulmus minor.
Sintomatología: Presencia de manchas negruzcas en el limbo foliar. Estromas negros,
costrosos, con aspecto de cojinetes que invaden las hojas. Por el haz, las hojas se abomban ligeramente, mientras que por el envés la manchas tienden a ser de tonalidad pardo
oscura. Tras la defoliación se formarán los cuerpos fructíferos en estas zonas. Es un hongo
frecuente, aunque tiene una actividad secundaria, produciendo en todo caso una otoñada
precoz.
Referencias:
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi-Prensa, Madrid, 576 pp.
– Sutton, B. C. (1980). The Coelomycetes. CMI Kew, Surrey, England, 696 pp.
638
Pleiochaeta setosa (Kichn) Hugues
Moteado del altramuz
Sinónimos: Ceratophorum setosum Kirchn.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Conidióforos simples, flexuosos, frecuentemente geniculados, de color pálido a marrón verdoso, lisos, tabicados. Conidias solitarias, secas, cilíndricas a elipsoides,
de base truncada, rectas a ligeramente curvadas, de 60-90 x 14-22 µm, con 4-8 (más frecuentemente 5) tabiques transversales, con las células de los extremos hialinas y las centrales de color pajizo a marrón dorado. Célula apical con tres o más apéndices simples,
ocasionalmente ramificados, hialinos de hasta 100 µm de longitud.
Huéspedes: Altramuz (Lupinus sp.).
Sintomatología: Numerosas manchas negras, de contorno definido y de 1 a 5 mm de
diámetro, sobre hojas y tallos. Las plantas pertenecientes a las líneas más sensibles manifiestan, a los cinco días de observadas las primeras manchas, un aspecto deprimente y
muy parecido al que producen los pulgones sobre la vegetación, hojas enrolladas y achaparramiento general. El último nivel de ataque observado corresponde a la necrosis total
de hojas y muerte de la planta.
Referencias:
– Del Moral, J., Arias, A., de Arcos, R. (1981). Aparición en España del moteado Pleiochaeta setosa (Kichn) Hugues del altramuz. Boletín del Servicio de Plagas 7: 141-145.
– Ellis, M. B., Holliday, P. (1976). Pleiochaeta setosa. CMI Descriptions of Pathogenic
Fungi and Bacteria Nº 495.
639
Pleospora betae Björling [Anamorfo: Phoma betae Frank]
Pie negro
Sinónimos: Del teleomorfo: Pleospora björlingii Byford. Del anamorfo: Phoma spinaciae Bubák & Willi Krieg, P. tabifica (Prill.) Sacc., Phyllosticta betae Oudem., P. spinaciae H. Zimm., P. tabifica Prill.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Teleomorfo: pseudotecios de 200-500 μm de diámetro, con una papila ostiolada corta. Ascosporas de 18-25 x 7-10 μm, de forma ovoide, color pardo, triseptadas
y constreñidas en cada septo; al madurar desarrollan un único septo longitudinal en cada
una de las dos células centrales. Anamorfo: picnidios con fiálidas hialinas. Picnidiosporas de 5-8 x 3-4,3 μm, hialinas y ovales.
Huéspedes: Remolacha.
Sintomatología: Podredumbres de pie, corona y tallo. En estado de plántula empardecen
los ápices y las raíces. Las plántulas pueden morir. Las semillas infectadas pueden dar lugar
a la muerte en preemergencia. En plantas en crecimiento se produce el empardecimiento y
posterior podredumbre. Puede extenderse al resto de la planta en el campo o en el almacén.
En condiciones húmedas, la lesión se deprime y aparecen puntos negros sobre los que se
desarrollan esporas rosadas. Las ascosporas producen en las hojas manchas necróticas circulares con anillos concéntricos de colores pardo claro y oscuro alternadamente. En casos
graves, las lesiones coalescen y se produce la rotura del tallo por la base. Las lesiones se extienden con formas circulares de margen parda y centros grises.
Referencias:
– Booth, C. (1967). Pleospora bjöerlingii. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and
Bacteria nº 149.
– García-Benavides, P., Pérez de Algaba, A. (1996). Pleospora bjoerlingii Byford. Pie
negro. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales.
Ficha 65. MAPA.
– Grondona, I., Pérez de Algaba, A., Monte, E., García-Acha, I. (1992). Biological control of sugar beet diseases caused by Phoma betae: greenhouse and field tests. Bulletin-OILB/SROP 15: 39-41
– Perez de Algaba, A., Grondona, I., Monte, E., Garcia Acha, I. (1992). Trichoderma as biological control agent in sugar beet crops. Bulletin OILB/SROP. 15: 36-38.
640
Pleospora herbarum (Pers.) Rabenh.
[Anamorfo: Stemphylium botryosum Wallr.]
Sinónimos: Del teleomorfo: P. glossulariae (Fr.) Fuckel, P. allii (Rab.) Ces. & de Not.,
P. armeriae (Cda.) Ces., P. dianthi de Not., P. evonymi Fuckel, P. australis Cooke, P. putrefaciens A. B. Frank. Del anamorfo: Alternaria putrefaciens (Fuckel) E. C. Simmons,
Clasterosporium putrefaciens (Fuckel) Sacc., etc.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Teleomorfo: pseudotecios globosos, diferenciados, de 1-1,5 mm de diámetro.
Ascas cilíndricas o aclavadas con 8 ascosporas. Ascosporas de 26-50 x 10-20 μm, de color
marrón amarillento, elipsoides o aclavadas y ligeramente constreñidas en los tres septos
primarios transversales. Anamorfo: conidióforos erectos, septados y de color marrón. Conidias de unas 19,5 x 28,5 μm, oliváceas o marrones, oblongas, con 1-3 septos longitudinales y 1-3 transversales.
Huéspedes: Alfalfa, Allium spp., altramuz, lechuga, manzano, peral, remolacha, tomate.
Sintomatología: Es un parásito débil que causa lesiones foliares en huéspedes debilitados. En tomate causa, junto con Stemphylium solani Weber, la mancha gris de la hoja de
tomate. Infecta las hojas más viejas de la planta de remolacha cuando está próxima a la
recolección. Sobre la lámina foliar se manifiestan grandes manchas sobre las que se producen las fructificaciones conídicas. También puede causar podredumbre en los frutos de
manzano y peral.
Referencias:
– Alfaro-García, A. (1971). Una enfermedad de las lechugas malagueñas debida al
Stemphylium botryosum Wallr. Anales INIA. Ser. Protección Vegetal 1: 63-69.
– Booth, C., Pirozynski, K. A. (1967). Pleospora herbarum. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria nº 150.
– Collar-Urquijo, J. (1999). Stemphyllium spp. Manchas foliares. Fichas de diagnóstico
en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 144. MAPA.
– Domínguez García-Tejero, F. (1951). Distribución en España de las plagas y enfermedades de la remolacha. Boletín Patología Vegetal y Entomología Agrícola 18:
181-204.
– Forbes, I., Gladstones, J. S., Wells, H.D. (1975). Gray leaf spot-resistant Lupinus an641
gustifolius L. germplasm from plant exploration in the western Mediterranean region. Crop Science 15: 867-868.
– Laboratorio de Criptogamia. (1941). Informe del trabajo llevado a cabo por la Estación
de Fitopatología de La Coruña durante 1939-40. Publicación Estación Fitopatología Agrícola de La Coruña 14: 35 pp.
– Rodríguez-Rodríguez, R., Rodríguez-Rodríguez, J. M. (2002). Stemphyllium spp. Manchas grises de las hojas. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 203. MAPA.
642
Pleospora papaveracea (de Not.) Sacc.
[Anamorfo: Dendryphion penicillatum (Cda.) Fr.]
Necrosis de la adormidera
Sinónimos: Del teleomorfo: Cucurbitaria papaveracea de Not., Sphaeria papaveris Tul.,
Pleospora bardanae Niessl, Pleospora pellita (Fr.) Rabenh. var. bardanae (Niessl) Wehm.
Del anamorfo: Brachycladium penicillatum Corda, Helminthosporium papaveris Saw.,
Dendryphion papaveris (Saw.) Saw.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Teleomorfo: pseudotecios globosos, a veces algo aplastados, de 300-400 x
250-300 µm, con ostiolo papilado. Ascas cilíndricas, bitunicadas de 100-130 x 8-12 µm. Ascosporas elípticas, de color amarillo a marrón claro, de 20-25 x 6-9 µm, con tres tabiques
transversales y con tabiques longitudinales en una o las dos células centrales. Anamorfo: conidias solitarias o en cadenas, cilíndricas, de color oliváceo claro, lisas, con 3-8 septos y
17-28 x 5-9 µm.
Huéspedes: Adormidera (Papaver somniferum). Se transmite en semillas de adormidera,
de las que se ha aislado en proporciones de hasta un 14%.
Sintomatología: Necrosis extensa de la planta, que eventualmente da lugar a la rotura de
tallos y encamado de la misma. Con ambiente favorable la enfermedad se desarrolla con
rapidez y de forma generalizada, destruyendo completamente el cultivo. Los ataques pueden afectar a éste en diversos estados fenológicos, causando muerte de plántulas o lesiones necróticas en la raíz de plantas adultas, que originan el colapso de éstas, así como
áreas necróticas extensas en hojas, tallos y cápsulas. Las ascosporas pueden constituir el
inóculo primario y originan manchas necróticas elipsoidales o redondeadas en las hojas
y alargadas en los tallos. En dichas lesiones se desarrolla el anamorfo, que da lugar a las
infecciones secundarias.
Referencias:
– Muñoz-Ledesma, F. J., Marín-Jaime, M., Jiménez-Díaz, R. M. (1996). Etiología de la
necrosis de la adormidera (Papaver somniferum L.) en Andalucía. Resúmenes VIII
Congreso Nacional de la Sociedad Española de Fitopatología: 79. Córdoba.
– Sivanesan, A., Holliday, P. (1982). Pleospora papaveracea. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria Nº 730.
643
Podosphaera leucotricha (Ellis & Everh.) Salmon
Oidio del manzano
Sinónimos: Sphaerotheca leucotricha Ellis & Everh., S. mali Burrill, Oidium farinosum
Cooke, O. mespili Cooke.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: cleistotecios globosos o, a veces, ligeramente piriformes. Fulcros en dos grupos: uno en la base y otro en el ápice del cleistotecio. Ascas oblongas o
subglobosas, sólo una por cleistotecio, de tamaño 55-70 x 44-55 µm. Ascosporas ovales
a elípticas, de 22-26 x 12-15 µm. Anamorfo: conidias en cadenas largas, elipsoides o más
o menos globosas, de 22-30 x 15-20 µm, con cuerpos de fibrosina en su interior.
Huéspedes: Manzano.
Sintomatología: Ataca a hojas, flores, brotes y yemas. Es destacable la acumulación de
infecciones en las yemas terminales.
Referencias:
– Kapoor, J. N. (1967). Podosphaera leucotricha. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi
and Bacteria nº 158.
– López, J. A. (2000). Oidio del manzano y de los frutales de hueso (Podosphaera leucotricha). En “Montesinos, E., Melgarejo, P., Cambra, M. A. y Pinochet, J. (edit.):
Enfermedades de los frutales de pepita y hueso”: 53-56. Sociedad Española de Fitopatología-Ed. Mundi-Prensa. 147 pp.
– Palazón, I., Palazón, C., Rodríguez, M.C. (1983). Primeras observaciones sobre el oidio
del manzano (Podosphaera leucotricha) (Ell. y Ev.) Salm. sobre manzano. Resúmenes de las Comunicaciones presentadas a la IV, V y VI Reuniones Anuales del
Grupo Especializado de Fitopatología Microbiana de la Sociedad Española de Microbiología: 61. Monografías INIA nº 48.
644
Polystigma fulvum Pers. ex DC. [Anamorfo:
Libertella fulva Thüm.]
Sinónimos: Del teleomorfo: P. ochraceum (Wahlenb.) Sacc.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: se produce durante el invierno en las hojas caídas: peritecios
con ascas clavadas que contienen 8 ascosporas. Ascosporas unicelulares, hialinas y de
10 x 6 μm. Anamorfo: estromas amarillos a pardos en ambos lados de la hoja, con los ostiolos de los picnidios en el envés. Conidias, hialinas y filiformes, de 25-30 x 1-1,5 μm.
Huéspedes: Almendro.
Sintomatología: Ocasiona manchas amarillas a pardas en las hojas de la planta infectada,
pudiendo causarle graves daños.
Referencias:
– Estaciones de Patología Vegetal. (1926). Trabajos de las Estaciones de Patología Vegetal. Publicación Estación Patología Vegetal 1: 107-113.
645
Polystigma rubrum (Pers.) DC. subsp. rubrum [Anamorfo: Polystigmina rubra (Desm.) Sacc.]
Quemado
Sinónimos: Del teleomorfo: Dothidea rubra (Pers.) Fr., Guignardia circumscissa (Sacc.)
Traverso, Polystigma rubrum (Pers.) DC., Sphaeria rubra (Pers.) Fr. Del anamorfo: Libertella rubra (Pers.) Bonord., Septoria rubra (Pers.) Desm.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: se produce durante el invierno en las hojas caídas. Peritecios
esféricos, con parafisos y con ascas clavadas, de ápice obtuso y un anillo apical, que
llevan 8 ascosporas unicelulares, de forma cilíndrica, hialinas, aseptadas y de 10,5-14 x
3,5-4,5 μm. Anamorfo: cuerpo estromático vivamente coloreado de rojo. Conidióforos
cortos se desarrollan sobre el estroma conidial y sobre ellos aparecen, de forma simpódica, conidias fusiformes, sigmoidales, hialinas, aseptadas, con la base truncada y de
22-42 x 0,5-0,75 μm.
Huéspedes: Ciruelo.
Sintomatología: Causa manchas rojas o quemado sobre las hojas del ciruelo. En ambos
lados de la hoja se forman estromas rojo brillante, formándose en el envés los ostiolos de
los picnidios. Causa defoliaciones prematuras y debilitamiento del árbol.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1995). Distribution of Polystigma rubrum (Pers. ex Fr.) Chev. CMI Map 148, 4th. Edition.
646
Pseudonectria rousseliana (Mont.) Wollenw [Anamorfo:
Volutella buxi (Corda) Berk]
Sinónimos: del teleomorfo: Hypomyces fulvus (fRB.) Sacc., Nectria rousselliana Mont.,
Nectriella rousselliana (Mont.) Sacc., Notarisiella rousselliana (Mont.) Sacc ex Clem. &
Shear, Sphaeria fulva Fr., Stigmatea rousselliana (Mont.) Fuckel.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: peritecios de color rojizo, solitarios o agrupados en las mismas
zonas ocupadas previamente por los esporodoquios. Anamorfo: los esporodoquios aparecen como masas rosáceas que se acumulan en el envés de las hojas.
Huéspedes: Boj (Buxus sempervirens).
Sintomatología: Manchas necróticas de color pardo sobre las hojas; se observa la formación de hojas instaladas de forma anómala en el ramillo; aparecen chancros como pequeñas zonas deprimidas en los tallos y ramillos. La corteza está oscurecida y se
desprende, el leño por debajo presenta una tonalidad parda o grisácea. El hongo provoca
la muerte de las hojas como consecuencia del anillamiento de los ramillos, y puede llegar a matar a la planta.
Referencias:
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi-Prensa, Madrid, 576 pp.
647
Pseudoperonospora cubensis (Berk. & Curt.) Rost.
Mildiu de las cucurbitáceas
Sinónimos: Peronoplasmopara cubensis (Berk. & Curt.) Clint., Peronospora cubensis
Berk. & Curt., Plasmopara cubensis (Berk. & Curt.) C. J. Humphrey.
Taxonomía: Reino Chromista, Filo Oomycota (División Eumycota, Subdivisión Mastigomycotina, Clase Oomycetes).
Descripción: Micelio hialino, no tabicado. Esporangióforos ramificados dicotómicamente en su tercio superior y en sus extremos se insertan los esporangios de forma individual. Esporangios de color gris violáceo, de forma ovoide a elipsoide, de 20-40 x
14-25 μm, de pared delgada y no papilados. Zoosporas biflageladas, de 10-13 μm de
diámetro. Oosporas globosas, de 22-42 μm de diámetro, de color amarillo claro o hialinas.
Huéspedes: Cucurbitáceas; en España, sobre todo, melón y pepino.
Sintomatología: En el haz de la hoja se forman zonas poligonales de color amarillo claro
que se corresponden con zonas de aspecto oleoso en el envés y color grisáceo o negro.
Con el tiempo se necrosan las áreas afectadas y se vuelven marrones desde el centro hacia
fuera, hasta secarse.
Referencias:
– García-Jiménez, J., Alba, V., Alfaro-García, A. (1978). Una enfermedad nueva en España: el mildiu de las cucurbitáceas. Anales I Jornadas de Investigación Hortícola.
Murcia: 241-248.
– García-Jiménez, J., Alfaro-García, A. (1994). Mildiu. Pseudoperonospora cubensis. En
“Díaz-Ruiz, J.R. y García-Jiménez, J. (edit.): Enfermedades de las cucurbitáceas en
España. Monografías de la SEF nº 1”: 62-65.
– Palti, J. (1975). Pseudoperonospora cubensis. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi
and Bacteria nº 457.
– Santiago Merino, R. (1999). Pseudoperonospora cubensis (Berk. & Curtis) Rostovsev.
Mildiu de las cucurbitáceas. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 137. MAPA. Madrid.
648
Pseudoperonospora humuli (Miyabe & Takahashi) G. Wilson
Mildiu
Sinónimos: Peronoplasmopara humuli Miyabe & Takahashi, Pseudoperonospora celtidis (Waite) Wilson var. humuli Davis, Plasmopara humuli (Miyabe & Takahashi) Sacc.,
Peronospora humuli (Miyabe & Takahashi) Skalicky.
Taxonomía: Reino Chromista, Filo Oomycota (División Eumycota, Subdivisión Mastigomycotina, Clase Oomycetes).
Descripción: Esporangióforos determinados con ramificación monopódica. Esporangios
de 22-30 x 16 μm, elipsoides y con papila apical. Oosporas esféricas, de 25-40 μm de diámetro, de pared lisa y color marrón claro.
Huéspedes: Lúpulo.
Sintomatología: Causa lesiones angulares en los foliolos, flores y conos. Si es sistémico
se encontrará en el tallo. En primavera se ven tallos enanizados con el envés cubierto de
masas oscuras, que constituyen el inóculo inicial de la enfermedad en la plantación.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute. (CMI). (1965). Distribution of Pseudoperonospora humuli GW. CMI Map 14, 3rd. edition.
– Francis, S. M. (1983). Pseudoperonospora humuli. CMI Descriptions of Pathogenic
Fungi and Bacteria nº 769.
649
Pseudopeziza medicaginis (Lib.) Sacc.
Viruela de las hojas de alfalfa
Sinónimos: Phacidium medicaginis Lib., Phyllachora medicaginis Sacc.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Discomycetes).
Descripción: Apotecios de 200-320 μm de diámetro, en un principio subepidérmicos y
luego erumpentes. Ascas en empalizada junto con parafisos, contienen ocho ascosporas
aseptadas, hialinas y ovoides que miden 8,7-9,5 μm de diámetro.
Huéspedes: Alfalfa.
Sintomatología: Produce lesiones circulares de color pardo sobre los foliolos, con un
halo de tono más claro. En el envés del foliolo, coincidiendo con el centro de las lesiones, se forman varios apotecios de pequeño tamaño.
Referencias:
– Benlloch, M. (1944). La viruela de las hojas de alfalfa, Pseudopeziza medicaginis. Boletín Patología Vegetal y Entomología Agrícola 13: 33-38.
– Booth, C., Waller, J. M. (1979). Pseudopeziza medicaginis. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria nº 637.
– Collar Urquijo, J. (1996). Pseudopeziza spp. Mancha común o viruela. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 66. MAPA.
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1969). Distribution of Pseudopeziza medicaginis (Lib.) Sacc. CMI Map 129, 3rd. Edition.
– Laboratorio de Criptogamia (1947). Informe del trabajo llevado a cabo por la Estación
de Fitopatología de La Coruña durante 1947. Publicación Estación Fitopatológica
Agrícola de La Coruña 39: 29-62.
650
Puccinia allii (DC.) Rudolph
Roya
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Urediniomycetes).
Descripción: Se trata de una roya autoica y macrocíclica. Forma uredios, con uredosporas de forma esférica a elíptica de 23-32 x 20-26 μm. Éstas tienen las paredes hialinas a
amarillentas, de superficie espinosa. Los telios, frecuentemente dispersos, tienen teliosporas de color castaño, de forma elíptica y uniseptadas, que miden 36-65 x 18-28 μm. Los
ecios son escasos y llevan eciosporas esféricas a elipsoidales de 16-28 μm de diámetro.
Huéspedes: Ajo, cebolla, puerro.
Sintomatología: Forma pústulas naranjas o parduzcas sobre las hojas y los tallos, de
forma circular o algo alargada, a lo largo de las venas. Posteriormente se forman telios
estromáticos negruzcos. Puede dar lugar a un manchado clorótico.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1963). Distribution of Puccinia allii
Rud. CMI Map 400, 1st. Edition.
– González Fragoso, R. (1924). Flora de la Península Ibérica. Uredinaceae. T I.– Género
Puccinia. Museo Nacional de Ciencias Naturales, Madrid.
– Mediavilla Molina, A., Angulo Romero, J., Rodero Franganillo, J.M., Domínguez Vilches, E., Galán Soldevilla, C., García Pantaleón, F.I. (1996). Fungal contamination
of potential medical interest in Spanish grain stores. Journal of Investigational Allergology and Clinical Immunology 6: 196-201.
651
Puccinia antirrhini Dietel & Holway
Roya
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Urediniomycetes).
Descripción: Roya autoica y macrocíclica. Los uredios, separados, circulares y de color
castaño, llevan uredosporas globosas, color castaño claro con 2-3 poros ecuatoriales en
la pared de 1,5-2,5 μm de espesor. Las teliosporas son oblongas, obtusas, redondeadas o
truncadas en la parte superior, ligeramente constreñidas en el septo y de color castaño; su
pedicelo es hialino y de igual o menor tamaño que la espora; miden 30-55 x 18-29 μm.
Se desconocen los picnidios y los ecios.
Huéspedes: Antirrhinum spp.
Sintomatología: El hongo ataca a todas las partes de la planta. Es más grave el ataque a
las cápsulas, destruyendo los ovarios y la producción de semilla. Puede matar al huésped.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1965). Distribution of Puccinia antirrhini Diet.& Holw. CMI Map 40, 4th. Edition.
– González Fragoso, R. (1924). Flora de la Península Ibérica. Uredinaceae. T I.– Género
Puccinia. Museo Nacional de Ciencias Naturales, Madrid.
652
Puccinia asparagi DC.
Roya
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Urediniomycetes).
Descripción: Es una roya autoica y macrocíclica. Los picnios son puntiformes y de color
marrón. Los ecios, que les siguen gregarios, llevan eciosporas globosas a ovales y de
pared hialina que miden 15-21 x 18-27 μm. Las uredosporas son globosas a elipsoidales,
de pared dorada y miden 19-30 x 18-25 μm. Las teliosporas son redondeadas en la parte
superior, constreñidas en el septo y de pared color castaño; miden 30-50 x 19-26 μm.
Huéspedes: Cebolla, espárrago.
Sintomatología: Causa lesiones ovales de color verde pálido hasta que se recubren por
el estado uredinial en tallos, brotes y hojas, como pústulas pequeñas de color rojo óxido.
Tras ellos se forman telios negros.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1996). Distribution of Puccinia asparagui DC. CMI Map 216, 4th. Edition.
– González Fragoso, R. (1924). Flora de la Península Ibérica. Uredinaceae. T I.– Género
Puccinia. Museo Nacional de Ciencias Naturales, Madrid.
653
Puccinia buxi DC.
Roya
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Urediniomycetes).
Descripción: Roya microcíclica autoica que sólo produce teliosoros. Éstos aparecen en
el envés foliar del boj, sin parafisos. Las teliosporas son bicelulares, pardas, lisas, oblongas, algunas algo mazudas y otras casi elipsoidales, con el ápice redondeado, con la pared
poco engrosada en el ápice. Miden 55-90 x 20-35 μm. El pedicelo es hialino, algo grueso
y largo, y puede llegar hasta los 160 μm.
Huéspedes: Afecta a todas las especies del género Buxus, principalmente a B. sempervirens L. (boj).
Sintomatología: Ataca a las hojas, en cuyo envés produce pústulas pardo-rojizas pulverulentas y redondas, mientras que en el haz se observan manchas de tonos rojizos con un
halo clorótico amarillento abombadas y sobresalientes por hipertrofia de los tejidos afectados. Cuando el ataque es grave, puede producir defoliaciones precoces por coalescencia de las manchas, con deformaciones, y seca total del limbo foliar; no se observan
pústulas en tallos.
Referencias:
– Collar Urquijo, J. (2002). Puccinia buxi DC. Roya. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 193. MAPA. Madrid.
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi-Prensa.
654
Puccinia carthami Corda.
Roya
Sinónimos: Bullaria carthami (Corda) Arthur & Mains, Puccinia calcitrapae var. centaureae (DC) Cummins, P. centaureae DC.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Urediniomycetes).
Descripción: Espermogonios anfígenos de 80-100 µm de diámetro, en grupos pequeños.
Ecios anfígenos, de color marrón castaño, de más de 0,4 mm, asociado a espermogonios.
Eciosporas similares a uredosporas. Uredosoros anfígenos, de color marrón. Uredosporas globosas, de 21-27 x 21-24 µm, de pared color marrón castaño claro y 1,5-2 µm de
espesor, con 2-3 (raramente 4) poros ecuatoriales. Teliosoros semejantes a uredosoros. Teliosporas bicelulares, elipsoides, de 36-44 x 24-30 µm, de color marrón castaño, con pedicelo.
Huéspedes: Cártamo (Carthamus tinctorius L.).
Sintomatología: La roya del cártamo se presenta en dos fases diferentes: la fase de plántula, que se inicia con la infección subterránea del hipocotilo por basidiosporas y termina
frecuentemente con la muerte de las plántulas; y la fase foliar, debida a infecciones aéreas por eciosporas y uredosporas que resultan en la formación de soros de color marrón
en las hojas de las plantas afectadas. Normalmente la gravedad de la enfermedad suele
ser baja.
Referencias:
– Melero, J.M., Gil, A., Risueño, J. (1984). Enfermedades del cártamo en Andalucía: importancia y etiología. Comunicaciones del III Congreso Nacional de Fitopatología:
11-14. Puerto de la Cruz, Tenerife.
– Punithalingam, E. (1968). Puccinia carthami. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi
and Bacteria nº 174.
655
Puccinia coronata Corda
Roya coronada
Sinónimos: Puccinia coronifera Kleb, Puccinia lolii Nielsen.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Urediniomycetes).
Descripción: Es una roya heteroica y macrocíclica que produce todos los tipos de esporas. Los ecios son cilíndricos o en forma de copa, blancuzcos y lanciniados. Las eciosporas, angulares-globoides y verrucosas, son hialinas y miden 18-25 x 14,5-19 μm. Los
uredios tienen forma oblonga y son de color amarillo claro. Las uredosporas son redondas a ovoides, amarillas, uniformemente equinuladas y miden 22-29 x 17-23 μm. Los telios, oblongos y de color amarillo a marrón anaranjado, llevan teliosporas bicelulares,
clavadas, de ápices aplastados con una corona de proyecciones digitadas; miden 38-70 x
13-23 (sin contar las proyecciones) y son hialinas a color castaño claro.
Huéspedes: Avena, Dactylis spp., Festuca spp., Lolium spp., Phleum spp.
Sintomatología: Aparecen pústulas pulverulentas de color anaranjado, principalmente en
las láminas foliares, aunque también pueden presentarse en las vainas y las flores. Los espermogonios y ecios se forman en Rhamnus cathartica y Frangula alnus.
Referencias:
– González Fragoso, R. (1924). Flora de la Península Ibérica. Uredinaceae. T I.– Género
Puccinia. Museo Nacional de Ciencias Naturales, Madrid.
– González-Fragoso, R. (1926). Las royas de los cereales. Publicación Estación Patología Vegetal 1: 41-48.
– Martínez, M., García-Baudin, J.M., Brañas, M. (1976). Búsqueda de resistencia a la
roya coronada en especies de la Avena sp. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias. Protección Vegetal 6: 11-15.
– Oliveira, J.A., Rottinghouse, G.E., Collar, J., Castro, P. (1997). Perennial ryegrass endophytes in Galicia, northwest Spain. Journal of Agricultural Science 129: 173-177.
– Salazar, J., Martínez, M., Martínez, M. (1973). Physiologic races of crown rust (Puccinia coronata CDA, f. sp. avenae Eriks.) detected in Spain during the period 196971. Cereal Rusts Bulletin 1: 19-20.
656
Puccinia graminis subsp. graminis Pers.
Roya negra
Sinónimos: Puccinia graminis var. tritici Eriks & Henn.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Urediniomycetes).
Descripción: Es una roya heteroica y macrocíclica en la que las pústulas de los uredios
y telios aparecen en el tallo, emergiendo a través de la epidermis desde el parénquima.
Uredosporas y teliosporas son de color canela al principio para ir adquiriendo color oscuro con el tiempo, más acusado en las teliosporas. Las urediosporas son de forma oval,
oblonga o elíptica, equinuladas y con un pequeño pedicelo; miden 25-30 x 17-20 μm.
Las teliosporas son bicelulares, oblongas o clavadas y algo redondeadas en el ápice;
miden 40-50 x 14-20 μm. Los ecios tienen color naranja brillante y se sitúan sobre el
agracejo. Las eciosporas son poliédricas, de 16-20 x 13-16 μm y están dispuestas en cadenas. Las formas especiales son el resultado de la especialización a nivel genérico.
Huéspedes: Aegylops, agracejo, avena, cebada, centeno, trigo.
Sintomatología: Afecta a todas las partes del huésped salvo las raíces y las semillas. Se
producen urediosporas de color canela a pardo oscuro en ambas caras de las hojas, especialmente en la inferior, pero son más frecuentes y evidentes en los tallos. También infecta a las inflorescencias, particularmente en trigo y centeno. Al madurar el huésped,
los uredinios pardo oscuros se transforman en telios negros, principalmente sobre los tallos. La parte sexual la desarrolla sobre el agracejo (Berberis) donde forma ecios de color
naranja brillante.
Referencias:
– González Fragoso, R. (1924). Flora de la Península Ibérica. Uredinaceae. T I.– Género
Puccinia. Museo Nacional de Ciencias Naturales, Madrid.
– González-Fragoso, R. (1926). Las royas de los cereales. Publicación Estación Patología Vegetal 1: 41-48.
– Laboratorio de Criptogamia. (1947). Informe del trabajo llevado a cabo por la Estación
de Fitopatología de La Coruña durante 1947. Publicación Estación Fitopatológica
Agrícola de La Coruña 39: 29-62.
– Losa España, D.M. (1942). Aportación al estudio de la flora micológica española. Anales del Jardín Botánico de Madrid 2: 87-142.
657
– Salazar, J., Brañas, M. (1973). Physiologic races of wheat black rust (Puccinia graminis Pers. var. tritici Eriks. et Henn.) detected in Spain in the years 1968-1971. Cereal Rusts Bulletin 1: 21-23.
– Sánchez-Monge, E., Salazar, J., Brañas, M., Sánchez-Monge, E. (1973). Cytoplasmic
influence in specific wheat stem rust resistance. Cereal Rusts Bulletin 1: 16-18.
– Unamuno, L.M. (1942). Contribución al estudio de los hongos microscópicos de la provincia de Cuenca. Anales del Jardín Botánico de Madrid 2: 7-86.
658
Puccinia hordei Otth
Roya parda de la cebada
Sinónimos: Puccinia simplex Eriksson; P. anomala Rostrup.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Urediniomycetes).
Descripción: Es una roya macrocíclica y heteroica. Tiene espermogonios muy numerosos, de esféricos a elipsoidales, que primero son de color pardo para luego ser negros. Los
ecios son cupulados, amarillos y se agrupan en torno a los picnidios; las eciosporas son hialinas, verrucosas y miden 25-29,5 x 21-24,5 μm. Los uredinios son diminutos, de color
amarillo brillante a canela; las urediniosporas están equinuladas, son de color amarillo
claro a marrón amarillento y miden 23-30 x 18-25 μm. Los telios, de color marrón anaranjado, se forman sobre los tallos y son de forma oblonga, quedando cubiertos por la epidermis; las teliosporas son bicelulares, clavadas, elipsoides o irregulares, ligeramente
constreñidas en el septo, de color marrón amarillento y miden 33-62 x 16,5-27 μm. Los
picnidios y ecios aparecen sobre Ornithogalum y los uredinios y telios sobre Hordeum.
Huéspedes: Cebada.
Sintomatología: Comienza como pequeñas pústulas redondas de color amarillo o pardo
claro, oscureciéndose con el tiempo. En muchas ocasiones, se forma un halo clorótico y
la hoja sufre un amarilleo generalizado. En general se limita a la lámina y vaina foliar,
pero al final del desarrollo invade toda la planta.
Referencias:
– González Fragoso, R. (1924). Flora de la Península Ibérica. Uredinaceae. T I.– Género
Puccinia. Museo Nacional de Ciencias Naturales, Madrid.
– González Fragoso, R. (1926). Las royas de los cereales. Publicación Estación Patología Vegetal 1: 41-48.
– Marín, J.P., Segarra, J., Almacellas, J. (1992). Enfermedades de los cereales en Cataluña en 1988-90. Investigación Agraria, Producción y Protección Vegetales 7:
261-275.
– Segarra, J., Marín, J.P., Almacellas, J. (1993). Micosis de la cebada en Cataluña durante el periodo 1988-90. Investigación Agraria, Producción y Protección Vegetales
8: 457-467.
659
Puccinia menthae Pers.
Roya de la menta
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Urediniomycetes).
Descripción: Es una roya autoica y macrocíclica. Las eciosporas son esféricas, de pared
hialina y color amarillo pálido; miden 18-28 μm de diámetro. Las urediosporas son elipsoidales de pared pálida y miden 22-26 x 18-22 μm. Las teliosporas son elipsoidales, obtusas en la parte superior, constreñidas en el septo y con la pared de color pardo claro;
miden 22-30 x 17-24 μm.
Huéspedes: Menta.
Sintomatología: Los rizomas invernantes se infectan dando lugar a brotes pálidos e hinchados. En las hojas se forman ecios a través de los cuales se extiende.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1969). Distribution of Puccinia menthae Pers. CMI Map 211, 4th. Edition.
– Gjaerum, H.B., Sunding, P. (1986). Flora of Macronesia: Checklist of rust fungi (Uredinales). Sommerfeltia 4: 42 pp.
– González Fragoso, R. (1924). Flora de la Península Ibérica. Uredinaceae. T I.– Género
Puccinia. Museo Nacional de Ciencias Naturales, Madrid.
– Unamuno, L.M. (1941). Notas micológicas XIV. Contribución al estudio de los Uredinales y Ustilaginales de la flora española. Boletín Sociedad Española de Historia
Natural 38: 19-36.
660
Puccinia pelargonii-zonalis Doidge
Roya
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Urediniomycetes).
Descripción: Roya autoica y macrocíclica. Los uredios, de color canela oscuro y pulverulento, forman círculos concéntricos irregulares. Las uredosporas, ovadas, amarillas
o marrones, con dos poros ecuatoriales, miden 21-28,5 x 19-21,5 μm. Las teliosporas,
comparativamente a las urediosporas son escasas, elipsoides, de color marrón pálido y
de 36-50 x 16-23,5 μm; son además bicelulares, redondeadas en el ápice y algo agudas
en la base, donde son pediceladas.
Huéspedes: Pelargonium spp.
Sintomatología: Causa manchas cloróticas en ambas superficies foliares. Los uredinios
aparecen en el envés como anillos concéntricos pardo rojizos. Las hojas infectadas caen
con rapidez y el hongo se extiende por las urediosporas.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1991). Distribution of Puccinia pelargonii-zonalis Doidge. CMI Map 412, 4th. Edition.
661
Puccinia porri (Sow.) Winter
Roya del puerro
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Urediniomycetes).
Descripción: Es una roya autoica y macrocíclica. Forma uredios, con uredosporas de
forma elíptica de 22-32 x 20-25 μm; éstas tienen las paredes hialinas a amarillentas y
de superficie equinulada. Los telios, que permanecen recubiertos por la epidermis, llevan teliosporas de color marrón claro, forma elíptica y uniseptadas, que miden 35-65
x 16-28 μm. Los ecios, escasos en la naturaleza, son de color amarillento y están reunidos en grupos; llevan eciosporas esféricas a elipsoidales de 15-25 μm de diámetro.
Es una especie muy parecida a Puccinia allii.
Huéspedes: Puerro.
Sintomatología: Los ecios se presentan en primavera sobre las hojas, en grupos de color
amarillento. Los uredios forman pústulas naranjas a pardas sobre la superficie de la hoja.
Los telios, cubiertos por la epidermis de la hoja, dan lugar a las típicas pústulas negruzcas. Se produce también un manchado clorótico de las hojas que puede llevar a su muerte.
Referencias:
– González Fragoso, R. (1924). Flora de la Península Ibérica. Uredinaceae. T I.– Género
Puccinia. Museo Nacional de Ciencias Naturales, Madrid.
– Losa España, D.M. (1942). Aportación al estudio de la flora micológica española. Anales del Jardín Botánico de Madrid 2: 87-142.
662
Puccinia recondita Roberge
Roya parda o roya de las hojas de los cereales
Sinónimos: Puccinia triticina Eriksson, P. dispersa Eriksson; P. rubigo-vera Winter.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Urediniomycetes).
Descripción: Es una roya macrocíclica heteroica con espermogonios, principalmente epifilos, repartidos en grupos pequeños y ecios hipofilos agrupados, cupulados, raramente cilíndricos, amarillos, con eciosporas globoides y elipsoides de 13-26 x 19-29 μm, de pared
incolora y finamente verrucosa. Los uredinios son principalmente epifilos, dispersos, redondos a oblongos, de 1 x 1-2 mm, color pardo canela, con urediniosporas globoides más
o menos elipsoidales, de 13-24 x 16-34 μm y pared canela claro a amarilla, de 1-2 μm de
espesor, equinulada, con 4-8 poros dispersos y definidos. Los telios son hipofilos, pequeños, oblongos, negros y cubiertos por la epidermis durante largo tiempo; tienen parafisos en capas delgadas que rodean o dividen a los soros. Las teliosporas son bi-,
ocasionalmente uni– o tricelulares, oblongas a clavadas, de 13-24 x 36-65 μm, redondeadas, truncadas o apuntadas oblicuamente en el ápice, ligeramente constreñidas y con la
pared gruesa.
Huéspedes: Bromus spp., cebada, centeno, Hordeum chilense, trigo, Tritordeum.
Sintomatología: Aparecen pústulas anaranjadas en los haces de las hojas, que se van oscureciendo con el tiempo. En torno a los puntos primarios de infección aparecen anillos
de uredinios y posteriormente telios negros. Estos se desarrollan normalmente en filas
sobre las vainas foliares.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1967). Distribution of Puccinia recondita Robex Desm. CMI Map 226, 2nd. Edition.
– González Fragoso, R. (1924). Flora de la Península Ibérica. Uredinaceae. T I.– Género
Puccinia. Museo Nacional de Ciencias Naturales, Madrid. 416 pp.
– González Fragoso, R. (1926). Las royas de los cereales. Publicación Estación Patología Vegetal 1: 41-48.
– Marín, J.P., Segarra, J., Almacellas, J. (1992). Enfermedades de los cereales en Cataluña en 1988-90. Investigación Agraria, Producción y Protección Vegetales 7:
261-275.
663
– Royo, C. (1982). Determinación de la herencia de la resistencia a roya de la hoja (Puccinia recondita Rob. ex Desm. f.sp. tritici Erikss. & Henn.) en dos líneas de trigo
duro (Triticum turgidum L. var. durum). Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias, Agrícola 21: 109-125.
– Salazar, J., Brañas, M. (1973). Physiologic races of Puccinia recondita f. sp. tritici detected in Spain, years 1968-71. Cereal Rusts Bulletin 1: 28-29.
664
Puccinia sorghi Schwein
Roya
Sinónimos: Puccinia graminis Pers.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Urediniomycetes).
Descripción: Es una roya heteroica y macrocíclica. Los espermogonios se agrupan en
áreas de 0,5 mm en la superficie de la hoja. Los ecios, que aparecen únicamente en la parte
inferior de la hoja, llevan eciosporas esféricas a elipsoidales, hialinas y de 15-24 μm de
diámetro. Los uredios se forman en ambos lados de la hoja. Las urediosporas son esféricas a elipsoidales, de color ámbar y de 24-29 x 22-29 μm. Los telios, también en ambos
lados de la hoja, son de color negro. Las teliosporas son elipsoides o cilíndricas, de color
pardo claro y miden 35-50 x 16-23 μm. Forma espermogonios y ecios sobre Oxalis y
uredinios y telios sobre maíz. Existen distintos patotipos según su acción sobre las distintas líneas de maíz.
Huéspedes: Maíz, Oxalis spp.
Sintomatología: Las superficies foliares aparecen cubiertas por pústulas de color dorado
a pardo rojizo. Son los uredinios, que también pueden cubrir la mazorca y las brácteas florales. Las pústulas se abren, liberando las urediniosporas amarillentas. Los telios aparecen como manchas negras bajo la epidermis. Secan las hojas y pueden impedir la
formación de la mazorca.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1969). Distribution of Puccinia sorghi
Schw. CMI Map 279, 3rd. Edition.
