MIOLO Megadiversidade 5 - arte final.pmd - ICB/UFMG

MEGADIVERSIDADE 

○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ 

SUMÁRIO 

3 Editorial 

ALEXSANDER ARAÚJO AZEVEDO, RAFAEL LUÍS FONSECA & RICARDO BOMFIM MACHADO 

5 Apresentação 

7 Uma geografia para a Cadeia do Espinhaço 

BERNARDO MACHADO GONTIJO 

15 A flora dos campos rupestres da Cadeia do Espinhaço 

ALESSANDRO RAPINI, PATRÍCIA LUZ RIBEIRO, SABRINA LAMBERT & JOSÉ RUBENS PIRANI 

24 Diversidade dos campos rupestres ferruginosos no Quadrilátero Ferrífero, MG 

CLAUDIA MARIA JACOBI & FLÁVIO FONSECA DO CARMO 

33 Fitofisionomia da Caatinga associada à Cadeia do Espinhaço 

DANIELA ZAPPI 

Volume 4 | | No 1-2 | | Dezembro 2008 

Cadeia do Espinhaço: avaliação do conhecimento científico e 

prioridade de conservação 

38 Relações florísticas entre as fitofisionomias florestais da Cadeia do Espinhaço, Brasil 

LUCIANA HIROMI YOSHINO KAMINO, ARY TEIXEIRA DE OLIVEIRA-FILHO & JOÃO RENATO STEHMANN 

78 Diversidade e conservação das pteridófitas na Cadeia do Espinhaço, Brasil 

ALEXANDRE SALINO & THAÍS ELIAS ALMEIDA 

99 Inventário e distribuição geográfica das gramíneas (Poaceae) na Cadeia do 

Espinhaço, Brasil 

PEDRO LAGE VIANA & TARCISO SOUZA FILGUEIRAS 

117 Eriocaulaceae na Cadeia do Espinhaço: riqueza, endemismo e ameaças 

FABIANE NEPOMUCENO COSTA, MARCELO TROVO & PAULO TAKEO SANO 

126 Bromeliaceae da Cadeia do Espinhaço 

LEONARDO M. VERSIEUX, TÂNIA WENDT, RAFAEL BATISTA LOUZADA & MARIA DAS GRAÇAS LAPA WANDERLEY 

139 Diversidade e endemismo das Cactaceae na Cadeia do Espinhaço 

DANIELA ZAPPI & NIGEL TAYLOR

145 Diversidade florística de Leguminosae Adans. em áreas de campos rupestres 

VALQUÍRIA FERREIRA DUTRA, FLÁVIA CRISTINA PINTO GARCIA, HAROLDO CAVALCANTE DE LIMA & LUCIANO 

PAGANUCCI DE QUEIROZ 

154 Fauna de abelhas (Hymenoptera, Apoidea) nos campos rupestres da Cadeia do 

Espinhaço (Minas Gerais e Bahia, Brasil): riqueza de espécies de distribuição e 

ameaças para conservação 

ALEXSANDER ARAÚJO AZEVEDO, FERNANDO A. SILVEIRA, CÂNDIDA MARIA LIMA AGUIAR & VIVIANE SILVA 

PEREIRA 

182 Status do conhecimento, endemismo e conservação de anfíbios anuros da Cadeia 

do Espinhaço, Brasil 

FELIPE S. F. LEITE, FLORA A. JUNCÁ & PAULA C. ETEROVICK 

201 Biodiversidade e conservação de peixes do Complexo do Espinhaço 

CARLOS BERNARDO MASCARENHAS ALVES, CECÍLIA GONTIJO LEAL, MARCELO FULGÊNCIO GUEDES DE 

BRITO & ALEXANDRE CLISTENES DE ALCÂNTARA SANTOS 

221 As aves dos campos rupestres da Cadeia do Espinhaço: diversidade, endemismo e 

conservação 

MARCELO FERREIRA DE VASCONCELOS, LEONARDO ESTEVES LOPES, CAIO GRACO MACHADO & MARCOS 

RODRIGUES 

241 Mamíferos da Cadeia do Espinhaço: riqueza, ameaças e estratégias para conservação 

LEONARDO GUIMARÃES LESSA, BÁRBARA MARIA DE ANDRADE COSTA, DANIELA MUNHOZ ROSSONI, VALÉRIA 

CUNHA TAVARES, LUIS GUSTAVO DIAS, EDSEL AMORIM MORAES JÚNIOR & JOAQUIM DE ARAÚJO SILVA 

255 Distribuição espacial do esforço de pesquisa biológica na Serra do Cipó, Minas 

Gerais: subsídios ao manejo das unidades de conservação da região 

JOÃO AUGUSTO MADEIRA , KÁTIA TORRES RIBEIRO, MARCELO JULIANO RABELO OLIVEIRA, JAQUELINE 

SERAFIM DO NASCIMENTO & CELSO DO LAGO PAIVA 

270 Identificação de áreas insubstituíveis para conservação da Cadeia do Espinhaço, 

estados de Minas Gerais e Bahia, Brasil 

JOAQUIM DE ARAÚJO SILVA, RICARDO BOMFIM MACHADO, ALEXSANDER ARAÚJO AZEVEDO, GLÁUCIA 

MOREIRA DRUMOND, RAFAEL LUIS FONSECA, MAÍRA FIGUEIREDO GOULART, EDSEL AMORIM MORAES JÚNIOR, 

CÁSSIO SOARES MARTINS & MÁRIO BARROSO RAMOS NETO 

MEGADIVERSIDADE | Volume 4 | Nº 1-2 | Dezembro 2008

Editorial 

As regiões montanhosas representam mundialmente um importante patrimônio geológico 

e geográfico, testemunhas de eventos ocorridos no passado remoto do nosso planeta. 

Vários programas internacionais e convenções foram criados para a definição de diretrizes 

para a conservação destes ambientes, onde os processos evolutivos moldados pela 

origem, história e o grau de isolamento, encarregaram-se de gerar uma biodiversidade 

singular, rica em espécies raras e endêmicas. O Brasil é signatário da Convenção da Diversidade 

Biológica desde 2002, mas não há nenhum documento oficial no país que aborde 

especificamente a biodiversidade das montanhas, que são tratadas como parte de outros 

domínios biogeográficos. 

O Brasil possui aproximadamente 17% do seu território ocupado por formações montanhosas, 

e entre as principais, destaca-se a Cadeia do Espinhaço, que se estende por mais 

de 1000 km, desde o centro-sul de Minas Gerais até a Chapada Diamantina na Bahia. Este 

imponente maciço tem sido reconhecido como região prioritária para a conservação nos 

últimos 10 anos, nas esferas estaduais, nacionais e internacionais. A região recebeu grande 

destaque quando, em 2005, uma imensa porção mineira foi decretada Reserva da 

Biosfera pelo programa “O Homem e a Biosfera”, da UNESCO. 

A Reserva da Biosfera da Serra do Espinhaço tem como meta a proteção da biodiversidade 

aliada ao desenvolvimento sustentável e ao conhecimento científico. Neste sentido, 

foi lançado em meados de 2005, o Projeto Espinhaço Sempre Vivo, coordenado pelo Instituto 

Biotrópicos de Pesquisa em Vida Silvestre, com o apoio da Conservação Internacional 

e a parceria da Fundação Biodiversitas. O Projeto tem como objetivo geral reunir as 

informações existentes sobre a biodiversidade ao longo de toda a Cadeia do Espinhaço, 

além de identificar as ameaças e subsidiar a tomada de decisões para a sua conservação. 

Entre as principais atividades realizadas até o momento, destaca-se o workshop “Diagnóstico 

do status do conhecimento da biodiversidade e da conservação do Espinhaço” ocorrido 

em março de 2006, na Serra do Cipó, Minas Gerais. Naquela ocasião foi concebido o 

ideal desta publicação especial da revista Megadiversidade. 

A importância do Espinhaço é abordada em 18 artigos neste volume, trazendo a riqueza 

e a distribuição de espécies da fauna e da flora de diversos grupos biológicos da região, 

destacadamente dos campos rupestres, bem como as ameaças e as estratégias de 

conservação da biodiversidade do maciço. O primeiro artigo contextualiza o Espinhaço 

traçando o seu perfil geográfico e apresenta uma revisão de publicações sobre a região. 

Na seqüência, artigos sobre a vegetação abordam os emblemáticos campos rupestres que 

ocorrem nos topos elevados acima de 900 m de altitude e, de modo particular, os campos 

rupestres ferruginosos do Quadrilátero Ferrífero. Os aspectos gerais de domínios vegetacionais 

que circundam o maciço, como a Caatinga, ao norte, e as fitofisionomias florestais, 

também são apresentados, seguidos por artigos que detalham alguns importantes 


4 | Editorial 

elementos da flora regional como as gramíneas, bromélias, pteridófitas, sempre-vivas, 

cactáceas e leguminosas. Posteriormente, os artigos sobre a fauna trazem a compilação 

de informações sobre grupos vertebrados e abelhas. Também é apresentado um exemplo 

de subsídios ao manejo das unidades de conservação a partir de um grande esforço local 

de compilação e espacialização das pesquisas realizadas na região da Serra do Cipó. 

Encerrando este volume, um artigo relata os resultados de um exercício inédito obtido 

durante o workshop citado acima. Este configurou a primeira etapa de planejamento e 

identificação de áreas prioritárias para a conservação na Cadeia do Espinhaço, utilizandose 

ferramentas de Planejamento Sistemático para Conservação, sugeridas no Plano de 

Trabalho com Áreas Protegidas, elaborado na Sétima Conferência das Partes da Convenção 

sobre Diversidade Biológica (COP7), metodologia considerada mais precisa para definição 

das áreas prioritárias do que as utilizadas anteriormente no Brasil. O exercício apontou a 

grande importância de se aumentar significativamente a área atualmente protegida no 

Espinhaço para que efetivamente sejam conservados os elementos mais importantes da 

sua fauna e flora. 

Buscando a efetivação das medidas recomendadas e dando continuidade as atividades 

que vem sendo estimuladas para a conservação da região, uma importante iniciativa foi 

recentemente lançada pelo Instituto Biotrópicos em conjunto com o Instituto Estadual de 

Florestas (IEF-MG) – o processo de implantação do Mosaico de Unidades de Conservação 

do Espinhaço Meridional, que visa, de forma participativa, integrar e aperfeiçoar as atividades 

desenvolvidas em unidades de conservação da região e no entorno, contribuindo 

para a efetivação de processos de manutenção da biodiversidade, a valorização da 

sociodiversidade e o desenvolvimento sustentável na Reserva da Biosfera da Serra do 

Espinhaço. 

A publicação deste volume representa um importante passo para o conhecimento da 

biodiversidade e a conservação do Espinhaço, fruto do esforço coletivo de mais de 100 

especialistas de várias instituições de pesquisa que contribuíram voluntariamente, por 

meio de uma consulta ampla, alimentando um banco de dados sobre a biodiversidade do 

Espinhaço. A eles devemos um agradecimento especial, bem como aos que participaram 

do workshop, os organizadores do evento, e os autores dos artigos que compõem este 

volume especial. 

Alexsander Araújo Azevedo 

Rafael Luís Fonseca 

Ricardo Bomfim Machado 


Apresentação 

…o vento principiou entortar o rumo, mais forte – 

porque o tempo todo das águas estava no se acabar. 

(...) Estávamos em terras que entestam com a Bahia (...) onde o 

cãcã canta. Chão que queima, branco. E aqueles cristais 

pedra-cristal quase sangue... Chegamos até no cabo do mundo. 

(Guimarães Rosa) 1 

A Cadeia do Espinhaço é uma das regiões mais belas de Minas que se prolonga pelas 

terras da Bahia, atravessando os vários sertões de Guimarães Rosa. Conservar a biodiversidade 

de região tão ampla e tão importante em termos sócio-ambientais e culturais é um 

desafio que se impõe não só a Minas Gerais – onde estão as regiões mais expressivas 

desse conjunto – como também à toda a sociedade brasileira. 

Área de elevado grau de endemismo e de vegetação peculiar que protege importantes 

nascentes e mananciais de água, o Espinhaço tem merecido do Governo Mineiro atenção 

especial: apoio integral ao seu reconhecimento como Reserva da Biosfera pelo Programa 

Homem e Biosfera da organização das Nações Unidas para a Educação, Ciência e Cultura 

(UNESCO) e a criação e implantação de 17 Unidades de Conservação de Proteção Integral 

– parques e reservas biológicas – bem como de 36 Unidades de Conservação e uso sustentável 

– áreas de proteção ambiental e reservas particulares de patrimônio natural. 

Desta forma, 27% da Reserva da Biosfera do Espinhaço se encontram protegidos, mas é 

preciso avançar cada vez mais no sentido de garantir a preservação do patrimônio natural 

e cultural da região. 

Nós que trabalhamos nesta área, sabemos que a ampliação do conhecimento científico 

e a melhoria da gestão das unidades existentes dependem de ampla divulgação da importância 

do Espinhaço, de modo a levar, também, outros segmentos públicos e privados a se 

interessar em compartilhar desses cuidados, que garantem a sua integridade, com iniciativas 

importantes nas áreas de estudos e pesquisas ou com outras formas efetivas de 

proteção. Daí reconhecermos a relevância da revista “Megadiversidade” que vem ao encontro 

dos anseios dos gestores ambientais, dos conservacionistas, dos estudantes de 

graduação e pós-graduação e do público em geral, ávido de informações que possam 

consolidar suas posições a favor da segurança ambiental. 

1 Grande Sertão: Veredas. P.304. Ed. Nova Fronteira 


6 | Apresentação 

Nos diversos artigos desta revista, os estudiosos encontrarão informações científicas 

importantes sobre o Espinhaço, suas carências e potencialidades que, certamente, vão se 

constituir em suporte e referências para as políticas públicas de conservação, voltadas 

para a sustentabilidade ambiental a região. 

É pois, com imenso prazer que apresentamos à comunidade nacional a revista 

“Megadiversidade”, na certeza de que esta iniciativa vai resultar em muitos benefícios 

para toda a sociedade ambientalista deste País. 

José Carlos Carvalho 

SECRETÁRIO DE ESTADO DE MEIO AMBIENTE E DESENVOLVIMENTO SUSTENTÁVEL DE MINAS GERAIS 


○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ 

Uma geografia para a Cadeia do Espinhaço 

BERNARDO MACHADO GONTIJO 

Departamento de Geografia do Instituto de Geociências da UFMG 

email: gontijobm@yahoo.com.br 

CONSIDERAÇÕES INICIAIS 

Numa edição especial que trata da grande biodiversidade 

da Cadeia do Espinhaço, cabe tentar entender aqui 

as razões para que tal riqueza de biota seja possível em 

um ambiente, aparentemente, tão limitante em termos 

ecológicos. Para além de sua geologia, que possibilita 

a ocorrência de um conjunto de feições geomorfológicas 

marcantes na paisagem, a Cadeia do Espinhaço é um 

grande divisor de biomas e, enquanto tal, tentaremos 

contextualizá-la geograficamente. Sem nos atermos a 

uma geografia puramente física, tentaremos conceber 

uma abordagem ecogeográfica uma vez que o prefixo 

eco trás em si os elementos do meio físico que possibilitam 

tamanha diversidade da biota, sem perder de vista 

as intervenções da espécie humana. 

Dedicaremos, num primeiro momento, a uma rápida 

revisão histórica sobre o que já foi pesquisado em 

termos das bases geológicas da Cadeia do Espinhaço 

uma vez que consideramos ser a geologia o elemento 

definidor de seu esqueleto fisiográfico, sobre o qual 

o clima atuou e atua no sentido de modelar seu relevo 

e definir sua hidrografia, e em relação aos quais os 

solos e a biota vêm se interagindo e condicionandose 

mutuamente. 

Não pretendemos, aqui, voltar a discorrer sobre o 

que especialistas estão mais qualificados a dizer do 

que nós. A geologia e a geomorfologia da Cadeia do 

Espinhaço já são bem conhecidas, ainda que os especialistas 

não tenham entrado em acordo quanto às 

interpretações relativas aos seus modelos representativos, 

seja com relação a sua gênese, seja com relação 

à evolução de seu modelado – tanto em termos de 

seu passado geológico remoto, como em termos da 

1 Hoje integrante do Instituto Casa da Glória, pertencente ao Instituto de Geociências da UFMG. 

modelagem decorrente dos paleoclimas recentes 

(Quaternário). A geologia da Cadeia do Espinhaço, a 

propósito, vem despertando o interesse de pesquisadores 

desde o século XIX, conseqüência das ocorrências 

de diamante descobertas no século anterior. 

Eschwege (1822, 1832 e 1833) e Derby (1881, 1906), 

traçaram as primeiras considerações de ordem estratigráfica 

e metalogenética. Na primeira metade do 

século XX, Moraes (1929, 1932 e 1937), Moraes & Guimarães 

(1929, 1930, 1931), Freyberg (1932) e Barbosa 

(1954) avançaram nas investigações sobre a serra. 

De acordo com Karfunkel et al. (1991), apenas com 

as pesquisas de Pflug et al. (1969) e Pflug & Renger (1973) 

iniciou-se uma nova fase de est0udos sistemáticos. Este 

período é descrito por Grossi-Sad et al. (1997) como 

aquele em que 

“foram realizados mapeamentos em escala 

1:250.000 e, em parte 1:100.000, no setor meridional 

da serra e parte sul do setor setentrional. 

Integrações na escala 1:100.000 (mapas inéditos) 

foram executadas pelo Centro de Geologia 

Eschwege 1 . Os resultados mais significativos 

advindos destes estudos incluem a subdivisão 

estratigráfica, a correlação entre parte das 

sequências da Serra do Espinhaço e do Quadrilátero 

Ferrífero e o reconhecimento da organização 

estrutural. Na década de 70, o Centro de 

Geologia Eschwege iniciou um programa de mapeamento 

geológico em escala 1:25.000, do qual 

resultaram mapas de 30 quadrículas de 7’30" de 

lado, incluídas nas folhas 1:100.000 denominadas 

Diamantina, Presidente Kubitschek, Serro e 

Conceição do Mato Dentro” 


8 | Uma geografia para a Cadeia do Espinhaço 

A evolução dos trabalhos geológicos culminaram 

com a publicação da excelente edição especial da Revista 

de Geociências Geonomos (UFMG/IGC/CPMTC, 

1995). Nesta publicação podem ser encontrados artigos 

fundamentais sobre a geologia do Supergrupo 

Espinhaço (Abreu, Dussin & Dussin), a evolução dos conhecimentos 

sobre a “Cordilheira do Espinhaço” (Renger 

& Knauer), a geomorfologia da Cadeia do Espinhaço 

(Saadi) e até mesmo um levantamento bibliográfico sobre 

tudo que fora publicado até então sobre a “Cordilheira 

do Espinhaço” (Souza & Martins). Tais trabalhos 

constituem-se numa espécie de síntese geral, conseqüência 

de uma série de artigos, resumos, dissertações e teses 

elaboradas ao longo de mais de 25 anos de pesquisa. 

Em 1997, uma série de 23 mapas cobrindo toda a 

Cadeia do Espinhaço Mineira, de escala 1:100.000, foi 

disponibilizada também em formato digital, enquanto 

produto do grande Projeto Espinhaço (IGC/CSR/COMIG, 

1996), sendo que em 2002 foi lançada a segunda edição 

deste CD-ROM. A Cadeia do Espinhaço baiana ainda 

não foi mapeada com o mesmo grau de detalhamento 

que a mineira, cabendo aos geólogos daquele estado a 

continuidade do trabalho desenvolvido em Minas Gerais, 

agora no âmbito do PRONAGEO/CPRM. 

Mais recentemente, Silva, Pedreira & Almeida Abreu 

(2005) editaram, pela UFVJM, um livro inédito sobre a 

Cadeia do Espinhaço Meridional no qual convidaram 

diversos especialistas para discorrer sobre a geologia e 

a geografia física do Espinhaço, e também para discorrer 

sobre alguns elementos de sua biota (vegetação, 

fragmentos de entomofauna, anuros e mamíferos não 

voadores), domínio histórico social e meio ambiente. 

Neste volume, mais uma vez, são discorridos aspectos 

da fisiografia do Espinhaço Meridional (Neves, Almeida 

Abreu & Fraga), e o estudo dos solos aparece em destaque 

(Silva), principalmente em função da participação 

do autor em diversos diagnósticos e avaliações 

pedológicas para o plano de manejo de quatro unidades 

de conservação localizadas na região 2 . 

O conhecimento da geomorfologia, e mais recentemente 

da pedologia, da Cadeia do Espinhaço, ainda 

longe de abranger toda a sua extensão, têm sido aprofundados 

a partir do desenvolvimento daquela base 

geológica inicial. Neste contexto destacam-se os trabalhos 

de Saadi (1995, op.cit.) e aqueles por ele citados, 

especialmente Abreu (1982), Almeida Abreu (1993), 

MEGADIVERSIDADE | Volume 4 | Nº 1-2 | Dezembro 2008 

Augustin (1994), Saadi (1991, 1993), Saadi & Valadão 

(1987). Em escala local, uma série de trabalhos foram, 

e ainda vêm sendo, desenvolvidos na região de Gouveia 

e adjacências, no âmbito do que poderíamos considerar 

como sendo um grande programa de estudos da 

geomorfologia do Espinhaço Meridional desenvolvidos 

pelos professores e pesquisadores em Geomorfologia 

do depto. de Geografia da UFMG. A estes trabalhos 

começam a se somar dissertações na área da pedologia 

e da climatologia. 

Percebe-se, a partir desse rápido histórico, que as 

bases para a compreensão ecogeográfica do Espinhaço 

encontram-se um tanto desequilibradas: muito se sabe 

sobre o arcabouço esquelético da paisagem e pouco se 

aprofundou sobre as implicações deste arcabouço 

com o tapete de vida que por sobre ele se instalou. É 

aqui que queremos circunscrever nossa contribuição, 

procurando uma visão ampla para o que pode ser considerado 

o Espinhaço no sentido de tentar entender o 

porquê dele sustentar tamanha biodiversidade (mais de 

seis mil espécies segundo os estudos que constam nesta 

publicação). Os elementos geológicos e fisiográficos 

mais pertinentes a esta abordagem ecogeográfica surgirão 

à medida em que o texto avançar – almejamos 

fugir, assim, da armadilha da compartimentação da informação, 

na qual os diversos temas aparecem como 

que em gavetas, e buscar um texto o mais coeso possível. 

Iniciemos por um questionamento básico: 

A QUE ESPINHAÇO NOS REFERIMOS? 

Trata-se de uma questão complexa, já que não existe 

uma unanimidade sobre o assunto e a própria palavra 

vem sendo cada vez mais utilizada por segmentos não 

necessariamente comprometidos com seu real significado 

(o que, por um lado, é bastante satisfatório já 

que indica uma maior inserção do ambiente “Espinhaço” 

no contexto do grande público). A palavra Espinhaço 

remonta ao próprio Barão de Eschwege, que 

primeiro a cunhou, num artigo publicado em 1822 na 

Alemanha 3 . Reproduziremos, então, o primeiro momento 

em que o termo surge no texto de Eschwege 

no sentido de perceber, já nesta ocasião, a importância 

não só geológica, mas também ecológica, da Cadeia 

do Espinhaço: 

2 Parques Estaduais do Biribiri, do Rio Preto e do Pico do Itambé, e Area de Proteção Ambiental Estadual de Aguas Vertentes. 

3 “Quadro Geognóstico do Brasil”, impresso em pequena tiragem, traduzido depois para o francês e inglês (1823), resumido para o português 

(1846) e somente traduzido em sua íntegra para o português, recentemente, (2005) pelo professor F. Renger do IGC/UFMG na revista Geonomos.

“Uma dessas principais cadeias montanhosas, 

chamada em alguns lugares de Serra da Mantiqueira, 

encerra os pontos mais altos do Brasil, 

tais como o Pico do Itacolumi perto de Vila Rica, 

a Serra do Caraça junto a Catas Altas e o majestoso 

Pico do Itambé, perto da Vila do Príncipe, 

e atravessa, pelo norte, as províncias de Minas 

Gerais e da Bahia seguindo até Pernambuco 

e para o sul, a de São Paulo até o Rio Grande 

do Sul. A ela denominei Serra do Espinhaço 

(“Rückenknochengebirge”), não só porque forma 

a cordilheira mais alta, mas, além disso, é 

notável, especialmente para o naturalista, pois 

forma um importante divisor não somente sob o 

ponto de vista geognóstico, mas também é de 

maior importância pelos aspectos da fauna e da 

flora. (...) As regiões ao leste desta cadeia, até o 

mar, são cobertas por matas das mais exuberantes. 

O lado oeste forma um terreno ondulado e 

apresenta morros despidos e paisagens abertas, 

revestidas de capim e de árvores retorcidas, ou 

os campos cujos vales encerram vegetação espessa 

apenas esporadicamente. O botânico encontra, 

nas matas virgens, plantas completamente 

diferentes daquelas dos campos e o zoólogo 

acha uma outra fauna, especialmente de aves, 

tão logo passe das matas, pela Serra do Espinhaço, 

para os campos”. 4 

Para Eschwege, a Cadeia do Espinhaço incluiria todo 

o prolongamento montanhoso ao sul do Quadrilátero 

Ferrífero mineiro e se estenderia até o Rio Grande do 

Sul. Isto se deu, certamente, em função do deficiente 

conhecimento da geologia brasileira no início do século 

XIX. Se ele estava certo em relação ao limite norte, o 

limite sul foi melhor estabelecido por Derby (1906), que 

“restringiu sua extensão ao segmento entre Ouro Preto 

e Juazeiro (Bahia), à margem do Rio São Francisco, 

passando por Minas Gerais, Bahia até o sul de Pernambuco, 

praticamente coincidindo com a margem oriental 

da Bacia Sanfranciscana” (Renger, 2005). É o mesmo 

Renger quem afirma que o limite sul da Cordilheira do 

Espinhaço corresponde à Serra das Cambotas, perto de 

Barão de Cocais, “concomitante à distribuição do Supergrupo 

Espinhaço” (Renger, op.cit.). 

Se geologicamente a Cadeia do Espinhaço pode ser 

associada às rochas do Supergrupo Espinhaço, outras 

Gontijo | 9 

delimitações surgem quando se quer enfatizar aspectos 

específicos a ela relacionados. Geomorfologicamente, 

as variações já surgem na própria maneira em que o Espinhaço 

é chamado enquanto unidade de relevo – ora 

como “serra”, ora como “cordilheira”, ora como “orógeno”, 

ora ainda como “planalto”. Tratam-se mais de questões 

conceituais específicas da Geomorfologia, que não nos 

vêm ao caso, apesar da importância intrínseca deste 

tipo de discussão. Para nós, interessa entender, ou saber, 

que tratam-se de “terras altas, de direção geral 

norte-sul e convexidade orientada para oeste” (Saadi, 

1995) e, enquanto tal, exercem uma função ecológica 

sui generis se acrescentarmos, a essa característica, sua 

posição latitudinal e sua distância em relação ao litoral 

atlântico – em outras palavras – se nos detivermos a 

sua Geografia, como será aprofundado mais adiante. 

Podemos entender a expressão “Serra do Espinhaço”, 

ainda, como uma espécie de marca de fantasia, o 

que inclusive cai bem quando consideramos a crescente 

popularização do termo. Essa idéia parece, no nosso 

entender, estar na base da recente delimitação do que 

passou a ser concebido e conhecido como “Reserva da 

Biosfera da Serra do Espinhaço” (RBSE). De forte apelo 

de marketing, que lança a Cadeia do Espinhaço enquanto 

importante patrimônio ecossistêmico a ser olhado e 

cuidado com o carinho que merece, a RBSE acabou por 

englobar mais espaços ao Espinhaço mineiro. Este foi, 

especialmente, o caso de todo o Quadrilátero Ferrífero, 

o que resgata de alguma forma as idéias originais 

de Eschwege e Derby. Embora um “pecado geológico”, 

trata-se mais da materialização espacial de uma, boa, 

idéia conservacionista – quanto mais áreas estiverem 

incorporadas a nossa RBSE, mais chances teremos de 

proteger nossa biota. 

Lembremos, também, que a grande maioria dos estudos 

enumerados no item anterior referem-se apenas 

a uma porção do Espinhaço, notadamente sua porção 

mineira. Podemos, então, considerar o Espinhaço mineiro 

como sua porção sul e o Espinhaço baiano como 

sua porção norte. No entanto, considerando o volume 

de trabalhos muito maior já desenvolvido no Espinhaço 

mineiro, este acabou sendo subdividido pelos especialistas 

também em uma porção meridional e outra 

setentrional. Segundo Saadi (1995), “em escala regional, 

a Serra do Espinhaço é subdividível em dois compartimentos 

de planaltos muito bem diferenciados e 

nitidamente separados por uma zona deprimida de 

4 ESCHWEGE, W von, “Quadro Geognóstico do Brasil e a provável rocha matriz dos diamantes”. Tradução (2005) de F.E.Renger do original em 

alemão (1822). 



direção NW-SE, passando por Couto de Magalhães de 

Minas”, os quais ele denominou de Planalto Meridional 

e Planalto Setentrional. 

O ESPINHAÇO ENQUANTO GRANDE FATOR ECOLÓGICO 

De acordo com o Projeto Espinhaço (COMIG/IGC, 1997), 

a Cadeia do Espinhaço “representa um importante 

acidente geográfico que se estende desde as proximidades 

de Belo Horizonte até o limite norte do Estado 

da Bahia com o Estado do Piauí. O relevo da serra é 

marcadamente acidentado com altitude geralmente 

superior a 1000 m, alcançando um máximo de 2002 m 

de altitude no Pico do Itambé, localizado a cerca de 

30 km a sudeste de Diamantina. Em Minas Gerais a 

Serra do Espinhaço estende-se por cerca de 550 km, 

com direção aproximadamente N-S e largura variável 

de até 100 km. Ao norte de Diamantina apresenta 

notável estreitamento, seguindo como faixas descontínuas 

e de largura reduzida até as proximidades de 

Terra Branca, onde volta a apresentar relevo abrupto e 

largura considerável. Este adelgaçamento promove a 

individualização da serra em dois setores: meridional e 

setentrional, de características geológicas distintas”. 

É esta a base geológico-morfológica que dá o “suporte 

ecológico” à biota da serra, tal como concebido por 

Tansley (1935, citado por Ab’Saber, 2003). 

Discorrendo sobre o conceito de ecossistema tal 

como popularizado por Tansley, Ab’Saber (2003) aponta 

para a importância de se considerar o estudo integrado 

de seus três componentes essenciais, quais 

sejam, “o suporte ecológico (rocha/solo), a biota ali estabelecida 

através de longos processos genéticos e as 

condições bioclimáticas que dão sustentabilidade para 

a vida ali instalada”. Entendemos, aqui, a Cadeia do 

Espinhaço como um grande fator ecológico em si – 

neste sentido, poderíamos considerá-la como a base 

de um bioma, o quarto grande bioma de Minas Gerais. 

É sabidamente conhecida a interseção, em Minas, 

de três dos grandes biomas brasileiros (Mata Atlântica, 

Cerrado e Caatinga). Os campos rupestres de altitude 

(que não se restringem somente ao Espinhaço) aparecem 

como faixas de transição ou refúgios isolados em 

meio àqueles três domínios maiores. Se tomarmos a 

escala de Minas, ou da faixa oriental da bacia sanfranciscana 

que incluiria Minas e Bahia, a cadeia do Espinhaço 

cresce em importância e, no nosso entender, 

ganha a dimensão de um bioma (entendendo bioma 

como a dimensão mais ampla possível de um ecossistema, 

na concepção Tansleyana do termo). Coutinho 


(2006), ao discutir sobre o conceito de bioma, considera 

a definição de Walter (1986) como a mais adequada: 

“uma área do espaço geográfico com dimensões 

até superiores a um milhão de quilômetros quadrados, 

representada por um tipo uniforme de 

ambiente, identificado e classificado de acordo 

com o macrolclima, a fitofisionomia (formação), 

o solo e a altitude, os principais elementos que 

caracterizam os diversos ambientes continentais”. 

A essa definição, Coutinho acrescenta a importância 

do fogo natural enquanto fator ecológico, o que se aplica 

também para a Cadeia do Espinhaço. Discordamos, 

no entanto, quanto à rigidez em se definir a área mínima 

de um bioma como sendo de um milhão de quilômetros 

quadrados. Ao conceber este limite, Walter 

tinha a distribuição planetária dos ambientes continentais 

em mente – nesta escala de análise, qualquer área 

inferior a um milhão de quilômetros quadrados perde 

em importância. Se a Cadeia do Espinhaço possui uma 

importância espacialmente limitada, especialmente se 

considerarmos as grandes cadeias montanhosas do planeta 

(inclusive bastante jovens em termos geológicos), 

para nós brasileiros, mais especificamente para nós mineiros 

e baianos, isso não corresponde ao que experienciamos 

na prática. 

A geografia física de Minas Gerais, para nos atermos 

somente ao nosso estado, pode até apontar para a importância 

de nossos três grandes biomas (os já citados 

Cerrado, Mata Atlântica e Caatinga), com a Cadeia do 

Espinhaço sendo, quando muito, uma faixa de transição 

e um divisor dos mesmos. Mas nossa ecogeografia 

exige a necessária consideração do conjunto da Cadeia 

do Espinhaço como um bioma em si – sua antigüidade 

geológica e sua posição geográfica conferem-lhes um 

aumento na sua relevância ecológica pois estão na base 

para tentarmos explicar o grau tão elevado de biodiversidade 

que comporta. 

No nosso entender, os campos rupestres de altitude 

do Espinhaço Mineiro constituem-se num dos quatro 

grandes biomas do estado, e possuem uma importância 

que vai muito além de sua mero arranjo florístico / 

fitofisionômico. Trata-se de uma paisagem grandiosa, 

profundamente gravada no imaginário mineiro, uma vez 

que acompanha nosso histórico de conquista mineral, 

associada que está ao magnífico embasamento quartzítico, 

seja ele mais silicoso (como no caso do Espinhaço), 

seja ele mais ferrífero (como no caso do Quadrilátero 

Ferrífero). A história das “minas gerais” passa necessariamente, 

pelos seus campos rupestres.

MOSAICO DE BIOMAS, MOSAICO DE BIODIVERSIDADE 

No mapeamento geológico da Cadeia do Espinhaço realizado 

a partir do convênio COMIG/IGC (1997), uma 

pequena introdução à geografia da Cadeia do Espinhaço 

é apresentada: 

“A paisagem gerada pelo entalhamento das rochas 

predominantemente quartzíticas, com a formação 

de elevações e espigões de formas diversas, é de 

extrema beleza. O quadro final é dado pelo contraste 

entre os rochedos e as superfícies mais 

baixas, que geralmente são cobertas por vegetação 

singela. Estas superfícies constituem extensos 

pediplanos onde existem intercalações de 

litologias mais susceptíveis à decomposição. (...) 

A Serra do Espinhaço corresponde a um importante 

divisor de águas para as bacias hidrográficas 

do Rio São Francisco e dos rios que fluem 

para leste e desaguam no Oceano Atlântico, tendo 

como bacias hidrográficas principais as dos 

rios Jequitinhonha e Doce. (...) A região da Serra 

do Espinhaço encontra-se na faixa de clima subtropical 

quente, com micro-climas diversos relacionados 

à fatores topográficos. A temperatura 

média anual está em torno de 18 a 19°C. A precipitação 

anual varia de 850 a 1400 mm, de norte 

para o sul da serra. As coberturas vegetais na 

região são representadas por campos rupestres 

e campos de altitude, cerrado e floresta subcaducifólia 

principal. A ocorrência de um determinado 

tipo está fortemente condicionada a condições 

climáticas e aspectos morfológicos”. 

A litologia decorrente do embasamento geológico 

acaba por definir as características pedológicas da região 

uma vez que fica claro o contraste entre as limitações 

ecológicas impostas pelos solos arenoquartzosos 

dos topos de serra (Formações relacionadas ao Supergrupo 

Espinhaço), e as possibilidades decorrentes dos 

solos eutrofizados das áreas limítrofes. A cobertura 

vegetal se revela, então, fortemente marcada pela 

litologia e se revela na forma dos campos de altitude 

que serão rupestres na medida em que estiverem associados 

aos afloramentos rochosos (necessariamente 

presentes, por serem seus definidores, nos topos da 

Gontijo | 11 

Serra). Tomando o exemplo da Serra do Cipó, extremidade 

meridional do Espinhaço mineiro, Giulietti et al 

(1987) afirmam que a fisionomia de seus campos rupestres 

“é bastante uniforme e essa característica se 

mantém ao longo da cadeia do Espinhaço, sendo a continuidade 

quebrada pela presença de manchas de cerrado 

e matas de galeria e de encosta, e também pelos 

assim chamados capões de matas”. 

Menezes e Giulietti (2000:66), destacando a riqueza 

florística dos campos rupestres da Serra do Cipó, 

registraram a presença de 1590 espécies (de um total 

de 149 famílias) em uma área de aproximadamente 

200 km². Além disso, elas chamam a atenção para o 

elevado índice de endemismos da flora local, fato já 

constatado por Joly desde 1970, quando iniciava um 

estudo exaustivo de levantamento da flora da Serra do 

Cipó, contando com a colaboração de pesquisadores e 

pós-graduandos da Universidade de São Paulo, Universidade 

de Campinas e do Instituto de Botânica de São 

Paulo. Joly já antevia que “não há na flora brasileira 

outra associação, com tal índice de endemismos, como 

a dos campos rupestres, que fala da antigüidade de seu 

isolamento, restrita como está ao alto das serras isoladas, 

verdadeiras ilhas no planalto brasileiro, únicos 

pontos onde se encontram as condições geoclimatológicas, 

razão de sua existência” (Joly, 1970: 128-129). 

Joly morreu prematuramente mas o levantamento 

florístico prossegue até hoje (Giulietti et al.,1987) . 

Os botânicos enumeram um grande número de famílias 

de plantas mas aos olhos dos leigos destacam-se 

na paisagem as “canelas de ema” (Velloziaceae), as 

“parasitas” 5 (Orchidaceae e Bromeliaceae), diversas cactáceas 

(Cactaceae), e um grande número de “semprevivas” 

(Xyridaceae, Cyperaceae, Eriocaulaceae) (Menezes 

& Giulietti, 1986). São exemplares dessas famílias as 

que mais têm sido coletadas ao longo dos anos por 

toda a Serra. Enquanto os caules das canelas de ema 

são coletados para serem usados como combustível; 

cactos, bromélias e orquídeas são retirados pelo alto 

valor de mercado que atingem em função da beleza e 

singularidade de seus aspectos. Já com relação às sempre-vivas, 

a coleta tem sido sistemática e indiscriminada 

ao longo de todo o Espinhaço Meridional, onde certas 

populações já tiveram seu número drasticamente reduzido, 

e outras já são consideradas como extintas 6 

(Giulietti et al., 1988). 

5 Na verdade são epífitas, pois não exercem qualquer tipo de relação de parasitismo com o hospedeiro, e muitas vezes encontrando-se 

diretamente sobre o substrato rochoso. 

6 A lista vermelha das espécies ameaçadas de extinção da flora de Minas Gerais registra 351 espécies ameaçadas no âmbito dos campos 

rupestres (Mendonça & Lins, 2000:113-148). 



Além dos campos rupestres, matas ripárias e capões 

também foram estudados pelo grupo de São Paulo. 

Meguro et al. (1996a e 1996b) caracterizaram-nas tanto 

floristicamente quanto com relação ao seus processos 

de instalação e dispersão. Enquanto as matas ripárias 

“ocupam estreitas franjas ao longo dos riachos que drenam 

os campos rupestres, alargando-se aquém da cota 

de 1000 m” (Meguro et al., 1996b); os capões “formam 

pequenas manchas nas proximidades dos topos arredondados 

e encostas suaves das serras e, à jusante, fundem-se, 

muitas vezes, com as florestas presentes nas 

íngremes vertentes dos anfiteatros de erosão e dos vales” 

(Meguro et al., 1996a). 

Considerando o aspecto regional, o Espinhaço Meridional 

surge como um grande divisor de biomas, ele 

próprio comportando em si um daqueles quatro biomas 

mais significativos da paisagem mineira. A bacia do rio 

das Velhas, na encosta ocidental do Espinhaço Meridional, 

invade o cerrado mineiro, enquanto a encosta 

oriental do Espinhaço Meridional detém o avanço do 

“mato dentro” ao longo da bacia do rio Doce, o mesmo 

“mato dentro” que batizou Conceição, Itabira e Itambé, 

ali localizadas e todas testemunhas da grande floresta 

estacional semi-decidual, versão mineira do bioma da 

Mata Atlântica. 

Estamos diante de um mosaico fitofisionômico e 

florístico que imprime na paisagem da serra um de seus 

grandes fascínios, o que está refletido em suas vertentes 

ocidental e oriental, que definem, grosso modo, as 

transições altitudinais, ora entre campos rupestres e 

cerrados (bacia do São Francisco), ora entre campos 

rupestres e mata Atlântica (bacias de leste) e ora entre 

campos rupestres e caatinga (latitudes menores). As 

interfaces com a Mata Atlântica, a propósito, se dão na 

medida em que a vegetação mais densa penetra pela 

encosta oriental, persistente que vai ao longo dos cursos 

d’água (matas ripárias ou de galeria), e também na 

medida em que se instala nas depressões geológica e 

geomorfologicamente favoráveis do altiplano da serra 

(capões de mata). Já nos afloramentos calcários que 

ocorrem nas faixas de transição com a depressão Sanfranciscana, 

sobre rochas calcárias do Grupo Bambuí, 

dominam manchas de mata seca (floresta estacional 

decidual). 

Este mosaico de biomas acaba por produzir um 

grande mosaico de biodiversidade pois a concentração 

de ecótones propicia uma profusão de alternativas 


ecológicas de adaptação. Some-se a isto a posição 

geográfica da Cadeia do Espinhaço, qual seja, aquele 

alinhamento montanhoso norte-sul, relativamente interiorizado 

em relação ao litoral brasileiro, numa distância 

curta o suficinte para sofrer os efeitos orográficos 

da penetração das massas de ar quente e úmidas, tanto 

de leste como de oeste; e numa distância longa o suficiente 

para confinar as grandes formações abertas do 

sertão brasileiro – cerrados e caatingas e todas as gradações 

que comportam – cujas ecologias são marcadas 

pela sazonalidade em seus diversos graus de intensidade 

– desde a regularidade da faixa tropical semi-úmida 

das latitudes intertropicais até a irregularidade tropical 

semi-árida do nordeste brasileiro 

De fisionomia fortemente marcada pelo xeromorfismo 

oligotrófico, os cerrados sofrem as conseqüências 

de uma sazonalidade acentuada, isto é, desenvolvem 

mecanismos de retenção de água no período de maior 

deficiência hídrica (final de inverno). De acordo com 

Ferreira (1980) o cerrado “apresenta gradações baseadas 

na fisionomia, nos fatores edáficos e na composição 

florística” e Brandão (2000:56) chega a considerar os campos 

rupestres como uma de suas variáveis campestres 7 . 

Ribeiro & Walter (1998), por sua vez, propõem os assim 

chamados cerrados rupestres, traduzindo a transição 

gradual entre o cerrado e os campos rupestres. 

É no final do período de maior deficiência hídrica 

que ocorre um grande número de queimadas na região, 

o que em grande medida reflete numa série de adaptações 

morfológicas nas plantas que possibilitam a sobrevivência 

ao fogo. A grande pressão ecológica do fogo 

sobre o cerrado, fato já estudado desde Warming (1908) 

e aprofundado por Coutinho (1976 e 1992), se prolonga 

para os campos rupestres, definindo inclusive muito 

de sua composição florística (Giulietti et al., 1987 

op.cit.). As queimadas são comuns na serra, não sendo 

raro o testemunho dos habitantes da região sobre incêndios 

que duram dias para cobrir grandes áreas de 

escarpamento quartzítico. 

As formações florestais, por sua vez, sofrem influência 

tanto do regime climático como da litologia e da 

geomorfologia. A presença da água ao longo da grande 

quantidade de cursos d’água que drenam as vertentes 

orientais da serra (desde as cabeceiras dos rios Santo 

Antônio, Suaçui, Araçuai e Jequitinhonha na porção 

meridional, até as cabeceiras dos rios Pardo, de Contas, 

Paraguaçu e Jacuipe na porção setentrional) e a 

7 Algo muito mais plausível do que classificar os campos rupestres do Espinhaço como se fossem refúgios vegetacionais no âmbito da 

adequação ao sistema universal da classificação vegetacional de Veloso (1992).

proximidade oceânica oferecem níveis de umidade suficiente 

para sustentar o que originalmente consistiu 

na grande massa florestal da nossa Mata Atlântica. 

Revestindo os assim chamados por Ab’Saber de mares 

de morro, essas florestas cobriam uma extensão mais 

dilatada no leste mineiro, chegando às encostas da vertente 

leste do Espinhaço. 

Quanto às estreitas faixas de oeste de matas secas, 

estas permanecem exuberantes no verão mas perdem 

suas folhas no inverno, uma vez que a água penetra no 

substrato calcário e acaba tornando secas as camadas 

superficiais do solo, tornando também esta formação 

altamente vulnerável à ocorrência de incêndios. Em suas 

faixas de ocorrência, predominam em meio à transição 

do cerrado para os campos rupestres, capões e galerias, 

algumas bastante alteradas pela ocupação agrícola. 

UM TERREMOTO AMBIENTAL? 

A Cadeia do Espinhaço prossegue ainda desconhecida 

em grande parte de sua extensão, especialmente se 

considerarmos seu elevado grau de endemismos. Ou 

seja, cada um de seus grotões permanece como alvo 

potencial de investigações mais aprofundadas, especialmente 

num momento em que os estudos da biodiversidade 

de Minas Gerais ganham fôlego, incluindo aí os 

trabalhos da Fundação Biodiversitas (Costa et al., 1998, 

Mendonça & Vanucci, 2000 e Drummond et al.,2005). 

Nas duas edições dos atlas para a conservação da biodiversidade 

em Minas Gerais (Costa et al. 1998 e 

Drummond et al. 2005, op.cit.), a Cadeia do Espinhaço, 

em sua porção mineira, aparece como uma das áreas 

prioritárias de conservação, com importância biológica 

especial e enquanto área que demanda a criação 

urgente de (mais) Unidades de Conservação. O texto 

referente à Cadeia do Espinhaço que consta na primeira 

edição (Costa et al., op.cit.:61) é bastante elucidativo 

e resume bem muito do que aqui foi enfatizado com 

relação à importância ecológica de todo o conjunto: 

“A Serra do Espinhaço, de notável relevância, 

destaca-se no cenário nacional e internacional, 

pois além de abrigar nascentes de diversos rios 

que drenam para diferentes bacias, constitui uma 

área ímpar no contexto mundial, no que se refere 

à formação geológica e florística. Apresenta 

extraordinário grau de endemismo de várias famílias 

de plantas e é considerada o centro de 

diversidade genética das sempre-vivas. Nela se 

concentram cerca de 80% de todas as espécies 

Gontijo | 13 

de sempre-vivas do país e cerca de 70% das espécies 

do planeta. A Serra abriga, ainda, 40% das 

espécies de plantas ameaçadas do Estado. Esses 

fatores, aliados à sua importância como eixo de 

migrações pré-históricas, justificam a recomendação 

de criação de uma Reserva da Biosfera 

que englobe todo o maciço do Espinhaço. Para 

viabilizar essa proposta, o Estado deverá requerer 

ao Programa “Man and Biosphere – MAB”, da 

UNESCO, a criação da reserva”. 

Estaria este santuário, especialmente naqueles pontos 

onde a pressão antrópica tem sido crescente, vulnerável 

e impotente diante desse rolo compressor de 

uma economia cada vez mais globalizada? Biólogos e 

ecologistas em geral tendem a reduzir a questão à criação 

de Unidades de Conservação, se possível das mais 

restritivas, e a criar o maior número possível de mecanismos 

que impeçam os efeitos de uma pressão antrópica 

crescente. Muitos desses biólogos estiveram, 

inclusive, na vanguarda do processo de criação das unidades 

de conservação lá já existentes e suas contribuições 

para o aprofundamento do conhecimento de 

diversas facetas da Serra são inquestionáveis. 

Mas não deveríamos, enquanto pesquisadores, continuar 

com uma espécie de venda nos olhos e que nos 

impede que possamos enxergar além do mistério profundo 

das plantas e animais da Serra. O problema da 

ocupação desordenada da Cadeia do Espinhaço tem se 

avolumado e são cada vez mais constantes os conflitos 

decorrentes dos jogos de interesse contraditórios entre 

os diversos profissionais que atuam na região. 

Justamente por estarem sofrendo impactos sistemáticos 

em sua integridade ambiental e, ao mesmo tempo, 

serem biodiversos e ricos em endemismos, Cerrado 

e Mata Atlântica são hoje considerados como hotspots. 

Os campos de altitude, por seu turno, podem ainda não 

ser considerados enquanto um hotspot, mas refletem, 

na sua biodiversidade, muito do que representa sua 

proximidade com aqueles dois biomas. Se o termo 

hotspot foi tomado emprestado à Teoria da Tectônica 

de Placas, fundamental para a explicação de muitos dos 

fenômenos geológicos (como a própria orogênese da 

Cadeia do Espinhaço), cabe aqui uma analogia a nossa 

situação ambiental: Se não tomarmos cuidados quanto 

à preservação do que ainda resta de biodiversidade na 

Cadeia do Espinhaço e em seus biomas adjacentes, estaremos 

na eminência de sofrer um grande “terremoto 

ambiental” já que estamos, como mostra a geografia 

de nossa “tectônica ambiental”, localizados bem em 

cima de seu hipotético epicentro. 



REFERÊNCIAS BIBIOGRÁFICAS 

AB’SABER, A. Os domínios de natureza no Brasil – Potencialidades 

Paisagísticas. São Paulo: Ateliê Editorial, 2003. 

COSTA , Cláudia M. Rocha, H0ERRMANN, Gisela, MARTINS, Cássio 

Soares, LINS, Lívia Vanucci e LAMAS, Ivana Reis (Orgs.) 

Biodiversidade em Minas Gerais – Um Atlas para sua Conservação. 

Belo Horizonte: Fundação Biodiversitas, 1998. 

COUTINHO, L.M. Contribuição ao conhecimento do papel ecológico 

das queimadas na floração de espécies do cerrado. 

Tese de Livre Docência. São Paulo: IB/USP, 1976. 

COUTINHO, L.M. O cerrado e a ecologia do fogo. Ciência Hoje 

(Volume especial ‘Eco-Brasil’). Rio de Janeiro: 130-138, 1992. 

COUTINHO, L.M. O conceito de bioma. Acta Botânica Brasileira. 

20 (1): 13-23, 2006. 

DRUMMOND, G.M. et al. Biodiversidade em Minas Gerais – Um 

Atlas para sua Conservação, 2a ed.. Belo Horizonte: Fundação 

Biodiversitas, 2005. 

ESCHWEGE, Wilhelm L. von. Quadro Geognóstico do Brasil e a 

provável rocha matriz dos diamantes. Geonomos, 13 (1,2); 

97-109, 2005. 

ESCHWEGE, Wilhelm L. von. Pluto brasiliensis. Berlin: G. Reimer, 

1833. Tradução brasileira de Domício de F. Murta. Belo Horizonte: 

Itatiaia; São Paulo: USP, 1979. 2 v. 

FERREIRA, Mitzi B. O cerrado em Minas Gerais, gradações e 

composição florística. Informe Agropecuário, Belo Horizonte, 

61 (6): 4-8, 1980. 

GEONOMOS, Revista de Geociências. Belo Horizonte: UFMG/ 

IGC/CPMTC, volume III, no. 1, julho1995. 

KARFUNKEL, J., NOCE, C.M. e KOHLER, H.C. A geologia do grande 

abrigo de Santana do Riacho e vizinhanças, Serra do Cipó, 

Minas Gerais. Arquivos do Museu de História Natural – UFMG. 

Belo Horizonte, vol. 12, tomo I: 33-42, 1991. 

MEGURO, M.,PIRANI, J.R., GIULIETTI, A. M. & MELLO-SILVA, 

R.Caracterização florística e estrutural de matas ripárias e 

capões de altitude (Serra do Cipó-MG). Boletim de Botânica 

da USP. 15:13-29, 1996a. 


MEGURO, M.,PIRANI, J.R., MELLO-SILVA, R & GIULIETTI, A. M. 

Estabelecimento de matas ripárias e capões nos ecossistemas 

campestres da Cadeia do Espinhaço, Minas Gerais. Boletim 

de Botânica da USP. 15: 1-11, 1996b. 

MENDONÇA, M.P. & LINS, L.V. (Orgs.) Lista vermelha das espécies 

ameaçadas de extinção da flora de Minas Gerais. Belo 

Horizonte: Fundação Biodiversitas e Fundação Zoo-Botânica 

de Belo Horizonte, 2000. 

MENEZES, N.L. de & GIULIETTI, A.M. Campos rupestres: Paraíso 

botânico na serra do Cipó. Ciência Hoje. Rio de Janeiro, 

25 (4): 38-44. 1986. 

PROJETO ESPINHAÇO, série de mapas (1:100.000) IGC/CSR/ 

COMIG, 1996. 

RENGER, F.E. Quadro Geognóstico do Brasil de Wilhelm Ludwig 

von Eschwege: Breves comentários à sua visão da Geologia 

no Brasil. Geonomos, 13 (1,2); 91-95, 2005. 

RIBEIRO, José F. & WALTER, Bruno M.T. Fitofisionomias do bioma 

cerrado, in SANO, S.M. & ALMEIDA, S.P (Orgs.), Cerrado, ambiente 

e flora. Planaltina: EMBRAPA / CPAC,1998. 

SAADI, A. Ensaio sobre a morfotectônica de Minas Gerais. Belo 

Horizonte:IGC/UFMG, Tese para admissão a cargo de Professor 

Titular, 1991. 

SAADI, A. A geomorfologia da Serra do Espinhaço em Minas 

Gerais e de suas margens. Geonomos, Revista de Geociências, 

vol. III, No 1, 41-63, 1995. 

SILVA, A.C., PEDREIRA, L.C.V.S.F. & ALMEIDA ABREU,P.A. Serra 

do Espinhaço Meridional: paisagens e ambientes. Belo Horizonte: 

O Lutador, 2005. 

SOUZA, Eliane M. de & MARTINS, Márcia O.Z. de. A cordilheira 

do Espinhaço em Minas Gerais: Um levantamento bibliográfico, 

in Geonomos, Belo Horizonte, 3 (1): 87-97, 1995. 

VELOSO, H.P., RANGEL FILHO, A.L. e LIMA, J.C.A. Classificação 

da vegetação brasileira adaptada a um sistema universal. Rio 

de Janeiro: FIBGE, 1991. 

WALTER, Heinrich. Vegetação e Zonas Climáticas – Tratado de 

Ecologia Global. São Paulo: Editora Pedagógica e Universitária 

Ltda., 1986.

○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ 

A flora dos campos rupestres da Cadeia do 

Espinhaço 

ALESSANDRO RAPINI 1 * 

PATRÍCIA LUZ RIBEIRO 1 

SABRINA LAMBERT 1 

JOSÉ RUBENS PIRANI 2 

1 Universidade Estadual de Feira de Santana, Bahia, Brasil. 

2 Universidade de São Paulo, São Paulo, Brasil. 

* e-mail: rapinibot@yahoo.com.br 

RESUMO 

Da exaltação dos primeiros naturalistas aos estudos mais recentes em variabilidade genética, 

os campos rupestres continuam surpreendendo a todos que a eles voltam seu olhar mais 

atentamente. Sua distribuição disjunta ao longo da Cadeia do Espinhaço, as condições ambientais 

extremas e a grande heterogeneidade espacial parecem ser responsáveis pela enorme 

diversidade beta que caracteriza essa formação vegetal. O número de espécies é grande, 

porém ainda mais notável é a alta concentração de espécies com distribuição restrita. Uma 

grande parcela de sua biodiversidade por isso encontra-se vulnerável e necessita de proteção. 

Os campos rupestres abrigam um dos maiores patrimômios biológicos brasileiros e sua conservação 

depende do conhecimento amplo e detalhado de suas espécies e dos mecanismos 

envolvidos na dinâmica de suas populações. É necessário dar continuidade aos levantamentos 

florísticos, mas também estimular estudos filogenéticos e ecológicos capazes de estabelecer 

relações históricas entre espécies e definir fatores limitantes à manutenção de suas populações. 

Diferente das pedras preciosas que se exauriram rapidamente no século XIX, os campos 

rupestres constituem uma riqueza natural que pode perdurar indefinidamente se os devidos 

cuidados forem tomados. Sua proteção deve ser garantida através de unidades de conservação, 

mas esforços devem ser realizados para assegurar sua integridade também fora dessas 

unidades. Uma etapa importante nessa direção pode ser a sensibilização da sociedade em 

torno de sua preservação. 

ABSTRACT 

From the excitement of the first naturalists to the recent studies on genetic variation, the campos 

rupestres remain surprising to everyone who takes a closer look at them. The disjunct distribution 

along the Espinhaço mountain range, the extreme environmental conditions and the great spatial 

heterogeneity are responsible for the huge beta diversity found in this vegetation. The number of 

species is high, but the high concentration of narrow endemics is even more remarkable. Because 

of this, a large proportion of their biodiversity is vulnerable to extinction and needs to be protected. 

The campos rupestres cover one of the most important Brazilian biological heritages and their 


16 | A flora dos campos rupestres da Cadeia do Espinhaço 

conservation depends on the broad and deep knowledge of species and mechanisms involved in the 

dynamic of their populations. It is necessary to carry on with the floristic inventories, but also to 

encourage phylogenetic and ecological studies to establish historical relationships among species 

and to define limitations to the maintenance of their populations. Different from the precious 

stones which ran out during the 19 th century, the flora of the campos rupestres consists of a 

natural richness that may persist indefinitely if the proper cautions are taken. Its protection must 

be guaranteed through conservation unities, but efforts must also be done to assure their integrity 

outside these units. An important step to this goal may be reached by showing the society the 

importance of its preservation. 

INTRODUÇÃO 

Historicamente, a Cadeia do Espinhaço tem sido uma 

fonte importante de riquezas minerais, principalmente 

pedras preciosas durante o período colonial. Várias cidades 

ali se estabeleceram durante os ciclos do ouro e 

do diamante, entre os séculos XVII e XIX. Essas cidades 

controlavam a economia brasileira e serviram de base 

para os naturalistas que passavam pela região. A beleza 

da vegetação, especialmente nas regiões campestres 

onde afloram os maciços rochosos, é motivo de 

exaltação e, impressionados com a diversidade biológica 

da região, pesquisadores de várias partes voltaram 

suas atenções para essas formações, que passaram 

a ser conhecidas como campos rupestres. 

Os campos rupestres incluem formações herbáceoarbustivas 

associadas a solos litólicos, predominantemente 

quártzicos. Inseridos nos biomas do Cerrado e 

das Caatingas, são freqüentemente entremeados por 

matas ciliares e eventualmente salpicados de ilhas de 

capão. Ocorrem em altitudes a partir de 900 m, ocupando 

de maneira disjunta as regiões mais elevadas do 

Espinhaço, desde o norte da Chapada Diamantina, na 

Bahia, até a Serra de Ouro Branco, em Minas Gerais. 

Podem ser encontrados também mais ao sul, nas 

Serras de São João d’El Rey, da Canastra e de Ibitipoca 

(Minas Gerais), a oeste, nas Serras dos Cristais e dos 

Pirineus e na Chapada dos Veadeiros (Goiás), e ao norte, 

nos Tepuis (norte da América do Sul). 

FITOFISIONOMIA DOS CAMPOS RUPESTRES 

Em solos oligotróficos e ácidos e sujeita a oscilações 

diárias de temperatura, exposição ao vento e restrições 

hídricas, a vegetação nos campos rupestres é tipicamente 

xeromórfica (e.g., Giulietti et al., 1997), dominada 

por plantas com grande capacidade de fixação ao substrato 

e tolerantes à dessecação ou resistentes ao 


estresse hídrico. As folhas são geralmente coriáceas 

e fibrosas, estando reduzidas a espinhos em cactos 

ou formando tanques de água em bromélias. Os estômatos 

ficam muitas vezes protegidos e vários grupos 

apresentam fisiologia especializada como metabolismo 

C4 e CAM (Metabolismo do Ácido Crassuláceo), mantendo-os 

fechados durante o dia e realizando as trocas 

gasosas à noite, quando a transpiração é menor. 

Nas regiões mais úmidas e com solos mais profundos, 

existe um grande número de plantas anuais ou com 

ciclo reprodutivo curto, capazes de se desenvolver nos 

períodos favoráveis, ou com gemas protegidas na superfície 

do solo, como em gramíneas. Nos solos mais 

rasos e pobres, são mais comuns as plantas perenes 

com desenvolvimento lento e gemas protegidas entre 

folhas ou em ramos velhos. Nas canelas-de-ema (Vellozia 

spp., Velloziaceae), por exemplo, as bainhas foliares, 

persistentes e intercaladas por raízes adventícias, formam 

um pseudotronco resinoso que protege as gemas 

do fogo e da insolação. As epífitas, sobretudo orquídeas 

e bromélias, são pouco diversificadas nessas áreas 

abertas e os trofóforos parecem se restringir a poucas 

espécies de velósias. 

Devido à dominância marcante de alguns grupos de 

plantas, principalmente monocotiledôneas, e às convergências 

morfológicas recorrentes entre táxons não 

relacionados, os campos rupestres compõem uma paisagem 

de fisionomia aparentemente uniforme (Giulietti 

et al., 1987). Numa escala mais fina, no entanto, essa 

fitofisionomia inclui desde campos limpos e sujos, em 

solos arenosos, mais baixos e com declives suaves, até 

afloramentos rochosos, em encostas íngremes e topos 

de morros, passando por solos pedregosos e baixadas 

brejosas. Extremos, no entanto, ocorrem de maneira 

contígua, muitas vezes se mesclando. Nos afloramentos, 

rochas nuas ou cobertas por líquens e plantas 

rupícolas formam covas com diferentes níveis de sombreamento 

e umidade e são intercaladas por valas e 

entremeios (Conceição & Pirani, 2005).

A heterogeneidade de substrato, topografia e microclima 

é refletida na estrutura das comunidades e na 

composição florística dos campos rupestres, agregando 

vários microambientes em espaços restritos (Conceição 

& Giulietti, 2002; Vitta, 2002; Conceição & 

Pirani, 2005; Conceição et al., 2005). Os solos arenosos 

e profundos, com menor drenagem e pobres em nutrientes 

são dominados pelas gramíneas (Poaceae), 

enquanto os afloramentos rochosos, com solos mais 

rasos, maior proporção de partículas finas e teores mais 

elevados de matéria orgânica, são dominados pelas 

Velloziaceae. São comuns nos campos gerais, outras famílias 

graminóides, como Cyperaceae, Eriocaulaceae e 

Xyridaceae, além de alguns gêneros de Gentianaceae e 

Orchidaceae. Em áreas mais encharcadas, freqüentemente 

associadas a córregos e solos húmicos, são encontradas 

também saprófitas, como as Burmanniaceae, e plantas 

carnívoras, como Droseraceae e Lentibulariaceae. A 

vegetação nos afloramentos é mais arbustiva, destacando-se, 

além das canelas-de-ema (Velloziaceae), espécies 

de Amaryllidaceae, Bromeliaceae, Cactaceae, Compositae, 

Cyperaceae, Ericaceae, Euphorbiaceae, Gutifferae, 

Melastomataceae, Leguminosae, Malpighiaceae, 

Rubiaceae e Orchidaceae, além de algumas licófitas e 

samambaias leptosporangiadas. 

ESTUDOS FLORÍSTICOS NA CADEIA DO ESPINHAÇO 

Os estudos florísticos nos campos rupestres da Cadeia 

do Espinhaço se intensificaram a partir da década de 

1970 e, na década de 1980, foram publicadas a Flórula 

de Mucugê (Harley & Simmons, 1986), na Bahia, e a 

lista de plantas terrestres da Serra do Cipó (Giulietti 

et al., 1987). Na década de 1990, merece destaque o 

lançamento da Flora do Pico das Almas (Stannard, 1995), 

na Bahia, e, na década de 2000, a lista de espécies de 

Catolés (Zappi et al., 2003), no sul da Chapada Diamantina, 

e o início da publicação da flora de Grão-Mogol 

(Pirani et al., 2003), no norte da porção mineira do Espinhaço. 

Até o momento, foram publicadas monografias para 

aproximadamente metade das famílias da Serra do Cipó 

e 75% das famílias de Grão-Mogol. Vários estudos 

florísticos também têm sido elaborados para grupos 

particulares, tanto na porção mineira quanto na porção 

baiana do Espinhaço. Em sua maior parte, eles são 

temas utilizados para a formação de várias gerações de 

sistematas e servem de base para estudos em vários 

campos da biologia. No entanto, ainda são raras as obras 

que colocam esse conhecimento de maneira simples e 

Rapini, Ribeiro, Lambert & Pirani | 17 

acessível ao grande público. O livro de Harley & Giulietti 

(2004), compartilhando com o leitor a experiência obtida 

pelo casal durante décadas de estudos florísticos 

na Chapada Diamantina, é uma exceção. 