– González Fragoso, R. (1924). Flora de la Península Ibérica. Uredinaceae. T I.– Género
Puccinia. Museo Nacional de Ciencias Naturales, Madrid.
– Losa España, D.M. (1942). Aportación al estudio de la flora micológica española. Anales del Jardín Botánico de Madrid 2: 87-142.
665
Puccinia striiformis Westend.
Roya amarilla
Sinónimos: Puccinia glumarum Eriks & Henn.; P. tritici Orsted.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Urediniomycetes).
Descripción: Es una roya autoica y macrocíclica. Los uredios anfígenos forman líneas
amarillas en las áreas infectadas de hasta 70 mm. Las urediosporas son de forma globosa
a elipsoide, con el interior color naranja y la pared hialina; miden 25-30 x 12-24 μm. Los
telios hipofilos se agrupan en líneas y tienen 8-10 poros esparcidos indistintamente. Las
teliosporas son de forma cónica truncada, con la pared de color marrón, pedicelo corto y
ligeramente coloreado; miden 30-70 x 16-24 μm.
Huéspedes: Cebada, centeno, triticale, trigo, gramíneas pratenses.
Sintomatología: En las hojas jóvenes da lugar a manchas grandes, mientras que en las
adultas forma un línea amarilla longitudinal entre las venas. Aparece fundamentalmente
en las hojas (ambas superficies), pero puede afectar en ocasiones al pedúnculo y al resto
de las partes aéreas.
Referencias:
– Benlloch, M. (1949). Observaciones fitopatológicas en 1948. Boletín Patología Vegetal y Entomología Agrícola 16: 203-242.
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1971). Distribution of Puccinia striiformis Westend. CMI Map 97, 3rd. Edition.
– González Fragoso, R. (1924). Flora de la Península Ibérica. Uredinaceae. T I.– Género
Puccinia. Museo Nacional de Ciencias Naturales, Madrid.
– Nagarajan, S., Kranz, J., Saari, E., Seiboldt, G., Stubbs, R.W., Zadoks, J.C. (1984). An
analysis of the 1978 epidemic of yellow rust on wheat in Andalucía, Spain. Zeitschrift-fur-Pflanzenkrankheiten-und-Pflanzenschutz 91: 159-170.
666
Pyrenochaeta lycopersici Schneider & Gerlach
Acorchamiento de raíces
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: Ataca a las raíces, en las cuales no fructifica. El aislamiento en medio de
cultivo agar patata dextrosa por las técnicas habituales sólo produce un micelio estéril, al
que se puede inducir la esporulación mediante la técnica de Clerjeau, consistente en depositar trozos de micelio del hongo sobre raicillas de plántulas de tomate recién germinadas. Tras dos semanas bajo luz fluorescente se pueden apreciar los picnidios, con setas
pequeñas alrededor del ostiolo papilado. Las esporas que salen de los picnidios son de pequeño tamaño (4,5-8 x 1,5-2 µm), unicelulares, hialinas, elípticas y bigutuladas.
Huéspedes: Tomate, principalmente. También se ha citado sobre lechuga, pimiento, berenjena, tabaco, melón y fresa.
Sintomatología: Inicialmente se observa un amarilleo progresivo de la planta, sin que se
aprecien daños en la parte aérea ni en el sistema vascular. Las plantas tienden a deprimirse
en horas de máximo calor, como si les faltara agua. Posteriormente, cuando las raíces de
las plantas afectadas son arrancadas, muestran color marrón y arrugamientos longitudinales que les confiere un aspecto como de "corcho".
Referencias:
– Berra Lertxundi, D. (1999). Pyrenochaeta lycopersici Schneider y Gerlach. Acorchamiento de raíces. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los
vegetales. Ficha 138. MAPA. Madrid.
– Clerjeau, M. (1973). Méthode rapide de contamination des jeunes plantules de tomate par Pyrenochaeta lycopersici Schneider & Gerlach. Ann. Phytopathol. 5
(2): 143-150.
– Punithalingam, E., Holiday, P. (1973). Pyrenochaeta lycopersici. CMI Descriptions of
Pathogenic Fungi and Bacteria, nº 398.
667
Pyrenochaeta terrestris (Hansen) Gorenz, Walter & Larson
Enfermedad de las raíces rosas
Sinónimos: Phoma terrestris Hansen.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: Presencia de picnidios con setas de 60-180 µm alrededor del ostiolo; picnidios de forma variable, a veces con más de un ostiolo. Las conidias que salen de los picnidios son de pequeño tamaño, unicelulares, hialinas, elípticas y bigutuladas, de 4-7 x
1,5-2 µm.
Huéspedes: Parasita raíces de numerosas especies del género Allium, como ajo, cebolla
y puerro; además coloniza raíces de numerosas plantas, como maíz, tomate, soja, cereales, cucurbitáceas, etc., como saprofito o patógeno de debilidad.
Sintomatología: Las plantas afectadas presentan reducción del crecimiento a causa de la
muerte progresiva de las raíces parasitadas; éstas adquieren un color rosa-rojizo debido
a que el hongo segrega pigmentos rojizos. Esta coloración de las raíces es un buen síntoma indicativo de la presencia de la enfermedad.
Referencias:
– Berra Lertxundi, D. (2002). Pyrenochaeta terrestris (Hansen) Gorenz et al. Enfermedad de las raíces rosas. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos
de los vegetales. Ficha 196. MAPA. Madrid.
– Punithalingam, E., Holiday, P. (1973). Pyrenochaeta terrestris. CMI Descriptions of
Pathogenic Fungi and Bacteria, nº 397.
668
Pyrenophora avenae Ito & Kuribayashi apud Ito
[Anamorfo: Drechslera avenae (Eidam) Scharif.]
Sinónimos: Del anamorfo: Helminthosporium avenae Eidam.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Conidióforos solitarios o en grupos de 2-4, más o menos cilíndricos, rectos o flexuosos, a menudo geniculados, de color marrón, lisos, de más de 350 μm de longitud y 8-11 μm de anchura. Conidias solitarias, ocasionalmente en cadenas, rectas,
cilíndricas, de color pálido amarillento a marrón verdoso, lisas, con 1-9 pseudoseptos,
de 30-170 x 11-22 μm.
Huéspedes: Avena.
Sintomatología: Manchas en hojas y marchitez de plántulas.
Referencias:
– Ellis, M. B., Waller, J. M. (1973). Pyrenophora avenae. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria Nº 389.
– Marín Sánchez, J. P., Jiménez Díaz, R. (1983). Nota sobre hongos fitopatógenos que
afectan a cultivos de cereales en Andalucía occidental. Jornadas sobre Patología Vegetal. Resúmenes de las Comunicaciones presentadas a la IV, V y VI Reuniones
Anuales del Grupo Especializado de Fitopatología Microbiana de la Sociedad Española de Microbiología: 66-68. Monografías INIA nº 48.
669
Pyrenophora teres Drechsler
[Anamorfo: Drechslera teres (Sacc.) Shoem]
Seca reticulada de la cebada
Sinónimos: Del anamorfo: Helminthosporium hordei Eidam, H. teres Sacc.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Teleomorfo: pseudotecios, al principio subepidérmicos y luego erumpentes, semiglobosos al principio y con forma de botella en la madurez, con uno o más picos
ostiolares cortos. Ascas de 430-460 x 200-300 μm, hialinas, aclavadas o cilíndricas, con
ápices redondeados, contienen de 2-8, normalmente 8 ascosporas. Ascosporas elipsoidales u ovales, amarillentas, con tres a cinco septos transversales y uno longitudinal, que
siempre aparece en una de las células centrales, con constricciones en los septos. Anamorfo: conidióforos de color pardo claro, aislados o en grupos de 2 ó 3. conidias producidas en los extremos de proliferaciones laterales sucesivas de los conidióforos; miden
10-25 x 40-160 μm y son cilíndricas, de extremos redondeados, con la célula basal a menudo dilatada, subhialinas a pajizas, lisas y con 2-7 septos transversales. También produce
en la naturaleza, sobre hojas y paja, o en cultivo, picnidios de 60-170 μm, globosos con
ostiolo corto que producen conidias hialinas, no septadas, elipsoidales o esféricas y en la
madurez se exudan en una matriz mucilaginosa que aparece como una pequeña gota
blanca o gris en el extremo del picnidio.
Huéspedes: Cebada.
Sintomatología: Tiene dos formas de presentarse. La forma causante de la retícula comienza causando estrías necróticas longitudinales y transversales oscuras. Los tejidos
adyacentes sufren clorosis. La forma causante de manchas causa lesiones elípticas sobre
las hojas y vainas, de color pardo oscuro, rodeada de una zona clorótica que llega a marchitar toda la hoja. Sobre el grano se forma una coloración indefinida difícil de distinguir
de otros patógenos.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1968). Distribution of Pyrenophora teres
Dreschl. CMI Map 364, 2nd. Edition.
– Ellis, M. B., Waller, J. M. (1973). Pyrenophora teres. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria nº 390.
670
– Marín, J.P. (1985). Micosis del trigo en Andalucía Occidental. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias, Agrícola 7: 382-386.
– Marín, J.P., Segarra, J., Almacellas, J. (1992). Enfermedades de los cereales en Cataluña en 1988-90. Investigación Agraria, Producción y Protección Vegetales 7:
261-275.
– Santiago-Merino, R. (1999). Pyrenophora teres Drechsler. Helmintosporiosis. Fichas
de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 139.
MAPA.
– Segarra, J., Marín, J.P., Almacellas, J. (1993). Micosis de la cebada en Cataluña durante el periodo 1988-90. Investigación Agraria, Producción y Protección Vegetales
8: 457-467.
671
Pyrenophora tritici-repentis (Died.) Drechsler
[Anamorfo: Drechslera tritici-repentis (Died.) Shoem.]
Sinónimos: Del teleomorfo: P. sarcocystis (Berk & M. A. Curtis) Ravenel, P. trichostoma (Fr.) Fuckel. Del anamorfo: D. tritici-vulgaris Nisikado, Helminthosporium triticirepentis Diedicke, H. tritici-vulgaris Nisikado.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Teleomorfo: pseudotecios globosos, inmersos al principio y luego erumpentes, de color marrón negruzco. Ascas fusiformes, redondeadas en el ápice y pediceladas en la base, conteniendo ocho ascosporas. Ascosporas ovoides, pluriseptadas y de
color marrón. Anamorfo: conidióforos de color marrón, superficie lisa y de una longitud
media de 250 μm, rectos o flexuosos, algunas veces doblados, cilíndricos y, normalmente,
hinchados en la base, que emergen por los estomas o entre las células epidérmicas. Conidias de 80-250 x 14-20 μm, solitarias, rectas o ligeramente curvadas, cilíndricas, redondeadas en el ápice, con 5-7 pseudoseptos en los que se producen constricciones en la
madurez.
Huéspedes: Trigo, gramíneas pratenses.
Sintomatología: Causa lesiones foliares de color amarillo, principalmente en trigo. Se
transmite por semilla y por medio de los rastrojos que permanecen en el suelo, siendo más
frecuente, por tanto, cuando se usan técnicas de laboreo mínimo.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1992). Distribution of Pyrenophora tritici-repentis (Died.) Drechsler. CMI Map 639, 1st edition.
– Ellis, M. B., Waller, J. M. (1976). Pyrenophora tritici-repentis. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria nº 494.
– Marín, J.P. (1985). Micosis del trigo en Andalucía Occidental. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias, Agrícola 7: 382-386.
– Montes, F., Páez, J. I., Vega, J. M., Duhart (1999). Pyrenophora tritici-repentis (Died.)
Drechsler. Mancha amarilla del trigo. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 140. MAPA.
672
Pythium aphanidermatum (Edson) Fitzp.
Caída de plántulas y necrosis radicular
Sinónimos: Rheosporangium aphanidermatum Edson. Nematosporangium aphanidermatum (Edson) Fitzp.
Taxonomía: Reino Chromista Filo Oomycota (División Eumycota, Subdivisión Mastigomycotina, Clase Oomycetes).
Descripción: Los esporangios, que parecen hifas hinchadas y ramificadas de tamaño
variable, descargan sus contenidos en unas vesículas esféricas en las que maduran las zoosporas antes de su dispersión en el agua. Oogonios de 19-29 µm, terminales, globosos,
lisos y abundantes en el cultivo. Anteridios normalmente intercalares, a veces terminales, en forma de saco, paraginos. Oosporas apleróticas lisas, de unos 17,5 µm de diámetro
Huéspedes: Amplio rango de huéspedes: flor de Pascua, maíz, tabaco, etc.; sin embargo,
algunos cultivos son más susceptibles, especialmente en estado de plántula, por ejemplo
remolacha, melón, judía, etc.
Sintomatología: En semilleros se pueden apreciar numerosas marras por muerte de plántulas en preemergencia; tras la emergencia, podredumbres húmedas que provocan la caída
de plántulas. En plantas adultas se aprecian retrasos en el crecimiento con marchitez progresiva y enrollamiento de hojas hacia el haz, defoliación y muerte rápida de la planta.
En raíz, pardeamiento generalizado y destrucción de la corteza.
Referencias:
– Santiago Merino, R. (1996). Pythium aphanidermatum (Edson) Fitzp. Caída de plántulas y necrosis radicular. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 67. MAPA. Madrid.
– Waterhouse, G.M., Waterston, J. M. (1964). Pythium aphanidermatum. CMI. Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria, nº 36.
673
Pythium intermedium de Bary
Sinónimos: Artrotogus intermedius (de Bary) Atkinson.
Taxonomía: Reino Chromista, Filo Oomycota (División Eumycota, Subdivisión Mastigomycotina, Clase Oomycetes).
Descripción: Heterotálico. Oogonios intercalares o terminales, de 18-27 μm de diámetro, de pared delgada y lisa. Anteridios diclinos. Oosporas de 13-22 μm de diámetro, con
paredes de 1-2 μm de espesor; a veces dos oosporas por oogonio. Hifas de más de 7 μm
de anchura. No produce esporangios ni zoosporas. Hinchamientos hifales abundantes, de
unas 25 μm o más, terminales y, a veces, también intercalares, a menudo formando cadenas densas y regulares, formados en sucesión basipétala en los ápices hifales.
Huéspedes: Cupressus arizonica L.
Sintomatología: Provoca una mortalidad cifrada entre 70 y 90% en postemergencia de
plántulas de esta especie.
Referencias:
– Tello, M.L., Mateo-Sagasta, E. (1983). Tres especies de Pythium patógenas en nascencia de Cupressus arizonica L. ornamental. Resúmenes de las Comunicaciones presentadas a la IV, V y VI Reuniones Anuales del Grupo Especializado de
Fitopatología Microbiana de la Sociedad Española de Microbiología: 56. Monografías INIA nº 48.
– Van der Plaats-Niterink, A. J. (1981). Monograph of the genus Pythium. Studies in
Mycology 21. CBS. 242 pp.
674
Pythium irregulare Buis
Sinónimos: Pythium dactyliferum Drechs. apud Rands, Pythium fabae G. Cheney,
Pythium polymorphon Sideris.
Taxonomía: Reino Chromista, Filo Oomycota (División Eumycota, Subdivisión Mastigomycotina, Clase Oomycetes).
Descripción: Oogonios globosos a limoniformes de 15-25 μm de diámetro, generalmente intercalares, lisos. Anteridios monoclinos, 1-2 por oogonio. Oosporas apleróticas,
de 14-25 μm de diámetro, con paredes de 1-1,5 μm de espesor. Esporangios globosos,
terminales o intercalares, de 10-20 μm de diámetro. Hinchamientos hifales terminales e
intercalares, de forma variable y de más de 25 μm de diámetro.
Huéspedes: Olivo.
Sintomatología: Necrosis de raicillas en plantas jóvenes que causan mortalidad en viveros.
Referencias:
– Sánchez, J., Sánchez-Cara, J., Gallego, E. (2000). Suitability of ten plant baits for the
rapid detection of pathogenic Pythium species in hydroponic crops. European Journal of Plant Pathology 106: 209-214.
– Sánchez-Hernández, M. E., Ruiz-Dávila, A., Trapero-Casas, A. (1997). First report of
Phytophtora megasperma and Pythium irregulare as olive tree root pathogens. Plant
Disease 81: 1216.
– Van der Plaats-Niterink, A. J. (1981). Monograph of the genus Pythium. Studies in
Mycology 21. CBS. 242 pp.
675
Pythium paroecandrum Dreschler
Taxonomía: Reino Chromista, Filo Oomycota (División Eumycota, Subdivisión Mastigomycotina, Clase Oomycetes).
Descripción: Oogonios generalmente intercalares, subglobosos, de 14-27 μm, a menudo
en cadenas. Anteridios en número de 1-2 por oogonio, monoclinos o diclinos. Oosporas
apleróticas, de 13-23 μm de diámetro, de pared lisa y de 1-1,5 μm de grosor. Esporangios
subglobosos o elipsoides, intercalares o terminales, de 12-33 μm de diámetro.
Huéspedes: Cupressus arizonica L.
Sintomatología: Provoca una mortalidad cifrada entre 70 y 90% en postemergencia de
plántulas de esta especie.
Referencias:
– Tello, M.L., Mateo-Sagasta, E. (1983). Tres especies de Pythium patógenas en nascencia de Cupressus arizonica L. ornamental. Resúmenes de las Comunicaciones presentadas a la IV, V y VI Reuniones Anuales del Grupo Especializado de
Fitopatología Microbiana de la Sociedad Española de Microbiología: 56. Monografías INIA nº 48.
– Van der Plaats-Niterink, A. J. (1981). Monograph of the genus Pythium. Studies in
Mycology 21. CBS. 242 pp.
676
Pythium ultimum Trow
Taxonomía: Reino Chromista, Filo Oomycota (División Eumycota, Subdivisión Mastigomycotina, Clase Oomycetes).
Descripción: Van der Plaats-Niterink (1981) distingue dos variedades dentro de esta especie: P. ultimum Trow var. ultimum y P. ultimum var. sporangiiferum Drechsler. Atendiendo a este autor, las descripciones de estas dos variedades son las siguientes:–P.
ultimum var. ultimum. No suele formar esporangios. Hinchamientos hifales globosos, de
20-29 μm de diámetro, intercalares y, a veces, terminales. Oogonios terminales, a veces
intercalares, globosos, de 14-25 μm de diámetro, de pared lisa. Anteridios en forma de
saco, en número de 1-3 por oogonio. Oosporas apleróticas, globosas, de 12-21 μm de
diámetro.–P.ultimum var. sporangiiferum. Los esporangios se producen fácilmente; son
subglobosos, intercalares y terminales, de 23-32 μm de diámetro, con uno o a veces dos
tubos de descarga. Las zoosporas se liberan fácilmente a 20ºC. Oogonios globosos, de
15-26 μm de diámetro, lisos, generalmente terminales. Anteridios y oosporas como en la
var. ultimum.
Huéspedes: Algodón, garbanzo, pepino, remolacha, tabaco.
Sintomatología: Si el ataque es en preemergencia se produce la muerte de la plántula. En
postemergencia se produce el colapso de la plántula por ataque al cuello. Las plántulas
infectadas suelen presentar lesiones húmedas e hidróticas. Puede causar necrosis en las
raíces produciendo retrasos en el crecimiento y disminución de la producción.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute. (CMI). (1972). Distribution of Pythium debaryanum Hesse. CMI Map 208, 3rd. edition.
– Izquierdo-Tamayo, A., Durán-Grande, M. (1969). Enfermedades y plagas del tabaco en
España. Boletín Patología Vegetal y Entomología Agrícola 30: 155-214
– Melero-Vara, J.M., Jiménez-Díaz, R.M. (1990). Etiology, incidence, and distribution of
cotton seedling damping-off in Southern Spain. Plant Disease 74: 597-600.
– Trapero-Casas, A., Kaiser, W.J., Ingram, D.M. (1990). Control of Pythium seed rot and
preemergence damping-off of chickpea in the U.S. Pacific Northwest and Spain.
Plant Disease 74: 563-569.
– Van der Plaats-Niterink, A.J. (1981). Monograph of the genus Pythium. Studies in
Mycology 21. CBS. 242 pp.
677
Ramularia cynarae Sacc.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Los conidióforos, erumpentes a través de la apertura estromática, son hialinos y poco ramificados. Las conidias, acrógenas, están dispuestas en cadena, tienen
forma oval-alargada con los extremos redondeados, son uni o biseptadas y miden 20-25
x 3-4 μm.
Huéspedes: Alcachofa.
Sintomatología: Causa manchas de color gris ceniza en el envés de las hojas y marrón
en el haz. Las lesiones acaban siendo necróticas. No produce daños de consideración.
Referencias:
– Unamuno, L.M. (1942). Contribución al estudio de los hongos microscópicos de la provincia de Cuenca. Anales del Jardín Botánico de Madrid 2: 7-86.
678
Ramularia vallisumbrosae Cavara
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina. Clase Hyphomycetes).
Descripción: Forma tres tipos de esporas: a) conidias sobre las hojas como masas pulverulentas blancas, 1-3 septadas de 14-44 x 4 μm; b) picnidios esféricos de 55-75 μm de
diámetro que contienen esporas unicelulares de 3 x 1 μm y c) esporas 3-7 septadas, de
40-85 x 2,5-3,5 μm, que se forman en cuerpos esclerociales de 75-150 μm de diámetro.
Huéspedes: Chrysantemum spp., Geranium spp., Hyacintus spp., Narcissus spp., Tulipa spp.
Sintomatología: Causa estrías de color verde grisáceo o amarillentas en los tallos y hojas.
Con el tiempo las lesiones se van oscureciendo. En condiciones de humedad se forma una
masa de esporas blanca.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1971). Distribution of Ramularia vallisumbrosae Cav. CMI Map 228, 2nd. Edition.
– Rivero, J.M. del (1969). Enfermedades criptogámicas en flores y ornamentales. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias 18: 169-190.
679
Rhabdocline pseudotsugae Sydow
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Discomycetes).
Descripción: Apotecios embebidos en manchas marrones de las acículas, apareciendo
principalmente en su cara adaxial, redondeados o elípticos, de unas 1000 μm de longitud.
Ascas unitunicadas, aclavadas, de 110 x 16-22 μm, que contienen ocho ascosporas alineadas en dos series. Ascosporas al principio elípticas, hialinas, aseptadas, que posteriormente presentan un tabique, toman forma asimétrica a oval, con la célula apical de
color marrón a marrón oscuro y célula basal hialina o de un marrón muy claro, de 13-19
x 5-8 μm, rodeadas de una cubierta gelatinosa.
Huéspedes: Abeto Douglas (Pseudotsuga menziesii).
Sintomatología: Inicialmente aparecen pequeños moteados cloróticos en las hojas; posteriormente las acículas adquieren una tonalidad pardo-rojiza y con infecciones graves el
árbol aparece con gran parte de la copa seca. El hongo fructifica sobre las acículas parcialmente verdes y por ambas caras. Después de la nueva brotación se produce la caída
de las acículas infectadas de los años anteriores, por lo que, con infecciones graves, las
copas sólo presentan las acículas del año en curso.
Referencias:
– Millar, C. S. and Minter, D. W. (1980). Rhabdocline pseudotsugae ssp. pseudotsugae.
CMI Description of Pathogenic Fungi and Bacteria Nº 651.
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi-Prensa, Madrid, 576 pp.
680
Rhizopus oryzae Went & Prinsen Geerligs
Podredumbre blanda o cocido de la remolacha azucarera
Sinónimos: Un total de 63 sinónimos, pertenecientes a los géneros Mucor y Rhizopus.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Zygomycota (División Eumycota, Subdivisión Zygomycotina, Clase Zygomycetes).
Descripción: Colonias de crecimiento muy rápido, marrón grisáceas pálidas. Estolones
hialinos, de 15-25 μm de ancho, con rizoides en los extremos de 4-6 brazos, de
150-250 μm de largo y 1-5 esporangióforos; otros esporangióforos salen directamente de
los estolones o de las hifas aéreas. Esporangióforos de 1-2,5 mm de longitud, 14-24 μm de anchura, marrón amarillentos a marrón oscuro. Esporangios de 50-300 μm de diámetro, gris marrones a negros. Columelas más o menos globosas, colapsándose pronto una vez se han
liberado las esporangiosporas. Éstas son bicónicas a subglobosas, de 5-8 μm de longitud.
Clamidosporas presentes, saliendo de forma aislada o en cadenas cortas, globosas a ovales, de paredes finas, hialinas, de 10-35 μm.
Huéspedes: Remolacha azucarera.
Sintomatología: Esta enfermedad se caracteriza por la aparición en la raíz principal, en
la zona de inserción de los peciolos, de lesiones marrón-grisáceas. Según avanza la enfermedad desde la corona hacia abajo, tanto superficial como internamente, el tejido se
vuelve marrón y esponjoso. En la superficie de la raíz aparece un micelio primero blanco
y luego oscuro. Aparece también un fluido espumoso de olor vinoso.
Referencias:
– Lunn, J. A. (1977). Rhizopus oryzae. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria Nº 525.
– Ramírez de Lara, M.C. (1998). Rhizopus arrhizus Fisher: agente causal de la podredumbre blanda de la remolacha azucarera de la zona sur. Resúmenes IX Congreso
Nacional de la Sociedad Española de Fitopatología: 126. Salamanca.
681
Rhizopus stolonifer (Ehrenb.) Lind
Sinónimos: Mucor niger Gedoelst, M. stolonifer Ehrenb., R. nigricans Ehrenb., R. niger
Ciaglinski & Hewelke, R. artocarpi Raciborski.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Zygomycota (División Eumycota, Subdivisión Zygomycotina, Clase Zygomyctetes)
Descripción: Zigosporas globosas, de 103-108 μm de diámetro, de color marrón oscuro
y de pared gruesa e irregular. Esporangióforos aseptados, de color marrón claro y sin ramificar, de unas 34 μm de diámetro y de 1000-3500 μm de longitud. Esporangios globosos con la base aplanada, de color blanco al principio, después negro. Esporangiosporas
no flageladas, redondeadas, de color marrón oscuro y de 8-20 μm de diámetro.
Huéspedes: Muy polífago.
Sintomatología: Causa una podredumbre blanda, húmeda y de color marrón pálido en
los frutos de muchos vegetales. Penetra en el huésped a través de heridas y se desarrolla
preferentemente en frutos maduros.
Referencias:
– Hernández-Hernández, J.M., Sala-Tamayo, L. (1989). Trials for the control of postharvest rots (Rhizopus stolonifer) of papaya in the Canary Islands. Acta Horticulturae 258: 317-320.
– Lunn, J. A. (1977). Rhizopus stolonifer. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and
Bacteria nº 524.
– Usall, J., Viñas, I. (2000). Podredumbre causada por Rhizopus. En “Montesinos, E. et
al. (edit.): Enfermedades de los frutales de pepita y hueso”: 92-94. Mundi- PrensaSEF. 147 pp.
682
Rhizopycnis vagum D. F. Farr
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: Picnidios esféricos, superficiales o parcialmente inmersos en el material
vegetal, de 170-480 µm de diámetro, solitarios o agregados, presentando habitualmente
un ostiolo con papila de longitud variable. Conidias cilíndricas a fusiformes, con el ápice
redondeado y la base obtusa o truncada, al principio hialinas y con una pigmentación oscura en su madurez, de 16-28 x 4-6,9 µm.
Huéspedes: Melón (Cucumis melo), sandía (Citrullus lanatus) e híbridos de Cucurbita
utilizados para la producción de sandía.
Sintomatología: Se trata de uno de los hongos asociados al colapso de cucurbitáceas, que
provoca el decaimiento y muerte de las plantas cuando los frutos están próximos a la madurez. Entre los síntomas principales en raíces cabe destacar coloraciones rosadas y acorchamientos en raíces principales y necrosis de raíces secundarias.
Referencias:
– Armengol, J., Pellicer, I., Vicent, A., Sales, R., Bruton, B. D., García-Jiménez, J. (2000).
Rhizopycnis vagum D. F. Farr, un nuevo coelomycete asociado a raíces de plantas
de melón con síntomas de colapso en España. Boletín de Sanidad Vegetal Plagas
26: 103-112.
– Armengol, J., Vicent, A., Martínez-Culebras, P., Bruton, B.D., García Jiménez, J. (2003).
Identification, occurrence and pathogenicity of Rhizopycnis vagum on
muskmelon in Spain. Plant Pathology 52, 68-73.
– Farr, D. F., Miller, M. E., Bruton, B. D. (1998). Rhizopycnis vagum gen. et sp. nov., a
new coelomycetous fungus from roots of melons and sugarcane. Mycologia 90:
290-296.
683
Rhizosphaera kalkhoffii Bubák
Sinónimos: Phoma pini (Desm.) Sacc., Rhizophoma pini (Desm.) Petr. & Syd., Sclerophoma pini (Desm.) Höhn., Sphaeropsis pini Desm.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Coleomycetes).
Descripción: Los picnidios emergen de las aberturas estomáticas de las acículas; aparecen alineados en varias filas a lo largo de la acícula y son más o menos esféricos, de
45-75 x 30-85 μm, de color marrón oscuro a negro, lisos y sin ostiolo. Conidias hialinas,
aseptadas, lisas, elípticas a ovoides, con ambos extremos redondeados, de 4,5-8,6 x
2,5-4,6 μm.
Huéspedes: Abies, Pinus y Pseudotsuga.
Sintomatología: El hongo puede causar defoliaciones fuertes en árboles jóvenes y en viveros, siendo menos importante su efecto en pies adultos. Lo más característico son los
pequeños cuerpos de fructificación, de color negro, que se desarrollan sobre cada una de
las aperturas estomáticas y por encima de la superficie de la acícula cuando aún está
verde. Las infecciones progresan desde las partes bajas de la copa hasta las superiores, y
desde la base de las ramas hacia los extremos. Según la severidad de los daños, el atabacamiento se produce al final del primer año de la infección o durante el segundo, cayendo
las acículas poco después de las decoloraciones.
Referencias:
– Diamandis, S., Minter, D. W. (1980). Rhizosphaera kalkhoffii. CMI Description of Pathogenic Fungi and Bacteria Nº 656.
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi-Prensa, Madrid, 576 pp.
684
Rhynchosporium secalis (Oudem.) J. Davis
Escaldado
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Se desarrolla bajo la cutícula del huésped, con un micelio hialino o gris
pálido y con estromas compactos. Las conidias son sésiles, generadas por células de los
estromas fértiles; son hialinas, cilíndricas a ovales, con un pico apical corto y miden
12-20 x 2-4 μm.
Huéspedes: Vallico, cebada, centeno.
Sintomatología: Ataca a hojas y vainas foliares, aunque también puede hacerlo a glumas
y aristas. Forma lesiones lenticulares a menudo confluyentes. Suele comenzar como una
lesión en la unión entre la hoja y la vaina causando la muerte de la primera. El área afectada es gris azulada y después gris pardo, con un borde oscuro, en cebada y no en centeno. Causa pérdidas importantes.
Referencias:
– Segarra, J., Marín, J.P., Almacellas, J. (1993). Micosis de la cebada en Cataluña durante el periodo 1988-90. Investigación Agraria, Producción y Protección Vegetales
8: 457-467.
– Smith, I.M., Dunez, J., Phillips, D.H., Lelliott, R.A., Archer, S.A. (1992). Manual de
enfermedades de las plantas. Ediciones Mundi-Prensa, Madrid.
685
Rhytisma acerinum (Pers.) Fr.
[Anamorfo: Melasmia acerina Lév.]
Sinónimos: Del teleomorfo: Melanosorus acerinus (Pers.) De Not., Polystigma acerinum
(Pers.) Link, Rhytisma pseudoplatani Müll. Berol., Xyloma acerinum Pers., X. girans
Wallr., X. lacrymans Wallr.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Discomycetes).
Descripción: Teleomorfo: ascoma que se desarrolla directamente del conidioma, elíptico a oblongo-elíptico, de 500-1300 x 300-500 μm, elevado significativamente sobre la
superficie del estroma y abriéndose por una hendidura longitudinal que abarca los 2/3 a
3/4 de la longitud del ascoma. Ascas con maduración secuencial, cilíndricas, de 105-130
x 9-12 μm, de pared muy delgada y sin engrosamiento apical, con dehiscencia por medio
de un pequeño agujero apical, con ocho ascosporas. Ascosporas cilíndricas, que se estrechan hacia la base, de 60-80 x 1,5-2,5 μm, hialinas, aseptadas, con un apéndice gelatinoso de 2-4 μm de longitud. Anamorfo: conidioma sumergido, al principio discreto y
posteriormente agregándose para formar uno o varios lóbulos, dehiscente por medio de
muchos ostiolos de unos 5 μm de diámetro. Conidias hialinas, cilíndricas, aseptadas, de
6-10 x 1 μm, lisas, de pared delgada, que probablemente funcionan como espermacios.
Huéspedes: Distintas especies de Acer, particularmente A. pseudoplatanus, A. campestre, A. monspessulanum y A. opalus.
Sintomatología: Manchas necróticas sobre el haz de las hojas, que se van extendiendo
y sobre las cuales, poco tiempo después, se desarrollan grandes estromas, negros, brillantes y de superficie rugosa. Cada estroma crece y puede alcanzar los 20 mm de diámetro y termina sustituyendo los tejidos foliares. Los márgenes que los delimitan
permanecen amarillos. Se producen defoliaciones precoces. Sólo las infecciones múltiples causan daños relevantes, siendo más sensibles los arces jóvenes.
Referencias:
– Cannon, P. F. and Minter, D. W. (1984). Rhytisma acerinum. CMI Description of Pathogenic Fungi and Bacteria Nº 791.
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi-Prensa, Madrid, 576 pp.
686
Rhytisma punctatum (Pers.) Fr.
[Anamorfo: Melasmia punctata (Sacc. & Roum]
Sinónimos: Del teleomorfo: Sphaeria subconfluens Schwein., Xyloma punctatum Pers.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Discomycetes).
Huéspedes: Distintas especies de Acer, especialmente A. opalus, A. monspessulanum, A.
campestre y A. pseudoplatanus.
Sintomatología: Grandes áreas cloróticas sobre las hojas, sobre las cuales se producen
estromas alquitranados, que son de pequeño tamaño y se distinguen de Rhytisma acerinum porque no confluyen y aparecen frecuentemente formando distribuciones en círculo.
Son típicas las áreas de retención de clorofila que aparecen rodeando los estromas, en
hojas con una avanzada clorosis y próximas a caer. Sólo cuando las lesiones necróticas
son numerosas, las hojas se marchitan y caen prematuramente, ya que la evolución de los
daños es lenta durante todo el periodo vegetativo, por lo que la salud del árbol no se ve
comprometida.
Referencias:
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi-Prensa, Madrid, 576 pp.
687
Rhytisma salicinum (Pers.) Fr.
[Anamorfo: Melasmia salicina Lév.]
Sinónimos: Del teleomorfo: Xyloma salicinum Pers., X. leucocreas DC.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Discomycetes).
Descripción: Teleomorfo: apotecios erumpentes de color negro. Parafisos filiformes, incoloros y aseptados. Ascas aclavadas, estrechas, con el ápice ligeramente apuntado y con
8 ascosporas. Ascosporas filiformes a fusiformes, incoloras, aseptadas, de pared lisa, de
60-95 x 3-3,5 μm y suelen estar envueltas por una mucosidad de 0,5-1 μm de espesor. Anamorfo: estromas circulares de hasta 25 mm de diámetro, de color negro, rodeados de un halo
marrón pálido de tejido muerto de la hoja. Los conidióforos se limitan a células simples que
separan las células conidiógenas del tejido estromático. Conidias incoloras, aseptadas, de
pared fina y lisa, de forma ovoide a elipsoide y de 2,5-3 x 1,5-2 μm.
Huéspedes: Salix spp.
Sintomatología: Forma manchas de color oscuro y de forma circular en el haz del limbo
foliar que se corresponde con el anamorfo. Sobre ellas fructifican los apotecios, dando
lugar a un mosaico foliar irregular de color oscuro.
Referencias:
– Minter, D.W. (1997). Rhytisma salicinum. CMI Descriptions of Fungi and Bacteria
Nº 1339.
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi-Prensa, Madrid, 576 pp.
688
Rosellinia minor (Höhnel) Francis
Sinónimos: R. andurnensis var. minor Höhn.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Ascas alargadas y cilíndricas (143-180 x 8,8-10 μm), con aparato apical
muy desarrollado, que se tiñe de azul con yodo. Las ascas contienen 8 ascosporas oscuras y ovaladas (18,8-22,5 x 7,5-8,3 μm), con una hendidura germinativa característica
más corta que la longitud total de la ascospora.
Huéspedes: Abetos (Picea abies).
Sintomatología: Seca de acículas y ramas que, aunque no causa la muerte del árbol, lo
deprecia comercialmente, afectando a la rentabilidad del cultivo. Sobre las ramas afectadas aparece un micelio blanco-grisáceo que las recubre por completo, produciéndose
una cierta defoliación. En su estado final toda la zona afectada queda recubierta por una
densa placa miceliar más oscura, fuertemente adherida, y que mantiene pegadas las ramas
adyacentes. En algunos casos sobre este micelio es posible observar las estructuras fructígenas del hongo, en forma de peritecios globosos de aproximadamente 1 mm de diámetro.
Referencias:
– Armengol, J., García- Jiménez, J. (1998). Seca de acículas y ramas de Picea abies (L.)
H. Karst. causada por Rosellinia minor. Resúmenes IX Congreso Nacional de la Sociedad Española de Fitopatología: 113. Salamanca.
– Francis, S. M. (1986). Needle blights of conifers. Transactions of the British Mycological Society 87: 397-400.
689
Rosellinia necatrix Prill.
[Anamorfo: Dematophora necatrix R. Hartig]
Sinónimos: Del teleomorfo: Hypoxylon necatrix (Berl. ex Prill.) P. M. D. Martin. Del
anamorfo: Pleurographium necator (R. Hartig) Goid.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: se produce muy raramente en la naturaleza. Peritecios globosos y negros, densamente agrupados. Ascas cilíndricas que contienen ocho esporas. Ascosporas de color marrón oscuro, fusiformes, de 30-50 x 5-8 μm. Anamorfo: el micelio
se caracteriza porque las células sufren una ligera dilatación en torno a los septos. Conidias producidas en sinemas, solitarias, hialinas a marrón pálido y de forma ovoide a elipsoide, de 3-4,5 x 2-2,5 μm.
Huéspedes: Arbustos de flor, cítricos, frutales de hueso y de pepita, olivo, ornamentales
no arbustivas, vid.
Sintomatología: Causa podredumbre de cuello y raíz. Las zonas afectadas se cubren de
un micelio lanoso. No coloniza tejidos lignificados. Causa la muerte progresiva y disminución de crecimiento de la planta que parasita. Puede causar una marchitez súbita de la
planta en períodos de estrés hídrico.
Referencias:
– Beltrán Paredes, C. (2002). Rosellinia necatrix Prill. Podredumbre blanca de raíz. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha
198. MAPA.
– Benlloch, M. (1945). Clave para reconocer las plagas y enfermedades del olivo por
sus síntomas externos. Publicación Estación Fitopatológica Agrícola de Madrid
16: 14 pp.
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1965). Distribution of Rosellinia necatrix (Hartig.) Prill. CMI Map 306, 2nd. Edition.
– García-Jiménez, J., Busto, J., Vicent, A., Sales, R., Armengol, J. (1998). A tuber rot of
Cyperus esculentus caused by Rosellinia necatrix. Plant Disease 82: 1281
– López-Herrera, C. J. (2000). Podredumbre blanca de la raíz causada por Rosellinia necatrix. En “Montesinos et al. (edit.) Enfermedades de los frutales de pepita y de
hueso: 79-81“. SEF- Mundi-Prensa. 147 pp.
690
– Ruiz Castro, A. (1950). La lucha contra las enfermedades del viñedo en España. Boletín Patología Vegetal y Entomología Agrícola 18: 243-280.
– Sardiña, J.R. (1934). La podredumbre de la raíz de la viña. Boletín Patología Vegetal y
Entomología Agrícola 7: 208-216.
– Sivanesan, A., Holliday, P. (1972). Rosellinia necatrix. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria Nº 352
691
Sclerophthora macrospora (Sacc.) Thirum., Shaw & Narasimhan
Cabeza loca
Sinónimos: Sclerospora macrospora Sacc.
Taxonomía: Reino Chromista, Filo Oomycota (División Eumycota, Subdivisión Mastigomycotina, Clase Oomycetes).
Descripción: El hongo puede formar esporangios que salen por los estomas, pero son
muy raros de observar en maíz. Fructificación sexual en forma de oospora redonda, que
posee una espesa pared doble. Las oosporas se forman abundantemente en los tejidos infectados.
Huéspedes: Está citado como patógeno de más de 140 gramíneas. Entre los cultivos destaca el maíz, aunque también puede afectar al trigo, arroz, cebada, avena, sorgo y muchas
malas hierbas.
Sintomatología: Las plantas jóvenes de maíz enfermas muestran proliferación de tallos,
con hojas cloróticas y estrechas, pero los síntomas más característicos son deformaciones de las inflorescencias, tanto masculina como femenina, con formación de filodios.
Referencias:
– Cambra, M., Bernal, I. (1996). Sclerospora macrospora (Sacc.) Thirum., Shaw y Narasimhan. Cabeza loca. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos
de los vegetales. Ficha 70. MAPA. Madrid.
692
Sclerospora graminicola (Sacc.) Schröter
Mildiu
Sinónimos: Peronospora graminicola Sacc., P. setariae Pass., Protomyces graminicola
Sacc. Sclerospora graminicola var. setariae-italicae Traverso, Sclerospora setariae-italicae (Traverso) Cif. & Sousa da Câmara.