Os levantamentos florísticos em áreas de campos 

rupestres são garantias de novidades taxonômicas. Estima-se 

que um quarto das espécies novas descritas no 

Brasil entre 1997-2002 seja proveniente dos campos 

rupestres (Zappi et al., 2002). A Flora de Grão-Mogol, 

por exemplo, proporcionou o reconhecimento de aproximadamente 

60 espécies novas em mais de 20 famílias 

(Pirani et al., 2003). Em Catolés, foram pelo menos 

20 espécies novas, sete em Compositae (Zappi et al., 

2003), família que já havia apresentado 42 espécies 

novas no Pico das Almas (Harley, 1995), apenas 80 km 

de distância de Catolés. A diversidade de Compositae 

na Chapada Diamantina tem sido tão notável que a discrepância 

morfológica de algumas espécies tem sido 

evidenciada através da descrição de gêneros monoespecíficos: 

Bahianthus, Bishopiella, Catolesia e Semiria. 

Estudos detalhados em grupos diversificados nos 

campos rupestres também levam seguramente a novas 

descobertas taxonômicas. O levantamento das 

Asclepiadoideae (Apocynaceae) do Espinhaço de Minas 

Gerais (Rapini et al., 2001), por exemplo, detectou 

sete espécies novas, algumas delas em áreas relativamente 

bem coletadas, como o Sul da Cadeia e a Serra 

do Cipó, e propiciou o reconhecimento de Minaria 

(Konno et al., 2006; Figura 1), gênero com centro de 

diversidade no Espinhaço de Minas Gerais, mas até 

então taxonomicamente críptico, com espécies classificadas 

em gêneros pouco relacionados. A revisão 

taxonômica de Richterago (Compositae) é outro exemplo. 

O gênero está concentrado nos campos rupestres 

da Cadeia do Espinhaço, e sua revisão taxonômica propiciou 

o reconhecimento de cinco espécies novas (Roque, 

2001), aumentando em quase 50% o número de 

espécies no gênero. 

DIVERSIDADE E PADRÕES DE DISTRIBUIÇÃO 

A Cadeia do Espinhaço é o centro de diversidade de 

vários grupos de plantas e estima-se que sua flora inclua 

mais de 4.000 espécies (Giulietti et al., 1997). 

Todavia, essa estimativa ainda parece bastante modesta. 

Somente a Serra do Cipó, com aproximadamente 

200 km 2 , menos que 5% da Cadeia, abriga mais que um 

terço dessa diversidade (Giulietti et al., 1987). A região, 

no entanto, continua apresentando espécies e ocorrências 

novas regularmente (e.g., Rapini et al., 2002) e, 



FIGURA 1 – Minaria magisteriana (Rapini) T.U.P.Konno & Rapini, touceira em primeiro plano, aparecendo 

entre rochas, em ambiente típico de campos rupestres. O gênero Minaria foi descrito recentemente 

(Konno et al., 2006) e possui 19 espécies, das quais 14 são endêmicas de pequenas áreas em campos 

rupestres; cinco delas eram desconhecidas até 2000. Essa espécie foi descrita somente em 2002 e é 

endêmica da Serra do Cipó, sendo conhecida por apenas duas pequenas populações, ambas de fácil 

acesso e fora dos limites do Parque Nacional. 

confrontando a lista de Giulietti et al. (1987) com monografias 

mais recentes para a Serra do Cipó, é possível 

observar um acréscimo substancial no número de 

espécies em várias famílias. 

Elementos de outras formações vegetais, sobretudo 

dos cerrados, são freqüentes na flora dos campos rupestres 

e alguns representantes são compartilhados com 

as restingas, ambientes com condições edáficas e climáticas 

semelhantes às encontradas nas serras do Espinhaço. 

Uma grande proporção de sua diversidade é 

exclusiva dos campos rupestres, evetualmente aparecendo 

de maneira disjunta no Espinhaço, no sul de Minas 

Gerais, em Goiás e nos Tepuis. A maioria dessas 

espécies, no entanto, apresenta distribuição restrita e 

a composição florística dos campos rupestres do Espinhaço 

é marcada pela alta taxa de endemismos, talvez 

a maior dentre as formações vegetais brasileiras 

(Giulietti et al., 1987, 1997; Giulietti & Pirani, 1988; 

Harley, 1995). 


Algumas espécies endêmicas ao Espinhaço ocorrem 

ao longo de toda a Cadeia (Giulietti et al., 1987), porém 

várias são microendêmicas. Assim, apenas uma pequena 

parcela dessas espécies é compartilhada pelas porções 

mineira e baiana da Cadeia (e.g., Giulietti & Pirani, 

1988; Rapini et al., 2002) e a similaridade florística entre 

áreas do Espinhaço costuma ser surpreendentemente 

baixa, mesmo em localidades vizinhas (Zappi et al., 

2003; Conceição et al., 2005; Azevedo & Berg, 2007). 

Alguns grupos (e.g., Chamaecrista, em Leguminosae, e 

Cambessedesia, em Melastomataceae) são igualmente 

diversos na porção mineira e na baiana, apresentando 

grande concentração de endemismos em ambas. Outros 

estão desigualmente distribuídos, com centro de 

diversidade na porção mineira (e.g. Minaria, em 

Apocynaceae, Pseudotrimezia, em Iridaceae, Senna, em 

Leguminosae, Lavoisiera, em Melastomataceae, e 

Decleuxia, em Rubiaceae) ou na porção baiana (e.g. 

Marcetia, em Melastomataceae, Calliandra, em

Leguminosae, além de gêneros da tribo Gyptidinae, 

Lasiolaena, Agrianthus e Stylotrichium, em Compositae). 

A disjunção de 300 km entre os campos rupestres de 

Minas Gerais e da Bahia parece representar uma barreira 

importante à migração de plantas e a diferenciação 

genética entre populações dessas duas porções tem sido 

notada também através de inversões na freqüência relativa 

de alelos e através de alelos exclusivos (Borba 

et al., 2001; Ribeiro et al., 2007). 

Apesar das diferenças florísticas entre os levantamentos 

realizados ao longo do Espinhaço (e.g., Giulietti 

et al., 1987; Stannard, 1995, Zappi et al., 2003; Pirani 

et al., 2003), eles confirmam a grande diversidade e as 

altas taxas de espécies microendêmicas nos campos 

rupestres e concordam que existe uma grande diferença 

amostral entre eles. Discrepâncias no esforço 

amostral podem distorcer a percepção sobre centros 

de diversidade e endemismos (Rapini et al., 2002), levando 

a conclusões equivocadas sobre relações florísticas 

e definições imprecisas acerca da distribuição das 

espécies (Gaston, 1994). Esse fenômeno é especialmente 

influente nos campos rupestres, onde uma parcela significativa 

da diversidade é composta por espécies pouco 

freqüentes (Conceição et al., 2005), aumentando as 

chances de falsas ausências. A grande concentração de 

espécies raras, seja pela distribuição espacialmente restrita 

ou pela baixa freqüência com que aparecem nas 

comunidades, dificulta o acesso integral da diversidade 

dos campos rupestres e exige, então, a realização 

de levantamentos florísticos intensivos e prolongados. 

DIVERSIFICAÇÃO E VARIABILIDADE POPULACIONAL 

A alta diversidade beta dos campos rupestres parece 

estar relacionada à sua distribuição descontínua ao longo 

do Espinhaço e às heterogeneidades macroespaciais 

(altitudinal, topográfica e latitudinal) e microespaciais 

(edáficas e microclimáticas). Uma das hipóteses para 

explicar sua diversificação está relacionada às oscilações 

climáticas durante o Quaternário. Nos períodos 

interglaciais, os campos rupestres ficariam retraídos às 

regiões mais elevadas das serras e, nos glaciais, ampliariam 

sua extensão para as regiões mais baixas. O 

processo de contrações e expansões sucessivas promoveria 

a diferenciação entre populações vicariantes durante 

os períodos mais quentes e úmidos e possibilitaria 

o fluxo gênico e eventuais hibridações entre elas durante 

os mais frios e secos (Harley, 1995; Giulietti et al., 

1997). Os limites de distribuição dos campos rupestres, 

no entanto, parecem ser estabelecidos principalmente 


por fatores edáficos e mudanças climáticas talvez fossem 

insuficientes para promover a expansão dos campos 

rupestres ou sua invasão por matas ou cerrados. 

As disjunções entre os campos rupestres, portanto, seriam 

bem antigas e a distribuição das espécies estaria 

associada basicamente a sua capacidade de dispersão 

(Alves & Kolbek, 1994). 

A íntima associação das espécies endêmicas do Espinhaço 

com os campos rupestres sugere que seus indivíduos 

necessitam de condições bastante particulares 

para sobrevivência ou não são competitivos em 

outros ambientes (Alves & Kolbek, 1994). Essa 

especificidade ambiental é muitas vezes hipoteticamente 

associada à baixa diversidade genética (e.g., Lowry 

& Lester, 2006, e referências lá citadas). Espécies com 

distribuição restrita tendem a ser geneticamente menos 

diversas (Hamrick & Goldt, 1989; Gitzendanner & 

Soltis, 2000), mas ainda não está claro se a baixa diversidade 

é a causa ou a conseqüência. Além disso, essa 

suposta correlação entre diversidade genética e espécies 

raras tem sido desmistificada por uma série de 

exemplos (Gitzendanner & Soltis, 2000), inclusive nos 

campos rupestres do Espinhaço (Borba et al., 2001; 

Gomes et al., 2004; Viccini et al., 2004; Lambert et al., 

2006a, Franceschinelli et al., 2006; Pereira et al., 2007), 

onde espécies de distribuição mais ampla apresentam 

menor diversidade quando comparadas às suas 

congenéricas mais raras. Assim, outros fatores associados 

a plantas raras, como a baixa capacidade de dispersão 

e a idade da linhagem (Gaston, 1994), devem estar 

influenciando o tamanho da área de ocupação de algumas 

espécies. 

Naturalmente fragmentadas por barreiras geográficas 

e por especificidades relacionadas a microhábitats, 

as populações dos campos rupestres possuem tamanhos 

reduzidos, sendo teoricamente mais susceptíveis 

a endogamia e a flutuações aleatórias das freqüências 

alélicas (deriva genética). A endogamia levaria à redução 

de heterozigotos e a deriva genética, em última 

instância, à perda de alelos. Esses fenômenos atuando 

de maneira combinada contribuiriam para a redução 

rápida da diversidade genética e para estruturação das 

populações, podendo culminar com o isolamento 

reprodutivo e a diferenciação morfológica. Essa estruturação 

poderia estar acontecendo também numa 

escala menor, através de um gradiente ambiental proporcionado 

por fatores edáficos, por exemplo, criando 

uma situação propícia para diferenciações mesmo em 

subpopulações espacialmente próximas (Vitta, 2002). 

A baixa variabilidade e a estruturação genética esperada 

em populações fragmentadas têm sido observadas 



em espécies endêmicas do Espinhaço (Borba et al., 

2001; Franceschinelli et al., 2006; Pereira et al., 2007), 

porém esse não parece ser o padrão. A maioria das 

espécies endêmicas estudadas no Espinhaço apresenta 

níveis elevados de variabilidade genética, alguns 

deles maiores do que os listados para plantas em 

Hamrick e Goldt (1989). Estudos em gêneros com espécies 

representadas no Espinhaço (Borba et al., 2001; 

Viccini et al., 2004; Cavallari et al., 2006; Azevedo 

et al., 2007; Ribeiro et al., 2007) sugerem que os níveis 

de variabilidade genética são característicos de cada 

grupo e, portanto, possivelmente condicionados por 

restrições filogenéticas. 

A hibridação também pode desempenhar um papel 

importante na diversificação da flora dos campos rupestres. 

Cerca de um quarto das espécies de plantas 

são capazes de hibridarem e esse mecanismo parece 

ser comum em populações pequenas (Rieseberg, 1997; 

Mallet, 2007). Nos campos rupestres, isso não deve ser 

diferente e a existência de híbridos naturais tem sido 

evidenciada em espécies de cactos (Lambert et al., 

2006a,b) e orquídeas (Azevedo et al., 2006). Bulbophyllum 

wedelli (Lindl.) Rchb. f. e B. involutum Borba, Semir, F. 

Barros (Orchidaceae), duas espécies morfologicamente 

distintas, mas com alta similaridade genética, parecem 

hibridar na Serra do Cipó e em Mucugê, apresentando 

introgressão com um de seus parentais em Mucugê (Azevedo 

et al., 2006). Esse exemplo sugere que os campos 

rupestres podem funcionar como uma área de testes 

para combinações interespecíficas e híbridos não devem 

ser raros, mas apenas difíceis de serem detectados. 

A presença de poliplóides nas poucas contagens 

cromossômicas realizadas em espécies do Espinhaço 

(Melo et al., 1997; Viccini et al., 2006) reforçam essa 

possibilidade. 

Muito pouco se conhece sobre a biologia das espécies 

do Espinhaço. Ainda assim, estudos na Chapada 

Diamantina (Conceição, 2006) têm revelado que a 

polinização nos campos rupestres é predominantemente 

biótica, realizada por insetos e aves, e a dispersão 

é predominantemente abiótioca, anemocórica ou 

autocórica. Tal padrão sugere que a variabilidade genética 

observada nas populações de várias espécies de 

campos rupestres pode ser mantida essencialmente pelo 

fluxo gênico através da polinização, estando fortemente 

associado ao comportamento dos polinizadores. 

A dispersão, por outro lado, parece ser limitada e a dificuldade 

para os diásporos alcançarem ambientes 

favoráveis disjuntos pode ser a principal razão para 

distribuição restrita de várias espécies de campos 

rupestres. 


CONSERVAÇÃO 

O Espinhaço é marcado, em praticamente toda a sua 

extensão, por uma ocupação humana antiga vinculada 

à extração de ouro ou diamantes e atividades associadas. 

No entanto, com o declínio das jazidas no final do 

século XIX, as cidades perderam importância e várias 

delas vivem atualmente de sua história, encontrando 

no turismo sua principal atividade econômica. Outras 

estão resignadas a atividades em pequena escala, como 

a agricultura de subsistência e o extrativismo. 

Devido à topografia irregular e ao solo impróprio para 

agricultura, os campos rupestres não parecem sofrer pressão 

antrópica acentuada. No entanto, estão sujeitos a 

queimadas freqüentes. Em alguns pontos, estão sendo 

substituídos por monoculturas de eucaliptos e pinheiros. 

Em outros, principalmente próximos aos centros 

urbanos, o aumento no número de casas de veraneio e 

pousadas é surpreendente. São comuns também a coleta 

de toneladas de capítulos de sempre-vivas (principalmente 

Eriocaulaceae e Xyridaceae) para exportação, a 

retirada de orquídeas, cactos e bromélias para cultivo e 

a extração de diferentes espécies de canelas-de-ema (ou 

candombás) resinosas para combustível (Giulietti et al., 

1997). Muitas dessas populações são pequenas e a retirada 

de indivíduos nesses casos pode reduzir significativamente 

e de maneira irreversível sua variabilidade 

(e.g. Cavallari et al., 2006), podendo desencadear um 

processo que culminará com sua extinção. A interferência 

humana nas comunidades dos campos rupestres, 

portanto, não é desprezível e já tem sido notada através 

da menor variabilidade genética e morfológica em 

populações de plantas do Espinhaço (e.g., Gomes et al., 

2004; Pereira et al., 2007; Ribeiro et al., 2007). 

O grande número de espécies vegetais exclusivas dos 

campos rupestres rende à sua flora a condição de insubstituível. 

Suas espécies microendêmicas são muitas 

vezes representadas apenas por pequenas populações 

e estão por isso mais suscetíveis a episódios estocásticos 

naturais ou provocados pelo homem. Portanto, os 

campos rupestres são intrinsicamente ricos em espécies 

vulneráveis e necessitam de proteção especial 

(Burman, 1991). A consciência de que a flora das serras 

do Espinhaço deve ser conservada não é recente e tem 

sido reforçada a cada novo levantamento. Em meados 

de 1980, foram criados os Parques Nacionais da Serra 

do Cipó e da Chapada Diamantina. A partir de então, 

outras unidades de conservação cobrindo áreas importantes 

de campos rupestres foram estabelecidas, dentre 

elas o Parque Estadual de Grão-Mogol, em 1998, e 

o Parque Nacional das Sempre-Vivas, no Planalto de

Diamantina. Em 2005, então, a UNESCO decretou a porção 

mineira do Espinhaço Reserva da Biosfera. 

Ainda são poucos os estudos capazes de estabelecer 

prioridades para a conservação da biodiversidade nos 

campos rupestres. Apesar de importantes, várias unidades 

de conservação não representam toda a heterogeneidade 

biológica regional e não possuem uma 

configuração ideal para conservação e manejo efetivo 

de sua biodiversidade (Funch & Harley, 2007). Para se 

proteger os campos rupestres é imprescindível conhecer 

as espécies que ali ocorrem e como elas estão distribuídas. 

Essa tarefa vem sendo realizada por várias 

gerações de pesquisadores e a alta concentração de 

espécies raras tem justificado a continuidade dos estudos 

florísticos na região. De posse desses dados áreas 

mais ameaçadas e ricas em endemismos podem ser detectadas 

e sua conservação priorizada. Áreas ricas em 

endemismos, no entanto, não necessariamente maximizam 

a diversidade genética ou taxonômica (Reid, 

1998). Algumas espécies podem representar linhagens 

evolutivamente mais isoladas, atrelando a si uma diversidade 

filogenética que nem sempre é refletida na 

riqueza taxonômica (Forest et al., 2007). Estudos mais 

detalhados em espécies do Espinhaço, portanto, são 

essenciais para a detecção de padrões de diversidade 

que podem estar passando despercebidos, mas que também 

precisam ser preservados. 

A grande heterogeneidade espacial e as condições 

ambientais extremas nos campos rupestres criam limitações 

múltiplas de recursos e propiciam a coexistência 

de um grande número de espécies (Tilman, 1994), o 

que é refletido na alta diversidade beta que caracteriza 

essa formação. Cada região possui uma composição florística 

única, mantendo padrões similares de riqueza em 

número de espécies e representatividade taxonômica 

(Conceição & Pirani, 2007). Assim, ao mesmo tempo em 

que essas regiões são igualmente importantes em termos 

de diversidade, não são equivalentes em termos de 

composição florística. Estratégias de conservação da biodiversidade 

nos campos rupestres não devem, portanto, 

estar restritas à criação de reservas pontuais (Rapini 

et al., 2002). São necessárias também estratégias 

abrangentes, capazes de proteger os campos rupestres 

em toda sua extensão e de maneira permanente. 

Espécies raras podem contribuir de maneira significativa 

para o funcionamento das comunidades e, 

conseqüentemente, para a manutenção de sua biodiversidade 

(Lyons et al., 2005). Isso é especialmente 

verdadeiro nos campos rupestres, onde uma grande 

parcela da flora é composta por espécies endêmicas. 

Trabalhos com espécies raras, no entanto, ainda são 

escassos e dispersos (Bevill & Louda, 1999). Estudos 

combinando biologia reprodutiva, variabilidade genética, 

citologia, biogeografia e ecologia com resultados 

filogenéticos e filogeográficos em grupos representativos 

dos campos rupestres são fundamentais nesse momento. 

Eles produzirão informações robustas sobre os 

padrões evolutivos envolvidos na origem e manutenção 

de espécies raras e fornecerão dados valiosos para 

a elaboração de planos de manejo que poderão ser aplicados 

em todo o Espinhaço, auxiliando na conservação 

da biodiversidade dos campos rupestres, mesmo fora 

das unidades de conservação. 

CONCLUSÃO 

Durante os séculos XVIII e XIX, a grande fonte de riqueza 

da Cadeia do Espinhaço esteve baseada na produção 

de minérios. Atualmente, ela está concentrada 

em sua biodiversidade. É necessário compreender a 

origem e manutenção dessa biodiversidade e aplicar o 

conhecimento científico de modo a garantir sua conservação. 

A sociedade deve estar ciente da importância 

desse patrimônio inigualável e contribuir para que 

sua preservação extrapole os limites estabelecidos pelas 

unidades de conservação. Os campos rupestres representam 

uma fonte incalculável de riqueza e, se bem 

cuidados, poderão ser mantidos indefinidamente. 

AGRADECIMENTOS 

Agradecemos nossos colegas Abel A. Conceição, Ana 

Maria Giulietti-Harley, Luciano P. Queiroz, Eduardo L. 

Borba, Andréa Karla S. Santos e Silvana C. Ferreira por 

nos emprestarem um pouco da experiência deles com 

os campos rupestres do Espinhaço e ao Cássio van den 

Berg pela revisão do abstract. 

REFERÊNCIAS BIBLIOGRÁFICAS 


Alvez, R.J.V. & J. Kolbek. 1994. Plant species endemism in savanna 

vegetation on table mountains (Campo Rupestre) in Brasil. 

Vegetatio 113: 125-139. 

Azevedo, C.O. & C. Berg. 2007. Análise comparativa de áreas de 

campo rupestre da Cadeia do Espinhaço (Bahia e Minas Gerais) 

baseada em espécies de Orchidaceae. Sitientibus, série 

Ciências Biológicas 7: 199-210. 

Azevedo, C.O., E.L. Borba & C. Berg. 2006. Evidence of natural 

hybridization and introgression in Bulbophyllum involutum 

Borba, Semir & F. Barros and B. weddellii (Lindl.) Rchb. f. 



(Orchidaceae) in the Chapada Diamantina, Brazil, by using 

allozyme markers. Revista Brasileira de Botânica 29: 415-421. 

Azevedo, M.T.A., E.L. Borba, J. Semir & V.N. Solferini. 2007. High 

genetic variability in Neotropical myophilous orchids. 

Botanical Journal of the Linnean Society 153: 33-40. 

Bevill, R.L. & Louda, S.M. 1999. Comparisons of related rare 

and common species in the study of plant rarity. Conservation 

Biology 13: 493-498. 

Borba, E.L., J.M. Felix, V.N. Solferini & J. Semir. 2001. Flypollinated 

Pleurothallis (Orchidaceae) species have high genetic 

variability: evidence from isozyme markers. American Journal 

of Botany 88: 419-428. 

Burman, A. 1991. Saving Brazil’s savannas. New Scientist 1758: 

30-34. 

Cavallari, M.M., R.C. Forzza, E.A. Veasey, M.I. Zucchi & G.C.X. 

Oliveira. 2006. Genetic variation in three endangered species 

of Encholirium (Bromeliaceae) from Cadeia do Espinhaço, 

Brazil, detected using RAPD markers. Biodiversity and 

Conservation 15: 4357-4373. 

Conceição, A.A. 2006. Plant ecology in ‘Campos Rupestres’ of 

the Chapada Diamantina, Bahia. In: L.P. Queiroz, A. Rapini, 

A.M. Giulietti. (Org.). Towards greater knowledge of the 

Brazilian semi-arid biodiversity. pp. 63-67. Ministério da Ciência 

e Tecnologia, Brasília. 

Conceição, A.A. & A.M. Giulietti. 2002. Composição florística e 

aspectos estruturais de campo rupestre em dois platôs do 

Morro do Pai Inácio, Chapada Diamantina, Bahia, Brasil. 

Hoehnea 29: 34-48. 

Conceição, A.A. & J.R. Pirani. 2005. Delimitação de hábitats em 

campos rupestres na Chapada Diamantina, Bahia: Substrato, 

composição florística e aspectos estruturais. Boletim de Botânica 

da Universidade de São Paulo 23: 85-111. 

Conceição, A.A. & J.R. Pirani. 2007. Diversidade em quatro áreas 

de campos rupestres na Chapada Diamantina, Bahia, Brasil: 

espécies distintas, mas riquezas similares. Rodriguésia 

58: 193-206. 

Conceição, A.A., A. Rapini, J.R. Pirani, A.M. Giulietti, R.M. Harley, 

T.R.S. Silva, A.K.A. Santos, C. Cosme, I.M. Andrade, J.A.S. Costa, 

L.R.S. Souza, M.J.G. Andrade, R.R. Funch, T.A. Freitas, 

A.M.M. Freitas & A.A. Oliveira. 2005. Campos Rupestres. In: 

F.A. Juncá, L. Funch & W. Rocha (org.). Biodiversidade e conservação 

da Chapada Diamantina. pp. 153-180. Ministério do 

Meio Ambiente, Brasília. 

Forest, F., R. Greyner, M. Rouget, T. Jonathan Davies, R.M. 

Cowling, D.P. Faith, A. Balmford, J.C. Manning, S. Proches, M. 

Bank, G. Reeves, T.A. Hedderson, & V. Savolainen. 2007. 

Preserving the evolutionary potential of floras in biodiversity 

hotspots. Nature 445: 757-760. 

Franceschinelli, E.V., C.M. Jacobi, M.G. Drummond & M.F.S. 

Resende. 2006. The genetic diversity of two Brazilian Vellozia 

(Velloziaceae) with different patterns of spatial distribution 

and pollination biology. Annals of Botany 97: 585-592. 

Funch, R.R. & R.M. Harley. 2007. Reconfiguring the boundaries 

of the Chapada Diamantina National Park (Brazil) using 

ecological criteria in the context of human-dominated 

landscape. Landscape and Urban Planning 83: 355-362. 

Gaston, K.J. 1994. Rarity. Chapman & Hall, London. 

Gitzendanner, M.A. & P.S. Soltis. 2000. Patterns of genetic 

variation in rare and widespread plant congeners. American 

Journal of Botany 87: 783-792. 


Giulietti, A.M. & J.R. Pirani. 1988. Patterns of geographical 

distribution of some plant species from Espinhaço range, 

Minas Gerais and Bahia, Brazil. In: P.E. Vanzolini & W.R. Heyer 

(eds). pp. 39-69. Proceedings of a workshop on Neotropical 

distribution patterns. Academia Brasileira de Ciências, Rio 

de Janeiro. 

Giulietti, A.M., N.L. Menezes, J.R. Pirani, M. Meguro & M.G.L. 

Wanderley. 1987. Flora da Serra do Cipó, Minas Gerais: Caracterização 

e lista de espécies. Boletim de Botânica da Universidade 

de São Paulo 9: 1-152. 

Giulietti, A.M., J.R. Pirani & R.M. Harley. 1997. Espinhaço range 

region. Eastern Brazil. In: S.D. Davis, V.H. Heywood, O. 

Herrera-MacBryde, J. Villa-Lobos & A.C. Hamilton (eds). 

Centres of plant diversity. A guide and strategies for the 

conservation, Vol. 3. The Americas. pp. 397-404. WWF/IUCN, 

Cambridge. 

Gomes, V., R.G. Collevatti, F.A.O. Silveira & G.W. Feranandes. 

2004. The distribution of genetic variability in Baccharis 

concinna (Asteraceae), an endemic, dioecious and threatened 

shrub of rupestrian fields of Brazil. Conservation Genetics 

5: 157-165. 

Hamrick, J.L. & M.J. Godt. 1989. Allozyme diversity in plant 

species. In: A.H.D. Brown, M.T. Clegg, A.L. Kahler & B.S. Weir 

(eds). Plant population genetics, breeding and genetic 

resources. pp 43-63. Sinauer, Sunderland. 

Harley, R.M. 1995. Introduction. In: B.L. Stannard (ed.). Flora of 

the Pico das Almas, Chapada Diamantina, Bahia. pp. 1-40. 

Royal Botanic Gardens, Kew. 

Harley, R.M. & A.M. Giulietti. 2004. Flores Nativas da Chapada 

Diamantina. Trilhas botânicas ilustradas nas montanhas do 

Nordeste do Brasil. Rima, São Carlos. 

Harley, R.M. & N.A. Simmons. 1986. Florula of Mucuge. Chapada 

Diamantina – Bahia, Brazil. Royal Botanic Gardens, Kew. 

Konno, T.U.P., A. Rapini, D.J. Goyder & M.W. Chase. 2006. The 

new genus Minaria (Asclepiadoideae, Apocynaceae). Taxon 

55: 421-430. 

Lambert, S.M., E.L. Borba & M.C. Machado. 2006a. Allozyme 

diversity and morphometrics of the endangered Melocactus 

glaucescens (Cactaceae), and investigation of the putative 

hybrid origin of Melocactus × albicephalus (Melocactus ernestii 

X M. glaucescens) in north-eastern Brazil. Plant Species Biology 

21: 93-108. 

Lambert, S.M., E.L. Borba, M.C. Machado & S.C.S. Andrade. 

2006b. Allozyme diversity and morphometrics of Melocactus 

paucispinus (Cactaceae) and evidence for hybridization with 

M. concinnus in the Chapada Diamantina, Northeastern Brazil. 

Annals of Botany 97: 389-403. 

Lowry, E. & S.E. Lester. 2006. The biogeopgraphy of plant 

reproduction: potential determinants of species’ range sizes. 

Journal of Biogeography 33: 1975-1982. 

Lyons, K.G., C.A. Brigham, B.H. Traut & M.W. Schwartz. 2005. 

Rare species and ecosystem functioning. Conservation Biology 

19: 1019-1024. 

Mallet, J. 2007. Hibrid speciation. Nature 446: 279-283. 

Melo, N.F., M. Guerra, A.M. Benko-Iseppon & N.L. Menezes. 

1997. Cytogenetics and Cytotaxonomy of Velloziaceae. Plant 

Systematics and Evolution 204: 257-273. 

Pereira, A.C., E.L. Borba & A.M. Giulietti. 2007. Genetic and 

morphological variability of the endangered Syngonanthus

mucugensis Giul. (Eriocaulaceae) from the Chapada Diamantina, 

Brazil: implications for conservation and taxonomy. 

Botanical Journal of the Linnean Society 153: 401-416. 

Pirani, J.R., R. Mello-Silva & A.M. Giulietti. 2003. Flora de Grão- 

Mogol, Minas Gerais, Brasil. Boletim de Botânica da Universidade 


Rapini, A., R. Mello-Silva & M.L. Kawasaki. 2001. Asclepiadoideae 

(Apocynaceae) da Cadeia do Espinhaço de Minas Gerais, 

Brasil. Boletim de Botânica da Universidade de São Paulo 

19: 55-169. 

Rapini, A., R. Mello-Silva & M.L. Kawasaki. 2002. Richness and 

endemism in Asclepiadoideae (Apocynaceae) from the Espinhaço 

Range of Minas Gerais, Brazil – a conservationist view. 

Biodiversity and Conservation 11: 1733-1746. 

Reid, W.V. 1998. Biodiversity hotspots. Trends in Ecology and 

Evolution 13: 275-280. 

Ribeiro, P.L., E.L. Borba, E.C.Smidt, S.M. Lambert, A. Selbach- 

Schnadelbach & C. Berg. 2007. Genetic and morphological 

variation in the Bulbophyllum exaltatum (Orchidaceae) complex 

occurring in the Brazilian “campos rupestres”: implications 

for taxonomy and biogeography. Lankesteriana 7: 97-101. 

Rieseberg, L.H. 1997. Hybrid origins of plant species. Annual 

Review of Ecology and Systematics 28: 359-389. 

Roque, N. 2001. Five new species of the genus Richterago Kuntze 

(Compositae, Mutisieae): an endemic genus from Brazil. 

Novon 11: 341-349. 

Stannard, B.L. (ed.). 1995. Flora of the Pico das Almas, Chapada 

Diamantina, Bahia. Royal Botanic Gardens, Kew. 


Tilman, D. 1994. Competition and biodiversity in spatially 

structured habitats. Ecology 75: 2-16. 

Viccini, L.F, D.C.S. Costa, M.A. Machado & A.L. Campos. 2004. 

Genetic diversity among nine species of Lippia (Verbenaceae) 

based on RAPD markers. Plant Systematics and Evolution 

246: 1-8. 

Viccini, L.F., P.M.O. Pierre, M.M. Praça, D.C.S. Costa, E.C. 

Romanel, S.M. Souza, P.H.P. Peixoto & F.R.G. Salimena. 2006. 

Chromosome numbers in the genus Lippia (Verbenaceae). 

Plant Systematics and Evolution 256: 171-178. 

Vitta, F.A. 2002. Diversidade e conservação da flora nos campos 

rupestres da Cadeia do Espinhaço em Minas Gerais. In: 

E.L. Araújo, A.N. Moura, E.V.S.B. Sampaio, L.M.S. Gestinári & 

J.M.T. Carneiro (eds). Biodiversidade, conservação e uso sustentável 

da flora do Brasil. pp. 90-94. Imprensa Universitária, 

Recife. 

Zappi, D.C., E. Lucas, B.L. Stannard, E. Lughadha, J.R. Pirani, 

L.P. Queiroz, S. Atkins, N. Hind, A.M. Giulietti, R.M. Harley, 

S.J. Mayo & A.M. Carvalho. 2002. Biodiversidade e conservação 

na Chapada Diamantina, Bahia: Catolés, um estudo de 

caso. In: E.L. Araújo, A.N. Moura, E.V.S.B. Sampaio, L.M.S. 

Gestinári & J.M.T. Carneiro (eds). Biodiversidade, conservação 

e uso sustentável da flora do Brasil. pp. 87-89. Imprensa 

Universitária, Recife. 

Zappi, D.C., E. Lucas, B.L. Stannard, E. Lughadha, J.R. Pirani, 

L.P. Queiroz, S. Atkins, N. Hind, A.M. Giulietti, R.M. Harley, 

S.J. Mayo & A.M. Carvalho. 2003. Lista de plantas vasculares 

de Catolés, Chapada Diamantina, Bahia, Brasil. Boletim de 

Botânica da Universidade de São Paulo 21: 345-398. 


○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ 

Diversidade dos campos rupestres 

ferruginosos no Quadrilátero Ferrífero, MG 

CLAUDIA MARIA JACOBI* 

FLÁVIO FONSECA DO CARMO 

Departamento de Biologia Geral, Instituto de Ciências Biológicas, UFMG 

* e-mail: jacobi@icb.ufmg.br 

RESUMO 

Os campos rupestres ferruginosos, conhecidos como vegetação de canga, estão concentrados 

no Quadrilátero Ferrífero, em áreas associadas a gigantescos depósitos de minério de ferro. É 

um dos ecossistemas menos estudados de Minas Gerais, embora entre os mais ameaçados, 

principalmente devido à intensa atividade mineradora associada a seus afloramentos de ferro. 

Os poucos e recentes levantamentos florísticos restritos a estes afloramentos, que somados 

não chegam a uma área de 260 ha, indicaram uma alta diversidade alfa e beta. Em quatro 

levantamentos foram identificadas 86 famílias, 250 gêneros e 458 espécies de plantas vasculares, 

distribuídos nos diversos habitats resultantes de uma evolução geomorfológica muito 

peculiar. As espécies comuns a esses afloramentos, entretanto, não chegam a 5%. Comparadas 

com outros afloramentos rochosos, como os de quartzito, as cangas contribuem substancialmente 

para a diversidade regional da flora. Um dos grupos vegetais mais relevantes para a 

conservação de regiões metalíferas são as metalófitas, com espécies capazes de crescer na 

presença de metais tóxicos, podendo oferecer serviços ecológicos como a fitoextração, fitoestabilização 

e fitoprospecção. O incremento da atividade mineradora, aliado à carência de 

unidades de conservação que abrigam este ecossistema, constituem as principais ameaças 

aos campos rupestres ferruginosos. 

ABSTRACT 

Rupestrian ferruginous fields, known as canga vegetation, are concentrated in the Iron Quadrangle, 

in areas associated with massive iron ore deposits. They are one of the least studied ecosystems in 

Minas Gerais, although they are among the most threatened, mainly because of intense mining 

activities associated with ironstone outcrops. The few and very recent floristic surveys restricted 

to these outcrops, carried out in an area smaller than 260 ha, indicated high alpha and beta 

diversities. In four surveys, 86 families, 250 genera and 458 species of vascular plants were 

identified, distributed among the different habitats that resulted from a very peculiar 

geomorphologic evolution. The species common to all four outcrops, however, do not reach 5%. 

Compared to other rock outcrops such as quartzite, ironstone outcrops contribute substantially to 

the regional plant diversity. One of the plant groups most relevant for the conservation of 

metalliferous regions are the metallophytes, with species capable of growing in the presence of 


toxic metals and therefore potentially useful for phytoextraction, phytostabilization and 

phytoprospection. The increasing mining activities, together with the lack of conservation units 

that harbor this ecosystem, constitute the main threats to ferruginous fields. 

INTRODUÇÃO 

O Quadrilátero Ferrífero – QF, com uma área de aproximadamente 

7.200 km 2 , compõe o extremo sul da Cadeia 

do Espinhaço, que é considerada uma das regiões 

de maior diversidade florística da América do Sul (Harley, 

1995; Giulietti et al., 1997), com mais de 30% de endemismo 

em sua flora (Giulietti et al., 1987). Está inserido 

na zona de transição dos dois hotspots brasileiros: a Mata 

Atlântica e o Cerrado, e é considerado uma área de ‘importância 

biológica especial’ (Drummond et al., 2005). 

Esse status foi proposto devido à presença dos campos 

ferruginosos, a ocorrência de espécies vegetais restritas 

à região, e por constituir um ambiente único no 

estado. 

Formado por terrenos antigos e geologicamente complexos, 

com litologias variadas aflorando lado a lado 

(Alkmim & Marshak, 1998; Klein & Ladeira, 2000), o QF 

apresenta uma singular heterogeneidade da paisagem, 

com fitofisionomias integrando um mosaico moldado 

pela conjunção da topografia, litologia, clima e altitude. 

Para ilustrar esta multiplicidade, em apenas um km 2 

da Serra da Moeda (no sudoeste do QF) é possível encontrar 

floresta estacional semidecidual, matas ripárias, 

florestas montanas ou “capões de altitude”, campo cerrado, 

cerrado sensu strictu, campos rupestres quartzíticos, 

graníticos e campos rupestres ferruginosos. Estes 

últimos, conhecidos também como vegetação de canga, 

são encontrados principalmente nesta região e na Serra 

de Carajás – PA (Silva et al., 1996). No QF os campos 

ferruginosos estão associados a vários tipos de substratos 

ricos em ferro. Estes podem se apresentar totalmente 

fragmentados ou formando uma espessa e sólida 

couraça. Entre estes dois extremos ocorrem várias 

fisionomias campestres como campo limpo, campo sujo 

e os campos rupestres propriamente ditos. Devido à 

distribuição em áreas restritas, de difícil acesso, e por 

recobrirem importantes depósitos de minério de ferro, 

os afloramentos ferruginosos estão entre os ecossistemas 

mais ameaçados e menos estudados de Minas 

Gerais. Levantamentos florísticos exclusivamente nestes 

afloramentos são muito recentes (Mendonça, 2006; 

Jacobi et al., 2007; Viana & Lombardi, 2007; Stehmann 

& Oliveira, 2007). Nossos objetivos foram avaliar a di- 

Jacobi & Carmo | 25 

versidade da flora associada aos afloramentos ferruginosos 

no Quadrilátero Ferrífero, comparar esta com a 

de campos rupestres quartzíticos e discutir a importância 

da sua preservação e conhecimento. 

HETEROGENEIDADE ESPACIAL DOS AFLORAMENTOS 

FERRUGINOSOS 

Com uma distribuição descontínua, geralmente restrita 

aos topos de montanhas, os campos rupestres são reconhecidos 

mundialmente como centros de diversidade e 

endemismo de plantas (Alves & Kolbek, 1994; Porembski 

et al., 1994; Giulietti et al., 1997). No Brasil, os campos 

rupestres da Serra do Espinhaço são considerados centros 

de diversidade de famílias como Eriocaulaceae, 

Xyridaceae e Velloziaceae, com aproximadamente 90 % 

das suas espécies endêmicas dessa região (Giulietti et 

al., 2005), e de vários gêneros de Melastomataceae, 

Ericaceae e Asteraceae (Pirani et al., 2003). 

Nas montanhas formadas pelos gigantescos depósitos 

de minério de ferro que delimitam o QF estão 

localizados os conglomerados ferruginosos superficiais, 

conhecidos como cangas. Estes afloramentos são 

couraças compostas geralmente por minerais derivados 

das formações ferríferas bandadas, hematita 

compacta e fragmentos de itabirito cimentados por 

limonita (Dorr, 1964), que em alguns locais podem 

chegar a mais de 30 metros de espessura (Simmons, 

1963). Constituem verdadeiras “ilhas de ferro” distribuídas 

nos topos e encostas de algumas dessas serras, 

em altitudes que variam de 900 a 1900m. Na 

década de 1960, Dorr (1964) estimou que a cobertura 

total dessas cangas era de aproximadamente 10.000 

ha, uma área muito limitada quando comparada com 

a dos campos rupestres quartzíticos, que ocorrem ao 

longo de toda a Cadeia do Espinhaço, a Serra da Canastra, 

a Serra de São José e outras. 

A heterogeneidade topográfica das cangas, resultado 

de uma evolução geomorfológica muito peculiar 

(Rosière & Chemale, 2000), reflete-se numa variedade 

de ambientes, tendo sido identificados recentemente 

oito habitats associados aos afloramentos, cada um 

com predominância de diferentes comunidades de 


26 | Diversidade dos campos rupestres ferruginosos no Quadrilátero Ferrífero, MG 

plantas (Jacobi et al., 2007): paredões e entradas de cavernas, 

capões, tapetes de monocotiledôneas, fissuras 

na rocha, fendas e depressões, lagoas temporárias, cavidades 

alagadas e rocha exposta. A canga fornece 

assim condições ecológicas que geralmente diferem da 

paisagem adjacente, ou matriz. Esta heterogeneidade 

permite que os afloramentos ferruginosos constituam 

um refúgio para espécies adaptadas a condições xéricas, 

como a cactácea Arthrocereus glaziovii N.P.Taylor & D.C. 

Zappi e a condições mésicas, como Staurogyne minarum 

Kuntze (Acanthaceae) e Juncus sp. (Juncaceae). 

As plantas de campo rupestre ferruginoso, além das 

adaptações fisiológicas, morfológicas e reprodutivas 

típicas de afloramentos rochosos lato sensu, como 

esclerofilia, reprodução clonal e poiquiloidria, ou seja, 

a capacidade de resistir a ciclos de dessecação e reidratação 

(Gaff,1987; Giulietti et al., 1987), ainda possuem 

adaptações para se estabelecer em um substrato rico 

em metais pesados (Porto & Silva, 1989; Teixeira & 

Lemos Filho, 1998). 

DIVERSIDADES ALFA E BETA 

Estudos florísticos de comunidades campestres já 

foram realizados em áreas metalíferas no QF, porém 

muitas vezes sem uma clara distinção entre as comunidades 

associadas aos afloramentos ferruginosos, chamados 

por Rizzini (1997) de “canga couraçada”, das 

comunidades associadas a neossolos litólicos e cambissolos, 

entre outros (IBRAM, 2003), chamados por 

aquele autor de “canga nodular”. Embora estes dois 

tipos de substrato são ricos em minerais metálicos, 

principalmente o ferro, e apresentam uma fisionomia 

campestre, existem diferenças florísticas entre eles, 

caracterizando-se o primeiro por sustentar uma comunidade 

mais adaptada ao ambiente rupícola (Vincent, 

2004). Discutiremos aqui os resultados dos levantamentos 

florísticos realizados somente em afloramentos 

ferruginosos no QF (Mendonça, 2006; Jacobi 

et al., 2007; Viana & Lombardi, 2007; Stehmann & 

Oliveira, 2007). 

Os quatro levantamentos, agrupados em três regiões 

(Figura 1), evidenciaram, em uma área total estimada 

que não ultrapassa 260 ha, 86 famílias, 250 gêneros e 

458 espécies de plantas vasculares, agrupadas em 

11 famílias de pteridófitas com 21 espécies e 75 famílias 

de angiospermas (representando cerca de 34% 

das famílias encontradas no Brasil, sensu APG II, 2003) 

distribuídas em Magnoliídeas, com quatro famílias e 

10 espécies; Monocotiledôneas, com 15 famílias e 


114 espécies; e Eudicotiledôneas, com 56 famílias e 

313 espécies (Apêndice). 

As 15 famílias de angiospermas com maior riqueza de 

espécies foram Asteraceae (59 spp.), Poaceae (30 spp.), 

Orchidaceae e Myrtaceae (28 spp.), Melastomataceae 

(23 spp.), Fabaceae (18 spp.), Solanaceae (17 spp.), 

Rubiaceae (16 spp.), Apocynaceae, Cyperaceae e 

Bromeliaceae (13 spp. cada), Velloziaceae (11 spp.), 

Malpighiaceae, Euphorbiaceae e Verbenaceae (10 spp. 

cada). Os dez gêneros com maior riqueza de espécies 

foram Myrcia (13 spp.), Solanum (11 spp.), Vellozia (8 spp.), 

Baccharis, Eugenia e Panicum (7 spp. cada), Leandra 

(6 spp.), Lippia, Miconia e Passiflora (5 spp. cada ). Foram 

encontradas 34 espécies citadas na Lista Vermelha das 

Espécies Ameaçadas de Extinção da Flora de Minas 

Gerais (Mendonça & Lins, 2000). Destas, 18 estão 

ameaçadas de extinção, como Guatteria sellowiana 

Schltdl. (Annonaceae), Oncidium warmingii Rchb.f. 

(Orchidaceae), Ditassa linearis Mart. (Apocynaceae), 

Hololepis pedunculata DC. e Senecio pohlii Sch.Bip. ex 

Baker (Asteraceae), Nematanthus strigillosus (Mart.) 

H.E. Moore (Gesneriaceae); e 16 espécies estão presumivelmente 

ameaçadas, entre as quais Senecio 

adamantinus Banq. e Eremanthus incanus Less. 

(Asteraceae), Sarcoglottis schwackei Schltr. (Orchidaceae) 

e Coccoloba acrostichoides Cham. (Polygonaceae). 

Além da considerável diversidade alfa, relacionada 

aos tipos de microhabitats, as cangas apresentam uma 

alta diversidade beta, decorrentes do isolamento, e provavelmente 

de variações climáticas e mineralógicas do 

substrato ferruginoso (Vilela et al., 2004). Jacobi et al. 

(2007) encontraram uma similaridade florística de 27 % 

entre duas cangas distantes entre si apenas 32 km e, 

nos quatro levantamentos florísticos considerados aqui, 

menos de 5 % das espécies foram comuns a todos os 

afloramentos ferruginosos. Todas essas espécies são típicas 

de campos rupestres sensu lato, como Vellozia compacta 

Mart. (Velloziaceae), Tibouchina multiflora Cogn. 

(Melastomataceae) e as Asteraceae Dasyphyllum 

candolleanum (Gardner) Cabrera e Lychnophora pinaster 

Mart., esta última restrita a Minas Gerais (Pirani et al. 2003). 

FLORÍSTICA E DIVERSIDADE DE CAMPOS RUPESTRES 

QUARTZÍTICOS E SOBRE CANGA 

Quando comparados alguns estudos florísticos de campos 

rupestres realizados no Espinhaço mineiro, percebe-se 

que as cangas contribuem substancialmente 

para a diversidade regional (Tabela 1). Para esta comparação 

foram considerados estudos de campos rupestres


FIGURA 1 – Mapa das reservas de minério de ferro no Quadrilátero Ferrífero, identificando as maiores minas de extração de 

hematita compacta (círculos) e as regiões onde foram realizados os levantamentos florísticos em campos rupestres ferruginosos 

mencionados no presente trabalho. Região 1: Barão de Cocais; Região 2: Nova Lima, Serra da Calçada e PE da Serra do Rola 

Moça; Região 3: Serra da Moeda. Adaptado de Pires (2003). 

quartzíticos realizados na Serra do Cipó e em Grão- 

Mogol (Giulietti et al., 1987; Pirani et al., 2003) reconhecidos 

pelo intenso trabalho de amostragem florística 

e caracterização fitofisionomica. 

Analisando as 15 famílias de angiospermas mais ricas, 

observa-se que a maioria ocorre tanto em cangas 

quanto em campos rupestres quartzíticos, constituindo 

de 55% até 67% do total das espécies encontradas 

nestes estudos (Tabela 2). Entretanto, a sua representatividade 

varia em alguns casos. Eriocaulaceae e 

Xyridaceae não são bem representadas em cangas, 

embora sejam consideradas famílias típicas de campos 

rupestres (Menezes & Giulietti, 2000). A ausência de 

solos arenosos alagáveis e com grande quantidade de 

substâncias húmicas (solos escuros) pode explicar esse 

fato. Ao contrário, Solanaceae é bem representada nas 

cangas, e ausente nas comunidades quartzíticas. Provavelmente 

a presença freqüente de capões nestes 

ambientes permite um número maior de espécies de 

matas ou ecotonais. Isso pode também explicar a maior 

proporção de espécies de Rubiaceae e Myrtaceae, e 

a presença de gêneros como Myrcia, Solanum, Eugenia, 

Leandra e Miconia, que estão entre os mais ricos em 

número de espécies nos afloramentos ferruginosos. 

Bromeliaceae e Orchidaceae são bem representadas 

tanto em cangas quanto quartzito. Em cangas, estas 

famílias assumem uma maior proporção, sendo a maioria 

das espécies de hábito rupícola. 



TABELA1 – Alguns levantamentos florísticos de campos rupestres realizados no Espinhaço mineiro. 

LOCALIDADE ÁREA (ha) SUBSTRATO ESPÉCIES FAMÍLIAS REFERENCIA 

Serra do Cipó 20.000 quartzito 1590 138 Menezes & Giulietti, 2000 

Grão-Mogol 10.000 quartzito 1073 129 Pirani et al., 2003*** 

Serra de Itabirito 4.000 † quartzito, itabirito 412 83 Brandão et al., 1991** 

PE Itacolomi 2.000 † quartzito 300 67 Peron, 1989* 

Serra da Piedade 800 † quartzito, itabirito, canga? 305 55 Brandão & Gavilanes, 1990 

Serra do Ambrósio 700 † quartzito 84 40 Pirani et al., 1994 

Nova Lima 100 † canga 217 61 Mendonça, 2006 

Serra da Calçada 75 † canga 246 56 Viana & Lombardi, 2007 

Barão de Cocais 35 † canga 119 38 Stehmann & Oliveira, 2007 

PE S. Rola Moça 25 canga 138 46 Jacobi et al., 2007 

Serra da Moeda 20 canga 160 55 Jacobi et al., 2007 

Formações vegetais incluídas no estudo: 

* mata ripária, floresta estacional semidecidual e campos cerrados. 

** cerrado. 

*** campo limpo, cerrado, carrasco, matas de galeria e mata mesófila. 

† estimada. 

TABELA 2 – As 15 famílias de angiospermas com maior riqueza 

de espécies encontradas em campos rupestres ferruginosos 

do Quadrilátero Ferrífero e em campos rupestres quartzíticos 

da Serra do Cipó e de Grão-Mogol, MG (Giulietti et al. 1987; 

Pirani et al. 2003; Mendonça, 2006; Jacobi et al., 2007; Viana 

& Lombardi, 2007; Stehmann & Oliveira, 2007). 

FAMÍLIAS CANGAS S. CIPÓ GRÃO-MOGOL 

Apocynaceae 2,8 2,4 3,6 

Asteraceae 12,9 10,6 7,6 

Bignoniaceae –– –– 1,8 

Bromeliaceae 2,8 2,3 1,7 

Cyperaceae 2,8 2,0 3,2 

Eriocaulaceae –– 5,3 2,4 

Euphorbiaceae 2,2 1,5 3,1 

Fabaceae 3,9 6,7 9,7 

Malpighiaceae 2,2 2,6 2,4 

Melastomataceae 5,0 5,7 4,0 

Myrtaceae 6,1 2,8 3,2 

Orchidaceae 6,1 5,0 2,8 

Poaceae 6,5 8,2 3,8 

Rubiaceae 5,4 2,9 3,9 

Solanaceae 3,7 –– –– 

Velloziaceae 2,4 3,6 1,7 

Verbenaceae 2,2 –– –– 

Xyridaceae –– 2,9 –– 

Total 67,2 64,4 54,8 


Os afloramentos metalíferos em geral concentram 

espécies metalófilas endêmicas, (Whiting et al., 2004). 

Considerando o escasso número de levantamentos em 

canga, ainda é cedo para apontar espécies endêmicas 

exclusivas de afloramentos ferruginosos no QF. Apesar 

dos dados insuficientes, algumas espécies endêmicas 

como a cactácea Arthrocereus glaziovii (Taylor & Zappi, 

2004), ou possivelmente endêmicas como as bromélias 

Dyckia consimilis Mez e Vriesea minarum L.B. Sm. 

(Versieux, 2005) já foram relatadas, e provavelmente o 

número de endemismos seja muito maior. Estudos 

florísticos devem ser realizados em todo o QF, principalmente 

nas regiões leste e sul, para uma caracterização 

detalhada da flora e da distribuição geográfica das 

espécies de campos rupestres sobre canga. Ditassa 

monocoronata Rapini (Apocynaceae) descoberta em 2001 

(Rapini et al., 2002) e Vriesea longistaminea Paula & Leme 

(Bromeliaceae) descrita em 2004 (Leme & Paula, 2004) 

exemplificam essa situação. Ambas foram encontradas 

em regiões restritas e muito próximas a cavas de extração 

de minério de ferro. 

QUADRILÁTERO FERRÍFERO, UMA ECORREGIÃO 

METALÍFERA? 

O QF é considerado uma das mais importantes províncias 

minerais do mundo (Spier et al., 2003). O Brasil é o 

segundo maior produtor mundial de minério de ferro, 

e cerca de 75% desse minério é extraído no QF, onde

atualmente mais de 50 minas a céu aberto estão em 

atividade. A região também é uma grande produtora 

de alumínio, manganês, ouro e outros tipos de minerais 

(DNPM, 2006). 

Uma das comunidades vegetais mais relevantes para 

a conservação de regiões metalíferas com intensa atividade 

mineradora são as plantas metalófilas, compreendendo 

as pseudometalófitas, espécies que toleram solos 

com altas concentrações de metais, porém comumente 

encontradas em solos não metálicos; as eumetalófitas, 

que apresentam mecanismos de resistência e/ou 

tolerância, com táxons endêmicos de áreas metalíferas; 

e as hiperacumuladoras, que concentram altos valores 

de metais pesados nos tecidos (Whiting et al., 2004). 

Estas comunidades vegetais associadas aos substratos 

metalíferos podem oferecer serviços ecológicos como 

a fitoextração, fitoestabilização e fitoprospecção 

(Ginocchio & Baker, 2004). Atualmente no mundo diversos 

grupos de pesquisa estão focalizando a conservação 

e a utilização sustentável dessas comunidades 

(Cook & Johnson, 2002; Whiting et al., 2002; Reeves, 

2003), atendendo a recomendações da Convenção da 

Diversidade Biológica – CDB – para identificar e conservar 

as metalófitas. Whiting et al. (2004), por exemplo, 

sugeriram a inclusão destas recomendações no 

Sistema de Gestão Ambiental – ISO 14000. 

Apesar de existirem no país importantes regiões com 

afloramentos rochosos ricos em metais, como o próprio 

QF e a Serra de Carajás (Silva, 1991), a importância 

biológica das comunidades metalófilas ainda é subestimada 

no Brasil, em parte devido ao pequeno número 

de estudos ecológicos, geobotânicos e biogeográficos 

realizados até o presente. No QF já foram identificadas 

algumas metalófitas (sensu Whiting et al., 2004) associadas 

à canga, como Eremanthus erythropappus (DC.) 

N.F.F. MacLeish e E. glomerulatus Less. (Asteraceae), 

Microlicia crenulata Mart. e Trembleya laniflora Cogn. 

(Melastomataceae), que acumulam nas folhas concentrações 

de Cu, Fe, Mn, e Zn acima do disponível no 

substrato (Teixeira & Lemos-Filho, 1998), e metalófilas 

associadas a outros tipos de substratos metalíferos, 

como Podocarpus sellowii KL. (Podocarpaceae), Schinus 

terebinthifolius Raddi (Anacardiaceae), Paepalanthus 

sp. (Eriocaulaceae) e Vellozia sp. (Velloziaceae), que 

acumulam nos tecidos concentrações de Cd, Cu, Fe, Mn, 

Ni e Pb acima da normalidade (Porto & Silva, 1989). 

No mundo já foram propostos cinco “hotspots metalíferos”, 

todos eles em ecorregiões florestais ricas em 

biodiversidade e ameaçadas pelos impactos ambientais 

relacionados à intensa atividade de mineração. 

Somente um destes hotspots ocorre na América do Sul, 

representado por áreas localizadas nas Guianas e nos 

Andes (WWF & IUCN, 1999). O QF, em vista do seu contexto 

geo-econômico e importância biológica, cumpre 

com diversos requisitos listados por Dinerstein et al. 

(1995), para ser identificado como ecorregião. 

DESAFIOS PARA A CONSERVAÇÃO 


A maioria dos levantamentos florísticos em cangas no 

QF são muito recentes. Das quatro mencionadas neste 

estudo, duas já desapareceram por causa da mineração, 

e apenas uma está localizada em unidade de 

conservação, o que infelizmente parece refletir o status 

regional desse ameaçado ecossistema. Pode-se apenas 

especular o que já foi perdido com a eliminação histórica 

de um número considerável de cangas. Esse fato 

torna-se inquestionável quando se observa o contexto 

geo-econômico do QF, com uma intensa atividade de 

mineração gerando uma grande demanda por processos 

ambientais de licenciamento para pesquisa, concessões 

minerais e exploração. Somente na Área de Proteção 

Ambiental Sul da região metropolitana de Belo 

Horizonte (APA-Sul), os direitos minerários chegam a 

77% dos 165.160 ha de área desta unidade de conservação 

(IBRAM, 2003). 

Entre as maiores ameaças à biodiversidade mundial 

está a perda de habitat, que nas cangas ocorre pela histórica 

atividade de mineração, recentemente intensificada 

pela abertura econômica da China, que gerou em 

nível mundial uma demanda sem precedentes por minérios, 

fenômeno conhecida como “efeito China” (DNPM, 

2006). Estima-se que em 2010 a produção brasileira anual 

desse minério deverá atingir 280 milhões de toneladas, 

representando um aumento de 53% quando comparado 

com a produção de 1988 (DNPM, 2001). O mapa na Figura 

1 indica apenas as minas a céu aberto que extraem 

hematita compacta, um tipo especial de minério com 

alto teor de ferro, e não inclui as cavas de extração dos 

outros tipos de minério de ferro que existem no QF. 

Ao contrário da maioria dos campos rupestres 

quartzíticos, que têm uma ampla área de distribuição, 

alguns localizados em unidades de conservação de 

dimensões consideráveis, como o Parque Nacional da 

Serra do Cipó, os campos rupestres ferruginosos no 

Espinhaço estão numa situação que precisa ser rapidamente 

revertida (Jacobi & Carmo, 2008). Além da 

distribuição restrita, concentrada no QF, são pouquíssimas 

as unidades de conservação que contém essas 

comunidades, sendo o Parque Estadual da Serra do Rola 

Moça, próximo de Belo Horizonte, a mais destacada. 



O reconhecimento recente do QF como área de ‘importância 

biológica especial’ (Drummond et al., 2005) é um 

passo fundamental para promover medidas práticas 

para a sua conservação. 


À Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de Minas 

Gerais (FAPEMIG) pelo financiamento do projeto 

CRA-89/03; ao Instituto Brasileiro de Meio Ambiente e 

Recursos Naturais Renováveis (IBAMA) e ao Instituto 

Estadual de Florestas (IEF/MG) pelas licenças concedidas. 

A Myrian Morato Duarte pelo desenho do mapa. 

Ao revisor anônimo pelos valiosos comentários. Aos 

organizadores do workshop “Diagnóstico do Status do 

Conhecimento da Biodiversidade e de sua Conservação 

na Cadeia do Espinhaço”, pelo convite para participar 

de tão importante iniciativa. 


Alkmim, F.F. & S. Marshak. 1998. Transamazonian orogeny in the 

southern São Francisco Craton Region, Minas Gerais, Brazil: 

evidence for paleoproterozoic collision and collapse in the 

Quadrilátero Ferrífero. Precambrian Research 90: 29-58. 

Alves, R.J.V. & J. Kolbek. 1994. Plant species endemism in savanna 

vegetation on table mountais (Campo Rupestre) in Brazil. 

Vegetatio 113: 125-139. 

APG II (Angiosperm Phylogeny Group). 2003. An update of the 

Angiosperm Phylogeny Group classification for the orders and 

families of flowering plants: APG II. Botanical Journal of the 

Linnean Society 141: 399-436. 

Brandão, M. & M.L. Gavilanes. 1990. Mais uma contribuição 

para o conhecimento da Cadeia do Espinhaço em Minas Gerais, 

Serra da Piedade - II. Daphne 1: 26-43. 

Brandão, M., M.L. Gavilanes, J.P.L. Buendia, J.F. Macedo & L.H.S. 

Cunha. 1991. Contribuição para o conhecimento da Cadeia 

do Espinhaço em Minas Gerais (Serra de Itabirito) - III. Daphne 

1: 39-41. 

Cook, J.A. & M.S. Johnson. 2002. Ecological restoration of land 

with particular reference to the mining of metals and industrial 

minerals: a review of theory and practice. Environmental 

Reviews 10: 41-71. 

Dinerstein, E., G.J. Schipper & D.M. Olson. 1995. A Conservation 

Assessment of the Terrestrial Ecoregions of Latin America and 

the Caribbean. WWF, Washington DC, EUA. 177pp. 

DNPM (Departamento Nacional de Produção Mineral). 2001. 

Balanço Mineral Brasileiro. Ministério de Minas e Energia, 

Brasília, Brasil. pp 1-27. 

DNPM (Departamento Nacional de Produção Mineral). 2006. Sumário 

Mineral. Ministério de Minas e Energia, Brasília, Brasil. 

122 pp. 

Dorr, J.N. 1964. Supergene iron ores of Minas Gerais, Brazil. 

Economic Geology 59: 1203-1240. 


Drummond, G.M., C.S. Martins, A.B.M Machado, F.A. Sebaio & 

Y. Antonini (eds.). 2005. Biodiversidade em Minas Gerais: um 

atlas para sua conservação, 2a. ed. Fundação Biodiversitas, 

Belo Horizonte, Brasil. 222 pp. 

Gaff, D.F. 1987. Desiccation tolerant plants in South America. 

Oecologia 74: 133-136. 

Ginocchio, R. & A.J.M. Baker. 2004. Metallophytes in Latin 

America: a remarkable biological and genetic resource scarcely 

known and studied in the region. Revista Chilena Historia 

Natural 77: 185-194. 

Giulietti, A.M., R.M. Harley, L.P. Queiroz, M.G.L. Wanderley & C. 

Van den Berg. 2005. Biodiversidade e conservação das plantas 

no Brasil. Megadiversidade 1: 52-61. 

Giulietti, A.M., N.L. Menezes, J.R. Pirani, M. Meguro & M.G.L. 

Wanderley. 1987. Flora da Serra do Cipó, Minas Gerais: caracterização 

e lista de espécies. Boletim de Botânica da Universidade 


Giulietti, A.M., J.R. Pirani & R.M. Harley. 1997. Espinhaço Range 

region – Eastern Brazil. In: S.D. Davis, V.H. Heywood, O. 

Herrera-MacBryde, J. Villa-Lobos & A.C. Hamilton (eds). 

Centres of plant diversity: a guide and strategy for their 

conservation. Vol. 3. The Americas. WWF/IUCN Publications 

Unit., Cambridge. pp. 397-404. 

Harley, R. M. 1995. Introduction. In: B.L. Stannard (ed). Flora of 

the Pico das Almas, Chapada Diamantina, Bahia, Brazil. pp. 

1-42. Royal Botanic Gardens, Kew, Reino Unido. 

IBRAM (Instituto Brasileiro de Mineração). 2003. Contribuição 

do IBRAM para o zoneamento ecológico-econômico e o planejamento 

ambiental de municípios integrantes da APA-SUL 

RMBH, 322 p. 

Jacobi, C.M. & Carmo, F.F. 2008. The contribution of ironstone 

outcrops to plant diversity in the Iron Quadrangle, a 

threatened Brazilian landscape. Ambio 37: 324-326. 

Jacobi, C.M., Carmo, F.F., Vincent, R.C. & Stehmann, J.R. 

2007. Plant communities on ironstone outcrops – a diverse 

and endangered Brazilian ecosystem. Biodiversity and 


Klein, C. & E.A. Ladeira. 2000. Geochemistry and petrology of 

some Proterozoic banded iron-formations of the Quadrilátero 

Ferrífero, Minas Gerais, Brazil. Economic Geology 

95: 405-428. 

Leme, M.C. & C.C. Paula. 2004. Two new species of Brazilian 

Bromeliaceae. Vidalia 2: 21-29. 

Mendonca, M.P. 2006. Coleta e cultivo das espécies vegetais dos 

campos ferruginosos: mina de minério de ferro Capão Xavier, 

Nova, Lima – MG. Relatório final de atividades, Fundação Zoo- 

Botânica de Belo Horizonte, Brasil. 30 pp. e anexos. 