Taxonomía: Reino Chromista, Filo Oomycota (División Eumycota, Subdivisión Mastigomycotina, Clase Oomycetes).
Descripción: Esporangióforos hialinos y determinados en los que cada rama termina en
un esterigma que soporta un único esporangio de 14-31 x 12-21 μm, elipsoide, poroso y
más ancho en el ápice. Zoosporas biflageladas reniformes, de 9-12 μm. Oosporas de
30-50 μm de diámetro, de color marrón amarillento, con una pared gruesa y lisa.
Huéspedes: Mijo, setaria.
Sintomatología: El patógeno invade los puntos de crecimiento del hospedante, causando
una infección sistémica. En las hojas comienza con un amarilleo y ligero rizado de los
márgenes, extendiéndose desde las hojas basales hacia arriba. Posteriormente, con humedad, esporula en el envés tomando un color blanco. En ataques graves, la hoja llega a
necrosarse.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute. (CMI). (1967). Distribution of Sclerospora graminicola (Sacc.) Schroet. CMI Map 431, 1st. Edition.
– Francis, S. M., Williams, R. J. (1983). Sclerospora graminicola. CMI Descriptions of
Pathogenic Fungi and Bacteria nº 770
– Losa España, M. (1954). Aportación al estudio de la flora micológica española. Anales
del Jardín Botánico de Madrid 12: 265-297.
693
Sclerotinia minor Jagger
Sinónimos: Sclerotinia intermedia Ramsey.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Discomycetes).
Descripción: Sobre los tejidos afectados se forma un micelio blanco y esclerocios negros
redondeados de pequeño tamaño (0,5-2 mm).
Huéspedes: Girasol y un amplio rango de plantas hortícolas, entre las que destaca la lechuga.
Sintomatología: Podredumbres de raíz y parte basal del tallo.
Referencias:
– CABI/EPPO (2003). Sclerotinia minor Jagger. Distribution Maps of Plant Diseases
nº 889.
– García-Morató, M. (1995). Plagas, enfermedades y fisiopatías del cultivo de la lechuga
en la Comunidad Valenciana. Servicio de Transferencia de Tecnología Agraria. Generalitat Valenciana. 185 pp.
– Molinero-Ruiz, M.L., Melero-Vara, J.M. (2002). First report of stem rot and wilt of
sunflower caused by Sclerotinia minor in Spain. Plant Disease 86: 697.
694
Sclerotinia sclerotiorum (Lib.) de Bary
Sinónimos: Peziza sclerotiorum Libert, Sclerotinia libertiana Fuckel, Whetzelinia sclerotiorum (Lib.) Korf & Dumont.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Discomycetes).
Descripción: Forma esclerocios de germinación miceliogénica y carpogénica. Estos últimos dan lugar a apotecios en forma de copa, pardo amarillentos, de hasta 10 mm de
diámetro, sobre un tallo cilíndrico liso que se origina del esclerocio. Las ascas son cilíndricas, clavadas, de hasta 130 x 10 μm y con 8 ascosporas elípticas y uniseriadas de 9-13
x 4-6,5 μm.
Huéspedes: Berenjena, col, girasol, judía, lechuga, tomate.
Sintomatología: Causa una podredumbre blanda progresiva de los tejidos blandos del
huésped. Suele causar daños graves en tallos de las plantas herbáceas y en los órganos de
almacenamiento de las hortícolas. También afecta a las hojas. En girasol, también puede
llega a afectar a los capítulos. Las lesiones externas son de color claro, sobre las que se
desarrollarán esclerocios prominentes negros.
Referencias:
– Benlloch, M. (1949). Observaciones fitopatológicas en 1948. Boletín Patología Vegetal y Entomología Agrícola 16: 203-242.
– Mordue, J. E. M., Holliday, P. (1976). Sclerotinia sclerotiorum. CMI Descriptions of
Pathogenic Fungi and Bacteria nº 513.
– Torés, J.A. (1990). In vitro variability of a number of characteristics of Sclerotina sclerotiorum. Phytoparasitica 18: 321-329.
– Torés, J.A. (1994). Podredumbre blanca. Sclerotinia sclerotiorum. En “Díaz Ruiz, J. R.
y García-Jiménez, J. (edit.). Enfermedades de las cucurbitáceas en España”: 56-58.
Monografías de la SEF nº 1. 155 pp.
– Torés, J.A., Moreno, R. (1991). Sclerotinia sclerotiorum: epidemiological factors affecting infection of greenhouse aubergine crops. Journal of Phytopathology 132:
65-74.
695
Sclerotium cepivorum Berk.
Podredumbre blanca
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Produce esclerocios de color negro casi esféricos de 0,2-0,5 mm de diámetro. En ocasiones produce masas estromáticas de forma irregular. También tiene un estado espermacial fialídico, pero no existe mecanismo sexual ni estado conídico.
Huéspedes: Ajo, Allium fistulosum, Allium ascalonicum, cebolla.
Sintomatología: El hongo invade las plantas desde el sistema radicular, desarrollándose
necrogénicamente en las raíces y pudiendo infectar a los bulbos y producirles una podredumbre blanda recubierta de un micelio blanco algodonoso. En la parte aérea, las
hojas más viejas amarillean y caen.
Referencias:
– Basallote, M.J., Melero-Vara, J.M. (1993). Control of white rot on garlic (Sclerotium
cepivorum) by soil solarization. Crop Protection 12: 219-223.
– Basallote, M.J., Bejarano, J., Blanco, M.A., Jiménez-Díaz, R.M., Melero, J.M. (1994).
La solarización del suelo: una estrategia para controlar las enfermedades causadas
por organismos del suelo. Investigación Agraria, Producción y Protección Vegetales 2: 207-220.
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1968). Distribution of Sclerotium cepivorum Berk. CMI Map 331, 2nd. Edition.
– Walker, J.C. (1924). White rot of Allium in Europe and America. Phytopathology 14:
315-322.
696
Scolecotrichum graminis Fuckel
Sinónimos: Passarola graminis (Fuckel) Höhnel.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Forma conidióforos erectos en la base, tortuosos en el extremo, de color oliváceo y que emergen a través de los estomas del envés. Las conidias son clavadas, bicelulares, de color oliváceo oscuro y miden 36 x 10 μm; se encuentran tanto en posición
distal como lateral.
Huéspedes: Centeno, gramíneas pratenses.
Sintomatología: Causa un estriado pardo en las plantas a las que infecta. A lo largo de
las venas, aparecen una serie de puntos negros formados por masas de conidióforos.
Referencias:
– Laboratorio de Criptogamia. (1941). Informe del trabajo llevado a cabo por la Estación
de Fitopatología de La Coruña durante 1939-40. Publicación Estación Fitopatología Agrícola de La Coruña 14: 35 pp.
697
Seiridium cardinale (Wagener) Sutton & Gibson
Chancro del ciprés
Sinónimos: Coryneum cardinale Wagener.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: Los acérvulos subepidérmicos aparecen como cuerpos pustulares negros,
diminutos y dispersos sobre la superficie de troncos, ramas y frutos de los árboles afectados. Los conidióforos son ramificados y septados. Las conidias se forman en el extremo apical de las células conidiógenas holoblásticas y hialinas. La mayoría de las
conidias, fusiformes, lisas y rectas, con cuatro septos y las cuatro células medianas de
pared gruesa, son pardo oscuras; las dos células de pared fina de los extremos son hialinas; la célula apical es campanulada o cónica y acaba en un apéndice muy corto; la célula basal está truncada con una esculturación marginal y lleva un apéndice endógeno
muy corto. El tamaño de las conidias es de 21-30 x 8-9 μm.
Huéspedes: Ciprés.
Sintomatología: Causa un empardecimiento de la corteza viva en torno al punto de entrada del hongo. El área infectada se deprime y aparecen grietas longitudinales y exudado resinoso. Posteriormente se desarrollan chancros lentiformes que pueden anillar las
ramas pequeñas o el tronco de las plantas jóvenes. Las hojas infectadas pasan del amarilleo hasta tonos pardo-rojizos, para llegar a una muerte progresiva. La extensión lleva al
decaimiento de brotes, ramas e incluso, la planta entera.
Referencias:
– Giménez-Verdú, I (1991). Notas sobre el cáncer del ciprés (Seiridium cardinale (Wag.)
Sutt. et Gibs.). Boletín de Sanidad Vegetal, Plagas 17: 423-439.
– Grasso, V., Raddi, P. (1979). Cypress: diseases and protection. European Economic
Community, Agrimed.; Florence; Italy, 255 pp.
698
Septoria ampelina Berk. & Curtis
Melanosis
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: Forma picnidios de forma globosa que están inmersos en el tejido del huésped y se comunican con el exterior por ostiolos redondeados, cilíndricos y de color marrón oscuro. Las conidias son hialinas, filiformes, rectas o curvadas, con 3-5 septos y
miden 30-60 x 2 μm.
Huéspedes: Vid.
Sintomatología: Causa manchas de color pardo negruzco de 1-2 mm en vides que se
usan como patrón, como Vitis riparia, pero no en V. vinifera.
Referencias:
– Smith, I. M., Dunez, J., Phillips, D.H., Lelliott, R.A., Archer, S.A. (1992). Manual de
enfermedades de las plantas. Ediciones Mundi-Prensa, Madrid.
699
Septoria apiicola Speg.
Septoriosis, viruela
Sinónimos: Septoria petroselini Desm. var. apii Cavara, Septoria apii Rostrup, Septoria
apii-graveolentis Dorogin.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: Picnidios globosos, separados o agregados, e inmersos en el tejido del huésped, de 75-195 µm de diámetro. Picnidiosporas hialinas, filiformes, de 1 a 5 tabiques, con
ápice ligeramente apuntado y base obtusa, de 22-56 x 2-2,5 µm.
Huéspedes: Perejil, apio, apio-nabo.
Sintomatología: Afecta a las hojas. Inicialmente aparecen puntos o manchas cloróticas
que posteriormente se necrosan, produciendo lesiones de tamaño variable (1-6 mm), con
márgenes definidos y color marrón claro en el centro y más oscuro en la periferia. Las
manchas aparecen rodeadas por un halo clorótico y pueden confluir cuando el ataque es
severo. En ellas se pueden distinguir pequeños puntos negros, que son los picnidios producidos por el hongo.
Referencias:
– García Benavides, P., Cortés Barbero, J., Palomo Gómez, J.L., Laucirica Alonso, M.,
Berra Lertxundi, D. (1999). Septoria apiicola Speg. Septoriosis, viruela. Fichas de
diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 141.
MAPA. Madrid.
– Sutton, B.C., Waterston, J. M. (1966). Septoria apiicola. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria nº 88.
700
Septoria cannabis (Lasch) Sacc.
Marchitez foliar del cáñamo
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: Forma picnidios epifilos de forma globosa que están inmersos en el tejido
del huésped y se comunican con el exterior por ostiolos redondeados de color marrón oscuro. Las conidias son hialinas, filiformes, rectas o curvadas, con 1-4 septos y miden
20-45 x 1,5-2 μm. Se forman en conidióforos hialinos y subglobosos.
Huéspedes: Cáñamo.
Sintomatología: Los síntomas comienzan por las hojas basales, en forma de lesiones circulares o algo irregulares, de color blancuzco o amarillento, con margen de color marrón
oscuro. Las hojas afectadas se rizan hacia arriba desde los márgenes y caen prematuramente.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1990). Distribution of Septoria cannabis (Lasch.) Sacc. CMI Map 477, 2nd. Edition.
701
Septoria lycopersici Speg.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: Forma picnidios aislados y de pared fina, que se desarrollan subepidérmicamente para erumpir cuando se marchitan los tejidos del huésped. Sobre los conidióforos cilíndricos, hialinos y aseptados, se producen conidias hialinas, con 2-6 septos,
filiformes con la base truncada y que miden 52-95 x 2 μm.
Huéspedes: Berenjena, patata, tomate.
Sintomatología: Causa lesiones sobre hojas y tallos, comenzando por las hojas más viejas. Las manchas son circulares, limitadas por las venas, deprimidas y de color pálido al
principio y luego gris con márgenes oscuros. Sobre ellas se forman unos pocos picnidios
negros. Defolian la planta.
Referencias:
– Smith, I.M., Dunez, J., Phillips, D.H., Lelliott, R.A., Archer, S.A. (1992). Manual de
enfermedades de las plantas. Ediciones Mundi-Prensa, Madrid.
702
Septoria paserinii Sacc
Seca de la cebada
Sinónimos: Septoria murina Pass.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: Los picnidios son inmersos, esféricos y de color marrón oscuro, con las
paredes gruesas. Los conidióforos hialinos y simples, forman conidias subulatas ligeramente curvadas, hialinas con el extremo apical redondeado y miden 21-52 x 1,5-2,2 μm.
Huéspedes: Cebada.
Sintomatología: Forma lesiones lineales con los márgenes poco definidos en las hojas.
En ellas forma picnidios marrón oscuro inmersos en el tejido rodeados de un halo de
color amarillento.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1993). Distribution of Septoria passerinii Sacc. CMI Map 498, 2nd Edition.
703
Septoria unedonis Rob. & Desm. var. vellanensis Briosi
& Cavara
Mancha negra del madroño
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: Teleomorfo: no ha sido descrito, pero parece pertenecer al género Mycosphaerella. Los ascomas (pseudotecios) se forman en las hojas caídas que han permanecido un cierto tiempo en el suelo. Estos pseudotecios tienen forma esférica, con un
diámetro de 80-110 μm, con ascas bitunicadas, hialinas y alargadas, con un tamaño de
32-43 x 6,2 μm. Ascosporas fusiformes, hialinas, bicelulares, de 9-11,5 x 1,6 μm. Anamorfo: Los picnidios se forman en las manchas viejas y son oscuros, esféricos, agrupados o solitarios y parcialmente sumergidos en el tejido vegetal, de 250-300 μm de
diámetro. Conidias hialinas, filiformes, con curvatura variable, de ápices redondeados,
con 3-4 tabiques y de 30-70 x 1,2-3,7 μm.
Huéspedes: Arbutus unedo (madroño).
Sintomatología: Presencia de numerosas manchas pardo-rojizas o violáceas salpicadas
por el limbo foliar, confluyendo cuando son numerosas e invadiendo la nerviación. En la
madurez las manchas se vuelven negruzcas y con una zona central de color blanquecino
o grisáceo. Las hojas finalmente amarillean y caen. La actividad es máxima durante el periodo de renovación de las hojas, a finales del invierno y antes de la nueva brotación.
Referencias:
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi-Prensa, Madrid, 576 pp.
– Romero, M. A., Sánchez, M. E., Trapero, A. La mancha negra del madroño. Consejería de Medio Ambiente. Junta de Andalucía. 6 pp.
– Romero Martín, M. A., Trapero Casas, A. (2003). La mancha foliar del madroño (Arbutus unedo) causada por Septoria unedonis var. vellanensis. Bol. San. Veg. Plagas
29: 375-392.
704
Setosphaeria turcica (Luttr.) Leonard & Suggs
[Anamorfo: Drechslera turcica (Pass.) Subram. & Jain ]
Niebla o tizón del maíz
Sinónimos: Del teleomorfo: Trichometasphaeria turcica Lutrell. Del anamorfo: Bipolaris turcica (Pass.) Shoemaker, Helminthosporium turcicum Pass., H. inconspicuum Cooke
& Ellis.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Anamorfo: los conidióforos emergen en solitario o en grupos, derechos o
algo flexuosos, de color marrón y de hasta 300 μm de longitud. Conidias rectas o ligeramente curvadas de forma elipsoidal y color pajizo pálido; tienen de 4 a 9 septos y miden
50-144 x 18-33 μm.
Huéspedes: Maíz, sorgo.
Sintomatología: Causa lesiones en la hoja de color pajizo y gran tamaño (4 x 10 cm). Necesita temperatura alta y humedad. Produce pérdidas de rendimiento en cosecha.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1968). Distribution of Trichometasphaeria turcica Luttrell. CMI Map 257, 3rd. Edition.
– Ellis, M. B., Holliday, P. (1971). Trichometasphaeria turcica. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria nº 304.
705
Sirococcus strobilinus Preuss
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: Los picnidios, inmersos al principio y posteriormente erumpentes, son de
color marrón oscuro, globosos y de pared gruesa. Los conidióforos son hialinos, ramificados y septados desde la base y filiformes. Las conidias son hialinas, uniseptadas, fusiformes, rectas o ligeramente curvadas y miden 12-16 x 3 μm.
Huéspedes: Picea spp., Pinus spp., Tsuga spp.
Sintomatología: Causa la muerte de ejemplares jóvenes. En plantas adultas ataca a las
acículas y a los conos, provocando su caída prematura.
Referencias:
– Muñoz López, C. (1997). Sirococcus strobilinus Preuss, un hongo responsable de la
muerte de brotes en Pinus halepensis Miller. Boletín de Sanidad Vegetal, Plagas 23:
595-606.
706
Sphaceloma pruni Jenkins
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: Micelio inmerso, ramificado, septado, hialino a marrón claro. Acérvulos
marrones. Conidióforos formados de forma poco frecuente, con 1-2 septos, cilindricos,
sin ramificar. Células conidiógenas enteroblásticas, polifialídicas. Conidias hialinas, aseptadas, elipsoidales, lisas y sin gútulas.
Huéspedes: Se ha aislado en ciruelo europeo (Prunus domestica L.), ciruelo japonés
(Prunus salicina Lindl.) y diferentes Prunus utilizados como portainjertos o como plantas ornamentales.
Sintomatología: Ataca a las hojas de los frutales de hueso; a partir del mes de julio se
observan las manchas típicas de la "antracnosis".
Referencias:
– Tuset, J. J., Portilla, M.T. (1983). Hongos causantes del cribado en España. Jornadas
sobre Patología Vegetal. Resúmenes de las Comunicaciones presentadas a la IV, V
y VI Reuniones Anuales del Grupo Especializado de Fitopatología Microbiana de
la Sociedad Española de Microbiología: 59. Monografías INIA nº 48.
707
Sphaceloma siculum Ciccar
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: Micelio inmerso, ramificado, septado, hialino a marrón claro. Acérvulos
marrones. Conidióforos de color amarillo claro, con 1-2 septos, cilindricos, sin ramificar,
de 12-16 x 3-5 μm. Conidias unicelulares, hialinas, ovoidales, de aproximadamente 5,3
x 2,2 μm.
Huéspedes: Almendro.
Sintomatología: Ataca al limbo foliar, provocando manchas de color oscuro, a veces
con tonos rosados o violáceos.
Referencias:
– Goidanich, G. (1964). Manuale di Patologia Vegetale. Edizioni Agricole Bologna.
1283 pp.
– Tuset, J. J., Portilla, M.T. (1983). Hongos causantes del cribado en "España". Jornadas
sobre Patología Vegetal. Resúmenes de las Comunicaciones presentadas a la IV, V
y VI Reuniones Anuales del Grupo Especializado de Fitopatología Microbiana de
la Sociedad Española de Microbiología: 59. Monografías INIA nº 48.
708
Sphacelotheca destruens (Schlecht.) Stevenson & Johnson
Sinónimos: Ustilago panici-milacea (Pers.) Winter.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Ustilaginomycetes).
Descripción: Los soros se desarrollan reemplazando a las inflorescencias, con estructuras gris blanquecinas o color crema, delimitadas por una membrana de tejido del hongo.
La masa de esporas es pulverulenta, marrón oscura, compuesta por esporas globosas, de
pared marrón olivácea y lisa, que miden 7-10 μm de diámetro.
Huéspedes: Mijo.
Sintomatología: Es un carbón desnudo que se desarrolla sobre la inflorescencia de la
planta con colores crema, siendo los soros de mayor tamaño que el grano.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1967). Distribution of Sphaceloteca destruens Stevenson & AG Johnson. CMI Map 219, 2nd. Edition.
– González-Fragoso, R. (1924). Ustilaginales de la flora española contenidos en el herbario del Museo Nacional de Ciencias Naturales de Madrid. Boletín Sociedad Española de Historia Natural 24: 116-127.
709
Sphacelotheca sorghi (Link) Clinton
Carbón vestido del sorgo
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Ustilaginomycetes).
Descripción: Los soros, que se colocan en los ovarios entre las glumas del huésped, tienen una estructura subcónica, algo más oscura que las glumas, limitada por tejido del
hongo, que se desarrolla en células estériles hialinas y globosas. La masa de esporas es
marrón oscura con esporas globosas, de color marrón oliváceo, de pared lisa y de 5-9 μm
de diámetro.
Huéspedes: Sorgo.
Sintomatología: En la inflorescencia, los granos se sustituyen por soros cónicos blancuzcos a pardo grisáceos. Se transmite por las esporas transportadas por las semillas, sobreviviendo en condiciones de almacén. Sólo infecta a las plántulas muy jóvenes. Produce
grandes pérdidas de grano.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1965). Distribution of Sphacelotheca
sorghi (Lk) Clint. CMI Map 220, 2nd. Edition.
– González-Fragoso, R. (1924). Ustilaginales de la flora española contenidos en el herbario del Museo Nacional de Ciencias Naturales de Madrid. Boletín Sociedad Española de Historia Natural 24: 116-127.
710
Sphaeropsis dalmatica (Thüm.) Gig.
Escudete de la aceituna
Sinónimos: Macrophoma dalmatica (Thúm.) Berl. & Vogl.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: Los picnidios son globosos, elípticos o ligeramente piriformes, primero subepidérmicos y luego erumpentes. Las conidias son, al principio, fusiformes e hialinas y
con el tiempo se vuelven elípticas y color oliváceo; miden 5-7 x 16-17 μm.
Huéspedes: Olivo.
Sintomatología: La lesión comienza siendo una mancha deprimida de color marrón, rodeada de un halo más claro ligeramente elevado en el fruto. Con el tiempo, la drupa entera se pudre y es objeto de ataque de otros hongos.
Referencias:
– Benlloch, M. (1945). Clave para reconocer las plagas y enfermedades del olivo por sus
síntomas externos. Publicación Estación Fitopatológica Agrícola de Madrid16:
14pp.
711
Sphaeropsis oleae (D.C.) Bertini
Sinónimos: Macrophoma oleae (D.C.) Berl. & Vogl.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: Los picnidios son globosos, primero subepidérmicos y luego erumpentes.
Los conidióforos son hialinos. Las conidias son elípticas, de color oliva a marrón y miden
38-48 x 12-15 μm.
Huéspedes: Olivo.
Sintomatología: Se trata de un patógeno oportunista que ataca a las hojas de olivos debilitados por otras causas.
Referencias:
– Benlloch, M. (1942). Observaciones sobre algunas enfermedades del olivo. Boletín Patología Vegetal y Entomología Agrícola 11: 1-12.
712
Sphaeropsis sapinea (Fr.) Dyko & Sutton
Sinónimos: Diplodia pinea (Desm.) Kickx.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: Picnidios en yemas, hojas y frutos, inicialmente inmersos para luego erumpir en superficie. Las conidias son pardo-amarillentas, pudiendo volverse de color marrón
oscuro. Son oblongas en la base y redondeadas en el ápice, normalmente no septadas y
miden 30-45 x 10-16 μm.
Huéspedes: Pino.
Sintomatología: Causa la muerte progresiva de los pinos, principalmente en los ejemplares jóvenes en plantaciones. Ocasionalmente se presenta en viveros.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1992). Distribution of Sphaeropsis sapinea (Fr.) Dyko & Sutton. CMI Map 459, 2nd. Edition.
– Moret, A., Nadal, M., García, F., Monton, C. (1995). Caracterización de aislados de
Sphaeropsis sapinea (Fr.) Dyko et Sutton mediante cromatografía de gases. Boletín de Sanidad Vegetal, Plagas 21: 371-376.
– Torres Juan, J. (1964). Estudio de una micosis del pino carrasco que afecta a algunas
repoblaciones de la provincia de Córdoba. Anales Instituto Forestal Investigaciones Experimentales 36: 103-108.
– Torres-Juan, J. (1971). Una enfermedad importante del Pinus halepensis en las Islas Baleares. Boletín del Servicio de Plagas Forestales 14: 13-15.
713
Sphaerotheca fuliginea (Schlecht.) Pollaci
[Anamorfo: Oidium erysiphoides Fr.]
Oidio
Sinónimos: Del teleomorfo: Erysiphe fuliginea (Schlecht.) Fr., Podosphaera fuliginea
(Schlecht.) U. Braun & S. Takam., S. humuli var. fuliginea (Schlecht.) E. S. Salmon, S.
macularis var. fuliginea (Schlecht.) W. B. Cooke. Del anamorfo: Acrosporium erysiphoides (Fr.) Subram.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: cleistotecios de 66-98 μm de diámetro que contienen una sola
asca, con apéndices marrones, tortuosos y numerosos, tipo hifa. Ascas elípticas a subglobosas, de 50-80 x 30-60 μm. Ascosporas elipsoides a esféricas, de 17-22 x 12-20 μm.
Anamorfo: conidias de forma elíptica o de tonel, de 25-37 x 14-25 μm, producidas en largas cadenas, a menudo con cuerpos de fibrosina en su interior.
Huéspedes: Girasol, melón.
Sintomatología: Forma una capa pulverulenta blanca sobre todas las partes aéreas de la
planta. En la hoja invade ambas superficies foliares, las cuales van adquiriendo una tonalidad marrón hasta defoliarse antes de tiempo.
Referencias:
– Gómez-García, V. M., Torés, J. A., Álvarez, J. M. (1996). Sphaerotheca fuliginea
(Schlecht.) Pollaci. Erysiphe cichoracearum DC. Oidio o ceniza. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 40. MAPA.
– Kapoor, J. N. (1967). Sphaerotheca fuliginea. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi
and Bacteria nº 159.
– Torés, J. A., Cánovas, I., Velasco, M.V. (1990). Nota sobre Sphaerotheca fuliginea, agente
causal del oidio de las cucurbitáceas en la zona costera de las provincias de Málaga y
Almería. Investigación Agraria, Producción y Protección Vegetales 5: 475-479.
– Torés, J. A., Álvarez, J. M. (1994). Oidio. Sphaerotheca fuliginea, Erysiphe cichoracearum, Leveillula taurica. En “Díaz-Ruiz, J. R. y García-Jiménez, J. (edit.): Enfermedades de las cucurbitáceas en España”: 65-69. Monografías de la SEF nº 1. 155 pp.
– Torés, J. A., Gómez-Guillamón, M.L., Cánovas, I. (1996). Temperature-conditioned
response to Sphaerotheca fuliginea race 1 in the Spanish melon cultivar ANC-57.
Report Cucurbit Genetics Cooperative 19: 59-60.
714
Sphaerotheca humuli (DC.) Burrill
[Anamorfo: Oidium fragariae Harz]
Oidio
Sinónimos: Del teleomorfo: Sphaerotheca macularis (Wallr. ex Fr.) Jacz, Alphitomorpha
macularis Wallr., Erysiphe macularis (Wallr.) Fr., E. alchemillae Grez, Sphaerotheca macularis f. sp. fragariae (Harz) Jacz., etc.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: cleistotecios de 60-125 µm de diámetro, gregarios o dispersos,
globosos, de color marrón oscuro a negro, con numerosos fulcros en su mitad inferior, de
3 a 5 veces más largos que el diámetro del ascocarpo. Una sola asca por cleistotecio, subglobosa o ligeramente elíptica, de 50-90 x 45-75 µm y con ocho ascosporas hialinas, elípticas u ovales, de 18-25 x 12-18 µm. Anamorfo: micelio hialino, septado con conidias
hialinas, elipsoidales o con forma de barril, que aparecen dispuestas en cadenas, de
25-38 x 15-23 µm. En su interior tienen gránulos de fibrosita.
Huéspedes: Fresa, lúpulo y potentilla.
Sintomatología: Afecta a todas las partes aéreas de la planta. Las hojas atacadas se abarquillan, muestran un polvillo blanco por el envés que se corresponde con una cierta decoloración en el haz y más adelante se aprecian manchas púrpuras o rojizas y abundante
defoliación. Se puede producir una disminución de la producción de polen y deformación
o muerte de las flores. Los frutos enfermos se recubren de un polvillo blanco; si están verdes no llegan a madurar bien, los maduros pierden brillo y tersura, adquieren mal sabor
y se deprecian considerablemente.
Referencias:
– Mukerji, K. G. (1968). Sphaerotheca macularis. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi
and Bacteria nº 188.
– Páez, J. I.; Duhart, M. E.; Vega, J. M., Montes, F. (1999). Sphaerotheca macularis
(Wallr ex Fr.) Jacz. Oidio. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 142. MAPA. Madrid.
715
Sphaerotheca pannosa (Wallr. ex Fr). Lév.
[Anamorfo: Oidium leucoconium Desm.]
Oidio
Sinónimos: Alphitomorpha pannosa Wallr., Erysiphe pannosa (Wallr.) Fr., Podosphaera
pannosa (Wallr.) de Bary, Sphaerotheca pannosa var. rosae Voron.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: cleistotecios globosos a piriformes, con pocos apéndices y
una única asca con ocho ascosporas ovales, hialinas y de 20-30 x 12-17 μm. Anamorfo:
conidias hialinas, elipsoides, en cadenas, comenzando por el envés de las hojas; de
20-35 x 14-20 μm.
Huéspedes: S. pannosa afecta a rosal, mientras que S. pannosa var. persicae Voron.
afecta a frutales de hueso (albaricoquero, almendro y melocotonero).
Sintomatología: Infecta hojas, brotes jóvenes y frutos. Los tejidos infectados aparecen
cubiertos de una capa pulverulenta blanquecina, bajo la que aparecen lesiones de color
pardo o negro.
Referencias:
– Marboutie, G., Balduque, R., Latorre, Y. (1993). Development of powdery mildew on
peach (Sphaerotheca pannosa var. persicae) in Spain in 1989 and in France in 198991. Bulletin OILB/SROP 16: 53-56.
– Mukerji, K. G. (1968). Sphaerotheca pannosa. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi
and Bacteria nº 189.
– Tuset-Barrachina, J.J. (1972). Notas sobre la presencia en el almendro del erisifáceo
Sphaerotheca pannosa (Wallr.) Lev. var. persicae Woron. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias. Protección Vegetal 2: 27-33.
716
Spilocaea oleagina (Castagne) Hughes
Repilo del olivo
Sinónimos: Cycloconium oleaginum Castagne.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Forma conidióforos unicelulares, fialidiformes, de color amarillento y muy
pequeños, que llevan conidias piriformes, marrones, con un septo transversal donde la conidia se constriñe y miden 14-27 x 9-15 μm.
Huéspedes: Olivo.
Sintomatología: Provoca la aparición de manchas de color pardo oscuro, circulares y
anilladas con un centro verde. Con el tiempo toman aspecto aterciopelado y aparecen con
un halo amarillo claro, violeta o pardo claro. Puede infectar el pedúnculo del fruto, provocando su caída.
Referencias:
– Benlloch, M. (1942). Observaciones sobre algunas enfermedades del olivo. Boletín Patología Vegetal y Entomología Agrícola 11: 1-12.
– Benlloch, M. (1945). Clave para reconocer las plagas y enfermedades del olivo por
sus síntomas externos. Publicación Estación Fitopatológica Agrícola de Madrid
16: 14 pp.
– Estaciones de Patología Vegetal. (1926). Trabajos de las Estaciones de Patología Vegetal. Publicación Estación Patología Vegetal 1: 107-113.
717
Spilocaea phillyreae (Nicolas & Aggéry) M. B. Ellis
Sinónimos: Cycloconium phillyreae Nicolas & Aggéry.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Huéspedes: Phillyrea angustifolia y P. latifolia.
Sintomatología: El hongo se desarrolla sobre las dos caras de las hojas, provocando la
aparición de manchas, que sobre la cara adaxial son de color pardo grisáceo u oliváceo y
márgenes poco marcados, mientras que en la cara abaxial son de márgenes más definidos y más verdosos. Poco a poco las zonas cloróticas y necróticas se van extendiendo,
provocando la muerte y caída precoz de las hojas. Las infecciones se manifiestan de forma
muy desigual entre los pies, pudiendo encontrar algunos con el follaje muy afectado en
contacto con otros donde la enfermedad es menos aparente.
Referencias:
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi-Prensa, Madrid, 576 pp.
718
Spilocaea pyracanthae (Otth) v. Arx
Moteado
Sinónimos: Spilocaea eryobotryae (Cav.) Hughes; Fusicladium pyracanthae (Otth) Viennot-Bourgin.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Los conidióforos simples y de color oliváceo llevan conidias ovales a piriformes de color oliváceo a marrón, solitarias o en cadenas de hasta tres elementos. Éstas,
en principio, son unicelulares, pero con el tiempo se forma un único septo; miden 12-18
x 7-10 μm.
Huéspedes: Cotoneaster spp., níspero, Pyracantha spp.
Sintomatología: Los frutos aparecen cubiertos por manchas grisáceas a negruzcas que
confluyen con el tiempo y forman un revestimiento uniforme que acaba por secarlos.
Referencias:
– Benlloch, M. (1949). Observaciones fitopatológicas del año 1948. Boletín Patología
Vegetal y Entomología Agrícola 16: 203-242.
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1969). Distribution of Spilocaea eryobotryae (Cav.) Hughes. CMI Map 435, 1st. Edition.
719
Spongospora subterranea (Wallr.) Lagerh. f. sp. nasturtii
J. A. Tomlinson
Taxonomía: Reino Protozoa, Filo Plasmodiophoromycota (División Myxomycota, Clase
Plasmodiophoromycetes).
Descripción: Quistes angulares y poliédricos, de 3,3-4,4 µm de diámetro, con paredes
delgadas de color amarillento o marrón. Plasmodios esporangiales y quistógenos generalmente grandes, subesféricos, ovoides oblongos, elongados, de 10-130 µm de diámetro, frecuentemente llenando las células del hospedante. Esporangios numerosos, ovoides
a esféricos o poliédricos, de 6-12 µm de diámetro, con paredes lisas y delgadas, produciendo generalmente cuatro zoosporas. Zoosporas secundarias esféricas a piriformes, de
2,4-6 µm de diámetro.
Huéspedes: Berro (Nasturtium officinale R. Br.).
Sintomatología: Muy específica, caracterizada por hinchamientos en las raíces, que
toman el aspecto de garfio; afecta a las raíces que surgen de los nudos, que se hinchan y
curvan y en cuyo interior se pueden apreciar mediante preparación microscópica algunos
estados del ciclo poco conocido del patógeno.
Referencias:
– García-Benavides, P., Cortés-Barbero, J. (2002). Detección de Spongospora subterranea f. sp. nasturtii en planta de berro (Nasturtium officinale R. Br.). Resúmenes XI
Congreso Nacional de la Sociedad Española de Fitopatología: 129. Almería.
– Karling, J. S. (1968). The Plasmodiophorales. Hafner Publ. Co. 256 pp.
720
Stemphylium sarciniforme (Cavara) Wiltshire
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Las colonias que forma son de tono marrón oliváceo. Los conidióforos,
pálidos a marrones dorados con dilataciones vesiculares de 11-14 μm de diámetro, llevan
conidias subesféricas o elipsoides, marrones doradas, de superficie lisa y con septos longitudinales y transversales; miden 30-50 x 22-33 μm.
Huéspedes: Trébol.
Sintomatología: Causa una lesión característica de mancha en diana sobre las hojas.
Estas lesiones evolucionan hacia pardo-marrones y causan la marchitez de las hojas. Le
favorecen las plantaciones densas y la humedad.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1966). Distribution of Stemphylium sarciniforme (Cav.) Wiltsh. CMI Map 139, 2nd. Edition.
– Laboratorio de Criptogamia. (1942). Informe del trabajo llevado a cabo por la Estación
de Fitopatología de La Coruña durante 1940-41. Publicación Estación Fitopatología Agrícola de La Coruña 14: 35 pp.
721
Stemphylium solani Weber
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Forma colonias de color gris o marrón grisáceo. Los conidióforos, de color
marrón pálido, contienen conidias oblongas, apuntadas en el ápice, redondeadas en la
base, con septos transversales (3-6); de color marrón pálido a marrón dorado, que miden
35-55 x 18-28 μm.
Huéspedes: Altramuz, patata, tomate.
Sintomatología: Causa un punteado gris en las hojas de la planta infectada, con un contorno amarillo que, en ocasiones, se vuelve necrótico. Las masas de conidióforos se forman en los bordes de la mancha, en ambos lados de la hoja.
Referencias:
– Forbes, I., Gladstones, J.S., Wells, H.D. (1975). Gray leaf spot-resistant Lupinus angustifolius L. germplasm from plant exploration in the western Mediterranean region. Crop Science 15: 867-868.
722
Stemphylium vesicarium (Wallr.) Simmons
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Forma colonias de color oscuro. Los conidióforos, pálidos, contienen conidias oblongas, apuntadas en el ápice, redondeadas en la base, con 3-6 septos transversales, pálidas y de 42 x 20 μm.
Huéspedes: Ajo, peral, tomate.
Sintomatología: Causa lesiones necróticas en las hojas de las plantas infectadas. Exteriormente se distingue un punteado en la superficie foliar.
Referencias:
– Basallote, M. J., Prados, A.M., Pérez de Algaba, A., Melero-Vara, J.M. (1993). First report of two leaf spots on garlic caused by Stemphylium vesicarium in Spain. Plant
Disease 77: 953.
– Montesinos, E., Moragrega, C., Llorente, I., Vilardell, P. (1995). Susceptibility of selected European pear cultivars to infection by Stemphylium vesicarium and influence
of leaf and fruit age. Plant Disease 79: 471-473.
723
Stereum hirsutum Fr.
Apoplejía, yesca
Sinónimos: Stereum necator Viala.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Hymenomycetes).
Descripción: Los basidiocarpos se forman en consola y son delgados, normalmente imbricados, coriáceos y de color amarillo o algo grisáceo; con frecuencia miden 2-10 cm de
lado a lado. Las basidiosporas son elípticas y aplanadas por una cara, hialinas y de color
blanco en masa; miden 5,7 x 2,5-3,5 μm.
Huéspedes: Haya, roble, vid.
Sintomatología: En plantas vivas, entra por las heridas de poda, produciendo una podredumbre pulverulenta en tronco y ramas. Causa manchado del fruto y clorosis intervenal en las hojas. Los pámpanos distales pueden marchitarse y morir súbitamente.
Produce una pudrición amarillo blanquecina en madera caída o cortada.
Referencias:
– Ruiz Castro, A. (1950). La lucha contra las enfermedades del viñedo en España. Boletín Patología Vegetal y Entomología Agrícola 18: 243-280.
724
Stigmina carpophila (Lév.) M. B. Ellis
Cribado de los frutales de hueso
Sinónimos: Coryneum beijerinckii Oud, Clasterosporium carpophilum (Lév.) Aderh., Wilsonomyces carpophilus (Lév.) Adask., J. M. Ogawa & E. E. Butler y 18 sinónimos más.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Micelio inmerso, ramificado, septado y de color marrón claro. Forma esporodoquios de color marrón. Conidióforos cilíndricos, septados, ramificados en la base,
hialinos a marrón pálido. Células conidiógenas holoblásticas, anilladas, cilíndricas, marrón
claro, lisas. Conidias fusiformes, de 20-90 x 7-16 μm, con tabiques transversales, marrones, lisas, truncadas en la base, y con la célula apical a menudo más pálida.
Huéspedes: Frutales de hueso (almendro, albaricoquero, melocotonero, ciruelo y cerezo).
Sintomatología: Causa la enfermedad llamada “cribado” o “perdigonada”. El hongo
ataca a yemas, brotes, hojas, flores y frutos. En las hojas, las lesiones pardas rodeadas de
un margen verde claro acaban por desprenderse, dando el efecto de perdigonado o desgarrado. En frutos provoca las mismas lesiones que acaban por volverse ásperas y suberosas. En brotes y ramas, las lesiones evolucionan hacia la formación de chancros con
exudado gomoso en torno a ellas. Las flores se marchitan (seca) antes de expandirse por
completo.
Referencias:
– Cambra Álvarez, M., Bernal Pescador, I. (1999). Stigmina carpophila (Lév.) M. B.
Ellis. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales.
Ficha 145. MAPA. Madrid.
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1971). Distribution of Stigmina carpophila (Lév.) M.B Ellis. CMI Map 188, 3rd. Edition.
– Mateo-Sagasta, E. (2000). Cribado del melocotonero (Wilsonomyces carpophilus). En
“Montesinos, E., Melgarejo, P., Cambra, M. A. y Pinochet, J. (edit.): Enfermedades
de los frutales de pepita y hueso”: 67-68. Sociedad Española de Fitopatología-Edic.
Mundi-Prensa.
– Tuset, J. J., Portilla, M.T. (1983). Hongos causantes del cribado en "España". Jornadas
sobre Patología Vegetal. Resúmenes de las Comunicaciones presentadas a la IV, V
y VI Reuniones Anuales del Grupo Especializado de Fitopatología Microbiana de
la Sociedad Española de Microbiología: 59. Monografías INIA nº 48.
725
Stromatinia gladioli (Drayt.) Whetz
Sinónimos: Sclerotinia gladioli Drayton, Sclerotium gladioli Massey.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Discomycetes).
Descripción: Sobre el tejido afectado sólo suelen observarse los microesclerocios, en
forma de diminutos puntos negros de 0,1-0,3 mm.
Huéspedes: Gladiolo.
Sintomatología: Sobre los bulbos aparecen manchas hundidas de color marrón rojizo al
principio, que después evolucionan a negro, sobre todo, en la zona de la inserción de las
escamas. Sobre estas manchas pueden verse los microesclerocios del hongo, de color
negro. La zona afectada parece limitada a la epidermis, aunque con ataques intensos el
bulbo se momifica.
Referencias:
– García-Jiménez, J., Alfaro-García, A. (1985). Inspección fitosanitaria del bulbo de gladiolo: Estudio básico. Boletín del Servicio de Defensa contra Plagas e Inspección Fitopatológica. Fuera de serie 3. 71 pp.
726
Sydowia polyspora (Bref. & Travel) E. Müller
[Anamorfo: Sclerophoma pithyophila (Corda) Höhn]
Sinónimos: Del teleomorfo: Dothidea polyspora Bref. & Tav. y cinco más. Del anamorfo: Sphaeronema pythiophila Corda y once más.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Anamorfo: en las plantas afectadas se observa principalmente el anamorfo:
picnidios sumergidos que se vuelven erumpentes, negros, de forma globosa o irregular,
de más de 200 μm de diámetro, uniloculares o divididos imperfectamente, sin ostiolo. Conidias hialinas, unicelulares, generalmente con una gútula central, de 4-8 x 2-3 μm. Teleomorfo: el teleomorfo se encuentra ocasionalmente en brotes muertos.
Huéspedes: Coníferas; muy frecuente en pinos de distintas especies afectados por otros
problemas.
Sintomatología: Es un saprofito muy eficaz en la colonización de tejidos debilitados o
muertos por otros agentes: otros hongos más patógenos, como Lophodermium o Mycosphaerella en las acículas o Sirococcus y Sphaeropsis sobre los brotes, o bien tejidos debilitados por causas abióticas. Constituye sobre todo un problema de diagnóstico en el
laboratorio por su alta capacidad de reproducción y frecuencia de aislamiento, enmascarando el diagnóstico correcto.
Referencias:
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi-Prensa, Madrid, 576 pp.
– Sutton, B. C., Waterston, J. M. (1970). Sydowia polyspora. CMI Description of Pathogenic Fungi and Bacteria Nº 228.
727
Taphrina caerulescens (Desm. & Mont.) Tul.
Sinónimos: Ascomyces caerulescens Desm & Mont., A. quercus Cooke, T. quercus
(Cooke) Sacc.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Hemiascomycetes).
Descripción: Sobre las abolladuras foliares aparecen las ascas desnudas, sumergidas en
las células epidérmicas del huésped y de tamaño 46-72 x 15-27 μm.
Huéspedes: Quercus pyrenaica.
Sintomatología: Aparición de numerosas abolladuras en el limbo foliar, típicamente convexas por el haz, cóncavas por el envés, inicialmente con una tonalidad verde más clara,
hasta que gradualmente se tornan pardo rojizas. Son el resultado de una anormal división
de las células (hiperplasia) y a su vez un crecimiento también superior al normal (hipertrofia). En general los daños producidos por el hongo son escasos, pero infecciones reiteradas pueden afectar al crecimiento de los árboles afectados; raramente es el causante
primario único de la muerte del árbol.
Referencias:
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi-Prensa, Madrid, 576 pp.
728
Taphrina deformans (Berk.) Tul.
Abullonado, lepra
Sinónimos: Exoascus amygdali Jacz., E. deformans (Berk.) Fuckel, Ascomyces deformans Berk. T. amygdali (Jacz.) Mix.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Discomycetes).
Descripción: Las ascas crecen sobre las lesiones en condiciones favorables. No existe un
cuerpo fructífero protector y las hifas dan lugar a células basales modificadas que producen las ascas, que son de 25-50 x 8-11 μm, unitunicadas, con un ápice aplanado que se
agrieta para la descarga de ascosporas. Contienen de 4 a 8 ascosporas hialinas, globosas
y aseptadas de 3-7 μm de diámetro. Tienen una segunda fase epifítica del tipo levadura,
con conidias de forma oval y 2,5-6 x 4,5 μm.
Huéspedes: Almendro, melocotonero, nectarino y, raramente, albaricoquero.
Sintomatología: Hipertrofia foliar, dando lugar al abullonado de las hojas, que se vuelven quebradizas y adquieren color verde blancuzco, rosado o rojizo. También puede atacar a los brotes y al fruto.
Referencias:
– Booth, C. (1981). Taphrina deformans. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and
Bacteria nº 711.
– Collar Urquijo, J. (1996). Taphrina deformans (Berk.) Tul. Lepra o abolladura. Fichas
de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 76.
MAPA.
– Commonwealth Mycological Institute. (CMI). (1969). Distribution of Taphrina deformans (Berk.) Tul. CMI Map 192, 3rd. Edition.
– de Cal, M. A. (2000). Abolladura de las hojas de los frutales de hueso (Taphrina deformans). En “Montesinos, E. et al. (edit.): Enfermedades de los frutales de pepita
y hueso”: 69-70. Mundi- Prensa- SEF. 147 pp.
729
Taphrina kruchii (Vuill.) Schroet
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Hemiascomycetes).
Descripción: Las ascas son libres, sin protección de ningún cuerpo fructífero, como es
característico de este género fúngico.
Huéspedes: Quercus, principalmente Q. ilex.
Sintomatología: Masiva producción de hojas debida a la estimulación que este hongo
produce en las yemas durmientes, lo que provoca un elevado desarrollo de ramillos más
cortos, más gruesos de lo normal y erectos. La imposibilidad del árbol de mantener la vascularización de estas ramas provoca el desvío de savia y la marchitez final de las numerosas y anómalas hojas, que terminan por caer prematuramente, dejando a la vista la
proliferación de ramillos de aspecto conocido como "escoba de bruja". Generalmente los
daños que provoca este hongo son limitados. Se trasmite por las heridas que se producen
en el vareo de la bellota.
Referencias:
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi-Prensa, Madrid, 576 pp.
730
Taphrina populina Fr.
Sinónimos: Ascomyces aureus (Pers.) Magnus, Erineum aureum Pers., Exoascus aureus
(Pers.) Sadeb., Taphria populina Fr., Taphrina aurea (Pers.) Fr.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Hemiascomycetes).
Descripción: En el envés de la hoja se produce una capa de células basales situadas
entre las células epidérmicas del huésped. Cada una de ellas lleva un asca cilíndrica de
gran tamaño: 50-112 x 15-40 μm (Lanier et al., 1976) ó 70-90 x 18-22 μm (Smith et
al., 1988). Estas ascas no aparecen encerradas en cuerpos fructíferos. Las ascosporas,
de unos 5 μm, tienen una vida muy corta y dan lugar a numerosas blastosporas en el
mismo interior del asca. Estas blastosporas son unicelulares, hialinas, globosas, de tamaño 3-4,5 x 2,5-3 μm (Lanier et al., 1976) ó 2 x 1 μm (Smith et al., 1988) que constituyen la forma infectiva.
Huéspedes: Populus, principalmente la sección Aigeiros.
Sintomatología: Aparición de grandes abolladuras en las hojas, típicamente convexas por
el haz, cóncavas por el envés, inicialmente con una tonalidad verde, posteriormente van
volviéndose más claras hasta que la hoja amarillea totalmente. Son el resultado de la hiperplasia y la hipertrofia que provoca la presencia del hongo. La formación de las ascas
por la zona cóncava es muy llamativa y característica, por el típico color dorado que las
cubre. Puede provocar defoliación precoz.
Referencias:
– Lanier, L., Joly, P., Bondoux, P., Bellemère, A., (1976). Pathologie Forestière. Tome II.
Mycologie et Pathologie Forestières. Edit. Masson. 478 pp.
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi-Prensa, Madrid, 576 pp.
– Smith, I. M., Dunez, J., Lelliot, R. A., Phillips, D. H., Archer, S. A. (edit.) (1988). European handbook of plant diseases. Blackwell Sci. Publ. 583 pp.
731
Thanatephorus cucumeris (Frank) Donk
[Anamorfo: Rhizoctonia solani Kühn]
Viruela de la patata
Sinónimos: Corticium solani (Prill. & Deacr.) Bourdot & Galzin; Pellicularia filamentosa (Pat.) Rogers.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Hymenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: basidiosporas elipsoides y apiculadas, de 6-14 x 4-8 μm; se
desarrollan sobre un himenio; cada basidio tiene normalmente cuatro esterigmas de 5,5
a 36,5 μm de largo. Anamorfo: esclerocios de color pardo oscuro y de superficie uniforme. Las hifas, que en un principio son hialinas, se vuelven de color pardo oscuro y
miden 12-15 μm de ancho y hasta 250 μm de longitud. Se ramifican perpendicularmente.
Huéspedes: Muy polífago.
Sintomatología: En patata, causa la muerte de brotes antes de su emergencia. Si la
planta ya ha madurado, causa lesiones pardo oscuras en la base del tallo y ataca a los estolones que pueden quedar seccionados. En veranos húmedos se forma el teleomorfo,
que da lugar a un micelio blanco sobre los tallos y las hojas que estén en contacto con
el suelo. Desde ese micelio que llega a infectar al tubérculo se forman los esclerocios.
En el resto de especies es capaz de producir la muerte de las semillas antes o durante la
germinación. En las primeras fases de desarrollo causa la caída de la plántula, produciendo la podredumbre de tejidos y el colapso del tallo. En plantas adultas, causa el anillado del tallo e infecta con lesiones pardas la parte aérea desde las zonas donde esté la
planta en contacto con el suelo.
Referencias:
– Boysen, M., Borja, M., Moral, C. del, Salazar, O., Rubio, V. (1996). Identification at
strain level of Rhizoctonia solani AG4 isolates by direct sequence of asymetric PCR
products of the ITS regions. Current Genetics 29: 174-181.
– Cenis, J.L., Rodríguez, C., Tello, J. (1995). Variación genética de cepas españolas de
Rhizoctonia solani estimada mediante PCR y marcadores RAPD. Investigación
Agraria, Producción y Protección Vegetales 10: 113-123.
– Laboratorio de Criptogamia. (1943). Informe del trabajo llevado a cabo por la Estación
de Fitopatología de La Coruña durante 1942. Publicación Estación Fitopatología
Agrícola de La Coruña 23: 21-57.
732
– Marín, J.P., Segarra, J., Almacellas, J. (1992). Enfermedades de los cereales en Cataluña en 1988-90. Investigación Agraria, Producción y Protección Vegetales 7:
261-275.
– Melero-Vara, J.M., Jiménez-Díaz, R. M. (1990). Etiology, incidence, and distribution
of cotton seedling damping-off in southern Spain. Plant Disease 74: 597-600.
– Rubio, V., Tavantzis, S.M., Lakshman, D.K. (1996). Extrachromosomal elements and
degree of pathogenicity in Rhizoctonia solani. En (Sneh, B., Jabaji-Hare, S., Neate,
S., Dfijst, G.) Rhizoctonia species: Taxonomy, Molecular Biology, Ecology, Pathology and Disease Control. Kluwer Academic Publishers.
– Sardiña, J.R. (1945). Enfermedades de la patata. Publicación Estación Fitopatológica
Agrícola de La Coruña 5: 111 pp.
– Sinobas, J., Iglesias, C., García, A. (1994). Prospección de las micosis en los invernaderos de Villa del Prado (Madrid) y su incidencia en el cultivo de judía (Phaseolus
vulgaris L.). Boletín de Sanidad Vegetal, Plagas 20: 889-898.
– Tello, J.C., Lacasa, A., Molina, R. (1985). Nota fitopatológica sobre el complejo parasitario del pie de la judía en la costa de Granada. ITEA Producción Vegetal 61:
57-69.
733
Thielaviopsis basicola (Berk. & Broome) Ferraris
Sinónimos: Chalara elegans Nag Raj & Kendrick, Torula basicola Berk. & Broome,
Trichocladium basicola (Berk. & Broome) J. W. Carmichael.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Las colonias producen dos tipos de conidias: unas, conocidas como macroconidias o clamidosporas, son marrones, subrectangulares, algo redondeadas en su
extremo, producidas en cortas cadenas de 14-16 µm de longitud, que se rompen en su madurez y entonces se oscurecen. El segundo tipo, denominado microconidias o endoconidias, se produce en series lineales endógenamente dentro de las células conidiógenas y
son cilíndricas catenulas, hialinas, de aproximadamente 6 x 4 µm.
Huéspedes: Numerosas plantas de vivero, tanto herbáceas como leñosas, cultivadas en
sustratos comerciales artificiales a base de turbas rubias, negras y subproductos de la corteza de coco.
Sintomatología: Podredumbre, total o parcial, de raíces en plantas de vivero. Marchitamiento de plántulas y necrosis radicular.
Referencias:
– Montón-Romans, C., García-Figueres, F. (1998). Thielaviopsis basicola en sustratos
utilizados en plantas de viveros. Resúmenes del IX Congreso Nacional de la Sociedad Española de Fitopatología: 124. Salamanca.
– Subramanian, C. V. (1968). Thielaviopsis basicola. CMI Descriptions of Pathogenic
Fungi and Bacteria Nº 170.
734
Thyriopsis halepensis (Cooke) Theiss. & Syd.
Tiriopsis
Sinónimos: Dothidea halepensis Cooke, Phyllachora halepensis (Cooke) Cooke.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Los cuerpos fructíferos se forman en las ramillas y, sobre todo, en las acículas. Son tiriotecios de color negro en cuyo interior se forman ascas redondeadas elipsoidales, globosas, bitunicadas, de 22,5-25 x 15-17 μm. Las ascosporas son elipsoidales,
bicelulares, con un tabique central con ligera estrangulación y de 15-20 x 7,5-10 μm.
Huéspedes: En España se ha citado en Pinus halepensis, P. pinea, P. pinaster y P. canariensis; en otros países también citado sobre P. sylvestris, P. sabiniana y P. banksiana.
Sintomatología: Distintos grados de defoliación, empezando desde la base de la copa
hacia las puntas. En las ramillas y especialmente en las acículas, con una lupa, se identifican pequeñas manchas de fructificación de color negro, que aparecen adheridas a la
epidermis y tienen tendencia a agruparse formando círculos. La zona central de estas
agrupaciones se vuelve clorótica para pasar a una tonalidad pardo-rojiza, consecuencia
de la necrosis celular. Finalmente, toda la acícula adquiere una tonalidad pajiza y termina
por caer. Las copas de los árboles aparecen ralas y salpicadas de acículas decoloradas.
Muy sensible P. halepensis, cuando vegeta en malas condiciones, siendo el hongo responsable, en muchos casos, de la conocida transparencia de copa de esta especie.
Referencias:
– Jiménez Jiménez, J. (2002). Thyriopsis halepensis (Ck.) Theiss & Syd. Tiriopsis. Fichas
de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 204.
MAPA. Madrid.
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi-Prensa.
735
Tilletia caries (DC) Tul.
Caries o tizón
Sinónimos: Tilletia tritici (Bjerk.) Wolff.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Ustilaginomycetes).
Descripción: La masa de esporas es pulverulenta, de color marrón rojizo a negruzco y
compuesta por esporas y células estériles globosas e hialinas. Las esporas son globosas
a ovoides, de color marrón claro a rojizo; la pared está reticulada de forma poligonal;
miden 14-23 μm de diámetro.
Huéspedes: Cebada, gramíneas pratenses, trigo.
Sintomatología: La masa de esporas maduras se mantiene dentro del soro hasta que éste
se libera del huésped. Las teliosporas sustituyen a los tejidos ovulíferos. Las espigas afectadas son laxas, abiertas y alargadas. Los tallos son más cortos.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1990). Distribution of Tilletia caries
(DC) Tul. CMI Map 294, 4th. Edition.
– Unamuno, L.M. (1941). Notas micológicas XIV. Contribución al estudio de los Uredinales y Ustilaginales de la flora española. Boletín Sociedad Española de Historia
Natural 38: 19-36.
736
Tilletia controversa Kühn
Caries enana del trigo
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Ustilaginomycetes).
Descripción: Produce esporas rodeadas de una vaina hialina y gelatinosa en soros esféricos, distinguiéndose de T. caries porque, en ésta, los soros son elípticos. La masa de esporas es pulverulenta, de color marrón rojizo a negruzco y compuesta por esporas y
células estériles. Las esporas son globosas a subglobosas, amarillentas a pardo rojizas y
miden 16-25 μm de diámetro.
Huéspedes: Cebada, gramíneas pratenses, trigo.
Sintomatología: Las teliosporas sustituyen a los tejidos ovulíferos, manteniéndose cierto
tiempo dentro del soro. Las espigas, al madurar, tienen aspecto laxo y abierto. Los soros
son más grandes que los granos. Además causa un enanismo característico que la diferencia de otras caries.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1992). Distribution of Tilletia controversa Kuhn. CMI Map 297, 3rd Edition.
– Durán, R., Fischer, G.W. (1961). The genus Tilletia. 138 pp. Washinton State University, USA.
737
Tilletia foetida (Wallr.) Liro
Caries o tizón
Sinónimos: Tilletia laevis Kühn.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Ustilaginomycetes).
Descripción: La masa de esporas es pulverulenta, de color marrón negruzco y compuesta
por esporas y células estériles. Las esporas son globosas a ovoides, marrón oliváceo;
miden 17-20 x 28-22 μm. La pared es lisa o ligeramente punteada. En masa, el color es
pardo a negro.
Huéspedes: Cebada, centeno, gramíneas pratenses, trigo, triticale.
Sintomatología: La masa de esporas maduras se mantiene dentro del soro hasta que éste
se libera del huésped. Las teliosporas sustituyen a los tejidos ovulíferos. Las espigas afectadas son laxas, abiertas y alargadas. Los tallos son más cortos.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1968). Distribution of Tilletia foetida
(Wallr.) Liro. CMI Map 295, 2nd. Edition.
– González-Fragoso, R. (1924). Ustilaginales de la flora española contenidos en el herbario del Museo Nacional de Ciencias Naturales de Madrid. Boletín Sociedad Española de Historia Natural 24: 116-127.
– Unamuno, L.M. (1941). Notas micológicas XIV. Contribución al estudio de los Uredinales y Ustilaginales de la flora española. Boletín Sociedad Española de Historia
Natural 38: 19-36.
738
Togninia minima (Tul. & C. Tul.) Berl.
[Anamorfo: Phaeoacremonium aleophilum W. Gams,
Crous, M. J. Wingf. & L. Mugnai]
Enfermedad de Petri en vid
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: peritecios subglobosos, a veces obpiriformes, de 160-420 µm
de diámetro, con varios cuellos periteciales largos y cilíndricos. Parafisos hialinos,
septados y persistentes. Ascas hialinas, aclavadas, de 17-27 x 4-5 µm. Ascosporas
unicelulares, hialinas, oblongo-elipsoides a alantoides, con extremos redondeados,
de 4-6,5 x 1-2 µm. Anamorfo: conidias de 2,5-7 x 1,5-3 µm, de forma oblonga-elipsoidal a alantoide, hialinas, producidas en cabezas mucosas.
Huéspedes: Vid (Vitis vinifera), afectando principalmente a plantas jóvenes de 2 a 3 años
de edad.
Sintomatología: Se trata de uno de los hongos asociados a la “enfermedad de Petri” en
la vid, caracterizada por la aparición de retrasos en la brotación, entrenudos cortos, escaso
desarrollo de los brotes y clorosis foliar. En la madera de la parte aérea y zonas basales
se observa, al realizar cortes transversales, el pardeamiento de los vasos xilemáticos que,
en ocasiones, emiten una exudación gomosa de color oscuro.
Referencias:
– Armengol, J., Vicent, A., Torné, L., García Figueres, F., García Jiménez, J. (2001). Hongos asociados a decaimientos y afecciones de madera en vid en diversas zonas españolas. Boletín de Sanidad Vegetal Plagas 27: 137-153.
– Armengol, J., Vicent, A., Torné, L., García-Figueres, F., García-Jiménez, J. (2001):
Fungi associated with esca and grapevine declines in Spain: a three-year survey.
Phytopathologia Mediterranea 40, Supplement: 325-329.
– Crous, P. W., Gams, W., Wingfield, M. J., van Wyk, P. S. (1996). Phaeoacremonium gen.
nov. associated with wilt and decline diseases of woody hosts and human infections.
Mycologia 88: 786-796.
– García-Jiménez, J., Armengol, J., Beltrán, R., Jiménez-Jaime, A., Vicent, A. (2004).
Enfermedades fúngicas de madera. En “Los parásitos de la vid. Estrategias de protección integrada”: 221-228. Ed. MAPA Mundi-Prensa. 391 pp.
739
– Mostert, L., Crous, P. W., Groenewald, J. Z., Gams, W., Summerbell, R. C. (2003): Togninia (Calosphaeriales) is confirmed as teleomorph of Phaeoacremonium by means
of morphology, sexual compatibility and DNA phylogeny. Mycologia 95: 646-659.
740
Trabutia quercina (Rudolphi ex. Fr.) Sacc. & Roum.
[Anamorfo: Baeumleria quercina (G. Arnaud) Petr.]
Sinónimos: Rhitisma quercinum F. Rudolphi ex Fr.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: ascomas de 250-400 µm de diámetro; ascas en forma de saco
o de clavo, de 45-55 x 17-22 µm, con ocho ascosporas, corto pedicelo y ápice de agudo
a obtuso. Ascosporas dispuestas irregularmente, de 20-25 x 5-8,5 µm, de fusiformes a
elipsoidales-fusiformes, generalmente curvadas y aplanadas por un lado, de pared fina,
hialinas, de pared lisa, aseptadas y sin cubierta ni apéndice gelatinoso.
Huéspedes: Quercus canariensis Willd.
Sintomatología: Manchas alquitranosas en el haz de las hojas, la mayoría de las veces
dispuestas a lo largo de las nerviaciones, aunque en algunos casos también dispersas por
toda la superficie foliar. Estas lesiones se identifican claramente por su aspecto de estroma brillante, negro y costroso (de 10 a 20 mm de diámetro). En la mayoría de las hojas
se observan lesiones pequeñas, y en la mayoría de los árboles afectados los daños no son
demasiado severos, salvo en algunos pies situados en zonas más húmedas que se ven
afectados por clorosis en hojas e intensa defoliación.
Referencias:
– Trapero, A., Sánchez, M.E. (2003). Quercus canariensis, a new host of Trabutia quercina. Plant Disease 87: 201.
741
Tranzschelia pruni-spinosae (Pers.) Dietel
Roya
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Urediniomycetes).
Descripción: Es una roya heteroica macrocíclica. En su ciclo produce espermogonios y
ecios sobre Anemone, mientras que produce uredinios pardos dorados y telios oscuros
sobre Prunus. Los ecios hipofilos son prominentes con un margen amplio revoluto, 3-5
lobulado; los uredinios son hipofilos, de color pardo dorado, con parafisos y forman urediniosporas fusiformes o clavadas, de 22-43 x 13-19 μm, con una pared pardo dorada
marcadamente engrosada hacia el ápice. Los telios son hipofilos, oscuros y forman teliosporas bicelulares, globosas y de color castaño, que miden 28-40 x 17-23 μm. Las urediniosporas son fusiformes a clavadas, pardo doradas y engrosada la pared en el ápice.
Huéspedes: Albaricoquero, almendro, ciruelo, melocotonero.
Sintomatología: Causa la defoliación prematura, reducción del crecimiento de ramos,
muerte progresiva local y reducción de la floración en la estación siguiente al momento
de la infección.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1962). Distribution of Tranzschelia
pruni-spinosae (Pers.) Diet. CMI Map 223, 2nd. Edition.
742
Trichoderma aureoviride Rifai
Podredumbre de cítricos
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina Clase Hyphomycetes).
Descripción: Colonias de crecimiento muy rápido, amarillentas a verdes, flocosas, con
conidióforos ramificados que terminan en fiálidas en número de 3 ó más. Conidias hialinas o verdes, de paredes lisas, obovoides, con la base truncada, de 3-4,8 x 2-3 μm.
Huéspedes: Cítricos (mandarinas, naranjas y limones).
Sintomatología: Síntomas de podredumbre no blanda, que no hace perder a los frutos la
forma esférica. Es un patógeno típico de herida o de tejido cortical lesionado. Posee una
fase saprofita en el suelo y su actividad patógena la ejerce únicamente si los frutos están
maduros. Penetra por las áreas de la corteza lesionadas e inicia la colonización en pocos
días, adquiriendo la corteza infectada un color marrón oscuro.
Referencias:
– Kubicek, C. P., Harman, G. E. (edit.) (1998). Trichoderma and Gliocladium vol 1. Basic
biology, taxonomy and genetics. Edit. Taylor & Francis. 278 pp.
– Tuset, J., Hinarejos, C., Mira, J.L. (1997). Enfermedades fúngicas de la posrecolección
de los agrios actualmente en progreso. Phytoma España 90: 69-76.
743
Trichothecium roseum (Bull.) Lk.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Forma un micelio hialino y septado. Los conidióforos surgen sobre el fieltro micelial y son erectos, reunidos en grupos y llevan en el extremo las conidias. Éstas
son piriformes, uniseptadas, rojizas en masa y miden 12-19 x 8-10 μm.
Huéspedes: Castaño, pino.
Sintomatología: Causa graves daños en los conos de las coníferas. El tejido infectado comienza por oscurecerse para posteriormente desarrollar un micelio, primeramente blancuzco y que más tarde se vuelve rojizo.
Referencias:
– Fernández de Ana, F.J. (1974). El Trichothecium roseum en la destrucción de los frutos forestales. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias. Recursos
Naturales 1: 179-185.
744
Trochila ilicina (Nees) Courtec.
Sinónimos: Eusteqia ilicis Chevall., Sphaeria concava Berk., S. ilicina Nees, Steqia ilicis (Chevall.) Fr., Trochila ilicina (Nees) Greenhalgh & Morgan-Jones, T. ilicis (Fr.) P.
Crouan & H. Crouan, Xyloma concava Grev.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Discomycetes).
Descripción: Los cuerpos de fructificación son de tipo apotecio, de color negro y lo suficientemente grandes como para poder observarse a simple vista, lo que facilita la identificación del hongo. El apotecio rompe la epidermis cuando madura a través de un disco
circular de unos 0,8 mm de diámetro para permitir la dispersión de las ascosporas.
Huéspedes: Ilex aquifolium (acebo).
Sintomatología: Manchas pardas que aparecen inicialmente por los bordes de las hojas,
y que se van extendiendo hasta invadir por completo el limbo. Las hojas aún prendidas o recién caídas adoptan finalmente una tonalidad pajiza uniforme. Sobre ellas se detectan fácilmente los cuerpos de fructificación del hongo. Es un hongo específico muy
frecuente, pero con un claro comportamiento secundario. Acelera la muerte de las hojas
del acebo.
Referencias:
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi-Prensa, Madrid, 576 pp.
745
Uncinula clandestina (Biv. Bern.) Schr.
Oidio del olmo
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: cleistotecios globosos, al principio amarillos y posteriormente
negros cuando van alcanzando la madurez. Tienen apéndices hialinos, simples y curvados en forma de espiral en el ápice. Contienen varias ascas de elipsoidales a oblongas. Ascosporas hialinas, unicelulares y de oblongas a elípticas. Anamorfo: micelio inicialmente
evanescente, después a modo de telaraña, nunca fieltroso, que en el momento de la producción de conidias se convierte en polvoriento. Conidias hialinas, unicelulares, de forma
cilíndrica o de barril y formadas en cadenas cortas
Huéspedes: Olmo.
Sintomatología: El micelio es externo y se desarrolla en el haz de las hojas. Aparecen
manchas blanquecinas dispersas que van aumentando y cubriendo el limbo con un polvillo de aspecto harinoso.
Referencias:
– Santiago Merino, R. (1996). Uncinula clandestina (Biv. Bern.) Schr. Oidio del olmo.
Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha
147. MAPA. Madrid.
746
Urocystis agropyri (Preus) Schröter
Carbón
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Ustilaginomycetes).
Descripción: Forma una masa de esporas pulverulenta, de color marrón oscuro a negro,
compuesta únicamente por bolas de esporas de forma oblonga a subesférica, con una a
cinco esporas cada una. Las esporas son subglobosas o ligeramente aplanadas, con las paredes de color marrón oscuro y de superficie lisa; miden 11-20 μm de diámetro.
Huéspedes: Trigo, gramíneas pratenses.
Sintomatología: Aparición de soros lineales y negros a lo largo de las hojas y entre las
venas. Puede dar lugar al enanismo de la planta.
Referencias:
– Arnaud, G., Arnaud, M. (1931). Traité de Pathologie Végétal. Tome I, II, III et Atlas,
1900 pp. Paul Lechevalier et fils, Paris.
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1965). Distribution of Urocystis agropyri
(Preuss) Schroet. CMI Map 80, 3rd. Edition.
747
Urocystis cepulae Frost
Carbón de la cebolla
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Ustilaginomycetes).
Descripción: Los soros se presentan como pústulas en la epidermis. Las masas de esporas pulverulentas de color marrón oscuro a las que da lugar están cubiertas por una capa
de células estériles, de color pardo oscuro y 4-6 μm de diámetro, y de esporas fértiles de
color pardo rojizo y paredes de superficie lisa, que miden 11-14 μm de diámetro.
Huéspedes: Ajo, cebolla, cebolleta, puerro.
Sintomatología: Aparecen estrías plateadas a lo largo de las hojas cotiledonares. Estas
estrías se rompen causando lesiones de color pardo oscuro. Las plantas jóvenes suelen
morir cuando son infectadas.
Referencias:
– González-Fragoso, R. (1924). Ustilaginales de la flora española contenidos en el herbario del Museo Nacional de Ciencias Naturales de Madrid. Boletín Sociedad Española de Historia Natural 24: 116-127.
748
Uromyces aloes (Cooke) Magnus
Roya del Áloe
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Urediniomycetes).
Descripción: Teliosporas pediceladas, generalmente elipsoides u obovoides, con el ápice
redondeado, de 27,5-50 x 25-33,8 µm, paredes verrucosas de 2,5-7,5 µm de grosor, de
color marrón-dorado. Pedicelos hialinos, largos, de 117-156 µm.
Huéspedes: Aloe vera.
Sintomatología: Manchas blanquecinas y amarillentas sobre el haz de las hojas y frecuentemente en la parte basal, que corresponderían a la fase espermogonio del hongo.
Posteriormente, las manchas evolucionan hasta formar lesiones eruptivas o pústulas, de
color marrón-dorado a marrón-oscuro, coalescentes y dispuestas concéntricamente en
grupos redondeados de 3-5 cm de diámetro, que corresponderían a la fase telio. Si las
condiciones medioambientales son adecuadas (temperaturas suaves y alta humedad), el
número de pústulas se incrementa y causa el desecamiento de toda la lámina foliar.
Referencias:
– Alvarez, L.A., Vicent, A., Armengol, J., García-Jiménez, J., García-Figueres, F., Montón, C. (2004). Detección de Uromyces aloes sobre Aloe vera. Phytoma España 163:
22-25.
749
Uromyces appendiculatus (Pers.) Unger
Roya
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Urediniomycetes).
Descripción: Es una roya autoica macrocíclica. Los espermogonios se forman en pequeños grupos, mientras que los ecios se forman en grupos numerosos y cupulados de
hasta 8 mm de diámetro. Las eciosporas son angulares de forma elipsoidal y tienen la
pared rugosa e hialina; miden 15-26 μm de diámetro. Los uredios están esparcidos irregularmente y tienen color canela. Las urediosporas son elipsoidales con la pared finamente equinulada de color pardo pálido; son unicelulares y miden 20-30 x 20-26 μm.
Los telios son como los uredios pero casi negros. Las teliosporas son elipsoidales, unicelulares, con la pared de color pardo claro, con los pedicelos frágiles de color hialino a
amarillo pálido y miden 28-38 x 20-36 μm.
Huéspedes: Judía, Vigna spp.
Sintomatología: Las hojas atacadas presentan zonas amarillentas que confluyen y después se secan. Sobre las lesiones aparecen pequeñas pústulas con polvo pardo.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1969). Distribution of Uromyces appendiculatus (Pers.) Unger. CMI Map 290, 3rd Edition.
– Smith, I.M., Dunez, J., Phillips, D.H., Lelliott, R.A., Archer, S.A. (1992). Manual de
enfermedades de las plantas. Ediciones Mundi-Prensa, Madrid.
750
Uromyces betae Kickx
Roya de la remolacha
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Urediniomycetes).
Descripción: Es una roya autoica macrocíclica. Los ecios tienen forma de copa y contienen eciosporas globosas e hialinas de 17-21 x 23-26 μm. Los uredios son de color marrón, anfígenos, con urediosporas unicelulares, elipsoides de color marrón dorado que
miden 19-24 x 26-33 μm. Los telios son de color marrón castaño, también anfígenos, con
teliosporas unicelulares, elipsoides a obovadas de color marrón dorado más oscuro que
las urediosporas y que miden 18-22 x 26-30.
Huéspedes: Remolacha.
Sintomatología: Comienza como pequeñas pústulas marrones sobre las hojas, para extenderse a toda la superficie foliar, causando marchitamiento y muerte de las más viejas.
Las hojas jóvenes permanecen erectas, pero el limbo queda amarillento y quebradizo.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1968). Distribution of Uromyces betae
Kickx. CMI Map 265, 2nd. Edition.
– Domínguez García-Tejero, F. (1951). Distribución en España de las plagas y enfermedades de la remolacha. Boletín Patología Vegetal y Entomología Agrícola 18:
181-204.
– Unamuno, L.M. (1941). Notas micológicas XIV. Contribución al estudio de los Uredinales y Ustilaginales de la flora española. Boletín Sociedad Española de Historia
Natural 38: 19-36.
751
Uromyces ciceris-arietini Jacz.
Roya
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Urediniomycetes).
Descripción: Roya autoica y macrocíclica. Los uredios hipofilos y dispersos, son pulverulentos y de color canela. Sus esporas son unicelulares, globosas, de pared gruesa y
color marrón amarillento y miden 20-28 μm de diámetro. Los telios son de color más oscuro que los uredios y las teliosporas unicelulares tienen la pared marrón, el pedicelo hialino y la forma variable; miden 18-30 x 18-24 μm.
Huéspedes: Garbanzo.
Sintomatología: Comienza mostrando pústulas color canela redondas u ovales en las
hojas. Infecciones graves causan defoliaciones y pérdidas importantes de cosecha.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1992). Distribution of Uromyces ciceriarietini (Grogn.) Jacz. CMI Map 235, 4th. Edition.
– Stevenson, J.A. (1926). Foreing plant disease. A manual of economic plant diseases
which are new or not widely distributed in the USA. 198 pp. US Department of
Agriculture, Federal Horticultural Board, USA.
752
Uromyces dianthi (Pers.) Niessl
Roya del clavel
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Urediniomycetes).
Descripción: Roya heteroica y macrocíclica. Forma uredinios y telios sobre Dianthus,
Arenaria o Silene; los espermogonios y ecios sobre Euphorbia. Los uredinios son ovales de color pardo de óxido, siendo las urediniosporas elipsoides y de color pardo dorado,
de 20-24 x 24-30 μm, fuertemente equinuladas con 3-4 poros ecuatoriales. Los telios son
pardos oscuros y ovales y las teliosporas de color castaño y elipsoides; miden 23 x
25-29 μm. Los ecios, en el envés, son de color anaranjado y tienen hasta 0,5 mm de diámetro.
Huéspedes: Clavel.
Sintomatología: Aparece en las hojas y tallos de los claveles cultivados. Comienza causando manchas verde pálido sobre las que se forman masas de urediniosporas. Causa
daños en hojas pudiendo llegar a la inutilización de la planta completa.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1992). Distribution of Uromyces dianthi (Pers.) Niessl. CMI Map 453, 2nd Edition.
– Rivero, J.M. del (1969). Enfermedades criptogámicas en flores y ornamentales. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias 18: 169-190.
753
Uromyces striatus Schroeter
Roya
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Urediniomycetes).
Descripción: Es una roya heteroica macrocíclica. Los ecios esparcidos sobre la superficie foliar llevan eciosporas elipsoidales y de pared hialina y poco lisa; miden
17-22 μm de diámetro. Los uredios color canela llevan urediosporas elipsoidales, de
color amarillo a pardo claro; miden 18-26 x 16-22 μm. Los telios son de color canela
más oscura que los uredios y las teliosporas son elipsoidales de pared pardo claro,
algo más pálido en el ápice, con pedicelos hialinos, cortos y frágiles; miden 18-24 x
16-20 μm.
Huéspedes: Alfalfa, trébol.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1968). Distribution of Uromyces striatus Schroet. CMI Map 342, 2nd. Edition.
– González Fragoso, R. (1924). Flora de la Península Ibérica. Uredinaceae. T I.– Género
Uromyces; Uredales imperfectos. Museo Nacional de Ciencias Naturales, Madrid.
754
Uromyces trifolii (R. Hedw. ex DC.) Fuckel
Roya del trébol
Sinónimos: Uromyces flectens Lagerheim.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Urediniomycetes).
Descripción: Es una roya macrocíclica y autoica. Los ecios se forman en el haz de las
hojas, con eciosporas esféricas de 14-21 μm de diámetro. Los soros con urediosporas y
basidiosporas de color castaño oscuro cubren el envés, llegando a desbordarlo y pasar al
peciolo, el pedúnculo floral y el haz. Las urediosporas, de color marrón pálido, son elípticas y miden 21-28 x 18-25 μm. Los probasidios son lisos, presentan una papila hialina
y miden 19-27 x 13-18 μm. Las basidiosporas son elípticas y miden 18-22 x 10-15 μm.
Los telios que forma son de color castaño. El hongo pasa el invierno sobre el huésped en
forma de teliosporas, que son elipsoidales de pared pardo claro, algo más pálido en el
ápice, con pedicelos hialinos, cortos y frágiles.
Huéspedes: Trébol.
Sintomatología: Los uredios y probasidios se agregan sobre las venas de las hojas, así
como sobre los peciolos y tallos, dando manchas pardas sobre estos tejidos. No afecta gravemente al desarrollo de la planta.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1965). Distribution of Uromyces trifolii (DC) Lév. CMI Map 405, 1st. Edition.
– Unamuno, L.M. (1935). Notas Micológicas. XI. Algunas especies interesantes de micromycetes de Vizcaya. Boletín Sociedad Española de Historia Natural 35: 423-436.
755
Ustilago avenae (Pers.) Rostrup
Carbón desnudo de la avena
Sinónimos: Ustilago segetum var. avenae (Pers) Brunaud.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Ustilaginomycetes).
Descripción: Forma teliosporas de forma esférica a subesférica, de color que va del pardo
verduzco claro al negro. Son finamente equinuladas y miden 4-8 μm de diámetro. El
color general de la masa de esporas es pardo verduzco. U. nigra, causante del carbón
desnudo de la cebada, se le suele considerar como sinónimo de U. avenae.
Huéspedes: Avena.
Sintomatología: Los soros pulverulentos de color pardo verduzco sustituyen a los granos. Al quedar las glumas destruidas, las esporas se extienden con facilidad. Puede causar la muerte de plántulas. También causa lesiones y masas de esporas en la hoja bandera.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1993). Distribution of Ustilago segetum var. avenae (Pers.) Brun. CMI Map 238, 4th Edition.
– González Fragoso, R. (1916). Trabajos del Museo Nacional de Ciencias Naturales de
Madrid. Museo Nacional de Ciencias Naturales. Serie Botánica 10: 60.
756
Ustilago cynodontis (Pass.) Henn.
Carbón
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Ustilaginomycetes).
Descripción: Los soros se desarrollan sobre todo en la inflorescencia del huésped, reduciéndola a una masa de esporas pulverulenta. Las esporas son de color marrón rojizo, de
forma globosa a subglobosa y miden 5-8 μm de diámetro. La pared tiene la superficie lisa.
Huéspedes: Grama.
Sintomatología: Las inflorescencias atacadas se destruyen parcialmente, reduciéndose a
la masa de esporas. También se encuentran en el eje de la inflorescencia, así como en las
hojas. Se han descrito agallas producidas por este hongo.
Referencias:
– Unamuno, L.M. (1941). Notas micológicas XIV. Contribución al estudio de los Uredinales y Ustilaginales de la flora española. Boletín Sociedad Española de Historia
Natural 38: 19-36.
757
Ustilago hordei (Pers.) Lagerh.
Carbón vestido de la cebada y la avena
Sinónimos: Ustilago segetum var. segetum (Pers.) Brunaud; U. segetum var. hordei
(Pers.) Ravenh.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Ustilaginomycetes).
Descripción: La masa de teliosporas que sustituye al ovario tiene un color pardo a negro
purpúreo. Las esporas tienen forma esférica a subesférica, son de color amarillento a
pardo y su pared es lisa y delgada; miden 5-11 μm de diámetro.
Huéspedes: Avena, cebada.
Sintomatología: La membrana del soro, que sustituye a los granos en las espigas, no se
rompe hasta el momento de la recolección. Las espigas infectadas crecen más tarde que
las sanas. También se pueden formar soros en bandas sobre la hoja bandera o como agallas en el tallo.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1994). Distribution of Ustilago segetum var. segetum (Bull) Roussel. CMI Map 460, 2nd Edition.
– González Fragoso, R. (1916). Trabajos del Museo Nacional de Ciencias Naturales de
Madrid. Museo Nacional de Ciencias Naturales. Serie Botánica 10: 40.
758
Ustilago maydis (DC.) Corda
Carbón del maíz
Sinónimos: Ustilago zeae (Beckm.) Unger.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Ustilaginomycetes).
Descripción: Los soros son hinchazones irregulares en los tejidos del huésped, de
1-15 cm, al principio limitados por una membrana blanca, crema o verdosa, de los tejidos del hongo y del huésped, que acaba por romperse. La masa de esporas es pulverulenta
y marrón oscura, con esporas globosas a elipsoidales de 8-12 μm de diámetro.
Huéspedes: Maíz.