Mendonça, M.P. & L.V. Lins. 2000. Lista vermelha das espécies 

ameaçadas de extinção da Flora de Minas Gerais. Fundação 

Biodiversitas e Fundação Zôo-Botânica de Belo Horizonte, 

Belo Horizonte, Brasil. 157 pp. 

Menezes, N.L. & A.M. Giulietti. 2000. Campos Rupestres. In: 

M.P. Mendonça & L.V. Lins (orgs.). Lista vermelha das espécies 

ameaçadas de extinção da Flora de Minas Gerais. Fundação 

Biodiversitas e Fundação Zôo-Botânica de Belo Horizonte, 

Belo Horizonte, Brasil. pp 65-73. 

Peron, M.V. 1989. Listagem preliminar da flora fanerogâmica 

dos campos rupestres do Parque Estadual do Itacolomi – Ouro 

Preto/Mariana, MG. Rodriguésia 67: 63-69.

Pirani, J.R., A.M. Giulietti, R. Mello-Silva & M. Meguro. 1994. 

Checklist and patterns of geographic distribution of the 

vegetation of Serra do Ambrósio, Minas Gerais, Brazil. Revista 

brasileira de Botânica 17: 133-147. 

Pirani, J.R., R. Mello-Silva & A.M. Giulietti. 2003. Flora de Grão- 

Mogol, Minas Gerais, Brasil. Boletim de Botânica da Universidade 


Pires, F.R.M. 2003. Distribution of hard hematite ore at the 

Quadrilátero Ferrífero, Minas Gerais, Brazil and its possible 

genetic significance. Applied Earth Science (Trans. Inst. Min. 

Metall. B) 112: 31-37. 

Porembski, S., W. Barthlott, S. Dörrstock & N. Biedinger. 1994. 

Vegetation of rock outcrops in Guinea: granite inselbergs, 

sandstone table mountains, and ferricretes - remarks on 

species numbers and endemism. Flora 189: 315-326. 

Porto, M.L. & M.F.F. Silva. 1989. Tipos de vegetação metalófila 

em áreas da Serra de Carajás e de Minas Gerais. Acta botanica 

brasilica 3: 13-21. 


endemism in Asclepiadoideae (Apocynaceae) from the Espinhaço 

Range of Minas Gerais, Brazil – a conservationist view. 


Reeves, R.D. 2003. Tropical hyperaccumulators of metals and their 

potential for phytoextraction. Plant and Soil 249: 57-65. 

Rizzini, C.T. 1997. Tratado de Fitogeografia do Brasil: Aspectos 

Ecológicos, Sociológicos e Florísticos. HUCITEC/EDUSP, São 

Paulo, Brasil. 374 pp. 

Rosière, C.A. & F. Chemale. 2000. Brazilian iron formations and 

their geological setting. Revista Brasileira de Geociências 

30: 274-278. 

Silva, M.F.F. 1991. Análise florística da vegetação que se cresce 

sobre canga hematítica em Carajás-PA (Brasil). Boletim do 

Museu Paraense Emílio Goeldi – Ser. Bot. 7: 79-108. 

Silva, M.F.F., RS. Secco & M.G. Lobo. 1996. Aspectos ecológicos 

da vegetação rupestre da Serra dos Carajás, Estado do Pará, 

Brasil. Acta Amazônica 26: 17-44. 

Simmons, G. C. 1963. Canga caves in the Quadrilátero Ferrífero, 

Minas Gerais, Brazil. The National Speleological Society 

Bulletin 25: 66-72. 


Spier, C.A., S.M. Barros & C.A. Rosière. 2003. Geology and 

geochemistry of the Águas Claras and Pico Iron Mines, Quadrilátero 

Ferrífero, Minas Gerais, Brazil. Mineralium Deposita 

38: 751-774. 

Stehmann, J.R. & Oliveira, A.M. 2007. Levantamento da flora do 

campo rupestre sobre canga hematítica couraçada remanescente 

na Mina do Brucutu, Barão de Cocais, Minas Gerais. 

Rodriguésia 58: 775-786. 

Taylor, N.P & D.C. Zappi. 2004. Cacti of Eastern Brazil. Royal 

Botanical Gardens, Kew, Reino Unido. 499pp. 

Teixeira, W.A. & J.P. Lemos-Filho. 1998. Metais pesados em folhas 

de espécies lenhosas colonizadoras de uma área de mineração 

de ferro em Itabirito, Minas Gerais. Revista Árvore 

22: 381-388. 

Versieux, L.M. 2005. Bromeliáceas de Minas Gerais: catálogo, 

distribuição geográfica e conservação. Dissertação de Mestrado, 

UFRJ, Rio de Janeiro, Brasil. 234 pp. 

Viana, P.L. & J.A. Lombardi. 2007. Florística e caracterização 

dos campos rupestres sobre canga na Serra da Calçada, Minas 

Gerais, Brasil. Rodriguésia 58: 159-177. 

Vilela, R.A., R.J. Melo, T.A.V. Costa, L.E. Lagoeiro & C.A.C. Varajão. 

2004. Petrografia do minério hematita compacta da Mina do 

Tamanduá (Quadrilátero Ferrífero, MG). Revista da Escola de 

Minas de Ouro Preto 57: 157-164. 

Vincent, R.C. 2004. Florística, fitossociologia e relações entre a 

vegetação e o solo em área de campos ferruginosos no Quadrilátero 

Ferrífero, Minas Gerias. Tese de doutorado, USP, São 

Paulo. Brasil. 145 pp. 

Whiting, S.N., R.D. Reeves & A.J.M. Baker. 2002. Conserving 

biodiversity: mining, metallophytes and land reclamation. 

Mining Environmental Management 10: 11-16. 

Whiting, S.N., R.D. Reeves, D. Richards, M.S. Johnson, J.A. Cooke, 

F. Malaisse, A. Paton, J.A.C. Smith., J.S. Angle, R.L. Chaney, R. 

Ginocchio, T. Jaffré, R. Johns, T. McIntyre, O. W. Purvis, D.E. Salt, 

F.J. Zhao & A.J.M. Baker. 2004. Research priorities for conservation 

of metallophyte biodiversity and their potential for restoration 

and site remediation. Restoration Ecology 12: 106-116. 

WWF International & IUCN. 1999. Metals from the forests. Mining 

and forest degradation. Arborvitae (número especial): 1-40. 



Apêndice – Lista das famílias de plantas vasculares (com número de gêneros e espécies) presentes em Campos rupestres 

ferruginosos no Quadrilátero Ferrífero, MG (Mendonça, 2006*; Stehmann & Oliveira, 2007; Jacobi et al. 2007*; Viana & Lombardi, 

2007. AMÇ = Ameaçadas; PRE = Presumivelmente ameaçadas (Mendonça & Lins, 2000). 

N° ESPÉCIES 

Família Gêneros Espécies AMÇ PRE 

Pteridófitas* 

Aspleniaceae 1 1 

Blechnaceae 1 3 

Cyatheaceae 1 2 

Davallinaceae 1 1 

Dryopteridaceae 1 1 

Grammitidaceae 1 1 

Hymenophyllaceae 1 1 

Lomariopsidaceae 1 1 

Lycopodiaceae 2 2 

Polypodiaceae 4 5 

Pteridaceae 2 3 

Magnoliídeas 

Annonaceae 1 2 2 

Aristolochiaceae 1 1 

Lauraceae 2 4 2 1 

Piperaceae 1 3 

Monocotiledôneas 

Alstroemeriaceae 1 1 

Amaryllidaceae 2 2 

Araceae 2 4 

Bromeliaceae 6 13 2 

Commelinaceae 2 2 

Cyperaceae 7 13 

Dioscoreaceae 1 1 

Eriocaulaceae 2 2 

Iridaceae 2 3 

Juncaceae 1 1 

Orchidaceae 16 28 1 2 

Poaceae 14 30 

Smilacaceae 1 2 

Velloziaceae 2 11 

Xyridaceae 1 1 

Eudicotiledôneas 

Acanthaceae 3 3 

Anacardiaceae 1 1 

Apiaceae 1 2 

Apocynaceae 8 13 2 

Aquifoliaceae 1 2 

Araliaceae 1 2 

Asteraceae 32 59 7 9 

Begoniaceae 1 2 

Bignoniaceae 3 3 

Boraginaceae 1 1 

Cactaceae 1 1 1 

Celastraceae 1 1 


N° ESPÉCIES 

Família Gêneros Espécies AMÇ PRE 

Campanulaceae 2 2 

Clusiaceae 2 2 

Convolvulaceae 4 7 

Cunoniaceae 1 1 

Ericaceae 2 3 

Erythroxylaceae 1 3 

Euphorbiaceae 5 10 

Fabaceae 12 18 

Gentianaceae 1 1 

Gesneriaceae 3 4 2 1 

Humiriaceae 1 1 

Hypericaceae 1 4 

Lamiaceae 4 9 

Loganiaceae 1 2 

Loranthaceae 2 2 

Lythraceae 3 5 

Malpighiaceae 5 10 

Malvaceae 4 5 

Melastomataceae 8 23 

Meliaceae 1 1 

Moraceae 1 1 

Myrsinaceae 1 3 

Myrtaceae 10 28 

Nyctaginaceae 1 3 

Ochnaceae 1 1 

Olacaceae 1 1 

Onagraceae 1 1 

Orobanchaceae 1 1 

Passifloraceae 1 5 

Phyllanthaceae 1 3 

Phytolaccaceae 1 1 

Polygalaceae 1 1 

Polygonaceae 1 2 1 

Portulaccaceae 1 2 

Rosaceae 1 1 

Rubiaceae 10 16 

Salicaceae 2 3 

Santalaceae 1 1 

Sapindaceae 3 5 

Solanaceae 6 17 1 

Verbenaceae 3 10 

Violaceae 1 1 

Vitaceae 1 2 

Vochysiaceae 1 1 

Famílias 86 250 458 18 16

○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ 

Fitofisionomia da Caatinga associada à 

Cadeia do Espinhaço 

DANIELA ZAPPI 

Herbarium, Royal Botanic Gardens, Kew, Richmond, Surrey, TWA 3AE, Grã-Bretanha. 

email: d.zappi@kew.org 

RESUMO 

O bioma caatinga cobre a maior parte semi-árida do Nordeste do Brasil, circundando a Chapada 

Diamantina na Bahia, e atingindo, ao sul, o estado de Minas Gerais, onde entra em contato 

com os campos rupestres da Cadeia do Espinhaço. Existe na caatinga um considerável número 

de endemismos, incluindo várias espécies de Cactaceae, das quais algumas podem ser utilizadas 

como indicadoras dos limites do bioma. Em termos de riqueza de espécies, a caatinga do 

centro-sul da Bahia e Norte de Minas Gerais apresenta maior diversidade do que a sua porção 

setentrional (estados do Pernambuco, Paraíba, Rio Grande do Norte e Ceará). Conservação da 

caatinga associada à Cadeia do Espinhaço é relevante tanto em termos de manutenção das 

espécies locais do campo rupestre, como de espécies amplamente distribuídas no Bioma Caatinga. 

ABSTRACT 

The ‘caatinga’ biome covers most of the semi-arid region of Northeastern Brazil, surrounding the 

Chapada Diamantina in Bahia, and reaching, to the south, the state of Minas Gerais, where it 

comes into contact with the ‘campos rupestres’ of the Espinhaço Range. The ‘caatinga’ presents a 

considerable number of endemic species of Cactaceae, which can be used as indicators of the 

limits of this biome. Considering species richness, the ‘caatinga’ of Central-Southern Bahia and 

Northern Minas Gerais is more diverse than its northern part (states of Pernambuco, Paraíba, Rio 

Grande do Norte and Ceará). The conservation of the ‘caatinga’ associated with the Espinhaço 

Range highlands is relevant both for the maintenance of the local species from the ‘campo rupestre’ 

and of species widely distributed within the ‘caatinga’ that are now becoming threatened due to 

the advanced stage of transformation of this biome into agricultural lands. 

OBJETIVOS 

O intuito do presente trabalho é de compilar informações 

relativas à estrutura e aos limites do bioma Caatinga, 

com a finalidade de fornecer dados relativos à 

fitofisionomia da caatinga associada à Cadeia do Espinhaço 

(Minas Gerais e Bahia), utilizando informações 

provenientes da família Cactaceae para ilustrar exemplos 

de distribuição, endemismo e vicariância entre a 

caatinga e o campo rupestre. Além dessa compilação, 


34 | Fitofisionomia da Caatinga associada à Cadeia do Espinhaço 

utiliza-se esta oportunidade para ressaltar as possibilidades 

de conservação desse ecossistema em conjunção 

com a conservação dos campos rupestres. 

BIOMA CAATINGA 

O Bioma Caatinga encontra-se na região semi-árida dos 

estados do Nordeste do Brasil, excetuando o Maranhão, 

estendendo-se ao Sul até o Norte e o Nordeste do estado 

de Minas Gerais. Estima-se que a área total coberta 

por esse bioma esteja entre 800.000 e 935.000 km 2 

(Rodal & Sampaio, 2002; Tabarelli & Silva, 2003). A precipitação 

anual na região é de menos de 1000 mm/ano, 

com as chuvas distribuídas irregularmente, com mais 

de 6 meses com precipitação muito baixa ou inexistente. 

Por outro lado a radiação solar é extremamente alta, 

assim como a temperatura média anual, enquanto as 

taxas de umidade relativa e a nebulosidade são as mais 

baixas do país (Prado, 2003). 

No seu limite Norte, nos estados do Rio Grande do 

Norte, Ceará e Piauí, o Bioma Caatinga atinge o nível do 

mar, mas nos estados da Bahia e de Minas Gerais encontra-se 

a uma altitude média entre 400-700 m, podendo 

excepcionalmente ultrapassar a cota de 1000 m alt., em 

pontos de contato com as montanhas da Cadeia do Espinhaço 

(Chapada Diamantina na Bahia e Serra do Espinhaço 

em Minas Gerais) (Taylor & Zappi, 2004). 

De modo geral, a caatinga estabelece-se em depressões 

interplanálticas, porém em certas áreas pode ser 

encontrada também nos planaltos (ex. Raso da Catarina, 

Chapadas da Borborema e do Apodi). Em casos excepcionais, 

a vegetação de caatinga encontra-se ocorrendo 

na faixa de 1000 m de altitude, como é o caso das 

‘caatingas de altitude’ de Morro do Chapéu e do Norte 

de Minas Gerais (Monte Azul) (Taylor & Zappi, 2004). 

Normalmente ocorrendo ao longo de pediplanos ondulados 

expostos a partir de sedimentos do Cretáceo 

ou Terciário que recobrem o escudo brasileiro datando 

do Pré-Cambriano (Cole, 1960), a caatinga apresenta 

solos resultantes da erosão do substrato, por conseguinte 

pedregosos e rasos, onde a rocha-mãe aparece 

escassamente decomposta e frequentemente aflorando 

na superfície (Ab’Saber, 1974). 

A fisionomia da caatinga é muito variada, com um 

número elevado de comunidades vegetais (Andrade-Lima, 

1981). Encontramos desde áreas de vegetação arbustiva 

baixa e rala até florestas impenetráveis atingindo facilmente 

8 m de altura. A presença de espécies micrófilas 

e decíduas, além de adaptações como espinhos, acúleos, 

folhas e caules suculentos, e o predomínio de 


ervas anuais, caracterizam esta vegetação. Entre as famílias 

lenhosas mais típicas encontramos Leguminosae 

e Euphorbiaceae, além de arbustos e ervas das famílias 

Malvaceae, Asteraceae, Poaceae, Acanthaceae e 

Rubiaceae. De modo geral, a caatinga não apresenta 

uma cobertura graminóide contínua. Em termos de classificação 

da vegetação, a mais completa foi apresentada 

por Andrade-Lima (1981), que divide o domínio das 

caatingas em diferentes unidades, marcadas pela presença 

e/ou predomínio de grupos de um pequeno número 

de espécies lenhosas. Na sua maioria, as espécies 

selecionadas por Andrade-Lima (1981) não são exclusivas 

da caatinga, porém ocorrem em distintas associações 

e apresentando relativa dominância dentro desse 

bioma, sendo possível utilizar a presença de tais associações 

para definir unidades. 

Segundo Prado (2003), espécies decíduas comuns amplamente 

distribuídas na caatinga são: Amburana 

cearensis (Fr. All.) A. C. Smith (Fabaceae, imburana-decheiro), 

Anadenanthera colubrina (Vell.) Brenan var. cebil 

(Griseb.) Altschul (Fabaceae, angico), Aspidosperma 

pyrifolium Mart. (Apocynaceae, pau-pereiro), Caesalpinia 

pyramidalis Tul. (Fabaceae, catingueira), Cnidoscolus 

phyllacanthus (Müll. Arg.) Pax & Hoffm. (faveleira, 

Euphorbiaceae), Commiphora leptophloeos (Mart.) Gillet 

(Anacardiaceae, imburana) Myracrodruon urundeuva 

Fr. All. (Anacardiaceae, aroeira), Schinopsis brasiliensis 

Engler (Anacardiaceae, baraúna), Tabebuia impetiginosa 

(Mart. ex. A. DC.) Standley (Bignoniaceae, pau-d’arcoroxo), 

várias espécies de Croton spp. (Euphorbiaceae, 

marmeleiros, velames) e Mimosa spp. (Fabaceae, juremas), 

além de algumas perenifólias como Ziziphus 

joazeiro Mart. (Rhamnaceae, joazeiro), Capparis yco Mart. 

(Capparaceae – recentemente transferida para as 

Brassicaceae, icó) e Copernicia prunifera (Mill.) H. E. 

Moore (Arecaceae, carnaúba). 

No caso das Cactaceae, é possível utilizar espécies 

endêmicas amplamente distribuídas para indicar a presença 

do bioma caatinga. Estas são: Tacinga inamoena 

(K. Schum.) N. P. Taylor & Stuppy (palmatória ou quipá), 

Tacinga palmadora (Britton & Rose) N. P. Taylor & Stuppy 

(palmatória), Pilosocereus pachycladus F. Ritter (facheiro), 

Pilosocereus gounellei (F. A. C. Weber) Byles & G. D. Rowley 

(xique-xique), Cereus jamacaru DC. (mandacaru), 

Arrojadoa rhodantha (Gürke) Britton & Rose (rabo de raposa), 

Arrojadoa penicillata (Gürke) Britton & Rose (rabo 

de raposa), e Melocactus zehntneri (Britton & Rose) 

Luetzelb. (coroa-de-frade) (Zappi, 1994; Taylor & Zappi, 

2004: Map 3). Devido à situação alarmante de devastação 

do bioma caatinga (Castelletti et al., 2003), com 

grande parte de sua área degradada ou transformada

para fins agro-pastoris, tornou-se difícil estabelecer os 

limites reais da vegetação. Devido em parte à sua ocorrência 

sobre substratos rochosos, em parte às suas estratégias 

de sobrevivência e dispersão extremamente 

eficientes em ambientes áridos, ou mesmo ao fato de 

serem percebidas pelo sertanejo como plantas úteis 

(Andrade et al., 2006), as Cactaceae muitas vezes estão 

entre as poucas espécies remanescentes após a transformação 

da caatinga original. Também tratam-se de 

plantas fáceis de visualizar, especialmente durante a 

estação seca, sendo possível reconhecer as espécies ao 

longe. Somados à especificidade das Cactaceae no que 

concerne ao habitat no qual elas ocorrem, estes fatores 

fazem com que as Cactaceae estejam entre as melhores 

espécies indicadoras da vegetação de caatinga. 

RIQUEZA DE ESPÉCIES 

Segundo Prado (2003), existem 14 gêneros e 183 espécies 

endêmicos da caatinga, enquanto Giulietti et al. 

(2002) apresentam 18 gêneros e 318 espécies. De qualquer 

forma, ambos os autores sublinham que a flora da 

caatinga apresenta um grau de endemismo importante 

e suficiente para que a mesma seja reconhecida como 

uma vegetação distinta. 

Com base em dados exclusivos da família Cactaceae 

(Taylor & Zappi, 2004), podemos afirmar que a caatinga 

da Bahia e Minas Gerais é muito mais rica em termos 

de espécies do que aquela encontrada nos estados setentrionais, 

a norte do Rio São Francisco. Devido ao 

relevo encontrado nos estados da Bahia e Minas Gerais, 

é possível que a influência da Serra do Espinhaço 

e da Chapada Diamantina como refúgio durante mudanças 

climáticas do terciário e quaternário tenha sido 

crucial, possibilitando ciclos sucessivos de expansão e 

isolamento de distintas espécies na área em questão. A 

região setentrional da caatinga (Paraíba, Rio Grande do 

Norte, Ceará e Norte do Piauí) não apresenta espécies 

de Cactaceae endêmicas, e apenas 4 espécies possuem 

a maioria de sua distribuição geográfica a norte de 7 o S 

(Taylor & Zappi, 2004). Nessa região, o relevo mostrase 

mais uniforme e plano (depressão sertaneja), com 

poucas serras atingindo mais de 1000 m acima do nível 

do mar. É possível sugerir também que essa região do 

bioma seja mais recente do que a área sul da caatinga – 

conforme postulado por Taylor & Zappi (2004) e por 

Prado (2003), ou que as forças de extinção tenham sido 

mais eficientes (ou mesmo mais uniformes), alcançando 

grandes populações dispersas numa área mais ampla, 

do que naquelas áreas cujo relevo mais acidentado 

Zappi | 35 

poderia criar refúgios para as espécies ali ocorrentes. 

Um exemplo de espécie relictual ocorrendo em duas 

áreas ou refúgios nas caatingas da Bahia é Espostoopsis 

dybowskii (Cactaceae). 

CAATINGA ASSOCIADA À CADEIA DO ESPINHAÇO 

No estado da Bahia, o bioma principal circundando a 

Chapada Diamantina é a caatinga (Harley, 1995; Zappi 

et al., 2003), enquanto que a Serra do Espinhaço em 

Minas Gerais encontra-se mais frequentemente rodeada 

pelo cerrado (oeste, sudoeste, noroeste), fazendo contato 

ao sul e ao leste com a mata atlântica sob forma 

de florestas semi-decíduas ou perenifólias, ao passo que 

a caatinga aparece de modo menos expressivo, ao 

norte/noroeste das serras. A extensa zona de contato 

entre a caatinga e o campo rupestre determina uma 

forte influência florística da caatinga sobre os campos 

rupestres da Chapada Diamantina (Harley, 1995; Zappi 

et al., 2003). 

Segundo Andrade-Lima (1981), a caatinga que circunda 

a porção norte da Chapada Diamantina foi classificada 

como Unidade II (4), Floresta de Caatinga Baixa, 

caracterizada pela associação de Mimosa, Syagrus 

(Arecaceae), Spondias (Anacardiaceae, umbu) e Cereus 

jamacaru (Cactaceae, mandacaru, muito disseminada e 

comum no Nordeste Brasileiro), ocorrendo sobre rochas 

cristalinas do Pré-Cambriano. Esse tipo de caatinga 

é dominado por vegetação baixa e descontínua, e 

comumente apresenta áreas ecotonais nas encostas ao 

norte da Chapada Diamantina, às vezes definidas como 

‘caatingas de altitude’. Devido à geomorfologia da Chapada 

Diamantina, as localidades de campo rupestre situadas 

mais a norte (Morro do Chapéu, Sento Sé, Serra 

do Mimoso, Jacobina) estão distribuídas sob forma de 

maciços esparsos e a menores altitudes (até 1.200 m) 

em relação à porção centro-sul (ver abaixo). Nestas localidades, 

o contraste entre a vegetação de campo 

rupestre e a caatinga circundante não é muito forte. 

Espécies de Cactaceae amplamente distribuídas na caatinga, 

como os típicos Pilosocereus gounellei, Tacinga 

inamoena, Pilosocereus pachycladus e Cereus jamacaru, 

ocorrem juntamente com outras mais comuns no 

campo rupestre, no caso Melocactus paucispinus Heimen 

& R. J. Paul, M. concinnus Buining & Brederoo, 

Micranthocereus flaviflorus Buining & Brederoo, M. 

purpureus (Gürke) F. Ritter. Apenas uma espécie de 

Pilosocereus é endêmica da ‘caatinga de altitudes’, 

P. glaucochrous (Werderm.) Byles & G.D. Rowley, ocorrendo 

de Seabra até Sento Sé. 


36 | Fitofisionomia da Caatinga associada à Cadeia do Espinhaço 

Já a caatinga encontrada no Norte de Minas assemelha-se 

àquela ocorrente na região central da Bahia, classificada 

por Andrade-Lima (1981) como Unidade I, Floresta 

de Caatinga Alta, onde as espécies características 

seriam Cavanillesia umbellata (barriguda), Myracrodruon 

urundeuva, Tabebuia impetiginosa e Aspidosperma 

pyrifolium. Tal vegetação ocorre sobre rochas calcáreas 

ou cristalinas do pré-cambriano, nas áreas com a maior 

disponibilidade hídrica dentro do bioma caatinga. Esse 

seria o tipo de caatinga que influencia o norte da Serra 

do Espinhaço (Minas Gerais) e o centro-sul da Chapada 

Diamantina (BA). 

Dentre as Cactaceae endêmicas dessa região específica, 

geralmente associadas a solos quartzíticos ou 

areníticos encontramos: Pereskia aureiflora Ritter, 

Pereskia bahiensis Gürke (quiabento), Tacinga funalis 

Britton & Rose (quipá-voador), Harrisia adscendens 

(Gürke) Britton & Rose, Leocereus bahiensis Britton & 

Rose, Cereus albicaulis (Britton & Rose) Luetzelburg, 

Arrojadoa dinae Buin. & Brederoo, Cipocereus pusilliflorus 

(Ritter) Zappi & N. P. Taylor, Stephanocereus leucostele 

(Gürke) Berger, Brasilicereus phaeacanthus (Gürke) 

Backeberg, Coleocephalocereus goebelianus (Vaupel) 

Buining, Melocactus ernestii Vaupel, Micranthocereus 

violaciflorus Buining, Micranthocereus albicephalus (Buining 

& Brederoo) F. Ritter e Micranthocereus polyanthus 

(Werderm.) Backeb. 

Afloramentos calcários do grupo Bambuí, que 

ocorrem nas proximidades da Cadeia do Espinhaço 

(e também nas imediações do Rio São Francisco e nos 

estados de Minas Gerais e Mato Grosso), em altitudes 

abaixo de 800 m, apresentam vegetação decídua, espinhosa 

e várias espécies de suculentas. As espécies de 

plantas e a fisionomia dessas formações são fundamentalmente 

distintas daquelas encontradas em solos cristalinos 

ou areníticos, embora, na Serra do Espinhaço, 

tais afloramentos estejam muitas vezes adjacentes aos 

campos rupestres, como é o caso do afloramento próximo 

a Cardeal Mota, na Serra do Cipó. Algumas espécies 

de Cactaceae associadas à ocorrência de calcário 

são: Pereskia stenantha F. Ritter, Quiabentia zehntneri 

(Britton & Rose) Britton & Rose, Tacinga saxatilis 

(F. Ritter) N. P. Taylor & Stuppy, Pilosocereus densiareolatus 

Ritter, P. floccosus Byles & G.D. Rowley ssp. floccosus, 

Micranthocereus dolichospermaticus (Buining & Brederoo) 

F. Ritter (cabeça-de-velho), M. levitestatus Buining & 

Brederoo, Facheiroa cephaliomelana (facheiro). 

O estabelecimento de áreas (ou manchas) de caatinga 

nas proximidades da Cadeia do Espinhaço em Minas 

Gerais pode ser explicado por combinações particulares 

de tipo de solo e do relevo montanhoso, com 


encostas formando barreiras que impedem a precipitação 

regular sobre uma determinada área. Vale a pena 

lembrar que a diversidade das Cactaceae no estado de 

Minas Gerais deve-se particularmente às espécies 

associadas com os campos rupestres da Cadeia do 

Espinhaço (ver páginas 172-177). 

Ao Norte da Serra do Espinhaço em Minas Gerais a 

zona de contato entre a caatinga e o cerrado forma um 

ecótono denominado ‘carrasco’ (Pirani et al., 2003) ou 

‘carrascal’ (Meguro et al., 1994). Este tipo de vegetação 

intermediário apresenta a fisionomia arbustivo-arbórea 

baixa (até 4 m alt.), formando blocos impenetráveis de 

arbustos, frequentemente espinhosos e decíduos na 

estação seca, separados por ‘veredas’ de solo arenoso, 

com estrato herbáceo irregular entremeado de líquens 

terrestres. 

CONSERVAÇÃO 

Como já foi sugerido em trabalhos de cunho mais específico 

(Zappi et al., 2003), a conservação de espécies 

e habitats de campo rupestre possivelmente depende 

da preservação da vegetação circundante. Espécies animais, 

particularmente polinizadores, mas também 

dispersores e predadores, migram das regiões mais altas 

e úmidas para as terras baixas durante a estação 

das chuvas, dependendendo possivelmente de recursos 

tanto do campo rupestre como dos enclaves de 

caatinga. 

Somente nas Cactaceae, Taylor & Zappi (2004) 

constataram que de 75 táxons ocorrentes na caatinga, 

existe possível interação de dispersão por diversos animais 

(morcegos, mamíferos roedores, porcos-do-mato, 

diversas aves, lagartos, formigas), contudo estudos conclusivos 

e até mesmo observações diretas envolvendo 

essas interações são poucas, havendo apenas certeza 

com respeito a um estudo envolvendo duas espécies 

de Melocactus dispersas por lagartos (Taylor, 1991), três 

observações envolvendo formigas (Discocactus bahiensis, 

Coleocephalocereus aureus e C. goebelianus), e duas 

observações de atividade de aves (Cereus jamacaru e 

Pilosocereus catingicola). Faz-se necessário intensificar os 

estudos de dispersão e forrageio na Caatinga, envolvendo 

não somente as Cactaceae, mas outras famílias 

representativas como as Fabaceae, Bromeliaceae etc., 

com a finalidade de compreender melhor as interações 

e interdependências entre espécies de animais e plantas 

da caatinga e seu relacionamento com áreas adjacentes 

de campo rupestre.

Vale ressaltar que o planejamento e/ou incremento 

das presentes áreas de conservação da Cadeia do Espinhaço, 

incluindo áreas e espécies da caatinga ou de 

matas secas, pode ser crucial para a preservação desses 

sistemas, uma vez que a situação da conservação e 

do conhecimento a respeito do Bioma Caatinga como 

um todo é extremamente deficiente (Tabarelli & Silva, 

2003), sendo possível que espécies deste bioma, apesar 

de amplamente distribuídas no Leste do Brasil, não 

estejam incluídas ainda em áreas de conservação. 

Taylor & Zappi (2004) apresentam sugestões de prioridades 

para conservação do Leste do Brasil através de 

um sistema de pontos atribuídos às espécies ameaçadas 

conforme as categorias da IUCN. Neste sistema, a região 

norte da Serra do Espinhaço, incluindo os municípios 

mineiros de Mato Verde, Monte Azul e Espinosa, assim 

como Licínio de Almeida, Urandi, Caetité, na Bahia, fica 

evidenciada como a segunda prioridade em termos de 

conservação da região estudada. Esta região é caracterizada 

por enclaves de caatinga, mata seca, cerrado e 

campo rupestre (em altitudes maiores que 1000 m), e 

apresenta grande diversidade de substrato e de habitats, 

apesar de não contar com áreas de preservação e infelizmente 

encontrar-se sujeita a pressões extrativistas e agrícolas, 

especialmente o cultivo de algodão e mais recentemente 

a cultura mecanizada de Eucalyptus. 

Outra área cuja preservação encontra-se ameaçada 

é a localidade de Morro do Chapéu, na Bahia, onde encontramos 

enclaves únicos de caatinga e camporupestre 

setentrional. Esta região é atualmente foco de 

um acréscimo acelerado de turismo, e chama-se a atenção 

para a falta de planejamento no que concerne a 

conservação da biodiversidade, ironicamente o maior 

atrativo local. Faz-se necessário o estabelecimento de 

áreas de preservação e planos de manejo nesta área. 

Para o estado de Minas Gerais, já dispomos de um 

Atlas da Biodiversidade (Drummond et al., 2005), o que 

facilita a sugestão de uma série de ações específicas 1 . 

Seria interessante aumentar a representatividade da vegetação 

de caatinga na região setentrional do estado, 

através da criação de áreas protegidas (RPPN, APAs, etc.) 

ligando a área 10 (Espinhaço Setentrional) à área 57 

(Espinhaço Meridional) especialmente numa tentativa 

de ampliar e interligar áreas protegidas (Reserva da 

Biosfera da Serra do Espinhaço; Parque Estadual de Grão 

Mogol) com importantes bacias hidrográficas a leste do 

Espinhaço, como aquelas do Alto Jequitinhonha (29), Rio 

Preto (28), Rio Itacambiruçu (11) e Alto Rio Pardo (12). 


Zappi | 37 

Ab’Saber, A.N. 1974. O domínio morfoclimático semi-árido das 

Caatingas brasileiras. Geomorfologia 43: 1-39. 

Andrade, C.T.S., Marques, J.G.W. & Zappi, D.C. 2006. Utilização 

de cactáceas por sertanejos baianos. Sitientibus 6: 3-12. 

Andrade-Lima, D. 1981. The caatinga dominium. Revista Brasileira 

de Botânica 4: 149-153. 

Castelletti, C.H.M., Santos, A.M.M., Tabarelli, M. & Silva, J.M.C. 

2003. Quanto ainda resta da caatinga? Uma estimativa preliminar. 

In: Leal, I.R., Tabarelli, M., Silva, J.M.C. (eds.) Ecologia 

e Conservação da Caatinga. Univ. Federal de Pernambuco, 

Recife. Pp. 719-734. 

Cole, M.M. 1960. Cerrado, caatinga and pantanal: the 

distribution and origin of the savanna vegetation of Brazil. 

Geographical Journal 126: 168-179. 

Drummond, G.M., Martins, C.S., Machado, A.B.M., Sebaio, F.A., 

Antonini, Y. (org.) 2005. Biodiversidade de Minas Gerais, um 

atlas para sua conservação. Fundação Biodiversitas, Belo 

Horizonte, 222p. 

Giulietti, A.M., Harley, R.M., Queiroz, L.P., Barbosa, M.R.V., 

Bocage Neta, A.L. & Figueiredo, M.A. 2002. Espécies endêmicas 

da caatinga. In: Sampaio, E.V.B., Giulietti, A.M., Virgínio, 

J. & Gamarra-Rojas, C. (eds.). Vegetação e Flora da Caatinga. 

Associação Plantas do Nordeste - APNE & Centro Nordestino 

de Informação sobre Plantas – CNIP, Recife. Pp. 103-118. 

Harley, R.M. 1995. Introdução. In: B.L. Stannard (ed.) Flora of 

the Pico das Almas, Chapada Diamantina, Bahia, Brazil. Royal 

Botanic Gardens, Kew, pp. 1-78. 

Meguro, M., Pirani, J.R., Mello-Silva, R. & Giulietti, A.M. 1994. 

Phytophysiognomy and composition of the vegetation of 

Serra do Ambrósio, Minas Gerais, Brazil. Revista Brasileira de 

Botânica 17: 149-166. 

Pirani, J.R., Mello-Silva, R. & Giulietti, A.M. 2003. Flora de Grão 

Mogol, Minas Gerais, Brasil. Boletim de Botânica da Univ. São 

Paulo 21(1): 1-24. 

Prado, D.E. 2003. As Caatingas da América do Sul. In: Leal, I.R., 

Tabarelli, M., Silva, J.M.C. (eds.) Ecologia e Conservação da 

Caatinga. Univ. Federal de Pernambuco, Recife. Pp. 3-73. 

Rodal, M.J.N. & Sampaio, E.V.S.B. 2002. A vegetação do bioma 

caatinga. In: Sampaio, E.V.B., Giulietti, A.M., Virgínio, J. & 

Gamarra-Rojas, C. (eds.). Vegetação e Flora da Caatinga. Associação 

Plantas do Nordeste - APNE & Centro Nordestino de 

Informação sobre Plantas – CNIP, Recife. Pp. 11-24. 

Tabarelli, M. & Silva, J.M.C. 2003. Áreas e ações prioritárias para 

a conservação da biodiversidade da Caatinga. In: Leal, I.R., 



Taylor, N. (1991). The genus Melocactus in Central and South 

America. Bradleya 9: 1-80. 

Taylor, N. & Zappi, D. 2004. Cacti of Eastern Brazil. Royal Botanic 

Gardens, Kew, 499 p. 

Zappi, D.C. 1994. Pilosocereus (Cactaceae). The genus in Brazil. 

Succulent Plant Research 3: 1-160. 

Zappi, D.C., Lucas, E., Stannard, B.L., Nic Lughadha, E., Pirani, 

J.R., Queiroz, L.P., Atkins, S., Hind, D.J.N., Giulietti, A.M.G., 

Harley, R.M. & Carvalho, A.M. 2003. Lista das Plantas Vasculares 

de Catolés, Chapada Diamantina, Bahia, Brasil. Boletim 

de Botânica da Universidade de São Paulo 21(2): 345-398. 

1 os números utilizados neste parágrafo referem-se àqueles apresentados por Drummond et al. (2005) no mapa das páginas 169–170. 


○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ 

Relações florísticas entre as fitofisionomias 

florestais da Cadeia do Espinhaço, Brasil 

LUCIANA HIROMI YOSHINO KAMINO 1 

ARY TEIXEIRA DE OLIVEIRA-FILHO 2 

JOÃO RENATO STEHMANN 1 * 

1 Departamento de Botânica, Universidade Federal de Minas Gerais, Belo Horizonte, Minas Gerais, Brasil. 

2 Departamento Ciências Florestais, Universidade Federal de Lavras, Lavras, Minas Gerais, Brasil. 

* e-mail: stehmann@icb.ufmg.br 

RESUMO 

A Cadeia do Espinhaço é uma formação de montanhas que se estende no sentido norte-sul, da 

Bahia até Minas Gerais, sob influência fitogeográfica dos domínios da Mata Atlântica, Cerrado 

e Caatinga. As florestas encontradas nessa formação ocorrem em altitudes acima de 700 m, 

sendo pouco conhecidas floristicamente. O objetivo do presente trabalho foi analisar as relações 

florísticas entre 18 áreas de floresta baseado na composição de sua flora arbórea, bem 

como os padrões de distribuição das espécies associados às variáveis geo-climáticas. A listagem 

totalizou 1.107 espécies. As espécies arbóreas de ampla distribuição no Espinhaço (12 ou 

mais áreas) representaram apenas 2,6% do total amostrado e as espécies consideradas de 

ocorrência restrita (uma ou duas áreas) totalizaram 49% desse total. O dendrograma de similaridade 

florística produzido por análise de agrupamento classificou as áreas em quatro regiões: 

(a) Quadrilátero Ferrífero, (b) Chapada de São Domingos, (c) Espinhaço Central, em 

Minas Gerais e Bahia, e (d) Disjunções Setentrionais da Chapada Diamantina. A distinção entre 

as regiões está provavelmente relacionada com a latitude, a precipitação e a altitude. Foi 

observada uma considerável riqueza de espécies arbóreas ao longo da Cadeia do Espinhaço, 

sendo o Quadrilátero Ferrífero e o extremo norte da Chapada Diamantina as regiões mais rica 

e mais pobre, respectivamente. Há uma carência de dados florísticos para a região compreendida 

entre o norte de Minas Gerais e o centro-sul da Bahia. 

ABSTRACT 

The Espinhaço Range is a mountain chain that stretches from North to South in the Brazilian 

states of Bahia and Minas Gerais, under the influence of three phytogeographic domains: Atlantic 

Forest, Cerrado (woody savanna) and Caatinga (thorn woodland). Most forests found throughout 

the range occur above 700 m of altitude, but their species composition is poorly known. The 

purpose of the present contribution was to analyze the floristic relationships among 18 forest 

areas based on tree species checklists and the species distribution patterns associated to geoclimatic 

variables. The number of species in the checklists was 1,107. Species of wide-range 

distribution (found in 12 or more areas) represented only 2,6% of the total while those with restrict 

distribution (one or two areas) encompassed 49%. The floristic similarity dendrogram produced by 


cluster analysis classified the areas into four regions: (a) Quadrilátero Ferrífero, (b) Chapada de 

São Domingos, (c) Central Espinhaço, in the Minas Gerais and Bahia, and (d) septentrional 

disjunctions of Chapada Diamantina. The distinction among the four regions is probably related 

to latitude, rainfall and altitude. It was observed a considerable species richness throughout the 

Espinhaço Range, although species richness also varied strikingly with the richest and poorest 

regions at the Quadrilátero Ferrífero and northern Chapada Diamantina, respectively. There is 

a remarkable scarcity of floristic data for the region extending from northern Minas Gerais to 

central-southern Bahia. 

INTRODUÇÃO 

A Cadeia do Espinhaço é a segunda mais longa formação 

de montanhas do Brasil e se estende por mais de 

mil quilômetros na direção norte-sul, apresentando seu 

limite setentrional na serra da Jacobina (10 o 00’S), e meridional 

na serra do Ouro Branco, próxima de Ouro Preto 

(21 o 25’S). Sua extensão longitudinal (40 o 10’ a 

44 o 30’W) varia aproximadamente entre 50 e 100 km e 

as altitudes, em geral entre 700 e 1100 m, podendo 

chegar aos 2000 m (Giulietti et al., 1987; Harley, 1995). 

Sua extensão longitudinal (40 o 10’ a 44 o 30’W) varia aproximadamente 

entre 50 e 100 km e as altitudes, em geral 

variam entre 700 e 1100 m, podendo chegar aos 

2000 m (Giulietti et al., 1987; Harley, 1995). Constitui 

um divisor de águas entre a bacia hidrográfica do rio 

São Francisco, a oeste, e as bacias dos rios que drenam 

para o Atlântico, a leste (Vieira et al., 2005). A Cadeia é 

constituída por dois blocos principais: a serra do Espinhaço, 

cujos limites ao norte ficam nas elevações isoladas 

da área do Monte Verde e Montezuma (MG), e a 

Chapada Diamantina (BA), constituída por terrenos baixos 

e elevações acima de 1000 m de altitude, que ficam 

reduzidas e bem afastadas entre si (Harley, 1995; 

Pirani et al., 2003). 

O clima da Cadeia do Espinhaço é do tipo mesotérmico 

com verões brandos e estação chuvosa no verão 

(Galvão & Nimer, 1965). O índice pluviométrico anual 

varia consideravelmente, entre 750 e 1600 mm, mas 

precipitações concentram-se em um período de sete a 

oito meses com um período seco de três a quatro meses 

(Magalhães, 1954; Galvão & Nimer, 1965). Os solos 

da Cadeia do Espinhaço são oriundos da decomposição 

de quartzitos e arenitos, caracteristicamente 

pedregosos, pobres, ácidos e arenosos, secos e com 

baixa capacidade de retenção de água (Ferreira & Magalhães, 

1977). 

A vegetação da Cadeia inclui uma série de estratos 

altitudinais onde são encontrados, no mais elevado, 

Kamino, Oliveira-Filho & Stehmann | 39 

campos rupestres e matas nebulares; no intermediário, 

cerrados, campos e florestas semidecíduas e perenifólias; 

e, no mais baixo, uma variada combinação com as 

fitofisionomias das terras baixas adjacentes (Harley, 

1995). No entanto, a cobertura vegetal dominante na 

Cadeia do Espinhaço é o campo rupestre (Giulietti et 

al., 1987), vegetação que cresce sobre pedregulhos ou 

rochas, em solos rasos ou pedregosos de origem recente, 

ou ainda em depósitos arenosos (Giulietti & 

Pirani, 1988). Os campos rupestres geralmente ocupam 

altitudes acima de 900 m, em conjunto ou entremeando 

os grandes afloramentos rochosos. A importância 

dos campos rupestres e da vegetação rupícola na Cadeia 

do Espinhaço deve-se à sua grande extensão, riqueza 

de espécies, expressiva diversidade genética e 

alto grau de endemismo (Giulietti et al., 1987; Harley, 

1995; Zappi et al., 2003). 

O mosaico de fitofisionomias do Espinhaço é encontrado 

de norte a sul, mas a paisagem e a composição 

da flora sofrem forte influência dos três grandes domínios 

fitogeográficos brasileiros percorridos pela Cadeia 

e que podemos chamar de Setores. O Setor Sul, a sul 

de Belo Horizonte e ao redor de Ouro Preto, em Minas 

Gerais, está localizado dentro do domínio da Mata 

Atlântica; o Setor Central, que inclui a Serra do Cipó e a 

região de Diamantina, também em Minas Gerais, ocorre 

no domínio do Cerrado; e o Setor Norte, que compreende 

toda a Chapada Diamantina, na Bahia, está 

inserido no domínio da Caatinga (Harley, 1995). A região 

de Grão Mogol, no norte de Minas Gerais, pode 

ser considerada como intermediária entre os dois últimos 

devido à sua posição geográfica. 

As florestas da Cadeia do Espinhaço variam consideravelmente 

em composição e estrutura como resposta 

às condições geo-climáticas, muitas vezes resultando 

em uma grande heterogeneidade de fitofisionomias em 

áreas florestais relativamente pequenas (Harley, 1995). 

Por exemplo, uma floresta de fundo de vale poderá 

ter caráter perenifólio nas margens do curso d’água 


40 | Relações florísticas entre as fitofisionomias florestais da Cadeia do Espinhaço, Brasil 

(floresta ripária) e semidecídua nas encostas adjacentes. 

Muitas florestas que se apresentam na forma de 

capões de mata podem ter uma mancha de fitofisionomia 

paludosa perenifólia circundada por outra semidecídua, 

nos sítios bem drenados (Rizzini, 1979; Meguro 

et al, 1996a). Além disso, as matas de vale muitas vezes 

se fundem aos capões e as transições entre todo este 

conjunto de fitofisionomias podem ser muito graduais 

(Giulietti et al., 1987, Zappi et al., 2003). A altitude em 

que as florestas ocorrem pode variar de 400 a 1700 m e 

isto se reflete de forma marcante na composição e estrutura 

das florestas. Florestas nebulares perenifólias, 

por exemplo, ocorrem nos extremos de altitudes, normalmente 

acima de 1100 m (Harley, 1995). A profundidade 

do solo também exerce um papel relevante na 

transição das florestas para as fitofisionomias campestres, 

onde ocorre frequentemente uma fitofisionomia 

particular, densa e de pequena estatura, muitas vezes 

denominada floresta anã ou nanofloresta montana. 

No Espinhaço, muitas destas nanoflorestas são monodominantes, 

com destaque de espécies do gênero 

Eremanthus, quando recebem a denominação popular 

de candeal (Oliveira-Filho & Fluminhan-Filho, 1999). 

Além de toda esta variação, ainda ocorrem manchas de 

floresta decídua nos afloramentos calcáreos da Cadeia, 

com composição florística muito particular (Meguro 

et al., no prelo). 

Com relação à atual extensão dessas florestas, as 

da Chapada Diamantina são menores que aquelas encontradas 

no sul da Serra do Espinhaço. Devido à considerável 

interferência do homem nessas áreas, não é 

possível visualizar uma imagem clara dos padrões de 

diversidade na região. Comparando-se com outras fitofisionomias, 

Harley (1995) considera as florestas 

como as mais ameaçadas, as menos estudadas e as 

mais interessantes em termos de ligações fitogeográficas 

e da história passada da vegetação no leste da 

América do Sul. Já existe um número razoável de estudos 

sobre os padrões florísticos das florestas do 

Domínio Atlântico, que ocorrem mais ao leste do Brasil 

(Salis et al., 1995; Oliveira-Filho & Fontes, 2000; 

Scudeller et al., 2001; Ferraz et al., 2004; Oliveira- 

Filho et al., 2005), mas pouco se conhece sobre as que 

ocorrem na Cadeia do Espinhaço, apesar do crescente 

número de estudos. 

O presente estudo teve como objetivo contribuir para 

o conhecimento das fitofisionomias florestais da Cadeia 

do Espinhaço, analisando a composição florística 

de seu compartimento arbóreo e os padrões de distribuição 

das espécies associados às variáveis geográficas 

e climáticas. 


MATERIAL E MÉTODOS 

Levantamentos florísticos e das variáveis geográficas 

e climáticas 

Foram compiladas da literatura listagens da flora arbórea 

de 18 áreas de floresta localizadas ao longo da Cadeia 

do Espinhaço, totalizando uma lista com 1107 espécies. 

A listagem de cada área de floresta em questão 

inclui todo o mosaico de fitofisionomias ali existentes. 

Possivelmente, devido às dificuldades impostas pela 

grande heterogeneidade ambiental, a literatura compilada 

não discrimina as fitofisionomias. As áreas de floresta 

estão localizadas: seis na Bahia (Gentio do Ouro, 

Jacobina, Morro do Chapéu, Catolés, Palmeiras e 

Mucugê) e as outras doze (Diamantina, Grão Mogol, 

Santa Bárbara, Serra do Cipó, Catas Altas da Noruega, 

Congonhas do Campo, Nova Lima, Belo Horizonte, 

Mariana, Ouro Preto, Chapada de São Domingos e Leme 

do Prado) em Minas Gerais. 

A localização geográfica das áreas é indicada na Figura 

1; as variáveis ambientais (geográficas e climáticas), 

número de espécies e as autorias dos estudos são 

fornecidas nas Tabelas 1 e 2. As médias anuais e as 

mensais de temperatura e a precipitação foram obtidas 

junto ao DNMET – Departamento Nacional de Meteorologia 

do Ministério de Agricultura (1992) ou da Rede 

Nacional de Agrometeorologia (2004). Para algumas 

áreas, as médias foram geradas a partir de interpolação 

entre registros de áreas vizinhas e, ou, aplicação 

de correção para altitude, seguindo procedimentos 

descritos por Thornthwaite (1948). 

As espécies foram classificadas nas famílias reconhecidas 

pelo Angiosperm Phylogeny Group (APG II 

2003). 

Análises florísticas 

Para realização das análises florísticas, foram preparados 

dois bancos de dados contendo informações 

florísticas e ambientais sobre as 18 áreas de floresta. 

O banco de dados florísticos consistiu de dados binários 

de presença/ausência de 1.107 espécies de árvores 

em cada área. O banco de dados com as variáveis 

ambientais consistiu de: latitude, longitude, altitude, 

temperatura média anual, temperaturas médias mensais 

de julho e de janeiro, diferença térmica entre as 

médias de julho e de janeiro, precipitação média anual, 

precipitações médias mensais da estação seca (junhoagosto) 

e chuvosa (dezembro-fevereiro), distribuição 

da precipitação (obtida da razão entre as duas médias 

mensais anteriores) e duração média da estação seca, 

que foi expressa pelo número de dias de déficit hídrico 

extraído de um diagrama de Walter (Walter, 1985).

FIGURA 1 – Localização das 18 áreas de fitofisionomias florestais utilizadas nas análises florísticas. 

Os nomes das áreas que compõem o presente estudo são salientados em caixas. As áreas estão classificadas 

em quatro grupos conforme diagrama gerado pela Análise de Correspondência Canônica (CCA): 

() Quadrilátero Ferrífero; () Chapada de São Domingos; ()Espinhaço Central em Minas Gerais e 

Bahia; e () Disjunções Setentrionais da Chapada Diamantina. 




TABELA 1 – Relação das 18 áreas de fitofisionomias florestais localizadas na Cadeia do Espinhaço utilizadas nas análises florísticas. 

São fornecidos o nome da localidade, o estado da federação, o código de identificação de cada área, as coordenadas geográficas, 

a altitude mediana, número de espécies e as referências dos levantamentos florísticos compilados. 

NÚMERO DE 

ÁREAS CÓDIGO COORDENADAS ESPÉCIES REFERÊNCIAS 

Gentio do Ouro, BA BAgent 11º26’S 42º30’E 101 J. J Caldas. (dados inéditos) 

Jacobina, BA BAjaco 11º10’S 40º29’E 164 J. J Caldas. (dados inéditos) 

Morro do Chapéu, BA BAmorr 11º35’S 41º12’E 103 J. J Caldas. (dados inéditos) 

Catolés, BA BAcato 13º17’S 41º47’E 297 Zappi et al. (2003) 

Palmeiras, BA BApalm 12º27’S 41º27’E 209 Guedes & Orge (1998) 

Mucugê, BA BAmucu 13º00’S 41º22’E 163 Harley & Simmons (1986) 

Serra do Cipó, MG MGcipo 19º13’S 43º32’E 282 Campos (1995)Meguro et al. 

(1996a)Meguro et al. (1996b) 

Diamantina, MG MGdiam 18º14’S 43º36’E 248 A. T. Oliveira-Filho (dados inéditos) 

Grão Mogol, MG MGgrao 16º33’S 42º54’E 236 Pirani et al. (2003)Pirani et al. (2004) 

Santa Bárbara, MG MGbarb 19º54’S 43º22’E 189 CETEC (1989)Oliveira-Filho et al. 

(2005)Pedralli & Teixeira (1997) 

Belo Horizonte, MG MGbelo 20º02’S 44º00’E 192 Meyer (1999)Meyer et al. (2004) 

Catas Altas da Noruega, MG MGcata 20º36’S 43º33’E 215 Brina & Carvalho (2003) 

Congonhas do Campo, MG MGcong 20º30’S 43º44’E 269 M. S. Werneck, W. A. C Carvalho & S. G 

Rezende (dados inéditos) 

Nova Lima, MG MGnovl 19º58’S 43º54’E 209 Werneck (2006)Spósito & Stehmann (2006) 

Mariana, MG MGmari 20º22’S 43º23’E 306 Oliveira-Filho et al. (2005) 

Ouro Preto, MG MGouro 20º23’S 43º34’E 242 Pedralli et al. (1997)Werneck et al. (2000) 

Chapada de São Domingos, MG MGchap 17º29’S 43º08’E 213 Oliveira-Filho et al. (2005) 

Leme do Prado, MG MGleme 17º02’S 42º43’E 239 Oliveira-Filho et al. (2005) 

Foi realizada uma classificação florística hierárquica 

das 18 áreas aplicando o algoritmo de médias ponderadas 

(UPGMA) aos coeficientes de similaridade de 

Sørensen entre as áreas através do programa PC-ORD 

para Windows versão 4.14 (McCune & Mefford, 1999). 

O resultado dessa análise é apresentado na forma de 

um dendrograma em que se agrupam progressivamente 

as amostras mais semelhantes, até que se forme um 

único grupo. Conforme recomendação de Mueller- 

Dombois & Ellenberg (1974), foi utilizado o nível de 

corte de 25% no eixo da escala do dendrograma para 

separar os grupos florísticos. 

Para investigar as relações entre as variações da composição 

florística e as variáveis geoclimáticas, foi empregada 

a análise de correspondência canônica, CCA 

(ter Braak, 1987), utilizando-se também o PC-ORD. A 

CCA procura extrair padrões inter-relacionados de estrutura 

dos dados contidos em duas matrizes, no caso, 

a matriz das espécies e a matriz ambiental. A matriz de 

espécies foi extraída da matriz de composição florística 

após a exclusão das espécies que ocorriam em ape- 


nas uma das 18 áreas, restando 767 espécies na matriz 

final. A matriz ambiental consistiu de seis variáveis 

geoclimáticas que apresentaram correlações > 0,6 com 

pelo menos um dos dois primeiros eixos de ordenação, 

conforme adotado por Oliveira-Filho et al. (2006), 

selecionadas entre as 12 originais a partir de CCAs 

preliminares, que indicaram as mais fortemente relacionadas. 

O teste de permutação de Monte Carlo (ter 

Braak, 1995) foi aplicado à CCA final para avaliar a 

significância das correlações encontradas. 

RESULTADOS E DISCUSSÃO 

Listagem de espécies 

Os estudos nas 18 áreas de floresta da Cadeia do 

Espinhaço registraram um total de 1.107 espécies 

arbóreas, distribuídas em 89 famílias e 357 gêneros 

(Tabela 3). As famílias melhor representadas foram 

Fabaceae com 14,6% do total de espécies, Myrtaceae 

(8,9%), Lauraceae (5,7%), Melastomataceae (5,2%),

TABELA 2 – Relação das 18 áreas de fitofisionomias florestais localizadas na Cadeia do Espinhaço utilizadas nas análises florísticas. 

São fornecidos os códigos de identificação de cada área, a altitude mediana, as temperaturas médias no ano 

(T ANO) e nos meses de julho (T JUL) e janeiro (T JAN), diferença térmica entre as médias de julho e de janeiro (T RANGE), as 

precipitações médias no ano (P ANO) e mensal entre julho e agosto (P JJA) e entre dezembro e fevereiro (P DJF), a distribuição 

da precipitação (P DIST) e a duração da estação seca (SECA). 

ALTITUDE T ANO T JUL T JAN P ANO P JJA P DJF SECA 

CÓDIGO (m) (°C) (°C) (°C) T RANGE (mm) (mm) (mm) P DIST (dias) 

BAgent 969 22,1 20,0 22,8 3,4 829,8 31,6 103,8 0,30 150 

BAjaco 848 22,7 19,9 24,1 4,4 841,1 44,9 99,2 0,45 80 

BAmorr 1093 19,7 17,2 21,1 4,0 749,0 29,0 106,0 0,27 120 

BAcato 1533 19,1 16,6 20,5 4,2 1299,0 51,8 158,1 0,33 40 

BApalm 1043 20,8 18,3 22,2 4,2 1301,55 39,4 174,7 0,23 40 

BAmucu 1038 21,0 18,5 22,4 4,2 1155,2 38,4 152,9 0,25 60 

MGcipo 1367 17,9 14,6 19,8 5,4 1506,6 14,8 255,9 0,06 120 

MGdiam 1279 18,1 15,3 19,8 4,7 1406,0 11,0 231,0 0,05 110 

MGgrao 953 21,0 18,3 22,1 4,0 1035,6 9,6 167,8 0,06 140 

MGbarb 746 20,5 17,0 22,7 5,9 1364,7 12,8 244,4 0,05 130 

MGbelo 1086 21,1 18,1 22,8 5,1 1492,0 14,7 267,7 0,05 140 

MGcata 1303 18,3 14,7 20,5 6,1 1310,5 15,7 225,9 0,07 120 

MGcong 968 19,5 15,9 21,7 6,1 1297,6 15,6 223,7 0,07 140 

MGnovl 963 20,6 17,6 22,3 5,1 1451,5 13,4 260,6 0,05 130 

MGmari 791 20,9 17,3 23,3 6,2 1533,1 13,3 282,3 0,05 130 

MGouro 1319 17,6 14,6 19,3 5,1 1491,3 14,5 268,0 0,05 120 

MGchap 838 22,1 19,2 23,7 4,7 999,2 6,5 172,7 0,04 160 

MGleme 738 21,2 18,3 22,7 4,6 934,7 4,1 151,0 0,03 160 

Rubiaceae (4,3%), Asteraceae (3,3%), Euphorbiaceae 

(3,2%), Annonaceae (2,7%) e Solanaceae (2,4%). Essas famílias 

representaram conjuntamente mais de 50% do 

levantamento da flora arbórea para Cadeia do Espinhaço. 

Os gêneros com maior riqueza florística foram 

Miconia (com 37 espécies), Myrcia (32), Eugenia (30), 

Ocotea (30), Solanum (18), Inga (15), Erythroxylum (14), 

Machaerium (14), Byrsonima, Guatteria e Ilex (13 cada). 

Esses gêneros, dentre os 357 encontrados, representaram 

aproximadamente 20% das espécies amostradas. 

Com base na ocorrência em 12 ou mais áreas, 29 espécies 

foram consideradas como de ampla distribuição 

no Espinhaço, o que representa apenas 2,6% do total. 

Dentre estas, 27 são relacionadas por Oliveira-Filho & 

Fontes (2000) como generalistas de ampla distribuição 

no domínio da Mata Atlântica assim como em outros 

domínios, notadamente o Amazônico, o da Caatinga e 

o do Cerrado. São elas Alchornea triplinervia, Amaioua 

guianensis, Anadenanthera colubrina, Blepharocalyx 

salicifolius, Bowdichia virgilioides, Cabralea canjerana, 


Casearia sylvestris, Cecropia pachystachya, Copaifera 

langsdorffii, Eugenia florida, Guapira opposita, Miconia 

ligustroides, Myrcia amazonica, Myrcia guianensis, Myrcia 

splendens, Myrcia tomentosa, Myrciaria floribunda, Myrsine 

umbellata, Pera glabrata, Psychotria vellosiana, Roupala 

montana, Senna macranthera, Tapirira guianensis, Tapirira 

obtusa, Terminalia glabrescens, Vochysia tucanorum e 

Zanthoxylum rhoifolium. Tais espécies são de ocorrência 

comum em diversas fitofisionomias, pois se adaptam 

uma ampla escala de condições climáticas e de solo 

(Pirani et al., 1994). As duas exceções são Cyathea 

phalerata e Faramea nigrescens. Ambas têm, de fato, uma 

ampla distribuição nos domínios Atlântico e do Cerrado, 

embora restritas a habitats florestais específicos 

(A. Salino e D. Zappi, comunicação pessoal). 

Em contraponto, destacaram-se 542 arbóreas (49% do 

total) cuja ocorrência foi registrada em apenas uma ou 

duas localidades, tendo sido consideradas como de distribuição 

restrita. O “padrão de distribuição restrito” de 

muitas espécies na Cadeia do Espinhaço provavelmente 



é conseqüência das condições ambientais específicas 

de áreas isoladas nos topos das montanhas (Pirani 

et al., 1994). Com relação aos endemismos por região, 

a porção mineira do Espinhaço apresenta um número 

maior de espécies restritas (397) que a Chapada 

Diamantina (183). Esses números devem ser analisados 

com cautela, uma vez que podem não refletir a real distribuição 

de algumas espécies decorrente da falta de 

amostragem entre as áreas. Um exemplo disso foram 

os registros de uma ocorrência no norte da Chapada 

e de outra no centro ou no sul do Espinhaço para 

Apeiba tibourbou, Erythroxylum revolutum, Eugenia 

cerasiflora, Hancornia speciosa e Strychnos nigricans, 

TABELA 3 – Relação das 1.107 espécies arbóreas registradas nas 18 áreas de formações florestais inventariadas no Complexo do 

Espinhaço em Minas Gerais e Bahia. As espécies estão organizadas em ordem alfabética das famílias reconhecidas pelo APG II 

(2001) e seguidas do registro de ocorrência (•). As áreas de floresta são identificadas pelos códigos constantes na Tabela 1. 

FAMÍLIAS E ESPÉCIES 

Anacardiaceae 

Astronium fraxinifolium Schott ex Spreng. • • • 

Astronium graveolens Jacq. • • • • • • • 

Lithraea molleoides (Vell.) Engl. • • • • • 

Myracrodruon urundeuva Allemão • • 

Schinus terebinthifolius Raddi • • • • 

Spondias mombin L. • 

Tapirira guianensis Aubl. • • • • • • • • • • • • 

Tapirira obtusa (Benth.) J.D.Mitch. • • • • • • • • • • • • • • 

Annonaceae 

Anaxagorea dolichocarpa Sprague & Sandwith • • 

Anaxagorea silvatica R.E.Fr. • 

Annona cacans Warm. • • 

Annona montana Macfad. • • 

Duguetia chrysocarpa Maas • 

Duguetia lanceolata A.St.-Hil. • • • 

Guatteria acutipetala R.E.Fr. • 

Guatteria australis A.St.-Hil. • • • • • • • 

Guatteria campestris R.E.Fr. • 

Guatteria gomeziana A.St.-Hil. • • 

Guatteria lutea A.St.-Hil. • 

Guatteria notabilis Mello-Silva & Pirani • 

Guatteria odontopetala Mart. • • 

Guatteria pogonopus Mart. • 

Guatteria pohliana Schltdl. • • • 

Guatteria rupestris Mello Silva & Pirani • • • 

morr 

gent 


jaco 

cato 

todas as espécies reconhecidamente de ampla distribuição 

geográfica nos domínios do Cerrado e/ou Mata 

Atlântica (Oliveira-Filho, 2006). 

A despeito da amostragem das florestas do Espinhaço 

ser ainda pequena, os números já indicam, com 

segurança, que há um grande número de espécies de 

distribuição restrita. Padrões semelhantes foram 

encontrados por Oliveira-Filho et al. (2005) ao comparar 

a flora arbórea de 16 áreas de floresta semidecídua 

do domínio Atlântico distribuídas a leste do Espinhaço. 

Do total de 1.016 espécies, 529 (52,0%) apresentaram 

distribuição restrita (uma ou duas áreas) e 39 (3,8%) 

ampla distribuição (12 ou mais áreas). 

BAHIA MINAS GERAIS 

palm 

mucu 

grao 

diam 

cipo 

leme 

chap 

barb 

belo 

cong 

novl 

mari 

cata 

ouro 

continua...