Sintomatología: Provoca tumores grandes e irregulares sobre hojas, tallos e inflorescencias. Las lesiones evolucionan desde blancas, grisáceas, hasta liberar las esporas
negras.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1969). Distribution of Ustilago maydis
(DC) Corda. CMI Map 93, 4th. Edition.
– González-Fragoso, R. (1924). Ustilaginales de la flora española contenidos en el herbario del Museo Nacional de Ciencias Naturales de Madrid. Boletín Sociedad Española de Historia Natural 24: 116-127.
– Marín, J.P., Segarra, J., Almacellas, J. (1992). Enfermedades de los cereales en Cataluña en 1988-90. Investigación Agraria, Producción y Protección Vegetales 7:
261-275.
– Unamuno, L.M. (1941). Notas micológicas XIV. Contribución al estudio de los Uredinales y Ustilaginales de la flora española. Boletín Sociedad Española de Historia
Natural 38: 19-36.
759
Ustilago nuda (Jensen) Rostrup
Carbón desnudo de la cebada y el trigo
Sinónimos: Ustilago segetum var. tritici (Pers.) Brunaud; Ustilago tritici Rostrup.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Basidiomycota (División Eumycota, Subdivisión Basidiomycotina, Clase Ustilaginomycetes).
Descripción: Los soros que reemplazan al grano aparecen cubiertos por una fina membrana, pero luego se liberan de ella con facilidad. La masa de esporas es pulverulenta y
de color marrón oliváceo. Las esporas son esféricas a subesféricas, marrón pálido algo
amarillento y finamente equinuladas, de 5-8 μm de diámetro.
Huéspedes: Cebada, trigo.
Sintomatología: En el espigado se puede notar un cambio de color de las hojas hacia
amarillento o pardo. Las espigas atacadas crecen antes y hasta mayor tamaño y altura
que las sanas. Los granos son sustituidos por los soros, que se liberan de la espiga con facilidad.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1993). Distribution of Ustilago segetum var. tritici (Pers.) Brun. CMI Map 368, 4th Edition.
– González Fragoso, R. (1916). Trabajos del Museo Nacional de Ciencias Naturales de
Madrid. Museo Nacional de Ciencias Naturales. Serie Botánica 10: 16.
760
Valsa abietis Fr. [Anamorfo: Cytospora pinastri (Fr.: Fr.)]
Sinónimos: Del teleomorfo: Sphaeria abietis Fr., S. friesii Duby, Valsa cenisia De Not.,
V. friesii (Duby) Fuckel, V. friesii Nitschke.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: en cada estroma se desarrollan entre 5 y 30 peritecios de forma
circular; los cuellos convergen en la parte superior. Las ascosporas son incoloras, unicelulares, con forma de salchicha y tienen 5-30 µm de largo. Anamorfo: el estroma se desarrolla justo debajo de la corteza y es cónico. Los picnidios rompen la corteza y erumpen
en masas negras a grises o incluso blancas. Cada picnidio contiene una única cámara
grande e irregularmente lobulada, que se abre por un poro en la punta. Las conidias son
pequeñas, de 1,5 x 4 µm, unicelulares, hialinas y con forma de salchicha. Emergen del picnidio por el ostiolo en masas mucilaginosas en forma de hilos retorcidos de color amarillo anaranjado.
Huéspedes: Abies alba.
Sintomatología: Es frecuente la presencia de acículas pardo rojizas que se mantienen a
lo largo del año prendidas. El hongo forma sobre la superficie adaxial de éstas pequeños cuerpos fructíferos negros irrumpientes, que también se pueden formar en los ramillos y se acumulan en la base de los brotes muertos. Este hongo se encuentra
comúnmente en las acículas muertas, aunque se sospecha que potencialmente puede
matar a las acículas y brotes jóvenes. La muerte basípeta asociada a la presencia del
hongo no mata al huésped, pero sí produce malformaciones en las copas de los árboles
jóvenes.
Referencias:
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R., Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi-Prensa, Madrid, 576 pp.
761
Valsa sordida Nitschke
[Anamorfo: Cytospora chrysosperma (Pers.) Fr.]
Sinónimos: Del teleomorfo: Naemaspora chrysosperma Pers.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Sobre el huésped se observa sobre todo el anamorfo: aparecen picnidios negruzcos subcorticales, apreciándose sólo un extremo que está provisto de un ostiolo. Los
cuerpos fructíferos se caracterizan por la forma en la que emiten millones de conidias en
tiempo húmedo, aglutinadas en cirros amarillo-anaranjados. Conidias de tamaño 3-5 x
0,5-2 μm.
Huéspedes: Todas las especies de Populus y Salix.
Sintomatología: Parásito oportunista, está siempre presente en los chopos que vegetan
en malas condiciones por factores diversos. Provoca decoloraciones rojizas de la corteza
rodeando heridas o ramificaciones; formación de chancros con depresiones de la corteza
y desprendimiento de ésta; la corteza interna se vuelve negra y emite un olor especial; la
madera aparece rojizo-atabacada y húmeda. El anillado de las ramas infectadas provoca
la muerte de las zonas situadas por encima de la lesión. Ataca principalmente a estaquillas y a árboles jóvenes situados en lugares inadecuados o afectados por estrés hídrico.
Referencias:
– Muñoz López, C., Pérez Fortea, V., Cobos Suárez, P., Hernández Alonso, R. y Sánchez
Peña, G. (2003). Sanidad Forestal. Guía en imágenes de plagas, enfermedades y
otros agentes presentes en los montes. Ed. Mundi-Prensa, Madrid, 576 pp.
762
Valsaria insitiva (Tode) Ces. & de Not.
[Anamorfo: Cytospora rubescens Fr.]
Sinónimos: Del teleomorfo: Valsa cincta (Fr.) Fr., Leucostoma cinctum (Fr.) Höhn. y numerosos sinónimos más englobados en los géneros Diatrype, Dothidea, Pseudovalsa,
Sphaeria, Valsa y Valsaria. Del anamorfo: Cytospora cincta Sacc., Leucocytospora cincta
(Sacc.) Höhnel.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Pyrenomycetes).
Descripción: Teleomorfo: ascostromas valsoides inmersos en la peridermis de los troncos, ramas y ramas secundarias muertas. Peritecios con un ostiolo que aflora a la superficie del estroma. Ascosporas filiformes, de 16-24 x 2,5-6 μm. Anamorfo: ya sea por
separado o, en ocasiones, en el ascostroma, se desarrollan conidiomas con conidias hialinas y alantoides de 6 μm de longitud media que son expulsadas en una masa gelatinosa.
Huéspedes: Albaricoquero, melocotonero.
Sintomatología: Ataca a las plantas previamente dañadas o sometidas a estrés, causando
la infección y necrosis del floema, cámbium y xilema. Como consecuencia de esta infección, se produce apoplejía, muerte progresiva o chancro perenne y gomosis.
Referencias:
– Mateo-Sagasta, E. (2000). Chancros y secas causados por Valsa sp. En “Montesinos et
al. (edit.) Enfermedades de los frutales de pepita y de hueso: 73“. SEF- MundiPrensa. 147 pp.
– Portilla, M.T., Tuset, J.J. (1986). Chancros de los frutales de hueso: Leucocytospora
cincta (Sacc.) Höhnel, un coelomycete activo en el melocotonero. Investigación
Agraria 1: 259-269.
763
Venturia cerasi Aderhold
[Anamorfo: Fusicladium cerasi Rabenh.) Sacc.]
Moteado
Sinónimos: Del anamorfo: Acrosporium cerasi Rabenh. in Braun, Cladosporium cerasi
(Rabenh.) Aderhold, Megacladosporium cerasi (Rabenh.) Viennot-Bourgin.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Teleomorfo: pseudotecios agregados, subepidérmicos y globosos. Ascas
cilíndricas, de tallo corto y con ocho ascosporas. Ascosporas de 10-14 x 4-6 μm, de color
marrón pálido, con un único septo por debajo del punto medio, donde se constriñen. Anamorfo: conidias de 16-23 x 5-7 μm, lisas o rugosas, fusiformes, anchas, de color marrón
oliváceo pálido, apuntadas en el ápice y truncadas en la base.
Huéspedes: Cerezo.
Sintomatología: Causa el moteado de la hoja y del fruto del cerezo. Pasa el invierno en
hojas muertas y en ramas. Es de importancia secundaria.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1969). Distribution of Venturia cerasi
Aderh. CMI Map 196, 2nd. Edition.
– Laboratorio de Criptogamia. (1943). Informe del trabajo llevado a cabo por la Estación
de Fitopatología de La Coruña durante 1942. Publicación Estación Fitopatología
Agrícola de La Coruña 23: 21-57.
– Sivanesan, A., Holliday, P. (1981). Venturia cerasi. CMI Descriptions of Pathogenic
Fungi and Bacteria nº 706.
764
Venturia inaequalis (Cooke) Winter
[Anamorfo: Spilocaea pomi Fr.]
Moteado, sarna, roña del manzano
Sinónimos: Del teleomorfo: Sphaerella inaequalis Cke., Spilosticta inaequalis (Cke.)
Petrak, Endostigma inaequalis (Cke.) Sydow, Sphaeria cinerascens Fuckel, Sphaerella
cinerascens Fuckel. Del anamorfo: Fusicladium dentriticum (Wallr.) Fuckel, F. pomi (Fr.)
Lind., Helminthosporium pyrorum Lib.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Teleomorfo: pseudotecios, en ocasiones con setas oscuras. Ascas cilíndricas, bitunicadas, de 60-70 x 7-12 μm. Ascosporas de 13-16 x 6-8 μm, uniseptadas asimétricamente y de color hialino a verdoso al principio y oliváceo al final de su desarrollo.
Anamorfo: conidióforos desarrollados sobre un estroma subcuticular que producen conidias de forma sucesiva con anillamientos característicos (conidiogénesis anelídica).
Conidias de 12-30 x 6-10 μm, obpiriformes-obclavadas, de color pardo oliváceo pálido,
de superficie lisa, con uno o ningún septo.
Huéspedes: Manzano.
Sintomatología: Causa moteado en hojas, flores y frutos. En ambas superficies de la
hoja se desarrollan manchas claras que se vuelven oliváceas con el tiempo. En los frutos
causa las mismas lesiones y suberifica la superficie.
Referencias:
– Benlloch, M. (1949). Observaciones fitopatológicas en 1948. Boletín de Patología Vegetal y Entomología Agrícola 16: 203-242.
– Berra-Lertxundi, D. (2002). Venturia inaequalis (Cooke) Winter. Moteado o roña del
manzano. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos nocivos de los vegetales. Ficha 207. MAPA.
– Ortega, F., Melgarejo, P. (2000). Moteado de los frutales de hueso y de pepita (Venturia spp.). En “Montesinos et al. (edit.) Enfermedades de los frutales de pepita y de
hueso: 51-53“. SEF- Mundi-Prensa. 147 pp.
– Sivanesan, A., Waller, J. M. (1974). Venturia inaequalis. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and Bacteria nº 401.
765
Venturia populina (Vuill.) Fabric.
[Anamorfo: Pollaccia elegans Servazzi]
Sinónimos: Del teleomorfo: Didymosphaeria populina Vuill. Del anamorfo: Fusicladium radiosum (Lib.) Lind var. balsamiferae J. J. Davies.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Teleomorfo: pseudotecios globosos e inmersos. Ascas cilíndricas con 8 ascosporas. Ascosporas de 18-30 x 10-16 μm, de color marrón oliváceo pálido, elípticas y
septadas en el tercio inferior, donde se constriñen. Anamorfo: conidióforos emergen solitarios o en grupos del estroma, cilíndricos, subhialinos a hialinos y unicelulares. Conidias de 23-39 x 9-14 μm, solitarias, elípticas o fusoides, truncadas en la base, de color
marrón oliváceo y con dos septos.
Huéspedes: Chopo.
Sintomatología: Causa punteado en las hojas, pudiendo llegar a causar su muerte. Produce la muerte progresiva de ramas a lo largo de la estación vegetativa.
Referencias:
– Sivanesan A. (1976). Venturia populina. CMI Descriptions of Pathogenic Fungi and
Bacteria nº 483.
– Torres-Juan, J. (1970). Descripción de Venturia populina (Vuil.) Fabric. en España. Boletín del Servicio de Plagas Forestales 13: 45-50.
766
Venturia pyrina Aderhold
[Anamorfo: Fusicladium pyrorum (Lib.) Fuckel]
Moteado, roña del peral
Sinónimos: Del teleomorfo: Endostigma pyrina (Aderh.) Syd., Venturia pyrina f. pyri
Bref. Del anamorfo: Helminthosporium pyrorum Lib., Megacladosporium pyrorum (Lib.)
Viennot-Bourgin, Arthrinium pyrinum Wallr., Fusidium pyrinum Corda, Fusicladium virescens Bon.
Taxonomía: Reino Fungi, Filo Ascomycota (División Eumycota, Subdivisión Ascomycotina, Clase Loculoascomycetes).
Descripción: Teleomorfo: pseudotecios inmersos y globosos. Ascosporas de 12-20 x
4-8 μm, con un único septo en posición asimétrica, de color hialino a verdoso que se
convierte en oliváceo con el tiempo. Anamorfo: conidióforos erectos, simples, de hasta
90 μm de longitud y 4-9 μm de anchura, de color marrón oscuro u oliváceo y normalmente sin septos. Conidias de 17-30 x 6-10 μm, de color pardo oliváceo, con forma
de pera.
Huéspedes: Peral.
Sintomatología: Moteado en hojas, frutos, yemas y brotes. También infecta a la madera
causando hinchazones que acaban por reventar. En el fruto, el moteado puede llegar a dar
deformaciones y grietas. Son importantes las infecciones en los brotes.
Referencias:
– Alfaro, A., Vicente, S. (1954). Experimentos a pequeña escala con fungicidas. Boletín
Instituto de Investigaciones Agronómicas 14: 163-177.
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1968). Distribution of Venturia pyrina
Aderh. CMI Map 367, 2nd. Edition.
– Ortega, F., Melgarejo, P. (2000). Moteado de los frutales de hueso y de pepita (Venturia spp.). En “Montesinos et al. (edit.) Enfermedades de los frutales de pepita y de
hueso: 51-53 “. SEF- Mundi-Prensa. 147 pp.
– Rodríguez-Rodríguez, J. M., Rodríguez-Rodríguez, R. (2002). Venturia pyrina Aderhold. Moteado o roña del peral. Fichas de diagnóstico en laboratorio de organismos
nocivos de los vegetales. Ficha 208. MAPA.
– Sivanesan, A., Waller, J. M. (1974). Venturia pyrina. CMI Descriptions of Pathogenic
Fungi and Bacteria nº 404.
767
Verticillium albo-atrum Reinke & Berthold
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Forma conidióforos hialinos, ramificados verticilarmente, con 2-4 fiálidas
en cada nódulo. Las conidias se producen en los extremos de las fiálidas y son hialinas,
elipsoides a subcilíndricas, principalmente unicelulares y miden 3,5-10,5 x 2-4 μm. Forma
un micelio durmiente pardo oscuro a negruzco, aunque algunas veces tiene sectores hialinos.
Huéspedes: Alfalfa, patata, pepino, tomate.
Sintomatología: El hongo, que penetra por las raíces o por heridas, llega hasta el xilema
desde donde se extiende al resto de la planta. El huésped comienza perdiendo la turgencia, más tarde presenta marchitez acompañada de clorosis marginales o intervenales, hasta
llegar, en casos graves, a la defoliación total.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1968). Distribution of Verticillium alboatrum Reinke & Berth. CMI Map 365, 2nd. Edition.
– Estaciones de Patología Vegetal. (1926). Trabajos de las Estaciones de Patología Vegetal. Publicación Estación Patología Vegetal 1: 107-113.
– González-Torres, R., López Cosme, E, Cambra Alvarez, M. (2000). La verticilosis vascular de la alfalfa en Aragón. Res. X Congreso Sociedad Española de Fitopatología.
Valencia. P. 179.
– González-Torres R., Cambra, M. (2002). Puesta a punto de un método rápido de detección de resistencia genética a la verticilosis de la alfalfa. Actas de Horticultura 34:
189-194.
768
Verticillium dahliae Kleb.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Forma conidióforos hialinos, más o menos erectos, ramificados verticilarmente y con 3-4 fiálidas en cada nódulo. Las conidias son hialinas, elipsoides a subcilíndricas, principalmente unicelulares en los ápices de las fiálidas y miden 2,5-8 x 1,4-3,2.
Forma microesclerocios hialinos, pardo oscuros o negros.
Huéspedes: Algodón, girasol, melocotonero, olivo, tomate, pimiento.
Sintomatología: El hongo, que penetra por las raíces o por heridas, llega hasta el xilema
desde donde se extiende al resto de la planta. Sólo cuando está en una fase muy avanzada de la enfermedad se produce un crecimiento del hongo fuera de los tejidos vasculares. Se observará una flacidez diurna de la planta hasta llegar a una marchitez
permanente, que puede desembocar en la muerte. En los frutales de hueso se muestra
como marchitez y necrosis foliar en ramas individuales y ocasionalmente muerte de la
planta.
Referencias:
– Bejarano Alcázar, J., Melero Vara, J.M., Blanco López, M.A., Jiménez-Díaz, R.M.
(1995). Influence of inoculum density of defoliating and nondefoliating pathotypes
of Verticillium dahliae on epidemics of Verticillium wilt of cotton in Southern Spain.
Phytopathology 85: 1474-1481.
– Bejarano Alcázar, J., Blanco López, M.A., Melero Vara, J.M., Jiménez-Díaz, R.M.
(1996). Etiology, importance, and distribution of Verticillium wilt of cotton in southern Spain. Plant Disease 80: 1233-1238.
– Bejarano Alcázar, J., Blanco López, M.A., Melero Vara, J.M., Jiménez-Díaz, R.M.
(1997). The influence of Verticillium wilt epidemics on cotton yield in southern
Spain. Plant Pathology 46: 168-178.
– Blanco-López, M.A., Jiménez-Díaz, R.M., Caballero, J.M. (1984). Symptomatology, incidence and distribution of Verticillium wilt of olive trees in Andalucía. Phytopathologia Mediterranea 23: 1-8.
– Blanco-López, M.A., Bejarano-Alcázar, J., Melero-Vara, J.M., Jiménez-Díaz, R.M.
(1989). Current status of Verticillium wilt of cotton in southern Spain: pathogen variation and population in soil. NATO ASI Cell Biology 28: 123-132.
769
– Jiménez-Díaz, R., Montes-Agusti, F. (1974). Notas sobre Verticillium dahliae Kleb.,
causante de marchitez en diversos huéspedes. Anales del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias. Protección Vegetal 4: 11-18.
– Jiménez-Díaz, R., Blanco López, M.A., Melero Vara, J.M. (1985). Marchitez en alazor
causada por Verticillium dahliae Kleb., en Andalucía. Anales del Instituto Nacional
de Investigaciones Agrarias. Protección Vegetal 28: 151-170.
– Palazón, C., Palazón, I. (1989). Estudios epidemiológicos sobre la tristeza del pimiento
en la zona del Valle Medio del Ebro. Boletín de Sanidad Vegetal, Plagas 15: 233-262.
– Rodríguez Jurado, D., Blanco López, M.A., Rapoport, H.F., Jiménez-Díaz, R.M. (1993).
Present status of Verticillium wilt of olive in Andalucía (Spain). Bulletin OEPP 23:
513-516.
770
Verticillium theobromae (Turc.) Mason & Hughes
Cigarro de la platanera
Sinónimos: Stachylidium theobromae Turc.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Hyphomycetes).
Descripción: Forma conidióforos hialinos, algunas veces marrones en la parte inferior,
ramificados verticilarmente, con 3-6 fiálidas en cada nódulo, en cuyos extremos se forman las conidias hialinas, elipsoides a subcilíndricas, principalmente unicelulares, que
miden 3-8 x 1,5-3 μm.
Huéspedes: Platanera.
Sintomatología: Marchitez y ennegrecimiento del extremo del fruto. Es una podredumbre que tiene lugar sobre el fruto almacenado.
Referencias:
– Commonwealth Mycological Institute (CMI). (1966). Distribution of Verticillium theobromae (Turc.) Mason & Hughes. CMI Map 146, 2nd. Edition.
– Holmes, E. (1930). The Canary banana. Banana cultivation in the Canaries. Tropical
Agriculture 6: 320-325.
– Wardlaw, C.W., McGuire, L.P. (1931). The behaviour and diseases of banana in storage
and transport with special references to chilling. Tropical Agriculture 8: 139-147.
771
Wojnowicia hirta Sacc.
Sinónimos: Wojnowicia graminis (McAlp.) Sacc.
Taxonomía: Reino Fungi, Hongos Mitospóricos (División Eumycota, Subdivisión Deuteromycotina, Clase Coelomycetes).
Descripción: Forma picnidios setosos, de gran tamaño, globosos e inmersos en el tejido
del huésped; tienen además la pared gruesa de color marrón oscuro. Las conidias tienen
siete septos, son de color marrón pálido a amarillento, con forma de hoz, de 38-45 x
3,5-4 μm y con el ápice en forma de cuerno.
Huéspedes: Trigo.
Sintomatología: Forma picnidios sobre las raíces de las gramíneas, pero no afecta al crecimiento de la planta y parece ser un parásito de debilidad.
Referencias:
– Alfaro, A. (1940). Una septoriosis del trigo. Boletín Patología Vegetal y Entomología
Agrícola 9: 205-211.
772
Nematodos
Aphelenchoides fragariae (Ritzema Bos) Christie
Taxonomía: Nemata; Secernentea; Tylenchida; Aphelenchoididae.
Descripción: Cuerpo delgado de tamaño medio (0,4 a 0,8 mm de longitud). Región labial sin estrías, elevada, anteriormente aplanada con los bordes redondeados casi continuos con el cuerpo. Campos laterales formando una banda estrecha con dos líneas.
Estilete (10-11 µm) con los nódulos basales pequeños pero bien diferenciados. Espermateca alargada oval. Región caudal de alargada a conoide con el “terminus” puntiagudo
y sin mucrón. Machos frecuentes y similares a la hembra con la región caudal marcadamente curvada cuando está relajado. Son parásitos obligados de hojas, bulbos, yemas y
tallos y tienen gran capacidad de criptobiosis, pudiendo sobrevivir a temperaturas bajas
dentro de los tejidos vegetales.
Huéspedes: Plantas ornamentales (Liliáceas, Primuláceas y Ranunculáceas) y fresa.
Sintomatología: Su infestación causa alteraciones de tamaño y deformaciones en las
hojas y tallos de las yemas y bulbos. En las plantas de fresa el nematodo ocasiona graves
distorsiones en las hojas y la muerte de yemas florales, lo que reduce seriamente el rendimiento del cultivo.
Dispersión: Mediante el transplante de bulbos, estolones o semillas infestadas y mediante el agua de riego (aspersión).
Distribución geográfica: América del Norte, Australia, Corea, China, Europa, India,
Japón, Méjico y Rusia. En España se ha encontrado en Canarias, Guipúzcoa, Huelva y
Málaga.
Referencias:
– Escuer, M., Berra, D., Bello, A. (1995). Aphelenchoides fragariae un nematodo patógeno de bulbos y hojas en plantas para flor cortada. Phytoma 73: 39-43.
– Vega, J.M., Páez, J.I., López-Aranda, J.M., Medina, J.J., Miranda, L., Montes, F. (2002).
Nematodes on strawberries in Southern Spain: effects on yield and control of Meloidogyne hapla. Abstract IV International Congress of Nematology. Tenerife.
775
Aphelenchoides ritzemabosi (Schwartz) Steiner and Buhrer
Taxonomía: Nemata; Secernentea; Tylenchida; Aphelenchoididae.
Descripción: Cuerpo delgado de tamaño moderado (0,7 a 1,2 mm de longitud). Región
labial hemisférica y separada del cuerpo por una constricción. Estilete (10-12 µm) con
los nódulos basales pequeños pero bien diferenciados. Espermateca alargada oval. Región caudal de alargada a conoide cuyo “terminus” presenta una proyección con dos o
cuatro espinas. Machos frecuentes y similares a la hembra con la región caudal marcadamente curvada. Son parásitos obligados de hojas, bulbos, yemas y tallos y tienen gran
capacidad de criptobiosis, pudiendo sobrevivir a temperaturas bajas dentro de los tejidos vegetales.
Huéspedes: Plantas ornamentales y fresa.
Sintomatología: Su infestación causa alteraciones de tamaño y deformaciones en las
hojas y tallos de las yemas y bulbos. En las plantas de fresa el nematodo ocasiona graves
distorsiones en las hojas y la muerte de yemas florales, lo que reduce seriamente el rendimiento del cultivo.
Dispersión: Mediante el transplante de bulbos, estolones o semillas infestadas y mediante el agua de riego (aspersión).
Distribución geográfica: América del Norte, Australia, Europa, Méjico, Nueva Zelanda
y Rusia. En España se ha encontrado en las Islas Canarias.
Referencias:
– Sturhan, D. (1973). Leaf and stem nematodes in the Azores, Madeira and the Canary
Islands. Agronomía Lusitana 35: 21-26.
776
Ditylenchus dipsaci (Khün) Filipjev
Sinónimos: Ditylenchus communis, Ditylenchus devastratix, Ditylenchus devastratix narcissi, Ditylenchus havensteinii, Ditylenchus hyacinthi, Ditylenchus putrefaciens, Ditylenchus secalis.
Taxonomía: Nemata; Secernentea; Tylenchida, Anguinidae.
Descripción: Nematodos de tamaño moderado (1 a 1,3 mm de longitud). Región anterior no estriada y continua con el resto del cuerpo. Campos laterales formados por cuatro líneas. Estilete corto (10-13 µm) con dos nódulos basales redondeados. Esófago
cilíndrico con el bulbo medio bien visible y un bulbo basal que puede solaparse ligeramente sobre el intestino. La región caudal es relativamente larga, cónica y con el extremo
puntiagudo. Machos muy frecuentes, con la presencia de un ala caudal que se extiende
en al menos tres cuartas partes de la longitud de la cola. Son endoparásitos migratorios
de bulbos y tallos. Tanto los adultos como las fases juveniles tienen capacidad infectiva.
El juvenil de cuarta edad tiene capacidad de entrar en estado quiescente y sobrevivir en
condiciones desfavorables (bajas temperaturas, periodos de sequía o ausencia de planta
huésped).
Huéspedes: Plantas ornamentales (jacintos, narcisos, tulipanes), hortícolas (ajo, cebolla,
fresa, guisantes, habas, patatas, puerros, remolacha, tomate, zanahorias), cereales (avena,
maíz) y leguminosas forrajeras (alfalfa, trébol, veza).
Sintomatología: La infestación de este nematodo produce reducción del desarrollo terminal, alteración de la coloración y necrosis de los distintos órganos vegetales y distorsiones y malformaciones de los tejidos en la base del tallo, en pecíolos y en hojas. Un
nivel alto de infestación puede llegar a matar a la planta.
Dispersión: Mediante el agua de riego o por el transporte de suelo infestado. También se
transmiten en estado quiescente (juveniles de cuarta edad) con semillas y bulbos.
Distribución geográfica: Es una especie muy cosmopolita que está presente en todos
los continentes. En España se ha encontrado en Andalucía, Aragón, Castilla-La Mancha,
Castilla y León, Cataluña, C. Valenciana, Extremadura, Galicia, C. de Madrid y R. de
Murcia.
Referencias:
– Guevara Pozo, D., Tobar-Jiménez, A. (1963). Nematodos parásitos de vegetales de la
Vega de Granada. Revista Ibérica de Parasitología 23: 347-370.
777
– Romero, M.D., Jiménez-Millán, F., Arias, M. (1970). Interrelación de nematodos fitoparásitos de algunos cultivos de solanáceas. P. Instituto Biología Aplicada 49:101-109.
– Wienberg, D., Seidel, H., Weiler, N. (1972). Strawberry growing in Southern Spain.
Der Erdbeeranbau in Südspain Frankfurt/Main, DDR, Bundestelle für Entwicklungshilfe Abt. Landwirschaft. 89 pp.
– Alfaro, A., Martínez-Beringola, M.L. (1973). Ditylenchus dipsaci on garlic, Nematología mediterránea 69.
– Arias, M., Romero, M.D. (1979). Nematodos posibles fitoparásitos asociados a los cultivos de cereales en España. Anales INIA, Sección Protección Vegetal 11: 109-130.
– Martínez-Beringola, M.L., Alfaro-García, A., Beringola, M.L.M., García, A.A. (1979).
El Ditylenchus dipsaci (Kuhn) Filipjew en el ajo. Anales del Instituto Nacional de
Investigaciones Agrarias. Protección Vegetal 9: 33-43.
– Nombela, G., Navas, A., Bello, A. (1985). Ditylenchus dipsaci en los cultivos de leguminosas y cereales de la Región Central. Boletín del Servicio de Plagas 11: 205-216.
– Andrés, M.F., López Fando, S. (1996). Effect of granular nematicide applications on the
population density of Ditylenchus dipsaci in garlic. Nematropica 26: 167-170.
– Andrés, M.F., López Fando, S., Olivares-Cobo, M. (1996). Estudio epidemiológico de
la enfermedad causada por el nematodo D. dipsaci en el cultivo del ajo de la región
Central. Resúmenes VIII Congreso Nacional de la Sociedad Española de Fitopatología. Córdoba.
– Escuer, M. (1998). Nematodos del género Ditylenchus de interés fitopatológico. Boletín de Sanidad Vegetal y Plagas 24: 773-786.
778
Globodera pallida (Stone) Behrens
Sinónimos: Heterodera pallida.
Taxonomía: Nemata; Secernentea; Tylenchida; Heteroderidae; Heteroderinae.
Descripción: Nematodos con un marcado dimorfismo sexual. Las hembras tienen cuerpo
esferoidal (0,4 a 0,7 mm de longitud) sin cono terminal. Vulva y ano situados en la región
terminal surcada por una serie de estrías (aproximadamente 12) que forman un patrón
característico en zig-zag. Son endoparásitos sedentarios y tienen reproducción sexual. El
juvenil de segunda edad es migratorio y es la fase infectiva que penetra en la raíz y posteriormente se desarrolla en su interior mediante mudas sucesivas hasta la fase de adulto.
En la zona anterior presentan un estilete cuyos nódulos basales tienen en su parte anterior forma puntiaguda. Las hembras de color blanquecino emergen totalmente fuera de
la raíz y permanecen fijadas al sitio de alimentación por su parte anterior. Después de la
fecundación retienen todos los huevos en el interior de su cuerpo, que al madurar se convierte en quiste de color marrón oscuro. Los machos son vermiformes, tienen el cuerpo
curvado, con cuatro líneas en los campos laterales.
Huéspedes: Patata, berenjena, tomate.
Sintomatología: Las plantas afectadas muestran síntomas de estrés hídrico y/o deficiencias minerales y pueden morir prematuramente. El reconocimiento de las raíces en el
tiempo de floración revela la existencia de los cuerpos esféricos de las hembras inmaduras de color blanquecino, que irrumpen a través de la epidermis de la raíz. Los tubérculos también pueden resultar afectados, detectándose en su superficie la presencia de
quistes.
Dispersión: Mediante el agua de riego o por trasplantes de plántulas de vivero infestadas.
Distribución geográfica: Tiene una amplia distribución mundial. En España aparece en
las principales zonas productoras de patata de Andalucía, Baleares, Castilla-La Mancha,
Castilla y León, Canarias y País Vasco.
Referencias:
– Martínez Beringola, M.L., Aguirre, A., Lobo, M. Salto, M.T,. Alfaro, A. (1976). Presencia en España de especies y patotipos del nematodo dorado de la patata (Heterodera rostochiensis Woll. “sensu lato”). An. INIA. Ser. Prot. Veg. 6: 123-125.
– Martínez Beringola, M.L., Franco, L., Paz Vivas, M., Gutiérrez, M.P. (1987). Distribución en España de Globodera pallida y G. rostochiensis. Nematología mediterránea 15: 183-191.
779
– Bello, A., González, J.A. (1994). Potato cyst nematodes in the Canary Islands: an epidemiologic model for the Mediterranean region. Bulletin OEPP 24: 429-438
– Alonso, R., Alemany, A., Andrés, M.F. (2002). Evolución y distribución de los nematodos formadores de quistes (Globodera sp.) en el cultivo de la patata en la Comarca
de Sa Pobla-Muro (Mallorca, Baleares). Resúmenes del XI Congreso de la Sociedad Española de Fitopatología. Almería. Pp 235.
780
Globodera rostochiensis (Wollenweber) Behrens
Sinónimos: Heterodera schachtii rostochiensis; Heterodera schachtii solani.
Taxonomía: Nemata; Secernentea; Tylenchida; Heteroderidae; Heteroderinae.
Descripción: Nematodos con un marcado dimorfismo sexual. Las hembras tienen cuerpo
esferoidal (0,4 a 0,7 mm de longitud) sin cono terminal. Vulva y ano situados en la región
terminal surcada por una serie de estrías (aproximadamente 22) que forman un patrón
característico en zig-zag. Son endoparásitos sedentarios y tienen reproducción sexual. El
juvenil de segunda edad es migratorio y es la fase infectiva que penetra en la raíz y posteriormente se desarrolla en su interior mediante mudas sucesivas hasta la fase de adulto.
En la zona anterior presentan un estilete cuyos nódulos basales tienen forma redondeada. Las hembras de color amarillo dorado emergen totalmente fuera de la epidermis de
la raíz y permanecen fijadas al sitio de alimentación por su parte anterior. Después de la
fecundación retienen todos los huevos en el interior de su cuerpo, que al madurar se convierte en quiste de color marrón oscuro. Los machos son vermiformes, tienen el cuerpo
curvado, con cuatro líneas en el campo lateral.
Huéspedes: Patata, berenjena, tomate.
Sintomatología: Las plantas afectadas muestran síntomas de estrés hídrico y/o deficiencias minerales y pueden morir prematuramente. El reconocimiento de las raíces en el
tiempo de floración revela la existencia de proliferación radicular asociada a la presencia de nudos, donde se localizan los cuerpos esféricos de color dorado de las hembras. Los
tubérculos también pueden resultar afectados, detectándose en su superficie la presencia
de quistes.
Dispersión: Mediante el agua de riego o por trasplantes de plántulas de vivero infestadas.
Distribución geográfica: Tienen una amplia distribución mundial. En España aparece en
las principales zonas productoras de patata de Andalucía, Baleares, Castilla-La Mancha,
Castilla y León, Cataluña, Galicia, Canarias, País Vasco, C. Valenciana.
Referencias:
– Domínguez García Tejero F. (1957). Plagas y enfermedades de las plantas cultivadas.
2ª ed. Corregida y aumentada. Ed. Dossat, S.A. 872 pp.
– Chamberlain, R. (1961). Potato root eelworms in the Canary Island. Nature 189: 772.
– Bello, A. (1968). Nuevos focos de Heterodera rostochiensis W., 1923 (Nematoda) en
las Islas Canarias. Anales de Edafología y Biología y Agrobiología 27: 903-911.
781
– Romero, M.D., Bello, A., Arias, M. (1973). The genus Heterodera Schmidt in Spain.
Nematología Mediterránea 2: 83-91.
– Martínez Beringola, M.L., Franco, L., Paz Vivas, M., Gutiérrez, M.P. (1987). Distribución en España de Globodera pallida y G. rostochiensis. Nematología Mediterránea 15: 183-191.
– Salazar, A., Ritter, E. (1992). Influence of nematicide, resistant and susceptible potato
cultivars and bare fallow on the population dynamics of Globodera rostochiensis
Woll. Ro1 under field conditions in Spain. Annals Applied Biology 121: 161-166.
– Bello, A., González, J.A. (1994). Potato cyst nematodes in the Canary Islands: an epidemiologic model for the Mediterranean region. Bulletin OEPP 24: 429-438
– Andrés, M.F., Alonso, R., Alemany, A. (2006). First report of Globodera rostochiensis
in Mallorca Island, Spain. Plant Disease 90: 1262.
782
Globodera tabacum complex Stone
Sinónimos: Heterodera tabacum, Heterodera solanacearum, Heterodera virginiae, Globodera solanacearum, Globodera virginiae.
Taxonomía: Nemata; Secernentea; Tylenchida; Heteroderidae; Heteroderinae.
Descripción: Nematodos con un marcado dimorfismo sexual. Las hembras tienen
cuerpo esferoidal sin cono terminal (0,4 a 0,7 mm de longitud). Vulva y ano situados en
la región terminal surcada por una serie de estrías (10-14) que forman un patrón característico en zig-zag. Son endoparásitos sedentarios y tienen reproducción sexual. El juvenil de segunda edad es migratorio y es la fase infectiva que penetra en la raíz y
posteriormente se desarrolla en su interior hasta la fase de adulto. En la zona anterior presentan un estilete cuyos nódulos basales tienen forma que varía de redondeada a puntiaguda. Las hembras emergen totalmente fuera de la epidermis de la raíz y permanecen
fijadas al sitio de alimentación por su parte anterior. Después de la fecundación retienen
todos los huevos en el interior de su cuerpo, que al madurar se convierte en quiste de
color marrón oscuro. Los machos son vermiformes, tienen el cuerpo curvado, con cuatro líneas en el campo lateral.
Huéspedes: Tabaco.
Sintomatología: Las plantas afectadas muestran síntomas de estrés hídrico y/o deficiencias minerales y pueden morir prematuramente.
Dispersión: Mediante el agua de riego o por trasplantes de plántulas de vivero infestadas.
Distribución geográfica: América Central y América del Norte. En España se ha encontrado en la Comarca de la Vera (Extremadura).
Referencias:
– Espárrago, G., Blanco, I. (2002). First report of the cyst nematode (Globodera tabacum)
complex on flue-cured tobacco in Spain. Plant Disease 86: 1402.
783
Heterodera avenae Wollenweber
Sinónimos: Heterodera schachtii, Heterodera bidera avenae, Heterodera schachtii
major, Heterodera major, Heterodera ustinovi.
Taxonomía: Nemata; Secernentea; Tylenchida; Heteroderidae; Heteroderinae.
Descripción: Nematodos con un marcado dimorfismo sexual. Las hembras tienen el
cuerpo ovoide en forma de limón (0,5 a 0,9 mm de longitud). Vulva y ano situados en la
región terminal. Apertura vulvar relativamente pequeña (< 16 µm). Cono vulvar de tipo
bifenestrado con “bullae” abundantes y situados muy próximos a la fenestra, “underbridge" ausente. Son endoparásitos sedentarios y tienen reproducción sexual. El juvenil
de segunda edad es migratorio y es la fase infectiva que penetra en la raíz y posteriormente
se desarrolla en su interior hasta la fase de adulto. En la zona anterior presentan un estilete robusto cuyos nódulos basales están bien diferenciados. En la zona caudal se diferencia una región hialina. Las hembras de color blanquecino emergen totalmente fuera de
la epidermis de la raíz y permanecen fijadas al sitio de alimentación por su parte anterior.
Después de la fecundación retienen todos los huevos en el interior de su cuerpo, que al
madurar se convierte en quiste de color marrón oscuro que constituye una forma de resistencia. Los machos son vermiformes, migratorios (1,5 a 2 mm de longitud) con un estilete robusto y el esqueleto cefálico bien desarrollado.
Huéspedes: Avena, cebada, centeno, maíz y trigo.
Sintomatología: Las plantas afectadas muestran síntomas de deficiencia nutricional y/o
estrés hídrico. En general, la infestación estimula el crecimiento de las raíces secundarias
y el sistema radicular afectado adquiere aspecto de cabellera enmarañada con gran cantidad de nudos donde se localizan las hembras. En el campo los ataques se manifiestan
en rodales de plantas atrofiadas y cloróticas.
Dispersión: Los quistes (forma de resistencia) se dispersan fácilmente mediante el agua
de riego o por transporte de tierra o restos vegetales infestados.
Distribución geográfica: América del Norte, Australia, China, Europa, India, Israel,
Japón, Norte de Africa y Nueva Zelanda. En España se ha encontrado en Andalucía, Aragón, Cataluña, Castilla-La Mancha, Castilla y León, La Rioja, C. de Madrid y Navarra.
Referencias:
– Domínguez García-Tejero, F. (1957-1972). Nematodos perjudiciales. En: Plagas y enfermedades de plantas cultivadas. Dossat. Madrid: 255-263.
784
– Tobar , A., Guevara, D. (1967). Estudio parasitológico de la provincia de Granada. Nematodos del suelo parásitos de vegetales. I. Poblaciones parásitas granadinas, su
distribución geográfica cuantitativa y posible o conocida importancia económica.
Revista Ibérica de Parasitología 27: 135-172.
– Romero, M.D., Bello, A., Arias, M. (1973). The genus Heterodera Schmidt in Spain.
Nematología Mediterránea 2: 83-91.
– Romero, M.D. (1977). The morphology of Heterodera avenae in Spain. Nematología
Mediterránea 5: 291-297.
– Romero, M.D. (1980) Heterodera avenae Wollenweber, 1924 (Nematoda: Heteroderidae). Revisón bibliográfica. Comunicaciones INIA, Protección Vegetal (L) 51 pp.
España.
– Romero, M.D. (1980). Nuevos datos sobre la morfología de Heterodera avenae en España. Nematología Mediterránea 8: 85-86.
– Zancada, M.C., Bello, A. (1981). Nematodos encontrados en los suelos de la provincia
de Guadalajara. Anales de Edafología y Agrobiologia 40: 489-499.
– Sánchez, A., Bello, A., Romero, M.D. (1983). Problemas que presentan los nematodos del género Heterodera en la provincia de Teruel. Boletín Servicio de Plagas 9:
15-20.