...continuação da Tabela 3 


Guatteria sellowiana Schltdl. • • • • • • • • • 

Guatteria venezuelana R.E.Fr. • 

Guatteria villosissima A.St.-Hil. • • • • • • • • 

Oxandra martiana (Schltdl.) R.E.Fr. • 

Rollinia dolabripetala (Raddi) R.E.Fr. • • • 

Rollinia emarginata Schltdl. • 

Rollinia laurifolia Schltdl. • • • • • • • • 

Rollinia leptopetala R.E.Fr. • • • 

Rollinia rugulosa Schltdl. • 

Rollinia sylvatica (A.St.-Hil.) Mart. • • • • • 

Xylopia aromatica (Lam.) Mart. • • 

Xylopia brasiliensis Spreng. • • • • 

Xylopia emarginata Mart. • • • 

Xylopia sericea A.St.-Hil. • • • • • 

Apocynaceae 

Aspidosperma australe Müll.Arg. • • • • 

Aspidosperma cylindrocarpon Müll.Arg. • • • 

Aspidosperma discolor A.DC. • • • 

Aspidosperma dispermum Müll.Arg. • • 

Aspidosperma multiflorum A.DC. • 

Aspidosperma olivaceum Müll.Arg. • • • • • • 

Aspidosperma polyneuron Müll.Arg. • • • • • • 

Aspidosperma pyrifolium Mart. • 

Aspidosperma spruceanum Benth. ex Müll.Arg. • • • 

Aspidosperma subincanum Mart. ex A.DC. • • • 

Couma rigida Müll.Arg. • • 

Hancornia speciosa Gomes • • 

Himatanthus drasticus (Mart.) Plumel • • • • 

Himatanthus lancifolius (Müll.Arg.) Woodson • • • • 

Tabernaemontana catharinensis A.DC. • 

Tabernaemontana hystrix (Steud.) A.DC. • • • • 

Tabernaemontana solanifolia A.DC. • • • • • • • 

Aquifoliaceae 

Ilex affinis Gardner • • • • • • • • 

Ilex asperula Mart. ex Reissek • • 

Ilex cerasifolia Reissek • 

Ilex conocarpa Reissek • • • • 

Ilex dumosa Reissek • • • • • • 

Ilex grandis Reissek • 

Ilex lundii Warm. • • • • • 

Ilex nigropunctata Miers • • • 

Ilex paraguariensis A.St.-Hil. • 

Ilex pseudobuxus Reissek • • • 

morr 

gent 

jaco 

cato 

palm 

mucu 

grao 

diam 

cipo 

leme 



chap 

barb 

belo 

cong 

novl 

mari 

cata 

ouro 

continua... 





Ilex pseudovaccinium Reissek & Maxim. • • • • 

Ilex symplociformis Reissek • 

Ilex theezans Mart. ex Reissek • • • • • • • 

Araliaceae 

Aralia warmingiana (Marchal) J.Wen • 

Dendropanax cuneatus (DC.) Decne. & Planch. • • • • • • • • 

Schefflera calva (Cham.) Frodin & Fiaschi • • • 

Schefflera macrocarpa (Cham. & Schltdl.) Frodin • • 

Schefflera morototoni (Aubl.) Maguire et al. • • • • 

Schefflera varisiana Frodin • 

Schefflera vinosa (Cham. & Schltdl.) • • • • 

Frodin & Fiaschi 

Araucariaceae 

Araucaria angustifolia (Bertol.) Kuntze • 

Arecaceae 

Acrocomia aculeata (Jacq.) Lodd. ex Mart. • • • 

Attalea oleifera Barb.Rodr. • • 

Attalea pindobassu Bondar • • 

Euterpe edulis Mart. • • • 

Geonoma brevispatha Barb.Rodr. • • • • 

Geonoma schottiana Mart. • • • • • 

Syagrus flexuosa (Mart.) Becc. • • 

Syagrus oleracea (Mart.) Becc. • • 

Syagrus romanzoffiana (Cham.) Glassman • • • 

Asteraceae 

Austrocritonia velutina (Gardner) • 

R.M.King & H.Rob. 

Baccharis calvescens DC. • • 

Baccharis dentata (Vell.) G.Barroso • 

Baccharis serrulata Pers. • • 

Chromolaena laevigata (Lam.) R.M.King & H.Rob. • • • 

Dasyphyllum brasiliense (Spreng.) Cabrera • 

Dasyphyllum flagellare (Casar.) Cabrera • 

Eremanthus capitatus (Spreng.) MacLeish • • • • • 

Eremanthus crotonoides (DC.) Sch.Bip. • • • • 

Eremanthus eleagnus (Mart. ex DC.) Sch.Bip. • 

Eremanthus erythropappus (DC.) MacLeish • • • • • • • 

Eremanthus glomerulatus Less. • • • • 

Eremanthus incanus (Less.) Less. • • • • • • • 

Eremanthus polycephalus (DC.) MacLeish • • • 

Gochnatia floribunda Cabrera • 

Gochnatia hatschbachii Cabrera • 

morr 

gent 

Gochnatia paniculata (Less.) Cabrera • • • 



jaco 

cato 

palm 

mucu 

grao 

diam 

cipo 

leme 

chap 

barb 

belo 

cong 

novl 

mari 

cata 

ouro 

continua...



Gochnatia polymorpha (Less.) Cabrera • • • • • • • 

Heterocondylus alatus (Vell.) R.M.King & H.Rob. • • • 

Moquinia racemosa (Spreng.) DC. • • • • 

Morithamnus ganophyllus (Mattf. ex Pilg.) • • • 


Neocabreria pennivenia (B.L.Rob.) • 


Paralychnophora bicolor (DC.) MacLeish • • • • 

Piptocarpha axillaris (Less.) Baker • • • • • 

Piptocarpha macropoda Baker • • • • • • • 

Piptocarpha rotundifolia (Less.) Baker • 

Pseudobrickellia brasiliensis (Spreng.) • • • 


Symphyopappus compressus (Gardner) B.L.Rob. • 

Verbesina glabrata Hook. & Arn. • 

Vernonanthura brasiliana (L.) H.Rob. • 

Vernonanthura discolor (Spreng.) H.Rob. • • 

Vernonanthura divaricata (Spreng.) H.Rob. • • • • 

Vernonanthura ferruginea (Less.) H.Rob. • • • 

Vernonanthura mucronulata (Less.) H.Rob. • 

Vernonanthura phosphorica (Vell.) H.Rob. • • • 

Wunderlichia crulsiana Taub. • • 

Wunderlichia mirabilis Riedel ex Baker • • 

Bignoniaceae 

Cybistax antisyphilitica (Mart.) Mart. • • • • • • • 

Godmania dardanoi (J.C.Gomes) A.H.Gentry • 

Jacaranda brasiliana (Lam.) Pers. • • • 

Jacaranda caroba (Vell.) A.DC. • 

Jacaranda grandifoliolata A.H.Gentry • 

Jacaranda irwinii A.H.Gentry • • • • • 

Jacaranda jasminoides (Thunb.) Sandwith • • 

Jacaranda macrantha Cham. • • • • • • 

Jacaranda puberula Cham. • • • • • 

Sparattosperma leucanthum (Vell.) K.Schum. • • • • 

Tabebuia alba (Cham.) Sandwith • • 

Tabebuia bureavii Sandwith • 

Tabebuia chrysotricha (Mart. ex A.DC.) Standl. • • • 

Tabebuia impetiginosa (Mart. ex DC.) Standl. • • • • • 

Tabebuia obtusifolia (Cham.) Bureau • 

morr 

Tabebuia ochracea (Cham.) Standl. • • • 

gent 



jaco 

Tabebuia roseo-alba (Ridl.) Sandwith • • • 

Tabebuia serratifolia (Vahl) Nicholson • • • • • • • • 

Tabebuia vellosoi Toledo • • • 

Zeyheria tuberculosa (Vell.) Bureau • • • • • • 

cato 

palm 

mucu 

grao 

diam 

cipo 

leme 

chap 

barb 

belo 

cong 

novl 

mari 

cata 

ouro 

continua... 





Bonnetiaceae 

Bonnetia stricta (Nees) Nees & Mart. • • 

Boraginaceae 

Cordia alliodora (Ruiz & Pav.) Oken • 

Cordia ecalyculata Vell. • • 

Cordia rufescens A.DC. • • • 

Cordia sellowiana Cham. • • • • • • • 

Cordia superba Cham. • • 

Cordia taguahyensis Vell. • 

Cordia trichoclada DC. • 

Cordia trichotoma (Vell.) Arrab. ex Steud. • • • • • • 

Brassicaceae 

Capparis jacobinae Moric. ex Eichler • 

Bursereceae 

Commiphora leptophloeus (Mart.) J.B.Gillet • • 

Protium brasiliense (Spreng.) Engl. • • • • • 

Protium heptaphyllum (Aubl.) Marchand • • • • • • • • • • • 

Protium spruceanum (Benth.) Engl. • • • • • 

Protium widgrenii Engl. • • 

Cactaceae 

Arthrocereus melanurus (K.Schum.) L.Diers et al. • 

Cereus jamacaru DC. • • 

Facheiroa ulei (Gürke) Werderm. • 

Leocereus bahiensis Britton & Rose • • • • 

Micranthocereus albicephalus (Buining & • • 

Brederoo) F.Ritter 

Micranthocereus purpureus (Gürke) F.Ritter • • • 

Opuntia monacantha (Willd.) Haw. • 

Pereskia grandifolia Haw. • • • 

Pilosocereus aurisetus (Werderm.) • • 

Byles & G.D.Rowley 

Pilosocereus floccosus (Backeb. & Voll) • • • 


Pilosocereus fulvilanatus (Buining & Brederoo) • • 

F.Ritter 

Pilosocereus glaucochrous (Wederm.) • • • • 


Pilosocereus magnificus (Buining & Brederoo) • 

F.Ritter 

Pilosocereus pentaedrophorus (Labour.) • 


Cannabaceae 

morr 

gent 

Celtis brasiliensis (Gardner) Planch. • • • 

Celtis ehrenbergiana (Klotzsch) Liebm. • 



jaco 

cato 

palm 

mucu 

grao 

diam 

cipo 

leme 

chap 

barb 

belo 

cong 

novl 

mari 

cata 

ouro 

continua...



Celtis iguanaea (Jacq.) Sarg. • • • • • • • 

Trema micrantha (L.) Blume • • • • • 

Cardiopteridaceae 

Citronella paniculata (Mart.) R.A.Howard • • • 

Caricaceae 

Jacaratia spinosa (Aubl.) A.DC. • 

Celastraceae 

Cheiloclinium cognatum (Miers.) A.C.Sm. • • • 

Maytenus aquifolia Mart. • • 

Maytenus catingarum Reissek • • • 

Maytenus communis Reissek • • 

Maytenus evonymoides Reissek • • • • 

Maytenus floribunda Reissek • 

Maytenus glazioviana Loes. • • 

Maytenus gonoclada Mart. • • • • 

Maytenus mucugensis Car.-Okano • • • 

Maytenus obtusifolia Mart. • 

Maytenus opaca Reissek • 

Maytenus robusta Reissek • • • • • • 

Maytenus salicifolia Reissek • • • • • • 

Plenckia bahiensis Loes. • • • 

Plenckia populnea Reissek • • • • 

Salacia elliptica (Mart. ex Schult.) G.Don • • • • • 

Chloranthaceae 

Hedyosmum brasiliense Miq. • • • • • • • 

Chrysobalanaceae 

Couepia ovalifolia (Schott) Benth. • 

Couepia uiti (Mart. & Zucc.) Benth. ex Hook.f. • • 

Couepia venosa Prance • 

Exellodendron gardneri (Hook.f.) Prance • • • 

Hirtella ciliata Mart. & Zucc. • 

Hirtella floribunda Cham. & Schltdl. • 

Hirtella glandulosa Spreng. • • • • • • • • 

Hirtella gracilipes (Hook.f.) Prance • • • 

Hirtella hebeclada Moric. ex DC. • • • 

Hirtella martiana Hook.f. • • 

Hirtella racemosa Lam. • • • • 

morr 

Licania dealbata Hook.f. • 

Licania hoehnei Pilg. • • 

Licania humilis Cham. & Schltdl. • 

gent 



jaco 

Licania kunthiana Hook.f. • • • • • 

Licania nitida Hook.f. • • 

Licania octandra (Hoffmanns. ex Roem. & • • • • • • 

Schult.) Kuntze 

cato 

Licania riedelii Prance • 

palm 

mucu 

grao 

diam 

cipo 

leme 

chap 

barb 

belo 

cong 

novl 

mari 

cata 

ouro 

continua... 





Clethraceae 

Clethra scabra Pers. • • • • • • • • • 

Clusiaceae 

Calophyllum brasiliense Cambess. • • • • • • • • • • 

Chrysochlamys saldanhae (Engl.) Oliveira-Filho • • 

Clusia criuva Cambess. • • • 

Clusia fragrans Gardner • • • 

Clusia intermedia G.Mariz • 

Clusia melchiori Gleason • • 

Clusia nemorosa G.Mey • • • • • • • • 

Clusia obdeltifolia V.Bittrich • • • 

Garcinia brasiliensis Mart. • • 

Kielmeyera appariciana Saddi • 

Kielmeyera coriacea Mart. & Zucc. • 

Kielmeyera cuspidata Saddi • • 

Kielmeyera lathrophyton Saddi • • • • • • • • • • • 

Kielmeyera petiolaris Mart. • • • 

Tovomita brasiliensis (Mart.) Walp. • 

Tovomita leucantha (Schltdl.) Cham. & Triana • 

Combretaceae 

Buchenavia tetraphylla (Aubl.) R.A.Howard • • 

Terminalia argentea (Cambess.) Mart. • 

Terminalia eichleriana Alwan & Stace • 

Terminalia fagifolia Mart. • • 

Terminalia glabrescens Mart. • • • • • • • • • • • • 

Terminalia phaeocarpa Eichler • • • 

Connaraceae 

Bernardinia fluminensis (Gardner) Planch. • • 

Connarus beyrichii Planch. • • 

Connarus detersus Planch. • • 

Rourea induta Planch. • 

Cunoniaceae 

Lamanonia grandistipularis (Taub.) Taub. • • 

Lamanonia ternata Vell. • • • • • • • • • 

Weinmannia paulliniifolia Pohl • • 

Cyatheaceae 

morr 

gent 

Alsophila sternbergii (Pohl ex Sternb.) Conant • • 

Cyathea corcovadensis (Raddi) Domin • • • • • • • • • • • 

Cyathea delgadii Sternb. • • • • • • • • • • 

Cyathea dichromatolepis (Fée) Domin • 

Cyathea lasiosora (Kuhn) Domin • 

Cyathea leucofolis Domin • • 

Cyathea microdonta (Desv.) Domin • 



jaco 

cato 

palm 

mucu 

grao 

diam 

cipo 

leme 

chap 

barb 

belo 

cong 

novl 

mari 

cata 

ouro 

continua...



Cyathea phalerata Mart. • • • • • • • • • • • • • • • 

Cyathea rufa (Fée) Lellinger • 

Cyathea villosa Willd. • • • • • • • • • • • 

Sphaeropteris gardneri (Hook.) Tryon • • • 

Dicksoniaceae 

Dicksonia sellowiana Hook. • • 

Ebenaceae 

Diospyros hispida A.DC. • • • • • 

Diospyros inconstans Jacq. • • 

Diospyros ketun B.Walln. • 

Diospyros sericea A.DC. • • • • • 

Elaeocarpaceae 

Sloanea guianensis (Aubl.) Benth. • • 

Sloanea monosperma Vell. • • • 

Sloanea stipitata Spruce ex Benth. • 

Ericaceae 

Agarista chapadensis (Kinoshita-Gouvêa) Judd • 

Agarista coriifolia (Thunb.) Hook.f. ex Nied. • • • • • 

Agarista eucalyptoides (Cham. & Schltdl.) G.Don • • • • • • • 

Agarista glaberrima (Sleumer) Judd • • 

Agarista oleifolia (Cham.) G.Don • • • • • • • • • • 

Agarista pulchella Cham. ex G.Don • 

Gaultheria eriophylla (Pers.) Sleumer ex Burtt • 

Gaylussacia brasiliensis (Spreng.) Mart. • • • • • • • • 

Erythroxylaceae 

Erythroxylum betulaceum Mart. • • 

Erythroxylum citrifolium A.St.-Hil. • • • • 

Erythroxylum cuneifolium (Mart.) O.E.Schulz • 

Erythroxylum daphnites Mart. • 

Erythroxylum deciduum A.St.-Hil. • • • • • • • 

Erythroxylum gonoclados (Mart.) O.E.Schulz • • 

Erythroxylum macrocalyx Mart. • 

Erythroxylum macrochaetum Miq. • • 

Erythroxylum pelleterianum A.St.-Hil. • • • • • • • 

Erythroxylum polygonoides Mart. • • 

Erythroxylum pulchrum A.St.-Hil. • 

Erythroxylum revolutum Mart. • • 

Erythroxylum subrotundum A.St.-Hil. • • • 

Erythroxylum vaccinifolium Mart. • • • • 

Euphorbiaceae 

morr 

gent 



jaco 

Actinostemon klotzschii (Didr.) Pax • 

Alchornea glandulosa Poepp. & Endl. • • • 

cato 

Alchornea triplinervia (Spreng.) Müll.Arg. • • • • • • • • • • • • • 

palm 

mucu 

grao 

diam 

cipo 

leme 

chap 

barb 

belo 

cong 

novl 

mari 

cata 

ouro 

continua... 





Aparisthmium cordatum (Juss.) Baill. • • • • 

Chaetocarpus echinocarpus (Baill.) Ducke • • • • • 

Cnidoscolus bahianus (Ule) Pax & K.Hoffm. • 

Cnidoscolus oligandrus (Müll.Arg.) Pax • • 

Croton argyrophylloides Müll.Arg. • 

Croton celtidifolius Baill. • • 

Croton floribundus Spreng. • • • • • • • • • 

Croton heliotropiifolius Kunth • • 

Croton lagoensis Müll.Arg. • 

Croton piptocalyx Müll.Arg. • 

Croton salutaris Casar. • 

Croton urucurana Baill. • • • • • • • • • • 

Croton verrucosus Radcl.-Sm. & Govaerts • • • 

Joannesia princeps Vell. • 

Mabea fistulifera Mart. • • • • • 

Mabea piriri Aubl. • 

Manihot caerulescens Pohl • • • 

Manihot jacobinensis Müll.Arg. • • • • 

Maprounea guianensis Aubl. • • • • • • • • • 

Micrandra elata Müll.Arg. • 

Pachystroma longifolium (Nees) I.M.Johnst. • 

Pera glabrata (Schott) Poepp. ex Baill. • • • • • • • • • • • • • • 

Pogonophora schomburgkiana Miers • • 

Sapium glandulosum (L.) Morong • • • • • • • • • • • 

Sapium obovatum Klotzsch ex Müll.Arg. • 

Sapium sellowianum (Müll.Arg.) • • 

Klotzsch ex Baill. 

Sebastiania brasiliensis Spreng. • • • • • 

Sebastiania brevifolia (Müll.Arg.) Müll.Arg. • 

Sebastiania commersoniana (Baill.) L.B.Sm. • • 

& Downs 

Sebastiania jacobinensis (Müll.Arg.) Müll.Arg. • • 

Sebastiania schottiana (Müll.Arg.) Müll.Arg. • 

Stillingia saxatilis Müll.Arg. • • • 

Fabaceae caesalpinioideae 

Apuleia leiocarpa (Vogel) J.F.Macbr. • • • • • • • 

Bauhinia acuruana Moric. • 

Bauhinia forficata Link • • 

Bauhinia fusconervis (Bong.) Steud. • 

Bauhinia longifolia (Bong.) D.Dietr. • • • • • 

Bauhinia pulchella Benth. • • • 

morr 

Bauhinia rufa (Bong.) Steud. • • • • • 

gent 

Caesalpinia microphylla Mart. ex G.Don • 



jaco 

cato 

palm 

mucu 

grao 

diam 

cipo 

leme 

chap 

barb 

belo 

cong 

novl 

mari 

cata 

ouro 

continua...



Cassia ferruginea (Schrad.) Schrad. ex DC. • • • • • • • • • 

Chamaecrista catharticoides (H.S.Irwin & • 

Barneby) H.S.Irwin & Barneby 

Chamaecrista sincorana (Harms) • • 

H.S.Irwin & Barneby 

Copaifera langsdorffii Desf. • • • • • • • • • • • • • • • • 

Copaifera trapezifolia Hayne • 

Dimorphandra exaltata Schott • 

Goniorrhachis marginata Taub. • • 

Hymenaea courbaril L. • • • • • • • 

Hymenaea martiana Hayne • 

Hymenaea stigonocarpa Mart. ex Hayne • • • • 

Melanoxylon brauna Schott • • • 

Moldenhawera emarginata (Spreng.) • • 

L.P.Queiroz & Allkin 

Peltophorum dubium (Spreng.) Taub. • • • • • 

Pterogyne nitens Tul. • • • 

Senna acuruensis (Benth.) H.S.Irwin & Barneby • • • • 

Senna cana (Nees & Mart.) H.S.Irwin & Barneby • • • • • • • 

Senna corifolia (Benth.) H.S.Irwin & Barneby • • 

Senna gardnerii (Benth.) H.S.Irwin & Barneby • 

Senna macranthera (Collad.) H.S.Irwin & Barneby • • • • • • • • • • • • • 

Senna multijuga (L.C.Rich.) H.S.Irwin & Barneby • • • • • • • • 

Senna reniformis (G.Don) H.S.Irwin & Barneby • • • 

Senna rizzinii H.S.Irwin & Barneby • 

Senna rugosa (G.Don) H.S.Irwin & Barneby • 

Senna silvestris (Vell.) H.S.Irwin & Barneby • • • • 

Senna spectabilis (DC.) H.S.Irwin & Barneby • • 

Senna splendida (Vogel) H.S.Irwin & Barneby • 

Tachigali aurea Tul. • 

Tachigali rugosa (Mart. ex Benth.) • • • • • • • • 

Zarucchi & Pipoly 

Tachigali subvelutina (Benth.) Oliveira-Filho • • • 

Fabaceae faboideae 

Acosmium dasycarpum (Vogel) Yakovlev • • • 

Amburana cearensis (Allemão) A.C.Sm. • 

Andira fraxinifolia Benth. • • • • • • • • • 

Andira ormosioides Benth. • • • 

Andira vermifuga (Mart.) Benth. • 

Bowdichia virgilioides Kunth • • • • • • • • • • • • 

Centrolobium sclerophyllum H.C.Lima • 

Cyclolobium brasiliense Benth. • • 

Dalbergia acuta Benth. • 

morr 

gent 



jaco 

cato 

Dalbergia brasiliensis Vogel • 

palm 

mucu 

grao 

diam 

cipo 

leme 

chap 

barb 

belo 

cong 

novl 

mari 

cata 

ouro 

continua... 





Dalbergia decipularis Rizzini & A.Mattos • 

Dalbergia foliolosa Benth. • • • • • • 

Dalbergia frutescens (Vell.) Britton • • • • • • • • • 

Dalbergia glaucescens (Mart. ex Benth) Benth. • • 

Dalbergia miscolobium Benth. • • • • 

Dalbergia nigra (Vell.) Allemão ex Benth. • • • • 

Dalbergia villosa (Benth.) Benth. • • • • • • 

Deguelia costata (Benth.) Az.-Tozzi • • • • 

Diplotropis ferruginea Benth. • • 

Diplotropis incexis Rizzini & A.Mattos • 

Erythrina falcata Benth. • • 

Hymenolobium janeirense Kuhlm. • • • 

Lonchocarpus campestris Benth. • • • • 

Lonchocarpus cultratus (Vell.) • • • • 

Az.-Tozzi & H.C.Lima 

Lonchocarpus latifolius (Willd.) DC. • 

Lonchocarpus montanus Az.-Tozzi • 

Lonchocarpus muehlbergianus Hassl. • • 

Lonchocarpus praecox Mart. ex Benth. • • 

Lonchocarpus virgilioides (Vogel) Benth. • • 

Luetzelburgia bahiensis Yakov. • 

Machaerium acutifolium Vogel • • 

Machaerium amplum Benth. • 

Machaerium brasiliense Vogel • • • • • • • • • 

Machaerium dimorphandrum Hoehne • 

Machaerium floridum (Mart. ex Benth.) Ducke • 

Machaerium hirtum (Vell.) Stellfeld • • • • • • • 

Machaerium leucopterum Vogel • 

Machaerium nictitans (Vell.) Benth. • • • • • • • • 

Machaerium opacum Vogel • 

Machaerium punctatum (Poir.) Pers. • • 

Machaerium scleroxylon Tul. • • 

Machaerium stipitatum (DC.) Vogel • • • • • 

Machaerium vestitum Vogel • • 

Machaerium villosum Vogel • • • • • 

Myrocarpus fastigiatus Allemão • • • 

Myroxylon peruiferum L.f. • 

Ormosia arborea (Vell.) Harms • • 

Platycyamus regnellii Benth. • • 

Platymiscium floribundum Vogel • • • 

Platymiscium pubescens Micheli • 

Platypodium elegans Vogel • • • • • • • 

Poecilanthe ulei (Harms) Arroyo & Rudd • • 

morr 

gent 



jaco 

cato 

palm 

mucu 

grao 

diam 

cipo 

leme 

chap 

barb 

belo 

cong 

novl 

mari 

cata 

ouro 

continua...



Pterodon emarginatus Vogel • • • 

Swartzia acutifolia Vogel • • 

Swartzia apetala Raddi • • • • 

Swartzia flaemingii Vogel • • • • 

Swartzia macrostachya Benth. • 

Swartzia multijuga Hayne • 

Swartzia pilulifera Benth. • • • • • • 

Sweetia fruticosa Spreng. • • • 

Zollernia ilicifolia (Brongn.) Vogel • • 

Fabaceae Mimosoideae 

Abarema cochliacarpos (Gomes) • • 

Barneby & J.W.Grimes 

Abarema obovata (Benth.) Barneby & J.W.Grimes • • • • • 

Acacia bahiensis Benth. • 

Acacia farnesiana (L.) Willd. • 

Acacia langsdorffii Benth. • • • 

Acacia polyphylla DC. • • • • • 

Acacia riparia Kunth • • • 

Acacia tenuifolia (L.) Willd. • • • 

Albizia pedicellaris (DC.) L.Rico • 

Albizia polycephala (Benth.) Killip ex Record • • • • • 

Anadenanthera colubrina (Vell.) Brenan • • • • • • • • • • • • • 

Blanchetiodendron blanchetii (Benth.) • • • • 


Calliandra asplenioides (Nees) Renvoize • • • • • • 

Calliandra bella Benth. • 

Calliandra calycina Benth. • • • • • 

Calliandra elegans Renvoize • 

Calliandra erubescens Renvoize • • • • • 

Calliandra lintea Barneby • 

Calliandra renvoizeana Barneby • 

Chloroleucon dumosum (Benth.) G.P.Lewis • • 

Enterolobium contortisiliquum (Vell.) Morong • • 

Enterolobium gummiferum (Mart.) J.F.Macbr. • 

Enterolobium timbouva Mart. • 

Inga barbata Benth. • 

Inga capitata Desv. • • 

Inga cayennensis Sagot ex Benth. • 

morr 

gent 



Inga cylindrica (Vell.) Mart. • • • • 

Inga flagelliformis (Vell.) Mart. • 

jaco 

Inga ingoides (Rich.) Willd. • • • • • • 

Inga laurina (Sw.) Willd. • • • • • • 

Inga marginata Willd. • • • • • • • 

cato 

palm 

mucu 

grao 

diam 

cipo 

leme 

chap 

barb 

belo 

cong 

novl 

mari 

cata 

ouro 

continua... 





Inga sessilis (Vell.) Mart. • • • • • • • • 

Inga striata Benth. • • • • • 

Inga subnuda Salzm. ex Benth. • • • 

Inga tenuis (Vell.) Mart. • 

Inga tripa F.C.P.Garcia • 

Inga vera Willd. • 

Inga vulpina Mart. ex Benth. • • • 

Leucochloron incuriale (Vell.) • • 


Mimosa adenophylla Taub. • 

Mimosa arenosa (Willd.) Poir. • • 

Mimosa gemmulata Barneby • • • • 

Mimosa irrigua Barneby • 

Mimosa lewisii Barneby • • • 

Mimosa setosa Benth. • • 

Mimosa tenuiflora (Willd.) Poir. • 

Parapiptadenia zehntneri (Harms) • 

M.P.Lima & H.P.Lima 

Piptadenia adiantoides (Spreng.) J.F.Macbr. • • • 

Piptadenia gonoacantha (Mart.) J.F.Macbr. • • • • • • 

Piptadenia irwinii G.P.Lewis • • 

Piptadenia moniliformis Benth. • • 

Piptadenia paniculata Benth. • 

Piptadenia viridiflora (Kunth) Benth. • • 

Plathymenia reticulata Benth. • • • • • • • • 

Pseudopiptadenia bahiana G.P.Lewis & M.P.Lima • 

Pseudopiptadenia brenanii G.P.Lewis & M.P.Lima • • • • • 

Pseudopiptadenia contorta (DC.) • • • 

G.P.Lewis & M.P.Lima 

Pseudopiptadenia leptostachya (Benth.) • 

Rausch. 

Pseudopiptadenia warmingii (Benth.) • • 

G.P.Lewis & M.P.Lima 

Samanea inopinata (Harms) • 


Stryphnodendron adstringens (Mart.) Cov. • 

Stryphnodendron polyphyllum Mart. • • • • 

Stryphnodendron rotundifolium Mart. • 

Zygia latifolia (L.) Fawc. & Rendle • 

Humiriaceae 

Humiria balsamifera Aubl. • • • • • • • • • • 

Humiriastrum glaziovii (Urb.) Cuatrec. • • 

Vantanea compacta (Schnizl.) Cuatrec. • • • • • • 

Vantanea obovata (Nees & Mart.) Benth. • • • • • • • 

morr 

gent 



jaco 

cato 

palm 

mucu 

grao 

diam 

cipo 

leme 

chap 

barb 

belo 

cong 

novl 

mari 

cata 

ouro 

continua...



Hypericaceae 

Vismia brasiliensis Choisy • • • • • 

Vismia guianensis (Aubl.) Pers. • • • • • • 

Vismia magnoliifolia Schltdl. & Cham. • 

Vismia parviflora Cham. & Schltdl. • 

Icacinaceae 

Emmotum nitens (Benth.) Miers • • • • • • • • 

Lacistemataceae 

Lacistema pubescens Mart. • • • • • 

Lacistema robustum Schnizl. • • 

Lamiaceae 

Aegiphila lhotskiana Cham. • • • • • • 

Aegiphila obducta Vell. • 

Aegiphila sellowiana Cham. • • • • • • • • • 

Hyptidendron asperrimum (Epling) Harley • • • • 

Hyptidendron claussenii (Benth.) Harley • 

Vitex megapotamica (Spreng.) Moldenke • 

Vitex polygama Cham. • • • • • • • • • • • 

Vitex schaueriana Moldenke • • • • 

Vitex sellowiana Cham. • • • • • 

Lauraceae 

Aiouea acaradomatifera Kosterm. • 

Aiouea saligna Meisn. • • • 

Aniba firmula (Nees & Mart.) Mez • • • • 

Aniba heringeri Vattimo-Gil • • • 

Aniba intermedia (Meisn.) Mez • 

Cinnamomum erythropus (Nees & Mart.) Kosterm. • • • • 

Cinnamomum haussknechtii (Mez) Kosterm. • • • • 

Cinnamomum rubrinerveum Loréa-Hern. • • 

Cinnamomum stenophyllum (Meisn.) Vattimo-Gil • • • 

Cinnamomum tomentulosum Kosterm. • • 

Cinnamomum triplinerve (Ruiz & Pav.) Kosterm. • • • • • 

Cinnamomum uninerveum Loréa-Hern. • 

Cryptocarya aschersoniana Mez • • • • • 

Endlicheria glomerata Mez • • 

Endlicheria paniculata (Spreng.) J.F.Macbr. • • • • • • 

Licaria armeniaca (Nees) Kosterm. • 

Nectandra cissiflora Nees • • • • • • 

Nectandra cuspidata Nees • 

morr 

gent 



jaco 

Nectandra grandiflora Nees • • • 

Nectandra lanceolata Nees • • • • • • 

Nectandra megapotamica (Spreng.) Mez • • • 

cato 

Nectandra nitidula Nees • • • • • 

palm 

mucu 

grao 

diam 

cipo 

leme 

chap 

barb 

belo 

cong 

novl 

mari 

cata 

ouro 

continua... 





Nectandra oppositifolia Nees • • • • • • • • • • 

Nectandra puberula (Schott) Nees • 

Nectandra reticulata (Ruiz & Pav.) Mez • • • 

Nectandra venulosa Meisn. • 

Nectandra warmingii Meisn. • • 

Ocotea aciphylla (Nees) Mez • • • 

Ocotea brachybotra (Meisn.) Mez • • • 

Ocotea canaliculata (Rich.) Mez • 

Ocotea corymbosa (Meisn.) Mez • • • • • • • • • 

Ocotea diospyrifolia (Meisn.) Mez • • • 

Ocotea dispersa (Nees) Mez • • • 

Ocotea divaricata (Nees) Mez • 

Ocotea felix Coe-Teixeira • 

Ocotea glaziovii Mez • • 

Ocotea glomerata (Nees) Mez • • • 

Ocotea lancifolia (Schott) Mez • • • • • 

Ocotea laxa (Nees) Mez • • • 

Ocotea longifolia Kunth • 

Ocotea minarum (Nees) Mez • • • 

Ocotea notata (Nees & Mart.) Mez • • • • • 

Ocotea nutans (Nees) Mez • • • 

Ocotea odorifera (Vell.) Rohwer • • • • • 

Ocotea oppositifolia S.Yasuda • • • • 

Ocotea percoriacea (Meisn.) Kosterm. • • • • • • • • • 

Ocotea pomaderroides (Meisn.) Mez • • • • • • • 

Ocotea puberula (Rich.) Nees • • • • 

Ocotea pulchella Mart. • • • • 

Ocotea silvestris Vattimo-Gil • 

Ocotea spectabilis (Meisn.) Mez • 

Ocotea spixiana (Nees) Mez • • • • • • • • • • 

Ocotea tabacifolia (Meisn.) Rohwer • 

Ocotea tristis (Nees) Mez • • • 

Ocotea urbaniana Mez • • 

Ocotea velloziana (Meisn.) Mez • • • • • • • • 

Ocotea velutina (Nees) Rohwer • • • • 

Persea alba Nees • • • 

Persea fulva L.E.Kopp • • • • • • • • • • • 

Persea rufotomentosa Nees & Mart. ex Nees • • • • • 

Persea splendens Meisn. • • • • 

Phyllostemonodaphne geminiflora (Mez) Kosterm. • 

Urbanodendron verrucosum (Nees) Mez • 

Lecythidaceae 

morr 

gent 

Cariniana estrellensis (Raddi) Kuntze • • • • • • 



jaco 

cato 

palm 

mucu 

grao 

diam 

cipo 

leme 

chap 

barb 

belo 

cong 

novl 

mari 

cata 

ouro 

continua...



Cariniana legalis (Mart.) Kuntze • 

Lecythis lanceolata Poir. • • • 

Lecythis pisonis Cambess. • 

Loganiaceae 

Antonia ovata Pohl • • • • • • 

Strychnos bicolor Progel • 

Strychnos brasiliensis (Spreng.) Mart. • • • • 

Strychnos nigricans Progel • • 

Strychnos pseudoquina A.St.-Hil. • 

Lythraceae 

Lafoensia pacari A.St.-Hil. • • • • • • • • 

Magnoliaceae 

Magnolia ovata (A.St.-Hil.) Spreng. • • • 

Malpighiaceae 

Byrsonima blanchetiana Miq. • • • • 

Byrsonima correifolia A.Juss. • • • • • 

Byrsonima gardneriana A.Juss. • • 

Byrsonima intermedia A.Juss. • • 

Byrsonima lancifolia A.Juss. • • 

Byrsonima laxiflora Griseb. • • • • • 

Byrsonima macrophylla (Pers.) W.R.Anderson • • 

Byrsonima sericea DC. • • • • • • • • • 

Byrsonima spinensis W.R.Anderson • 

Byrsonima stannardii W.R.Anderson • • 

Byrsonima vacciniifolia A.Juss. • • • 

Byrsonima variabilis A.Juss. • 

Byrsonima verbascifolia (L.) DC. • • 

Heteropterys byrsonimifolia A.Juss. • • 

Heteropterys sincorensis W.R.Anderson • • • • 

Malvaceae 

Abutilon bedfordianum A.St.-Hil. • • 

Apeiba tibourbou Aubl. • • 

Bastardiopsis densiflora (Hook. & Arn.) Hassl. • 

Ceiba jasminodora (A.St.-Hil.) K.Schum. • • 

Ceiba pubiflora (A.St.-Hil.) K.Schum. • • • 

Ceiba speciosa (A.St.-Hil.) Ravenna • 

Ceiba ventricosa (Nees & Mart.) Ravenna • 

morr 

gent 

Eriotheca candolleana (K.Schum.) A.Robyns • • • • 

Eriotheca globosa (Aubl.) A.Robyns • 

Eriotheca parvifolia (Mart. & Zucc.) A.Robyns • 



jaco 

Guazuma ulmifolia Lam. • • • • • • • 

Helicteres brevispira A.St.-Hil. • • • • • • • 

cato 

Helicteres ovata Lam. • • • • • • • 

palm 

mucu 

grao 

diam 

cipo 

leme 

chap 

barb 

belo 

cong 

novl 

mari 

cata 

ouro 

continua... 





Luehea candicans Mart. & Zucc. • • • • 

Luehea divaricata Mart. • • • • • • 

Luehea grandiflora Mart. & Zucc. • • • • • • • • • 

Luehea paniculata Mart. & Zucc. • 

Pavonia luetzelburgii Ulbr. • • • • • 

Pavonia malacophylla (Link & Otto) Garcke • • • • • 

Pavonia malvaviscoides A.St.-Hil. • • 

Pseudobombax grandiflorum (Cav.) A.Robyns • • • • • 

Pseudobombax marginatum (A.St.-Hil.) A.Robyns • 

Pseudobombax riopretense Ravenna • 

Pseudobombax tomentosum (Mart. & Zucc.) • 

A.Robyns 

Sterculia striata A.St.-Hill. & Naudin • • 

Marcgraviaceae 

Norantea adamantium Cambess. • • • • 

Melastomataceae 

Huberia consimilis Baumgratz • • 

Huberia laurina DC. • • 

Huberia piranii Baumgratz • • 

Leandra aurea (Cham.) Cogn. • • • • • • 

Leandra carassana (DC.) Cogn. • • • 

Leandra glazioviana Cogn. • 

Leandra lacunosa Cogn. • • • 

Leandra melastomoides Raddi • • • • • • • 

Leandra scabra DC. • • • • 

Leandra sericea DC. • 

Macairea radula (Bonpl.) DC. • • • • • 

Merianthera sipolisii (Glaz. & Cogn.) Wurdack • • 

Miconia albicans (Sw.) Triana • • • • • • • • 

Miconia brunnea Mart. • 

Miconia calvescens Schrank & Mart. ex DC. • • 

Miconia caudigera DC. • 

Miconia cecidophora Naudin • 

Miconia chamissoi Naudin • • • • 

Miconia chartacea Triana • • • • • • 

Miconia ciliata (L.C.Rich.) DC. • • • • 

Miconia cinerascens Miq. • 

Miconia cinnamomifolia (DC.) Naudin • • • • • • • • • • 

Miconia corallina Spring • 

Miconia cubatanensis Hoehne • • • • • 

Miconia cyathanthera Triana • • 

Miconia discolor DC. • 

morr 

Miconia dodecandra (Desr.) Cogn. • • 

gent 



jaco 

cato 

palm 

mucu 

grao 

diam 

cipo 

leme 

chap 

barb 

belo 

cong 

novl 

mari 

cata 

ouro 

continua...



Miconia eichleri Cogn. • • • • 

Miconia elegans Cogn. • 

Miconia fasciculata Gardner • 

Miconia ferruginata DC. • • 

Miconia herpetica DC. • 

Miconia ibaguensis (Bonpl.) Triana • • • 

Miconia latecrenata (DC.) Naudin • • • • • • 

Miconia ligustroides (DC.) Naudin • • • • • • • • • • • • 

Miconia macrothyrsa Benth. • 

Miconia minutiflora (Bonpl.) DC. • • • • 

Miconia multinervia Cogn. • • • 

Miconia paniculata (Mart. & Schrank ex DC.) • • 

Naudin 

Miconia pepericarpa DC. • • • • • • • • • • • 

Miconia pusilliflora (DC.) Triana • 

Miconia rimalis Naudin • • • • • • • 

Miconia sclerophylla Triana • • • 

Miconia sellowiana Naudin • • 

Miconia stenostachya DC. • 

Miconia theaezans (Bonpl.) Cogn. • • • • 

Miconia trianae Cogn. • • 

Miconia urophylla DC. • 

Miconia vauthieri Naudin • • • 

Tibouchina candolleana (Mart. ex DC.) Cogn. • • • • • • • • • • 

Tibouchina canescens (D.Don) Cogn. • • 

Tibouchina estrellensis (Raddi) Cogn. • • • 

Tibouchina fissinervia (Schrank & Mart. ex DC.) • • • • • • • • • 

Cogn. 

Tibouchina fothergillae (DC.) Cogn. • 

Tibouchina moricandiana (DC.) Baill. • • • 

Tibouchina sellowiana (Cham.) Cogn. • • • • • 

Tibouchina stenocarpa (DC.) Cogn. • • • • • • • • • 

Trembleya parviflora (D.Don) Cogn. • • • • • • • • 

Meliaceae 

Cabralea canjerana (Vell.) Mart. • • • • • • • • • • • • 

Cedrela fissilis Vell. • • • • • • • • • • • 

Guarea guidonia (L.) Sleumer • • 

Guarea kunthiana A.Juss. • • • 

Guarea macrophylla Vahl • • • • • • • • 

Trichilia casarettii C.DC. • 

morr 

Trichilia catigua A.Juss. • • • • 

Trichilia elegans A.Juss. • • • 

Trichilia emarginata (Turcz.) C.DC. • • 

gent 



jaco 

cato 

palm 

mucu 

grao 

diam 

cipo 

leme 

chap 

barb 

belo 

cong 

novl 

mari 

cata 

ouro 

continua... 





Trichilia hirta L. • 

Trichilia lepidota Mart. • • 

Trichilia pallens C.DC. • • 

Trichilia pallida Sw. • • • • • • • • 

Trichilia ramalhoi Rizzini • 

Memecylaceae 

Mouriri glazioviana Cogn. • • • • 

Mouriri guianensis Aubl. • 

Mouriri pusa Gardner • • • 

Menispermaceae 

Abuta selloana Eichler • 

Monimiaceae 

Macropeplus ligustrinus (Tul.) Perkins • • • • • • 

Macropeplus schwackeanus (Perkins) • 

I. Santos & Peixoto 

Mollinedia argyrogyna Perkins • • • • • • 

Mollinedia engleriana Perkins • 

Mollinedia micrantha Tul. • 

Mollinedia schottiana (Spreng.) Perkins • • 

Mollinedia triflora (Spreng.) Tul. • • • • 

Mollinedia widgrenii A.DC. • • • • • • 

Moraceae 

Brosimum gaudichaudii Trécul • 

Brosimum glaucum Taub. • 

Brosimum guianense (Aubl.) Huber • • • • 

Ficus adhatodifolia Schott • • • 

Ficus calyptroceras (Miq.) Miq. • • • 

Ficus cestrifolia Schott • 

Ficus clusiifolia Schott • • 

Ficus crocata (Miq.) Miq. • • 

Ficus enormis (Mart. ex Miq.) Mart. • • • • • • • • • 

Ficus eximia Schott • 

Ficus gomelleira Kunth & Bouché • • • • • 

Ficus lagoensis C.C.Berg & Carauta • 

Ficus laureola Warb. ex C.C.Berg • 

Ficus longifolia Schott • 

Ficus pertusa L.f. • • • • • • • • • • • 

Maclura tinctoria (L.) Steud. • • • 

Naucleopsis oblongifolia (Kuhlm.) Carauta • • 

Pseudolmedia laevigata Trécul • 

Sorocea guilleminiana Gaudich. • • • • • • • • • • 

Myristicaceae 

morr 

gent 

Virola bicuhyba (Schott) Warb. • • 

Virola sebifera Aubl. • 



jaco 

cato 

palm 

mucu 

grao 

diam 

cipo 

leme 

chap 

barb 

belo 

cong 

novl 

mari 

cata 

ouro 

continua...



Myrsinaceae 

Cybianthus detergens Mart. • • • 

Cybianthus gardneri (A.DC.) G.Agostini • 

Cybianthus glaber A.DC. • • 

Cybianthus peruvianus (A.DC.) Miq. • • • • • 

Myrsine coriacea (Sw.) Roem. & Schult. • • • • • • • • • • 

Myrsine gardneriana A.DC. • • • • • • 

Myrsine guianensis (Aubl.) Kuntze • • • • • • • • • • • 

Myrsine umbellata Mart. • • • • • • • • • • • • • • 

Myrsine venosa A.DC. • • • • • 

Myrsine villosissima Mart. • • 

Myrtaceae 

Blepharocalyx salicifolius (Kunth) O.Berg • • • • • • • • • • • • • 

Calyptranthes brasiliensis Spreng. • • • • 

Calyptranthes clusiifolia O.Berg • • • • • • 

Calyptranthes grammica (Spreng.) D.Legrand • 

Calyptranthes lucida Mart. ex DC. • • • 

Calyptranthes pulchella DC. • • • • • • • • 

Calyptranthes tetraptera O.Berg • 

Campomanesia guaviroba (DC.) Kiaersk. • • 

Campomanesia guazumifolia (Cambess.) O.Berg • • • • • 

Campomanesia sessiliflora (O.Berg) Mattos • 

Campomanesia simulans M.L.Kawas. • 

Campomanesia velutina (Cambess.) O.Berg • 

Campomanesia xanthocarpa O.Berg • • • • • • • • • 

Eugenia acutata Miq. • 

Eugenia aurata O.Berg • 

Eugenia candolleana DC. • 

Eugenia cerasiflora Miq. • • 

Eugenia cuprea (O.Berg) Nied. • 

Eugenia dodonaeifolia Cambess. • • 

Eugenia dysenterica DC. • 

Eugenia egensis DC. • 

Eugenia excelsa O.Berg • • • 

Eugenia florida DC. • • • • • • • • • • • • • 

Eugenia hiemalis Cambess. • • • • 

Eugenia ilhensis O.Berg • 

Eugenia involucrata DC. • • • • • • 

Eugenia lagoensis Kiaersk. • 

Eugenia laruotteana Cambess. • • 

Eugenia ligustrina (Sw.) Willd. • • • 

Eugenia macrosperma DC. • 

morr 

gent 



jaco 

cato 

Eugenia modesta DC. • • • • 

palm 

mucu 

grao 

diam 

cipo 

leme 

chap 

barb 

belo 

cong 

novl 

mari 

cata 

ouro 

continua... 





Eugenia neoglomerata Sobral • 

Eugenia pleurantha O.Berg • 

Eugenia prasina O.Berg • • 

Eugenia punicifolia (Kunth) DC. • • • • • • • • • • • 

Eugenia stictopetala DC. • • • • 

Eugenia subterminalis DC. • • 

Eugenia ternatifolia Cambess. • • • 

Eugenia uniflora L. • • 

Eugenia vattimoana Mattos • • 

Eugenia vetula DC. • • 

Eugenia viridiflora Cambess. • 

Eugenia widgrenii Sonder ex O.Berg • 

Marlierea angustifolia (O.Berg) Mattos • 

Marlierea clausseniana (O.Berg) Kiaersk. • • • • • • 

Marlierea excoriata Mart. • • 

Marlierea laevigata (DC.) Kiaersk. • • • • • • 

Marlierea luschnathiana (O.Berg) D.Legrand • 

Marlierea racemosa (Vell.) Kiaersk. • • • 

Marlierea rubiginosa (Cambess.) D.Legrand • 

Myrceugenia alpigena (DC.) Landrum • • • • • • • 

Myrceugenia bracteosa (DC.) D.Legrand & Kausel • 

Myrcia amazonica DC. • • • • • • • • • • • • 

Myrcia blanchetiana (O.Berg) Mattos • • • • • • 

Myrcia bullata O.Berg • 

Myrcia crocea (Vell.) Kiaersk. • • 

Myrcia cymosa (O.Berg) Nied. • • • 

Myrcia eriocalyx DC. • • • • • • • 

Myrcia eriopus DC. • • 

Myrcia guianensis (Aubl.) DC. • • • • • • • • • • • • • • • • 

Myrcia hartwegiana (O.Berg) Kiaersk. • 

Myrcia hebepetala DC. • • • • • 

Myrcia ilheosensis Kiaersk. • • • • • 

Myrcia jacobinensis Mattos • • • • • 

Myrcia laruotteana Cambess. • • • • • • • • 

Myrcia lindeniana (O.Berg) C.Wright • • • • • • • 

Myrcia mischophylla Kiaersk. • • • • 

Myrcia multiflora (Lam.) DC. • • • 

Myrcia mutabilis (O.Berg) N.Silveira • • • • • • • 

Myrcia nobilis O.Berg • • 

morr 

gent 

Myrcia oblongata DC. • 

Myrcia obovata (O.Berg) Nied. • • • • • • 

Myrcia palustris DC. • 

Myrcia pubescens DC. • • • • 



jaco 

cato 

palm 

mucu 

grao 

diam 

cipo 

leme 

chap 

barb 

belo 

cong 

novl 

mari 

cata 

ouro 

continua...



Myrcia pulchra (O.Berg) Kiaersk. • 

Myrcia reticulosa Miq. • • • • • • 

Myrcia retorta Cambess. • • • • • • • 

Myrcia salzmannii O.Berg • • 

Myrcia splendens (Sw.) DC. • • • • • • • • • • • • • • • • 

Myrcia sylvatica (G.Mey.) DC. • • 

Myrcia tomentosa (Aubl.) DC. • • • • • • • • • • • • • • • 

Myrcia variabilis DC. • 

Myrcia venulosa DC. • • • • • • • 

Myrcia vestita DC. • • • 

Myrciaria cuspidata O.Berg • • • • • • 

Myrciaria floribunda (H.West ex Willd.) O.Berg • • • • • • • • • • • • • • • 

Myrciaria glazioviana (Kiaersk.) • 

G.Barroso ex Sobral 

Myrciaria tenella (DC.) O.Berg • • • • 

Pimenta pseudocaryophyllus (Gomes) Landrum • • • • • • • • 

Psidium appendiculatum Kiaersk. • • • • 

Psidium cattleianum Sabine • • • 

Psidium guajava L. • • • 

Psidium guineense Sw. • • • • • • 

Psidium rufum DC. • • • • • • 

Psidium sartorianum (O.Berg) Nied. • • • • • 

Siphoneugena densiflora O.Berg • • • • • • • • • • • 

Siphoneugena kiaerskoviana (Burret) Kausel • 

Siphoneugena widgreniana O.Berg • • • • 

Syzygium jambos (L.) Alston • • • 

Nyctaginaceae 

Bougainvillea glabra Choisy • 

Guapira campestris (Netto) Lundell • • • 

Guapira graciliflora (Schmidt) Lundell • • • • • • • • • 

Guapira hirsuta (Choisy) Lundell • • • • • 

Guapira noxia (Netto) Lundell • • • 

Guapira obtusata (Jacq.) Lundell • • • 

Guapira opposita (Vell.) Reitz • • • • • • • • • • • • • • 

Ochnaceae 

Ouratea castaneifolia (DC.) Engl. • • • • • • 

Ouratea crassifolia Engl. • • 

Ouratea cuspidata Thiegh. • • • 

Ouratea floribunda Engl. • • • • 

Ouratea hexasperma (A.St.-Hil.) Baill. • 

morr 

Ouratea salicifolia Engl. • • • 

Ouratea semiserrata (Mart. & Nees) Engl. • • • • • • • • • 

Ouratea spectabilis (Mart. & Engl.) Engl. • 

Ouratea tenuifolia Engl. • 

gent 



jaco 

cato 

palm 

mucu 

grao 

diam 

cipo 

leme 

chap 

barb 

belo 

cong 

novl 

mari 

cata 

ouro 

continua... 





Olacaceae 

Cathedra bahiensis Sleumer • 

Dulacia pauciflora (Benth.) Kuntze • 

Heisteria blanchetiana (Engl.) Sleumer • • • • 

Heisteria citrifolia Engl. • • 

Heisteria silvianii Schwacke • • • • 

Schoepfia brasiliensis A.DC. • • • • 

Ximenia americana L. • • 

Ximenia coriacea Engl. • • • • 

Oleaceae 

Chionanthus crassifolius (Mart.) P.S.Green • • • 

Chionanthus ferrugineus (Gilg) P.S.Green • • • • 

Chionanthus subsessilis (Eichler) P.S.Green • 

Pentaphylacaceae 

Ternstroemia alnifolia Wawra • 

Ternstroemia brasiliensis Cambess. • 

Ternstroemia carnosa Cambess. • • • • • • • • • 

Phyllanthaceae 

Gonatogyne brasiliensis (Baill.) Müll.Arg. • 

Hieronyma alchorneoides Allemão • • • • • • 

Margaritaria nobilis L.f. • 

Phyllanthus claussenii Müll.Arg. • • 

Richeria grandis Vahl • • • • • 

Picramniaceae 

Picramnia bahiensis Turcz. • 

Picramnia ciliata Mart. • • 

Picramnia glazioviana Engl. • • • 

Picramnia parvifolia Engl. • • 

Piperaceae 

Piper aduncum L. • • • • • 

Piper amalago L. • • • • • 

Piper arboreum Aubl. • • • • • • • 

Piper cernuum Vell. • • • • • • • • • 

Piper crassinervium Kunth • • • 

Piper dilatatum L.C.Rich. • 

Piper gaudichaudianum Kunth • 

Podocarpaceae 

Podocarpus lambertii Klotzsch ex Endl. • • • • 

Podocarpus sellowii Klotzsch ex Endl. • • • • • 

Polygonaceae 

Coccoloba alnifolia Casar. • 

Coccoloba brasiliensis Nees & Mart. • • • • • • 

Coccoloba glaziovii Lindau • 

morr 

gent 



jaco 

cato 

palm 

mucu 

grao 

diam 

cipo 

leme 

chap 

barb 

belo 

cong 

novl 

mari 

cata 

ouro 

continua...



Coccoloba obtusifolia Jacq. • • 

Coccoloba ovata Benth. • 

Coccoloba salicifolia Wedd. • • 

Coccoloba warmingii Meisn. • • • 

Ruprechtia laxiflora Meisn. • • • 

Proteaceae 

Euplassa bahiensis (Meisn.) I.M.Johnst. • 

Euplassa incana (Klotzsch) I.M.Johnst. • • • • • 

Euplassa legalis (Vell.) I.M.Johnst. • • • 

Euplassa semicostata Plana • • 

Panopsis rubescens (Pohl) Rusby • 

Roupala montana Aubl. • • • • • • • • • • • • • • 

Roupala paulensis Sleumer • 

Roupala rhombifolia Mart. ex Meisn. • • • 

Roupala thomesiana Moric. • 

Rhamnaceae 

Colubrina glandulosa Perkins • • 

Rhamnidium elaeocarpum Reissek • 

Rhamnus sphaerosperma Sw. • • • • • 

Ziziphus platyphylla Reissek • 

Rosaceae 

Prunus myrtifolia (L.) Urb. • • • • • • • • • • • 

Rubiaceae 

Alibertia edulis (L.C.Rich.) A.Rich. ex DC. • 

Alseis floribunda Schott • • • 

Amaioua guianensis Aubl. • • • • • • • • • • • • • 

Bathysa australis (A.St.-Hil.) Benth. & Hook.f. • • • 

Bathysa mendoncae K.Schum. • 

Bathysa nicholsonii K.Schum. • • 

Chiococca alba (L.) Hitchc. • • • • • • • • 

Chomelia parviflora (Müll.Arg.) Müll.Arg. • • 

Chomelia sericea Müll.Arg. • • 

Cordiera concolor var. rotunda C.Perss. & • • • • • • 

Delprete 

Cordiera elliptica Kuntze • • • • • • • • • • 

Cordiera myrciifolia (K.Schum.) C.Perss. & • • 

Delprete 

Cordiera rigida (K.Schum.) Kuntze • 

Cordiera sessilis (Vell.) Kuntze • • • • • • 

Coussarea congestiflora Müll.Arg. • 

Coussarea contracta (Walp.) Müll.Arg. • 

Coutarea hexandra (Jacq.) K.Schum. • • • • • • 

Faramea hyacinthina Mart. • 

morr 

gent 



jaco 

cato 

palm 

mucu 

grao 

diam 

cipo 

leme 

chap 

barb 

belo 

cong 

novl 

mari 

cata 

ouro 

continua... 





Faramea multiflora A.Rich. • 

Faramea nigrescens Mart. • • • • • • • • • • • • • • • 

Ferdinandusa speciosa Pohl • 

Guettarda platypoda DC. • 

Guettarda sericea Müll.Arg. • • • • 

Guettarda viburnoides Cham. & Schltdl. • • • • • • • 

Ixora brevifolia Benth. • • • • • • • • • • 

Ixora gardneriana Benth. • 

Ixora venulosa Benth. • • • • • 

Machaonia acuminata Humb. & Bonpl. • 

Molopanthera paniculata Turcz. • • • • • • 

Palicourea blanchetiana Schltdl. • 

Palicourea crocea (Sw.) Schult. • • • • • 

Posoqueria latifolia (Rudge) Roem. & Schult. • • • • 

Psychotria capitata Ruiz & Pav. • • • • 

Psychotria carthagenensis Jacq. • • • • • • 

Psychotria hastisepala Müll.Arg. • 

Psychotria leiocarpa Cham. & Schltdl. • • • • 

Psychotria malaneoides Müll.Arg. • 

Psychotria pubigera Schltdl. • • • • 

Psychotria vellosiana Benth. • • • • • • • • • • • • • 

Randia armata Sw. • • • • 

Rudgea jacobinensis Müll.Arg. • • • • 

Rudgea jasminoides (Cham.) Müll.Arg. • • • • • 

Rudgea nodosa (Cham.) Benth. • • 

Rudgea sessilis (Vell.) Müll.Arg. • 

Rudgea viburnoides (Cham.) Benth. • • • 

Tocoyena brasiliensis Mart. • • • 

Tocoyena formosa (Cham. & Schltdl.) K.Schum. • • 

Tocoyena sellowiana (Cham. & Schltdl.) K.Schum. • • 

Rutaceae 

Balfourodendron molle (Miq.) Pirani • • • 

Conchocarpus pentandrus (Engl.) • 

Kallunki & Pirani 

Dictyoloma vandellianum A.Juss. • • • • • • • • • 

Esenbeckia decidua Pirani • 

Esenbeckia febrifuga (A.St.-Hil.) • • • • 

A.Juss. ex Mart. 

Esenbeckia grandiflora Mart. • • • • • • • • 

Esenbeckia irwiniana Kaastra • • 

Galipea jasminiflora (A.St.-Hil.) Engl. • • • • 

Helietta glaziovii (Engl.) Pirani • • • • 

morr 

gent 

Hortia arborea Engl. • • • • • • 



jaco 

cato 

palm 

mucu 

grao 

diam 

cipo 

leme 

chap 

barb 

belo 

cong 

novl 

mari 

cata 

ouro 

continua...



Metrodorea mollis Taub. • • • • 

Metrodorea nigra A.St.-Hil. • • • • • • 

Metrodorea stipularis Mart. • • • • 

Pilocarpus pauciflorus A.St.-Hil. • 

Pilocarpus pennatifolius Lem. • 

Pilocarpus spicatus A.St.-Hil. • • • • 

Zanthoxylum caribaeum Lam. • • • • 

Zanthoxylum fagara (L.) Sarg. • • • • • • • 

Zanthoxylum garneri Engler • 

Zanthoxylum petiolare A.St.-Hil. & Tul. • • 

Zanthoxylum rhoifolium Lam. • • • • • • • • • • • • • • • • • 

Zanthoxylum riedelianum Engl. • • 

Zanthoxylum stelligerum Turcz. • • 

Zanthoxylum tingoassuiba A.St.-Hil. • • 

Sabiaceae 

Meliosma sinuata Urb. • 

Salicaceae 

Abatia americana (Gardner) Eichler • 

Casearia arborea (Rich.) Urb. • • • • • • • • • • • 

Casearia commersoniana Cambess. • • • • • 

Casearia decandra Jacq. • • • • • 

Casearia eichleriana Sleumer • • • • • • • 

Casearia gossypiosperma Briq. • 

Casearia grandiflora Cambess. • • • • • 

Casearia javitensis Kunth • • • 

Casearia lasiophylla Eichler • • 

Casearia obliqua Spreng. • • • • • 

Casearia rufescens Cambess. • • • • 

Casearia rupestris Eichler • 

Casearia sylvestris Sw. • • • • • • • • • • • • • • 

Prockia crucis P.Browne ex L. • 

Xylosma ciliatifolia (Clos) Eichler • • • • 

Xylosma prockia (Turcz.) Turcz. • 

Sapindaceae 

Allophylus edulis (A.St.-Hil. et al.) Radlk. • • • • 

Allophylus racemosus Sw. • 

Cupania emarginata Cambess. • • • 

Cupania ludowigii Somner & Ferruci • • • • • • • • • • 

Cupania paniculata Cambess. • • • • • • 

morr 

Cupania racemosa (Vell.) Radlk. • 

Cupania radlkoferi Acev.-Rodr. • 

gent 

Cupania rigida Radlk. • • 



jaco 

cato 

Cupania vernalis Cambess. • • • • • • • 

palm 

mucu 

grao 

diam 

cipo 

leme 

chap 

barb 

belo 

cong 

novl 

mari 

cata 

ouro 

continua... 





Cupania zanthoxyloides Cambess. • • 

Diatenopteryx grazielae Vaz & Andreata • 

Dilodendron bipinnatum Radlk. • 

Dodonaea viscosa Jacq. • • • • 

Matayba heterophylla (Mart.) Radlk. • • 

Matayba juglandifolia (Cambess.) Radlk. • • • • • 

Matayba marginata Radlk. • • • • 

Matayba mollis Radlk. • • • • • • • • • 

Matayba punctata Radlk. • 

Toulicia laevigata Radlk. • 

Sapotaceae 

Chrysophyllum gonocarpum (Mart. & Eichler) Engl. • • • • • • • 

Chrysophyllum marginatum (Hook. & Arn.) Radlk. • • • • • • • 

Chrysophyllum rufum Mart. • • 

Manilkara rufula (Miq.) Lam. • 

Micropholis emarginata T.D.Penn. • • 

Micropholis gardneriana (A.DC.) Pierre • • • • • 

Micropholis gnaphaloclados (Mart.) Pierre • • • • 

Micropholis venulosa (Mart. & Eichler) Pierre • • 

Pouteria andarahiensis T.D.Penn. • • • 

Pouteria caimito (Ruiz & Pav.) Radlk. • 

Pouteria gardneri (Mart. & Miq.) Baehni • • • • 

Pouteria gardneriana (A.DC.) Radlk. • • 

Pouteria glomerata (Miq.) Radlk. • 

Pouteria ramiflora (Mart.) Radlk. • • • • • • • 

Pouteria reticulata (Engl.) Eyma • 

Pouteria subsessilifolia Cronq. • 

Pouteria torta (Mart.) Radlk. • • • 

Pouteria venosa (Mart.) Baehni • • • 

Simaroubaceae 

Simaba cuneata A.St.-Hil. & Tul. • 

Simarouba amara Aubl. • • • • • 

Simarouba versicolor A.St.-Hil. • 

Siparunaceae 

Siparuna Brasiliense A.DC. • • • • • • 

Siparuna guianensis Aubl. • • • • • • • 

Siparuna poeppigii (Tul.) A.DC. • 

Siparuna reginae (Tul.) A.DC. • 

Solanaceae 

Aureliana velutina Sendtn. • • • • 

Brunfelsia brasiliensis (Spreng.) L.B.Sm. & Downs • 

Brunfelsia uniflora (Pohl) D.Don • • • 

morr 

gent 

Cestrum bracteatum Link & Otto • • 



jaco 

cato 

palm 

mucu 

grao 

diam 

cipo 

leme 

chap 

barb 

belo 

cong 

novl 

mari 

cata 

ouro 

continua...



Cestrum laevigatum Schltdl. • • 

Cestrum mariquitense Kunth • 

Cestrum schlechtendalii G.Don • 

Metternichia princeps Mik. • 

Sessea brasiliensis Toledo • 

Solanum asperum Rich. • • 

Solanum bullatum Vell. • • 

Solanum caavurana Vell. • 

Solanum campaniforme Roem. & Schult. • 

Solanum cernuum Vell. • • • • 

Solanum cladotrichum Vand. • • • 

Solanum crinitum Lam. • • • • • • • 

Solanum granulosoleprosum Dunal • • • • • 

Solanum intermedium Sendtn. • • 

Solanum latiflorum Bohs • • 

Solanum leptostachys Dunal • • • 

Solanum leucodendron Sendtn. • • 

Solanum pseudoquina A.St.-Hil. • • • 

Solanum rufescens Sendtn. • 

Solanum subumbellatum Vell. • 

Solanum swartzianum Roem. & Schult. • • • • • 

Solanum velleum Thunb. • 

Solanum warmingii Hieron. • 

Styracaceae 

Styrax acuminatus Pohl • • • 

Styrax aureus Mart. • • • 

Styrax camporum Pohl • • • • • • • • 

Styrax ferrugineus Nees & Mart. • 

Styrax latifolius Pohl • • • 

Styrax pedicellatus (Perkins) B.Walln. • • 

Styrax pohlii A.DC. • 

Styrax rotundatus (Perkins) P.W.Fritsch • • • • • • 

Symplocaceae 

Symplocos celastrinea Mart. ex Miq. • • • 

Symplocos lanceolata (Mart.) A.DC. • • • • • 

Symplocos nitens Benth. • • • 

Symplocos pubescens Klotzsch ex Benth. • • 

Symplocos rhamnifolia A.DC. • • 

Theaceae 

Laplacea fruticosa (Schrad.) Kobuski • • • • • 

Laplacea tomentosa (Mart. & Zucc.) G.Don • • • • • 

Thymelaeaceae 

morr 

gent 

Daphnopsis brasiliensis Mart. & Zucc. • 



jaco 

cato 

palm 

mucu 

grao 

diam 

cipo 

leme 

chap 

barb 

belo 

cong 

novl 

mari 

cata 

ouro 

continua... 





Daphnopsis coriacea Taub. • • • 

Daphnopsis fasciculata (Meisn.) Nevling • • • • 

Daphnopsis utilis Warm. • • • • 

Trigoniaceae 

Trigonia eriosperma (Lam.) Fromm & Santos • 

Urticaceae 

Cecropia glaziovii Snethl. • • • • • 

Cecropia hololeuca Miq. • • • • • 

Cecropia pachystachya Trécul • • • • • • • • • • • • • • 

Cecropia saxatilis Snethl. • • • 

Coussapoa microcarpa (Schott) Rizzini • 

Pourouma guianensis Aubl. • • 

Urera baccifera (L.) Gaudich. ex Wedd. • 

Velloziaceae 

Vellozia gigantea N.L.Menezes & Mello-Silva • 

Verbenaceae 

Aloysia virgata (Ruiz & Pav.) A.Juss. • • • 

Citharexylum myrianthum Cham. • 

Vochysiaceae 

Callisthene major Mart. • • • • • • 

Callisthene minor Mart. • • • 

Qualea cordata (Mart.) Spreng. • • • • • 

Qualea dichotoma (Mart.) Warm. • • • • • • 

Qualea grandiflora Mart. • 

Qualea multiflora Mart. • • • 

Qualea selloi Warm. • • • 

Salvertia convallariodora A.St.-Hil. • 

Vochysia acuminata Bong. • • 

Vochysia dasyantha Warm. • 

Vochysia elliptica (Spr.) Mart. • • • 

Vochysia emarginata Vahl • • • • • 

Vochysia magnifica Warm. • 

Vochysia oblongifolia Warm. • 

Vochysia pyramidalis Mart. • • • • • 

Vochysia thyrsoidea Pohl • • • • • • 

Vochysia tucanorum Mart. • • • • • • • • • • • • 

Winteraceae 

morr 

gent 

Drimys brasiliensis Miers • • • • • 



jaco 

cato 

palm 

mucu 

grao 

diam 

cipo 

leme 

chap 

barb 

belo 

cong 

novl 

mari 

cata 

ouro

Análise florística 

A Figura 2 apresenta o dendrograma de similaridade florística 

obtido pela análise de agrupamento (UPGMA) tendo 

como referência o coeficiente de similaridade de 

Sørensen. Formaram-se quatro grupos que correspondem 

às seguintes regiões: (a) Quadrilátero Ferrífero, MG 

(Santa Bárbara, Belo Horizonte, Catas Altas da Noruega, 

Congonhas do Campo, Nova Lima, Mariana e Ouro Preto); 

(b) Chapada de São Domingos (Chapada de São Domingos 

e Leme do Prado), MG; (c) Espinhaço Central, em 

Minas Gerais (Serra do Cipó, Diamantina e Grão Mogol) 

e Bahia (Catolés, Palmeiras, Mucugê); e (d) Disjunções 

Setentrionais da Chapada Diamantina (Gentio do Ouro, 

Jacobina e Morro do Chapéu). O dendrograma revela ainda 

que os grupos correspondentes aos extremos sul e 

norte apresentaram as diferenças florísticas mais pronunciadas. 

No entanto, os outros dois grupos, localizados 

na porção mediana da mesma, apresentaram baixa 

similaridade entre si (índice de Sørensen < 30%). 

O Quadrilátero Ferrífero (MG), grupo localizado no 

extremo sul da Cadeia do Espinhaço, é dominado por 

montanhas com topografia que varia de suaves colinas, 

associadas às formações graníticas e gnáissicas, 

a trechos bastante acidentados, associados aos afloramentos 

quartzíticos e a cangas hematíticas (Herz, 1978; 

Vincent, 2004). Nas regiões mais altas (> 1000 m), exis- 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 

 


tem campos com florestas ocorrendo nas áreas de drenagem 

e que preenchem os vales e as encostas erodidas, 

além de incluir enclaves de cerrado (Fundação Biodiversitas, 

1993; Muzzi & Stehmann, 2005). É a região 

que apresenta maior número de estudos, possivelmente 

por situar-se próximo dos principais centros de pesquisa 

do Estado. Ressalta-se a importância da região 

como manancial aqüífero junto às regiões urbanas 

e por atuar como um divisor de águas das bacias hidrográficas 

do Rio São Francisco (sub-bacias Rio das 

Velhas e Rio Paraopeba), a oeste, e Rio Doce, a leste. 

Cabe destacar a baixa similaridade florística entre 

Ouro Preto e as demais áreas desse grupo, o que é provavelmente 

influenciado pela sua maior altitude e temperaturas 

mais baixas. Spósito e Stehmann (2006) não 

encontraram correlações significativas entre distância 

geográfica e similaridade florística entre oito áreas florestais 

do Quadrilátero Ferrífero. Os autores afirmam 

que as variações na temperatura, precipitação, altitude, 

e principalmente o histórico de perturbação são 

provavelmente os fatores que mais influenciaram as 

variações florísticas. Dentre estes fatores, merece destaque 

o histórico de perturbação na região desde o ciclo 

da mineração no século XVII. O quadro agravou-se 

a partir da década de 40, com a adoção do corte raso 

de florestas nativas visando à produção do carvão ve- 

FIGURA 2 – Dendrograma de similaridade florística obtido por uma matriz de presença / ausência, de todas espécies arbóreas 

presentes em 18 áreas de fitofisionomia florestais da Serra do Espinhaço, utilizando o método de médias ponderadas por grupo 

(UPGMA) e o coeficiente de Sørensen. As áreas estão classificadas em quatro grupos conforme diagrama gerado pela Análise de 

Correspondência Canônica (CCA): () Quadrilátero Ferrífero; () Chapada de São Domingos; ()Espinhaço Central em Minas 

Gerais e Bahia; e () Disjunções Setentrionais da Chapada Diamantina. 



getal para as usinas siderúrgicas instaladas junto às reservas 

de minério de ferro (Cetec, 1989). Atualmente, 

as áreas florestais estão sujeitas a fortes pressões de 

desmatamento, incêndios, expansão urbana, mineração 

e turismo (Costa et al., 1998; Spósito & Stehmann, 2006). 

O segundo grupo constitui a região da Chapada de 

São Domingos, localizada entre os vales dos Rios 

Araçuaí e Jequitinhonha, cuja vegetação predominante 

está sob domínio da Mata Atlântica, entremeada por 

pequenas manchas de cerrado. Essa região corresponde 

a extensões orientais isoladas da Cadeia do Espinhaço. 

Nesta região, Vasconcelos & D’Angelo Neto 

(2007) descrevem relictos de uma densa floresta semidecídua 

que abrigam espécies endêmicas da avifauna 

da Mata Atlântica. Os autores salientam que, no entanto, 

a vegetação vem sofrendo diversas alterações advindas 

de atividades humanas, como a pecuária, plantação 

de monoculturas de Eucalyptus e Pinus. 

As florestas semidecíduas do terceiro grupo, o Espinhaço 

Central, distribuem-se por uma grande extensão 

geográfica, entre o norte de Minas Gerais e a Chapada 

Diamantina, na Bahia. Observando o grupo com mais 

detalhe, é possível verificar que as regiões da Bahia 

apresentaram apenas 30% de similaridade florística com 

as de Minas Gerais. Essa baixa similaridade pode ser 

resultante das influências que os biomas exercem sobre 

a região: o Cerrado sobre as áreas mineiras e a Caatinga 

sobre as baianas. Em Minas Gerais, as encostas 

dessas serras apresentam predominância da vegetação 

típica dos cerrados, que ocupam quase todas as encostas 

mais baixas e muitas vezes sobem as vertentes, formando 

transições que mesclam as floras do cerrado e 

campos rupestres. Em contraste, a Chapada Diamantina 

sofre influência de longos períodos de seca e a vegetação 

circundante é constituída de caatinga (Andrade- 

Lima, 1981), caracterizada por diversas unidades de 

vegetação com muitas plantas espinescentes, especialmente 

de Fabaceae (subfamília Mimosoideae, gênero 

Mimosa e Acacia), suculentas e urticantes. A caatinga 

circunda e, às vezes, reveste as vertentes das montanhas, 

chegando extraordinariamente a 1000 m (Harley, 

1995; Zappi et al., 2003). Nas regiões acima de 1000 m 

de altitude, prevalecem formações campestres crescendo 

em solos arenosos, pobres em nutrientes e, em sua 

maioria, de fácil drenagem (Zappi et al., 2003). 

Outro fator que pode contribuir para a dissimilaridade 

florística é a existência de terras mais baixas 

entre a Chapada Diamantina e o norte do Espinhaço 

mineiro, com aproximadamente de 300km de extensão 

e altitudes ao redor de 500m, cortada pelos vales 

dos Rios de Contas, Pardo e Jequitinhonha. Essa região 

provavelmente incrementa o grau de isolamento ao atu- 


ar como barreira migratória para espécies da flora dos 

campos rupestres (Harley, 1995). Da mesma forma, a 

barreira poderia estar atuando sobre as espécies florestais. 

Para a região situada entre Catité, na Chapada 

Diamantina, e Grão Mogol, em Minas Gerais, há uma 

grande lacuna de estudos sobre a composição da flora 

das áreas de florestas. 

Observa-se a grande similaridade florística entre a flora 

arbórea de Diamantina e a da Serra do Cipó. É importante 

ressaltar que a distância da escala do dendrograma é 

uma função (Wishart, 1969), e não, uma medida de distância 

simples. A função é uma medida que reflete a 

perda da informação no procedimento aglomerativo. 

Em outras palavras, a medida da escala representa a 

distância entre dois pontos, indicando que quanto menor 

for esse valor, maior será o nível de similaridade. 

Conforme dito, há uma grande similaridade entre as 

duas áreas, entretanto estas podem sofrer influências 

das variáveis ambientais em diferentes intensidades. 

O quarto grupo, compreendendo as Disjunções Setentrionais 

da Chapada Diamantina, apresenta baixa similaridade 

florística (< 5%) quando comparado com os 

demais agrupamentos. Essa dissimilaridade pode ser 

atribuída principalmente à influência da caatinga, que 

praticamente circunda montanhas muito menores e 

mais isoladas que o restante da Chapada Diamantina. 

Correlações entre espécies e variáveis ambientais 

A CCA produziu autovalores intermediários, respectivamente 

0,481 e 0,256 para os eixos de ordenação 1 e 

2, indicando a existência de gradientes moderados, ou 

seja, parte das espécies distribui-se por todo o gradiente, 

e parte é exclusiva de segmentos particulares (ter 

Braak, 1995). Os dois eixos explicaram apenas 16,5% e 

8,8% da variância global (total acumulado de 25,2%), 

indicado muita variância remanescente não explicada 

(ruído elevado na estrutura dos dados). No entanto, tal 

situação é comum em dados de vegetação e não prejudica 

a significância das relações espécie-ambiente (ter 

Braak, 1988). Com efeito, a CCA produziu valores muito 

altos para as correlações espécie-ambiente nos dois 

eixos (r = 0,988 e r = 0,985). Além disso, os testes de 

permutação de Monte Carlo indicaram gradientes 

significativos nos dois primeiros eixos de ordenação 

(p = 0,01 para os autovalores) e correlações significativas 

com as variáveis ambientais fornecidas (p = 0,01 

para as correlações espécie-ambiente). As variáveis ambientais 

com correlações internas mais fortes (r > 0,7) 

com o primeiro eixo foram, em ordem decrescente, 

latitude (r = – 0,992), distribuição da precipitação 

(r = 0,843) e diferença térmica entre as médias de julho 

e janeiro (r = – 0,836). Para o segundo eixo, as variá-

FIGURA 3 – Diagrama gerado pela análise de correspondência canônica (CCA) da presença de 767 

espécies arbóreas em 18 áreas de fitofisionomias florestais na Cadeia do Espinhaço e sua correlação 

com variáveis geoclimáticas (setas). As áreas de Mata Atlântica estão identificadas por seus códigos na 

Tabela 1. São fornecidos os códigos de identificação de cada área, a latitude, a altitude mediana, 

as temperaturas médias no ano (T ANO), a diferença térmica entre as médias de julho e de janeiro 

(T RANGE), as precipitações médias no ano (P ANO) e a distribuição da precipitação (P DIST). 

veis mais fortemente correlacionadas foram altitude 

(r = 0,867) e temperatura média anual (r = – 0,858). 

Tais correlações indicam que a distância geográfica, vista 

como variável espacial, e as condições climáticas, notadamente 

o regime de precipitação e a temperatura, 

vinculada à altitude, provavelmente exercem uma forte 

influência no padrão de distribuição das espécies. Por 

exemplo, espécies como Drimys brasiliensis, Hedyosmum 

brasiliense, Podocarpus sellowii e Weinmannia paulliniifolia 

são encontradas por toda a extensão da Cadeia do 

Espinhaço certamente favorecidas pelas condições particulares 

de maior umidade e altitude (Harley, 1995; 

Funch et al., 2005). 

A relação entre as variáveis geo-climáticas e a composição 

de espécies das 18 áreas estão apresentadas 

na Figura 3. De modo a auxiliar na visualização do diagrama 

gerado pela CCA, resolveu-se aplicar símbolos 

diferentes aos quatro grupos gerados pela análise de 


agrupamentos (Figura 2). A distinção entre as áreas de 

florestas fica evidente no diagrama, bem como a forte 

vinculação com a latitude e, secundariamente, com a distribuição 

da precipitação. Entretanto, a distinção entre 

grupos não se apresenta concentrada, mas ordenada em 

gradientes, no sentido sul-norte, isto é, as florestas do 

sul do Espinhaço estão mais próximas de suas vizinhas 

do centro e essas estão mais próximas das do norte. 

Observa-se ainda que ordenação no eixo dois sofre 

influência significativa da altitude e da temperatura 

anual. Os padrões gerados pela CCA reforçam a coerência 

dos quatro grupos florísticos acrescentando a 

significância das correlações entre estes padrões e variáveis 

espaciais (geográficas) e ambientais (climáticas). 

Em suma, observou-se uma considerável riqueza de 

espécies arbóreas ao longo da Cadeia do Espinhaço e 

uma distinção florística em quatro regiões dentro de 

um gradiente latitudinal. A região sul é a mais rica, pro- 



vavelmente por estar inserida na matriz florestal atlântica. 

Já a região do extremo norte possui elementos 

muito distintos das demais regiões, como possível reflexo 

de sua localização junto à caatinga. A carência de 

informações para algumas regiões, especialmente aquela 

situada entre o norte de Minas Gerais e o centro-sul 

da Bahia, limita um melhor entendimento das relações 

florísticas sobre as florestas da Cadeia do Espinhaço. 

Diante do exposto, fica evidente a grande necessidade 

de se realizarem estudos florísticos na região. 

Harley (1995) comenta que a história de exploração 

e formação de assentamentos urbanos foi responsável 

pela devastação da floresta, cuja madeira foi intensamente 

utilizada nas construções ou como lenha e a terra 

para agricultura, enquanto as pastagens avançaram 

nas margens das florestas. Os poucos remanescentes 

dessa vegetação são geralmente fragmentados e explorados, 

a tal ponto que fica difícil imaginar o que ali se 

encontrava, com exceção dos locais muitos remotos, 

que geralmente ficam situados em grandes altitudes. 

Este contexto reforça a urgência de expandir o conhecimento 

sobre a flora dos remanescentes florestais do 

Espinhaço como base ao fortalecimento das iniciativas 

voltadas à sua conservação. 


Os autores agradecem à Cinthia Tamara, à Teresa Spósito 

e ao Márcio de Souza Werneck pelas sugestões e ajuda 

nas análises dos dados; ao Cássio Soares Martins (Fundação 

Biodiversitas), pelos auxílios cartográficos, ao 

revisor anônimo pelas valiosas sugestões 

REFERÊNCIA BIBLIOGRÁFICA 

Andrade-Lima, D. 1981. The caatinga dominium. Revista Brasileira 


APG II - Angiosperm Phylogeny Group II. 2003. An update of 

the Angiosperm phylogeny group classification for the orders 

and families of flowering plants: APG II. Annals of the Botanical 

Journal of the Linnean Society 141(4): 399-436. 

Brina, A. E. & Carvalho, W. A. C. 2003. Estudos florísticos, vegetacionais 

e estimativa de biomassa lenhosa florestal do EIA-RIMA 

da SAMITRI. Mineração da Trindade S.A., Belo Horizonte. 

Campos, M. T. V. A. 1995. Composição florística e aspectos da 

estrutura e da dinâmica de três capões na Serra do Cipó, 

Minas Gerais, Brasil. Dissertação de Mestrado, Universidade 

de São Paulo, São Paulo. 

Costa, C. M. R.; G. Hermann, C. S. Martins, L. V. Lins & I. Lamas 

(orgs.). 1998. Biodiversidade em Minas Gerais: um atlas para 

sua conservação. Fundação Biodiversitas, Belo Horizonte. 


CETEC – Fundação Centro Tecnológico de Minas Gerais. 1989. 

Composição florística e tipos vegetacionais da Estação de 

Proteção e Desenvolvimento Ambiental de Peti / Cemig, MG. 

Relatório final. CETEC, Belo Horizonte. 

DNMET - Departamento Nacional de Meteorologia do Ministério 

de Agricultura. 1992. Normais climatológicas (1961-1990). 

Ministério da Agricultura, Departamento Nacional de Meteorologia, 

Brasília. 

Ferraz, E. M. N., E. L. Araújo & S. I. Silva. 2004. Floristic similarities 

between lowland and montane areas of Atlantic Coastal Forest 

in Northeastern Brazil. Plant Ecology 174: 59-70. 

Ferreira, M. B. & Magalhães, G. M. 1977. Contribuição para o conhecimento 

da vegetação da Serra do Espinhaço em Minas Gerais 

(Serras do Grão Mogol e da Ibitipoca). Anais do XXVI Congresso 

Nacional de Botânica (M. B. Ferreira coord.). Rio de Janeiro. 

Funch, L. S., R. R. Funch, R. M. Harley, A. M. Giulietti, L. P. Queiroz, 

F. França, E. Melo, C. N. Gonçalves & T. Santos. 2005. Florestas 

Estacionais Semideciduais. In: F. A. Juncá, L. Funch & W. 

Rocha (orgs.). Biodiversidade e Conservação da Chapada 

Diamantina. Ministério do Meio Ambiente, Brasília. 

Fundação Biodiversitas. 1993. Elaboração de um modelo de 

ordenamento territorial para a conservação da biodiversidade 

e uso racional dos recursos naturais da área proposta para 

a APA SUL (Quadrilátero Ferrífero, MG) - Fase I. vol. 2. Belo 

Horizonte. 

Galvão, M. V. & Nimer, E. 1965. Clima. Geografia do Brasil - 

Grande Região Leste, IBGE, Rio de Janeiro 5 (19): 91-139. 

Giulietti, A. M. & J. R. Pirani. 1988. Patterns of geographic 

distribution of some plant species from the Espinhaço Range, 

Minas Gerais and Bahia, Brasil. In: W. R. Heyer & P. E. Vanzolini 

(eds). Proceedings of a workshop on Neotropical Distribution 

Patterns. Academia Brasileira de Ciências, Rio de Janeiro. 

Giulietti, A. M., N. L. Menezes, J. R. Pirani, M. Meguro & M. G. L. 

Wanderley. 1987. Flora da Serra do Cipó, Minas Gerais: Caracterização 

e lista das espécies. Boletim de Botânica da Universidade 


Guedes, M. L. S. & M. D. R. Orge (eds.). 1998. Checklist das 

espécies vasculares do Morro do Pai Inácio (Palmeiras) e Serra 

da Chapadinha (Lençóis) Chapada Diamantina, Bahia - Brasil. 

UFBA, Royal Botanic Gardens, Kew, Salvador. 

Harley, R. M. 1995. Introdução. In: B. L. Stannard (ed.). Flora of 

the Pico das Almas Chapada Diamantina - Bahia, Brazil. Royal 

Botanic Gardens Kew. 

Harley, R. M. & N. A. Simmons. 1986. Florula of Mucugê, Chapada 

Diamantina, Bahia, Brazil. Royal Botanic Gardens, Kew. 

Herz, N. 1978. Metamorphic rocks of the Quadrilátero Ferrífero, 

Minas Gerais, Brazil. United States Geological Survey 

Professional Paper, 641-C: 1-81. 

Magalhães, G. M. 1954. Contribuição para o conhecimento da 

flora dos campos alpinos de Minas Gerais. Anais do V Congresso 

Nacional de Botânica. Porto Alegre. 

McCune, B. & M. J. Mefford, 1999. PC-ORD version 4.0, 

multivariate analysis of ecological data, Users guide. MjM 

Software Design, Glaneden Beach. 

Meguro, M., J. R. Pirani, R. Mello-Silva & A. M. Giulietti. 1996a. 



de Botânica da Universidade de São Paulo 15: 1-11. 

Meguro, M., J. R. Pirani, R. Mello-Silva & A. M. Giulietti. 1996b. 

Caracterização florística e estrutural de matas ripárias e

capões de altitude na Serra do Cipó, Minas Gerais. Boletim 


Meguro, M., J. R. Pirani, R. Mello-Silva & I. Cordeiro. (no prelo). 

Composição floristica e Estrutural das Florestas Estacionais 

Decíduas Sobre Calcário a Oeste da Cadeia do Espinhaço, 

Minas Gerais, Brasil. Boletim de Botânica da Universidade de 

São Paulo. 

Meyer, S. T. 1999. Florística e estrutura fitossociológica de um 

trecho de floresta de galeria do Parque Estadual do Rola-Moça 

na região metropolitana de Belo Horizonte - MG. Dissertação 

de Mestrado. Universidade Federal de Viçosa, Viçosa. 

Meyer, S.T., A. F. Silva, P. Marco-Júnior & J. A. Meira-Neto. 2004. 

Composição florística da vegetação arbórea de um trecho de 

floresta de galeria do Parque Estadual do Rola-Moça na região 

metropolitana de Belo Horizonte, MG, Brasil. Acta Botânica 

Brasilica 18(4): 701-709. 

Mueller-Dombois, D. & H. Ellenberg. 1974. Aims and methods of 

vegetation ecology. John Wiley and Sons, New York, New York. 

Muzzi, M. R. S. & J. R. Stehmann. 2005. A diversidade da vegetação. 

In: E. M. A. Goulart (org.). Navegando o Rio das Velhas 

das Minas aos Gerais v. 2. Instituto Guaicuy-SOS Rio das Velhas/Projeto 

Manuelzão/UFMG, Belo Horizonte. 

Oliveira-Filho, A. T. 2006. Catálogo das Árvores Nativas de Minas 

Gerais: mapeamento e Inventário da Flora Nativa e dos 

Reflorestamentos de Minas Gerais. UFLA, Lavras. 

Oliveira-Filho, A. T., J. A. Jarenkow & M. J. N. Rodal. 2006. Floristic 

Relationships of Seasonally Dry Forests of Eastern South 

America Based on Tree Species Distribution Patterns. In: R. T. 

Pennington, G. P. Lewis & J. A. Ratter (Org.). Neotropical 

Savannas and Seasonally Dry Forests: Plant diversity, 

Biogeography, and Conservation. Systematics Association 

Special volume no. 69. CRC Preess, Boca Raton. 

Oliveira-Filho, A. T., E. Tameirão-Neto, W. A. C. Carvalho, A. E. 

Brina, M. S. Werneck, C. V. Vidal, S. C. Rezende & J. A. A. 

Pereira, 2005. Análise florística do compartimento arbóreo 

de áreas de Floresta Atlântica sensu lato na região das Bacias 

do Leste (Bahia, Minas Gerais, Espírito Santo e Rio de Janeiro). 

Rodriguésia 56 (87): 185-235. 

Oliveira-Filho, A. T. & M. A. L. Fontes. 2000. Patterns of Floristic 

Differentiation among Atlantic Forests in South-Eastern Brazil, 

and the Influence of Climate. Biotropica 32: 793-810. 

Oliveira-Filho, A. T. & M. Fluminhan-Filho. 1999. Ecologia da 

vegetação do Parque Florestal Quedas do Rio Bonito. Cerne 

5(2): 50-63. 

Pedralli, G. & M. C. B. Teixeira. 1997. Levantamento florístico e 

principais fisionomias da Estação de Pesquisa e Desenvolvimento 

Ambiental de Peti, Santa Bárbara, estado de Minas 

Gerais, Brasil. Iheringia, Série Botânica, 48: 15-40. 

Pedralli, G., V. L. O. Freitas, S. T. Meyer, M. C. B. Teixeira & A. P. 

S. Gonçalves. 1997. Levantamento florístico na Estação Ecológica 

do Tripuí, Ouro Preto, Minas Gerais. Acta Botanica 

Brasilica 11: 191-213. 

Pirani, J. R., A. M. Giulietti, R. Mello-Silva & M. Meguro. 1994. 



Brasileira de Botânica 17(2): 133-147. 

Pirani, J. R., R. Mello-Silva & A. M. Giulietti. (Orgs.) 2003. Flora 

de Grão-Mogol, Minas Gerais, Parte I, Pteridófitas, 

Podocarpaceae, Angiospermas A-D. Boletim de Botânica da 

Universidade de São Paulo, 21 (1): 1-249. 


Pirani, J. R., R. Mello-Silva & A. M. Giulietti (Orgs.). 2004. Flora de 

Grão-Mogol, Minas Gerais, Parte II, Angiospermas E-O. Boletim 

de Botânica da Universidade de São Paulo 22 (2): 1-387. 

Rede Nacional de Agrometeorologia. 2004. Normais climatológicas 

e balanços hídricos (http://masrv54.agricultura. gov.br/rna). 

Rizzini, C. T. 1979. Tratado de Fitogeografia do Brasil. Aspectos 

sociológicos e florísticos. v 2. HUCITEC, EDUSP, São Paulo. 

Salis, S. M., G. J. Shepherd & C. A. Joly. 1995. Floristic comparison 

of mesophytic semi-deciduous forests of the interior of the 

state of São Paulo, southeast Brazil. Vegetatio 119: 155-164. 

Scudeller V. V., F. R. Martins & G. J. Shepherd. 2001. Distribution 

and abundance of arboreal species in the Atlantic 

ombrophilous dense forest in Southeastern Brazil. Plant 

Ecology 152: 185-199. 

Spósito, T. C. & J. R. Stehmann. 2006. Heterogeneidade florística 

e estrutural de remanescentes florestais da Área de Proteção 

Ambiental ao Sul da Região Metropolitana de Belo Horizonte 

(APA Sul-RMBH). Acta Botanica Brasilica 20(2): 347-362. 

ter Braak, C. J. F. 1987. The analysis of vegetation environment 

relationship by canonical correspondence analysis. Vegetatio 

69: 69-77. 

ter Braak, C. J. F. 1988. Canoco - a Fortran program for canonical 

community ordinatin by (Partial) (Detrended) (Canonical) 

correspondence analysis and redundancy analysis, version 2. 

1. Wageningen, TNO, (Technical report LWA-88-2). 

ter Braak, C. J. F. 1995. Ordination. In: R. H. G. Jongman, C. J. F. 

ter Braak & O. F. R. van Tongeren (eds.). Data analysis in 

community and landscape ecology. Cambridge University 

Press, Cambrigde. 

Thorntwaite, C. W. 1948. An approach toward a rational 

classification of climate. Geographical Review 38(1): 55-94. 

Vasconcelos, M. F. & S. D’Angelo Neto. (2007). Padrões de distribuição 

e conservação da avifauna na região central da Cadeia 

do Espinhaço e áreas adjacentes, Minas Gerais, Brasil. 

Cotinga, 28: 27-41. 

Vieira, F., G. B. Santos & C. B. M. Alves. 2005. A ictiofauna do 

Parque Nacional da Serra do Cipó (Minas Gerais, Brasil) e áreas 

adjacentes. Lundiana 6 (supplement): 77-87. 

Vincent, R. C. 2004. Florística, fitossociologia e Relações entre 

a vegetação e o solo em áreas de campos ferruginosos no 

Quadrilátero Ferrífero, Minas Gerais. Tese de doutorado. 

Universidade de São Paulo, São Paulo. 

Walter, H. 1985. Vegetation of the earth and ecological systems 

of the geo-biosphere. 3rd. ed. Springer-Verlag,Berlim,. 

Werneck, M. S. 2006. Conservação da flora e planejamento 

ambiental no contexto da expansão urbana da região metropolitana 

de Belo Horizonte, Minas Gerais. Tese de doutorado. 

Universidade Federal de Minas Gerais, Belo Horizonte. 

Werneck, M. S., G. Pedralli, R. Koenig & L. F. Giseke. 2000. Florística 

e estrutura de três trecho de uma floresta semidecídua 

na Estação Ecológica do Tripuí, Ouro Preto, MG. Revista 

Brasileira de Botânica 23(1): 97-106. 

Wishart, D. 1969. An algorithm for hierarchical classifications. 

Biometrics 25: 165-170. 

Zappi, D. C, E. Lucas, B. L. Stannard, E. N. Lughada, J. R. Pirani, 

L. P. Queiroz, S. Atkins, D. J. N. Hind, A. M. Giulietti, R. M. 

Harley & A. M. Carvalho. 2003. Lista das plantas vasculares 

de Catolés, Chapada Diamantina, Bahia, Brasil. Boletim de 

Botânica da Universidade de São Paulo 21(2): 345-398. 


○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ 

Diversidade e conservação das pteridófitas 

na Cadeia do Espinhaço, Brasil 

ALEXANDRE SALINO 1,2 * 

THAÍS ELIAS ALMEIDA 2,3 

1 Bolsista Produtividade em Pesquisa do CNPq. 

2 Departamento de Botânica. Instituto de Ciências Biológicas. Universidade Federal de Minas Gerais, Belo Horizonte, MG, Brasil. 

3 Mestranda em Biologia Vegetal, UFMG/CAPES. 

* e-mail: salino@icb.ufmg.br 

RESUMO 

Este trabalho apresenta os resultados de um inventário florístico de pteridófitas realizado na 

Cadeia do Espinhaço, nos estados de Minas Gerais e Bahia. O inventário foi feito com base em 

coleções obtidas durante expedições para diversas áreas da Cadeia no estado de Minas Gerais, 

bem como em material proveniente de herbários nacionais e estrangeiros e dados de 

literatura. A Cadeia do Espinhaço é um maciço que representa a faixa orogênica pré-cambriana 

mais extensa e contínua do território brasileiro e ocupa aproximadamente 1.000 km de extensão 

e de 50 a 100 km de largura, com altitudes variando de 800 a 2.100 metros. O limite sul da 

Cadeia do Espinhaço corresponde à Serra de Ouro Branco (Minas Gerais), e o limite norte está 

na região de Jacobina (Bahia). A fisionomia da vegetação da Cadeia do Espinhaço é razoavelmente 

uniforme, com predomínio de campos rupestres e ambientes associados. Foram 

registradas 468 táxons infra-específicos, distribuídos em 27 famílias e 89 gêneros, sendo que 

as famílias mais ricas são: Pteridaceae (66 spp.), Lomariopsidaceae (47 spp.), Polypodiaceae 

(39 spp. e uma variedade), Thelypteridaceae (33 spp.), Aspleniaceae (29 spp. e cinco variedades) 

e Schizaeaceae (29 spp.). Os gêneros mais representativos são: Elaphoglossum (45 spp.), 

Thelypteris (33 spp.), Asplenium (28 spp. e cinco variedades), Anemia (25 spp.), Blechnum (18 

spp.) e Adiantum (18 spp.). Dos 468 táxons, apenas 19 (4%) são exclusivos de formações da 

Cadeia do Espinhaço. Dezoito espécies aqui listadas são citadas pela primeira vez para o 

estado de Minas Gerais. A riqueza encontrada não está distribuída uniformemente na Cadeia 

do Espinhaço; na região do Quadrilátero Ferrífero ocorrem 380 espécies e cinco variedades; 

na região da Serra do Cipó 263 espécies; no Planalto de Diamantina, 215; na Serra do Cabral, 

apenas 43; na região norte da Cadeia do Espinhaço em Minas Gerais (Serra de Grão Mogol e 

Serras adjacentes), 71 espécies e na região da Chapada Diamantina-BA ocorrem 115 espécies. 

ABSTRACT 

This paper presents the results of a pteridophyte inventory accomplished in the Espinhaço Range, 

in the states of Minas Gerais and Bahia, Brazil. The inventory was taken based in collections 

obtained during field work carried out in several areas of the Espinhaço Range, Minas Gerais 

State, as well as in material from national and foreigner herbaria and literature data. The Espi- 


nhaço Range is the more extensive and continuous Precambrian orogenic belt of the Brazilian 

territory and occupies approximately 1.000 km of extension and 50 to 100 km width, with an 

altitudinal range of 800-2.100 m. The southern limit of the Espinhaço Range is the Serra de Ouro 

Branco (Minas Gerais), and the northern limit is in the area of Jacobina (Bahia). The vegetation 

physiognomy of the Espinhaço Range is reasonably uniform, with prevalence of Campos rupestres 

and associated environments. Four hundred and sixty-three species and five varieties were registered, 

distributed in 27 families and 89 genera, and the richest families were: Pteridaceae (66 spp.), 

Lomariopsidaceae (47 spp.), Polypodiaceae (40 spp.), Thelypteridaceae (33 spp.), Aspleniaceae 

(29 spp. and five varieties) and Schizaeaceae (29 spp.). The most representative genera are: 

Elaphoglossum (45 spp.), Thelypteris (33 spp.), Asplenium (28 spp. and five varieties), Anemia 

(25 spp.), Blechnum (18 spp.) and Adiantum (18 spp.). Out of 468 taxa, only 19 (4%) are 

endemic to Espinhaço Range formations. Eighteen species are recorded for the first time for the 

state of Minas Gerais. The richness found is not distributed evenly in the Espinhaço Range; in the 

area of the Quadrilátero Ferrífero occurs 380 species and five varieties; in the area of the Serra do 

Cipó 263 species; in the Diamantina Plateau, 215; in Serra do Cabral, only 43; in the north area 

of the Espinhaço Range in Minas Gerais (Serra de Grão Mogol and adjacent mountains), 71 species 

and in the Chapada Diamantina area, 115 species. 

INTRODUÇÃO 

As pteridófitas constituem as plantas vasculares sem 

sementes, sendo atualmente classificadas em dois grandes 

grupos monofiléticos: as licopodiófitas e as monilófitas. 

Estão incluídas nas licopodiófitas as plantas vasculares 

com folhas micrófilas, esporângios axilares nas 

folhas, laterais ao caule e com deiscência completa e 

distal. O grupo é formado por três famílias, seis gêneros 

e aproximadamente 1350 espécies. As monilófitas 

são caracterizadas pelas folhas megáfilas e esporângios 

variados, mas nunca axilares. Estão incluídas neste grupo 

as famílias Psilotaceae e Equisetaceae, que previamente 

estavam arranjadas em divisões separadas. O 

número de famílias reconhecidas para as monilófitas 

varia entre os diferentes autores. Nas classificações mais 

recentes foram reconhecidas para a região Neotropical 

26 famílias por Tryon & Tryon (1982), 30 por Kramer & 

Tryon (1990), 29 por Moran (1995a) e 33 famílias por 

Smith et al. (2006). 

As pteridófitas podem ser plantas terrestres, rupícolas, 

epífitas, hemiepífitas, aquáticas ou trepadeiras. A 

grande maioria é de porte herbáceo, porém algumas 

têm porte arborescente, como os representantes das 

famílias Cyatheaceae e Dicksoniaceae, e algumas 

Blechnaceae e Dryopteridaceae. As pteridófitas ocorrem 

em uma extraordinária variedade de ambientes, 

que vão de situações árticas e alpinas (altas latitudes e 

altitudes) ao interior de florestas pluviais tropicais e de 

vegetação arbustiva subdesértica a costões rochosos e 

Salino & Almeida | 79 

mangues (Page, 1979). No entanto, 80% das espécies 

ocorrem em áreas tropicais (Roos, 1996), sendo mais 

comuns em montanhas tropicais e subtropicais úmidas 

(Tryon & Tryon, 1982). Na América Tropical, um dos 

centros de diversidade e endemismo de pteridófitas 

corresponde às regiões Sudeste e Sul do Brasil (Tryon 

& Tryon, 1982), o que se deve ao fato de parte dessa 

região apresentar a combinação de clima tropical úmido, 

montanhas e ecossistemas florestais. 

Roos (1996) realizou um levantamento bibliográfico 

e verificou a existência de 10.500 a 11.300 espécies de 

pteridófitas conhecidas em todo o mundo, mas acredita 

que o número de espécies possa estar entre 12.000 

e 15.000, das quais 10.000 a 12.500 estariam nos paleo 

e neotrópicos (do Velho e do Novo Mundo). Aproximadamente 

75% das espécies ocorrem em duas grandes 

regiões: uma, de maior riqueza, que compreende o sudeste 

da Ásia e a Australásia, com cerca de 4.500 espécies, 

e outra que abrange as Grandes Antilhas, o sudeste 

do México, a América Central e os Andes do oeste da 

Venezuela ao sul da Bolívia, onde ocorrem cerca de 

2.250 espécies (Tryon & Tryon, 1982). 

A região Neotropical concentra importantes áreas 

geográficas para as pteridófitas (Tryon, 1972). Segundo 

Tryon & Tryon (1982), quatro regiões de alta diversidade 

reúnem aproximadamente 40% de espécies endêmicas: 

as Grandes Antilhas, com 900 espécies; o sudeste 

do México e a América Central, também com cerca 

de 900 espécies; a região dos Andes, com cerca de 1.500 

espécies, e o Sudeste e o Sul do Brasil, com 600 espécies, 


80 | Diversidade e conservação das pteridófitas na Cadeia do Espinhaço, Brasil 

uma subestimativa, já que dados recentes mostram que 

somente o estado de São Paulo conta com mais de 550 

espécies e Minas Gerais com 700 espécies (Alexandre 

Salino & Thais Elias Almeida, dados não publicados). 

Segundo Tryon & Tryon (1982), outras regiões dos trópicos 

americanos possuem menor diversidade de espécies. 

Nas Pequenas Antilhas ocorrem cerca de 300 espécies, 

das quais a maioria possui ampla distribuição e 

somente 10% são endêmicas. A região do Planalto das 

Guianas (Roraima, Amazonas, Venezuela, Guiana, extensões 

do Suriname e leste da Colômbia) possui uma flora 

pteridofítica de cerca de 450 espécies. Nesta região 

ocorrem algumas espécies com distribuição disjunta 

com o Sudeste e Sul do Brasil (Tryon & Tryon, 1982). Na 

Amazônia brasileira ocorrem cerca de 300 espécies 

(Tryon & Tryon, 1982). Segundo Moran (1995b), a Amazônia 

brasileira é a região com menor diversidade de 

pteridófitas de toda a região Neotropical. Conforme 

estimativa de Moran (1995a), na América do Sul ocorrem 

aproximadamente 3.000 espécies de pteridófitas. 

Tryon (1972) estabeleceu cinco centros de diversidade 

e endemismo para pteridófitas na América Tropical. 

Os centros primários são três, o Mexicano (México e 

sul dos Estados Unidos), o Andino (Andes da Venezuela 

à Bolívia) e o Brasileiro (sudeste e sul). Estes centros 

são definidos pelo alto número de espécies e alto endemismo. 

Os centros secundários são dois, o da América 

Central e o das Guianas (Planalto das Guianas), cada 

um com alguma distinção especial, tal como o endemismo 

relativamente alto das florestas nebulares da 

América Central e em alguns gêneros nas Guianas. Destes 

centros o que possui maior afinidade florística com 

o centro Brasileiro é o Andino (Tryon, 1986). Cada centro 

regional possui um conjunto de condições mais ou 

menos distintas com relação a fisiografia, fatores 

edáficos e climáticos. O centro brasileiro é notável pelo 

endemismo da Serra do Mar e também pelo endemismo 

da pteridoflora dos campos rupestres das regiões 

areníticas de Minas Gerais (Tryon, 1972). 

De acordo com Moran (1995b), as montanhas promovem 

alta riqueza de espécies de pteridófitas. Esse 

efeito pode ser observado em todo o mundo – todos 

os países ou regiões com mais de 500 espécies de pteridófitas 

são montanhosos (Tryon, 1986). Em seus exemplos, 

Moran (1995b) inclui as regiões Sudeste e Sul do 

Brasil, inclusive comparando-as às terras baixas da 

Amazônia brasileira. As causas da alta riqueza e endemismo 

nas montanhas são pouco conhecidas. Presumivelmente, 

elas resultam da variedade de ambientes criados 

por diferentes tipos de solos, rochas, elevações, inclinações, 

exposições à luz e microclimas (Moran, 1995b). 


ESTUDOS DAS PTERIDÓFITAS NA CADEIA DO ESPINHAÇO 

Os estudos específicos da flora pteridofïtica da Cadeia 

do Espinhaço, incluindo as formações vegetacionais do 

Quadrilátero Ferrífero, são escassos. Os pioneiros foram 

Lisboa (1954), que elaborou uma listagem para Ouro 

Preto e região, baseada na coleção do atual Herbário 

da Universidade Federal de Ouro Preto; e Ferreira et al. 

(1977), com a publicação de uma lista de plantas vasculares 

para a região do Maciço do Caraça. Em um estudo 

mais específico, Badini (1977) trata as espécies de 

Ophioglossum do muncípio de Ouro Preto. A partir da 

década de 1980, os estudos florísticos de pteridófitas 

se concentraram na Cadeia do Espinhaço sensu stricto. 

Destacam-se os trabalhos com o gênero Anemia (Carvalho, 

1982); a publicação de uma lista de espécies de 

pteridófitas no check-list feito por Giulietti et al. (1987) 

para a Serra do Cipó; uma dissertação sobre a Família 

Pteridaceae, Subfamília Cheilanthoideae – Pteridaceae 

no Espinhaço em Minas Gerais (Prado, 1989); as publicações 

da Serra do Cipó sobre Cyatheaceae (Windisch 

& Prado, 1990), família Pteridaceae, subfamília 

Cheilanthoideae (Prado, 1992), Hymenophyllaceae 

(Windisch, 1992), Dennstaedtiaceae (Prado & Windisch, 

1996) e família Pteridaceae, subfamília Adiantoideae e 

Taenitidoideae (Prado, 1997); Flora de Grão Mogol (Prado 

& Labiak, 2003); Flora do Pico das Almas (Prado, 

1995); e os levantamentos da região do Morro do Pai 

Inácio (Barros, 1998), região de Catolés (Prado, 2003) e 

da Chapada Diamantina (Nonato, 2005). O único trabalho 

recentemente publicado sobre o Quadrilátero Ferrífero 

foi o de Figueiredo & Salino (2005) na APA-Sul 

RMBH. Atualmente há levantamentos em andamento na 

região mineira da Cadeia do Espinhaço sendo realizados 

pelo grupo de pesquisa de pteridófitas do Laboratório 

de Sistemática Vegetal (ICB – UFMG), coordenado pelo 

Prof. Alexandre Salino, porém ainda não publicados. Os 

levantamentos em áreas específicas estão sendo realizados 

nas seguintes Unidades de Conservação: Parque Estadual 

do Itacolomi (Ouro Preto e Mariana), Parque Estadual 

do Rio Preto (São Gonçalo do Rio Preto), Parque 

Municipal Natural do Ribeirão do Campo (Conceição do 

Mato Dentro) e RPPN Santuário do Caraça (Catas Altas). 

Além disso, levantamentos preliminares estão sendo realizados 

em Minas Gerais nas regiões das Serras do 

Cabral, Grão Mogol, Jaíba e no Planalto de Diamantina. 

Os objetivos desse trabalho foram inventariar as espécies 

de pteridófitas ocorrentes na Cadeia do Espinhaço 

nos estados da Bahia e Minas Gerais, Brasil, bem 

como efetuar uma avaliação rápida da riqueza, distribuição 

e conservação das espécies.


A Cadeia do Espinhaço é um maciço que representa a 

faixa orogênica pré-cambriana mais extensa e contínua 

do território brasileiro. Alonga-se por cerca de 1200 

km na direção N-S desde a região de Belo Horizonte 

até os limites norte da Bahia com os Estados de Pernambuco 

e Piauí. Ao longo de sua extensão as unidades 

do Supergrupo Espinhaço entram em contato direto 

com unidades do Supergrupo Minas do Quadrilátero 

Ferrífero (de idade muito superior ao Supergrupo 

Espinhaço) e outras. O Quadrilátero Ferrífero, geograficamente 

colocado em várias publicações botânicas e 

zoológicas como parte sul da Cadeia do Espinhaço é 

uma formação muito mais antiga (Almeida-Abreu & 

Renger, 2002) e geologicamente distinta da Cadeia do 

Espinhaço sensu stricto. 

Segundo Giulietti & Pirani (1988), na Cadeia do Espinhaço 

há muitas regiões elevadas que são conhecidas 

como serras e possuem nomes individuais, e que são 

geralmente interrompidas por vales de rios. Em Minas 

Gerais destacam-se algumas serras, como as da região 

de Diamantina, Serro e Itambé na parte sul do Vale do 

Rio Jequitinhonha; a Serra do Cipó, na região de Santana 

do Riacho; a Serra do Cabral, na região de Joaquim 

Felício; a Serra da Piedade, na região de Caeté; a Serra 

do Caraça na região de Catas Altas e finalmente as serras 

de Ouro Preto que são consideradas o limite sul da 

Cadeia do Espinhaço. No estado da Bahia destaca-se o 

maciço da Chapada Diamantina que é formada por várias 

serras como a Serra do Sincorá, na região de 

Mucugê, Andaraí e Lençóis, e as serras das regiões de 

Rio de Contas, Morro do Chapéu e Jacobina. 

Na Cadeia do Espinhaço podemos encontrar formações 

vegetacionais dos biomas Cerrado, Caatinga e 

Mata Atlântica. Segundo Giulietti & Pirani (1988), a 

fisionomia da vegetação na Cadeia do Espinhaço é bastante 

uniforme, embora a continuidade dos campos 

rupestres possa ser interrompida por manchas de Cerrado 

e por matas de galeria ou matas de encosta. Na 

Bahia, na Chapada Diamantina, a vegetação campestre 

divide espaço com as florestas deciduais, que é a 

formação dominante no semi-árido do Nordeste do 

Brasil. Em Minas Gerais, nas áreas mais baixas com 

solos mais profundos há predomínio das formações 

do Cerrado. 

A análise da ocorrência e da distribuição geográfica 

das espécies de pteridófitas da Cadeia do Espinhaço 

foi feita utilizando o nível taxonômico de espécie e os 

níveis infra-específicos de subespécie e variedade. Para 

a circunscrição dos gêneros e famílias foi utilizado o 

arranjo taxonômico de Moran (1995a), com exceção das 

famílias Gleicheniaceae e Vittariaceae, para as quais 

foram utilizadas as classificações genéricas de Ching 

(1940) e Crane (1997), respectivamente. As abreviações 

dos autores dos nomes científicos estão de acordo com 

Pichi-Sermolli (1996). O levantamento das espécies ocorrentes 

na Cadeia do Espinhaço foi feito através de pesquisa 

bibliográfica, compilação de dados de coleções 

científicas e de coletas realizadas entre os anos de 1999 

a 2007. 

O levantamento bibliográfico foi realizado utilizando-se 

literatura especializada de pteridófitas. Foram 

consultadas, principalmente, dissertações e teses de 

trabalhos taxonômicos sobre famílias e gêneros ocorrentes 

na região, assim como trabalhos de inventários 

florísticos. As espécies registradas somente através da 

bibliografia (indicado na coluna “Fonte” da Tabela 1) 

foram compiladas das seguintes referências: Alston et 

al. (1981), Meguro et al. (1996), Nonato (2005) e Tryon 

(1956). 

A compilação de dados das coleções foi feita através 

da análise de todo o material disponível de pteridófitas 

em importantes herbários brasileiros (BHCB, CEPEC, 

HB, OUPR, RB, SP, SPF, UB) e em alguns estrangeiros 

(F, GH, NY, MO, US). As siglas dos herbários listados estão 

de acordo com Holmgren et al. (1990). 

As seguintes espécies paleotropicais introduzidas 

e/ou exóticas subespontâneas no Brasil e ocorrentes 

na Cadeia do Espinhaço não foram incluídas na análise 

de dados: Nephrolepis multiflora (Roxb.) Morton, Pteris 

vitatta L., Macrothelypteris torresiana (Gaudich.) Ching, 

Thelypteris dentata (Forssk.) E.P. St. John e Diplazium 

petersenii (Kunze) Christ. 

Para as formações vegetacionais dos domínios da 

Mata Atlântica e Caatinga foi utilizado o sistema de 

Veloso et al. (1991), e para as formações do domínio do 

Cerrado foi utilizado o sistema de Ribeiro & Walter 

(1998). 



Em uma avaliação rápida da Cadeia do Espinhaço constatamos 

a ocorrência de pelo menos 463 espécies e cinco 

variedades (Tabela 1) de pteridófitas nos estados de 

Minas Gerais e Bahia. Esse número é elevado, tendo em 

vista que as estimativas do número de espécies de pteridófitas 

ocorrentes no Brasil variam de 1150 (Windisch, 

1996) a 1200-1300 (Prado, 1998), sendo que grande parte 

dessa riqueza está nas formações florestais da 

Mata Atlântica, o bioma mais rico do país (Alexandre 



Salino & Thais Elias Almeida, dados não publicados). 

Os 468 táxons estão distribuídos em 27 famílias e 89 

gêneros, sendo que as famílias mais ricas são: 

Pteridaceae com 66 espécies, Lomariopsidaceae com 

47, Polypodiaceae com 40, Thelypteridaceae com 33, 

Aspleniaceae com 29 espécies e cinco variedades, 

Schizaeaceae com 29 espécies, Hymenophyllaceae e 

Lycopodiaceae com 27 espécies cada e Grammitidaceae 

com 26 espécies. Os gêneros mais representativos são: 

Elaphoglossum (45 espécies), Thelypteris (33), Asplenium 

(28 espécies e cinco variedades), Anemia (25 espécies), 

Blechnum e Adiantum (18 espécies cada – Blechnum tem 

17 spp. e um híbrido). Desses 468 táxons, apenas 19 

(aproximadamente 4%) estão restritos a formações da 

Cadeia do Espinhaço (Tabela 2). 

O baixo número de espécies restritas, em uma região 

marcada por endemismos, pode ser explicado pela 

ampla capacidade de dispersão dos esporos das pteridófitas. 

Eles são minúsculos, leves, e viajam longas distâncias 

pela ação do vento (Kato, 1993). Essa facilidade 

de dispersão dos esporos faz com que os padrões de 

distribuição geográfica das pteridófitas sejam determinados 

mais pela disponibilidade de hábitats adequados 

à sua sobrevivência do que pela capacidade de dispersão 

e colonização. Smith (1972), comparando a distribuição 

das pteridófitas com a das angiospermas, 

observa que a porcentagem de gêneros e espécies endêmicas 

é bem menor nas pteridófitas do que nas angiospermas, 

afirmação corroborada pelos dados aqui 

apresentados. 

Entretanto, a riqueza encontrada não está distribuída 

de forma uniforme ao longo da extensão geográfica 

da Cadeia do Espinhaço; na região do Quadrilátero Ferrífero 

ocorrem 380 espécies e cinco variedades; na região 

da Serra do Cipó, 263 espécies; no Planalto de Diamantina, 

215 espécies; na Serra do Cabral, apenas 43; 

na região norte da Cadeia do Espinhaço em Minas Gerais 

(Serra de Grão Mogol e serras adjacentes, ao norte 

do Planalto de Diamantina), 71 espécies e na região da 

Chapada Diamantina, parte baiana da Cadeia do 

espinhaço, ocorrem 115 espécies. É importante ressaltar 

que tanto a região Norte da Cadeia em Minas Gerais 

(Serra de Jaíba) e a região da Serra do Cabral são áreas 

onde foram feitas poucas coletas de pteridófitas. A heterogeneidade 

da riqueza nas diferentes regiões do 

Espinhaço está relacionada com a influência dos biomas 

adjacentes, principalmente nas formações florestais. A 

Serra do Cabral, por exemplo, está circundada por formações 

campestres e savânicas do bioma Cerrado; a 

Chapada Diamantina apresenta influência dos elementos 

da Caatinga; e o Quadrilátero Ferrífero, a Serra do 


Cipó e o Planalto de Diamantina apresentam grande 

influência da Mata Atlântica. 

Várias das espécies aqui listadas são citadas pela primeira 

vez para o estado de Minas Gerais. São elas: 

Cyathea bipinnatifida, antes conhecida somente dos estados 

do Acre e Roraima; Oleandra articulata, conhecida 

apenas do norte do país; Culcita coniifolia, citada apenas 

para os estados de Rio de Janeiro e São Paulo; 

Lellingeria pumila, antes considerada endêmica do estado 

do Espírito Santo; Lellingeria schenckii, amplamente 

distribuída na Mata Atlântica em toda a região sudeste 

e sul do Brasil; Micropolypodium setosum, espécie amplamente 

distribuída no domínio da Mata Atlântica nos 

estados de São Paulo, Rio de Janeiro, Paraná e Santa 

Catarina; Isoetes gigantea, registrado para a Serra dos 

Órgãos e para a Cadeia do Espinhaço no município de 

Rio de Contas, Chapada Diamantina; Elaphoglossum 

bahiense, antes só registrado para o estado da Bahia; 

Elaphoglossum discolor, conhecido anteriormente somente 

da região Amazônica; Lycopodiella benjaminiana, antes 

conhecida apenas do estado do Mato Grosso; 

Niphidium rufosquamatum, amplamente distribuída por 

toda a região sul do Brasil; Eriosorus flexuosus, espécie 

citada erroneamente por Tryon (1970) para o estado 

do Espírito Santo, com base em uma coleta de Glaziou 

(15739) na localidade “Cerro Batatal” (essa localidade 

na verdade faz parte do complexo da Serra do Caraça, 

município de Catas Altas, localizado no Quadrilátero 

Ferrífero). Além disso, no período da referida coleta, 

Glaziou não esteve no estado do Espírito Santo, e uma 

coleta recente da RPPN Santuário do Caraça (Salino, 

9576) identificada como E. flexuosus corrobora a correção 

da citação de Tryon; Schizaea poeppigiana, espécie 

citada no Brasil para os estados do Amazonas, Santa 

Catarina e para o Distrito Federal; Megalastrum abundans, 

conhecida anteriormente apenas das florestas costeiras 

do Espírito Santo ao Rio Grande do Sul; e por fim 

Megalastrum grande, planta conhecida anteriormente 

apenas das florestas da Serra do Mar, em São Paulo, Rio 

de Janeiro e Espírito Santo. 

Lycopodiella iuliformis, Melpomene xiphopteroides e 

Microgramma geminata são espécies já registradas na 

Cadeia do Espinhaço, mas apenas no estado da Bahia 

(Chapada Diamantina), sendo inéditos os registros em 

Minas Gerais. 

De todas as espécies registradas, 42 foram consideradas 

ameaçadas de extinção na Revisão da Lista Vermelha 

das Espécies Ameaçadas de Extinção da Flora do 

Estado de Minas Gerais (Alexandre Salino & Thaís Elias 

Almeida, dados não publicados). Esse valor representa 

aproximadamente 10% de todas as espécies que ocor-

em na Cadeia do Espinhaço, sem contar as espécies 

que ocorrem exclusivamente na Chapada Diamantina 

e não têm avaliação quanto ao seu estado de conservação. 

Apenas 11 espécies consideradas ameaçadas 

não se encontram em nenhuma Unidade de Conservação 

na Cadeia do Espinhaço. São elas: Blechnum 

sampaioanum, Dryopteris patula, Cochlidium pumilum, 

Hymenophyllum silveirae, Ophioglossum crotalophoroides, 

O. ellipticum, Microgramma lycopodioides, Argyrochosma 

nivea var. flava, Pellaea cymbiformis, P. riedelii e Trachypteris 

pinnata. 

Em uma rápida avaliação da eficiência das Unidades 

de Conservação existentes na Cadeia do Espinhaço com 

relação às espécies de pteridófitas, encontramos resultados 

razoavelmente favoráveis. Aproximadamente 

75,4% dos táxons (354) listados nesse trabalho estão 

sob proteção legal em uma ou mais Unidades de Conservação 

de Proteção Efetiva. As UC’s das quais foram 

obtidos dados são: Estação Ecológica de Fechos (Nova 

Lima, MG), Estação Ecológica do Tripuí (Ouro Preto, MG), 

Parque Estadual do Itacolomi (Ouro Preto e Mariana, 

MG), Parque Estadual da Serra do Cabral (Buenópolis e 

Joaquim Felício, MG), Parque Estadual do Biribiri (Diamantina, 

MG), Parque Estadual do Pico do Itambé (Santo 

Antônio do Itambé, MG), Parque Estadual do Rio Preto 

(São Gonçalo do Rio Preto, MG), Parque Estadual da 

Serra Negra (Itamarandiba, MG), Estação Ecológica de 

Acauã (Turmalina e Leme do Prado, MG), Parque Nacional 

da Serra do Cipó (Santana do Riacho e Conceição 

do Mato Dentro, MG), Parque Estadual da Serra do 

Intendente (Conceição do Mato Dentro, MG), RPPN Santuário 

do Caraça (Catas Altas, MG), RPPN Andaime (Rio 

Acima, MG), RPPN Capitão do Mato (Nova Lima, MG), 

RPPN Mata do Jambreiro (Nova Lima, MG), RPPN Tumbá 

(Nova Lima, MG), Parque Estadual do Morro do Chapéu 

(Morro do Chapéu, BA) e Parque Nacional da Chapada 

Diamantina (Lençóis, Palmeiras, Andaraí e Mucugê, BA), 

sendo que os dados dos dois últimos parques são do 

trabalho de Nonato (2005). Várias das Unidades existentes 

– especialmente as públicas – estão em fase de 

implementação ou são muito recentes e têm problemas 

para proteger efetivamente as espécies. Os principais 

impactos vêm de criação de gado, posseiros, extrativismo 

predatório, caça, poluição, etc. dentro de 

seus limites. Dentro desse quadro, destacam-se as reservas 

particulares, que muitas vezes contam com mais 

recursos e pessoal para patrulhar e monitorar os seus 

limites. 

Algumas regiões da Cadeia do Espinhaço consideravelmente 

ricas não estão dentro de nenhuma Unidade 

de Conservação efetiva. A região do município de Ouro 


Preto, do ponto de vista biogeográfico, é única, apresentando 

relevo acidentado, altitudes elevadas (chegando 

a mais de 1800 m), a peculiaridade de possuir um 

solo ferruginoso e uma forte influência de elementos 

da Mata Atlântica. Além disso, existem esforços contínuos 

de coleta nessa localidade há mais de 100 anos. 

Essa região abriga nove das 19 espécies restritas ao 

Espinhaço e aproximadamente metade das espécies que 

não ocorrem em nenhuma Unidade de Conservação, 

sendo ainda uma das regiões mais ricas da Cadeia. Outras 

regiões também são dignas de nota, como a região 

do entorno do Parque Nacional da Serra do Cipó, e a 

região de Diamantina, especialmente no município de 

Gouveia e o entorno do Parque Estadual do Rio Preto 

(APA Felício). 

Quanto à distribuição geográfica das espécies, podese 

agrupar as mesmas em cinco situações distintas: 

1) Plantas que possuem ampla distribuição geográfica 

e ocorrem em variados biomas e ecossistemas. Essas 

plantas possuem maior tolerância a variações ambientais, 

e normalmente são encontradas em situações 

ecológicas bem distintas ao longo de sua área 

de ocorrência, e.g. Dicranopteris flexuosa, Pteridium 

arachnoideum, Rumohra adiantiformis, Anemia phyllitidis, 

Equisetum giganteum, etc. 

2) Plantas que ocorrem caracteristicamente na Mata 

Atlântica e acabam colonizando as formações florestais 

associadas à Cadeia do Espinhaço. É importante 

ressaltar que a existência dessas florestas torna possível 

a existência de um número tão alto de espécies 

na região. As chamadas matas nebulares (Floresta 

Ombrófila Densa Alto Montana) são exemplos típicos 

dessa situação, pois nesse ambiente espécies típicas 

da Floresta Atlântica costeira (Serra do Mar e 

Serra da Mantiqueira) são capazes de sobreviver, e.g. 

Megalastrum grande, Alsophila capensis, Polybotrya 

cylindrica, Thelypteris ireneae, Micropolypodium setosum 

e Lellingeria wittigiana, sendo que a última espécie é 

registrada pela primeira vez para a Cadeia do Espinhaço, 

conhecida anteriormente apenas na Serra da 

Mantiqueira e na Serra do Mar. 

3) Plantas que ocorrem em disjunção com os Andes 

e/ou as serras do Norte da América do Sul, na Mata 

Atlântica brasileira e na Cadeia do Espinhaço. A distribuição 

dessas espécies parece ser restrita aos pontos 

mais altos das regiões montanhosas. Esses picos 

equivalem a “ilhas” biogeográficas, apresentando 

condições ambientais similares, sendo separados por 

áreas não tão favoráveis ao estabelecimento de certas 

espécies. As populações de espécies disjuntas 

chegam a estar separadas por mais de 1.000km de 



istância. Exemplos podem ser encontrados ao longo 

de toda a Cadeia, destacando-se certas espécies como 

Melpomene xiphopteroides, espécie conhecida das serras 

do norte do país (Labiak & Prado, 2005), da 

Chapada Diamantina (Nonato, 2005) e como registro 

inédito do Pico do Itambé, município de Santo 

Antônio do Itambé, no Planalto de Diamantina, Minas 

Gerais. Já a espécie Lycopodiella iuliformis, outra 

que segue o mesmo padrão descrito anteriormente, 

tem registros para a Amazônia brasileira (Øllgaard & 

Windisch, 1987), para a Chapada Diamantina 

(Nonato, 2005) e para a Serra de Grão Mogol, região 

norte da Cadeia do Espinhaço no estado de Minas 

Gerais. Outro registro interessante é o de Eriosorus 

flexuosus para a Serra do Caraça. Essa espécie possui 

distribuição ampla na América do Sul (Andes) e o 

único registro para o Brasil é do Pico do Inficcionado. 

Muitos outros exemplos dessas disjunções relacionadas 

às “ilhas” biogeográficas dos picos da Cadeia 

do Espinhaço devem existir, sendo desconhecidos até 

o momento por ausência de informações ou por falta 

de coletas. 

4) Em alguns casos, observam-se grupos de plantas que 

não são necessariamente exclusivos da Cadeia do 

Espinhaço, mas apresentam uma riqueza maior nos 

campos rupestres e formações associadas, e.g. os 

gêneros Anemia, Pellaea e Cheilanthes. Esses gêneros 

apresentam espécies endêmicas e uma riqueza significativa 

em campos rupestres existentes fora da 

Cadeia do Espinhaço, como no estado de Goiás. Outro 

exemplo interessante é o gênero Huperzia, que 

ocorre em todo o Neotrópico. Entretanto, a região 

que apresenta o maior número de espécies são os 

Andes, e aproximadamente 70% dessas são endêmicas 

(Øllgaard, 1996). O mesmo autor cita a região 

Sudeste e Sul do Brasil como a segunda em número 

de endemismos, apesar do número de espécies que 

ocorrem nessa região ser bem menor do que na região 

andina. Alguns dos endemismos brasileiros do 

gênero estão na Cadeia do Espinhaço (Tabela 2). A 

espécie Huperzia itambensis, endêmica do estado de 

Minas Gerais, tem sua distribuição restrita ao Pico 

do Itambé (Santo Antônio do Itambé) e ao Pico Dois 

Irmãos (São Gonçalo do Rio Preto), que distam entre 

si aproximadamente quarenta quilômetros em linha 

reta. Essa espécie só ocorre acima de 1500 metros. 