– Romero, M.D., Duce, A., Valdeolivas, A. (1985). Heterodera avenae (Nematoda:Heteroderidae) en cereales de Andalucía Occidental. Boletín Servicio de Plagas 11:
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– Romero, M.D., Valdeolivas, A., Lacasta, C. (1989). Respuesta de dos cultivares de trigo
a Heterodera avenae en la Región Central de España. Nematología Mediterránea 17:
73-76.
– Andrés, M.F., Romero, M.D., Montes, M.J., Delibes, A. (2001). Genetic relationships
and isozyme variability in the Heterodera avenae complex determined by electrofocusing. Plant Pathology 50: 270-279.
785
Heterodera cruciferae Franklin
Taxonomía: Nemata; Secernentea; Tylenchida; Heteroderidae; Heteroderinae.
Descripción: Nematodos con un marcado dimorfismo sexual. Las hembras tienen el
cuerpo ovoide en forma de limón (0,4 a 0,6 mm de longitud). Vulva y ano situados en la
región terminal. Apertura vulvar de tamaño intermedio (> 30 µm). Cono vulvar de tipo
ambifenestrado con “underbridge” largo y fino y a veces ramificado en los extremos,
“bullae” ausentes o muy poco desarrollados. Son endoparásitos sedentarios y tienen reproducción sexual. El juvenil de segunda edad es migratorio y es la fase infectiva que penetra en la raíz y posteriormente se desarrolla en su interior hasta la fase de adulto. En la
zona anterior presentan un estilete robusto cuyos nódulos basales están bien diferenciados.
En la región caudal se diferencia una región hialina relativamente pequeña (< 26 µm). Las
hembras de color blanquecino emergen totalmente fuera de la epidermis de la raíz y permanecen fijadas al sitio de alimentación por su parte anterior. Después de la fecundación
retienen todos los huevos en el interior de su cuerpo, que al madurar se convierte en quiste
de color marrón claro que constituye una forma de resistencia. Los machos son vermiformes, migratorios (1,5 a 2 mm de longitud) con un estilete robusto y el esqueleto cefálico bien desarrollado.
Huéspedes : Brócoli, col, coliflor, nabo y rábano.
Sintomatología: Las plantas afectadas muestran síntomas de deficiencia nutricional y/o
estrés hídrico. En general, la infestación estimula el crecimiento de las raíces secundarias
y el sistema radicular afectado adquiere aspecto de cabellera enmarañada con gran cantidad de nudos donde se localizan las hembras. En el campo los ataques se manifiestan
en rodales de plantas atrofiadas y cloróticas.
Dispersión: Los quistes (forma de resistencia) se dispersan fácilmente mediante el agua
de riego o por transporte de tierra o restos vegetales infestados.
Distribución geográfica: América del Norte (California), Australia y Europa. En España
se ha encontrado en La Rioja, R. de Murcia y C. Valenciana.
Referencias:
– Romero, M.D. (1982). Primera cita para España de Heterodera cruciferae. Nematología mediterránea 10: 223-226.
– Bello, A., Escuer, M., Sanz, R. (1999). El género Heterodera en hortalizas en España.
Boletín de Sanidad Vegetal, Plagas 25: 321-334.
786
Heterodera cyperi Golden, Rau, Cobb
Taxonomía: Nemata; Secernentea; Tylenchida; Heteroderidae; Heteroderinae.
Descripción: Nematodos con un marcado dimorfismo sexual. Las hembras tienen el
cuerpo ovoide en forma de limón (0,5 a 0,7 mm de longitud). Vulva y ano situados en la
región terminal. Apertura vulvar de tamaño intermedio (> 35 µm). Cono vulvar de tipo
ambifenestrado. “Underbridge” tenue y a veces bifurcado en los extremos. Son endoparásitos sedentarios y tienen reproducción sexual. El juvenil de segunda edad es migratorio y es la fase infectiva que penetra en la raíz y posteriormente se desarrolla en su interior
hasta la fase de adulto. En la zona anterior presentan un estilete robusto cuyos nódulos
basales están bien diferenciados. En la región caudal se diferencia una región hialina.
Las hembras de color blanquecino emergen totalmente fuera de la epidermis de la raíz y
permanecen fijadas al sitio de alimentación por su parte anterior. Después de la fecundación retienen todos los huevos en el interior de su cuerpo, que al madurar se convierte en
quiste de color marrón claro que constituye una forma de resistencia. Los machos son vermiformes, migratorios (1,5 a 2 mm de longitud) con un estilete robusto y el esqueleto
cefálico bien desarrollado.
Huéspedes: Chufa
Sintomatología: Las plantas afectadas muestran síntomas de deficiencia nutricional y/o
estrés hídrico. En el campo los ataques se manifiestan en rodales de plantas atrofiadas y
cloróticas.
Dispersión: Los quistes (forma de resistencia) se dispersan fácilmente mediante el agua
de riego o por transporte de tierra o restos vegetales infestados.
Distribución geográfica: América del Norte e India. En España se ha encontrado en la
C. Valenciana.
Referencias:
– Romero, M.D., López-Llorca, L.V. (1996). First record of Heterodera cyperi in Spain.
Nematología mediterránea 24: 219-220.
787
Heterodera fici Kirjanova
Taxonomía: Nemata; Secernentea; Tylenchida; Heteroderidae; Heteroderinae.
Descripción: Nematodos con un marcado dimorfismo sexual. Las hembras tienen el
cuerpo ovoide en forma de limón (0,4 a 0,7 mm de longitud). Vulva y ano situados en
la región terminal. Apertura vulvar de tamaño intermedio (> 30 µm). Cono vulvar de tipo
bifenestrado. Marcas cuticulares confusas y abigarradas. Bullae” ausentes o pequeños y
aislados y “underbridge” bien desarrollado. Son endoparásitos sedentarios y tienen reproducción sexual. El juvenil de segunda edad es migratorio y es la fase infectiva que
penetra en la raíz y posteriormente se desarrolla en su interior hasta la fase de adulto. En
la zona anterior presentan un estilete robusto cuyos nódulos basales están bien diferenciados. En la región caudal se diferencia una región hialina. Las hembras de color blanquecino emergen totalmente fuera de la epidermis de la raíz y permanecen fijadas al
sitio de alimentación por su parte anterior. Después de la fecundación retienen todos los
huevos en el interior de su cuerpo, que al madurar se convierte en quiste de color castaño claro brillante que constituye una forma de resistencia. Los machos son vermiformes, migratorios (1,5 a 2 mm de longitud) con un estilete robusto y el esqueleto cefálico
bien desarrollado.
Huéspedes: Higuera.
Sintomatología: En general, la infestación estimula el crecimiento de las raíces secundarias, y el sistema radicular afectado adquiere un aspecto enmarañado con gran cantidad de nudos donde se localizan las hembras.
Dispersión: Los quistes (forma de resistencia) se dispersan fácilmente mediante el agua
de riego o por transporte de tierra o restos vegetales infestados.
Distribución geográfica: América del Norte, Brasil, Europa, Pakistán, Sudáfrica y Rusia.
En España se ha encontrado en Granada y Sevilla.
Referencias:
– Tobar Jiménez, A. (1963). Contribución al conocimiento de la Heterodera fici Kirjanova, 1954 (Heteroderidae: Nematoda) y su diferenciación morfológica de la H. humuli Filipjev, 1934. Revista Ibérica de Parasitología 23:341-346.
– Bello, A., Jiménez Millan, F. (1963). Heterodera fici Kirjanova, 1954 (Nematoda),
nueva especie para la fauna española. Boletín de la Real Sociedad de Historia Natural 61: 33-34.
788
Heterodera filipjevi (Madzhidov) Stone
Sinónimos: Bidera filipjevi.
Taxonomía: Nemata; Secernentea; Tylenchida; Heteroderidae; Heteroderinae.
Descripción: Nematodos con un marcado dimorfismo sexual. Las hembras tienen el
cuerpo ovoide en forma de limón (0,5 a 0,7 mm de longitud). Vulva y ano situados en la
región terminal. Apertura vulvar relativamente pequeña (< 16 µm). Cono vulvar de tipo
bifenestrado con “bullae” poco diferenciados y “underbridge” bien desarrollado y bifurcado en los extremos. Son endoparásitos sedentarios y tienen reproducción sexual. El juvenil de segunda edad es migratorio y es la fase infectiva que penetra en la raíz y
posteriormente se desarrolla en su interior hasta la fase de adulto. En la zona anterior presentan un estilete robusto cuyos nódulos basales están bien diferenciados. En el extremo
caudal se diferencia una región hialina. Las hembras de color blanquecino emergen totalmente fuera de la epidermis de la raíz y permanecen fijadas al sitio de alimentación por
su parte anterior. Después de la fecundación retienen todos los huevos en el interior de
su cuerpo, que al madurar se convierte en quiste de color castaño claro con la cutícula
transparente que permite distinguir los huevos en el interior. Los machos son vermiformes, migratorios (1,5 a 2 mm longitud) con un estilete robusto y el esqueleto cefálico
bien desarrollado.
Huéspedes: Avena, cebada, centeno, y trigo.
Sintomatología: Las plantas afectadas muestran síntomas de deficiencia nutricional y/o
estrés hídrico. En general, la infestación estimula el crecimiento de las raíces secundarias,
y el sistema radicular afectado adquiere aspecto de cabellera enmarañada con gran cantidad de nudos donde se localizan las hembras. En el campo los ataques se manifiestan
en rodales de plantas atrofiadas y cloróticas.
Dispersión: Los quistes (forma de resistencia) se dispersan fácilmente mediante el agua
de riego o por transporte de tierra o restos vegetales infestados.
Distribución geográfica: Alemania, Bulgaria, Inglaterra, Irán, Polonia, Turquía,
Rusia, Tadzhiskistán, Ucrania y Uzbekistán. En España se ha encontrado en CastillaLa Mancha.
Referencias:
– Valdeolivas, A. y Romero, M.D. (1986). Morphometric and biological study of British
pathotype 3 of Heterodera avenae in Spain. Revue de Nematologie 9: 312 .
789
– Romero, M.D., Andrés, M.F., López-Braña, I., Delibes, A. (1996). A pathogenic and biochemical comparation of two spanish populations of the cereal cyst nematodes. Nematología mediterranea 24: 235-244.
– Andrés, M.F., Romero, M.D., Montes, M.J., Delibes, A., (2001). Genetic relationships
and isozyme variability in the Heterodera avenae complex determinated by isoelectrofocusing. Plant Pathology 50: 270-279.
790
Heterodera goettingiana Liebscher
Taxonomía: Nemata; Secernentea; Tylenchida; Heteroderidae; Heteroderinae.
Descripción: Nematodos con un marcado dimorfismo sexual. Las hembras tienen el
cuerpo ovoide en forma de limón (0,3 a 0,7 mm de longitud). Vulva y ano situados en la
región terminal. La apertura vulvar es de tamaño intermedio (> 30 µm). Cono vulvar de
tipo ambifenestrado. Marcas en forma de ladrillo rodeando a la fenestra. “Bullae” ausentes o pequeños y aislados y “underbridge” tenue o ausente. Son endoparásitos sedentarios y tienen reproducción sexual. El juvenil de segunda edad es migratorio y es la fase
infectiva que penetra en la raíz y posteriormente se desarrolla en su interior hasta la fase
de adulto. En la zona anterior presentan un estilete robusto cuyos nódulos basales están
bien diferenciados. En la región caudal se diferencia una región hialina. Las hembras de
color blanquecino emergen totalmente fuera de la epidermis de la raíz y permanecen fijadas al sitio de alimentación por su parte anterior. Después de la fecundación retienen
todos los huevos en el interior de su cuerpo, que al madurar se convierte en quiste de
color marrón oscuro que constituye una forma de resistencia. Los machos son vermiformes, migratorios (1,5 a 2 mm de longitud) con un estilete robusto y el esqueleto cefálico
bien desarrollado.
Huéspedes: Altramuz, garbanzo, guisante, haba, judía, lenteja, soja y veza.
Sintomatología: Las plantas afectadas muestran síntomas de deficiencia nutricional y/o
estrés hídrico. En general, la infestación inhibe la nodulación de Rhizobium y la fijación
de nitrógeno. En el campo los ataques se manifiestan en rodales de plantas atrofiadas y
cloróticas y la producción resulta severamente afectada.
Dispersión: Los quistes (forma de resistencia) se dispersan fácilmente mediante el agua
de riego o por transporte de tierra o restos vegetales infestados.
Distribución geográfica: América del Norte, Argelia, Europa, Israel y Rusia. En España
se ha encontrado en Albacete, Guipúzcoa y Granada.
Referencias:
– Tobar, A. (1962). La Heterodera goettingiana Liebscher, 1982, parásito de las habas
(Vicia faba L.) granadinas. Revista Ibérica de Parasitología 22: 323-328.
– Guevara, D., Tobar, A. (1963). Nematodos parásitos de la Vega de Granada. Revista Ibérica de Parasitología 23: 347-370.
– Guevara, D., Tobar, A. (1964). Nematodos parásitos de la Vega de Granada. Revista Ibérica de Parasitología 24: 3-42.
791
– Jiménez-Millán, F., Arias, M., Bello, A., López-Pedregal, J.M. (1965). Catálogo de los
nematodos fitoparásitos y perirradiculares encontrados en España. Boletín de la Real
Sociedad de Historia Natural 63: 47-104. (Sevilla).
– Bello, A., Escuer, M., Sanz, R. (1999). El género Heterodera en hortalizas en España.
Boletín de Sanidad Vegetal, Plagas 25: 321-334.
792
Heterodera humuli Filipjev
Taxonomía: Nemata; Secernentea; Tylenchida; Heteroderidae; Heteroderinae.
Descripción: Nematodos con un marcado dimorfismo sexual. Las hembras tienen el
cuerpo ovoide en forma de limón (0,4 a 0,6 mm de longitud). Vulva y ano situados en
la región terminal. Apertura vulvar de tamaño intermedio (> 30 µm). Cono vulvar de tipo
bifenestrado y “underbridge” fino, largo y a veces ramificado en los extremos. Son endoparásitos sedentarios y tienen reproducción sexual. El juvenil de segunda edad es migratorio y es la fase infectiva que penetra en la raíz y posteriormente se desarrolla en su
interior hasta la fase de adulto. En la zona anterior presentan un estilete robusto cuyos
nódulos basales están bien diferenciados y su superficie anterior con forma ligeramente
cóncava. En la región caudal se diferencia una región hialina. Las hembras de color
blanquecino emergen totalmente fuera de la epidermis de la raíz y permanecen fijadas
al sitio de alimentación por su parte anterior. Después de la fecundación retienen todos
los huevos en el interior de su cuerpo, que al madurar se convierte en un quiste pequeño
de color castaño claro que constituye una forma de resistencia. Los machos son vermiformes, migratorios (1,5 a 2 mm de longitud) con un estilete robusto y el esqueleto cefálico bien desarrollado.
Huéspedes: Lúpulo.
Sintomatología: Las plantas afectadas muestran una disminución del vigor y, en general, resultan más susceptibles a cualquier tipo de estrés.
Dispersión: Los quistes (forma de resistencia) se dispersan fácilmente mediante el agua
de riego o por transporte de tierra o restos vegetales infestados.
Distribución geográfica: América del Norte, Europa, India, Israel, Nueva Zelanda y
Sudáfrica. En España se ha encontrado en León.
Referencias:
– López, D.J., Romero, M.D. (1989). Primera cita para España de Heterodera humuli Filipjevi. Nematología mediterránea 17: 33-34.
793
Heterodera latipons Franklin
Sinónimos: Bidera latipons, Ephippiodera latipons.
Taxonomía: Nemata; Secernentea; Tylenchida; Heteroderidae; Heteroderinae.
Descripción: Nematodos con un marcado dimorfismo sexual. Las hembras tienen el
cuerpo ovoide en forma de limón (0,3 a 0,7 mm de longitud). Vulva y ano situados en la
región terminal. Apertura vulvar relativamente pequeña (< 16 µm). Cono vulvar de tipo
bifenestrado. “Bullae” escasos y pequeños o ausentes, “underbridge” muy diferenciado,
grueso y con los extremos ramificados. Son endoparásitos sedentarios y tienen reproducción sexual. El juvenil de segunda edad es migratorio y es la fase infectiva que penetra en la raíz y posteriormente se desarrolla en su interior hasta la fase de adulto. En la
zona anterior presentan un estilete robusto cuyos nódulos basales están bien diferenciados y con forma ligeramente cócava. En la zona caudal se diferencia una región hialina.
Las hembras de color blanquecino emergen totalmente fuera de la epidermis de la raíz y
permanecen fijadas al sitio de alimentación por su parte anterior. Después de la fecundación retienen todos los huevos en el interior de su cuerpo, que al madurar se convierte en
quiste de color castaño claro que constituye una forma de resistencia. Los machos son vermiformes, migratorios (1,5 a 2 mm de longitud), con un estilete robusto y el esqueleto cefálico bien desarrollado.
Huéspedes: Avena, cebada, centeno y trigo.
Sintomatología: Las plantas afectadas muestran síntomas de deficiencia nutricional y/o
estrés hídrico. En general, la infestación estimula el crecimiento de las raíces secundarias,
y el sistema radicular afectado adquiere aspecto de cabellera enmarañada con gran cantidad de nudos donde se localizan las hembras. En el campo los ataques se manifiestan
en rodales de plantas atrofiadas y cloróticas.
Dispersión: Los quistes (forma de resistencia) se dispersan fácilmente mediante el agua
de riego o por transporte de tierra o restos vegetales infestados.
Distribución geográfica: Canadá, Europa, Israel y Libia. En España se ha encontrado en
la R. de Murcia y en la zona centro.
Referencias:
– Romero, M.D. (1980). Heterodera latipons especie nueva para España. Nematología
mediterránea 8: 95-98.
794
Heterodera mediterranea Vovlas, Inserra and Stone
Taxonomía: Nemata; Secernentea; Tylenchida; Heteroderidae; Heteroderinae.
Descripción: Nematodos con un marcado dimorfismo sexual. Las hembras tienen el
cuerpo ovoide en forma de limón (0,4 a 0,7 mm de longitud). Vulva y ano situados en
la región terminal. Apertura vulvar de tamaño grande (> 35 µm). Cono vulvar de tipo ambifenestrado. “Bullae” numerosos y prominentes. “Underbridge” bien desarrollado con
los extremos bifurcados. Son endoparásitos sedentarios y tienen reproducción sexual. El
juvenil de segunda edad es migratorio y es la fase infectiva que penetra en la raíz y posteriormente se desarrolla en su interior hasta la fase de adulto. En la zona anterior presentan un estilete robusto cuyos nódulos basales están bien diferenciados. En el extremo
caudal se diferencia una región hialina relativamente pequeña (< 26 µm). Las hembras
de color blanquecino emergen totalmente fuera de la epidermis de la raíz y permanecen
fijadas al sitio de alimentación por su parte anterior. Después de la fecundación retienen
todos los huevos en el interior de su cuerpo, que al madurar se convierte en quiste de
color marrón que constituye una forma de resistencia. Los machos son vermiformes,
migratorios (1,5 a 2 mm de longitud), con un estilete robusto y el esqueleto cefálico
bien desarrollado.
Huéspedes: Olivo.
Sintomatología: En general, la infestación estimula el crecimiento de las raíces secundarias y el sistema radicular afectado adquiere un aspecto enmarañado con gran cantidad
de nudos donde se localizan las hembras.
Dispersión: Los quistes (forma de resistencia) se dispersan fácilmente mediante el agua
de riego o por transporte de tierra o restos vegetales infestados.
Distribución geográfica: Italia. En España se ha encontrado en Sevilla.
Referencias:
– Castillo, P., Vovlas, N., Nico, A., Jiménez-Díaz, R.M. (1999). Infection of olive trees by
Heterodera mediterranea in orchards in Southern Spain. Plan Disease 83: 710-713.
795
Heterodera schachtii Schmidt
Sinónimos: Tylenchus schachtii, Heterodera schachtii minor.
Taxonomía: Nemata; Secernentea; Tylenchida; Heteroderidae; Heteroderinae.
Descripción: Nematodos con un marcado dimorfismo sexual. Las hembras tienen el
cuerpo ovoide en forma de limón (0,5 a 0,9 mm de longitud). Vulva y ano situados en la
región terminal. La apertura vulvar es relativamente grande (> 35 µm). Cono vulvar de
tipo ambifenestrado con marcas en zig-zag y puntuaciones. “Underbridge” bien desarrollado y “bullae” grandes y con forma de muelas. Son endoparásitos sedentarios y tienen
reproducción sexual. El juvenil de segunda edad es migratorio y es la fase infectiva que
penetra en la raíz y posteriormente se desarrolla en su interior hasta la fase de adulto. En
la zona anterior presentan un estilete robusto (25-27 µm) cuyos nódulos basales tienen
forma de ancla. La región caudal tiene una longitud de 48-55 µm y una zona hialina bien
diferenciada. Las hembras de color blanquecino emergen totalmente fuera de la epidermis de la raíz y permanecen fijadas al sitio de alimentación por su parte anterior. Después
de la fecundación retienen todos los huevos en el interior de su cuerpo, que al madurar
se convierte en quiste de color marrón claro que constituye una forma de resistencia. Los
machos son vermiformes, migratorios (1,5 a 2 mm de longitud), con un estilete robusto
y el esqueleto cefálico bien desarrollado.
Huéspedes: Remolacha, brócoli, col, coliflor, espinacas, nabo y rábano.
Sintomatología: Las plantas afectadas muestran síntomas de deficiencia nutricional y/o
estrés hídrico. En general, la infestación estimula el crecimiento de las raíces secundarias
y el sistema radicular afectado adquiere aspecto de cabellera enmarañada con gran cantidad de nudos donde se localizan las hembras. Es frecuente la bifurcación del tubérculo
afectado. En el campo los ataques se manifiestan en rodales de plantas marchitas o atrofiadas y cloróticas.
Dispersión: Los quistes (forma de resistencia) se dispersan fácilmente mediante el agua
de riego o por transporte de tierra o restos vegetales infestados.
Distribución geográfica: América del Norte, Australia, África del Sur, Chile, Europa y
Méjico. En España se distribuye por Andalucía, Aragón, Cantabria, Cataluña, CastillaLa Mancha, Castilla y León, Galicia, Canarias, La Rioja, C. Madrid, Navarra, País Vasco
y C. Valenciana.
Referencias:
– Domínguez García-Tejero, F. (1951). Distribución en España de las plagas de la remolacha. Boletín de Patología Vegetal y Entomología Agrícola 18: 197-198.
796
– Tobar Jiménez, A. (1964). Especies del género Heterodera A. Schmidt, 1871 (Heteroderidae; Nematoda) de la provincia de Granada. II La Heterodera schachtii A.
Schmidt, 1871 y sus diferencias morfológicas con la H. trifolii Goffart, 1932. Revista Ibérica de Parasitología 24: 105-111.
– Jiménez-Millán, F., Arias, M., Bello, A., López Pedregal, J.M. (1965). Catálogo de los
nematodos fitoparásitos y periradiculares encontrados en España. Boletín de la Real
Sociedad de Historia Natural 63: 47-104.
– Romero, M.D. (1971). Algunos focos de Heterodera schactii Schmidt (Nematoda) en
remolacha. Publicaciones del Instituto de Biología Aplicada 50: 101-109.
– Romero, M.D. (1972). Algunos focos de infestación de Heterodera schactii Schmidt
(Nematoda) en remolacha en la región española de Levante. Publicaciones del Instituto de Biología Aplicada 53: 25-28.
– Bello, A., Romero, M.D. (1973). The genus Heterodera Schmidt, 1871 (Nematoda:
Heteroderidae) en los suelos de las Islas Canarias. Anales de Edafología y Agrobiologia 32: 887-892.
– Romero, M.D., Bello, A., Arias, M. (1973). The genus Heterodera Schmidt in Spain.
Nematología Mediterránea 2: 83-91.
– Bello, A., Escuer, M., Sanz, R. (1999). El género Heterodera en hortalizas en España.
Boletín de Sanidad Vegetal, Plagas 25: 321-334.
– Iturritxa, E., Salazar, A. (2002). Epidemiología de Heterodera schachtii, nematodo de
la remolacha, en el País Vasco. Boletín de Sanidad Vegetal, Plagas 28: 561-569.
797
Heterodera trifolli Goffart
Sinónimos: Heterodera schachtii var trifolii, Heterodera paratrifolii, Heterodera rumicis, Heterodera scleranthii.
Taxonomía: Nemata; Secernentea; Tylenchida; Heteroderidae; Heteroderinae.
Descripción: Nematodos con un marcado dimorfismo sexual. Las hembras tienen el cuerpo
ovoide en forma de limón (0,5 a 1 mm de longitud). Vulva y ano situados en la región terminal. Apertura vulvar relativamente grande (> 35 µm). Cono vulvar de tipo ambifenestrado.
“Bullae” bien desarrolladas y “underbridge” grueso, pigmentado y con los extremos bifurcados. Son endoparásitos sedentarios y tienen reproducción sexual. El juvenil de segunda edad
es migratorio y es la fase infectiva que penetra en la raíz y posteriormente se desarrolla en su
interior hasta la fase de adulto. En la zona anterior presentan un estilete robusto
(> 27 µm) cuyos nódulos basales tienen forma de ancla. La región caudal tiene una longitud
>55 µm y en su extremo caudal se diferencia la región hialina. Las hembras de color blanquecino emergen totalmente fuera de la epidermis de la raíz y permanecen fijadas al sitio de
alimentación por su parte anterior. Después de la fecundación retienen todos los huevos en el
interior de su cuerpo, que al madurar se convierte en quiste de color marrón oscuro que forma
un estado de resistencia. Los machos son vermiformes, migratorios (1,5 a 2 mm de longitud),
con un estilete robusto y el esqueleto cefálico bien desarrollado.
Huéspedes: Alfalfa, clavel, espinaca, guisante, soja, trébol y veza.
Sintomatología: Las plantas afectadas muestran síntomas de deficiencia nutricional y/o
estrés hídrico. En general, la infestación inhibe la nodulación de Rhizobium y la fijación
de nitrógeno. En el campo los ataques se manifiestan en rodales de plantas marchitas o
atrofiadas y cloróticas.
Dispersión: Los quistes (forma de resistencia) se dispersan fácilmente mediante el agua
de riego o por transporte de tierra o restos vegetales infestados.
Distribución geográfica: América del Norte, Australia, Europa, India, Israel, Libia y
Nueva Zelanda. En España se ha encontrado en Granada y Sevilla.
Referencias:
– Tobar Jiménez, A. (1964). Especies del género Heterodera A. Schmidt, 1871 (Heteroderidae; Nematoda) de la provincia de Granada. II La Heterodera schachtii A.
Schmidt, 1871 y sus diferencias morfológicas con la H. trifolii Goffart, 1932. Revista Ibérica de Parasitología 24: 105-111.
– Romero, M.D., Bello, A., Arias, M. (1973). The genus Heterodera Schmidt in Spain.
Nematología Mediterránea 2: 83-91.
798
Longidorus attenuatus Hooper
Taxonomía: Nemata; Adenophorea; Dorylaimida; Longidoridae.
Descripción: Nematodos grandes (5 a 8 mm de longitud), con el cuerpo estrecho. Estilete (odontostilo) largo y delgado (70-100 µm) con una prolongación (odontóforo) larga
y sencilla. Región labial aplanada, expandida de forma característica y diferenciada del
resto del cuerpo. Anfidios saciformes, grandes y bilobulados simétricamente en su base.
Anillo guía del estilete simple y situado en la parte anterior del mismo. Hendidura vulvar de forma transversal situada en la parte media del cuerpo. Región caudal con forma
convexo-cónica. Los juveniles tienen dos estiletes, uno funcional y otro de repuesto situado posteriormente. Machos poco frecuentes, similares a las hembras. Región caudal
con espículas de 45 µm de longitud, un par de suplementos adanales y una serie de 10
ventrales. Son nematodos ectoparásitos migratorios de las raíces, cuya importancia fitopatológica reside en su capacidad para transmitir virus (Nepovirus) a las plantas de las que
se alimentan.
Huéspedes: Son nematodos polífagos que parasitan gran número de plantas, entre las
que destacan cereales y hortícolas.
Sintomatología: Estos nematodos se alimentan ectoparasíticamente en la zona radicular
próxima al ápice y causan pequeñas agallas que repercuten escasamente en el desarrollo
de la planta, sin embargo al alimentarse pueden transmitir el virus de los anillos negros
del tomate (TomBRV) a tomate, patata, remolacha y peral, y actúan como reservorios, al
ser capaces de retenerlos durante largos periodos en ausencia de la planta huésped.
Dispersión: Mediante el agua de riego o por el transporte de suelo infestado.
Distribución geográfica: Europa. En España se ha encontrado en Andalucía, Castilla y
León, Extremadura, C. de Madrid y C. Valenciana.
Referencias:
– Arias, M. (1977). Distribución del género Longidorus (Micoletzky, 1922) Filipjev, 1934
(Nematoda: Dorylaimida) en España. Nematología Mediterránea 5:45-50.
– Andrés, M.F., Arias, M. (1982). Distribución vertical de los nematodos del género Longidorus en la Región Central. Boletín del Servicio de Plagas 8: 143-148.
– Arias, M, Navas, A., Bello, A. (1985). Nematodos ectoparásitos y transmisores de virus
de la familia Longidoridae. Su distribución en España continental. Boletín Servicio
de Plagas 11: 275-337.
799
– Arias, M., Andrés, M.F. (1989). Nematode-borne virus diseases in cereal grown areas
and fruit crops in Spain. Bulletín OEPP 19: 625-632.
– Andrés, M.F., Arias, M., Bello, A. (1991). On the distribution and ecology of Longidorus (Micoletzky) Filipjev in the Central Region of Spain. Nematropica 21:
79-87.
800
Longidorus elongatus (De Man) Thorne and Swanger
Sinónimos: Dorylaimus elongatus.
Taxonomía: Nemata; Adenophorea; Dorylaimida; Longidoridae.
Descripción: Nematodos grandes (5 a 7 mm de longitud), con el cuerpo estrecho. Estilete (odontostilo) largo y delgado (85-92 µm) con una prolongación (odontóforo) larga y
sencilla. Región labial aplanada, continua con el resto del cuerpo. Anfidios saciformes,
grandes y bilobulados simétricamente en su base. Anillo guía del estilete simple y situado
en la parte anterior del mismo. Hendidura vulvar de forma transversal situada en la parte
media del cuerpo. Región caudal dorsalmente convexa con el terminus conoide. Los juveniles tienen dos estiletes, uno funcional y otro de repuesto situado posteriormente. Machos similares a las hembras. Región caudal con espículas de 58 µm de longitud. Son
nematodos ectoparásitos migratorios de las raíces, cuya importancia fitopatológica reside en su capacidad para transmitir virus (Nepovirus) a las plantas de las que se alimentan.
Huéspedes: Son nematodos polífagos que parasitan gran número de plantas cultivadas.
Sintomatología: Estos nematodos se alimentan ectoparasíticamente en la zona radicular
próxima al ápice y causan pequeñas agallas que afectan ligeramente al desarrollo de la
planta; al alimentarse pueden transmitir el virus de los anillos negros del tomate
(TomBRV) a tomate, patata, remolacha y peral y el virus de los anillos del frambueso
(RRSV) a frambuesa, fresa y mora.
Dispersión: Mediante el agua de riego o por el transporte de suelo infestado.
Distribución geográfica: América del Norte, Europa y Sudáfrica. En España se ha encontrado en Andalucía, Castilla y León, Castilla-La Mancha, Extremadura y Madrid.
Referencias:
– Palomo González, A. (1975). Contribución al estudio de la nematofauna edáfica de la
cordillera Central y provincia de Salamanca. Tesis doctoral. Facultad de Ciencias.
UAB. 78 pp.
– Arias, M. (1977). Distribución del género Longidorus (Micoletzky, 1922) Filipjev, 1934
(Nematoda: Dorylaimida) en España. Nematología Mediterránea 5:45-50.
– Andrés, M.F., Arias, M. (1982). Distribución vertical de los nematodos del género Longidorus en la Región Central. Boletín del Servicio de Plagas 8: 143-148.
801
– Arias, M, Navas, A., Bello, A. (1985). Nematodos ectoparásitos y transmisores de virus
de la familia Longidoridae. Su distribución en España continental. Boletín Servicio
de Plagas 11: 275-337.
– Arias, M., Andrés, M.F. (1989). Nematode-borne virus diseases in cereal grown areas
and fruit crops in Spain. Bulletín OEPP 19: 625-632.
– Andrés, M.F., Arias, M., Bello, A. (1991). On the distribution and ecology of Longidorus (Micoletzky) Filipjev in the Central Region of Spain. Nematropica 21: 79-87.
802
Longidorus macrosoma Hooper
Taxonomía: Nemata; Adenophorea; Dorylaimida; Longidoridae.
Descripción: Nematodos grandes (8 a 12 mm de longitud) y robustos. Estilete (odontostilo) largo y delgado (120-150 µm), con una prolongación (odontóforo) larga y sencilla. Región labial truncada o ligeramente cóncava, continua con el resto del cuerpo.
Anfidios saciformes, grandes. Anillo guía del estilete simple y situado en la parte anterior del mismo. Hendidura vulvar de forma transversal situada en la parte media del
cuerpo. Región caudal corta, hemisférica, ampliamente redondeada. Los juveniles tienen
dos estiletes, uno funcional y otro de repuesto situado posteriormente. Machos similares
a las hembras. Región caudal con espículas arqueadas y una serie de 10-19 suplementos
adanales. Son nematodos ectoparásitos migratorios de las raíces, cuya importancia fitopatológica reside en su capacidad para transmitir virus (Nepovirus) a las plantas de las que
se alimentan.
Huéspedes: Son nematodos polífagos que parasitan gran número de plantas cultivadas,
entre las que destacan frutales.
Sintomatología: Estos nematodos se alimentan ectoparasíticamente en la zona radicular
próxima al ápice y causan pequeñas agallas que repercuten escasamente en el desarrollo
de la planta; sin embargo, al alimentarse pueden transmitir el virus de los anillos del frambueso (RRSV) a frambuesa, fresa y mora.
Dispersión: Mediante el agua de riego o por el transporte de suelo infestado.
Distribución geográfica: Europa. En España se ha encontrado en Andalucía, Aragón,
Cataluña, Castilla y León y C. de Madrid.
Referencias:
– Arias, M. (1977). Distribución del género Longidorus (Micoletzky, 1922) Filipjev, 1934
(Nematoda: Dorylaimida) en España. Nematología Mediterránea 5:45-50.
– Jiménez Guirado, D. (1978). Nematodos del suelo en la Sierra Nevada Granadina y
Valles adyacentes. III. Distribución de fitoparásitos, posibles fitoparásitos y transmisores de virus. Trabajos y Monografías del Departamento de Zoología de la Universidad de Granada 10: 1-12.
– Andrés, M.F., Arias, M. (1982). Distribución vertical de los nematodos del género Longidorus en la Región Central. Boletín del Servicio de Plagas 8: 143-148.
803
– Arias, M, Navas, A., Bello, A. (1985). Nematodos ectoparásitos y transmisores de virus
de la familia Longidoridae. Su distribución en España continental. Boletín Servicio
de Plagas 11: 275-337.
– Castillo, P., Peña, R., Jiménez-Millán, F., Gómez Barcina, A. (1985). Morfología e identificación de las especies de Longidorus encontradas en las Sierras Béticas del Suroeste de Jaén. Resúmenes del IV Congreso de la Sociedad Española de
Fitopatología. Pamplona.
– Arias, M., Andrés, M.F. (1989). Nematode-borne virus diseases in cereal grown areas
and fruit crops in Spain. Bulletín OEPP 19: 625-632.
– Andrés, M.F., Arias, M., Bello, A. (1991). On the distribution and ecology of Longidorus (Micoletzky) Filipjev in the Central Region of Spain. Nematropica 21: 79-87.
804
Meloidogyne arenaria (Neal) Chitwood
Sinónimos: Anguillula arenaria, Tylenchus arenarius, Heterodera arenaria, Meloidogyne
arenaria arenaria, Meloidogyne arenaria thamesi, Meloidogyne thamesi.
Taxonomía: Nemata; Secernentea; Tylenchida; Heteroderidae; Meloidogyninae.
Descripción: Nematodos con marcado dimorfismo sexual. Las hembras tienen el cuerpo
en forma de pera (0,5 a 1 mm de longitud) de color blanquecino, con un cuello que sobresale en la parte anterior. Vulva y ano en posición terminal. Cutícula irregularmente
anillada alrededor de la región terminal, formando un patrón perineal variable, frecuentemente caracterizado por un arco dorsal bajo y redondeado con estrías de forma
irregular y sin campos laterales. En la parte anterior presentan un estilete (13-17 µm)
recto, robusto y característicamente ensanchado en la zona próxima a los nódulos basales. Son endoparásitos sedentarios y se reproducen por partenogénesis mitótica. El juvenil de segunda edad es migratorio y es la fase infectiva que penetra en la raíz y
posteriormente se desarrolla en su interior hasta la fase de adulto. Las hembras se mantienen en el interior del nódulo formado en el tejido radicular. Los huevos están inmersos en una matriz gelatinosa que se forma en el exterior de la hembra y fuera de la raíz.
El análisis enzimático de esterasas demuestra la existencia de tres patrones específicos
(A1, A2 y A3).
Huéspedes: Son nematodos polífagos y tienen gran número de plantas huéspedes, entre
las que se encuentran la mayoría de las plantas cultivadas.
Sintomatología: La parte aérea de las plantas infestadas presenta áreas cloróticas y estructuras foliares raquíticas y mal desarrolladas. El sistema radicular muestra en las
raíces secundarias los nódulos característicos, que consisten en células hipertrofiadas corticales que rodean a las hembras. En ocasiones estos nódulos tienden a fusionarse y pueden producir grandes protuberancias y deformaciones de las raíces. Los ataques se
visualizan en el campo en rodales bien definidos. Las plantas gravemente afectadas pueden marchitarse y morir, especialmente en condiciones de estrés hídrico.
Dispersión: Mediante el agua de riego o por trasplantes de plántulas de vivero infestadas.
Distribución geográfica: Se distribuye por todo el mundo en un rango latitudinal aproximadamente comprendido entre 40º N y 33º S. En España se ha encontrado en Andalucía, Aragón, Castilla-La Mancha, Cataluña, Extremadura, Islas Canarias, Murcia y País
Vasco.
805
Referencias:
– Arias, M., Jiménez-Millán, F., López-Pedregal, J.M. (1963). Resultados previos del estudio fitonematológico de cultivos agrícolas de Sevilla. Boletín de la Real Sociedad
de Historia Natural (Biología) 61: 45-49.
– Jiménez-Millán, F., Arias, M., Bello, A., López Pedregal, J.M. (1965). Catálogo de los
nematodos fitoparásitos y periradiculares encontrados en España. Boletín de la Real
Sociedad de Historia Natural 63: 47-104.
– Bello, A. (1969). Estudio de las nematocenosis de las Islas Canarias e influencia del factor antropógeno sobre las mismas. Boletín de la Real Sociedad Española de Historia Natural 67: 35-52.
– Millán de Aguirre, J.R. (1989). Especies del género Meloidogyne presentes en los cultivos del País Vasco. Abstract V Congreso Nacional de Fitopatología, Badajoz.
– Marrull, J., Pinochet, J., Verdejo, S., Soler, A. (1991). Reaction of Prunus rootstocks to
Meloidogyne incognita and M. arenaria in Spain. Supplement of the Journal of Nematology 23: 564-569.
– Cenis, J.L., Opperman, C.H., Triantaphyllou, A.C. (1992). Cytogenetic, enzymatic, and
restriction fragment length polymorphism variation of Meloidogyne spp. from Spain.
Phytopathology 82: 527-531.
– Sorribas, F.J., Verdejo, S. (1994). Survey of Meloidogyne spp. in tomato production
fields of Baix Llobregat county, Spain. Supplement to Journal of Nematology 26:
731-736.
– Espárrago, G., Navas, A. (1995). Nematodos parásitos de plantas asociados a cultivos
hortícolas y tabaco en la región de Extremadura. Boletín de Sanidad Vegetal, Plagas 21: 303-317.
– Escuer, M., Rodríguez, M.D., Rodríguez, M.P., Lastes, J., Bello, A. (1996). Incidencia
de Meloidogyne en cultivos hortícolas de Almería. Resúmenes del VIII Congreso de
la Sociedad Española de Fitopatología. Córdoba.
– Talavera, M., Magunacelaya, J., Tobar, A. (1999). Plant parasitic nematodes from a forest tree nursey in Southerrn Spain with somes notes about the influence of soil storage on the quantitative recovery of Meloidogyne arenaria. Nematology 1: 261-266.
– Andrés, M.F. (2002). Estudio de la incidencia de nematodos formadores de nódulos
(Meloidogyne spp.) y transmisores de virus (Xiphinema spp.) en cultivos de vid y
806
melón de la comarca de Tomelloso. Resúmenes del XI Congreso de la Sociedad Española de Fitopatología. Almería.
– Escuer, M., Cano, A., Bello, A. (2002). Nematode problems in the region of Murcia
(Spain), a Mediterranean model. Abstract IV International Congress of Nematology.
Tenerife.
– Nico, A., Rapoport, H.F., Jiménez-Díaz, R., Castillo, P. (2002). Incidence and population density of plant-parasitic nematodes associated with olive planting stocks at
nurseries in Southern Spain. Plant Disease 86: 1057-1079.
807
Meloidogyne artiella Frankling
Taxonomía: Nemata; Secernentea; Tylenchida; Heteroderidae; Meloidogyninae.