Já na Serra do Caraça (Quadrilátero Ferrífero), ocorre 

Huperzia rubra, restrita a essa serra, e somente 

associada a espécies de Vellozia acima dos 1700 

metros de altitude. Segundo dados de literatura e 


de herbários (Vasconcelos et al., 2002), H. rubra apresentava 

uma distribuição mais ampla dentro do Quadrilátero 

Ferrífero. Sua ocorrência também já foi registrada 

para a Serra da Piedade (município de Caeté 

– ano de 1915), Serra do Itacolomi (município de 

Ouro Preto – ano de 1902), e embora esforços de 

coleta tenham sido dispendidos recentemente nessas 

localidades, a única população remanescente 

atualmente conhecida se localiza na RPPN Santuário 

do Caraça. O terceiro caso de endemismo é Huperzia 

mooreana, espécie restrita à Serra do Sincorá, na Bahia 

(Chapada Diamantina). 

A existência de áreas na Cadeia do Espinhaço com 

pouca ou nenhuma amostragem botânica e de áreas 

muito bem amostradas gera um viés na discussão de 

riqueza, distribuição e conservação de espécies. Estudos 

posteriores podem – e devem – alterar os dados 

acima discutidos. 

A relação da riqueza de pteridófitas com as regiões 

serranas é um padrão que emerge dos dados apresentados, 

corroborando citações da literatura, como de 

Tryon (1972) e Moran (1995b). Além da riqueza, a Cadeia 

do Espinhaço apresenta importância extrema do 

ponto de vista biogeográfico, visto que ela se apresenta 

como ponte entre a região Sudeste e Sul do Brasil e 

a região sul dos Andes. Ela serve não só como abrigo 

para grupos oriundos dos Andes, mas como área de 

dispersão desse grande centro de diversidade e endemismo 

para a Mata Atlântica brasileira. A rota inversa 

também deve ser verdadeira. 

O alto número de espécies e suas relações biogeográficas 

mostram quão estratégico é conservar a biodiversidade 

presente na Cadeia do Espinhaço, conservando 

não só o patrimônio genético, mas também parte 

da história das espécies na América do Sul. 


À Fundação O Boticário de Proteção à Natureza pelo apoio 

financeiro dado ao projeto “Riqueza, distribuição geográfica 

e conservação das pteridófitas no Estado de Minas 

Gerais, Brasil”, que proporcionou gerar muitos dados 

apresentados neste artigo. Ao colega Gustavo 

Heringer pela ajuda nos trabalhos de campo e apoio no 

laboratório. À Biotrópicos, Conservação Internacional e 

Fundação Biodiversitas pelo convite e apoio. Ao IBAMA 

e IEF-MG pela concessão de licenças de coleta e pesquisa 

e pelo apoio nas Unidades de Conservação. Ao revisor 

do manuscrito pelas sugestões e correções.


TABELA 1 – Lista das espécies de pteridófitas ocorrentes na Cadeia do Espinhaço (Minas Gerais e Bahia), Brasil. 

A fonte refere-se à citação de herbário ou de bibliografia. Legenda das regiões: QF = Quadrilátero Ferrífero/MG, SC = Serra do 

Cipó/MG, PD = Planalto de Diamantina/MG, CA = Serra do Cabral/MG, GM = região de Grão Mogol/MG e CD = Chapada da 

Diamantina/BA. * registro novo para Minas Gerais; ** espécie ameaçada em Minas Gerais; *** registro novo para Minas Gerais 

e espécie ameaçada em Minas Gerais. 

TÁXON FONTE QF SC PD CA GM CD 

Aspleniaceae 

Antigramma balansae (Baker) L. Sylvestre & P.G. Windisch BHCB • • 

Asplenium abscissum Willd. BHCB • • 

A. auriculatum Sw. BHCB • • • • 

A. auritum Sw. BHCB • • • • 

A. campos-portoi Brade ** BHCB • • 

A. claussenii Hieron. BHCB • 

A. cristatum Lam. BHCB • 

A. feei Kunze ex Fée BHCB • • • 

A. formosum Willd. BHCB • 

A. harpeodes Kunze BHCB • • 

A. inaequilaterale Willd. BHCB • 

A. incurvatum Fée BHCB • 

A. kunzeanum Klotzsch ex Rosenst. BHCB • 

A. mucronatum C. Presl BHCB • 

A. olygophyllum Kaulf. BHCB • • 

A. otites Link BHCB • 

A. pediculariifolium A. St.-Hil. BHCB • • • • 

A. praemorsum Sw. BHCB • • • • 

A. pseudonitidum Hook. BHCB • • 

A. pteropus Kaulf. BHCB • 

A. pulchellum Raddi BHCB • 

A. pumilum Sw. ** BHCB • • 

A. raddianum Gaudich. BHCB • 

A. radicans L. var. radicans BHCB • 

A. radicans var. cirrhatum (Rich. ex Willd.) Rosenst. BHCB • • 

A. radicans var. uniseriale (Raddi) L.D. Gómez BHCB • 

A. scandicinum Kaulf. BHCB • 

A. schwackei Christ ** BHCB • 

A. serra Langsd. & Fisch. var. serra BHCB • • • • • 

A. serra var. geraense C. Chr. BHCB • • • • 

A. serratum L. BHCB • 

A. stuebelianum Hieron. BHCB • 

A. triquetrum Murakami & R.C. Moran BHCB • • 

A. wacketii Rosenst. 

Blechnaceae 

BHCB • • 

Blechnum asplenioides Sw. BHCB • • • • • • 

B. austrobrasilianum de la Sota BHCB • • 

B. binervatum ssp. acutum (Desv.) R.M. Tryon & Stolze BHCB • • • 

continua... 





B. brasiliense Desv. BHCB • • • 

B. cordatum (Desv.) Hieron. BHCB • • • • • • 

B. divergens (Kunze) Mett. BHCB • • 

B. glaziovii Christ BHCB • • • • 

B. gracile Kaulf. BHCB • • 

B. lanceola Sw. BHCB • 

B. lehmannii Hieron. BHCB • • 

B. occidentale L. BHCB • • • • • • 

B. polypodioides Raddi BHCB • • • • • 

B. proliferum Rosenst. BHCB • • • 

B. pteropus (Kunze) Mett. BHCB • • 

B. sampaioanum Brade ** BHCB • 

B. schomburgkii (Klotzsch) C. Chr. BHCB • • • • • • 

B. serrulatum Rich. BHCB • • • • 

B. x caudatum Cav. BHCB • • 

Salpichlaena volubilis (Kaulf.) J. Sm. BHCB • • • • 

Cyatheaceae 

Alsophila capensis ssp. polypodioides (Sw.) Conant BHCB • • 

A. setosa Kaulf. BHCB • 

A. sternbergii (Sternb.) Conant BHCB • 

Cnemidaria uleana (Samp.) R.M. Tryon var. uleana BHCB • • • 

Cyathea bipinnatifida (Baker) Domin *** Salino 9955 • • 

C. corcovadensis (Raddi) Domin BHCB • • • 

C. delgadii Sternb. BHCB • • • • • • 

C. dichromatolepis (Fée) Domin BHCB • • 

C. leucofolis Domin BHCB • 

C. microdonta (Desv.) Domin BHCB • 

C. phalerata Mart. BHCB • • • • • • 

C. poeppigii (Hook.) Domin BHCB • 

C. rufa (Fée) Lellinger BHCB • • 

C. villosa Willd. BHCB • • • • • 

Sphaeropteris gardneri (Hook.) R.M. Tryon BHCB • • • 

Davalliaceae 

Nephrolepis cordifolia (L.) C. Presl BHCB • • 

N. occidentalis Kunze BHCB • 

N. pectinata (Willd.) Schott BHCB • • • 

N. pendula (Raddi) J. Sm. BHCB • 

N. rivularis (Vahl) Mett. BHCB • • 

Oleandra articulata (Sw.) C. Presl * Salino 8851 • • • 

O. hirta Brack. BHCB • • 

Dennstaedtiaceae 

Dennstaedtia cicutaria (Sw.) T. Moore BHCB • 


continua...



D. dissecta (Sw.) T. Moore BHCB • • • 

D. globulifera (Poir.) Hieron. BHCB • 

Histiopteris incisa (Thunb.) J. Sm. BHCB • • • • 

Hypolepis aquilinaris (Fée) Christ BHCB • • 

H. repens (L.) C. Presl BHCB • 

Lindsaea arcuata Kunze BHCB • • • 

L. bifida (Kaulf.) Mett. ex Kuhn BHCB • • 

L. botrychioides A. St.-Hil. BHCB • 

L. divaricata Klotzsch BHCB • 

L. guianensis (Aubl.) Dryand. BHCB • 

L. lancea (L.) Bedd. BHCB • • • • 

L. ovoidea Fée Bibliografia • 

L. quadrangularis Raddi BHCB • • • • 

L. stricta (Sw.) Dryand. BHCB • • • • • • 

L. virescens Sw. BHCB • • 

Paesia glandulosa (Sw.) Kuhn BHCB • • 

Pteridium arachnoideum (Kaulf.) Maxon BHCB • • • • • • 

Saccoloma elegans Kaulf. BHCB • • 

S. inaequale (Kunze) Mett. BHCB • • • 

Dicksoniaceae 

Culcita coniifolia (Hook.) Maxon *** Mota 1469 • 

Dicksonia sellowiana Hook. BHCB • • 

Dryopteridaceae 

Arachniodes denticulata (Sw.) Ching BHCB • • • • • 

Cyclodium meniscioides (Willd.) C. Presl var. meniscioides BHCB • • • 

Didymochlaena truncatula (Sw.) J. Sm. BHCB • 

Dryopteris patula (Sw.) Underw. ** BHCB • 

D. wallichiana (Spreng) Hyl. var. wallichiana BHCB • 

Olfersia cervina (L.) Kunze BHCB • • • 

Polybotrya cylindrica Kaulf. BHCB • 

P. speciosa Schott BHCB • • • 

Polystichum montevidense (Spreng) Rosenst. BHCB • 

P. platyphyllum (Willd.) C. Presl BHCB • 

Rumohra adiantiformis (G. Forst.) Ching BHCB • • • • • 

Equisetaceae 

Equisetum giganteum L. BHCB • 

Gleichniaceae 

Dicranopteris flexuosa (Schrad.) Underw. BHCB • • • • • • 

D. rufinervis (Mart.) Ching BHCB • • • 

Gleichenella pectinata (Willd.) Ching BHCB • • • • 

Sticherus bifidus (Willd.) Ching BHCB • • 

S. ferrugineus (Desv.) J. Gonzales BHCB • 


continua... 





S. gracilis (Mart.) Copel. BHCB • • • 

S. lanosus (Christ) J. Gonzales BHCB • 

S. lanuginosus (Fée) Nakai BHCB • • • • • • 

S. nigropaleaceus (J. W. Sturm) Prado & Lellinger BHCB • • 

S. pruinosus (Mart.) Ching BHCB • • 

Grammitidaceae 

Ceradenia albidula (Baker) L.E. Bishop BHCB • • 

C. capillaris (Desv.) L.E. Bishop ** OUPR • 

C. spixiana (Mart. ex Mett.) L.E. Bishop BHCB • • • 

C. warmingii (C. Chr.) Labiak ** OUPR • 

Cochlidium pumilum C. Chr. ** OUPR • • 

C. punctatum (Raddi) L.E. Bishop BHCB • • • • • 

C. serrulatum (Sw.) L.E. Bishop BHCB • • • • • 

Grammitis fluminensis Fée BHCB • • 

G. leptopoda (C.H. Wright) Copel. ** BHCB • 

Lellingeria apiculata (Kunze ex Klotszch) A.R. Sm. & R.C. Moran BHCB • • • • 

L. brevistipes (Mett.) A.R. Sm. & R.C. Moran BHCB • • 

L. depressa (C. Chr.) A.R. Sm. & R.C. Moran ** BHCB • 

L. organensis (Gardner) A.R. Sm. & R.C. Moran BHCB • • • 

L. pumila Labiak *** Salino 8379 • 

L. schenckii (Hieron.) A.R. Sm. & R.C. Moran * Salino 8912 • • • • 

L. wittigiana (Fée & Glaziou) A.R. Sm. BHCB • 

Melpomene flabelliformis (Poir.) A.R. Sm. & R.C. Moran BHCB • 

M. melanostica (Kunze) A.R. Sm. & R.C. Moran BHCB • • • 

M. pilosissima (M. Martens & Galeotti) A.R. Sm. & R.C. Moran BHCB • • • • 

M. xiphopteroides (Liebm.) A.R. Sm. & R.C. Moran * Almeida 611 • • 

Micropolypodium perpusillum (Maxon) A.R. Sm. ** BHCB • • 

M. setosum (Kaulf.) A.R. Sm. * Almeida 552 • 

Terpsichore achilleifolia (Kaulf.) A.R. Sm. BHCB • • 

T. chrysleri (Copel.) A.R. Sm. BHCB • • • 

T. gradata (Baker) A.R. Sm. BHCB • • 

T. reclinata (Brack.) Labiak BHCB • • • 

Hymenophyllaceae 

Hymenophyllum asplenioides Sw. BHCB • • • 

H. caudiculatum Mart. BHCB • • 

H. elegans Spreng. BHCB • • • • 

H. fendlerianum J.W. Sturm BHCB • • • 

H. fragile (Hedw.) C.V. Morton BHCB • • • 

H. fucoides (Sw.) Sw. Bibliografia • 

H. hirsutum (L.) Sw. BHCB • • • • 

H. plumosum Kaulf. BHCB • • • 

H. polyanthos Sw. BHCB • • • • 


continua...



H. pulchellum Schltdl. & Cham. BHCB • • • 

H. rufum Fée BHCB • • • 

H. sampaioanum Brade & Rosenst. *** Salino 8861 • 

H. silveirae Christ ** BHCB • 

Trichomanes anadromum Rosenst. BHCB • • 

T. angustatum Carmich. BHCB • • • • 

T. cristatum Kaulf. BHCB • • • • 

T. diaphanum Humb. & Bonpl. ex Kunth BHCB • • • • 

T. elegans Rich. BHCB • • 

T. hymenoides Hedw. BHCB • 

T. krausii Hook. & Grev. BHCB • • • 

T. pellucens Kunze BHCB • • 

T. pilosum Raddi BHCB • • • • • 

T. pinnatum Hedw. BHCB • • • • 

T. polypodioides L. BHCB • • • • 

T. radicans Sw. BHCB • 

T. rigidum Sw. BHCB • • • • • 

T. rupestre (Raddi) v. d. Bosch BHCB • 

Isoetaceae 

Isoetes gigantea U. Weber * Salino 1503 • 

Isoetes sp. BHCB • 

Lomariopsidaceae 

Elaphoglossum acrocarpum (Mart.) T. Moore BHCB • 

E. actinotrichum (Mart.) T. Moore BHCB • • 

E. badinii Novelino UB • 

E. bahiense Rosenst. * BHCB • 

E. balansae C. Chr. BHCB • • • • 

E. burchelii (Baker) C. Chr. BHCB • • • • 

E. decoratum (Kunze) T. Moore BHCB • • • 

E. discolor (Kuhn) C. Chr. * BHCB • 

E. edwalii Rosenst. BHCB • • • 

E. erinaceum (Fée) T. Moore BHCB • • • 

E. ernestii Brade OUPR • 

E. eximium (Mett.) Christ BHCB • • 

E. gardnerianum (Kunze ex Fée) T. Moore BHCB • • • • 

E. gayanum (Fée) T. Moore BHCB • • 

E. glabellum J. Sm. BHCB • • • 

E. horridulum (Kaulf.) J. Sm. BHCB • 

E. hymenodiastrum (Fée) Brade BHCB • • • 

E. iguapense Brade BHCB • 

E. inaequalifolium (Jenm.) C. Chr. NY • 

E. itatiayense Rosenst. BHCB • • 


continua... 





E. langsdorffii (Hook. & Grev.) T. Moore BHCB • • • 

E. lindbergii (Mett.) Rosenst. BHCB • 

E. lingua (C. Presl) Brack. BHCB • • • 

E. lisboae Rosenst. BHCB • 

E. longifolium (Jacq.) J. Sm. BHCB • • 

E. luridum (Fée) Christ BHCB • • • 

E. macahense (Fée) Rosenst. BHCB • • 

E. macrophyllum (Mett.) Christ BHCB • • • 

E. minutum (Pohl ex Fée) T. Moore BHCB • • 

E. nanuzae Novelino BHCB • • 

E. nigrescens (Hook.) T. Moore BHCB • • 

E. obliquatum (Fée) Christ BHCB • 

E. ornatum (Mett.) Christ BHCB • 

E. peltatum (Sw.) Urban ** BHCB • • 

E. petiolatum (Sw.) Urban NY • 

E. plumosum (Fée) T. Moore BHCB • • • 

E. productum Rosenst. BHCB • 

E. scapellum (Kunze ex Fée) T. Moore BHCB • • • 

E. schwackeanum Brade BHCB • 

E. spathulatum (Bory) T. Moore NY • 

E. strictum (Raddi) T. Moore BHCB • • • 

E. tamandarei Brade BHCB • • • 

E. tectum (Humb. & Bonpl. ex Willd.) T. Moore BHCB • • • 

E. tenuiculum (Fée) T. Moore BHCB • 

E. vagans (Mett.) Hieron. BHCB • • • • 

Lomagramma guianensis (Aubl.) C. Presl BHCB • • 

Lomariopsis marginata (Schrad.) Kuhn BHCB • 

Lophosoriaceae 

Lophosoria quadripinnata (J. F. Gmel.) C. Chr. BHCB • • • • 

Lycopodiaceae 

Huperzia acerosa (Sw.) Holub Bibliografia • 

H. biformis (Hook.) Holub BHCB • • • 

H. comans (Nessel) B. Øllg. & P. G. Windisch BHCB • 

H. flexibilis (Fée) B. Øllg. BHCB • • 

H. fontinaloides (Spring) Trevis. BHCB • 

H. heterocarpon (Fée) Holub BHCB • 

H. intermedia Trevis. BHCB • • • • 

H. itambensis B. Øllg. & P. G. Windisch ** BHCB • 

H. martii (Wawra) Holub ** BHCB • 

H. mollicoma (Spring) Holub BHCB • 

H. mooreana (Baker) Holub SPF • 

H. pungentifolia (Silveira) B. Øllg. BHCB • • • 


continua...



H. recurvifolia Rolleri Bibliografia • 

H. reflexa (Lam.) Trevis. BHCB • • • 

H. rubra (Cham. & Schlecht) Trevis. ** BHCB • 

H. sellowiana (Herter) B. Øllg. OUPR • 

Lycopodiella alopecuroides (L.) Cranfill BHCB • • • • • 

L. benjaminiana P.G. Windisch *** Salino 9963 • • 

L. camporum B. Øllg. & P. G. Windisch BHCB • • • • • • 

L. carnosa (Silveira) B. Øllg. BHCB • • • 

L. caroliniana (L.) Pic.-Serm. BHCB • • • • 

L. cernua (L.) Pic.-Serm. BHCB • • • • • • 

L. geometra B. Øllg. & P. G. Windisch BHCB • • • • 

L. iuliformis (Underw. & F.E. Lloyd) B. Øllg. * CFCR 10846 (SPF) • • 

L. pendulina (Hook.) B. Øllg. BHCB • • • 

Lycopodium clavatum L. BHCB • • • • 

L. thyoides Willd. BHCB • • 

Marattiaceae 

Danaea elliptica Sm. BHCB • • 

D. moritziana C. Presl BHCB • • 

Marattia cicutifolia Kaulf. BHCB • • 

Ophioglossaceae 

Cheiroglossa palmata (L.) C. Presl BHCB • • 

Ophioglossum crotalophoroides Wall. ** BHCB • 

O. ellipticum Hook. & Grev. ** BHCB • • 

O. reticulatum L. BHCB • • 

Osmundaceae 

Osmunda cinnamomea L. BHCB • • • • • • 

O. regalis L. BHCB • • • 

Polypodiaceae 

Campyloneurum acrocarpon Fée BHCB • 

C. aglaolepis (Alston) de la Sota BHCB • • 

C. angustifolium (Sw.) Fée Bibliografia • • 

C. austrobrasilianum (Alston) de la Sota BHCB • • 

C. centrobrasilianum Lellinger BHCB • • 

C. decurrens (Raddi) C. Presl BHCB • 

C. nitidum (Kaulf.) C. Presl BHCB • • • 

C. phyllitidis (L.) C. Presl Bibliografia • 

C. rigidum J. Sm. BHCB • • 

Microgramma geminata (Schrad.) R.M. Tryon *** Salino 10900 • 

M. lycopodioides (L.) Copel. ** Bibliografia • 

M. percussa (Cav.) de la Sota BHCB • • 

M. squamulosa (Kaulf.) de la Sota BHCB • • • • 

M. tecta (Kaulf.) Alston var. tecta BHCB • • • 


continua... 





M. vaccinniifolia (Langsd. & Fisch.) Copel. BHCB • • 

Niphidium crassifolium (L.) Lellinger BHCB • • • • • • 

N. rufosquamatum Lellinger * Salino 9322 • 

Pecluma camptophyllaria (Fée) M.G. Price BHCB • • 

P. filicula (Kaulf) M.G. Price BHCB • • • 

P. pectinatiformis (Lindm.) M.G. Price BHCB • • • • • 

P. pilosa (A.M. Evans) M. Kessler & A.R. Sm. BHCB • • 

P. plumula (Humb. & Bonpl. ex Willd.) M.G. Price BHCB • • • 

P. recurvata (Kaulf.) M.G. Price BHCB • • 

P. robusta (Fée) M. Kessler & A.R. Sm. BHCB • • • • 

P. truncorum (Lindm.) M.G. Price BHCB • • 

Phlebodium pseudoaureum (Cav.) Lellinger BHCB • • • • • 

Pleopeltis astrolepis (Liebm.) Fourn. BHCB • • • 

P. macrocarpa (Willd.) Kaulf. BHCB • • • • 

P. pleopeltifolia (Raddi) Alston BHCB • • 

P. squalida (Vell.) de la Sota BHCB • • 

Polypodium chnoophorum Kunze BHCB • 

P. hirsutissimum Raddi BHCB • • • • • 

P. lepidopteris (Langsd. & Fisch.) Kunze Bibliografia • 

P. minarum Weath. BHCB • • • • 

Serpocaulon catharinae (Langsd. & Fisch.) A.R. Sm. BHCB • • • • 

S. fraxinifolium (Jacq.) A.R. Sm. BHCB • • • 

S. latipes (Langsd. & Fisch.) A.R. Sm. BHCB • • • • 

S. mexiae (Copel.) A.R. Sm. UC • 

S. triseriale (Sw.) A.R. Sm. BHCB • • • 

S. vacillans (Link) A.R. Sm. BHCB • • • 

Pteridaceae 

Acrostichum danaeifolium Langsd. & Fisch. Bibliografia • 

Adiantopsis chlorophylla (Sw.) Fée BHCB • • 

A. perfasciculata Sehnem BHCB • • 

A. radiata (L.) Fée BHCB • • 

A. regularis (Kunze) T. Moore BHCB • • • 

Adiantum abscissum Schrad. BHCB • 

A. concinnum Humb. & Bonpl. ex Willd. ** BHCB • 

A. deflectens Mart. BHCB • 

A. glaucescens Klotzsch BHCB • 

A. gracile Fée BHCB • • • 

A. intermedium Sw. BHCB • 

A. latifolium Lam. BHCB • 

A. lorentzii Hieron. BHCB • • 

A. pentadactylon Langsd. & Fisch. BHCB • 

A. platyphyllum Sw. BHCB • 


continua...



A. poiretii Wikstr. BHCB • 

A. raddianum C. Presl BHCB • 

A. rhizophytum Schrad. BHCB • 

A. serratodentatum Willd. BHCB • • 

A. sinuosum Gardn. BHCB • • • • 

A. subcordatum Sw. BHCB • • • • 

A. terminatum Miq. BHCB • 

A. tetraphyllum Willd. BHCB • 

Argyrochosma nivea var. flava (Hook.) Ponce ** BHCB • 

Ceratopteris thalictroides (L.) Brongn. Bibliografia • 

Cheilanthes bradei Prado & A.R. Sm. BHCB • • • 

C. eriophora (Fée) Mett. BHCB • • • 

C. flexuosa Kunze BHCB • • • • • 

C. goyazensis (Taubert) Domin BHCB • 

C. pohliana (Kunze) Mett. Bibliografia • 

Doryopteris collina (Raddi) J. Sm. BHCB • • • • • • 

D. concolor (Langsd. & Fisch.) Kuhn BHCB • • 

D. crenulans (Fée) Christ BHCB • 

D. lomariacea Kaulf. BHCB • • • • • • 

D. ornithopus (Hook. & Baker) J. Sm. BHCB • • • • • • 

D. paradoxa (Fée) Christ BHCB • • 

D. pentagona Raddi BHCB • • 

D. rediviva Fée Bibliografia • 

D. sagittifolia (Raddi) J. Sm. BHCB • 

D. trilobata Prado SPF • 

D. varians (Raddi) J. Sm. BHCB • • 

Eriosorus flexuosus (Humb. & Bonpl. ex Kunth) Copel. *** Salino 9576 • 

E. insignis (Kuhn) A.F. Tryon ** BHCB • • 

E. myriophyllus (Sw.) Copel. BHCB • • • • 

E. sellowianus (Kuhn) Copel. ** BHCB • • • 

Hemionitis tomentosa (Lam.) Trevis. BHCB • • 

Pellaea crenata R.M. Tryon BHCB • • • • 

P. cymbiformis Prado ** SP • 

P. gleichenioides (Gardn.) Christ ** BHCB • 

P. pinnata (Kaulf.) Prantl BHCB • • • • • 

P. riedelii Baker ** BHCB • • • 

Pityrogramma calomelanos (L.) Link BHCB • • • • • 

P. trifoliata (L.) R.M. Tryon BHCB • • 

Pteris altissima Poir. BHCB • 

P. angustata (Fée) C.V. Morton BHCB • 

P. brasiliensis Raddi BHCB • 


P. decurrens C. Presl BHCB • • • • 

continua... 





P. deflexa Link BHCB • 

P. denticulata Sw. var. denticulata BHCB • • • 

P. lechleri Mett. BHCB • 

P. leptophylla Sw. BHCB • 

P. longifolia L. BHCB • 

P. multifida Poir. BHCB • 

P. plumula Desv. BHCB • 

P. splendens Kaulf. BHCB • • • 

Trachypteris pinnata (Hook.) C. Chr. ** BHCB, SPF • 

Salviniaceae 

Azolla filiculoides Lam. Bibliografia • 

Salvinia auriculata Aublet Bibliografia • 

Schizaeaceae 

Anemia collina Raddi BHCB • 

A. elegans (Gardn.) C. Presl BHCB • • • 

A. ferruginea Humb. & Bonpl. ex Kunth BHCB • • • • • 

A. flexuosa (Sav.) Sw. BHCB • 

A. gardneri Hook. BHCB • 

A. glareosa Gardn. ** BHCB • 

A. hirsuta (L.) Sw. BHCB • • • 

A. humilis (Cav.) Sw. BHCB • • 

A. imbricata Sturm BHCB • • • 

A. lanuginosa Brongn. ex Sturm BHCB • • • 

A. mirabilis Brade Bibliografia • 

A. oblongifolia (Cav.) Sw. BHCB • • • • • • 

A. ouropretana Christ BHCB • • 

A. pallida Gardn. ** BHCB • • 

A. pastinacaria Prantl BHCB • 

A. phyllitidis (L.) Sw. BHCB • • • 

A. presliana Prantl BHCB • • 

A. raddiana Link BHCB • • • 

A. repens Raddi BHCB • • 

A. rotundifolia Schrad. BHCB • 

A. rutifolia Mart. BHCB • • • • • 

A. tenera Pohl ex Sturm BHCB • 

A. tomentosa Sw. BHCB • • • • 

A. villosa Humb. & Bonpl. ex Willd. BHCB • • • • 

A. warmingii Prantl ** BHCB • 

Lygodium venustum Sw. BHCB • • • • 

L. volubile Sw. BHCB • • • 

Schizaea elegans (Vahl) Sw. BHCB • • • • • • 

S. poeppigiana Sturm *** Salino 11200 • 


continua...



Selaginellaceae 

Selaginella contigua Baker BHCB • • • 

S. convoluta (Arnott) Spring BHCB • 

S. decomposita Spring BHCB • • • 

S. erectifolia Spring Bibliografia • 

S. erythropus (Mart.) Spring BHCB • 

S. flexuosa Spring BHCB • • • • 

S. fragillima Silveira BHCB • • • • 

S. jungermannioides (Gaudich.) Spring Bibliografia • • • • 

S. marginata (Humb. & Bonpl. ex Willd.) Spring BHCB • • • • • 

S. muscosa Spring BHCB • • • • 

S. tenuissima Fée BHCB • • 

S. vestiens Baker F • • 

Tectaroaceae 

Ctenitis distans (Brack.) Ching BHCB • • 

C. falciculata (Raddi) Ching BHCB • 

C. submarginalis (Langsd. & Fisch.) Ching BHCB • 

Lastreopsis amplissima (C. Presl) Tindale BHCB • • 

L. effusa (Sw.) Tindale BHCB • 

Megalastrum abundans (Rosenst.) A.R. Sm. & R.C. Moran BHCB • 

M. connexum (Kaulf.) A.R. Sm. & R.C. Moran BHCB • 

M. crenulans (Fée) A.R. Sm. & R.C. Moran BHCB • 

M. grande (C. Presl) A.R. Sm. & R.C. Moran * Salino 8883 • • 

M. lasiernos (Spreng.) A.R. Sm. & R.C. Moran ** BHCB • • 

M. umbrinum (C. Chr.) A.R. Sm. & R.C. Moran BHCB • 

Tectaria incisa Cav. BHCB • 

T. pilosa (Fée) R.C. Moran BHCB • 

Thelypteridaceae 

Thelypteris amambayensis (Christ) Ponce BHCB • • • 

T. burkartii Abbiatti BHCB • 

T. cheilanthoides (Kunze) Proctor BHCB • 

T. chrysodioides var. goyazensis (Maxon & C.V. Morton) BHCB • 

C.V. Morton 

T. concinna (Willd.) Ching BHCB • 

T. conspersa (Schrad.) A.R. Sm. BHCB • • • 

T. gardneriana (Baker) C.F. Reed BHCB • 

T. glaziovii (Christ) C.F. Reed BHCB • • • 

T. hatschbachii A.R. Sm. BHCB • 

T. heineri (C. Chr.) C.F. Reed BHCB • 

T. hispidula (Decne.) C.F. Reed BHCB • • 

T. interrupta (Willd.) K. Iwats. BHCB • • • • • 

T. ireneae (Brade) Lellinger ** Salino 9577 • • 


continua... 





T. jamesonii (Hook.) R.M. Tryon BHCB • 

T. leprieurii (Hook.) R.M. Tryon BHCB • • • 

T. longifolia (Desv.) R.M. Tryon BHCB • • • • • 

T. lugubris (Mett.) R.M. Tryon & A.F. Tryon BHCB • 

T. maxoniana A.R. Sm. BHCB • • 

T. mexiae (Copel.) Ching BHCB • 

T. neglecta (Brade) Lellinger BHCB • 

T. oligocarpa (Willd.) Ching BHCB • • 

T. opposita (Vahl) Ching BHCB • • • • • • 

T. pachyrhachis (Kunze ex Mett.) Ching BHCB • 

T. patens (Sw.) Small BHCB • • • 

T. ptarmica (Mett.) C.F. Reed BHCB • • 

T. raddii (Rosenst.) Ponce BHCB • • 

T. retusa (Sw.) C.F. Reed BHCB • • • 

T. rioverdensis (C.Chr.) Ponce BHCB • 

T. rivularioides (Fée) Abbiatti BHCB • • • • • • 

T. salzmannii (Fée) C.V. Morton BHCB • • • • • 

T. schwackeana (Christ) Salino BHCB • 

T. serrata (Cav.) Alston BHCB • • 

T. vivipara (Raddi) C.F. Reed BHCB • 

Vittariaceae 

Polytaenium lineatum (Sw.) J.Sm. BHCB • 

Radiovittaria gardneriana (Fée) E.H. Crane OUPR • 

R. stipitata (Kunze) E.H. Crane BHCB • • 

Vittaria graminifolia Kaulf. BHCB • • • • 

V. lineata (L.) Sm. BHCB • • • • 

Woodsiaceae 

Diplazium celtidifolium Kunze BHCB • 

D. cristatum (Desr.) Alston BHCB • 

D. expansum Willd. BHCB • • 

D. grandifolium Sw. BHCB • 

D. leptocarpon Fée BHCB • • 

D. lindbergii (Mett.) Christ BHCB • 

D. mutilum Kunze BHCB • • 

D. plantaginifolium (L.) Urban. BHCB • • 

D. rostratum Fée BHCB • • 

D. turgidum Rosenst. BHCB • • 


TABELA 2 – Listagem das espécies de pteridófitas que ocorrem 

exclusivamente na Cadeia do Espinhaço (Minas Gerais e Bahia). 

TÁXON FONTE 

Aspleniaceae 

Asplenium serra var. geraense C. Chr. BHCB 

A. schwackei Christ BHCB 

Grammitidaceae 

Ceradenia warmingii (C. Chr.) Labiak OUPR 

Micropolypodium perpusillum (Maxon) A.R. Sm. BHCB 

Hymenophyllaceae 

Hymenophyllum silveirae Christ BHCB 

Lomariopsidaceae 

Elaphoglossum badinii Novelino UB 

E. nanuzae Novelino BHCB 

Lycopodiaceae 

Huperzia itambensis B. Øllg. & P. G. Windisch BHCB 

H. mooreana (Baker) Holub Bibliografia 

H. rubra (Cham. & Schltdl.) Trevis. BHCB 

Polypodiaceae 

Polypodium minarum Weath. BHCB 

Serpocaulon mexiae (Copel.) A.R. Sm. UC 

Pteridaceae 

Doryopteris trilobata Prado SPF 

Eriosorus sellowianus (Kuhn) Copel. BHCB 

Pellaea crenata R.M. Tryon BHCB 

P. cymbiformis Prado SP 

P. gleichenioides (Gardn.) Christ BHCB 

P. riedelii Baker BHCB 

Schizaeaceae 

Anemia rutifolia Mart. BHCB 


Almeida-Abreu, P. A. & F.E. Renger. 2002. Serra do Espinhaço: 

Um orógeno de colisão do mesoproterozóico. Revista Brasileira 

de Geociências 32(1): 1-14.Badini, J. 1977. Espécies de 

Ophioglossum em Ouro Preto. Anais do 28o . Congresso Nacional 

de Botânica, pp. 45-49. Sociedade Botânica do Brasil, Ouro 

Preto, Brasil. 

Alston, A.H.G.; Jermy, A.C. & Rankin, J.M. 1981. The genus 

Selaginella in tropical South America. Bulletin of the British 

Museum Natural History, Botany series 9(4): 233-330. 

Barros, I.C.L. 1998. Pteridófitas. In: M.S. Guedes & M.D.R. Orge 

(eds.). Check-list das espécies vasculares de Morro do Pai 

Inácio (Palmeiras) e Serra da Chapadinha (Lençóis). Chapada 

Diamantina, Bahia, Brasil. Instituto de Biologia – Universidade 

Federal da Bahia. Salvador, Brasil. 

Carvalho, I. R. 1982. O gênero Anemia Sw. nos campos rupestres 

da Cadeia do Espinhaço no estado de Minas Gerais. Dissertação 

de Mestrado, Instituto de Biociências, Universidade 


Estadual Paulista “Júlio de Mesquita Filho” - Campus de Rio 

Claro. Brasil. 

Ching, R. C. 1940. On natural classification of the family 

“Polypodiaceae”. Sunyatsenia 5: 201-268. 

Crane, E. H. 1997. A revised circumscription of the genera of the 

fern family Vittariaceae. Systematic Botany 22 (3): 509-517. 

Ferreira, M. B., W. R. C. D’Assumpção & G.M. Magalhães. 1977. 

Nova contribuição para o conhecimento da vegetação da 

Cadeia do Espinhaço ou Serra Geral (Maciço do Caraça). 

Oréades 10: 49-67. 

Figueiredo, J. B. & A. Salino. 2005. Pteridófitas de quatro Reservas 

Particulares do Patrimônio Natural ao sul da região metropolitana 

de Belo Horizonte, Minas Gerais, Brasil. Lundiana 

6(2): 83-94. 

Giulietti, A. M., N.L. Menezes, J.R. Pirani, M. Meguro & M. G. L. 

Wanderley. 1987. Flora da Serra do Cipó, Minas Gerais: caracterização 


de São Paulo 9(1): 1-151. 

Giullietti, A. M. & J.R. Pirani. 1998. Patterns of geographic 

distribution of some species from the Espinhaço Range, Minas 

Gerais and Bahia, Brazil. In: P.E. Vanzolini & W.R. Heyer 

(eds.). Proceedings of a workshop on neotropical distributions 

patterns. pp. 39-69. Academia Brasileira de Ciências. Rio de 

Janeiro, Brasil. 

Holmgren, P. K., N.H. Holmgren & L.C. Barnett. 1990. Index 

Herbariorum. Part I. The Herbaria of the World. 8a. Ed. New 

York Botanical Garden, New York. Estados Unidos. 

Kato, M. 1993. Biogeography of ferns: dispersal and vicariance. 


Kramer, K. U. & R.M. Tryon. 1990. Introduction to the treatment 

of pteridophytes. In: K. U. Kramer & P. S. Green (eds.). The 

families and genera of vascular plants. Vol. 1 Pteridophytes 

and gymnosperms. pp. 12-13. Springer Verlag, New York, 

Estados Unidos. 

Labiak, P. H. & J. Prado. 2005. As espécies de Melpomene e 

Micropolypodium (Grammitidaceae - Pteridophyta) no Brasil. Boletim 

de Botânica da Universidade de São Paulo 23 (1): 51-69. 

Lisboa, M. A. 1954. Ptéridophytes de Ouro Preto. Anais da Escola 

de Minas de Ouro Preto, 29: 21-76. 

Meguro, M.; Pirani, J.R.; Mello-Silva, R. & Giulietti, A.M. 1996. 




Moran, R. C. 1995a. Clave para las familias de pteridófitas. In: G. 

Davidse, M.S. Souza & S. Knapp (eds.). Flora Mesoamericana. 

Vol. I. Psilotaceae a Salviniaceae. pp. 1-2. Universidad Nacional 

Autónoma de México. México. 

Moran, R. C. 1995b. The importance of mountains to 

pteridophytes, with emphasis on neotropical montane forests. 

In: S.P. Churchill, H. Balslev, E. Forero & J.L. Luteyn (eds.). 

Biodiversity and conservation of Neotropical montane forests. 

p. 359-363. New York Botanical Garden, New York, Estados 

Unidos. 

Nonato, F. R. 2005. Pteridófitas. In: F.A. Juncá, L. Funch & W. 

Rocha (eds.). Biodiversidade e Conservação da Chapada Diamantina. 

pp. 209-223. Ministério do Meio Ambiente, Brasília, 

Brasil. 

Øllgaard, B. 1996. Neotropical Huperzia (Lycopodiaceae) - 

Distribution of species richness. In: J. M. Camus, M. Gibby & 



R.J. Johns (eds.). Pteridology in perspective. pp. 93-100. Royal 

Botanic Gardens, Kew, Reuno Unido. 

Ølgaard, B. & P.G. Windisch. 1987. Sinopse das licopodiáceas 

do Brasil. Bradea 1 (5): 1-43. 

Page, C. N. 1979. The diversity of ferns. An ecological perspective. 

In: Dyer, A.F. The experimental biology of the ferns. London. 

Academic Press. p. 10-56. 

Pichi-Sermolli, R. E. G. 1996. Authors of scientific names in 

Pteridophyta. Royal Botanic Gardens, Kew, Reino Unido. 

Prado, J. 1989. Os representantes da família Pteridaceae, subfamília 

Cheilanthoideae (Div. Pteridophyta) ocorrentes nos campos 

rupestres da cadeia do Espinhaço no estado de Minas 

Gerais. Dissertação de Mestrado. Instituto de Biociências. Universidade 

de São Paulo. São Paulo. Brasil. 

Prado, J. 1992. Flora da Serra do Cipó, Minas Gerais. Pteridaceae 

- Cheilanthoideae. Boletim de Botânica da Universidade de 

São Paulo 13: 41-159. 

Prado, J. 1995. Ferns. In: B. L. Stannard (ed.). Flora of the Pico 

das Almas, Chapada Diamantina-Bahia, Brazil. pp. 85-110. 

Royal Botanic Gardens, Kew, Reino Unido. 

Prado, J. 1997. Flora da Serra do Cipó, Minas Gerais: Pteridaceae 

- Adiantoideae e Taenitidoideae. Boletim de Botânica da Universidade 

de São Paulo 16: 115-118. 

Prado, J. 1998. Pteridófitas do Estado de São Paulo. In: C.E.M 

Bicudo & G.J. Shepherd (eds.). Biodiversidade do Estado de 

São Paulo: Síntese do Conhecimento ao Final do século XX – 

Fungos Macroscópicos e Plantas. pp. 49-61. Fundação de 

Amparo a Pesquisa do Estado de São Paulo. São Paulo. Brasil 

Prado, J. 2003. Pteridófitas. In: D. C. Zappi, E. Lucas, B. L. 

Stannard, E. N. Lughadha, J. R. Pirani, L. P. Queiroz, S. Atkins, 

D. J. N. Hind, A. M. Giulietti, R. M. Harley & A. M. Carvalho 

(eds). Lista das plantas vasculares de Catolés, Chapada Diamantina, 

Bahia, Brasil. Boletim de Botânica da Universidade 

de São Paulo 21 (2): 359-360. 

Prado, J. & P.H. Labiak. 2003. Flora de Grão-Mogol, Minas Gerais: 

Pteridófitas. Boletim de Botânica da Universidade de São 

Paulo 21(1): 25-47. 

Prado, J. & P.G. Windisch. 1996. Flora da Serra do Cipó, Minas 

Gerais: Dennstaedtiaceae. Boletim de Botânica da Universidade 


Ribeiro, J. F. & B. M. T. Walter. 1998. Fitofisionomias do Bioma 

Cerrado. In: S.M. Sano & S.P. Almeida (eds.). Cerrado: Am- 


biente e Flora. pp. 89-166. EMBRAPA-CPAC, Planaltina - DF, 

Brasil. 

Roos, M. 1996. Mapping the world’s pteridophyte diversity – 

systematics and floras. In: J.M. Camus, M. Gibby & R.J. Johns 

(eds). Pteridology in Perspective. pp. 29-42. Royal Botanic 

Gardens, Kew, Reino Unido. 

Smith, A. R. 1972. Comparison of fern and flowering plant 

distributions with some evolutionary interpretation for ferns. 

Biotropica 4: 4-9. 

Smith, A. R., K.M. Pryer, E. Schuettpelz, P. Korall, H. Schneider 

& P. Wolf. 2006. A classification for extant ferns. Taxon 55(3): 

705-731. 

Tryon, A. F. 1970. A monograph of the fern genus Eriosorus. 

Contributions from the Gray Herbarium 200: 54-274. 

Tryon, R. M. 1956. A revision of the american species of Notholaena. 

Contributions from the Gray Herbarium 179: 1-106. 

Tryon, R. M. 1972. Endemic areas and geographic speciation in 

tropical American ferns. Biotropica 4 (3):121-131. 

Tryon, R. 1986. Biogeography of species, with special reference 

to ferns. Botanical Review 52(2): 117-156. 

Tryon, R. M. & A.F. Tryon. 1982. Ferns and allied plants, with 

special reference to tropical America. Springer Verlag, New 

York, Estados Unidos. 

Vasconcelos, M.F., A. Salino & M.V.O. Vieira. 2002. A redescoberta 

de Huperzia rubra (Cham.) Trevis. (Lycopodiaceae) e seu atual 

estado de conservação nas altas montanhas do sul da Cadeia 

do Espinhaço, Minas Gerais. Unimontes Científica 3(3): 45-50. 

Veloso, H. P., A.L.R. Rangel & J. C. A. Lima. 1991. Classificação 

da vegetação brasileira, adaptada a um sistema universal. 

Instituto Brasileiro de Geografia e Estatística, Rio de Janeiro, 

Brasil. 

Windisch, P. G. 1992. Flora da Serra do Cipó, Minas Gerais: 

Hymenophyllaceae. Boletim de Botânica da Universidade de 

São Paulo 13: 133-139. 

Windisch, P.G. 1996. Towards assaying biodiversity in Brazilian 

pteridophytes. In: C.E.M. Bicudo & N.A. Menezes (eds.). 

Biodiversity in Brazil. pp. 109-117. Conselho Nacional de 

Desenvolvimento Científico e Tecnológico (CNPq). São Paulo. 

Brasil. 

Windisch, P. G. & J. Prado. 1990. Flora da Serra do Cipó, Minas 

Gerais: Cyatheaceae. Boletim de Botânica da Universidade 

de São Paulo 12: 7-13.

○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ 

Inventário e distribuição geográfica das gramíneas 

(Poaceae) na Cadeia do Espinhaço, Brasil 

PEDRO LAGE VIANA 1,2 * 

TARCISO SOUZA FILGUEIRAS 2,3 

1 Departamento de Botânica. Instituto de Ciências Biológicas. Universidade Federal de Minas Gerais, Belo Horizonte, MG, Brasil. 

2 Reserva Ecológica do IBGE, Brasília, Brasil. 

3 Doutorando em Biologia Vegetal, UFMG/CAPES. 

* e-mail: vianapl@yahoo.com.br 

RESUMO 

As gramíneas estão entre as principais famílias de angiospermas e são componente notável na 

composição florística de ecossistemas savânicos, florestais e campestres no Brasil. A Cadeia 

do Espinhaço é marcada por um mosaico de diferentes tipos vegetacionais e, por consequência, 

abriga expressiva riqueza de Poaceae. O objetivo deste trabalho é realizar um levantamento 

das espécies de gramíneas da Cadeia do Espinhaço em setores estabelecidos (Quadrilátero 

Ferrífero, Espinhaço Central e Setor Baiano), assim como especular sobre possíveis influências 

florísticas de outros domínios fitogeográficos na flora de gramíneas do Espinhaço. Primeiramente, 

foi realizado o levantamento das espécies ocorrentes na Cadeia, por compilação de 

dados em literatura disponível. Posteriormente, foi investigado o padrão de distribuição geográfica 

dessas espécies, baseado na ocorrência em outros domínios fitogeográficos brasileiros. 

Como resultado, apresenta-se uma lista com 340 espécies de Poaceae, divididas em sete 

subfamílias e 88 gêneros. Dessas, 212 também ocorrem no domínio do Cerrado, 203 na Mata 

Atlântica, 86 na Amazônia, 76 no Pampa e 48 na Caatinga, Trinta e cinco espécies foram consideradas 

presumivelmente endêmicas da Cadeia do Espinhaço. A riqueza de Poaceae no Espinhaço, 

por setor, concentra-se no Espinhaço Central (241 spp.) seguido do Quadrilátero Ferrífero 

(201 spp) e Setor Baiano (178 spp.). Os padrões observados sugerem forte influência dos 

domínios do Cerrado e Mata Atlântica na flora agrostológica do Espinhaço. 

ABSTRACT 

The Poaceae (Gramineae) are one of the most important groups among flowering plants and is a 

noteworthy component of plant communities in most ecosystems in Brazil, including savanna 

vegetation, grasslands and forests. The “Cadeia do Espinhaço” is characterized by a mosaic of 

different vegetation types and, consequently, by considerable Poaceae diversisty. The aim of this 

paper is to present a checklist of the Poaceae species in the “Cadeia do Espinhaço”, divided in 

three regional sectors, and to discuss the relative importance of the adjacent biomes on the 

composition of the grassy flora of the Espinhaço. The checklist is based on a compilation of available 

literature, such as floristic inventories, taxonomic revisions and regional floras. A total of 340 

Poaceae species included in seven subfamilies and 88 genera were recorded. Of these, 212 also 


100 | Inventário e distribuição geográfica das gramíneas (Poaceae) na Cadeia do Espinhaço, Brasil 

occur on “Cerrado” domain, 203 on “Mata Atlântica”, 86 on “Amazônia”, 76 on “campos” and 

48 on “Caatinga”. Thirty-five species were considered probable endemics of the “Cadeia do Espinhaço”. 

The richness of Gramineae in the Espinhaço is concentrated in the “Espinhaço Central” 

(241 spp.), followed by the “Quadrilátero Ferrífero” (201 spp.) and “Setor Baiano” (178 spp.). The 

patterns observed suggest a high floristic influence of “Cerrado” and “Mata Atlântica” on the 

composition of the Poaceae flora of the Espinhaço. 

INTRODUÇÃO 

Poaceae (Gramineae), representada por capins, bambus 

e cereais, constitui uma das principais famílias dentre 

as angiospermas. Pertence à ordem Poales, que engloba 

outras famílias importantes de monocotiledôneas, 

como Bromeliaceae, Cyperaceae e Eriocaulaceae (Judd 

et al., 2002). Inclui cerca de 10000 espécies distribuídas 

por todos os continentes do planeta (Clayton & Renvoize, 

1986; Watson & Dallwitz, 1992). De acordo com Grass 

Phylogeny Work Group (GPWG 2000), são reconhecidas 

para Poaceae 12 subfamílias: Anomochlooideae, 

Pharoideae, Puelioideae, Bambusoideae, Ehrhartoideae, 

Pooideae, Aristidoideae, Arundinoideae, Chloridoideae, 

Centothecoideae, Panicoideae e Danthonioideae. 

As gramíneas representam o componente básico de 

diversos ecossistemas terrestres, desempenhando papéis 

ecológicos diversos e contribuindo significativamente 

com a biodiversidade local. Ecossistemas 

savânicos tropicais, como o Cerrado brasileiro e a Savana 

africana, caracterizam-se pelo estrato herbáceo 

composto por um tapete graminoso, que ocupa 

biomassa expressiva e é base da cadeia alimentar (Jacobs 

et al., 1999; Shaw, 2000). Nesses ecossistemas verificase 

altíssima diversidade de espécies de Poaceae que se 

destaca como uma das mais importantes famílias na 

sua composição florística (Haase & Beck, 1989; Davis et 

al., 1994; Mendonça et al., 1998). 

Ambientes florestais também abrigam relevante diversidade 

de Poaceae. A subfamília Bambusoideae, representada 

pelos bambus, constitui uma importante linhagem 

que de diversificou em ambientes florestais, 

onde também se encontram os representantes mais primitivos 

da família Poaceae, como as pequenas subfamílias 

Anomochloideae e Pharoideae (Judziewicz et al., 

1999). As florestas tropicais nos continentes da Ásia e 

América do Sul abrigam mais de 1000 espécies de bambus 

(McClure, 1966; Judziewicz et al., 1999), que são de 

extrema importância na composição florística nessas 

regiões. 


Num estudo sobre a diversidade agrostológica brasileira, 

Burman (1985) citou 1368 espécies de gramíneas 

para o Brasil. Este estudo seminal precisa ser atualizado, 

uma vez que nos últimos 20 anos, táxons novos 

foram descritos e diversas novas citações foram 

registradas para o Brasil. Grande parte da diverisidade 

de gramíneas no Brasil concentra-se nos domínios 

fitogeográficos do Cerrado, Pampa e Mata Atlântica 

(Burman, 1985). A Amazônia e a Caatinga carecem de 

inventários significativos com enfoque à família Poaceae 

para que se tenha uma noção mais concreta da sua diversidade 

agrostológica. 

No domínio da Mata Atlântica, onde se tem uma elevada 

diversidade de ecossistemas, observa-se também 

alta riqueza de gramíneas, destacando-se espécies e 

gêneros endêmicos (Soderstrom et al. 1988; Filgueiras 

& Santos-Gonçalves, 2004). Este bioma representa um 

dos centros de diversidade mundiais da subfamília 

Bambusoideae (Judziewicz et al., 1999), que figura entre 

os importantes elementos na composição florística 

e fisionômica dos seus diversos ecossistemas, como florestas 

ombrófilas, florestas estacionais, campos de altitude 

e restingas litorâneas. No Brasil, 65% das espécies 

nativas de Bambusoideae (151 spp.) ocorrem na 

Mata Atlântica (Filgueiras & Santos-Gonçalves, 2004). 

No Cerrado, que se caracteriza pela grande diversidade 

e endemismo vegetal (Myers et al., 2000), Fabaceae 

s.l., Asteraceae, Orchidaceae e Poaceae destacam-se com 

o maior número de espécies (Mendonça et al., 1998). 

Os grupos de Poaceae mais importantes na composição 

da flora do Cerrado, pertencem às subfamílias 

Panicoideae (Paspalum L., Panicum L., Axonopus P. Beauv., 

Andropogon L.), Chloridoideae (Eragrostis Wolf, Sporobolus 

R.Br.) e Aristidoideae (Aristida L.). 

A Cadeia do Espinhaço é um complexo montanhoso 

que atravessa os estados de Minas Gerais e Bahia de 

norte a sul. Devido ao considerável gradiente altitudinal 

e longitudinal abrangidos, sua vegetação é bastante 

heterogênia e composta por um mosaico de tipos vegetacionais. 

(Giulietti et al., 1997, 2000). Ao longo de

sua extensão, representa o divisor fitogeográfico dos 

domínios Mata Atlântica a leste, e Cerrado e Caatinga a 

oeste, recebendo influência de várias regiões fitogeográficas. 

Como elemento fitofisionômico característico da 

Cadeia do Espinhaço citam-se os campos rupestres, 

associados geralmente a afloramentos rochosos quartzíticos. 

Os campos rupestres possuem fisionomia variada 

e elementos florísticos característicos, com alto 

grau de endemismo vegetal. Representam o centro de 

diversidade de diversos grupos vegetais. Nos campos 

ruprestes destacam-se as famílias Eriocaulaceae, 

Velloziaceae, Xyridaceae e vários grupos de Asteraceae, 

Melastomataceae, Lamiaceae, Verbenaceae (Giulietti et 

al., 1997, 2000) e até mesmo Poaceae, como o gênero 

Dichanthelium e Panicum sect. Lorea. 

Na Cadeia do Espinhaço, são comuns, ao longo dos 

cursos d’água, faixas de vegetação florestal formando 

as matas ciliares e matas de galeria (Meguro et al., 1996). 

São também freqüentes florestas mais extensas presentes 

em vales encaixados e encostas de serra e capões 

da mata ciscundados por formações campestres. Essas 

formações florestais ocorrem, com mais freqüencia, na 

vertente leste da Cadeia do Espinhaço. Encraves de cerrado, 

com seus elementos florísticos típicos, ocorrem 

com mais frequência na vertente oeste da Cadeia, geralmente 

em altitudes inferiores a 1000m. 

Inventários florísticos realizados na Cadeia do Espinhaço 

que incluem a família Poaceae são relativamente 

escassos, considerando a longa extensão desta cadeia 

montanhosa. Dentre os mais expressivos, destacam-se 

levantamentos florísticos gerais, realizados na Serra do 

Cipó (Giulietti et al., 1987), Serra do Ambrósio (Pirani et 

al., 1994), Serra da Calçada (Viana & Lombardi, 2007) e 

Grão Mogol (Longhi-Wagner & Todeschini, 2004) em 

Minas Gerais e em Mucugê (Harley & Mayo, 1980), Pico 

das Almas (Harley, 1995) e Catolés (Zappi et al., 2003) 

na Bahia. 

Dos trabalhos específicos sobre gramíneas na Cadeia 

do Espinhaço citam-se o estudo taxonômico da subfamília 

Chloridoideae no Espinhaço (Longhi-Wagner, 1986), 

o levantamento das gramíneas no Parque Estadual do 

Rio Preto, Minas Gerais (Viana 2004), o estudo do gênero 

Paspalum na Serra do Cipó (Sendulsky & Burman 

1978, 1980) e o estudo do gênero Ichnanthus na Chapada 

Diamantina (Oliveira et al., 2003). 

Estudos florísticos e revisões taxonômicas de grupos 

que ocorrem no perímetro do Espinhaço são também 

importantes e informativos, podendo ser citados 

diversos trabalhos como aqueles realizados por: Black 

(1963), Boechat (2005); Boechat & Longhi-Wagner (1995, 

2001); Burman (1987); Chase (1942); Clark (1992); 

Clayton (1969); Denham et al. (2002); Filgueiras (1982, 

1989); Guglieri et al. (2004, 2006); Longhi-Wagner (1999); 

Morrone et al. 1993, 2004); Morrone & Zuloaga (1991); 

Oliveira & Valls (2002); Pensiero (1999); Renvoize & 

Zuloaga (1983); Sendulsky & Soderstrom (1984); 

Soderstrom & Zuloaga (1989); Zanin (2001); Zuloaga et 

al. (1986, 1992, 1993, 1998); Zuloaga & Sendulsky 

(1988). 

Merece destaque especial, pela sua importância no 

conhecimento da Cadeia do Espinhaço, o estudo das 

gramíneas no estado da Bahia (Renvoize, 1984). Este 

trabalho inclui descrições morfológicas simplificadas 

das espécies ocorrentes no estado, além de dados sobre 

a distribuição geográfica das mesmas e ilustrações 

diagnósticas. 

Atualmente, diversos grupos de pesquisadores desenvolvem 

trabalhos florísticos e taxonômicos em distintas 

regiões da Serra do Espinhaço. Isto demonstra o 

contínuo interesse da comunidade científica brasileira 

sobre essa fascinante região. 

Este trabalho tem como objetivo fornecer uma 

listagem preliminar das espécies de gramíneas da Cadeia 

do Espinhaço, com base na compilação de dados 

disponíveis na literatura. Objetiva também fornecer uma 

breve análise de distribuição geográfica das espécies 

da Cadeia do Espinhaço, indicando as endêmicas, aquelas 

com distribuição em outros domínios fitogeográficos 

brasileiros e as de ampla distribuição. 

MATERIAIS E MÉTODOS 

Viana & Filgueiras | 101 

Delimitação da Área de Estudos 

Para a análise de distribuição geográfica das espécies, 

a Cadeia do Espinhaço foi dividida em três setores: 

Quadrilátero Ferrífero, Espinhaço Central e Setor Baiano. 

O primeiro setor abrange as serras do complexo 

geológico do Quadrilátero Ferrífero, com geologia e 

formações vegetais distintas no contexto da Cadeia do 

Espinhaço. Inclui a Serra do Caraça, Serra da Moeda, 

Serra da Piedade, Serra do Itacolomi, Serra de Itabirito 

e Serra de Ouro Branco. Tem como limite meridional o 

município de Ouro Branco e setentrional o município 

de Itabira. Na Serra do Caraça encontram-se os pontos 

culminantes da Cadeia do Espinhaço, conhecidos como 

Pico do Sol (2072m) e Pico do Inficcionado (2068m). 

O setor Espinhaço Central inicia-se no município de 

Jaboticatubas, que delimita sua extremidade sul, até o 

extremo norte da Cadeia do Espinhaço no estado de 

Minas Gerais, no município de Montezuma. Neste 



setor encontram-se diversas serras importantes, como 

a Serra do Cipó, todas as serras do Planalto de Diamantina, 

Serra do Gavião, Serra da Pedra Menina, Serra do 

Ambrósio, Serra Negra, Serra de Grão Mogol, Serra do 

Cabral, entre outras. O ponto culminante deste setor é 

o Pico do Itambé, com 2.044m. 

O Setor Baiano corresponde à porção da Cadeia do 

Espinhaço presente no estado da Bahia. Inclui as serras 

da Chapada Diamantina e tem como ponto culminante 

o Pico do Barbado, com 2.033m. 

Para a delimitação dos domínios fitogeográficos, foi 

considerado o mapa de biomas do Brasil (IBGE, 2004), 

com o Pantanal incluído no domínio do Cerrado. 

Compilação dos dados 

O levantamento das espécies de Poaceae ocorrentes na 

Cadeia do Espinhaço foi realizado a partir da compilação 

de dados disponíveis na literatura. Para tanto, foram 

consideradas três categorias de trabalhos: 

1. revisões taxonômicas de grupos com ocorrência na 

Cadeia do Espinhaço, das quais foram considerados 

os registros presentes nos materiais examinados e 

outras informações sobre a distribuição geográfica 

(Chase, 1942; Black, 1963; Clayton, 1969; Filgueiras, 

1982, 1989; Renvoize & Zuloaga, 1983; Sendulsky & 

Soderstrom, 1984; Zuloaga et al., 1986, 1992, 1993, 

1998; Burman, 1987; Zuloaga & Sendulsky, 1988; 

Soderstrom & Zuloaga, 1989; Morrone & Zuloaga, 

1991; Clark, 1992; Morrone et al., 1993, 2004; 

Boechat & Longhi-Wagner, 1995, 2001; Longhi- 

Wagner, 1999; Pensiero, 1999; Zanin, 2001; Denham 

et al., 2002; Oliveira & Valls, 2002; Guglieri et al., 2004, 

2006; Boechat, 2005); 

2. floras de áreas que abrangem a Cadeia do Espinhaço, 

com tratamento taxonômico das espécies, das 

quais foram considerados os registros presentes nos 

materiais examinados e outras informações sobre a 

distribuição geográfica (Renvoize, 1984); 

3. listagens florísticas em áreas totalmente inseridas nas 

abrangências da Cadeia do Espinhaço, das quais foram 

consideradas todas as espécies confirmadas 

(Sendulsky & Burman, 1978; Burman & Sendulsky, 

1980; Longhi-Wagner, 1990; Meguro et al., 1994; 

Pirani et al., 1994; Stannard, 1995; Guedes & Orge, 

1998; Zappi et al. 2003; Longhi-Wagner & Todeschini, 

2004; Viana, 2004; Vincent, 2004). 

Para complementação da listagem de espécies foi 

consultada a coleção de Poaceae do herbário BHCB, que 

concentra registros dos setores Quadrilátero Ferrífero 

e Espinhaço Central. 


Os registros por domínio fitogeográfico foram extraídos 

dos dados de distribuição geográfica presentes 

na literatura consultada. Em alguns casos, foi considerado 

o conhecimento dos autores sobre esta questão. 

Espécies com distribuição extra-americana não foram 

incluídas nesta análise. 

Táxons infraespecífcos não foram considerados e, 

quando necessário, foram ajustados problemas de 

sinonímia. 

A classificação em subfamílias seguiu GPWG (2000). 

A classificação ao nível de gênero e as sinonímias seguiram 

Judziewicz et al. (2000), Peterson et al. (2001), 

Soreng et al. (2003) e Zuloaga et al. (2003). 

RESULTADOS 

A partir da compilação de dados foi verificada na Cadeia 

do Espinhaço a ocorrência de 340 espécies de 

Poaceae, distribuídas em sete subfamílias e 88 gêneros 

(Tabela 1). Dentre as subfamílias, destaca-se Panicoideae 

que inclui a grande maioria das espécies (251 spp.), 

seguida de Chloridoideae (46), Bambusoideae (23), 

Aristidoideae (13), Pooideae (três), Ehrhartoideae (três) 

e Danthonioideae (uma) (Figura 1). Os gêneros de maior 

destaque em número de espécies foram Paspalum 

(49 spp.), Panicum (45), Eragrostis (20), Axonopus (19), 

Andropogon (17) e Dichanthelium (16), todos representantes 

da subfamília Panicoideae. 

A análise da distribuição geográfica das espécies 

ocorrentes na Cadeia do Espinhaço, por domínio fitogeográfico, 

sugeriu forte influência do Cerrado e da 

Mata Atlântica na composição da sua flora agrostológica. 

Excluindo as endêmicas e de distribuição extra-americana, 

212 espécies ocorrem também no domínio do 

Cerrado, 203 no domínio da Mata Atlântica, 48 na Caatinga, 

86 na Amazônia e 76 no domínio Pampa (Figura 

2). Esta mesma análise, por setor (Figura 3), mostra o 

Quadrilátero Ferrífero com um maior número de espécies 

ocorrentes no domínio da Mata Atlântica (144 spp.) 

do que no Cerrado (131 spp.). Nos outros dois setores, 

há uma predominância de espécies em comum com o 

Cerrado (Figura 3). A Caatinga, apesar da baixa contribuição, 

possui um maior número de espécies em comum 

com o setor baiano (40 spp.) em relação aos outros 

setores do Espinhaço (21 spp. no Quadrilátero Ferrífero 

e 29 spp. no Espinhaço Central). 

Considerando os três setores delimitados para a Cadeia 

do Espinhaço, nota-se o seguinte padrão: Espinhaço 

Central e Quadrilátero Ferrífero concentram uma maior 

riqueza de espécies, enquanto na parte baiana ob-

serva-se uma maior proporção de espécies exclusivas 

de um setor, considerando o contexto Cadeia do Espinhaço. 

Das 201 espécies encontradas no Quadrilátero 

Ferrífero, 31 (15,5%) não ocorrem nos outros setores. 

Das 241 ocorrentes no Espinhaço Central, 44 (18,6%) 

ocorrem apenas nesse setor. A porção baiana, apesar 

de menos rica, possui 51 espécies exclusivas, ou 26,8%, 

de um total de 178 espécies (Figura 4). 

Trinta e seis espécies, ou 10,6% do total, foram consideradas 

presumivelmente endêmicas das abrangências 

da Cadeia do Espinhaço (Tabela 2). O gênero monoespecífico 

Plagiantha Renvoize, foi o único da família 

FIGURA 1 – Riqueza de espécies das subfamílias de Poaceae ocorrentes 

na Cadeia do Espinhaço. 

FIGURA 3 – Numero de espécies de Poaceae em cada setor da Cadeia 

do Espinhaço e com ocorrência nos domínios do Cerrado, Mata 

Atlântica, Caatinga, Amazônia e Pampa. Espécies com distribuição 

extra-americana foram desconsideradas. 


considerado provavelmene endêmico desta cadeia 

montanhosa. Notável é o fato que das 36 espécies endêmicas, 

a metade (18 spp.) e conhecida apenas para 

a região da Chapada Diamantina, no estado da Bahia. 

Seis espécies são endêmicas do Setor Central e apenas 

três foram consideradas exclusivas do Quadrilátero 

Ferrífero. 

Apenas 36 espécies (10,6%) encontradas na Cadeia 

do Espinhaço, ocorrem além do continente americano, 

sendo de ampla distribuição geográfica. Grande parte 

dessas espécies foi registrada nos três setores do Espinhaço 

(Tabela 1). 

FIGURA 2 – Números de espécies de Poaceae 

registradas para a Cadeia do Espinhaço e que ocorrem 

nos domínios do Cerrado, Mata Atlântica, Caatinga, 

Amazônia e Pampa. Espécies endêmicas ou com 

distribuição extra-americana foram desconsideradas. 

FIGURA 4 – Numero total de espécies de Poaceae 

em cada setor da Cadeia do Espinhaço. As faixas 

com linhas diagonais representam espécies 

exclusivas de cada setor na Cadeia do Espinhaço e 

as faixas coloridas representam espécies com 

ditribuíção extra-americana. 



TABELA 1 – Listagem das espécies de Poaceae consideradas endêmicas da Cadeia do Espinhaço, com informações detalhadas 

sobre sua distribuição geográfica. 

ESPÉCIE DETALHES SOBRE DISTRIBUIÇÃO GEOGRÁFICA 

Andropogon campestris Trin. Conhecida apenas pela coleção-tipo, proveniente da Serra do 

Cipó (MG). 

Andropogon durifolius Renvoize Vários registros para a região da Chapada Diamantina (BA) e um 

registro para a região de Diamantina (MG). 

Axonopus grandifolius Renvoize Apenas na Chapada Diamantina (BA). 

Chusquea nutans L. G. Clark Encontrada em todos os setores da Cadeia do Espinhaço, desde 

a Serra de Ouro Branco (MG) até a Chapada Diamantina (BA). 

Colanthelia distans (Trin.) McClure Conhecida apenas pela coleção-tipo, proveniente do Parque 

Estadual do Itacolomi, Ouro Preto (MG). 

Dichanthelium adenorhachis (Zuloaga & Morrone) Zuloaga Apenas na Chapada Diamantina (BA). 

Dichanthelium assurgens (Renvoize) Zuloaga Apenas na Chapada Diamantina (BA). 

Dichanthelium cabrerae (Zuloaga & Morrone) Zuloaga Apenas na Chapada Diamantina (BA). 

Dichanthelium congestum (Renvoize) Zuloaga Apenas na Chapada Diamantina (BA). 

Dichanthelium cumbucana (Renvoize) Zuloaga Apenas na Chapada Diamantina (BA). 

Dichanthelium heliophilum (Chase ex Zuloaga & Morrone) Freqüente nos campos rupestres dos setores 

Zuloaga Quadrilátero Ferrífero e Espinhaço Central. 

Dichanthelium stipiflorum (Renvoize) Zuloaga Apenas na Chapada Diamantina (BA). 

Elionurus bilinguis (Trin.) Hack. Conhecido apenas pelo material-tipo, de G.H. von Langsdorff, com a 

indicação “in petrosis S. da Chapada”, que provavelmente 

corresponde à região de Diamantina (MG). 

Eragrostis sclerophylla Trin. Apenas no Espinhaço Central, nos arredores de Diamantina (MG). 

Mesosetum gibbosum Renvoize & Filg. Apenas na Chapada Diamantina (BA). 

Otachyrium aquaticum Send. & Soderstr. Chapada Diamantina (BA), e um registro duvidoso para Minas 

Gerais. 

Otachyrium pterygodium (Trin.) Pilg. No Espinhaço Central. Um registro duvidoso para o estado do 

Amazonas, às margens do rio Negro. 

Panicum acicularifolium Renvoize & Zuloaga Apenas na Chapada Diamantina (BA). 

Panicum animarum Renvoize Apenas na Chapada Diamantina (BA). 

Panicum bahiense Renvoize Em topos de morros do Espinhaço Central e Setor Baiano. 

Panicum brachystachyum Trin. Conhecido apenas de uma localidade no Parque Estadual Serra 

do Intendente, localizado na região da Serra do Cipó (MG), 

Panicum cipoense Renvoize & Send. Apesar do epíteto específico “cipoense”, distribui-se da Serra 

do Cipó até os campos rupestres da região de Diamantina, no 

Espinhaço Central. 

Panicum durifolium Renvoize & Zuloaga Apenas na Chapada Diamantina (BA). 

Panicum lagostachyum Renvoize & Zuloaga Apenas na Chapada Diamantina (BA). 

Panicum loreum Trin. Freqüentes nos campos rupestres do Quadrilátero Ferrífero e 

Espinhaço Central 

Panicum noterophilum Renvoize Apenas na Chapada Diamantina (BA). 

Panicum poliophyllum Renvoize & Zuloaga Muito freqüente no Quadrilátero Ferrífero e ocasional no 

Espinhaço Central. 

Panicum soderstromii Zuloaga & Send. Apenas na Chapada Diamantina (BA). 

Panicum vaginiviscosum Renvoize & Zuloaga Apenas na Chapada Diamantina (BA). 

Paspalum brachytrichum Hack. Provavelmente endêmica de campos rupestres sobre canga, na região 

do Quadrilátero Ferrífero (MG). Há registros recentes para a 

Serra de Capanema e Serra da Moeda, além do material tipo, de 

Glaziou, proveniente de “Campos de Itabira”, que provavelmente 

corresponde à região do Pico de Itabirito. 


TABELA 2 – Lista das espécies de Poaceae compiladas para as abrangências da Cadeia do Espinhaço. 

Os nomes em negrito correspondem a espécies presumivelmente endêmicas. Nomes assinalados com um asterisco (*) são espécies 

com distribuição extra-americana. Na coluna Setor do Espinhaço, QF = Quadrilátero Ferrífero, EC = Espinhaço Central e BA = Setor 

baiano. Na coluna Domínio Fitogeográfico, CER = Cerrado, MAT = Mata Atlântica, CAA = Caatinga, AM = Amazônia e PAM = Pampa. 

SETORES DA CADEIA DOMÍNIO 

DO ESPINHAÇO FITOGEOGRÁFICO 

ESPÉCIE QF EC BA CER MAT CAA AM PAM 

Actinocladum verticillatum (Nees) McClure ex Soderstr. • • • 

Agenium leptocladum (Hack.) Clayton • • • • 

A. villosum (Nees) Pilg. • • • • 

Andropogon bicornis L. • • • • • • • • 

A. bogotensis (Hack.) A. Zanin & Longhi-Wagner • • • 

A. brasiliensis A. Zanin & Longhi-Wagner • • • 

A. campestris Trin. • 

A. carinatus Nees • • • • 

A. crucianus Renvoize • 

A. durifolius Renvoize • • 

A. fastigiatus Sw.* • • – – – – – 

A. gayanus Kunth* • • • 

A. indetonsus Sohns • • 

A. ingratus Hack • • • • 

A. lateralis Nees • • • • • • • 

A. leucostachyus Kunth* • • • – – – – – 

A. macrothrix Trin. • • • • • 

A. pohlianus Hack. • • 

A. selloanus (Hack.) Hack. • • • • • • • • 

A. virgatus Desv. ex Ham. • • • • • • • • 

Anthaenantia lanata (Kunth) Benth. • • • • • • • 

Anthaenantiopsis perforata (Nees) Parodi • • 

A. trachystachya (Nees) Mez ex Pilg. • • 

Aristida brasiliensis Longhi-Wagner • • • 

A. capillacea Lam. • • • • • • 

A. ekmaniana Henrard • • • • 

A. flaccida Trin. & Rupr. • • 

A. gibbosa (Nees) Trin. • • • • • • 

A. glaziovii Hack. ex Henrard • • • • 

A. longifolia Trin. • • • • • • 

A. megapotamica Spreng. • • • • 

A. pendula Longhi-Wagner • • 

A. recurvata Kunth • • • • • 

A. riparia Trin. • • • • • • • 

A. setifolia Kunth • • • • • • 

A. torta (Nees) Kunth • • • • • • • 

Arthropogon villosus Nees • • • 

Arundinella hispida (Humb. & Bonpl. ex Willd.) Kuntze • • • • • • 

Aulonemia aristulata (Döll) McClure • • • • • 


continua... 








A. effusa (Hack.) McClure • • • • 

A. fimbriatifolia L. G. Clark • • 

Axonopus aureus P. Beauv. • • • • • 

A. brasiliensis (Spreng.) Kuhlm. • • • • • • 

A. canescens (Nees ex Trin.) Pilg. • • • • • 

A. capillaris (Lam.) Chase • • • • • • • 

A. chrysoblepharis (Lag.) Chase • • • • • 

A. chrysostachyus (Schrad.) Pilg. • • • 

A. comans (Trin. ex Döll) Kuhlm. • • 

A. compressus (Sw.) P. Beauv. • • • • • • 

A. fastigiatus (Nees ex Trin.) Kuhlm. • • • • 

A. fissifolius (Raddi) Kuhlm. • • • • • • • 

A. grandifolius Renvoize • 

A. laxiflorus (Trin.) Chase • • • • 

A. marginatus (Trin.) Chase • • • • • 

A. pellitus (Nees ex Trin.) Hitchc. & Chase • • • • • 

A. polydactylus (Steud.) Dedecca • • • • 

A. polystachyus G. A. Black • • 

A. pressus (Nees ex Steud.) Parodi • • • • • 

A. purpusii (Mez) Chase • • • • • • 

A. siccus (Nees) Kuhlm. • • • • • • • 

Calamagrostis viridiflavescens (Poir.) Steud. • • • 

Cenchrus echinatus L.* • – – – – – 

Chloris exilis Renvoize • • • 

C. orthonoton Döll* • – – – – – 

C. pycnothrix Trin.* • • – – – – – 

Chusquea anelythra Nees • • 

C. attenuata (Döll) L.G. Clark • • 

C. capitata Nees • • 

C. capituliflora Trin. • • 

C. nutans L. G. Clark • • • 

C. pinifolia (Nees) Nees • • • 

Coelorachis aurita (Steud.) A. Camus • • • • 

Coix lacryma-jobi L.* • – – – – – 

Colanthelia distans (Trin.) McClure • 

Ctenium brevispicatum J.G. Sm. • • • • 

C. chapadense (Trin.) Döll • • • 

C. cirrhosum (Nees) Kunth • • • • 

Dactyloctenium aegyptium (L.) Willd.* • – – – – – 

Danthonia secundiflora J. Presl • • • 

Dichanthelium adenorhachis (Zuloaga & Morrone) Zuloaga • 

continua...





D. aequivaginatum (Swallen) Zuloaga • • 

D. assurgens (Renvoize) Zuloaga • 

D. cabrerae (Zuloaga & Morrone) Zuloaga • 

D. congestum (Renvoize) Zuloaga • 

D. cumbucana (Renvoize) Zuloaga • 

D. hebotes (Trin.) Zuloaga • • 

D. heliophilum (Chase ex Zuloaga & Morrone) Zuloaga • • 

D. pycnoclados (Tutin) Davidse • • • 

D. sabulorum (Lam.) Gould & C.A. Clark • • • 

D. sciurotis (Trin.) Davidse • • • • 

D. sciurotoides (Zuloaga & Morrone) Davidse • • • • 

D. stigmosum (Trin.) Zuloaga • • 

D. stipiflorum (Renvoize) Zuloaga • 

D. superatum (Hack.) Zuloaga • • 

D. surrectum (Chase ex Zuloaga & Morrone) Zuloaga • • • • 

Digitaria ciliaris (Retz.) Koeler* • – – – – – 

D. corynotricha (Hack.) Henrard • • • • 

D. horizontalis Willd.* • – – – – – 

D. insularis (L.) Fedde • • • • • • • 

D. mattogrossensis (Pilg.) Henrard • • 

D. tenuis (Nees) Henrard • • • 

Echinochloa colona (L.) Link* • • • – – – – – 

E. crus-galli (L.) P. Beauv.* • – – – – – 

E. crus-pavonis (Kunth) Schult.* • – – – – – 

Echinolaena minarum (Nees) Pilg. • • 

E. inflexa (Poir.) Chase • • • • • • • 

Eleusine indica (L.) Gaertn.* • • • – – – – – 

Elionurus bilinguis (Trin.) Hack. • 

E. muticus (Spreng.) Kuntze • • • 

Eragrostis articulata (Schrank) Nees • • • • • • • 

E. bahiensis Schrad. ex Schult. • • • • • • 

E. ciliaris (L.) R. Br.* • – – – – – 

E. curvula (Schrad.) Nees* • – – – – – 

E. glomerata (Walter) L.H. Dewey • • • • • 

E. hypnoides (Lam.) Britton, Sterns & Poggenb • • • • 

E. leucosticta Nees ex Döll • • • 

E. lugens Nees • • • • • 

E. maypurensis (Kunth) Steud. • • • • 

E. mokensis Pilg.* • – – – – – 

E. perennis Döll • • • • 

E. petrensis Renvoize & Longhi-Wagner • • • 


continua... 








E. pilosa (L.) P. Beauv.* • • – – – – – 

E. polytricha Nees • • • • • • 

E. rufescens Schrad. ex Schult. • • • • • • • 

E. sclerophylla Trin. • 

E. secundiflora J. Presl • • • • • 

E. seminuda Trin. • • • • 

E. solida Nees • • • • 

E. tenuifolia (A. Rich.) Hochst. ex Steud. • • • 

Eriochloa punctata (L.) Desv. ex Ham. • • • • 

Eriochrysis cayennensis P. Beauv. • • • • • • 

E. holcoides (Nees) Kuhlm. • • • • 

Filgueirasia cannavieria (Silveira) Guala • • 

Guadua paniculata Munro • • • • 

G. tagoara (Nees) Kunth • • 

Gymnopogon foliosus (Willd.) Nees • • • • • 

G. spicatus (Spreng.) Kuntze • • • • • 

Homolepis glutinosa (Sw.) Zuloaga & Soderstr. • • • • • • 

H. isocalycia (G. Mey.) Chase • • • • • 

H. longispicula (Döll) Chase • • • 

Hymenachne amplexicaulis (Rudge) Nees • • • • • 

H. pernambucensis (Spreng.) Zuloaga • • • • 

Hyparrhenia bracteata (Humb. & Bonpl. ex Willd.) Stapf* • – – – – – 

H. rufa (Nees) Stapf* • • – – – – – 

Ichnanthus bambusiflorus (Trin.) Döll • • • • • • • 

I. calvescens (Nees ex Trin.) Döll • • • • • • 

I. dasycoleus Tutin • • • • • • 

I. hirtus (Raddi) Chase • • • • 

I. inconstans (Trin. ex Nees) Döll • • • • • 

I. leiocarpus (Spreng.) Kunth • • • 

I. longiglumis Mez • • • 

I. nemoralis (Schrad.) Hitchc. & Chase • • • • • 

I. pallens (Sw.) Munro ex Benth. • • • 

I. procurrens (Nees ex Trin.) Swallen • • • • • • • 

I. tenuis (J. Presl & C. Presl) Hitchc. & Chase • • • • 

I. zehntneri Mez • • • 

Imperata brasiliensis Trin. • • 

Lasiacis divaricata (L.) Hitchc. • • • 

L. ligulata Hitchc. & Chase • • • 

L. sorghoidea (Desv. ex Ham.) Hitchc. & Chase • • • • 

Leptochloa fusca (L.) Kunth • • • 

L. virgata (L.) P. Beauv. • • • • • • 

continua...





Lithachne horizontalis Chase • • 

Loudetia flammida (Trin.) C.E. Hubb. • • 

Loudetiopsis chrysothrix (Nees) Conert • • • • 

Luziola bahiensis (Steud.) Hitchc. • • • • 

L. brasiliana Moric. • • 

L. peruviana Juss. ex J.F. Gmel. • • 

Megathyrsus maximus (Jacq.) B.K. Simon & S.W.L. Jacobs* • • • – – – – – 

Melinis minutiflora P. Beauv.* • • • – – – – – 

M. repens (Willd.) Zizka* • • • – – – – – 

Merostachys fischeriana Rupr. ex Döll • • • • 

M. kunthii Rupr. • • 

Mesosetum arenarium Swallen • • 

M. exaratum (Trin.) Chase • • 

M. ferrugineum (Trin.) Chase • • • • • 

M. gibbosum Renvoize & Filg. • 

M. loliiforme (Hochst. ex Steud.) Chase • • • • • 

Microchloa indica (L. f.) P. Beauv.* • – – – – – 

Olyra ciliatifolia Raddi • • • • • 

O. humilis Nees • • • • 

O. latifolia L.* • – – – – – 

O. taquara Swallen • • • 

Oplismenus hirtellus (L.) P. Beauv.* • • – – – – – 

Otachyrium aquaticum Send. & Soderstr. ? • 

O. pterygodium (Trin.) Pilg. • ? 

Otachyrium versicolor (Döll) Henrard • • • • • 

Panicum acicularifolium Renvoize & Zuloaga • 

P. animarum Renvoize • 

P. aristelum Döll • • • 

P. auricomum Nees ex Trin. • • 

P. bahiense Renvoize • • 

P. brachystachyum Trin. • 

P. campestre Nees ex Trin. • • • • • 

P. cervicatum Chase • • • • • 

P. chapadense Swallen • • • 

P. chnoodes Trin. • • 

P. cipoense Renvoize & Send. • 

P. cordovense E. Fourn. • • • 

P. cyanescens Nees ex Trin. • • • • • • 

P. durifolium Renvoize & Zuloaga • 

P. euprepes Renvoize • • • • 


P. exiguum Mez • • • • 

continua... 








P. lagostachyum Renvoize & Zuloaga • 

P. latissimum Mikan ex Trin. • • • 

P. ligulare Nees ex Trin. • • • 

P. loreum Trin. • • 

P. lutzii Swallen • • 

P. machrisiana Swallen • • 

P. molinioides Trin. • • • 

P. noterophilum Renvoize • 

P. olyroides Kunth • • • • 

P. pantrichum Hack. • • • • • 

P. parvifolium Lam. • • • • • • 

P. peladoense Henrard • • • • 

P. penicillatum Nees ex Trin. • • • • 

P. piauiense Swallen • • 

P. pilosum Sw. • • • • • • • 

P. poliophyllum Renvoize & Zuloaga • • 

P. polygonatum Schrad. • • • • • 

P. pseudisachne Mez • • • • • 

P. quadriglume (Döll) Hitchc. • • • 

P. rude Nees • • • • 

P. rupestre Trin. • • 

P. sacciolepoides Renvoize & Zuloaga • • 

P. schwackeanum Mez • • • • • • 

P. sellowii Nees • • • • • • • 

P. soderstromii Zuloaga & Send. • 

P. subulatum Spreng. • • • • 

P. trinii Kunth • • 

P. vaginiviscosum Renvoize & Zuloaga • 

P. wettsteinii Hack. • • • • • 

Pappophorum mucronulatum Nees • • • 

Pappophorum pappiferum (Lam.) Kuntze • • 

Parodiolyra micrantha (Kunth) Davidse & Zuloaga • • • • • 

Paspalum ammodes Trin. • • • • 

P. arenarium Schrad. • • • • • 

P. carinatum Humb. & Bonpl. ex Flüggé • • • • • • 

P. brachytrichum Hack. • 

P. clavuliferum C. Wright • • • • • 

P. conjugatum P.J. Bergius • • • • • • • 

P. convexum Humb. & Bonpl. ex Flüggé • • • • 

P. cordatum Hack. • • • • 

P. coryphaeum Trin. • • • • • 

continua...





P. decumbens Sw. • • • • 

P. dedeccae Quarin • • • 

P. erianthum Nees ex Trin. • • • • • • 

P. eucomum Nees ex Trin. • • • • 

P. falcatum Nees ex Steud. • • • 

P. fimbriatum Kunth • • • 

P. gardnerianum Nees • • • • • 

P. geminiflorum Steud. • • • 

P. gemmosum Chase ex Renvoize • • 

P. glaucescens Hack. • • • • • 

P. guttatum Trin. • • • 

P. hyalinum Nees ex Trin. • • • • 

P. intermedium Munro ex Morong & Britton • • • • • • • 

P. lanciflorum Trin. • • 

P. limbatum Henrard • • • • • • 

P. lineare Trin. • • • • • • • 

P. loefgrenii Ekman • • • 

P. maculosum Trin. • • • • • 

P. malacophyllum Trin. • • • • • 

P. mandiocanum Trin. • • • • 

P. minarum Hack. • • • ? 

P. multicaule Poir. • • • • • 

P. notatum Flüggé • • • • • 

P. nutans Lam. • • • • 

P. paniculatum L. • • • • • • • 

P. parviflorum Rhode ex Flüggé • • • • 

P. pectinatum Nees ex Trin. • • • • 

P. phyllorachis Hack. • 

P. pilosum Lam. • • • • • 

P. plicatulum Michx. • • • • • • • 

P. polyphyllum Nees ex Trin. • • • • • • 

P. pumilum Nees • • • • • 

P. rojasii Hack. • • • • • 

P. rupium Renvoize • 

P. scalare Trin. • • • • 

P. stellatum Humb. & Bonpl. ex Flüggé • • • • • • 

P. trachycoleon Steud. • • 

P. urvillei Steud.* • • – – – – – 

P. usteri Hack. • • • • 

P. zuloagae Davidse & Filg. • • 


P. clandestinum Hochst. ex Chiov.* • – – – – – 

continua... 








P. purpureum Schumach.* • • – – – – – 

P. polystachion (L.) Schult.* • – – – – – 

Plagiantha tenella Renvoize • 

Poidium calotheca (Trin.) Matthei • • • • 

Polypogon elongatus Kunth • • • • • 

Pseudechinolaena polystachya (Kunth) Stapf* • • • – – – – – 

Raddiella esenbeckii (Steud.) C.E. Calderón & Soderstr. • • • • • • 

Rhytachne rottboellioides Desv. ex Ham.* • • • – – – – – 

Saccharum asperum (Nees) Steud. • • • • • • 

S. officinarum L.* • • • – – – – – 

S. villosum Steud. • • • • • • 

Sacciolepis myuros (Lam.) Chase • • • • 

S. vilvoides (Trin.) Chase • • • • 

Schizachyrium microstachyum (Desv. ex Ham.) • • • • • • 

Roseng., B.R. Arrill. & Izag. 

S. sanguineum (Retz.) Alston • • • • • • 

S. tenerum Nees • • • • • • 

Setaria macrostachya Kunth • • • • • • • 

Setaria parviflora (Poir.) Kerguélen • • • • • • • • 

Setaria scabrifolia (Nees) Kunth • • • • • • 

Setaria setosa (Sw.) P. Beauv. • • • 

Setaria sulcata Raddi • • • • • • • 

Setaria tenacissima Schrad. ex Schult. • • • 

Setaria tenax (Rich.) Desv. • • • • • • • 

Setaria vulpiseta (Lam.) Roem. & Schult. • • • • • 

Sorghastrum minarum (Nees) Hitchc. • • • • 

S. nutans (L.) Nash • • • • • 

Sporobolus acuminatus (Trin.) Hack. • • • 

S. aeneus (Trin.) Kunth • • • • • 

S. ciliatus J. Presl • • • • 

S. cubensis Hitchc. • • • • • • 

S. indicus (L.) R. Br.* • • • – – – – – 

S. metallicola Longhi-Wagner & Boechat • • • 

S. monandrus Roseng., B.R. Arrill. & Izag. • • • • 

S. pseudairoides Parodi • • • • • • 

S. purpurascens (Sw.) Ham. • • • 

S. reflexus Boechat & Longhi-Wagner • • • 

Steinchisma decipiens (Nees ex Trin.) W.V. Br. • • • • • • 

Steinchisma hians (Elliott) Nash • • • • • 

S. laxa (Sw.) Zuloaga • • • • • • 

S. stenophylla (Hack.) Zuloaga & Morrone • • • 

continua...





Steirachne barbata (Trin.) Renvoize • • • 

Streptostachys macrantha (Trin.) Zuloaga & Soderstr. • • 

S. ramosa Zuloaga & Soderstr. • • • 

Tatianyx arnacites (Trin.) Zuloaga & Soderstr. • • • 

Thrasya glaziovii A.G. Burm. • • 

T. petrosa (Trin.) Chase • • • 

T. thrasyoides (Trin.) Chase • • 

Thrasyopsis repanda (Nees ex Trin.) Parodi • • 

Trachypogon macroglossus Trin. • • • • • 

T. spicatus (L. f.) Kuntze • • • • • • 

T. vestitus Andersson • • • • 

Tristachya leiostachya Nees • • • • 

Urochloa acuminata (Renvoize) Morrone & Zuloaga • 

U. brizantha (Hochst. ex A. Rich.) R.D. Webster* • – – – – – 

U. decumbens (Stapf) R.D. Webster* • • – – – – – 

DISCUSSÃO 

Grande parte dos padrões aqui expostos relaciona-se à 

influência florística dos domínios fitogeográficos adjacentes 

à Cadeia do Espinhaço na composição da sua 

flora agrostológica. O alto número de espécies em comum 

com os domínios do Cerrado e Mata Atlântica indica 

uma relação biogeográfica do Espinhaço com esses 

domínios. A presença frequente de encraves de vegetação 

de Cerrado e Mata Atlântica (matas de galeria, 

capões florestais) ao longo do Espinhaço contribui expressivamente 

com a riqueza de gramíneas, o que explicaria, 

pelo menos em parte, o padrão observado. 

Espécies típicas de cerrado, como os bambus Filgueirasia 

cannavieira e Actinocladum verticilaltum (Filgueiras, 1991; 

Guala, 1995) são freqüentemente encontradas em encraves 

de cerrado ao longo da Cadeia do Espinhaço. 

Nas matas de galeria e capões de mata, tão comuns no 

Espinhaço, observam-se elementos típicos de Mata 

Atlântica (Filgueiras & Santos-Gonçalves, 2004), exemplificados 

pelos também bambus Aulonemia fimbriatifolia, 

Chusquea attenuata, Chusquea capituliflora e Merostachys 

fisheriana. A presença desses encraves na Cadeia do Espinhaço 

está de alguma forma relacionada ao posicionamento 

do Espinhaço no contexto fitogeográfico brasileiro, 

onde representa, ao longo de grande parte de sua extensão, 

o divisor dos domínios do Cerrado e Mata Atlântica. 


A predominância da subfamília Panicoideae, assim 

como os gêneros Paspalum e Panicum, no Espinhaço, 

vai de acordo com grande parte dos inventários realizados 

no Cerrado brasileiro (Filgueiras, 1991; Mendonça 

et al., 1998; Rodrigues-da-Silva & Filgueiras, 2003), o 

que reforça a forte influência deste bioma na flora de 

gramíneas do Espinhaço. Em ambientes savânicos tropicais, 

observa-se alta riqueza de grupos com aparato 

fotossintético C4 (Shaw, 2000). Este caráter surgiu pelo 

menos cinco vezes distintas dentro da família (Sinha & 

Kellogg, 1996) e está notavelmente presente em grupos 

mais recentes de Poaceae, como as subfamílias 

Panicoideae, Aristidoideae e Chloridoideae (Kellogg, 

2000). Esta característica mostra-se como uma adaptação 

eficiente às novas características climáticas, mais 

quentes e secas, que surgiram no final do Mioceno, há 

aproximadamente cinco milhões de anos (Clark & 

Sanchez-Ken, 1999). Nesse período, houve expressiva 

expansão de ecossistemas dominados por gramíneas 

C4 em várias faixas tropicais do plantea (Jacobs et al., 

1999) e consequente diversificação dos grupos taxonômicos 

com esta característica (Kellogg, 2000). 

A maior riqueza de espécies verificada nos setores 

Espinhaço Central e Quadrilátero Ferrífero, respectivamente, 

também pode ser explicada pela influência florística 

do Cerrado e da Mata Atlântica. Quase toda a porção 

mineira do encontra-se em contato com os referidos 



domínios fitogeográficos. A menor riqueza de espécies 

verificada no Setor Baiano pode estar relacionada à baixa 

influência da Caatinga na composição florística do 

Espinhaço. Este bioma está em contato com grande parte 

da vertente oeste do setor baiano, porém uma série 

de fatores abióticos distintos, como solo, clima e pluviosidade, 

conferem um alto grau de especialização da flora 

da Caatinga, havendo pouca semelhança florística com 

a Cadeia do Espinhaço. Fato que se deve também considerar 

é o histórico de investigação científica mais concentrado 

na parte mineira do Espinhaço. Áreas como 

arredores de Belo Horizonte, Ouro Preto, Serra do Cipó 

e Planalto de Diamantina são, há tempos, percorridas 

por importantes coletores, o que não é verificado da 

mesma forma na parte baiana da Cadeia do Espinhaço. 

Nos campos rupestres propriamente ditos, concentra-se 

a grande maioria das espécies endêmicas, e observa-se 

grande riqueza de grupos relacionados a maior 

altitude, como espécies do gênero Dichanthelium e 

espécies de Panicum sect. Lorea. Das 35 espécies endêmicas 

do Espinhaço, sete são de Dichanthelium e 10 de 

Panicum sect. Lorea, que corresponde a quase metade 

das espécies endêmicas. De acordo com Zuloaga et al. 

(1993), Dichantelium possui três centros de diversidade: 

a América do Norte, o Maçico das Guianas e a Cadeia 

do Espinhaço. Das 16 espécies de Dichanthelium ocorrentes 

na Cadeia do Espinhaço, sete são endêmicas. 

Um padrão semelhante é observado em Panicum sect. 

Lorea, grupo característico na fisionomia dos campos 

rupestres do Espinhaço, formando peculiares touceiras 

de folhas pungentes e lembrando, muitas vezes, exemplares 

de Lagenocarpus Nees (Cyperaceae). A grande 

maioria das espécies é encontrada na Cadeia do Espinhaço 

ou no Maciço das Guianas (Renvoize & Zuloaga, 

1983). Algumas ocorrem na restinga litorânea brasileira, 

campos de altitude ou em áreas de campos rupestres 

fora das abrangências da Cadeia do Espinhaço. 

Observa-se com frequência interessante disjunção na 

distribuição de algumas espécies, como por exemplo, 

Panicum trinii, encontrado na Chapada Diamantina e 

também em áreas de restinga, no estado da Bahia. 

Panicum euprepes, comum em grande parte dos campos 

rupestres do Espinhaço, é também bastante freqüente 

na região da Serra do Ibitipoca (MG), inserida no domínio 

da Mata Atlântica. Outro padrão notável é o 

exemplificado por Panicum molinioides, que também 

ocorre, menos frequentemente, nos campos rupestres 

do estado de Goiás. Panicum chnoodes ocorre também 

no Maciço das Guianas. 

Outras espécies de gramíneas do Espinhaço com 

notável padrão de distribuição geográfica podem ser 


citadas. Aulonemia effusa, freqüente nos campos rupestres 

dos Quadrilátero Ferrífero até a Chapada Diamantina, 

na Bahia, também ocorre, de forma disjunta, em 

campos rupestres na região de São João D’el Rey, Serra 

de Tiradentes, e Serra da Canastra, ambas localidades 

mineiras. Andropogon indetonsus, com um único registro 

no Espinhaço, no Parque Estadual do Rio Preto, também 

ocorre em áreas serranas no estado do Amazonas, 

como na Serra do Aracá (Zanin, 2001). Tatianyx arnacites, 

encontrada em campos rupestres de todos os setores 

da Cadeia do Espinhaço, é bastante rara nos campos 

rupestres de Goiás. Nesta região é encontrado, com freqüência, 

Panicum machrisiana que foi recentemente coletada 

pela primeira vez no Espinhaço, no Parque Estadual 

do Rio Preto, Minas Gerais (Viana, 2004). 

Por fim, pode se concluir que as gramíneas são de 

extrema importância na composição florística da Cadeia 

do Espinhaço, com um elevado número de espécies. 

Maiores esforços de investigação em campo e em 

herbários certamente incrementarão substancialmente 

a listagem preliminar aqui apresentada. Sugere-se 

uma forte influência florística do Cerrado e Mata Atlântica 

na composição da flora agrostológica do Espinhaço, 

pela semelhança dos grupos taxonômicos dominantes 

e pelo grande número de espécies em comum com 

esses domínios fitogeográficos. 


Ao Instituto Biotrópicos de Pesquisa em Vida Silvestre, 

à Conservação Internacional do Brasil e à Fundação Biodiversitas. 

Ao IBAMA e IEF-MG pela concessão de licenças 

de coleta e pesquisa e ao Departamento de Botânica 

da Universidade Federal de Minas Gerais. Agradecemos 

à Dra. Adriana Guglieri pela inestimada colaboração 

e informações sobre Panicum. 


Black, G. A. 1963. Grasses of the genus Axonopus (a taxonomic 

treatment). George Washington University, New Dehli, Estados 

Unidos. 

Boechat, S. C. 2005. O gênero Ichnanthus (Poaceae - Panicoideae 

- Paniceae) no Brasil. Iheringia, Série Botânica 20: 189-248. 

Boechat, S. C. & Longhi-Wagner, H. M. 1995. O gênero 

Sporobolus (Poaceae: Chloridoideae) no Brasil. Acta Botanica 

Brasilica 9: 21-86. 

Boechat, S. C. & Longhi-Wagner, H. M. 2001. O gênero Eragrostis 

(Poaceae) no Brasil. Iheringia, Série Botânica 55: 23-169. 

Burman, A. G. 1985. Nature & composition of the grass flora of 

Brazil. Willdenowia 15: 211-133.

Burman, A. G. 1987. The genus Thrasya H.B.K. (Gramineae). Acta 

Botanica Venezuelica 14: 7-93. 

Burman, A. G. & Sendulsky, T. 1980. Paspalum species of Serra 

do Cipó (II): a contribution to study of Brazilian Poaceae. 

Revista Brasileira de Botânica 3: 23-35. 

Chase, A. 1942. The North American Species of Paspalum. 

Contributions From the United States National Herbarium 28: 

1-310. 

Clark, L. G. 1992. Chusquea sect. Swallenochloa (Poaceae: 

Bambusoideae) & allies in Brazil. Brittonia 44: 387-422. 

Clark, L. G. & Sanchez-Ken, J. 1999. Filogenia y evolución de las 

Poaceae. Arnaldoa 6: 29-44. 

Clayton, W. D. 1969. A revision of the genus Hyparrhenia. Kew 

Bulletin 2: 1-196. 

Clayton, W. D. & Renvoize, S. A. 1986. Genera Graminarum, 

Grasses of the world. Her Majesty’s Stationery Office, London, 

Inglaterra. 

Davis, S. D., Heywood, V. H., MacBryde, O. H., Villa-Lobos, J. & 

Hamilton, A. C. 1994. Centers of plant diversity: a guide & 

strategy for their conservation. Vol 3. The Americas. IUCN 

Publications, Cambridge, Inglaterra. 

Denham, S. S., Zuloaga, F. O. & Morrone, O. 2002. Sysematic 

revision & phylogeny of Paspalum subgenus Ceresia (Poaceae: 

Panicoideae: Paniceae). Annals of Missouri Botanical Gardens 

89: 337-399. 

Filgueiras, T. S. 1982. Taxonomia e distribuição de Arthropogon 

Nees (Gramineae). Bradea 3: 303-322. 

Filgueiras, T. S. 1989. Revisão de Mesosetum Steudel (Gramineae: 

Paniceae). Acta Amazonica 19: 47-114. 

Filgueiras, T. S. 1991. A floristic analysis of the gramineae of 

Brazil´s Distrito Federal & a list of the species occurring in 

the area. Edinburgh Journal of Botany 48: 73-80. 

Filgueiras, T. S. & Santos-Gonçalves, A. P. 2004. A Checklist of 

the Basal Grasses & Bamboos in Brazil (Poaceae). The Journal 

of the American Bamboo Society 18: 7-18. 

Giulietti, A. M., Harley, R. M., Queiroz, L. P. d., Wanderley, M. G. 

L. & Pirani, J. R.. 2000. Caracterização e endemismos nos campos 

rupestres da Cadeia do Espinhaço. In: T.B. Cavalcanti, & 

B.M.T. Walter (eds). Tópicos Atuais em Botânica. pp 311-318. 

Embrapa Recursos Genéticos e Biotecnologia, Brasília, Brasil. 

Giulietti, A. M., Menezes, N. L., Pirani, J. R., Meguro, M., & 

Wanderley, M. G. L. 1987. Flora da Serra do Cipó, Minas Gerais: 

Caracterização e Lista das Espécies. Boletim de Botânica 


Giulietti, A. M., Pirani, J. R., & Harley, R. M. 1997. Espinhaço Range 

region. In: S. Davis, V.H. Heywood, O. Herrera MacBryde, J. 

Villa-Lobos, & A.C. Hamilton (eds). Centers of plant diversity: a 

guide & strategy for their conservation. pp 397-404. Cambridge 

University Press, Cambridge, Reino Unido. 

GPWG. 2000. A phylogeny of the grass family (Poaceae) as 

inferred from eight character sets. In: S.W.L. Jacobs & J. Everett 

(eds). Grasses: Sytematics & Evolution. pp 3-7. CSIRO, Melbourne, 

Austrália. 

Guala, G. F. 1995. A Cladistic Analysis & Revision of the Genus 

Apoclada (Poaceae: Bambusoideae: Bambusodae). Systematic 

Botany 20: 207-223. 

Guedes, M. L. S. & Orge, M. D. R. 1998. Checklist das espécies 

vasculares do Morro Pai Inácio (Palmeiras) e Serra da Chapa- 


dinha (Lençóis) - Chapada Diamantina, Bahia – Brasil. Instituto 

de Biologia da UFBA, Salvador, Brasil. 

Guglieri, A., Longhi-Wagner, H. M. & Zuloaga, F. O. 2006. Panicum 

subg. Panicum sect. Panicum (Poaceae) no Brasil. Hoehnea 33: 

185-217. 

Guglieri, A., Zuloaga, F. O. & Longhi-Wagner, H. M. 2004. Sinopse 

das espécies de Panicum L. subg. Panicum (Poaceae, Paniceae) 

ocorrentes no Brasil. Acta Botanica Brasilica 18: 359-367. 

Haase, R., & Beck, S. 1989. Structure & composition of savanna 

vegetation in northern Bolivia: a preliminary report. Brittonia 

41: 80-100. 

Harley, R. M. 1995. Flora of the Pico das Almas, Chapada Diamantina-Bahia, 

Brasil. The trustees of the Royal Botanic 


Harley, R. M. & Mayo, S. J., 1980. Florula of Mucugê, Chapada Diamantina, 

Brazil. Royal Botanical Gardens, Kew, Reino Unido. 

IBGE. 2004. Mapa de Biomas do Brasil. IBGE, Rio de Janeiro, 

Brasil. 

Jacobs, B. F., Kingston, J. D. & Jacobs, L. L. 1999. The origin of 

grass dominated ecosytems. Annals of Missouri Botanical 

Gardens 86: 590-643. 

Judd, W. F., Kellogg, E. A., Stevens, P. F. & Donoghue, M. J. 2002. 

Plant Systematics: a Phylogenetic Approach, Second Edition 

Sinauer Associates, Massachusetts, Estados Unidos. 

Judziewicz, E., Clark, L. G., Londoño, X., & Stern, M. J. 1999. 

American Bamboos. Smithsonian Institution Press, Washington, 

Brasil. 

Judziewicz, E. J., Soreng, R. J., Davidse, G., Peterson, P. M., 

Filgueiras, T. S. & Zuloaga, F. O. 2000. Catalogue of New World 

Grasses (Poaceae): I. Subfamilies Anomochlooideae, 

Bambusoideae, Ehrhartoideae, & Pharoideae. Contributions 

from the United States National Herbarium 39: 1-128. 

Kellogg, E. A. 2000. The Grasses: a case study in macroevolution. 

Annual Review of Ecology & Systematics 31: 217-38. 

Longhi-Wagner, H. M. 1986. A subfamília Chloridoideae 

(Gramineae) na Cadeia do Espinhaço, Brasil. Tese de Doutorado. 

Universidade de São Paulo, São Paulo, Brasil. 

Longhi-Wagner, H. M. 1990. Flora da Serra do Cipó, MG: 

Gramineae – Chloridoideae. Boletim de Botânica da Universidade 


Longhi-Wagner, H. M. 1999. O gênero Aristida no Brasil. Boletim 

do Instituto de Botânica 12: 113-179. 

Longhi-Wagner, H. M. & Todeschini, B. H. 2004. Flora Grão- 

Mogol, Minas Gerais: Gramineae (Poaceae). Boletim de Botânica 


McClure, F. A. 1966. The bamboos: a fresh perspective: Harvard 

Universisty Press, Cambridge, Reino Unido. 

Meguro, M., Pirani, J. R., Giulietti, A. M. & Mello-Silva, R. 1994. 

Phytophysiognomy & composition of the vegetation of Serra 

do Ambrósio, Minas Gerais, Brazil. Revista Brasileira de Botânica 

17: 133-147. 

Meguro, M., Pirani, J. R., Mello-Silva, R. & Giulietti, A. M. 1996. 


campestres da Cadeia do Espinhaço. Boletim de Botânica 


Mendonça, R. C., Felfili, J. M., Walter, B. M. T., Silva Júnior, M. 

C., Rezende, A. V., Filgueiras, T. S. & Nogueira, P. E. 1998. 

Flora Vascular do Cerrado. In: S.M. Sano, & S.P. Almeida (eds). 



Cerrado ambiente e flora. pp 289-556. EMBRAPA-CPAC, 

Planaltina, Brasil. 

Morrone, O., Denham, S. S. & Zuloaga, F. O. 2004. Revisión 

taxonómica dei género Paspalum grupo Eriantha (Poaceae, 

Panicoideae, Paniceae). Annals of Missouri Botanical Gardens 

91: 225-246. 

Morrone, O., Filgueiras, T. S., Zuloaga, F. O. & Dubcovsky, J. 

1993. Revision of Anthaenantiopsis (Poaceae: Panicoideae: 

Paniceae). Systematic Botany 18: 434-453. 

Morrone, O., & Zuloaga, F. O. 1991. Revisión del género 

Streptostachys (Poaceae-Panicoideae), su posición sistemática 

dentro de la tribu Paniceae. Annals of the Missouri Botanical 

Garden 78: 359-376. 

Myers, N., Mittermeier, R. A., Mittermeier, C. G., da Fonseca, G. 

A. B. & Kent, J. 2000. Biodiversity hotspots for conservation 

priorities. Nature 403: 853-858. 

Oliveira, R. C. & Valls, J. F. M. 2002. Taxonomia de Paspalum L., 

grupo Linearia (Gramineae - Paniceae) do Brasil. Revista Brasileira 


Oliveira, R. P., Longhi-Wagner, H. M. & Giulietti, A. M. 2003. O 

gênero Ichnanthus (Poaceae: Paniceae) na Chapada Diamantina, 

Bahia, Brasil. Acta Botanica Brasilica 17: 49-70. 

Pensiero, J. F. 1999. Las especies sudamericanas del género 

Setaria (Poaceae, Paniceae). Darwiniana 37: 37-151. 

Peterson, P. M., Soreng, R. J., Davidse, G., Filgueiras, T. S., 

Zuloaga, F. O. & Judziewicz, E. J. 2001. Catalogue of New World 

Grasses (Poaceae): II. Subfamily Chloridoideae. Contributions 


Pirani, J. R., Giulietti, A. M., Mello-Silva, R. & Meguro, M. 1994. 

Chechlist & Patterns of Geografic Distribution of the Vegetation 

of Serra do Ambrósio, Minas Gerais, Brazil. Revista Brasileira 


Renvoize, S. A. 1984. The grasses of Bahia. Royal Botanical 


Renvoize, S. A. & Zuloaga, F. O. 1983. The genus Panicum group 

Lorea. Kew Bulletin 39: 185-202. 

Rodrigues-da-Silva, R. & Filgueiras, T. S. 2003. Gramíneas 

(Poaceae) da Área de Relevante Interesse Ecológico (ARIE) 

“Santuário de Vida Silvestre do Riacho Fundo”, Distrito Federal, 

Brasil. Acta Botanica Brasilica 17: 467-486. 

Sendulsky, T. & Burman, A. G. 1978. Paspalum species of Serra 

do Cipó (I): a contribution to the study of Brazilian Poaceae. 


Sendulsky, T. & Burman, A. G. 1980. Paspalum species of the 

Serra do Cipó (II): a contribution to the study of the Brazilian 

Poaceae. Revista Brasileira de Botânica 3: 23-35. 

Sendulsky, T. & Soderstrom, T. R. 1984. Revision of the South 

American Genus Otachyrium (Poaceae: Panicoideae). 

Smithsonian Contributions to Botany 57: 1-24. 

Shaw, R. B. 2000. Tropical grasslands & savannas. In: S. W. L. J. 

Everett (ed). Grasses: systematics & evolution. pp 351-355. 

CSIRO, Melbourne, Austrália. 

Sinha, N. R. & Kellogg, E. A. 1996, Parallelism & diversisty in 

multiple origins of C4 photosynthesis in the grass family. 

American Journal of Botany 83: 1458-1470. 

Soderstrom, T. R. & Zuloaga, F. O. 1989. A revision of the genus 

Olyra & the new segregate genus Parodiolyra (Poaceae: 


Bambusoideae: Olyreae). Smithsonian Contributions to 

Botany 69: 1-79. 

Soderstrom, T. S., Judziewicz, E. J. & Clark, L. G. 1988. 

Distribution patterns of neotropical bamboos. In: W.R. Heyer, 

& P.E. Vanzolini (eds). Proceedings Workshop on Neotropical 

Distribution Patterns. pp 121- 157. Academia Brasileira de 

Ciências, São Paulo, Brasil. 

Soreng, R. J., Peterson, P. M., Davidse, G., Judziewicz, E. J., Zuloaga, 

F. O., Filgueiras, T. S. & Morrone, O. 2003. Catalogue of New 

World Grasses (Poaceae): IV. Subfamily Pooideae. Contributions 


Stannard, B. L. 1995. Flora of the Pico das Almas: Chapada Diamantina 

- Bahia, Brazil. Royal Botanic Gardens, Kew, Reino 

Unido. 

Viana, P. L. & Lombardi, J. A. 2007. Florística e caracterização 

dos campos rupestre sobre canga na Serra da Calçada, Minas 


Viana, P. L. 2004 Contribuição para o conhecimento das Poaceae 

do Parque Estadual do Rio Preto, MG: Dissertação de Mestrado, 

Universidade Federal de Minas Gerais, Belo Horizonte, Brasil. 

Vincent, R. C. 2004. Florística, fitossociologia e relações entre 

a vegetação e o solo em área de campos ferruginosos no 

Quadrilátero Ferrífero, Minas Gerias. Tese de doutorado, 

Universidade de São Paulo, São Paulo. 

Watson, L. & Dallwitz, M.J. 1992. The grass genera of the world. 

University Press, Cambridge. 

Zanin, A. 2001. Revisão de Andropogon L.(Poaceae - Panicoideae 

- Andropogoneae) no Brasil. Tese de Doutorado, Universidade 


Zappi, D. C., Lucas, E., Stannard, B. L., Lughadha, E. N., Pirani, J. 

R., Queiroz, L. P., Atkins, S., Hind, D. J. N., Giulietti, A. M., 

Harley, R. M. & Carvalho, A. M. 2003. Lista das plantas vasculares 

de Catolés, Chapada Diamantina, Bahia. Boletim de 

Botânica da Universidade de São Paulo 21: 345-398. 

Zuloaga, F. O., Ellis, R. P. & Morrone, O. 1992. A revision of 

Panicum subgenus Phanopyrum section Laxa 

(Poaceae:Panicoideae:Paniceae). Annals of the Missouri 

Botanical Gardens 79: 770-818. 

Zuloaga, F. O. Ellis, R. P., & Morrone, O. 1993. A revision of 

Panicum subg. Dichanthelium sect. Dichanthelium (Poaceae: 

Panicoideae: Paniceae) in Mesoamerica, the West Indies, & 

South America. Annals of the Missouri Botanical Garden 80: 

119-190. 

Zuloaga, F. O., Morrone, O., Davidse, G., Filgueiras, T. S., 

Peterson, P. M., Soreng, R. J. & Judziewicz, E. 2003. Catalogue 

of New World Grasses (Poaceae): III. Subfamilies 

Panicoideae, Aristidoideae, Arundinoideae, & 

Danthonioideae. Contributions from the United States 

National Herbarium 46: 1-662. 

Zuloaga, F. O., Morrone, O., Vega, A. S., & Giussani, L. M. 1998. 

Revisión y análisis cladístico de Steinchisma (Poaceae: 

Panicoideae: Paniceae). Annals of the Missouri Botanical 

Garden 85: 631-656. 

Zuloaga, F. O., Saenz, A. A. & Morrone, O. 1986. El genero 

Panicum (Poaceae:Paniceae) sect. Cordovensia. Darwiniana 27: 

403-429. 

Zuloaga, F. O. & Sendulsky, T. 1988. A revsion of Panicum 

subgenus Phanopyrum section Stolonifera (Poaceae:Paniceae). 

Annals of the Missouri Botanical Gardens 75: 420-455.

○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ 

Eriocaulaceae na Cadeia do Espinhaço: 

riqueza, endemismo e ameaças 

FABIANE NEPOMUCENO COSTA 1 * 

MARCELO TROVO 2 

PAULO TAKEO SANO 2 

1 Universidade Federal dos Vales do Jequitinhonha e Mucuri, Minas Gerais, Brasil. 

2 Universidade de São Paulo, São Paulo, Brasil. 

* email: fncosta@hotmail.com 

RESUMO 

Eriocaulaceae se destaca como uma das famílias mais representativas dos campos rupestres 

do Espinhaço, não só pela grande riqueza específica, mas também pelo elevado número de 

táxons endêmicos desta formação geológica. O principal centro de diversidade de Eriocaulaceae 

situa-se no Espinhaço, onde são encontrados representantes de sete gêneros, dentre os 11 

descritos para a família. Estimar o número de espécies de Eriocaulaceae que ocorre nesta 

formação geológica é uma tarefa bastante difícil, devido principalmente ao grande número de 

espécies, a falta de levantamentos florísticos em boa parte do Espinhaço e a carência de 

estudos taxonômicos de muitos grupos da família. Este trabalho teve por objetivo compilar 

todos os dados disponíveis acerca da riqueza e distribuição geográfica das Eriocaulaceae na 

Cadeia do Espinhaço, visando diagnosticar o atual status de conhecimento da família e as 

possíveis ameaças à conservação de sua diversidade. Dentre as 548 espécies estimadas para o 

Brasil, cerca de 70% ocorrem na Cadeia do Espinhaço e, destas, cerca de 85% são endêmicas 

desta área, algumas com distribuição bastante restrita. A área de ocorrência restrita, associado 

ao extrativismo de sempre-vivas e à destruição dos habitats, representa séria ameaça à 

conservação de muitas espécies desta família. Atualmente 54 estão incluídas na lista vermelha 

de espécies ameaçadas de extinção do estado de Minas Gerais, e sete já são consideradas 

extintas. A elevada riqueza específica no Espinhaço, o alto nível de endemismo, o uso ornamental 

de muitas espécies pelas comunidades locais e as lacunas de conhecimento de diversas 

áreas da Cadeia e de muitos táxons de Eriocaulaceae atestam para a necessidade de estudos 

visando o conhecimento, a conservação e o desenvolvimento de práticas de manejo com 

representantes dessa família. 

ABSTRACT 

Eriocaulaceae is one of the most representative families of the rocky outcrops from the Espinhaço 

Range, not only for the great specific richness, but also for raised number of endemic taxa of this 

geologic formation. The main center of diversity of Eriocaulaceae places in the Espinhaço Range, 

where are found representatives of seven genera, amongst the 11 described for the family. Estimating 

the number of species of Eriocaulaceae that occur in this geologic formation is a difficult task, 


118 | Eriocaulacea na Cadeia do Espinhaço: riqueza, endemismo e ameaças 

mainly because of the great number of species, the lack of flora surveys in a great part of the 

Espinhaço and also lack of taxonomic studies of many groups of the family. This work had for 

objective to compile all the available data concerning the richness and distribution of the species of 

the Eriocaulaceae in Espinhaço Range, aiming to diagnosis the current status of knowledge of family 

and possible risks to the conservation of its diversity. Amongst the 548 species estimated for Brazil, 

about 70% occur in the Espinhaço Range, of these, about 85% are endemic of this area, some with 

very restricted distribution. The restricted area of occurrence, associate to the intensive collecting of 

everlasting (sempre-vivas) and the destruction of habitats, represents serious risk to the conservation 

of many species of this family. Currently 54 are enclosed in the red list of species endangered of 

extinction of the state of Minas Gerais, moreover, seven already are considered extinct. The raised 

specific richness in the Espinhaço Range, the high level of endemism, the use of many species for the 

local communities and the gaps of knowledge of diverse areas of the Espinhaço and many taxa of 

Eriocaulaceae, points out for the necessity of studies aiming at the knowledge, the conservation and 

the development of handling practices in this family. 

INTRODUÇÃO 

Nos campos rupestres da Cadeia do Espinhaço, uma 

família de plantas se destaca tanto pela presença significativa 

de seus representantes quanto pelo fato de apresentar, 

nesse ambiente, níveis muito altos de endemismo 

de suas espécies: Eriocaulaceae. Esse grupo, além 

de ser um dos mais representativos dos campos rupestres, 

é também uma das famílias diagnósticas desse 

bioma, juntamente com espécies de outros grupos de 

monocotiledôneas, pertencentes principalmente a 

Velloziaceae, Xyridaceae, Poaceae e Cyperaceae. 

Os representantes de Eriocaulaceae podem ser facilmente 

reconhecidos pela presença de inflorescências 

em forma de capítulos. A família compreende aproximadamente 

1200 espécies (Giulietti & Hensold, 1990) 

e 11 gêneros. Destes, apenas Eriocaulon apresenta distribuição 

pantropical (Giulietti & Hensold, 1990); 

Syngonanthus e Paepalanthus possuem representantes 

na África e nas Américas e o gênero Mesanthemum 

ocorre apenas na África (Giulietti & Hensold, 1990). 

Lachnocaulon, Leiothrix, Tonina, Rondonanthus, Philodice, 

Actinocephalus e Blastocaulon são gêneros restritos ao 

continente americano, mas com diferentes áreas de 

ocorrência. Excetuando-se Rondonanthus, Lachnocaulon, 

Tonina e Mesanthemum, todos os outros gêneros são representados 


Eriocaulaceae possui dois centros de diversidade: 

o principal situa-se nas montanhas da Cadeia do 

Espinhaço em Minas Gerais e Bahia, e um centro secundário 

encontra-se localizado nas montanhas da Venezuela 

e nas Guianas. Além da presença de um grande 


número de espécies no Espinhaço, muitos táxons são 

endêmicos desta formação geológica, alguns com distribuição 

bastante restrita, ocorrendo em uma única 

localidade ou alto de serra. 

Tanto na porção mineira do Espinhaço, como na 

Chapada Diamantina, na Bahia, há diversas espécies, 

pertencentes principalmente ao gênero Syngonanthus, 

que apresentam importância econômica para as populações 

locais, onde são conhecidas e comercializadas 

como “sempre-vivas”. 

Este trabalho teve como objetivo compilar todos os 

dados disponíveis acerca da riqueza e distribuição geográfica 

das Eriocaulaceae na Cadeia do Espinhaço, visando 

diagnosticar o atual status de conhecimento da 

família e as ameaças à conservação de sua diversidade. 

ESTUDOS EM ERIOCAULACEAE 

Estimar o número de espécies de Eriocaulaceae que 

ocorre na Cadeia do Espinhaço é, para alguns táxons, 

uma tarefa difícil, devido principalmente ao grande 

número de espécies que ocorre nos campos rupestres, 

à falta de levantamentos florísticos de grande parte do 

Espinhaço e à carência de revisões taxonômicas de 

muitos grupos da família. 

As pesquisas recentes tratando de táxons brasileiros 

de Eriocaulaceae englobam principalmente estudos 

anatômicos e químicos (Andrade et al., 1999; Castro & 

Menezes, 1995; Coan et al., 2002; Kraus et al., 1996; 

Mayworm & Salatino, 1993; Oriani et al., 2005; Ricci et 

al., 1996; Salatino et al., 2000; Santos et al., 1999;

Scatena & Bouman, 2001; Scatena & Menezes, 1993, 

1995; Scatena & Rosa, 2001; Scatena et al., 1996, 1998, 

1999; Splett et al., 1993) e estudos taxonômicos de alguns 

grupos (Giulietti, 1984; Hensold & Giulietti, 1991; 

Hensold, 1988; Tissot-Squali, 1997; Sano, 1999; Lazzari, 

2000; Costa, 2005). Dados sobre biologia reprodutiva 

(Ramos et al., 2005; Figueira, 1998; Sano, 1996), filogenia 

e evolução (Giulietti et al. 1995, 2000; Unwin, 2004) 

ainda são escassos. Levantamentos florísticos em áreas 

fora da Cadeia do Espinhaço foram efetuados apenas 

em Santa Catarina (Moldenke & Smith, 1976), Distrito 

Federal (dados não publicados) e São Paulo (dados não 

publicados). Em Minas Gerais, encontra-se em andamento 

o estudo de Eriocaulaceae do Parque Nacional do 

Caparaó e do Parque Estadual de Ibitipoca, que não fazem 

parte do Espinhaço. 

Na Cadeia do Espinhaço, os dados publicados que tratam 

da riqueza e distribuição geográfica de Eriocaulaceae 

ainda são restritos a poucas áreas. Na porção mineira, 

onde se concentra o maior número de espécies da família, 

alguns táxons já foram estudados em levantamentos 

efetuados na Serra do Cipó (Giulietti, 1978; Parra, 

1998; Hensold, 1998; Sano, 1998a; Costa, 2001) e em 

Grão-Mogol (dados não publicados). As demais áreas 

permanecem sem informação sobre a riqueza específica, 

podendo ser inferida apenas por meio de coleções 

depositadas nos herbários. Na Bahia, foram estudadas 

as Eriocaulaceae de Mucugê (Giulietti, 1986), Catolés 

(Giulietti et al., 2003), Pico das Almas (Giulietti & Parra, 

1995), Morro do Pai Inácio e Serra da Chapadinha (Miranda 

& Giulietti, 2001). Descrições de novas espécies 

de Eriocaulaceae para a Cadeia do Espinhaço foram 

publicadas por Hensold (1988), Sano (1998b), Giulietti 

(1996), Costa (2006) e principalmente por Ruhland 

(1903) e Silveira (1908, 1928). Estes últimos trabalhos 

(Ruhland, 1903; Silveira, 1908, 1928) ainda são, para 

alguns grupos de Eriocaulaceae, as únicas fontes de 

conhecimento sobre taxonomia, riqueza e área de ocorrência 

de muitas espécies. 

RIQUEZA E DISTRIBUIÇÃO GEOGRÁFICA 

Os gêneros de Eriocaulaceae que ocorrem no Espinhaço, 

o número de espécies já descritas para cada um 

deles e o número estimado de espécies que ocorrem 

nesta formação geológica revelam alta riqueza para a 

região (Tabela 1). Giulietti et al. (1997) estimaram que 

na Cadeia do Espinhaço ocorrem mais de 4.000 espécies 

de plantas vasculares, Eriocaulaceae, portanto, 

corresponderia a quase 10% do total destas espécies. 

TABELA 1 – Relação dos gêneros de Eriocaulaceae que ocorrem 

na Cadeia do Espinhaço, número de espécies descritas para 

cada gênero e número estimado de espécies que ocorrem no 

Espinhaço. 

GÊNEROS NÚMERO TOTAL ESTIMATIVA DO 

QUE OCORREM DE ESPÉCIES NÚMERO DE ESPÉCIES 

NO ESPINHAÇO POR GÊNERO NO ESPINHAÇO 

Actinocephalus 47 42 

Blastocaulon 05 05 

Eriocaulon 400* 18 

Leiothrix 42 36 

Paepalanthus 377 217 

Philodice 02 01 

Syngonanthus 200* 70 

Total 1073 379 

*Segundo Stützel (1998) 

Costa, Trovo & Sano | 119 

Dos gêneros da família, Actinocephalus é o que apresenta 

a maior quantidade de informações acerca da riqueza 

e distribuição geográfica das espécies. O gênero 

é composto basicamente por espécies que pertenciam 

à Paepalanthus sect. Actinocephalus e P. subsect. 

Aphorocaulon (Sano, 2004; Costa, 2005); é endêmico do 

Brasil e conta com 47 espécies, sendo que 42 ocorrem 

no Espinhaço. Destas, apenas A. bongardii (A. St.-Hil.) 

Sano, A. polyanthus (Bong.) Sano, A. ramosus (Wikstr.) 

Sano e A. denudatus (Körn.) Sano ocorrem além dos limites 

da Cadeia, as outras 38 espécies são restritas ao 

Espinhaço. O centro de diversidade do gênero situa-se 

na porção mineira da Cadeia, onde são encontradas 41 

espécies, sendo que 18 são endêmicas do Planalto de 

Diamantina. Na Chapada Diamantina (BA) ocorrem cinco 

espécies, entre elas A. herzogii (Moldenke) Sano, endêmica 

desta área. A maioria das espécies de 

Actinocephalus apresenta distribuição geográfica restrita, 

algumas são conhecidas por pequenas populações, 

estando inclusive fora de unidades de conservação, 

como A. aggregatus F. N. Costa, endêmica da porção 

norte da Serra do Cipó, nas proximidades de Congonhas 

do Norte e A. ciliatus (Bong.) Sano, que ocorre nas áreas 

adjacentes aos municípios de Serro e Diamantina. 

O gênero Blastocaulon conta com cinco espécies restritas 

à Cadeia do Espinhaço, a maioria concentrada no 

Planalto de Diamantina. Apenas B. prostratum (Körn.) 

Ruhland e B. scirpeum (Mart.) Giul. são encontradas também 

na Chapada Diamantina (Miranda & Giulietti, 2001). 

Estima-se, para Eriocaulon, em torno de 400 espécies 

(Stützel, 1998). É o maior gênero da família e o único 

com distribuição pantropical (Giulietti & Hensold, 1990). 



Giulietti (1978) registrou sete espécies na Serra do Cipó. 

Na Cadeia do Espinhaço, há registros da ocorrência de 

aproximadamente 20 espécies. Contudo, esse é um 

gênero com poucos dados publicados e provavelmente 

a diversidade no Espinhaço é bem maior do que o estimado 

no presente. 

O gênero Leiothrix possui 42 espécies restritas à 

América do Sul e com centro de diversidade nas serras 

de Minas Gerais (Giulietti & Hensold, 1990). Na Cadeia 

do Espinhaço ocorrem aproximadamente 36 espécies, 

sendo que, destas, cerca de 70% são endêmicas de Minas 

Gerais, distribuídas desde a Serra do Cipó e a Serra 

do Caraça, ao sul, até a Serra de Grão-Mogol e Itacambira, 

ao norte. 

Paepalanthus é o segundo maior gênero da família e 

o mais complexo do ponto de vista taxonômico. Atualmente 

conta com aproximadamente 380 espécies distribuídas 

na África, América Central e do Sul, agrupadas 

em diferentes categorias infragenéricas (Tabela 2). 

O centro de diversidade do gênero localiza-se na Cadeia 

do Espinhaço, com mais de 200 espécies ocorrendo 

na área. Desse total, aproximadamente 82 % são 

endêmicas da região. Dos subgêneros de Paepalanthus 

com representantes no Espinhaço, apenas P. subg. 

Xeractis e P. subg. Platycaulon tiveram suas revisões 

taxonômicas já efetuadas. 