Descripción: Nematodos con marcado dimorfismo sexual. Las hembras tienen el cuerpo
en forma de saco hinchado de color blanquecino (0,6 a 0,8 mm de longitud), con un
cuello que sobresale en la parte anterior. Vulva y ano en posición terminal. En la región
terminal la cutícula aparece surcada por estrías finas y regulares que aparecen muy marcadas en la zona próxima a la vulva y el ano, formando un patrón perineal característico.
En la zona anterior presentan un estilete (12-16 µm) muy delgado y en ocasiones ligeramente curvado dorsalmente, con los nódulos basales redondeados y bien diferenciados. Son endoparásitos sedentarios. El juvenil de segunda edad es migratorio y es la
fase infectiva que penetra en la raíz y posteriormente se desarrolla en su interior hasta
la fase de adulto. Las hembras se mantienen sólo parcialmente incluidas en el interior
del nódulo formado en el tejido radicular, de tal forma que su parte posterior emerge
fuera de la raíz, así como los huevos inmersos en una matriz gelatinosa. Los machos
son vermiformes, migratorios y en su parte anterior se diferencia una estructura labial
alta y redondeada.
Huéspedes: La mayoría de las especies de Leguminosae y Graminaceae.
Sintomatología: La parte aérea de las plantas infestadas presenta áreas cloróticas y estructuras foliares raquíticas y mal desarrolladas. El sistema radicular muestra en las
raíces secundarias los nódulos característicos, que consisten en células hipertrofiadas corticales que rodean a las hembras. Los nódulos producidos por esta especie son muy pequeños y generalmente están asociados a una gran proliferación radicular.
Dispersión: Mediante el agua de riego o por trasplantes de plántulas de vivero infestadas.
Distribución geográfica: Principalmente en Europa (Francia, Grecia, Inglaterra e Italia). En España se ha encontrado en Andalucía.
Referencias:
– Alcala, J.V., Tobar Jiménez, A. (1970). Lesiones causadas y reacciones provocadas por
algunos nematodos en las raíces de ciertas plantas. Revista Ibérica de Parasitología
30: 547-566.
– Tobar-Jimenez, A. (1973). Nematodos de los "secanos" de la comarca de Alhama. I. Niveles de población y cultivos hospedadores. Revista Ibérica de Parasitología 33:
525-556.
808
– Castillo, P. Navas-Cortés, J.A., Gomar-Tinoco, D., Di Vito, M., Jiménez Díaz, R.M.
(2003). Interactions between Meloidogyne artiella the cereal and legume root-noot
nematode and Fusarium oxysporum f.sp. cicerum race 5 in chickpea. Phytopathology 93: 1513-1523.
809
Meloidogyne baetica Castillo, Vovlas, Subbotin and Trocoli
Taxonomía: Nemata; Secernentea; Tylenchida; Heteroderidae; Meloidogyninae.
Descripción: Nematodos con marcado dimorfismo sexual. Las hembras tienen el cuerpo
en forma de saco hinchado de color blanquecino (0,7-1,3 mm de longitud), con un cuello que sobresale en la parte anterior. Vulva y ano en posición terminal. Cutícula irregularmente anillada alrededor de la región terminal, formando un patrón caracterizado por
la presencia de una serie de estrías internas que forman dos bandas longitudinales que
atraviesan el perineo hasta el área inferior de la vulva. En la zona anterior presentan un
estilete (17-19 µm) robusto y ligeramente curvado en su parte dorsal. Son endoparásitos
sedentarios y presentan una gran variabilidad en cuanto a su reproducción, que puede ser
sexual o asexual, tanto por partenogénesis mitótica como por partenogénesis meiótica. El
juvenil de segunda edad es migratorio y es la fase infectiva que penetra en la raíz y posteriormente se desarrolla en su interior hasta la fase de adulto. Las hembras se mantienen
en el interior del nódulo formado en el tejido radicular. Los huevos están inmersos en
una matriz gelatinosa que se forma en el exterior de la hembra y fuera de la raíz. Los machos son vermiformes, migratorios y en su parte anterior se diferencia una estructura labial redondeada, alta y estrecha.
El análisis enzimático de esterasas demuestra la existencia de patrones específicos con una
banda (Rm 0,31).
Huéspedes: Olivo.
Sintomatología: El sistema radicular muestra en las raíces secundarias los nódulos característicos, que consisten en células hipertrofiadas corticales que rodean a las hembras.
Los nódulos producidos por esta especie son pequeños y generalmente están asociados a
una gran proliferación radicular.
Dispersión: Mediante el agua de riego o por trasplantes de plántulas de vivero infestadas.
Distribución geográfica: Se ha encontrado en Cádiz.
Referencias:
– Castillo, P., Vovlas, N., Subotin, S., Troccoli, A. (2003). A new Root–Knot Nematode,
Meloidogyne baetica n.sp. (Nematoda: Heteroderidae), Parasitizing Wid Olive in
Southern Spain. Nematology: 1093-1101.
810
Meloidogyne hapla Chitwood
Taxonomía: Nemata; Secernentea; Tylenchida; Heteroderidae; Meloidogyninae.
Descripción: Nematodos con marcado dimorfismo sexual. Las hembras tienen el cuerpo
en forma de pera, de color blanquecino (0,4 a 0,9 mm de longitud), con un cuello que sobresale en la parte anterior. Vulva y ano en posición terminal. Cutícula irregularmente anillada alrededor de la región terminal, formando un patrón perineal caracterizado por la
presencia de una serie de puntos subcuticulares en el área comprendida entre el ano y el
extremo caudal. Arco dorsal frecuentemente redondeado. En la zona anterior presentan
un estilete (14 a 17 µm de longitud) estrecho, delicado y con los nódulos basales pequeños, redondeados y bien diferenciados. Son endoparásitos sedentarios y presentan una
gran variabilidad en cuanto a su reproducción, que puede ser sexual o asexual, tanto por
partenogénesis mitótica como por partenogénesis meiótica. El juvenil de segunda edad es
migratorio y es la fase infectiva que penetra en la raíz y posteriormente se desarrolla en su
interior hasta la fase de adulto. Las hembras se mantienen en el interior del nódulo formado
en el tejido radicular. Los huevos están inmersos en una matriz gelatinosa que se forma en
el exterior de la hembra y fuera de la raíz. Los machos son vermiformes, migratorios y en
su parte anterior se diferencia una estructura labial redondeada, alta y estrecha.
El análisis enzimático de esterasas demuestra la existencia de un patrón específico (H1).
Huéspedes: Son nematodos polífagos y tienen un gran número de plantas huéspedes,
entre las que se encuentran la mayoría de las plantas cultivadas (excepto las Graminaceae).
Sintomatología: La parte aérea de las plantas infestadas presenta áreas cloróticas y estructuras foliares raquíticas y mal desarrolladas. El sistema radicular muestra en las
raíces secundarias los nódulos característicos, que consisten en células hipertrofiadas corticales que rodean a las hembras. Los nódulos producidos por esta especie son pequeños,
redondeados y generalmente están asociados a una gran proliferación radicular. Los ataques se visualizan en el campo en rodales bien definidos. Las plantas gravemente afectadas pueden marchitarse y morir, especialmente en condiciones de estrés hídrico.
Dispersión: Mediante el agua de riego o por trasplantes de plántulas de vivero infestadas.
Distribución geográfica: Se distribuye en las regiones frías de todo el mundo, en un
rango latitudinal comprendido aproximadamente entre 34º N y 43º S. En las área tropicales y subtropicales su presencia está restringida a las zonas de elevada altitud (>100
m). En España se ha encontrado en Andalucía, Cataluña, Extremadura, Galicia, C. de
Madrid, R. de Murcia y País Vasco.
811
Referencias:
– Jiménez-Millán, F., Arias, M., Bello, A., López Pedregal, J.M. (1965). Catálogo de los
nematodos fitoparásitos y periradiculares encontrados en España. Boletín de la Real
Sociedad de Historia Natural 63: 47-104..
– Moral, J. del, Romero, M.D. (1979). Técnicas de separación, morfometría y control de
Meloidogyne hapla Chitwood en tomate mediante diversos nematicidas. Boletín
Servicio de Plagas 5: 165-176 .
– Millán de Aguirre, J. R. (1989). Especies del género Meloidogyne presentes en los cultivos del País Vasco. Abstract V Congreso Nacional de Fitopatología, Badajoz.
– Pinochet, J., Verdejo, S., Marull, J. (1989). Evaluación de siete patrones de Prunus a tres
especies de Meloidogyne en España. Nematropica 19: 125-134.
– Abelleira, A., Mansilla, J.P. (1993). Seguimiento de poblaciones de Meloidogyne hapla
Chitwood en plantaciones de kiwi Actinidia deliciosa (A. Chev.) Liang & Ferguson. Boletín de Sanidad Vegetal, Plagas 19: 295-302.
– Vega, J.M., Páez, J. I., López-Aranda, J.M., Medina, J.J., Miranda, L., Montes, F.
(2002). Nematodes on strawberries in Southern Spain: effects on yield and control
of Meloidogyne hapla. Abstract IV International Congress of Nematology. Tenerife.
812
Meloidogyne hispanica Hirschmann
Taxonomía: Nemata; Secernentea; Tylenchida; Heteroderidae; Meloidogyninae.
Descripción: Nematodos con marcado dimorfismo sexual. Las hembras tienen el cuerpo
en forma de saco hinchado de color blanquecino (0,6 a 1,2 mm de longitud), con un cuello que sobresale en la parte anterior. Vulva y ano en posición terminal. Cutícula irregularmente anillada alrededor de la región terminal, formando un patrón perineal con el
arco dorsal bajo y las líneas laterales ampliamente separadas y con estrías con borde irregular (con flecos). En la zona anterior presentan un estilete (14-15 µm) ancho, ligeramente curvado en su parte dorsal y con los nódulos basales bien diferenciados. Son
endoparásitos sedentarios y se reproducen por partenogénesis mitótica. El juvenil de segunda edad es migratorio y es la fase infectiva que penetra en la raíz y posteriormente se
desarrolla en su interior hasta la fase de adulto. Las hembras se mantienen en el interior
del nódulo formado en el tejido radicular. Los huevos están inmersos en una matriz gelatinosa que se forma en el exterior de la hembra y fuera de la raíz. Los machos son vermiformes, migratorios y en su parte anterior se diferencia claramente la estructura labial
alta y redondeada.
Huéspedes: Melocotonero y tomate.
Sintomatología: La parte aérea de las plantas infestadas presenta áreas cloróticas y estructuras foliares raquíticas y mal desarrolladas. El sistema radicular muestra en las
raíces secundarias los nódulos característicos, que consisten en células hipertrofiadas corticales que rodean a las hembras.
Dispersión: Mediante el agua de riego o por trasplantes de plántulas de vivero infestadas.
Distribución geográfica: Se ha citado en Sevilla.
Referencias:
– Hirschmann, H. (1986). Meloidogyne hispanica n. sp. (Nematoda: Meloidogynidae), the
Seville root-knot nematode. Journal of Nematology 18: 520-532.
813
Meloidogyne incognita (Kofoid and White) Chitwood
Sinónimos: Oxyuris incognita; Heterodera incognita; Meloidogyne incognita incognita;
Meloidogyne incognita acrita; Meloidogyne acrita; Meloidogyne incognita inornata;
Meloidogyne elegans; Meloidogyne grahami; Meloidogyne incognita wartellei; Meloidogyne inornata.
Taxonomía: Nemata; Secernentea; Tylenchida; Heteroderidae; Meloidogyninae.
Descripción: Nematodos con marcado dimorfismo sexual. Las hembras tienen el cuerpo
en forma de pera, de color blanquecino (0,5 a 0,8 mm de longitud), con un cuello que sobresale en la parte anterior. Vulva y ano en posición terminal. Cutícula irregularmente anillada alrededor de la región terminal, formando un patrón perineal que presenta el arco
dorsal alto, rectangular, sin campos laterales y con estrías ligeramente onduladas o en
zigzag. En la parte anterior presentan un estilete (15-17 µm) curvado dorsalmente con los
nódulos basales muy diferenciados. Son endoparásitos sedentarios y se reproducen por
partenogénesis mitótica. El juvenil de segunda edad es migratorio y es la fase infectiva
que penetra en la raíz y posteriormente se desarrolla en su interior hasta la fase de adulto.
Las hembras se mantienen en el interior del nódulo formado en el tejido radicular. Los
huevos están inmersos en una matriz gelatinosa que se forma en el exterior de la hembra
y fuera de la raíz.
El análisis enzimático de esterasas demuestra la existencia de un patrón específico (I1).
Huéspedes: Son nematodos polífagos y tienen un gran número de plantas huéspedes,
entre las que se encuentran la mayoría de las plantas cultivadas.
Sintomatología: La parte aérea de las plantas infestadas presenta áreas cloróticas y estructuras foliares raquíticas y mal desarrolladas. El sistema radicular muestra en las
raíces secundarias los nódulos característicos, que consisten en células hipertrofiadas corticales que rodean a las hembras. En ocasiones estos nódulos tienden a fusionarse y pueden producir grandes protuberancias y deformaciones de las raíces. Los ataques se
visualizan en el campo en rodales bien definidos. Las plantas gravemente afectadas pueden marchitarse y morir, especialmente en condiciones de estrés hídrico.
Dispersión: Mediante el agua de riego o por trasplantes de plántulas de vivero infestadas.
Distribución geográfica: Distribuido por todo el mundo en un rango latitudinal comprendido aproximadamente entre 40º N y 33º S. En España está ampliamente distribuido
en Andalucía, Aragón, Cataluña, Castilla-La Mancha, Extremadura, C. de Madrid, R. de
Murcia y País Vasco.
814
Referencias:
– Guevara Pozo, D., Tobar-Jiménez, A. (1963). Nematodos parásitos de vegetales de la
Vega de Granada. Revista Ibérica de Parasitología 24: 3-42.
– Jiménez-Millán, F., Arias, M., Bello, A., López-Pedregal, J.M. (1965). Catálogo de los
nematodos fitoparásitos y periradiculares encontrados en España. Boletín de la Real
Sociedad de Historia Natural, 63: 47-104. (Aragón, Madrid).
– Millán de Aguirre, J. R. (1989). Especies del género Meloidogyne presentes en los cultivos del País Vasco. Abstract V Congreso Nacional de Fitopatología. Badajoz.
– Cenis, J. L., Opperman, C.H., Triantaphyllou, A.C. (1992). Cytogenetic, enzymatic,
and restriction fragment length polymorphism variation of Meloidogyne spp. from
Spain. Phytopathology 82: 527-531
– Sorribas, F. J., Verdejo Lucas, S. (1994). Survey of Meloidogyne spp. in tomato
production fields of Baix Llobregat County, Spain. Journal of Nematology 26:
731-736.
– Espárrago, G., Navas, A. (1995). Nematodos parásitos de plantas asociados a cultivos
hortícolas y tabaco en la región de La Vera, Extremadura. Boletín de Sanidad Vegetal, Plagas 21: 303-317.
– Pinochet, J., Angles, M., Dalmau, E., Fernández, C., Felipe, A. (1996). Prunus rootstock evaluation to root-knot and lesion nematodes in Spain. Journal of Nematology
28: 616-623.
– Escuer, M., Rodríguez, M.D., Rodríguez, M.P., Lastes, J., Bello, A. (1996). Incidencia
de Meloidogyne en cultivos hortícolas de Almería. Resúmenes del VIII Congreso de
la Sociedad Española de Fitopatología. Córdoba.
– Arias, M., Fresno, J., López, J.A., Escuer, M., Arcos, S. Bello, A. (1997). Nematodos,
virosis y manejo del viñedo en Castilla-La Mancha. Ed. CSIC-Junta de Comunidades de Castilla-La Mancha. Madrid. 105 pp.
– Andrés, M. F. (2002). Estudio de la incidencia de nematodos formadores de nódulos
(Meloidogyne spp.) y transmisores de virus (Xiphinema spp.) en cultivos de vid y
melón de la comarca de Tomelloso. Resúmenes del XI Congreso de la Sociedad Española de Fitopatología. Almería.
– Escuer, M., Cano, A., Bello, A. (2002). Nematode problems in the region of Murcia
(Spain), a Mediterranean model. Abstract IV International Congress of Nematology.
Tenerife.
815
– Nico, A., Rapoport, H.F., Jiménez-Díaz, R., Castillo, P. (2002). Incidence and population density of plant-parasitic nematodes associated with olive planting stocks at
nurseries in Southern Spain. Plant Disease 86: 1057-1079.
– Castillo, P., Jiménez-Díaz R.M. (2003) First report of Meloidogyne incognita infecting
spinach in Southern Spain. Phytopathology 87: 874.
816
Meloidogyne javanica (Treub.) Chitwood
Sinónimos: Heterodera javanica, Anguillula javanica, Meloidogyne javanica javanica,
Meloidogyne javanica bauruensis, Meloidogyne bauruensis, Meloidogyne lucknowica,
Meloidogyne lordelloi.
Taxonomía: Nemata; Secernentea; Tylenchida; Heteroderidae; Meloidogyninae.
Descripción: Nematodos con marcado dimorfismo sexual. Las hembras tienen el cuerpo
en forma de pera, de color blanquecino (0,5 a 1,2 mm de longitud), con un cuello que sobresale en la parte anterior. Vulva y ano en posición terminal. Cutícula irregularmente anillada alrededor de la región terminal, formando un patrón que se caracteriza
principalmente por la presencia en el área perineal de líneas laterales que dividen claramente la región dorsal de la ventral. Arco dorsal moderadamente alto y estrecho. En la
zona anterior presentan un estilete (14-18 µm) cilíndrico, ligeramente curvado en su parte
dorsal y ensanchado en la base. Son endoparásitos sedentarios y se reproducen por partenogénesis mitótica. El juvenil de segunda edad es migratorio y es la fase infectiva que
penetra en la raíz y posteriormente se desarrolla en su interior hasta la fase de adulto. Las
hembras se mantienen en el interior del nódulo formado en el tejido radicular. Los huevos están inmersos en una matriz gelatinosa que se forma en el exterior de la hembra y
fuera de la raíz.
El análisis enzimático de esterasas demuestra la existencia de un patrón específico (J3).
Huéspedes: Son nematodos polífagos y tienen un gran número de plantas huéspedes,
entre las que se encuentran la mayoría de las plantas cultivadas.
Sintomatología: La parte aérea de las plantas infestadas presenta áreas cloróticas y estructuras foliares raquíticas y mal desarrolladas. El sistema radicular muestra en las
raíces secundarias los nódulos característicos, que consisten en células hipertrofiadas corticales que rodean a las hembras. En ocasiones estos nódulos tienden a fusionarse y pueden producir grandes protuberancias y deformaciones de las raíces. Los ataques se
visualizan en el campo en rodales bien definidos. Las plantas gravemente afectadas pueden marchitarse y morir, especialmente en condiciones de estrés hídrico.
Dispersión: Mediante el agua de riego o por trasplantes de plántulas de vivero infestadas.
Distribución geográfica: Se distribuye por todo el mundo en un rango latitudinal comprendido aproximadamente entre 33º N y 33º S. Su distribución está limitada por las bajas
temperaturas (< 3ºC) y se ve favorecida por los periodos de sequía. En España se ha encontrado en Andalucía, Cataluña, Extremadura, Canarias y R. de Murcia.
817
Referencias:
– Guirán, G. (1962). Nematodes parasites des plantes cultivées aux Iles Canaries. C.R.
Académie Agricole de France 48: 388-390.
– Jiménez-Millán, F., Arias, M., Bello, A., López-Pedregal, J.M. (1965). Catálogo de los
nematodos fitoparásitos y periradiculares encontrados en España. Boletín de la Real
Sociedad de Historia Natural 63: 47-104. (Sevilla).
– Bello, A. (1969). Estudios de las nematocenosis de las Islas Canarias e influencia del
factor antropógeno sobre las mismas. Boletín de la Real Sociedad de Historia Natural 67: 35-52.
– Cenis, J. L., Opperman, C.H., Triantaphyllou, A.C. (1992). Cytogenetic, enzymatic,
and restriction fragment length polymorphism variation of Meloidogyne spp. from
Spain. Phytopathology 82: 527-531.
– Sorribas, F. J., Verdejo Lucas, S. (1994). Survey of Meloidogyne spp. in tomato production fields of Baix Llobregat County, Spain. Journal of Nematology 26: 731-736.
– Espárrago, G., Navas, A. (1995). Nematodos parásitos de plantas asociados a cultivos
hortícolas y tabaco en la región de La Vera, Extremadura. Boletín de Sanidad Vegetal, Plagas 21: 303-317.
– Escuer, M., Rodríguez, M.D., Rodríguez, M.P., Lastes, J., Bello, A. (1996). Incidencia
de Meloidogyne en cultivos hortícolas de Almería. Resúmenes del VIII Congreso de
la Sociedad Española de Fitopatología. Córdoba.
– Escuer, M., Cano, A., Bello, A. (2002). Nematode problems in the region of Murcia
(Spain), a Mediterranean model. Abstract IV International Congress of Nematology.
Tenerife.
– Nico, A., Rapoport, H.F., Jiménez-Díaz, R., Castillo, P. (2002). Incidence and population density of plant-parasitic nematodes associated with olive planting stocks at
nurseries in Southern Spain. Plant Disease 86: 1057-1079.
818
Paratrichodorus minor (Colburn) Siddiqi
Sinónimos: Trichodorus minor, Trichodorus christiei, Paratrichodorus christiei, Trichodorus obesus.
Taxonomía: Nemata; Adenophorea; Dorylaimida; Trichodoridae.
Descripción: Nematodos de aspecto robusto (0,4 a 1,5 mm de longitud). Cutícula gruesa,
especialmente apreciable en los individuos fijados. Estilete u onquiostilo (26-47 µm),
que es una prolongación de un diente dorsal, con forma curvada ventral. Las hembras no
tienen poros laterales ni caudales. Apertura vulvar en situación media y ventralmente con
forma de hendidura transversal, con esclerotización ligera en forma de barra. Región caudal redondeada, muy corta y con el ano en posición casi terminal. Los machos son poco
frecuentes, con región caudal recta cuando están relajados, no presentan papilas cervicales ventromedianas y tienen ala caudal. Son ectoparásitos migratorios de las raíces y
transmisores de virus vegetales (Tobravirus).
Huéspedes: Son nematodos polífagos que parasitan un gran número de plantas, entre las
que destacan hortícolas y frutales.
Sintomatología: Estos nematodos ectoparásitos se alimentan de la capa cortical de las
raíces y pelos radiculares, preferentemente en la zona meristemática, provocando la detención
del crecimiento de las raíces y una reducción general del desarrollo radicular. Las plantas
afectadas muestran menor crecimiento, amarilleo foliar y son especialmente vulnerables a la
sequía. Esta especie es vector del virus del cascabeleo del tabaco (TRV) en patata, tabaco y
bulbos ornamentales y del virus del anillado del pimiento (PRV) en alcachofa.
Dispersión: Mediante el agua de riego o por el transporte de suelo infestado.
Distribución geográfica: Es una especie cosmopolita que se distribuye prácticamente
en todos los continentes. En España se ha encontrado en Badajoz, Canarias, Málaga, Salamanca y C. Valenciana.
Referencias:
– Goméz-Barcina, A., Jiménez-Millán, F. (1967). Primeros estudios nematológicos en
cultivos de la zona costera granadino-malagueña. Anales de Edafología y Agrobiología 26: 585-600.
– Del Moral, J., Martínez-Aljama, F. (1985). Estudio sobre la biología y control de diversas especies de nematodos fitoparásitos en el cultivo de maíz. Anales del INIA,
Serie Agrícola 28: 73-89.
– López-Pérez, J.A., Arias, M., Bello, A. (2001). Trichodoridae (Nematodo: Triplonchida)
in Spain. Nematology 3: 403-409.
819
Paratrichodorus pachydermus (Seinhorst) Siddiqi
Sinónimos: Trichodorus pachydermus.
Taxonomía: Nemata; Adenophorea; Dorylaimida; Trichodoridae.
Descripción: Nematodos de aspecto robusto (0,6 a 0,95 mm de longitud). Cutícula gruesa,
especialmente apreciable en los individuos fijados. Estilete u onquiostilo (44-58 µm), que
es una prolongación de un diente dorsal, con forma curvada ventral. Las hembras tienen
poros laterales en la parte posterior a la vulva y de uno a dos pares de poros caudales.
Apertura vulvar en situación media y ventralmente, con forma de poro con esclerotización ligera en forma alongada a redondeada. Espermateca ausente. Región caudal redondeada, muy corta y con el ano en posición casi terminal. Los machos con una sola
papila cervical ventromediana, presentan la región caudal recta cuando están relajados y
tienen ala caudal. Son ectoparásitos migratorios de las raíces y transmisores de virus vegetales (Tobravirus).
Huéspedes: Son nematodos polífagos que parasitan un gran número de plantas, entre las
que destacan cereales, hortícolas y frutales.
Sintomatología: Estos nematodos ectoparásitos se alimentan de la capa cortical de las raíces y pelos radiculares preferentemente en la zona meristemática, provocando la detención del crecimiento de las raíces y una reducción general del desarrollo radicular. Esta
sintomatología se conoce como “Docking disorder” y afecta especialmente a la remolacha azucarera. Además de su potencial patógeno por acción directa, esta especie es vector del virus del cascabeleo del tabaco (TRV) en patata, tabaco y bulbos ornamentales.
Dispersión: Mediante el agua de riego o por el transporte de suelo infestado.
Distribución geográfica: Se distribuye ampliamente en América del Norte y Europa. En
España se ha encontrado en Ciudad Real y Toledo.
Referencias:
– Arias, M., Fresno, J., López-Pérez, J.A., Escuer, M., Arcos, S.C., Bello, A. (1997). Nematodos, virosis y manejo del viñedo en Castilla-La Mancha. Castilla-La Mancha,
Spain, CSIC-JCC, 117 pp.
820
Paratrichodorus teres (Seinhorst) Siddiqi
Sinónimos: Trichodorus teres, Trichodorus flevensis.
Taxonomía: Nemata; Adenophorea; Dorylaimida; Trichodoridae.
Descripción: Nematodos de aspecto robusto (0,5–0,9 mm de longitud). Cutícula gruesa,
especialmente apreciable en los individuos fijados. Estilete u onquiostilo (46-60 µm),
que es una prolongación de un diente dorsal, con forma curvada ventral. Las hembras
tienen un par de poros laterales. Apertura vulvar en situación media y ventralmente con
forma de corta hendidura transversal con esclerotización ligera en forma ovalada. Espermateca ausente. Región caudal redondeada, muy corta y con el ano en posición casi
terminal. Los machos son poco frecuentes; no presentan papilas cervicales ventromedianas. Región caudal recta cuando están relajados y con ala caudal. Son ectoparásitos migratorios de las raíces y transmisores de virus vegetales (Tobravirus).
Huéspedes: Son nematodos polífagos que parasitan un gran número de plantas, entre las
que destacan cereales y hortícolas.
Sintomatología: Estos nematodos ectoparásitos se alimentan de la capa cortical de las raíces y pelos radiculares preferentemente en la zona meristemática, provocando la detención del crecimiento de las raíces y una reducción general del desarrollo radicular. Esta
sintomatología se conoce como “Docking disorder” y afecta especialmente a la remolacha azucarera. Además de su potencial patógeno por acción directa, esta especie es vector del virus del cascabeleo del tabaco (TRV).
Dispersión: Mediante el agua de riego o por el transporte de suelo infestado.
Distribución geográfica: Se distribuye ampliamente por Europa. También se ha encontrado en América del Norte y Sudáfrica. En España se ha encontrado en Ciudad Real y
Toledo.
Referencias:
– Decraemer, W., Roca F., Castillo, P., Peña-Santiago, R., Gómez Barcina, A. (1993). Trichodoridae from Southern Spain, with description of Trichodorus giennensis n.sp.
(Nemata: Trichodoridae). Fundamental Applied Nematology 16: 407-416.
– López-Perez, J.A., Arias, M. (1997) Factores edáficos que condicionan la distribución
de los nematodos Trichodóridos en la Península Ibérica. Edafología 3: 145-150.
– López-Perez, J.A., Arias, M., Bello, A. (2001). Trichodoridae (Nematodo: Triplonchida)
in Spain. Nematology 3: 403-409.
821
Pratylenchus coffeae Zimmerman
Sinónimos: Pratylenchus musicola, Pratylenchus mahogani, Pratylenchus pratensis.
Taxonomía: Nemata; Secernentea; Tylenchida; Pratylenchidae.
Descripción: Cuerpo cilíndrico, de pequeño tamaño (0,3 a 0,8 mm de longitud), recto, finamente anulado. Los campos laterales están marcados básicamente por cuatro líneas
longitudinales. Esqueleto cefálico muy esclerotizado. Región labial compuesta por dos
anillos. Estilete corto (15 a 18 µm) con los nódulos basales bien desarrollados. Espermateca esférica o ligeramente oval, con esperma. Región caudal con el “terminus” redondeado, truncado o dentado. Machos similares a las hembras con una bursa que
envuelve a la región caudal. Son endoparásitos migratorios de la raíz. Tanto los adultos
como las fases juveniles tienen capacidad infectiva.
Huéspedes: Café, banana y cítricos.
Sintomatología: Causan lesiones en las raíces, de las que son endoparásitos. Las zonas
radiculares, donde estos nematodos entran y se multiplican, adquieren un característico
color marrón oscuro, causado por la necrosis de las células afectadas y la invasión de patógenos secundarios como hongos o bacterias. En el campo los ataques se manifiestan
como rodales que se expanden lentamente y formados por plantas con un menor crecimiento y amarilleo foliar, con la consiguiente pérdida de rendimiento en la cosecha.
Dispersión: Mediante el agua de riego o por el transporte de suelo o material vegetal (raíces) infestado.
Distribución geográfica: Mundial en zonas templadas a subtropicales. En España se distribuye en Cataluña y Canarias.
Referencias:
– Bello, A., Alvarado, J.M. y Jiménez-Millán, F. (1965). Estudio de los nematodos de los
cultivos de las plataneras de las Canarias occidentales. Boletín de la Real Academia
de Historia Natural 63: 33-46.
– Jiménez-Millán, F., Arias, M., Bello, A., López Pedregal, J.M. (1965). Catálogo de los
nematodos fitoparásitos y periradiculares encontrados en España. Boletín de la Real
Sociedad de Historia Natural 63: 47-104.
– Arias, M. y Romero, M.D. (1979). Nematodos posibles fitoparásitos asociados a los cultivos de cereales en España. Anales INIA Serie: Protección Vegetal 11: 109-130.
822
Pratylenchus crenatus Loof
Sinónimos: Pratylenchus clavicaudatus.
Taxonomía: Nemata; Secernentea; Tylenchida; Pratylenchidae.
Descripción: Cuerpo cilíndrico, de pequeño tamaño (0,3 a 0,6 mm de longitud), recto, finamente anulado. Los campos laterales con seis líneas longitudinales, las cuatro interiores unidas dos a dos. Esqueleto cefálico muy esclerotizado. Región labial compuesta por
tres anillos. Estilete corto (15-18 µm) con los nódulos basales dentados. Vulva en posición posterior (80-86% de la longitud del cuerpo). Espermateca vacía. Región caudal con
el “terminus” redondeado y festoneado. No se han encontrado machos. Son endoparásitos migratorios de la raíz. Tanto la hembra como las fases juveniles tienen capacidad infectiva.
Huéspedes: Cereales, pastos y zanahoria.
Sintomatología: Causan lesiones en las raíces, de las que son endoparásitos. Las zonas
radiculares donde estos nematodos entran y se multiplican adquieren un color marrón oscuro característico causado por la necrosis de las células afectadas y la invasión de patógenos secundarios, como hongos o bacterias. En el campo los ataques se manifiestan
como rodales que se expanden lentamente y formados por plantas con un menor crecimiento y amarilleo foliar con la consiguiente pérdida de rendimiento en la cosecha.
Dispersión: Mediante el agua de riego o por el transporte de suelo o material vegetal (raíces) infestado.
Distribución geográfica: América del Norte, Europa, Japón, Sudáfrica y Venezuela. En
España se ha encontrado en Extremadura.
Referencias:
– Espárrago, G., Navas, A. (1995). Nematofauna fitoparásita asociada a cultivos hortícolas
y de tabaco en regadíos de Extremadura. Boletín de Sanidad Vegetal, Plagas 21:
303-317.
823
Pratylenchus goodeyi Sher and Allen
Taxonomía: Nemata; Secernentea; Tylenchida; Pratylenchidae.
Descripción: Cuerpo cilíndrico, de pequeño tamaño (0,4 a 0,6 mm de longitud), recto,
finamente anulado. Los campos laterales con cuatro líneas longitudinales. Esqueleto cefálico muy esclerotizado. Región labial compuesta por tres o cuatro anillos. Estilete
corto (14-17 µm) con los nódulos basales bien diferenciados. Vulva en posición anterior
(70-76% de la longitud del cuerpo). Espermateca grande oblonga y llena de esperma. Región caudal con el “terminus” liso y dorsalmente sinuoso. Machos similares a la hembra con una bursa que envuelve a la región caudal. Son endoparásitos migratorios de la
raíz. Tanto los adultos como las fases juveniles tienen capacidad infectiva.
Huéspedes: Banana.
Sintomatología: Causan lesiones en las raíces, de las que son endoparásitos. Las zonas radiculares donde estos nematodos entran y se multiplican adquieren un color marrón oscuro
característico causado por la necrosis de las células afectadas y la invasión de patógenos
secundarios, como hongos o bacterias. En el campo los ataques se manifiestan como rodales que se expanden lentamente y están formados por plantas con un menor crecimiento
y amarilleo foliar, con la consiguiente pérdida de rendimiento en la cosecha.
Dispersión: Mediante el agua de riego o por el transporte de suelo o material vegetal (raíces) infestado.
Distribución geográfica: Africa del Este. En España se ha encontrado en Sevilla y Canarias.
Referencias:
– De Guiran, G., Vlardebo, A. (1962). Le bananier aux Iles Canaries IV: Les nématodes
parasites du bananier. Fruits 17: 263-277.
– Jiménez-Millán, F., Arias, M., Bello, A., López Pedregal, J.M. (1965). Catálogo de los
nematodos fitoparásitos y periradiculares encontrados en España. Boletín de la Real
Sociedad de Historia Natural 63: 47-104
– Bello, A. Alvarado, J.M., Jiménez-Millán, F. (1965). Estudio de los nematodos de los
cultivos de las plataneras de las Canarias occidentales. Boletín de la Real Academia
de Historia Natural 63: 33-46.
– Andrés, M.F., Pinochet, J., Hernández–Dorrego, A., Delibes, A. (2000). Analysis of
inter- and intraspecific diversity of Pratylenchus spp. using isozyme markers. Plant
Pathology 46: 640-649.
824
Pratylenchus neglectus Rens
Sinónimos: Pratylenchus minyus, Pratylenchus capitatus, Pratylenchus neocapitatus,
Pratylenchus similis.
Taxonomía: Nemata; Secernentea; Tylenchida; Pratylenchidae.
Descripción: Cuerpo cilíndrico, de pequeño tamaño (0,3 a 0,6 mm de longitud), recto,
finamente anulado. Campos laterales equidistantes, con cuatro líneas longitudinales que
en la zona media del cuerpo aparecen marcados con finas estriaciones oblicuas. Esqueleto cefálico muy esclerotizado. Región labial compuesta por dos anillos. Estilete corto
(15-17 µm) con los nódulos basales dentados. Vulva en posición posterior (80-86% de
la longitud del cuerpo). Espermateca pequeña y vacía. Región caudal cónica con el “terminus” liso redondeado u oblicuo. Son endoparásitos migratorios de la raíz. Tanto los
adultos como las fases juveniles tienen capacidad infectiva.
Huéspedes: Cereales, tabaco y menta.
Sintomatología: Causan lesiones en las raíces, de las que son endoparásitos. Las zonas
radiculares donde estos nematodos entran y se multiplican adquieren un color marrón
oscuro característico causado por la necrosis de las células afectadas y la invasión de
patógenos secundarios, como hongos o bacterias. En el campo los ataques se manifiestan como rodales que se expanden lentamente y están formados por plantas con un
menor crecimiento y amarilleo foliar, con la consiguiente pérdida de rendimiento en la
cosecha.
Dispersión: Mediante el agua de riego o por el transporte de suelo o material vegetal (raíces) infestado.
Distribución geográfica: América del Norte, Australia, Europa, India, Japón y Sudáfrica.
En España se ha encontrado en Cataluña, Extremadura y Granada.
Referencias:
– Guevara Pozo, D., Tobar-Jiménez, A. (1963). Nematodos parásitos de vegetales de la
Vega de Granada. Revista Ibérica de Parasitología 23: 347-370.
– Guevara Pozo, D., Tobar-Jiménez, A. (1964). Nematodos parásitos de vegetales de la
Vega de Granada. Revista Ibérica de Parasitología 24: 3-42.
– Jiménez-Millán, F., Arias, M., Bello, A., López Pedregal, J.M. (1965). Catálogo de los
nematodos fitoparásitos y perirradiculares encontrados en España. Boletín de la Real
Sociedad de Historia Natural 63: 47-104.
825
– Pinochet, J., Verdejo-Lucas, S., Marull, J. (1991). Host suitability of eight Prunus spp.
and one Pyrus communis rootstocks to Pratylenchus vulnus, P. neglectus, and P.
thornei. Journal of Nematology 23: 570-575.
– Espárrago, G., Navas, A. (1995). Nematofauna fitoparásita asociada a cultivos hortícolas
y de tabaco en regadíos de Extremadura. Boletín de Sanidad Vegetal, Plagas 21:
303-317.
826
Pratylenchus penetrans (Cobb) Chitwood and Oteifa
Sinónimos: Tylenchus gulosus, Pratylenchus globulicola.
Taxonomía: Nemata; Secernentea; Tylenchida; Pratylenchidae.
Descripción: Cuerpo cilíndrico, de pequeño tamaño (0,3 a 0,8 mm de longitud), recto, finamente anulado. Campos laterales con cuatro líneas longitudinales equidistantes. Esqueleto cefálico muy esclerotizado. Región labial compuesta por tres anillos. Estilete
corto (15-17 µm de longitud) con los nódulos basales redondeados. Vulva en posición
posterior (75-84% de la longitud del cuerpo). Espermateca esférica u ovoide con esperma.
Región caudal subcilíndrica, redondeada con el “terminus” liso. Machos similares a la
hembra con una bursa que envuelve a la región caudal. Son endoparásitos migratorios de
la raíz. Tanto los adultos como las fases juveniles tienen capacidad infectiva.
Huéspedes: Son polífagos y tienen un gran número de plantas huéspedes, entre las que
se encuentran la mayoría de los cultivos hortícolas y frutales.
Sintomatología: Causan lesiones en las raíces, de las que son endoparásitos. Las zonas
radiculares donde estos nematodos entran y se multiplican adquieren un color marrón
oscuro característico causado por la necrosis de las células afectadas y la invasión de
patógenos secundarios como hongos o bacterias. En el campo los ataques se manifiestan como rodales que se expanden lentamente y están formados por plantas con un
menor crecimiento y amarilleo foliar, con la consiguiente pérdida de rendimiento en la
cosecha.
Dispersión: Mediante el agua de riego o por el transporte de suelo o material vegetal (raíces) infestado.
Distribución geográfica: Mundial en zonas templadas. En España se ha encontrado en
Andalucía, Cataluña, Castilla-La Mancha, Extremadura y Canarias.
Referencias:
– Guevara Pozo, D., Tobar-Jiménez, A. (1964). Nematodos parásitos de vegetales de la
Vega de Granada. Revista Ibérica de Parasitología 24: 3-42.
– Bello, A. (1969). Estudio de las nematocenosis de las Islas Canarias e influencia del factor antropógeno sobre las mismas. Boletín de la Real Sociedad Española de Historia Natural 67: 35-52.
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Der Erdbeeranbau in Südspain Frankfurt/Main, DDR, Bundestelle für Entwicklungshilfe Abt. Landwirschaft. 89 pp.
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– Arias, M., Romero, M.D. (1979). Nematodos posibles fitoparásitos asociados a los cultivos de cereales en España. Anales INIA Serie: Protección Vegetal 11: 109-130.
– Castillo, P., Gómez-Barcina, A., Vovlas, N., Navas, A. (1991). Some plant-parasitic
nematodes associated with cotton and chikpea in southern Spain with description of Amplimerlinius magnistylus sp. n. Afro-Asian Journal of Nematology 1:
195-203.
– Espárrago, G., Navas, A. (1995). Nematofauna fitoparásita asociada a cultivos hortícolas
y de tabaco en regadíos de Extremadura. Boletín de Sanidad Vegetal, Plagas 21:
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– Nico, A.I., Rapoport, H.F., Jiménez-Díaz, R.M., Castillo, P. (2002). Incidence and population density of plant-parasitic nematodes associated with olive planting stocks
at nurseries in Southern Spain. Plant Disease 86: 1075-1079.
– Vega, J.M., Páez, J.I., López-Aranda, J.M., Medina, J.J., Miranda, L., Montes, F.
(2002). Nematodes on strawberries in Southern Spain: effects on yield and control
of Meloidogyne hapla. Abstract IV International Congress of Nematology. Tenerife.
828
Pratylenchus thornei Sher and Allen
Taxonomía: Nemata; Secernentea; Tylenchida; Pratylenchidae.
Descripción: Cuerpo cilíndrico, de pequeño tamaño (0,4 a 0,8 mm de longitud), recto,
finamente anulado. Campos laterales con cuatro líneas longitudinales equidistantes. Los
márgenes externos del esqueleto cefálico se extienden hacia el interior del cuerpo ocupando la longitud de dos anillos y hacia la región labial ocupando la longitud de un anillo. Región labial compuesta por tres anillos, alta y bien desarrollada. Estilete corto
(15-19 µm) con los nódulos basales redondeados o dentados. Vulva en posición relativamente posterior (73-80% de la longitud del cuerpo). Espermateca muy pequeña y
vacía. Región caudal con el “terminus” liso ampliamente redondeado o truncado. Son
endoparásitos migratorios de la raíz. Tanto los adultos como las fases juveniles tienen
capacidad infectiva.
Huéspedes: Cereales.
Sintomatología: Causan lesiones en las raíces, de las que son endoparásitos. Las zonas
radiculares donde estos nematodos entran y se multiplican adquieren un color marrón
oscuro característico causado por la necrosis de las células afectadas y la invasión de
patógenos secundarios, como hongos o bacterias. En el campo los ataques se manifiestan como rodales que se expanden lentamente y están formados por plantas con un
menor crecimiento y amarilleo foliar, con la consiguiente pérdida de rendimiento en la
cosecha.
Dispersión: Mediante el agua de riego o por el transporte de suelo o material vegetal (raíces) infestado.
Distribución geográfica: América del Norte, Australia, Egipto, Europa, India, Irán, Japón
y Méjico. En España se ha encontrado en: Andalucía, Cantabria, Cataluña, Castilla-La
Mancha, Castilla y León, Extremadura, Galicia, Canarias y C. de Madrid.
Referencias:
– Guiran, G. (1962). Nematodes parasites des plantes cultivées aux Iles Canaries. C.R.
Académie Agricole de France 48: 388-390.
– Guevara Pozo, D., Tobar-Jiménez, A. (1963). Nematodos parásitos de vegetales de la
Vega de Granada. Revista Ibérica de Parasitología 23: 347-370.
– Jiménez-Millán, F., Arias, M., Bello, A., López Pedregal, J.M. (1965). Catálogo de los
nematodos fitoparásitos y periradiculares encontrados en España. Boletín de la Real
Sociedad de Historia Natural 63: 47-104.
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– Bello, A. Alvarado, J.M. Jiménez-Millán, F. (1965). Estudio de los nematodos de los
cultivos de las plataneras de las Canarias occidentales. Boletín de la Real Academia
de Historia Natural 63: 33-46.
– Romero, M.D., Jiménez-Millán, F., Arias, M. (1970). Interrelación de nematodos fitoparásitos de algunos cultivos de solanáceas. P. Instituto Biología Aplicada 49:101-109.
– Arias, M., Romero, M.D. (1971). Nematodos asociados al cultivo de la remolacha (Beta
vulgaris L.) en la región I: Galicia y Cantábrico. Primer Centenario Real Sociedad
Española de Historia Natural V.E.: 45-54.
– Arias, M., Romero, M.D. (1979). Nematodos posibles fitoparásitos asociados a los
cultivos de cereales en España. Anales INIA Serie: Protección Vegetal 11: 109130.
– Marull, J., Pinochet, J., Verdejo, S. (1990). Respuesta de cinco cultivares de almendro
a cuatro especies de nematodos lesionadores en España. Nematropica 20: 143-151.
– Pinochet, J., Verdejo-Lucas, S., Marull, J. (1991). Host suitability of eight Prunus spp.
and one Pyrus communis rootstocks to Pratylenchus vulnus, P. neglectus, and P.
thornei. Journal of Nematology 23: 570-575.
– Castillo, P., Gómez-Barcina, A., Vovlas, N., Navas, A. (1991). Some plant-parasitic
nematodes associated with cotton and chikpea in southern Spain with description
of Amplimerlinius magnistylus sp. n. Afro-Asian Journal of Nematology 1: 195203.
– Espárrago, G., Navas, A. (1995). Nematofauna fitoparásita asociada a cultivos hortícolas
y de tabaco en regadíos de Extremadura. Boletín de Sanidad Vegetal, Plagas 21:
303-317.
– Castillo, P., Vovlas, N., Jiménez-Díaz, R.M. (1998). Pathogenicity and histopathology
of Pratylenchus thornei. Populations on selected chickpea genotypes. Plant Pathology 47: 370-376.
– Nombela, G. y Romero, M.D. (1999). Host response to Pratylenchus thornei of a wheat
line carrying the Cre2 gene for resistance to Heterodera avenae. Nematology 1:
381-388.
830
Pratylenchus vulnus Allen and Jensen
Taxonomía: Nemata; Secernentea; Tylenchida; Pratylenchidae.
Descripción: Cuerpo cilíndrico, de pequeño tamaño (0,4 a 0,9 mm de longitud), recto, finamente anulado. Campos laterales con cuatro líneas longitudinales no equidistantes. Esqueleto cefálico muy desarrollado. Región labial compuesta por tres o cuatro anillos.
Estilete corto (13-19 µm) con los nódulos basales redondeados. Vulva en posición posterior (77-82% de la longitud del cuerpo). Espermateca funcional ovalada, con esperma.
Región caudal conoide con el “terminus” liso, subagudo. Machos similares a la hembra
con una bursa que envuelve a la región caudal. Son endoparásitos migratorios de la raíz.
Tanto los adultos como las fases juveniles tienen capacidad infectiva.
Huéspedes: Frutales.
Sintomatología: Causan lesiones en las raíces, de las que son endoparásitos. Las zonas
radiculares donde estos nematodos entran y se multiplican adquieren un color marrón oscuro característico causado por la necrosis de las células afectadas y la invasión de patógenos secundarios como hongos o bacterias, lo que provoca la putrefacción paulatina del
sistema radicular. En el campo los ataques se manifiestan asociados a problemas de decaimiento de la plantación y a problemas de replantación.
Dispersión: Mediante el agua de riego o por el transporte de suelo o material vegetal (raíces) infestado.
Distribución geográfica: América del Norte, América Central, Australia, Cuba, Egipto,
Europa, India, Irán, Islas Filipinas, Japón, Méjico, Rusia y Sudáfrica. En España se ha encontrado en Cataluña y Extremadura.
Referencias:
– Marull, J., Pinochet, J., Verdejo, S. (1990). Respuesta de cinco cultivares de almendro a
cuatro especies de nematodos lesionadores en España. Nematropica 20: 143-151.
– Pinochet, J., Verdejo-Lucas, S., Marull, J. (1991). Host suitability of eight Prunus spp.
and one Pyrus communis rootstocks to Pratylenchus vulnus, P. neglectus, and P.
thornei. Journal of Nematology 23: 570-575.
– Pinochet, J., Marull, J., Rodríguez-Kabana, R., Felipe, A., Fernández, C. (1993). Pathogenicity of Pratylenchus vulnus on plum rootstocks. Fundamental Applied Nematology 16: 375-380.
– Espárrago, G., Navas, A. (1995). Nematofauna fitoparásita asociada a cultivos hortícolas
y de tabaco en regadíos de Extremadura. Boletín de Sanidad Vegetal, Plagas 21:
303-317.
831
Pratylenchus zeae Graham Allen and Jensen
Sinónimos: Pratylenchus cubensis.
Taxonomía: Nemata; Secernentea; Tylenchida; Pratylenchidae.
Descripción: Cuerpo cilíndrico, de pequeño tamaño (0,3 a 0,7 mm de longitud), recto, finamente anulado. Campos laterales con cuatro líneas longitudinales equidistantes. Esqueleto cefálico muy desarrollado. Región labial compuesta por tres anillos. Estilete corto
(15-18 µm) con los nódulos basales redondeados. Vulva en posición posterior (66-75%
de la longitud del cuerpo). Espermateca pequeña, vacía. Región caudal conoide, estrecha,
con un número de anillos superior a veinte con el “terminus” liso, subagudo. Son endoparásitos migratorios de la raíz. Tanto los adultos como las fases juveniles tienen capacidad infectiva.
Huéspedes: Cereales y tabaco.
Sintomatología: Causan lesiones en las raíces, de las que son endoparásitos. Las zonas
radiculares donde estos nematodos entran y se multiplican adquieren un color marrón oscuro característico causado por la necrosis de las células afectadas y la invasión de patógenos secundarios como hongos o bacterias. En el campo los ataques se manifiestan como
rodales que se expanden lentamente y están formados por plantas con un menor crecimiento y amarilleo foliar, con la consiguiente pérdida de rendimiento en la cosecha.
Dispersión: Mediante el agua de riego o por el transporte de suelo o material vegetal (raíces) infestado.
Distribución geográfica: Países tropicales y América del Norte, Australia, Egipto, Irak,
Japón, Sudáfrica y Zimbabwe. En España se ha encontrado en Andalucía, Cataluña y Extremadura.
Referencias:
– Arias, M., Romero, M.D. (1979). Nematodos posibles fitoparásitos asociados a los cultivos de cereales en España. Anales INIA. Serie: Protección Vegetal 11: 109-130.
– Espárrago, G., Navas, A. (1995). Nematofauna fitoparásita asociada a cultivos hortícolas
y de tabaco en regadíos de Extremadura. Boletín de Sanidad Vegetal, Plagas 21:
303-317.
832
Trichodorus cylindricus Hooper
Taxonomía: Nemata; Adenophorea; Dorylaimida; Trichodoridae.
Descripción: Nematodos de aspecto robusto (0,4-0,8 mm de longitud). Cutícula fina. Estilete u onquiostilo (35-52 µm), que es una prolongación de un diente dorsal, con forma
curvada ventral. Las hembras tienen la apertura vulvar en situación media y forma transversal, con una fuerte esclerotización vaginal que consiste en dos piezas triangulares y dispuestas de forma inclinada. Región caudal redondeada, muy corta y con el ano en posición
casi terminal. Los machos presentan la región caudal curvada cuando están relajados.
Tienen 3 papilas cervicales ventromedianas, las espículas caudales ventralmente arqueadas y la cápsula de los músculos suspensores bien desarrollada. Ala caudal presente. Son
ectoparásitos migratorios de las raíces y transmisores de virus vegetales (Tobravirus).
Huéspedes: Son nematodos polífagos que parasitan un gran número de plantas, entre las
que destacan hortícolas y frutales.
Sintomatología: Estos nematodos ectoparásitos se alimentan de la capa cortical de las raíces y pelos radiculares, preferentemente en la zona meristemática, y causan proliferación
de raíces secundarias con engrosamientos y necrosis, que finalmente conducen a la detención del ciclo de crecimiento del sistema radicular y a una reducción general del desarrollo radicular Esta sintomatología se conoce como “Docking disorder” y afecta
especialmente a la remolacha azucarera. Además de su potencial patógeno por acción directa, esta especie es vector del virus del cascabeleo del tabaco (TRV).
Dispersión: Mediante el agua de riego o por el transporte de suelo infestado.
Distribución geográfica: Europa. En España se ha encontrado en Granada.
Referencias:
– Gómez-Barcina, A., Castillo, P. (1998). Presencia de Trichodorus cylindricus Hooper,
1962, en España, y algunas notas sobre su distribución. Revista Ibérica de Parasitología 48: 289-293.
833
Trichodorus primitivus (de Man) Micoletzky
Sinónimos: Dorylaimus primitivus, Trichodorus castellanensis.
Taxonomía: Nemata; Adenophorea; Dorylaimida; Trichodoridae.
Descripción: Nematodos de aspecto robusto (0,5-1 mm de longitud). Cutícula fina. Estilete u onquiostilo (40-57 µm), que es una prolongación de un diente dorsal, con forma
curvada ventral. Las hembras tienen la apertura vulvar en situación media y forma transversal, con una fuerte esclerotización vaginal que consiste en dos piezas ovaladas y alargadas. Región caudal redondeada, muy corta y con el ano en posición casi terminal. Los
machos presentan la región caudal curvada cuando están relajados. Tienen 3 papilas ventromedianas y no tienen ala caudal. Son ectoparásitos migratorios de las raíces y transmisores de virus vegetales (Tobravirus).
Huéspedes: Son nematodos polífagos que parasitan un gran número de plantas, entre las
que destacan cereales, hortícolas y frutales.
Sintomatología: Estos nematodos ectoparásitos se alimentan de la capa cortical de las
raíces y pelos radiculares, preferentemente en la zona meristemática, causando la detención del crecimiento de las raíces y una reducción general del desarrollo radicular. Esta sintomatología se conoce como “Docking disorder” y afecta especialmente a la remolacha
azucarera. Además de su potencial patógeno por acción directa, esta especie es vector del
virus del cascabeleo del tabaco (TRV) en patata, tabaco y bulbos ornamentales.
Dispersión: Mediante el agua de riego o por el transporte de suelo infestado.
Distribución geográfica: Tiene una amplia distribución, que abarca a la mayoría de los
países de Europa, Norteamérica y Nueva Zelanda. En España se ha encontrado en Ávila,
Badajoz, Madrid, Toledo y Segovia.
Referencias:
– Arias, M., Roca, F. (1986). Trichodorus castellanensis Arias delgado, Jiménez Millán
et López Pedregal a junior synonim of Trichodorus primitivus (De Man). Nematología Mediterránea 14: 279-281.
– Arias, M., Fresno, J., López-Pérez, J.A., Escuer, M., Arcos, S.C., Bello, A. (1997). Nematodos, virosis y manejo del viñedo en Castilla-La Mancha. Castilla-La Mancha,
Spain, CSIC-JCC, 117 pp.
– López-Pérez, J.A., Arias, M. (1997) Factores edáficos que condicionan la distribución
de los nematodos Trichodóridos en la Península Ibérica. Edafología 3: 145-150.
– López-Pérez, J.A., Arias, M., Bello, A. (2001). Trichodoridae (Nematodo: Triplonchida)
in Spain. Nematology 3: 403-409.
834
Trichodorus similis Seinhorst
Taxonomía: Nemata; Adenophorea; Dorylaimida; Trichodoridae.
Descripción: Nematodos de aspecto robusto (0,5-1 mm de longitud). Cutícula fina. Estilete u onquiostilo (36-49 µm), que es una prolongación de un diente dorsal, con forma
curvada ventral. Las hembras tienen la apertura vulvar en situación media y forma transversal, con una fuerte esclerotización vaginal de forma redondeada o triangular. Región
caudal redondeada, muy corta y con el ano en posición casi terminal. Los machos presentan la región caudal curvada cuando están relajados. Tienen 3 papilas ventromedianas
y no tienen ala caudal. Son ectoparásitos migratorios de las raíces y transmisores de virus
vegetales (Tobravirus).
Huéspedes: Son nematodos polífagos que parasitan un gran número de plantas, entre las
que destacan hortícolas y frutales.
Sintomatología: Estos nematodos ectoparásitos se alimentan de la capa cortical de las raíces y pelos radiculares, preferentemente en la zona meristemática, causando la detención
del crecimiento de las raíces y una reducción general del desarrollo radicular. Esta sintomatología se conoce como “Docking disorder” y afecta especialmente a la remolacha
azucarera. Además de su potencial patógeno por acción directa, esta especie es vector
del virus del cascabeleo del tabaco (TRV) en patata, tabaco y bulbos ornamentales.
Dispersión: Mediante el agua de riego o por el transporte de suelo infestado.
Distribución geográfica: Se distribuye en la mayoría de los países de Europa. En España
se ha encontrado en Lérida.
Referencias:
– López-Pérez, J.A., Arias, M. (1997). Factores edáficos que condicionan la distribución
de los nematodos Trichodóridos en la Península Ibérica. Edafología 3: 145-150.
835
Trichodorus viruliferus Hooper
Taxonomía: Nemata; Adenophorea; Dorylaimida; Trichodoridae.
Descripción: Nematodos de aspecto robusto (0,6-0,9 mm de longitud). Cutícula fina. Estilete u onquiostilo (38-56 µm), que es una prolongación de un diente dorsal, con forma
curvada ventral. Las hembras tienen la apertura vulvar en situación media y forma de
poro, con esclerotizaciones ovaladas y en situación oblicua transversal. Región caudal redondeada, muy corta y con el ano en posición casi terminal. Los machos presentan la región caudal curvada cuando están relajados. Tienen 3 papilas ventromedianas y no tienen
ala caudal. Son ectoparásitos migratorios de las raíces y transmisores de virus vegetales
(Tobravirus).
Huéspedes: Son nematodos polífagos que parasitan un gran número de plantas, entre las
que destacan cereales, hortícolas y frutales.
Sintomatología: Estos nematodos ectoparásitos se alimentan de la capa cortical de las
raíces y pelos radiculares, preferentemente en la zona meristemática, causando la atrofia de las raíces y, ocasionalmente, el engrosamiento de los ápices radiculares. Esta sintomatología se conoce como “Docking disorder” y afecta especialmente a la remolacha
azucarera. Además de su potencial patógeno por acción directa, esta especie es vector
del virus del cascabeleo del tabaco (TRV) en patata, tabaco y bulbos ornamentales y del
virus del oscurecimiento precoz del guisante (PEBV) en guisante, alfalfa, pepino, tabaco y remolacha.
Dispersión: Mediante el agua de riego o por el transporte de suelo infestado.
Distribución geográfica: Tiene una amplia distribución que abarca a la mayoría de los
países de Europa. También ha sido citado en Norteamérica. En España se ha encontrado
en Huesca y Jaén.
Referencias:
– Decraemer, W., Roca, F., Castillo, P., Peña Santiago, A., Gómez Barcina, A. (1993).
Trichodoriade from southern Spain, with description of Trichodorus giennensis n.sp.
(Nemata: Trichodoridae). Fundamental Applied Nematology 16: 407-416.
– Escuer, M., Palomo, A. (1991). Nematodos asociados a melocotoneros, perales y manzanos en el bajo Cinca (Aragón). Osiris 6: 75-81.
836
Tylenchulus semipenetrans Cobb
Taxonomía: Nemata; Secernentea; Tylenchida; Tylenchulidae.
Descripción: Esta especie presenta un marcado dimorfismo sexual en la fase adulta. Las
hembras inmaduras son vermiformes con estrías transversales. Estilete corto (aproximadamente 13 µm) con tres nódulos basales bien desarrollados. Vulva próxima al extremo
posterior. Región caudal redondeada. En la fase adulta la hembra adquiere forma de saco
con el extremo anterior alargado, que introduce en el parénquima cortical de las raíces secundarias, convirtiéndose en parásito sedentario. La parte posterior del cuerpo se dilata
y queda fuera de la raíz; los huevos se depositan en una matriz gelatinosa también fuera
del tejido radicular. Machos vermiformes, campos laterales con dos líneas, región caudal
conoide con el teminus redondeado y presentan cierta degeneración del aparato digestivo,
ya que en su desarrollo no se alimentan.
Huéspedes: Cítricos, olivo, vid.
Sintomatología: El ectoparasitismo de los juveniles produce en las capas superficiales de
las raíces ciertas necrosis y decoloraciones. Las raíces infestadas presentan una coloración oscura característica debido a las partículas de tierra adheridas a la sustancia gelatinosa que segregan las hembras para depositar las masas de huevos. En el campo los
ataques producen el “decaimiento lento” de los árboles de cítricos, caracterizado por una
reducción general del crecimiento, falta de vigor, clorosis foliar y reducción del tamaño
del fruto.
Dispersión: Mediante el agua de riego, o por trasplantes de plántulas de vivero infestadas.
Distribución geográfica: La distribución mundial de esta especie coincide, prácticamente, con la distribución de los cultivos de cítricos. En España se encuentra en Andalucía, Cataluña, C. Valenciana, Canarias y R. de Murcia.
Referencias:
– Cobb, N.A. (1914). Citrus root nematode. Journal of Agricultural Research: 217-230.
– De Guiran, G. (1962). Nematodes parasites des plantes cultivées aux Iles Canaries.
C.R. Académie Agricole de France 48:388-399.
– Arias M., Jiménez Millán, F., Bello A., López Pedregal, J.M. (1964). Estudio bioestadístico de Tylenchulus semipenetrans Cobb (Nematoda) parásito de algunas especies
de Citrus españoles. Revista Ibérica de Parasitología 24: 91-103.
837
– Bello, A., Alvarado J.M., Jiménez-Millán, F. (1964) Estudio de los nematodos de cultivos de plataneras de las Canarias occidentales. Boletín de la Real Sociedad de Historia Natural 63: 33-46.
– Ortuño, A., Gómez, J., Garrido, J.M. (1974). Poblaciones de Tylenchulus semipenetrans en las plantaciones citrícolas de la Vega baja del Segura. Anales de Edafología y Agrobiología 33: 679-687.
– Navacerrada, G. (1975). Nuevos focos de Tylenchulus semipenetrans (Nematoda) en los
viñedos españoles. Anales de Edafología y Agrobiología 34: 113-114.
– Ortuño, A., Hernánsaéz, A., Abrisqueta, J.M., Gómez, (1981). Estudio de las poblaciones de Tylenchulus semipenetrans en suelos de citrícos de las provincias de Murcia
y Alicante, en relación con la especie, variedad y edad de los árboles. Anales de
Edafología y Agrobiología 40: 111-118.
– Bello, A.; Navas, A., Belart, C. (1986). Nematods of citrus groves in the Spanish Levante. Ecological study focused to their control. En (Cavalloro, J, Di Martino) Integrated Pest Control in Citrus Groves. A.A. Balkena: Rotterdan, Boston. pp 211-226
– Navas, A., Nombela, G., Bello, A. (1992). Characterization of the pattern of distribution of Tylenchulus semipenetrans in the Spanish Levante. Nematropica 22:
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– Verdejo-Lucas, S. (1992). On the ocurrence of the “Mediterranean biotype” of Tylenchulus semipenetrans in Spain. Fundamental and Applied Nematology 15: 475-477.
838
Xiphinema diversicaudatum (Micoletzky) Thorne
Sinónimos: Dorylaimus (Longidorus) diversicaudatus, Longidorus diversicaudatus, Xiphinema paraelongatum, Xiphinema (Diversiphinema) diversicaudatum, Dorylaimus
elongates.
Taxonomía: Nemata; Adenophorea; Dorylaimida; Longidoridae.
Descripción: Nematodos grandes (4 a 5,5 mm de longitud), cuerpo alargado cilíndrico con
forma de espiral abierta con mayor curvatura en su mitad posterior. Estilete (odontostilo)
largo y robusto (130-160 µm), bifurcado en el punto de unión con la prolongación (odontóforo) que a su vez tiene tres extensiones basales. Región labial baja, suavemente redondeada, continua con el resto del cuerpo. Anfidios con forma de estribo con aperturas en forma
de corte. Anillo guía del estilete tubular y situado en la parte posterior del mismo. Hendidura
vulvar de forma transversal situada en posición ligeramente anterior a la parte media del
cuerpo. Dos ramas ováricas unidas con sus respectivos úteros en los que se diferencia el órgano Z, que contienen una serie de corpúsculos globulares. Región caudal corta y redondeada con un mucrón terminal de aproximadamente 9,6 µm de longitud. Los juveniles tienen
dos estiletes, uno funcional y otro de repuesto situado posteriormente. Machos similares a
las hembras. Región caudal con espículas robustas, ventralmente curvadas (aproximadamente 75 µm de longitud) y con una pieza guía lateral. Son nematodos ectoparásitos migratorios de las raíces cuya importancia fitopatológica reside en su capacidad para transmitir
virus (Nepovirus) a las plantas de las que se alimentan.
Huéspedes: Son nematodos polífagos y tienen una amplia gama de huéspedes, tanto herbáceos como leñosos.
Sintomatología: Estos nematodos se alimentan ectoparasíticamente en la zona radicular
próxima al ápice y causan pequeñas agallas y necrosis apicales que repercuten ligeramente en el desarrollo de la planta; sin embargo, al alimentarse pueden transmitir el virus
del mosaico del Arabis (AMV) y el de los anillos latentes de la fresa (SLRV).
Dispersión: Mediante el agua de riego o por el transporte de suelo infestado.
Distribución geográfica: Amplia distribución mundial. En España se ha encontrado en
Andalucía, Aragón, Castilla y León, Castilla-La Mancha, Extremadura, C. de Madrid,
Navarra, La Rioja y C. Valenciana.
Referencias:
– Arias, M., Navas, A., Bello, A. (1985). Nematodos ectoparásitos y transmisores de virus
de la familia Longidoridae. Su distribución en la España Continental. Boletín Servicio de Plagas 11: 275-337.
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– Arias, M., Navas, A., Bello, A.(1986). Análisis of the geographical distribution of Xiphinema diversicaudatum and X. pachtaicum in relation to the environmental factors in Spain. Nematología mediterránea 14: 7-13.
– Navas, A; Bello, A., Arias, M. (1988). Ecology and potential distribution of X. diversicaudatum and X. pachtaicum (Nematoda: Longidoridae) in continental Spain. Nematologica 34: 314-330.
840
Xiphinema index Thorne and Allen
Sinónimos: Xiphinema (Diversiphinema) index.
Taxonomía: Nemata; Adenophorea; Dorylaimida; Longidoridae.
Descripción: Nematodos grandes (2,7 a 3,2 mm de longitud), cuerpo alargado cilíndrico
con forma de espiral abierta con mayor curvatura en su mitad posterior. Estilete (odontostilo) largo y delgado (120-135 µm) bifurcado en el punto de unión con la prolongación
(odontóforo), que a su vez tiene tres extensiones basales. Región labial hemisférica, casi
continua con el resto del cuerpo, con una ligera depresión bajo las aperturas anfidiales.
Anfidios con forma de estribo con aperturas en forma de corte. Anillo guía del estilete tubular y situado en la parte posterior del mismo. Hendidura vulvar de forma transversal situada en posición ligeramente anterior a la parte media del cuerpo. Región caudal corta
y convexo-conoide con un mucrón terminal de 9-13 µm de longitud. Los juveniles tienen dos estiletes, uno funcional y otro de repuesto situado posteriormente. Machos poco
frecuentes, similares a las hembras. Región caudal con espículas (aproximadamente 63 µm
de longitud) y una serie de 5 papilas ventromedianas. Son nematodos ectoparásitos migratorios de las raíces, cuya importancia fitopatológica reside en su capacidad para transmitir virus (Nepovirus) a las plantas de las que se alimentan.
Huéspedes: Vid, higuera, rosal y morera.
Sintomatología: Estos nematodos se alimentan ectoparasíticamente en la zona radicular
próxima al ápice y causan pequeñas agallas y necrosis apicales que repercuten ligeramente en el desarrollo de la planta; son vectores del virus del entrenudo corto infeccioso
de la vid (GFLV) en vid.
Dispersión: Mediante el agua de riego o por el transporte de suelo infestado.
Distribución geográfica: Amplia distribución mundial que coincide con la del cultivo de
vid. En España se distribuye en prácticamente todas las Comunidades Autónomas.
Referencias:
– Alfaro García, A. (1971). Presencia en España del virus del 'fanleaf' de la vid. Anales
del Instituto Nacional de Investigaciones Agrarias. Protección Vegetal 1: 71-80.
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X. italiae in Spain. Nematología Mediterránea 14: 207-215.
– Arias, M., Bello, A., Fresno, J. (1994). Nematodos vectores de virus de la vid en España.
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– Arias, M., Fresno, J., López, J.A., Escuer, M., Arcos, S. Bello, A. (1997). Nematodos,
virosis y manejo del viñedo en Castilla-La Mancha . Ed CSIC-Junta de Comunidades de Castilla-La Mancha. Madrid. 105 pp.
– Andrés, M.F. (2002). Estudio de la incidencia de nematodos formadores de nódulos
(Meloidogyne spp.) y transmisores de virus (Xiphinema spp.) en cultivos de vid y
melón de la comarca de Tomelloso. Resúmenes del XI Congreso de la Sociedad Española de Fitopatología, Almería.
842
Xiphinema italiae Meyl
Sinónimos: Xiphinema (Elongiphinema) italiae, Xiphinema arenarium, Xiphinema bulgariensis, Xiphinema cornurum.
Taxonomía: Nemata; Adenophorea; Dorylaimida; Longidoridae.
Descripción: Nematodos grandes (2,3 a 3,5 mm de longitud), cuerpo delgado recto en la
parte anterior y arqueado centralmente en la posterior. Estilete (odontostilo) largo y delgado (87-112 µm), bifurcado en el punto de unión con la prolongación (odontóforo), que
a su vez tiene tres extensiones basales. Región labial suavemente redondeada, diferenciada del resto del cuerpo por una ligera constricción. Anfidios con forma de estribo con
aperturas en forma de corte. Anillo guía del estilete tubular y situado en la parte posterior del mismo. Hendidura vulvar de forma transversal situada en la parte media del
cuerpo. Región caudal con forma variable, generalmente conoide alargada, en ocasiones
subdigitada por constrición dorsal y ventral hacia el terminus. Los juveniles tienen dos
estiletes, uno funcional y otro de repuesto situado posteriormente. Machos poco frecuentes, similares a las hembras. Región caudal con espículas arqueadas de aproximadamente 45 µm y un par de suplementos adanales y uno o dos ventromedianos. Son
nematodos ectoparásitos migratorios de las raíces, cuya importancia fitopatológica reside en su capacidad para transmitir virus (Nepovirus) a las plantas de las que se alimentan.
Huéspedes: Vid, cítricos y frutales.
Sintomatología: Estos nematodos se alimentan ectoparasíticamente en la zona radicular
próxima al ápice y causan pequeñas agallas y necrosis apicales que repercuten ligeramente en el desarrollo de la planta; esta especie se ha citado como vector del virus del entrenudo corto infeccioso de la vid (GFLV) en vid.
Dispersión: Mediante el agua de riego o por el transporte de suelo infestado.
Distribución geográfica: Argelia, Bulgaria, Egipto, Grecia, Israel, Italia, Libia, Nigeria,
Portugal, Rumania, Túnez y Turquía. En España se ha encontrado en Andalucía, Aragón,
Castilla y León, Castilla-La Mancha, Cataluña, C. Valenciana, Galicia, C. de Madrid, R.
de Murcia y Navarra.
Referencias:
– Arias, M., Navacerrada, G. (1973). Geographical distribution of Xiphinema Cobb in
Spanish vineyards. Nematología Mediterránea 1: 28-35.
843
– Arias, M., Navas, A., Bello, A. (1985). Nematodos ectoparásitos y transmisores de virus
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– Navas, A., Arias, M. (1986). On the distribution and ecology of Xiphinema index and
X. italiae in Spain. Nematología Mediterránea 14: 207-215.
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virosis y manejo del viñedo en Castilla-La Mancha. Ed CSIC-Junta de Comunidades de Castilla-La Mancha. Madrid. 105 pp.
– Andrés, M.F. (2002). Estudio de la incidencia de nematodos formadores de nódulos
(Meloidogyne spp.) y transmisores de virus (Xiphinema spp.) en cultivos de vid y
melón de la comarca de Tomelloso. Resúmenes del XI Congreso de la Sociedad Española de Fitopatología, Almería.
844
Xiphinema rivesi Dalmasso
Taxonomía: Nemata; Adenophorea; Dorylaimida; Longidoridae.
Descripción: Nematodos grandes (1,7 a 2,2 mm de longitud), cuerpo alargado cilíndrico con forma de espiral abierta con mayor curvatura en su mitad posterior. Estilete
(odontostilo) robusto (90-101 µm), bifurcado en el punto de unión con la prolongación
(odontóforo), que a su vez tiene tres extensiones basales. Región labial redondeada, continua o diferenciada con el resto del cuerpo, con una ligera depresión. Anfidios con
forma de estribo con aperturas en forma de corte. Anillo guía del estilete tubular y situado en la parte posterior del mismo. Hendidura vulvar de forma transversal situada en
la parte media del cuerpo. Región caudal conoide con el terminus redondeado. Los juveniles tienen dos estiletes, uno funcional y otro de repuesto situado posteriormente.
Machos poco frecuentes, similares a las hembras. Región caudal con espículas de aproximadamente 49 µm de longitud y un par de suplementos adanales. Son nematodos
ectoparásitos migratorios de las raíces, cuya importancia fitopatológica reside en su capacidad para transmitir virus (Nepovirus) a las plantas de las que se alimentan.
Huéspedes: Rosal, vid, frutales.
Sintomatología: Estos nematodos se alimentan ectoparasíticamente en la zona radicular
próxima al ápice y causan pequeñas agallas y necrosis apicales que repercuten ligeramente en el desarrollo de la planta; sin embargo, al alimentarse pueden transmitir el virus
de la mancha en anillo del tabaco (TRSV), el virus de la mancha en anillo del tomate
(TomRSV) y el virus de la hoja áspera del cerezo (CRLV).
Dispersión: Mediante el agua de riego o por el transporte de suelo infestado.
Distribución geográfica: América del Norte, Argentina, Europa y Pakistán. En España
se ha encontrado en Andalucía, C. de Madrid y Tenerife.
Referencias:
– Arias, M., Navacerrada, G. (1973). Geographical distribution of Xiphinema Cobb in
Spanish vineyards. Nematología Mediterránea 1: 28-35.
– Arias, M., Andrés, M.F., Bello, A. (1991). Xiphinema rivesi (Nematoda: Longidoridae)
en España. In: SEF (Edit.) Estudios de Fitopatología). Consejería de Agricultura,
Badajoz: 154-159.
845
Zygotylenchus guevarai (Tobar) Braun & Loof
Sinónimos: Pratylenchoides guevarai, Zygotylenchus browni, Mesotylus gallicus.
Taxonomía: Nemata; Secernentea; Tylenchida; Pratylenchidae.
Descripción: Especie de pequeño tamaño (0,3-0,8 mm de longitud). Campos laterales
formados por cuatro líneas. Región labial fuertemente esclerotizada, compuesta por tres
o cuatro anillos, aplanada en su parte anterior y con los bordes redondeados. Espermateca funcional redondeada, con esperma. Extremo caudal redondeado. Machos muy frecuentes, con presencia de bursa en la región caudal. Son endoparásitos migratorios de
las raíces.
Huéspedes: Avena, garbanzo, Vicia sp., vid.
Sintomatología: La infestación por este nematodo origina grandes cavidades internas en
las raíces, que afectan al desarrollo radicular y al crecimiento de la planta.
Dispersión: Mediante el agua de riego o por el transporte de suelo o material vegetal (raíces) infestado.
Distribución geográfica: Europa, Norte de África, Tadzhikistan y Uzbekistán. En España
se ha encontrado en Andalucía, Cataluña y La Rioja.
Referencias:
– Tobar Jiménez, A. (1963). Pratylenchoides guevarai n.sp. nuevo nematodo tylenchido
relacionado con el ciprés. Revista Ibérica de Parasitología 23: 27-36.
– Guevara Pozo, D., Tobar-Jiménez, A. (1963). Nematodos parásitos de vegetales de la
Vega de Granada. Revista Ibérica de Parasitología 23: 347-370.
– Varo Alcalá, J., Tobar Jiménez, A., Muñoz Medina, J.M. (1970). Lesiones causadas y
reacciones provocadas por algunos nematodos en las raíces de ciertas plantas. Revista Ibérica de Parasitología 30: 547-566.
– Tobar Jiménez, A. (1973). Nematodos de los “secanos” de la comarca de “Alhama”. I.
Niveles de población y cultivos hospedadores. Revista Ibérica de parasitología 33:
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– Pinochet, J., Cisneros, T. (1986). Seasonal fluctuations of nematode populations in three
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– Marull, J., Pinochet, J., Verdejo, S. (1990). Respuesta de cinco cultivares de almendro a
cuatro especies de nematodos lesionadores en España. Nematrópica 20: 143-151.
846
Plantas parásitas
Cuscuta spp.
Especies y Huéspedes: Cuscuta approximata Bab., en fabáceas, asteráceas y labiáceas;
Cuscuta campestris Bab., en leguminosas y cultivos muy diversos; Cuscuta epithymum
(L.) Murray, en chenopodiáceas, crucíferas, cucurbitáceas, leguminosas y solanáceas.
Descripción:
Cuscuta approximata: Tallos generalmente amarillentos, de hasta 0,7 mm de diámetro. Inflorescencia en glomérulos compactos (hasta 14 mm diámetro). Flores pentámeras o tetrámeras de hasta 3,8 mm de longitud, sentadas o sobre un corto pedicelo. Fruto en cápsula
subglobosa de hasta 1,7 mm, dehiscente, con 3-4 semillas subglobosas u ovoides de hasta
1,4 mm de longitud. Floración entre mayo y agosto.
Cuscuta campestris: Tallos anaranjados de hasta 1,2 mm de diámetro, generalmente muy
ramificados, que se enrollan en las plantas parasitadas. Flores generalmente pentámeras,
diminutas, agrupadas en cimas densas y ramificadas (2-4 flores/bráctea), que se desarrollan entre julio y octubre. Cápsula subglobosa, de hasta 4,2 mm de anchura, indehiscente,
y con 1-4 semillas subglobosas de longitud máxima 1,7 mm, cuya tasa de germinación es
muy elevada.
Cuscuta epithymum: Planta delgada (hasta 0,8 mm de diámetro) y retorcida. Su tallo
firme, de color amarillento a rojizo, está enrollado en torno a la planta que parasita, careciendo de hojas, presentando en su lugar escamas diminutas. Tiene flores minúsculas, generalmente pentámeras, en glomérulos compactos (hasta 11 mm de diámetro) que florecen
en verano. Las semillas van del color gris al pardo rojizo. Su nombre común es cuscuta o
hierba estranguladora. Floración entre abril y septiembre.
Sintomatología: Las Cuscutas son plantas hemiparásitas cuyas semillas, tras germinar en
el suelo, extienden sus alargados tallos hasta contactar los tallos de plantas huéspedes,
sobre los que se enrollan, a la vez que emiten haustorios, que se adhieren y penetran los
tejidos del huésped hasta establecer conexiones vasculares entre ambos. Éstas permiten el
flujo de compuestos orgánicos y minerales desde el huésped al parásito. La planta parasitada se debilita hasta que muere.
Distribución geográfica: C. approximata: Sur de Europa, Cuenca Mediterránea, Asia,
Norteamérica.
C. campestris: Estados Unidos, Europa.
C. epithymum: Norte América, Europa, Australia, Nueva Zelanda, Sudáfrica.
849
Referencias:
– Carretero, S.L. (1979). Solanum oleagifolium Conv. y Cuscuta campestris Yunker; dos
nuevas especies para la flora española. Collectanea Botanica 11: 143-154.
– García-Torres, L. (1993). Biología y control de especies parásitas. Jopos, Cuscutas, Striga
y otras. Editorial Agrícola Española, 94 págs.
– Gómez, J.M. (1994). Importance of direct and indirect effects in the interaction between
a parasitic angiosperm (Cuscuta epithymum) and its host plant (Hormathophylla spinosa). Oikos 71: 97-106.
– García-Jiménez, J. (1994). Plantas parásitas. En (Díaz Ruiz, J.R.; García Jiménez, J.)
Enfermedades de las Cucurbitáceas en España. Monografías de la SEF 1: 117.
– López-Sáez, J.A., Catalán, P., Sáez, L. (2002). Plantas parásitas de la Península Ibérica
e Islas Baleares. Ed. Mundi-Prensa. 529 págs.
850
Orobanche spp
Especies y Huéspedes: O. cumana Wallr. (sinónimo O. cernua var. cumana Wallr.),
sobre girasol; O. crenata Forsk sobre leguminosas, zanahoria, cártamo y lechuga; y O.
ramosa L. sobre solanáceas como berenjena, tabaco y tomate, lino,y leguminosas.
Descripción: Plantas anuales holoparásitas, denominadas comúnmente Jopos, de color
blancuzco o amarillento de hasta 60-85-35 cm de altura, según las especies citadas. Tallo
carnoso y hojas en forma de escama, con flores numerosas de color blanco amarillento o
ligeramente púrpura sobre el tallo. Las semillas diminutas se encuentran por cientos en
cápsulas ovoides.
Sintomatología: Las semillas germinan sólo en presencia de raíces de ciertas plantas, a
las que se fijan al germinar con un apresorio que rodea la raíz y penetra, formando un
haustorio, hacia los tejidos vasculares del huésped con los que establece conexiones. Posteriormente genera un tallo que sale a la superficie, asemejándose al principio a un espárrago. La planta huésped resulta debilitada y, a menudo, acaba muriendo.
Distribución geográfica: O. cumana Wallr.: Asia, centro y sureste de Europa, y zona
centro y sur de España; O. crenata Forsk.: sur de Europa, norte de África, Oriente Medio,
Irán y Crimea; O. ramosa L.: Cuenca mediterránea, Centroeuropa, Oriente Medio, Irán,
este de África, y algunos países americanos, donde ha sido introducida.
Referencias:
– Cubero, J.I., Moreno, M.T. (1979). Agronomic control and sources of resistance in Vicia
faba to Orobanche sp. En (Bond, D.A., Scarascia-Mugnozza, G.T., Poulsen, M.H.)
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852
Viscum spp
Especies y Huéspedes: V. album L. sobre gran diversidad de plantas leñosas (abedul,
abeto, chopo, majuelo, manzano, peral, pino y retama); V. cruciatum Sieber sobre olivo
y leguminosas.
Descripción: Son plantas hemiparásitas con tallos y hojas bien desarrollados. Pueden
tener desde varios centímetros hasta 1 metro. Tienen hojas verdes fotosintéticas. Las flores dioicas son de pequeño tamaño y dan frutos en forma de baya con una sola semilla.
Su nombre común es muérdago.
Sintomatología: Sobre las ramas y tallos del huésped se desarrollan los muérdagos,
que absorben agua y nutrientes a través de haustorios. Se propagan mediante las
aves que comen de sus bayas. Producen debilitamiento del huésped.
Distribución geográfica: Mundial; en España se ha señalado en Castilla y León, Madrid,
Andalucía, Galicia, Asturias, País Vasco y Cantabria.
Referencias:
– López Sáez, J.A. (1992). Contribución al estudio de las poblaciones de Viscum album
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