Dentre as 47 espécies pertencentes a Paepalanthus 

subg. Platycaulon, 24 estão no Espinhaço. Apenas 

P. rigidulus Mart. ocorre na Chapada Diamantina; as 

demais são restritas à porção mineira da Cadeia, ocorrendo 

desde a Serra do Cipó, onde há várias espécies 

endêmicas, como P. bromelioides Silveira, até o Planalto 

de Diamantina. 

Paepalanthus subg. Xeractis apresenta 28 espécies, 

todas restritas à porção mineira da Cadeia do Espinhaço, 

ocorrendo desde o sul desta Cadeia até a Serra do 

Cabral e Planalto de Diamantina, ao norte. Aproximadamente 

60 % das espécies deste subgênero são 

endêmicas da Serra do Cipó, algumas com área de distribuição 

bastante restrita, como P. ater Silveira, 

endêmica do Morro do Breu, situado no trecho central 

desta Serra. 

Paepalanthus subg. Thelxinoë conta com apenas duas 

espécies: P. scleranthus Ruhland e P. leucocephalus 

Ruhland, ambas restritas ao Espinhaço Meridional. 

Dentre os subgêneros de Paepalanthus, o de caracterização 

mais complexa e também o que possui o maior 

número de espécies é Paepalanthus subg. Paepalanthus [referido 

por Ruhland (1903) como P. subg. Paepalocephalus], 

que agrega mais de 250 espécies agrupadas em quatro 

seções. Paepalanthus distichophylus Mart., única 

espécie de P. sect. Dyostiche, é endêmica da porção 

TABELA 2 – Relação dos táxons infragenéricos reconhecidos atualmente para Paepalanthus Mart. Entre parênteses está o número 

aproximado de espécies que ocorre na Cadeia do Espinhaço. 

SUBGÊNEROS 

P. subg. Thelxinoë (2) 

P. subg. Xeractis (28) 

P. subg. Monosperma (0) 

P. subg. Psilandra (1) 

P. subg. Platycaulon (24) 

P. subg. Paepalanthus (152) 

SEÇÕES 

P. sect. Divisi (17) 

P. sect. Conferti (7) 

P. sect. Conodiscus (2) 

P. sect. Dyostiche (1) 

P. sect. Diphyomene (7) 

P. sect. Paepalanthus (142) 

SUBSEÇÕES 

P. subsect. Polycladus (2) 

P. subsect. Actinocephaloides (6) 

P. subsect. Dicocladus (1) 

P. subsect. Polyactis (25) 

P. subsect. Paepalanthus (108) 

SÉRIES 

P. ser. Dimeri (4) 

P. ser. Leptocephali (12) 

P. ser. Rosulati (4) 

P. ser. Variabilis (84) 

P. ser. Vivipari (4)

mineira do Espinhaço, ocorrendo entre a Serra do Cipó 

e o Planalto de Diamantina. Paepalanthus sect. 

Conodiscus possui três espécies, sendo que uma 

ocorre no estado de Goiás e as outras duas, 

P. sphaerocephalus Ruhland e P. exiguus (Bong.) Körn., 

ocorrem nas serras de Minas e da Bahia. Paepalanthus 

sect. Diphyomene conta com 16 espécies, duas delas, 

P. flaccidus (Bong.) Kunth e P. giganteus Sano, ocorrem 

na Serra do Cipó (Costa, 2001) bem como em outras 

áreas de Minas e do Centro-Oeste. Estima-se que, ao 

longo do Espinhaço, ocorram de seis a oito espécies pertencentes 

a este táxon. Paepalanthus sect. Paepalanthus 

[referido por Ruhland (1903) como P. sect. Eriocaulopsis] 

é a seção com maior número de espécies, das quais 

aproximadamente 60% ocorrem na Cadeia do Espinhaço, 

a maioria concentrada no estado de Minas Gerais. 

O gênero Paepalanthus é, inquestionavelmente, o mais 

carente de informações e o que necessita de um maior 

esforço de pesquisas, inclusive em relação à sua circunscrição, 

uma vez que se trata de um táxon polifilético 

(Giulietti et al., 1995; Gilietti et al., 2000; Unwin, 2004). 

O gênero Philodice conta com apenas duas espécies, 

das quais uma, P. hoffmannseggii Mart. ocorre na Cadeia 

do Espinhaço, no Planalto de Diamantina. 

Syngonanthus possui aproximadamente 200 espécies 

distribuídas em cinco seções: S. sect. Syngonanthus, 

S. sect. Carphocephalus, S. sect. Eulepis, S. sect. 

Thysanocephalus, S. sect. Chalarocaulon. Destas, apenas 

S. sect. Eulepis foi revisada (Lazzari, 2000). Na Serra do 

Cipó são encontradas 20 espécies de Syngonanthus 

(Parra, 1998) e se estima que mais de 70 ocorram na 

Cadeia do Espinhaço. Muitas espécies do gênero têm 

importância econômica: mais de 20 espécies, pertencentes 

principalmente à S. sect. Eulepis, são comercializadas 

como “sempre-vivas” ao longo da Cadeia, 

algumas das quais restritas a pequenas áreas, como 

S. mucugensis, endêmica de Mucugê, na Chapada Diamantina, 

e S. brasiliana, restrita à Serra do Ambrósio, 

no município de Rio Vermelho, em Minas Gerais. 

Giulietti et al. (2005) citam a ocorrência de 548 espécies 

de Eriocaulaceae no Brasil, portanto, no Espinhaço, 

ocorreriam aproximadamente 70% das espécies 

brasileiras, a maioria delas na porção mineira. Na 

Chapada Diamantina, segundo Giulietti et al. (2005), 

há registros da ocorrência de 50 espécies novas de 

Eriocaulaceae ainda por serem descritas. Em Minas 

Gerais, principalmente no Planalto de Diamantina, onde 

se localiza o centro de diversidade de muitos táxons da 

família, provavelmente a riqueza específica seja ainda 

bem maior do que a estimada atualmente. 

ENDEMISMOS 


Além da grande riqueza de espécies pertencentes a 

diversas famílias botânicas, uma outra característica 

marcante dos campos rupestres da Cadeia do Espinhaço 

é o elevado número de táxons endêmicos desta formação 

geológica. 

Dentre as espécies de Eriocaulaceae que ocorrem no 

Espinhaço, estima-se que aproximadamente 85% sejam 

endêmicas, a maioria delas restrita a pequenas localidades, 

sendo inclusive denominadas como “microendêmicas” 

ou endêmicas restritas. 

Parte do endemismo decorre de problemas taxonômicos. 

Existem espécies conhecidas apenas do material-tipo 

e, portanto, coletadas somente em uma única 

localidade. Associada a essa realidade existe a lacuna 

de revisões taxonômicas mais recentes, que permitam 

avaliar o status real dessas espécies: se de fato são ou 

não passíveis de serem reconhecidas como tais. Há também 

a possibilidade de que um certo número de híbridos 

tenham sido descritos como espécies novas, o que 

também colabora para o aumento da riqueza e da taxa 

de endemismo. 

Outra razão para o elevado número de espécies conhecidas 

apenas de uma localidade ou de um material 

diz respeito ao esforço de coleta. Se por um lado existem 

áreas da Cadeia do Espinhaço que apresentam grande 

esforço amostral, como é o caso da Serra do Cipó, 

por exemplo, por outro lado, existem lacunas de conhecimento, 

sobretudo na porção mais setentrional do 

Espinhaço mineiro, o que certamente se reflete no número 

e ocorrência de espécies. Esse é o caso, por exemplo, 

de Actinocephalus divaricatus (Bong.) Sano, que havia 

sido referida para Diamantina, Minas Gerais. Coletas 

intensivas na Bahia ampliaram a área de ocorrência da 

espécie para o norte, na Chapada Diamantina; e para o 

sul, na Serra do Cipó, em Minas Gerais. 

Como característica biológica, a família, de modo geral, 

coloniza áreas de grande altitude e, portanto, de acesso 

difícil. A pouca acessibilidade das áreas de ocorrência 

é outro fator que também está ligado ao número e à 

ocorrência de registros de espécies de Eriocaulaceae. A 

ampliação do esforço amostral em número de coletas e 

de áreas coletadas tem trazido o registro de novas áreas 

de ocorrência para espécies antes conhecidas de uma 

única localidade. Porém, é real que essa ampliação tem 

intensificado também o número de espécies novas descritas 

(ou a serem descritas), aumentando o registro de 

novos endemismos. 



À parte os problemas taxonômicos e as lacunas de 

coleta, existem inúmeros outros casos de endemismos 

que, de fato, refletem a história evolutiva da família. 

São testemunhos ou de uma distribuição mais ampla 

da espécie e que hoje se encontra mais restrita (paleoendemismo) 

ou de uma especiação recente cujos 

indivíduos ainda não colonizaram outras regiões (neoendemismo). 

O fato é que estudos nessa área do conhecimento 

são urgentes e necessários para que se 

possa explicar não somente a história evolutiva de 

Eriocaulaceae como também o próprio histórico de 

colonização da Cadeia do Espinhaço por essas plantas. 

EXTRATIVISMO DE SEMPRE-VIVAS 

Com o declínio do ciclo do ouro e do diamante, parte 

da população do Espinhaço encontrou como alternativa 

de fonte de renda o extrativismo de “sempre-vivas”. 

Sempre-vivas é o nome popular dado a escapos e 

inflorescências de plantas que mantêm a aparência de 

estruturas vivas, mesmo depois de destacadas e secas, 

sendo empregadas na decoração de interiores (Giulietti 

et al., 1988). As espécies comercializadas pertencem a 

diferentes famílias, como Xyridaceae, Cyperaceae, 

Poaceae e principalmente Eriocaulaceae. 

A comercialização deste produto teve início nas décadas 

de 1930 e 1940, e seu auge ocorreu entre os anos 

de 1970 e 1980, com o aumento da demanda neste 

período influenciado pelo interesse na exportação para 

os Estados Unidos, Japão e alguns países da Europa 

(Giulietti et al., 1988). 

A maioria das espécies comercializadas é restrita aos 

campos rupestres da Cadeia do Espinhaço. As duas principais 

áreas de ocorrência destas plantas localizam-se 

na região do Planalto de Diamantina, em Minas Gerais, 

e nos arredores de Mucugê, na Bahia, consideradas 

pólos produtores de sempre-vivas (Lazzari, 2000). 

Na região de Diamantina, embora 25 espécies de 

Eriocaulaceae sejam comercializadas como sempre- vivas 

(Giulietti et al., 1996), a exploração é mais concentrada 

em algumas espécies (Giulietti et al., 1988), especialmente 

S. elegans (Bong.) Ruhland, popularmente 

conhecida como sempre-viva pé-de-ouro; e S. elegantulus 

Ruhland e S. dealbatus Silveira, ambas conhecidas pelo 

nome de brejeira. 

Há registros que apontam que, somente no ano de 

1984, a quantidade de plantas comercializadas de sempre-viva 

pé-de-ouro e de brejeira somam 60 toneladas 


(Giulietti et al., 1988). Por ser uma das sempre-vivas 

mais exploradas e que atinge maior valor comercial, 

S. elegans (Bong.) Ruhland sofreu redução drástica em 

sua área de ocorrência, tendo desaparecido em muitos 

locais, fato que a coloca atualmente como uma 

das espécies ameaçadas de extinção, juntamente com 

outras 53 espécies da família (Biodiversitas, 2007). 

Na Bahia, Syngonanthus mucugensis Giulietti é a principal 

espécie explorada como sempre-viva, inclusive, 

seu extrativismo indiscriminado dizimou grande parte 

de suas populações, o que levou o IBAMA, no início 

dos anos 1990, a proibir a colheita e, apenas com o 

estabelecimento do projeto “Sempre Viva” em 1996, 

a situação apresentou melhoras. Este projeto contou 

com inúmeras parcerias de instituições políticas, científicas 

e de representação social e culminou na criação 

efetiva do Parque Municipal de Mucugê. Com essa 

iniciativa, empregos e fontes de renda foram gerados 

para parte da população local, bem como garantida a 

sobrevivência da espécie (Teixeira & Linsker, 2005). 

Na comunidade de Galheiros, localizada no município 

de Diamantina, a atuação de empresas privadas e 

organizações não-governamentais, como a Terra 

Brasilis, Mão de Minas e SEBRAE, têm incentivado o 

uso de sempre-vivas e de outras plantas na confecção 

de peças artesanais. Tal atividade proporciona o aumento 

da renda, com a venda desses produtos, em relação 

à venda obtida do produto não manufaturado. A ação 

conjunta destes órgãos vem aumentando a consciência 

da comunidade quanto à necessidade de conservação 

das sempre-vivas, reduzindo os impactos do extrativismo 

desordenado. 

A exploração de sempre-vivas, principalmente em 

Minas Gerais e Bahia, conduz a uma reflexão sobre diferentes 

aspectos do extrativismo e conservação destas 

espécies. Alguns deles merecem especial destaque. 

O primeiro aspecto é o da real necessidade de conservação 

destas espécies, uma vez que as populações 

naturais têm diminuído consideravelmente, refletindo 

diretamente no número de espécies ameaçadas de 

extinção. Outro aspecto importante é a relevância de 

trabalhos em parceria dos órgãos políticos com as Universidades, 

como o projeto “Sempre Vivas” em Mucugê, 

que é um modelo premiado neste tipo de trabalho 

(Teixeira & Linsker, 2005). 

Por fim, não se pode ignorar o aspecto social envolvido 

na questão da conservação/exploração de semprevivas. 

Muitas são as comunidades que contam exclusivamente 

com o extrativismo como única fonte de

enda (Giulietti et al., 1988). Muitos são os atravessadores 

e exportadores envolvidos no comércio de sempre-vivas, 

assim como grande é a renda gerada para os 

municípios neste negócio. Diante disso, temos que o 

problema do extrativismo e da conservação de sempre-vivas 

precisa ser pensado não só do ponto de vista 

biológico, mas também sob o aspecto político e social. 

AMEAÇAS X CONSERVAÇÃO DAS ESPÉCIES 

Representantes de Eriocaulaceae ocorrem, na sua grande 

maioria, em áreas de campo rupestre, nos campos 

entre os afloramentos rochosos em meio a uma matriz 

graminóide. Estas áreas na região da Cadeia do Espinhaço 

têm sofrido enorme pressão agrícola e pecuária. 

Grandes e pequenas propriedades têm cada vez mais 

avançado sobre estas terras na intenção de expandir as 

pastagens e as áreas de cultivo, inclusive com uso de 

fogo. Outro problema muito freqüente é a atividade de 

empresas mineradoras. Além do grande impacto que 

causam no ambiente como um todo, em geral seu modo 

de operação consiste, de início, justamente na retirada 

das camadas superficiais do solo, sobre as quais encontram-se 

instaladas as espécies herbáceas. 

A distribuição geográfica das espécies, geralmente 

restrita a pequenas áreas, associada à destruição do 

habitat (fogo, garimpo, mineração, expansão da agricultura 

e pecuária) e ao extrativismo de sempre-vivas, 

contribuem para que Eriocaulaceae seja uma das 

famílias mais ameaçadas dos campos rupestres do estado 

de Minas Gerais. Atualmente, 54 espécies de 

Eriocaulaceae estão incluídas na lista vermelha de espécies 

ameaçadas de extinção do estado de Minas 

Gerais: 23 delas na categoria Criticamente em Perigo, 

19 na categoria Em Perigo e 12 espécies na categoria 

Vulnerável (Biodiversitas, 2007). Dado mais alarmante 

ainda é o número de táxons da família considerados 

extintos: sete. São eles: Actinocephalus cipoensis 

(Silveira) Sano, Eriocaulon melanolepis Silveira, Leiothrix 

gomesii Silveira, Leiothrix linearis Silveira, Paepalanthus 

argenteus var. elatus (Bong.) Hensold, Paepalanthus 

lepidus Silveira e Paepalanthus perbracchiatus Silveira. 

Esses números, mais do que motivo de preocupação e 

alerta, devem servir também como uma chamada de 

atenção para a necessidade de políticas públicas e de 

ações sociais voltadas para a preservação desse 

patrimônio natural que vem sendo perdido ao longo 

do tempo. 

CONSIDERAÇÕES FINAIS 

A Cadeia do Espinhaço configura-se como ambiente 

único não apenas em termos de paisagem como também 

no que diz respeito à sua ocupação pelos organismos 

que ali vivem. Nesse contexto, Eriocaulaceae 

evidencia-se como uma das famílias que apresentam sua 

maior diversidade e riqueza nesses locais. A abundância 

de espécies, o alto nível de endemismo, o caráter do 

uso dessas espécies pelas comunidades locais atestam 

para a necessidade do conhecimento, da preservação e 

do manejo dessa família. À singularidade do ambiente 

soma-se, portanto, a singularidade da família. 

Para que se possa identificar a real riqueza e a distribuição 

geográfica das espécies de Eriocaulaceae na Cadeia 

do Espinhaço, será necessária uma concentração 

de esforços para amostrar áreas ainda pouco inventariadas 

da Cadeia, como por exemplo, as serras situadas na 

porção setentrional do Espinhaço mineiro e algumas 

áreas da porção meridional, como Morro do Breu, serras 

de Congonhas do Norte e Santana de Pirapama, Planalto 

de Diamantina, Chapada do Couto e Serra do Cabral. 

Além disso, é imprescindível um maior investimento 

na formação de especialistas nesta família, uma vez que 

a falta de estudos de taxonomia e de sistemática em 

diversos táxons, além da carência de estudos em outras 

áreas, como biologia reprodutiva e dinâmica das 

populações, dificultam o estabelecimento de estratégias 

de conservação e de manejo destas plantas. 


Os autores agradecem ao Alexsander Araújo Azevedo 

(Alex), do Instituto Biotrópicos de Pesquisa em Vida 

Silvestre, pelo convite para participar deste volume da 

Megadiversidade. 



Andrade, F. D. P.; Santos, L. C.; Dokkedal, A. L. & Vilegas, W. 

1999. Acyl glucosylated flavonols from Paepalanthus species. 

Phytochemistry 51: 411-415. 

Biodiversitas, 2007. Revisão das Listas das Espécies da Flora e 

da Fauna Ameaçadas de Extinção no Estado de Minas Gerais. 

http://www.biodiversitas.or0g.br/listas-mg/. Acessado em 16/ 

07/2008. 

Castro, N. M. & Menezes, N. L. 1995. Aspectos da anatomia 

foliar de algumas espécies de Paepalanthus Kunth, 



Eriocaulaceae da Serra do Cipó (Minas Gerais). Acta Botânica 

Brasílica 9(2): 213-229. 

Coan A. I.; Scatena, V. L. & Giulietti, A. M. 2002. Anatomia de 

algumas espécies aquáticas de Eriocaulaceae brasileiras. Acta 

Botânica Brasílica 16(4): 371-384. 

Costa, F. N. 2001. Flora da Serra do Cipó, Minas Gerais: 

Blastocaulon Ruhland, Paepalanthus subg. Thelxinoë Ruhland e 

Paepalanthus subg. Paepalocephalus Ruhland pro parte 

(Eriocaulaceae). Dissertação de Mestrado, Universidade de 

São Paulo, São Paulo. 

Costa, F. N. 2005. Recircunscrição de Actinocephalus (Körn.) Sano 

– Eriocaulaceae. Tese de Doutorado, Universidade de São 

Paulo, São Paulo. 

Costa, F. N. 2006. Three new species of Actinocephalus (Körn.) 

Sano (Eriocaulaceae) from Minas Gerais. Novon 16: 212-215. 

Figueira, J. E. C. 1998. Dianâmica de populações de Paepalanthus 

polyanthus (Eriocaulaceae) na Serra do Cipó, MG. Tese de 

Doutorado, Universidade Estadual de Campinas, Campinas. 

Giulietti, A. M. 1978. Os gêneros Eriocaulon L. e Leiothrix Ruhl. 

(Eriocaulaceae) na Serra do Cipó. Tese de Doutorado, Universidade 


Giulietti, A. M. 1984. Estudos taxonômicos no gênero Leiothrix 

Ruhland (Eriocaulaceae). Tese de Livre Docência, Universidade 


Giulietti, A. M. 1986. Eriocaulaceae. In: R.M. Harley & N.A. 

Simmons (eds.). Florula of Mucugê. Royal Botanic Gardens, Kew. 

Giulietti, A. M. 1996. Novas espécies no gênero Syngonanthus 

Ruhl. (Eriocaulaceae) para o Brasil. Boletim de Botânica da 

Universidade de São Paulo 15: 63-71. 

Giulietti, A. M. & Hensold, N. 1990. Padrões de distribuição 

geográfica dos gêneros de Eriocaulaceae. Acta Botânica 

Brasílica 4(1): 133-159. 

Giulietti, A. M. & Parra, L. R. 1995. Eriocaulaceae. In: B. Stannard 

(ed.). Flora of Pico das almas, Bahia, Brazil. Royal Botanic 

Gardens. Kew. 

Giulietti, A. M.; Amaral, M. C. & Bittrich, V. 1995. Phylogenetic 

analysis of inter- and infrageneric relationships of Leiothrix 

Ruhland (Eriocaulaceae). Kew Bulletin 50: 55-71. 

Giulietti, A. M.; Wanderley, M. G. L.; Longhi-Wagner, H. M.; Pirani, 

J. R. & Parra, L. R. 1996. Estudos em “sempre-vivas”: taxonomia 

com ênfase nas espécies de Minas Gerais, Brasil. Acta Botânica 

Brasílica 10(2): 329-376. 

Giulietti, A. M.; Pirani, J. R. & Harley, R. M. 1997. Espinhaço 

Range Region, Eastern Brazil. In: S.D. Davis; V.H. Heywood; 

O.Herrera-MacBryde; L.Villa-Lobos & A.C.Hamilton (eds). 

Centres of Plant Diversity. A guide and Strategy for their 

Conservation, 3. The Americas. pp 397-404. IUCN Publications 

Unit, Cambridge. 

Giulietti, A. M.; Scatena, V. L.; Sano, P. T.; Parra, L. R.; Queiroz, L. 

P.; Harley, R. M.; Menezes, N. L.; Ysepon, A. M. B.; Salatino, 

A.; Salatino, M. L.; Vilegas, W.; Santos, L. C.; Ricci, C. V.; Bonfim, 

M. C. P. & Miranda, E. B. 2000. Multidisciplinary Studies on 

Neotropical Eriocaulaceae. In: K.L. Wilson & D.A. Morrison 

(eds). Monocots: systematic and evolution. pp 580-589. 

CSIRO, Melbourne, Austrália. 

Giulietti, A. M.; Parra, L. R. & Sano, P. T. 2003. Eriocaulaceae. In: 

D.C. Zappi; E. Lucas; B.L. Stannard; E.N. Lughadha; J.R. Pirani; 

L.P. de Queiroz; S. Atkins; D.J.N. Hind; A.M. Giulietti; R.M. 

Harley & A.M de Carvalho. Lista das Plantas Vasculares de 


Catolés, Chapada Diamantina, Bahia, Brasil. Boletim de Botânica 

da Universidade de São Paulo 21(2): 345-398. 

Giulietti, A. M.; Harley, R. M.; Queiroz, L. P.; Wanderley, M. G. L. 

& Van den Berg, C. 2005. Biodiversidade e conservação das 

plantas no Brasil. Megadiversidade 1(1): 52-61. 

Giulietti, N.; Giulietti, A. M.; Pirani, J. R. & Menezes, N. L. 1988. 

Estudos em sempre-vivas: importância econômica do extrativismo 

em Minas Gerais, Brasil. Acta Botânica Brasílica 

1(2): 179-193. 

Hensold, N. 1988. Morphology and Systematics of Paepalanthus 

subg. Xeractis (Eriocaulaceae). Systematic Botany Monographs 

23. The American Society of Plant Taxonomists. 

Hensold, N. 1998. Flora da Serra do Cipó, Minas Gerais: 

Paepalanthus subg. Xeractis (Eriocaulaceae). Boletim de Botânica 


Hensold, N. & Giulietti, A. M. 1991. Revision and redefinition of 

the genus Rondonanthus Herzog (Eriocaulaceae). Annals of the 

Missouri Botanical Garden 78: 441-459. 

Kraus J. E.; Scatena, V. L.; Lewinger, M. E. & Trench, K. U. S. 1996. 

Morfologia externa e interna de quatro espécies de Paepalanthus 

Kunth (Eriocaulaceae) em desenvolvimento pós-seminal. Boletim 


Lazzari, L. R. P. 2000. Redelimitação e Revisão de Syngonanthus 

sect. Eulepis (Bong. ex Koern.) Ruhland – Eriocaulaceae. Tese 

de Doutorado, Universidade de São Paulo, São Paulo. 

Mayworm, M. A. S. & Salatino, A. 1993. Flavonóides de quatro 

espécies de Paepalanthus Kunth (Eriocaulaceae). Acta Botânica 

Brasílica 7(2): 129-133. 

Miranda, E. B. & Giulietti, A. M. 2001. Eriocaulaceae no Morro 

do Pai Inácio (Palmeiras) e Serra da Chapadinha (Lençóis), 

Chapada Diamantina, Bahia, Brasil. Sitientibus série Ciências 

Biológicas 1(1): 15-32. 

Moldenke, H. N. & Smith, L. B. 1976. Eriocauláceas. In: R. Reitz 

(ed.). Flora Ilustrada Catarinense. Herbário Barbosa Rodrigues. 

Itajaí. 

Oriani, A.; Scatena, V. L. & Sano, P. T. 2005. Anatomia das folhas, 

brácteas e escapos de Actinocephalus (Koern.) Sano 

(Eriocaulaceae). Revista Brasileira de Botânica 28(2): 229-240. 

Parra, L. R. 1998. Flora da Serra do Cipó, Minas Gerais: 

Syngonanthus Ruhland (Eriocaulaceae). Boletim de Botânica 


Ramos, C. O. C.; Borba, F. L. & Funch, L. S. 2005. Pollination in 

Brazilian Syngonanthus (Eriocaulaceae) Species: Evidence for 

Entomophyly instead of Anemophily. Annals of Botany 96: 

387-397. 

Ricci, C. V.; Patrício, M. C. B.; Salatino, M. L. F.; Salatino, A. & Giulietti, 

A. M. 1996. Flavonoids of Syngonanthus (Eriocaulaceae): 

Taxonomic Implications. Biochemical Systematics and Ecology 

24(6): 577-583. 

Ruhland, W. 1903. Eriocaulaceae. In: A. Engler (ed.). Das 

Pflanzenreich 4(3): 1-249. Wilhelm Engelmann, Leipzig. 

Salatino A.; Salatino, M. L. F.; Santos, D. Y. A. C. & Patrício, M. C. 

B. 2000. Distribution and evolution of secondary metabolites 

in Eriocaulaceae, Lythraceae and Velloziaceae from “campos 

rupestres”. Genetics and Molecular Biology 23(4): 931-940. 

Sano, P. T. 1996. Fenologia de Paepalanthus hilairei Koern., 

P. polyanthus (Bong.) Kunth e P. robustus Silveira: Paepalanthus 

sect. Actinocephalus Koern. - Eriocaulaceae. Acta Botânica 

Brasílica 10(1): 317-328.

Sano, P. T. 1998a. Flora da Serra do Cipó, Minas Gerais: 

Paepalanthus sect. Actinocephalus Koern. (Eriocaulaceae). Boletim 


Sano, P. T. 1998b. Paepalanthus humilis Sano, a New Species of 

Eriocaulaceae from Bahia State, Brazil. Novon 8: 298-300. 

Sano, P. T. 1999. Revisão de Actinocephalus (Koern.) Sano – 

Eriocaulaceae. Tese de Doutorado, Universidade de São Paulo, 

São Paulo. 

Sano, P. T. 2004. Actinocephalus (Körn.) Sano (Paepalanthus sect. 

Actinocephalus), a new genus of Eriocaulaceae, and other 

taxonomic and nomenclatural changes involving Paepalanthus 

Mart. Taxon 53(1): 99-107. 

Santos L. C.; Andrade, F. D. P.; Vasconcelos, E. C.; Coelho, R. G.; 

Dokkedal, A. L.; Garcia, A. C. L.; Sano, P. T. & Vilegas, W. 1999. 

Separation of Flavonoids and Naphthopyrones from four 

Brazilian Paepalanthus Species by Droplet Countercurrent Chomatography. 

Revista Brasileira de Plantas Medicinais 2(1): 43-47. 

Scatena V. L. & Menezes, N. L. 1993. Considerações sobre a 

natureza da câmara subestomática e das células epidérmicas 

das folhas de Syngonanthus Ruhl. Seção Thysanocephalus Koern. 

- Eriocaulaceae. Revista Brasileira de Botânica 16(2): 159-165. 

Scatena, V. L. & Menezes, N. L. 1995. Aspectos morfológicos e 

anatômicos do caule em espécies de Syngonanthus Ruhl. 

Eriocaulaceae. Boletim de Botânica da Universidade de São 

Paulo 14: 91-107. 

Scatena, V. L.; Lemos Filho, J. P. & Lima, A. A. A. 1996. Morfologia 

do desenvolvimento pós-seminal de Syngonanthus elegans e 

S. niveus (Eriocaulaceae). Acta Botânica Brasílica 10(1): 85-91. 

Scatena, V. L.; Giulietti, A. M. & Cardoso, V. A. 1998. Anatomia 

do escapo floral de espécies brasileiras de Paepalanthus 


subgênero Platycaulon (Eriocaulaceae). Acta Botânica Brasílica 

12(2): 121-133. 

Scatena, V. L.; Cardoso, V. A. & Giulietti, A. M. 1999. Morfoanatomia 

de espécies de Blastocaulon Ruhland (Eriocaulaceae). 

Acta Botânica Brasílica 13(1): 29-41. 

Scatena, V. L. & Bouman, F. 2001. Embryology and Seed 

Development of Paepalanthus sect. Actinocephalus (Koern.) 

Ruhland (Eriocaulaceae). Plant biology 3: 341-350. 

Scatena, V. L. & Rosa, M. M. 2001. Morphology and Anatomy of 

the Vegetative Organs and Scapes from Aphorocaulon 

(Paepalanthus, Eriocaulaceae). Brazilian Archives of Biology 

and Technology 4(1): 49-58. 

Silveira, A. 1908. Flora e serras mineiras. Imprensa Official. Belo 

Horizonte. 

Silveira, A. 1928. Floralia montium. Vol. 1. Imprensa Official. 

Belo Horizonte. 

Splett, S.; Barthlott, W.; Stützel, T. & Barros, M. A. G. 1993. Leaf 

anatomy of Brazilian Eriocaulaceae and its diagnostic 

significance. Flora 188: 399-411. 

Stützel, T. 1998. Eriocaulaceae. In: K. Kubitzki (ed.). The Families 

and Genera of Vascular Plants IV – Flowering Plants: 

Monocotyledons – Alismatanae and Commelinanae (except 

Gramineae). Springer-Verlag. Berlin. 

Teixeira, W. & Linkser, R. 2005. Chapada Diamantina: Águas no 

sertão. Editora Terra Virgem, São Paulo. 

Tissot-Squali, H. M. L. 1997. Monographische Bearbeintung von 

Paepalanthus subgenus Platycaulon. J. Cramer. Berlin. 

Unwin, M. M. 2004. Molecular Systematics of the Eriocaulaceae 

Martinov. Tese de Doutorado, Miami University, Oxford. 


○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ 

Bromeliaceae da Cadeia do Espinhaço 

LEONARDO M. VERSIEUX 1,2 

TÂNIA WENDT 3 

RAFAEL BATISTA LOUZADA 2,4 

MARIA DAS GRAÇAS LAPA WANDERLEY 2 

1 Doutorando em Botânica, Instituto de Biociências, Universidade de São Paulo 

2 Instituto de Botânica, Seção de Curadoria do Herbário, Av. Miguel Stéfano 3687, São Paulo - SP, 04301-902, Brasil 

3 Universidade Federal do Rio de Janeiro, CCS, IB, Departamento de Botânica, Ilha do Fundão, Rio de Janeiro - RJ, 21941–590, Brasil 

4 Mestrando em Biodiversidade Vegetal e Meio Ambiente, Instituto de Botânica de São Paulo 

* email: lversieux@yahoo.com.br 

RESUMO 

Bromeliaceae é uma família de monocotiledôneas de grande importância ecológica na flora da 

mata atlântica e dos campos rupestres. No presente trabalho apresenta-se um catálogo dos 26 

gêneros e 224 espécies de bromélias da Cadeia do Espinhaço, nos estados da Bahia e Minas 

Gerais. Esta lista foi preparada a partir do levantamento de 17 coleções de herbários, trabalho 

em campo e consulta à literatura. Para a Bahia, foram listados 19 gêneros e 106 espécies, 

enquanto que em Minas Gerais ocorrem 23 gêneros e 141 espécies. Das 214 espécies referidas 

para a Cadeia do Espinhaço, 111 (49,5%) são endêmicas dessa cadeia de montanhas e 

apenas 21 (9,5%) ocorrem em ambos os estados, indicando composições florísticas peculiares 

e ricas em endemismos regionais. A subfamília Bromelioideae é a mais rica em gêneros e 

espécies e está melhor representada em Minas Gerais, no sul da Cadeia do Espinhaço. As 

subfamílias Tillandsioideae e Pitcairnioideae também se destacam pelo grande número de 

espécies e endemismos nos gêneros Vriesea e Dyckia. O trabalho indica que ainda existem 

áreas pouco exploradas botanicamente ao longo do Espinhaço, sendo que maior parte das 

coleções se concentra em menos de dez municípios de cada estado. 

ABSTRACT 

Bromeliaceae is a monocot family that has a great ecological importance in the atlantic forest 

and in campo rupestre vegetation. This paper presents a checklist of the 26 genera and 224 

species of Bromeliaceae occurring in the Espinhaço mountain chain that is located in the Brazilian 

states of Bahia and Minas Gerais. This checklist was based on the survey of 17 herbaria collections, 

field work and related literature sources. A total of 19 genera and 106 species were inventoried 

for Bahia, and 23 genera and 141 species are listed for Minas Gerais. Of the total number of 

species occurring in the Espinhaço, 111 (49,5%) are endemic of this range, and only 21 (9,5%) 

occur in both states, reflecting the peculiar vegetations that are rich in narrowly ranged species. 

Among the three Bromeliaceae subfamilies, Bromelioideae is the richest in number of genera and 

species and is better represented along the southern portion of the Espinhaço Range, at Minas 

Gerais. Subfamilies Tillandsioideae and Pitcairnioideae also stand out due to Vriesea and Dyckia, 


oth these genera are rich in species and in endemism. The checklist indicates that most of the 

collections come from less than 10 counties in each state, and that there are still undercollected 

areas along this range. 

INTRODUÇÃO 

O Brasil apresenta uma expressiva riqueza vegetal, abrigando 

cerca de 19% das 250.000 espécies de angiospermas 

conhecidas (Giulietti et al., 2005). Bromeliaceae 

representa um importante componente florístico e 

fisionômico em diferentes formações vegetais, com representantes 

de formas de vida terrestre, epífita ou 

rupícola. NosNeotrópicos, Bromeliaceae se destaca pela 

grande diversidade genérica e específica, com cerca de 

57 gêneros e 3.086 espécies (Luther, 2006), sendo que 

uma espécie do gênero Pitcairnia ocorre no oeste do 

continente africano, em razão de uma dispersão a longa 

distância recente (Givnish et al., 2004). 

Bromeliaceae é tradicionalmente dividida em três 

subfamílias: Pitcairnioideae, Tillandsioideae e 

Bromelioideae (Smith & Downs, 1974). Porém essa classificação 

vem passando por grandes transformações a 

partir dos estudos filogenéticos que empregam 

caracteres moleculares (Crayn et al., 2004; Givnish et 

al., 2004). A importância ecológica da família é marcante 

nos ambientes em que ocorre, pois muitas espécies 

ampliam a biodiversidade através dos tanques 

(fitotelmatas) que acumulam a água das chuvas, que, 

por sua vez, é utilizada por uma vasta gama de seres 

vivos (Benzing, 2000). Alguns gêneros de Bromeliaceae 

dos campos rupestres são conhecidos pelas associações 

com cupinzeiros e formigueiros (Thorne et al., 1996). A 

família também merece destaque pela importância das 

espécies ornamentais, que são amplamente cultivadas. 

Na Cadeia do Espinhaço, que se estende pelos estados 

da Bahia e de Minas Gerais, destaca-se a vegetação 

dos campos rupestres, com uma rica flora de angiospermas 

e padrões de distribuição geográfica peculiares, 

sendo marcante um elevado grau de endemismo 

para diferentes famílias (Pirani & Giulietti, 1988). Além 

dos campos rupestres, observa-se ao longo do Espinhaço 

um mosaico de formações, envolvendo matas de galeria, 

“capões” de florestas montanas, floresta estacional 

semidecidual, campos, vegetação rupícola sobre solo 

de canga, áreas úmidas e brejosas, cerrado e caatinga, 

sendo notáveis extensos ecótonos entre essas comunidades 

(Giulietti & Pirani, 1997; Spósito & Stehmann, 

2006; Viana & Lombardi, 2007; Jacobi et al., 2007). 

Uma grande concentração das espécies brasileiras 

de Bromeliaceae ocorre ao longo da Cadeia do Espinhaço, 

que tem despertado o interesse de naturalistas 

e botânicos desde expedições históricas, realizadas no 

século XIX, como as de A. Saint-Hilaire, C. P. F. von 

Martius e J. E. Pohl. Entre os gêneros de bromélias 

endêmicos da Cadeia do Espinhaço, descritos com base 

nas coleções dessas expedições, podem ser citados 

Eduandrea (Baker) Leme et al., restrito ao sul do 

Espinhaço (MG) e Sincoraea Ule (= Orthophytum), inicialmente 

conhecido apenas para a serra do Sincorá, 

chapada Diamantina (BA). 

Nas últimas décadas, os estudos florísticos e revisões 

taxonômicas em Bromeliaceae se ampliaram significativamente, 

sendo marcante o acréscimo de novas 

coleções aos herbários e o número de novas espécies 

descritas. Entre os trabalhos realizados com as bromélias 

de campo rupestre, destacam-se as floras e listagens 

regionais (Smith & Downs, 1974; 1977; 1979; Wanderley 

& Martinelli, 1987; Leme & Funch, 1988; Mayo et al., 

1995; Coffani-Nunes, 1997; Forzza & Wanderley, 1998; 

2003; Pirani et al., 1994; Marques, 2002; Wanderley & 

Forzza, 2003; Versieux & Wendt, 2006; Coser, 2008), as 

revisões (Leme, 1996; 1997; 1999a; Morillo 1996; 

Forzza, 2005; Faria, 2006; Louzada, 2008), e a descrição 

de novos táxons (e.g., Leme, 1999b; Wanderley & 

Conceição, 2006; Versieux & Leme, 2007; Versieux & 

Wanderley, 2007). 

O presente trabalho visa reunir informações sobre a 

diversidade e padrões de endemismo para a família 

Bromeliaceae na Cadeia do Espinhaço na Bahia e em 

Minas Gerais. 

METODOLOGIA 

Versieux, Wendt, Louzada & Wanderley | 127 

O levantamento das espécies de Bromeliaceae que ocorrem 

na Cadeia do Espinhaço foi efetuado com base na 

relação dos municípios que integram tal formação 

geomorfológica, conforme a circunscrição adotada pela 

Fundação Biodiversitas, durante o workshop “Espinhaço 

Sempre Vivo” (mapas e listagem dos municípios 

disponíveis em www.biodiversitas.org.br/espinhaco/mapas/framemapa.htm). 

Essa listagem de municípios 


128 | Bromeliaceae da Cadeia do Espinhaço 

engloba, não somente os campos rupestres, mas também 

áreas de afloramentos calcários e graníticos 

(inselbergs), caatinga, cerrado, além de áreas de floresta 

estacional semidecidual, compreendendo altitudes 

aproximadamente entre 900 a 2000 m.s.n.m. 

Os dados para se estabelecer a ocorrência dos táxons 

na Cadeia do Espinhaço provêm de três fontes principais: 

(1) coleções de herbários brasileiros e norte-americanos; 

(2) trabalho de campo, com diferentes expedições 

de coleta realizadas pelos autores; (3) consulta à literatura 

especializada. 

Foram consultados os seguintes herbários: ALCB, 

BHCB, BHZB, CESJ, CEPEC, HB, HBR, HUEFS MBM, R, 

RB, RFA, SEL, SP, SPF, US e VIC (siglas de acordo com 

Holmgren et al., 1990). 

Para os táxons que careciam de coleções recentes 

ou para os quais não foram examinados materiais de 

herbário, tomou-se como referência a localidade citada 

na obra original e citou-se, como testemunho, o 

material-tipo. A listagem completa dos táxons é apresentada 

na Tabela 2, adotando-se a nomenclatura utilizada 

por Luther (2006), e Brummit & Powell (1992), para 

a abreviatura dos nomes dos autores dos táxons. Espécies 

novas em processo de descrição ou táxons duvidosos 

que demandam por estudos revisionais detalhados, 

são referidos como morfo-espécies numeradas. Para cada 

táxon é apresentado um material-testemunho, para Bahia 

e/ou Minas Gerais, proveniente dos municípios pertencentes 

ao Espinhaço. Quando há dois materiais-testemunhos 

(para as espécies que ocorrem em ambos os 

estados), é citado primeiro o material da Bahia seguido 

pelo de Minas Gerais. As siglas de herbários destacadas 

por um asterisco indicam que o registro do táxon 

para a Cadeia do Espinhaço foi obtido da literatura consultada. 

Foram tratados como endêmicos apenas os táxons que 

apresentam distribuição restrita à Cadeia do Espinhaço, 

adotando-se as seguintes subdivisões em áreas de endemismo: 

CE = endêmica da cadeia do Espinhaço (BA 

e/ou MG), CD = endêmica da chapada Diamantina (BA), 

GM = endêmica de Grão Mogol (MG), PD = endêmica 

do planalto de Diamantina (MG), QF = endêmica do 

Quadrilátero Ferrífero (MG), SC = endêmica da serra 

do Cipó (MG). 


A Cadeia do Espinhaço apresenta 26 gêneros e 224 espécies 

de Bromeliaceae (Tabela 1). Na Bahia ocorrem 

106 espécies subordinadas a 19 gêneros, enquanto que 


em Minas Gerais 141 espécies em 23 gêneros (Tabelas 

1 e 2). Do total de espécies apresentadas, apenas 21 

(9,5%) ocorrem em ambos os estados e 111 (49,5%) são 

endêmicas da Cadeia do Espinhaço (Tabela 1). 

Bromelioideae apresentou o maior número de táxons 

(108 espécies /16 gêneros) seguido por Tillandsioideae 

(59/5) e Pitcairnioideae (57/5) (Tabela 1 e Figura 1). Podese 

destacar o quão rico é o Espinhaço quando se observa 

que cerca de 46% do total de gêneros (~57) e 7% do 

total de espécies (~3086) descritos para toda a família 

Bromeliaceae ocorrem nessa serra. 

É notável o elevado número de espécies endêmicas da 

região (49,5%), principalmente em alguns gêneros. Em 

Bromelioideae os gêneros Eduandrea, Orthophytum, 

Cryptanthus e Hohenbergia apresentaram elevado grau endemismo, 

sendo que Eduandrea é restrito à porção sul da 

Cadeia do Espinhaço em Minas Gerais. Em Tillandsioideae, 

Alcantarea e Vriesea se destacam pela alta porcentagem de 

táxons endêmicos. Em Pitcairnioideae, Dyckia representa 

o gênero com maior número de espécies e espécies 

endêmicas. Ainda nesta subfamília, se destacam os gêneros 

Encholirium, com 80% de endemismo e 

Cottendorfia, gênero monotípico endêmico da porção 

norte do Espinhaço (BA). 

Diversos trabalhos apontam para um elevado grau 

de endemismo de diferentes famílias de plantas ao longo 

do Espinhaço, e.g., Fabaceae (Simon & Proença, 

2000), Apocynaceae (Rapini et al., 2002). Se tomado o 

estado de Minas Gerais como um todo, 62% das suas 

espécies endêmicas de Bromeliaceae, estão restritas 

ao Espinhaço, sendo essa a mais importante área de 

endemismo para a família no estado (Versieux & 

Wendt, 2006; 2007). 

Algumas espécies endêmicas da Cadeia do Espinhaço, 

tais como, Encholirium subsecundum, Neoregelia 

bahiana e Vriesea oligantha são típicas da vegetação de 

campos rupestres e possuem ampla distribuição na 

Cadeia do Espinhaço. Outras ocorrem em capões de 

mata associados às vertentes mais úmidas como 

Wittrockia sp.1, que apesar de apresentar distribuição 

isolada nesses ambientes, ocorre em ambos os estados. 

Por outro lado, há espécies que se destacam pela 

distribuição pontual, sendo restritas a uma única localidade, 

tidas como micro-endêmicas (e.g., Dyckia 

glandulosa, Vriesea atropurpurea e Vriesea stricta), contribuindo 

para que a similaridade florística, mesmo entre 

áreas ou serras próximas, seja baixa. Outras espécies 

são, ainda hoje, conhecidas apenas pela coleção-tipo 

(e.g., Hohenbergia rosea, Vriesea sincorana), apontando 

para a necessidade de se aprofundar os estudos 

florísticos e de distribuição geográfica com a família.

A biologia reprodutiva, incluindo a hibridização, e a 

dispersão de sementes tem papel-chave na especiação 

de Bromeliaceae (Holst, 1994; Wendt et al., 2000; 2001). 

O elevado endemismo observado em alguns gêneros 

parece estar relacionado à morfologia e ao meio de dispersão 

das sementes, apesar da reprodução por 

brotamentos ou crescimento clonal ser uma estratégia 

frequentemente empregada (Benzing, 2000). O alcance 

da dispersão da semente irá influenciar no estabelecimento 

de populações isoladas e poderá promover, ao 

longo de sucessivas gerações, a especiação. Na subfamília 

Pitcairnioideae, os gêneros Dyckia e Encholirium destacam-se 

pela riqueza de espécies e altas porcentagens 

de endemismo (Tabela 1). Holst (1994) também observou 

um elevado endemismo para espécies de Pitcairnioideae, 

ao trabalhar com as bromélias da Venezuela. Para esse 

autor, a explicação parcial provém do tipo de semente 

alada apresentada, dispersada por pequenas distâncias. 

Nesses casos, uma vez estabelecida uma população, longe 

dos seus parentais, essa permanece geneticamente 

isolada, o que interfere no processo de especiação. Para 

Benzing (2000), a ocorrência de Dyckia e Encholirium no 

sudeste do Brasil constitui uma radiação secundária dentro 

da subfamília Pitcairnioideae, cujo centro de diversidade 

é o planalto das Guianas. O mesmo autor destaca 

que a hibridização dentro desses gêneros é um indicador 

de processos de especiação recentes, favorecidos por 

condições especiais de determinados habitats de maior 

altitude (campo rupestre) e pelas flutuações climáticas 

do Plio-Pleistoceno, que fragmentaram ou alteraram a 

distribuição geográfica de diferentes grupos de organismos, 

promovendo a especiação. 

Alguns gêneros mostram interessantes distribuições. 

Hohenbergia, tão prolífero na Bahia, está ausente no 

setor mineiro. Por outro lado, elementos típicos da floresta 

atlântica do sudeste do Brasil (e.g. Nidularium, 

Quesnelia), estão restritos ao extremo sul da Cadeia do 

Espinhaço, não ocorrendo a oeste do meridiano de 45 O . 

Cinco gêneros de Bromelioideae (Acantostachys, 

Eduandrea, Nidularium, Portea e Quesnelia), subfamília com 

centro de diversidade na mata atlântica, não ocorrem 

no setor baiano, que aparenta receber maior influência 

da vegetação da caatinga e do cerrado adjacentes. 

Versieux & Wendt (2007) discutem que a riqueza de 

espécies de Bromeliaceae em áreas de campo rupestre 

diminui em direção ao norte e ao oeste de Minas Gerais. 

Nesse estado observa-se um grande esforço de 

coleta em áreas ao sul do Espinhaço, entre Diamantina 

e Ouro Preto, onde ocorrem as mais ricas coleções, 

resultantes dos estudos científicos e históricos desenvolvidos 

por botânicos. Estes autores discutem também 


a afinidade florística e o compartilhamento de táxons 

que ocorrem no porção sul do Espinhaço mineiro e na 

mata atlântica s.l. 

Em Minas Gerais, foram encontrados registros de 

ocorrência da família para cerca de 50% dos municípios 

do Espinhaço. Para este estado, conforme pode ser visto 

na Figura 2, há um aumento significativo das coleções 

de herbário no município de Santana do Riacho, 

que abriga o Parque Nacional da Serra do Cipó e onde 

há um grande esforço de coleta dentro do Projeto “Flora 

da Serra do Cipó”. 

No estado da Bahia, apesar, da ampliação dos esforços 

de coletas nos últimos anos com o desenvolvimento 

do projeto Flora da Bahia, alguns gêneros ainda 

estão sub-amostrados e nota-se que oito municípios 

concentram a maior parte das coleções. 

O emprego secular dos campos rupestres como pastagens 

naturais, associado à mineração, às queimadas, 

ao extrativismo e ao desmatamento das matas de galeria 

comprometem a sobrevivência de muitas espécies de 

Bromeliaceae da Bahia e Minas Gerais, algumas delas 

sequer descritas como novas (e.g., Dyckia sp. 3). Alcantarea 

hatschbachii, micro-endêmica do planalto de Diamantina 

é tida como possivelmente extinta, a localidade-tipo sofreu 

intensas queimadas e extrativismo (G. Hatschbach 

com. pes.) e buscas recentes no campo não permitiram 

ainda localizar novas populações. Já Vriesea segadasviannae, 

micro-endêmica da serra do Cipó, só conhecida 

de duas coleções, exemplifica que mesmo áreas muito 

exploradas botanicamente possuem táxons ainda pouco 

conhecidos ou raros. As espécies formadoras de grandes 

rosetas, como Alcantarea turgida da serra do Cipó, 

ou algumas espécies do gênero Orthophytum da Chapada 

Diamantina que possuem folhas avermelhadas (popularmente 

conhecidas como raios-de-sol) são retiradas ilegalmente 

do ambiente natural para serem cultivadas. 

Infrutescências de várias espécies rupícolas de Vriesea 

do planalto de Diamantina (MG), são removidas antes de 

dispersarem as sementes, e empregadas na confecção 

de arranjos florais desidratados. Versieux & Wendt (2007) 

demonstram a situação de risco a que muitos táxons de 

Bromeliaceae do estado de Minas Gerais estão expostos, 

principalmente aqueles endêmicos do Quadrilátero 

Ferrífero (sul do Espinhaço). Campos rupestres sobre 

solos de canga couraçada (carapaças de minério de ferro) 

são os primeiros a serem explorados para a abertura 

de cavas de mineração. Tal região abriga espécies 

endêmicas, muitas ainda pouco conhecidas, mas já ameaçadas 

(Viana & Lombardi, 2007; Jacobi et al., 2007). É 

necessário reforçar, ainda, a importância dos estudos sistemáticos 

dos táxons que ocorrem na Cadeia do 



Espinhaço. Novas revisões taxonômicas permitirão elaborar 

listagens mais completas, visto que muitos táxons 

estão sendo descritos, sinonimizados, ou ainda apresentam 

difícil circunscrição, como é freqüente em espécies 

de Dyckia, Tillandsia e Vriesea. 

A situação atual de ameaças que estão sujeitas as 

espécies do Espinhaço, torna urgentes as pesquisas 


sobre a taxonomia, a biologia reprodutiva e a ampliação 

dos esforços de coleta, auxiliando, assim, na obtenção 

de mapas de distribuição mais exatos e que permitam 

ampliar as discussões biogeográficas e formular medidas 

conservacionistas, como a criação de novas unidades 

de conservação visando a preservação do maior número 

possível de espécies. 

TABELA 1 – Riqueza de espécies e endemismo para cada um dos gêneros das três subfamílias de Bromeliaceae, encontrados nos 

setores mineiro e baiano da Cadeia do Espinhaço (CE), seguido pelo total de espécies comuns aos dois setores e pela porcentagem 

de espécies endêmicas para o gênero. 

SUBFAMÍLIA Nº DE ESPÉCIES CE Nº DE ESPÉCIES Nº DE ESPÉCIES ESPÉCIES % 

E GÊNEROS (BA + MG) CE-BA CE-MG EM COMUM ENDEMISMO 

TOTAL ENDÊMICAS TOTAL ENDÊMICAS TOTAL ENDÊMICAS 

Bromelioideae 

Orthophytum 28 21 20 15 8 6 — 81% 

Hohenbergia 15 5 15 5 — — — 33% 

Billbergia 12 1 6 — 10 1 3 8% 

Cryptanthus 11 8 4 3 7 5 — 73% 

Aechmea 10 2 6 2 5 — 1 20% 

Bromelia 7 — 3 — 4 — — — 

Neoregelia 5 3 2 1 3 1 1 60% 

Nidularium 3 1 — — 3 1 — 33% 

Quesnelia 3 0 — — 3 — — — 

Wittrockia 3 1 1 — 3 — 1 33% 

Ananas 3 — 1 — 2 — — — 

Acanthostachys 1 — — — 1 — — — 

Eduandrea 1 1 — — 1 1 — 100% 

Neoglaziovia 1 — 1 — 1 — 1 — 

Portea 1 — — — 1 — — — 

Pseudananas 1 — 1 — 1 — — — 

Subtotal = 16 

Tillandsioideae 

105 43 60 26 53 15 7 43,5% 

Vriesea 37 21 13 8 27 12 3 57% 

Tillandsia 16 — 13 — 12 — 9 — 

Alcantarea 4 3 1 — 3 3 — 75% 

Racinaea 1 — 1 — 1 — — — 

Catopsis 1 — 1 — — — — — 

Subtotal = 5 

Pitcairnioideae 

59 24 29 8 43 15 12 42% 

Dyckia 38 27 10 5 30 22 2 71% 

Encholirium 15 12 4 2 11 10 — 80% 

Pitcairnia 2 — — — 2 — — — 

Pepinia 1 — — — 1 — — — 

Cottendorfia 1 1 1 1 — — — 100% 

Subtotal = 5 57 40 15 8 44 32 2 70% 

TOTAL = 26 221 107 104 42 140 62 21 49,5%

TABELA 2 – Listagem das Bromeliaceae da Cadeia do Espinhaço com ocorrência indicada por um material-testemunho (sigla do 

herbário entre parênteses, se precedida por um asterisco = ocorrência obtida da literatura) para cada estado, Bahia (BA) e/ou 

Minas Gerais (MG), seguida pelo nível de endemismo: CE = Endêmica da Cadeia do Espinhaço (BA e/ou MG), CD = Endêmica da 

Chapada Diamantina (BA), GM = Endêmica de Grão Mogol (MG), PD = Endêmica do Planalto de Diamantina (MG), QF = Endêmica 

do Quadrilátero Ferrífero (MG), SC = Endêmica da Serra do Cipó (MG). 

NÍVEL DE 

TÁXON MATERIAL-TESTEMUNHO BA MG ENDEMISMO 

1 Acanthostachys strobilacea Versieux 92 (SP) √ 

(Schult. & Schult. f.)Klotzsch 

2 Aechmea alopecurus Mez Carvalho 7023 (CEPEC) √ 

3 Aechmea aquilega (Salisb.) Griseb. Guedes 2649 (SPF) √ 

4 Aechmea bahiana L.B. Sm. Harley 50779 (SPF) √ CD 

5 Aechmea bromeliifolia (Rudge) Baker Harley 20721 (SPF) 

Pereira 1675 (HB, RB) 

√ √ 

5.1 Aechmea bromeliifolia var. albobracteata Philcox Faria 171 (RFA) √ 

6 Aechmea distichantha Lem. var. distichantha Stehmann 2445 (BHCB, SEL) √ 

7 Aechmea emmerichiae Leme Seidel 1048 (HB) √ CD 

8 Aechmea lamarchei Mez Salino 3763 (BHCB) √ 

9 Aechmea lingulata (L.) Baker Arbo 5427 (SPF) √ 

10 Aechmea nudicaulis (L.) Griseb. var. nudicaulis Siqueira 25 (BHCB) √ 

10.1 Aechmea nudicaulis var. aureorosea (Antoine) L.B.Sm. Hatschbach 29048 (MBM) √ 

10.2 Aechmea nudicaulis var. cuspidata Baker Ule 341 (R) √ 

11 Aechmea phanerophlebia Baker Mota 1852 (BHCB) √ 

12 Alcantarea duarteana (L.B. Sm.) J.R. Grant Hatschbach 28977 (HB, MBM, US) √ PD 

13 Alcantarea hatschbachii (L.B. Sm. & Read) Leme Hatschbach 29085 

(MBM, SPF, US, Z) 

√ PD 

14 Alcantarea nahoumii (Leme) J.R. Grant Noblick 3752 (HUEFS, RB) √ 

15 Alcantarea turgida Versieux & Wand. Wanderley 2488 (SP). √ SC e QF 

16 Ananas ananassoides (Baker) L.B. Sm. Lombardi 207 (BHCB, US) √ 

17 Ananas bracteatus (Lindl.) Schult. & Schult. f. var. Pirani 5460 (SPF) √ 

bracteatus 

18 Ananas nanus (L.B. Sm.) L.B. Sm. Versieux 153 (RFA) √ _____ 

19 Andrea selloana (Baker) Mez Versieux 264 (SP) √ SC e QF 

20 Billbergia amoena (G. Lodd.) Lindl. var. amoena Forzza 1312 (SPF) 

Anderson 8972 (HB, US) 

√ √ 

20.1 Billbergia amoena var. minor (Antoine & Beer) L.B. Sm. Mota 339 (BHCB) √ QF 

21 Billbergia distachia (Vell.) Mez var. distachia Magalhães 1692 (BHCB) √ 

22 Billbergia elegans Mart. ex Schult. & Schult. f. Versieux 92 (RFA) √ QF 

23 Billbergia euphemiae E. Morren var. euphemiae Martens 658 (SPF) √ 

24 Billbergia horrida Regel var. horrida Tameirão-Neto 3478 (BHCB) √ 

25 Billbergia iridifolia (Nees & Mart.) Lindl. var. iridifolia Juchum 73 (CEPEC) √ √ 

Mello-Silva CFCR 8474 (SP, SPF) 

26 Billbergia morelii Brongn. Alves 1 (HRB) √ 

27 Billbergia nutans H. Wendl. ex Regel Vidal s.n. (R 190241). √ 

28 Billbergia porteana Brongn. ex Beer Hatschbach 44256 (CEPEC) √ √ 

Hatschbach 31615 (MBM) 

29 Billbergia saundersii W. Bull Ganev 2481 (HUEFS) √ 


30 Billbergia vittata Brongn. Cotias s.n. (ALCB 47419) √ √ 

Vasconcelos s.n. (BHCB 32042) 

continua... 




NÍVEL DE 


31 Billbergia zebrina (Herb.) Lindl. Forzza 659 (SPF) √ 

32 Bromelia antiacantha Bertol. Wanderley 1562 (SP) √ 

33 Bromelia balansae Mez Serra II-1084 (US) √ 

34 Bromelia glaziovii Mez Castellanos 24425 (US) √ 

35 Bromelia gurkeniana var. funchiana E. Pereira & Leme Leme 516 (HB) √ CD 

36 Bromelia laciniosa Mart. ex Schult. & Schult. f. Queiroz 5865 (HUEFS) √ 

37 Bromelia regnellii Mez Foster 563 (US) √ 

38 Bromelia serra Griseb. Hatschbach 27744 (MBM, US) √ 

39 Catopsis berteroniana (Schult. & Schult. f.) Mez Strandmann 659 (ALCB) √ 

40 Cottendorfia florida Schult. & Schult. f. Wanderley 1533 (SP) √ CE 

41 Cryptanthus arelii H. Luther Luther s.n. (*US 3392313, SEL) √ CD 

42 Cryptanthus bahianus L.B. Sm. Foster 98 (*GH) √ 

43 Cryptanthus caracensis Leme & E. Gross Mota 1870 (BHCB) √ QF 

44 Cryptanthus diamantinensis Leme Garcia s.n. (HB) √ CD 

45 Cryptanthus glaziovii Mez Magalhães 2693 (BHCB) √ QF 

46 Cryptanthus leopoldo-horstii Rauh Hatschbach 29079 (MBM, US) √ PD 

47 Cryptanthus minarum L.B. Sm. Matos s.n. (R 46186, US) 

48 Cryptanthus schwackeanus Mez Krieger 21106 (BHCB, CESJ, SPF) √ QF 

49 Cryptanthus vexatus Leme Leme 4324 (HB) √ 

50 Cryptanthus warasii E. Pereira Waras s.n. (HB 66022, US) √ PD 

51 Cryptanthus warren-loosei Leme Leme 481 (RB) √ CD 

52 Dyckia brachyphylla L.B. Sm. Hatschbach 31702 (MBM, US) √ PD 

53 Dyckia brachystachya Rauh & E. Gross Rauh 56443a (*HEID) √ CD 

54 Dyckia bracteata (Wittm.) Mez Vasconcelos s.n. (BHCB 49224) √ 

55 Dyckia burchellii Baker Harley 27810 (CEPEC, K) √ 

56 Dyckia burle-marxii L.B. Sm. & Read Burle Marx s.n. (HB) √ CD 

57 Dyckia cinerea Mez Goldschmidt 42 (SPF, VIC) √ 

58 Dyckia consimilis Mez Grandi s.n. (BHCB 16908) QF 

59 Dyckia densiflora Schult. & Schult. f. Vasconcelos s.n. (BHCB 52435) √ QF 

60 Dyckia dissitiflora Schult. & Schult. f. Harley 50367 (SP) 

Castellanos 24294 (HB, US) 

√ √ 

61 Dyckia elata Mez Silveira 2275 (R) QF 

62 Dyckia glandulosa L.B. Sm. & Reitz Versieux 334 (SP) √ PD 

63 Dyckia goehringii E. Gross &Rauh Rauh 67622 (HB) √ PD 

64 Dyckia granmogulensis Rauh Rapini 762 (SPF) √ GM 

65 Dyckia hohenbergioides Leme & Esteves Pereira E-385 (*HB, RB) √ CD 

66 Dyckia lagoensis Mez Heringer s.n. (HB 32882, 32887) √ 

67 Dyckia leptostachya Baker Hombouts s.n. (SP 40644) √ 

68 Dyckia macedoi L.B. Sm. Arrais CFSC 9170 (RB, SPF) √ SC 

69 Dyckia macropoda L.B. Sm. Pereira 1622 (RB, US) √ PD 

70 Dyckia maracasensis Ule Harley 19222 (CEPEC, K) √ 

71 Dyckia mello-barretoi L.B. Sm. Versieux 298 (SP) √ SC 


continua...


NÍVEL DE 


72 Dyckia minarum Mez Leme 1799 (HB) √ 

73 Dyckia nervata Rauh Rauh 56443 (HEID) √ CD 

74 Dyckia rariflora Schult. & Schult. f. Teixeira s.n. (BHCB 26146) √ CE 

75 Dyckia remotiflora Otto & A. Dietr. Martsen 104 (BHCB) √ 

76 Dyckia saxatilis Mez Harley et al. 27810 (SP) √ √ 

Duarte 2674 (RB, US) 

77 Dyckia schwackeana Mez Tameirão-Neto 3399 (BHCB) √ QF 

78 Dyckia simulans L.B. Sm. Grandi s.n. (BHZB 192) √ QF 

79 Dyckia sordida Baker Duarte 2106 (RB, US) √ SC e QF 

80 Dyckia sp.1 Marques-Leitão s.n. 

(BHCB 45741, SPF) 

√ QF 

81 Dyckia sp.2 Fiaschi 418 (SPF) √ PD 

82 Dyckia sp.3 Stehmann s.n. (BHCB 20778) √ PD 

83 Dyckia sp.4 Paula s.n. (VIC 27394) √ QF 

84 Dyckia sp.5 Mello-Silva 790 (SPF) √ CD 

85 Dyckia spinulosa L.B. Sm. & Reitz Duarte 7409 (HBR RB,US) √ CE 

86 Dyckia tenebrosa Leme & H. Luther Leme 2895 (HB) √ PD 

87 Dyckia trichostachya Baker Kawasaki 988 (SPF) √ QF 

88 Dyckia tuberosa (Vell.) Beer Harley 25697 (*K) √ 

89 Dyckia ursina L.B. Sm. Mello-Silva 1086 (SPF) √ SC 

90 Encholirium biflorum (Mez) Forzza Forzza 1466 (BHCB, MBM, SPF) √ PD 

91 Encholirium brachypodium L.B. Sm. & Read Forzza 1103 (SPF) √ CE 

92 Encholirium bradeanum L.B. Sm. Smith 5652 (US) √ PD 

93 Encholirium heloisae (L.B. Sm.) Forzza & Wand. Hatschbach 28785 (HB, MBM, US) √ SC 

94 Encholirium irwinii L.B. Sm. Pirani CFCR 13263 (MBM, SPF) √ GM 

95 Encholirium longiflorum Leme Andrade-Lima 75-8166 (*IPA) 

96 Encholirium luxor L.B. Sm. & Read Forzza 940 (BHCB, SPF) √ 

97 Encholirium magalhaesii L.B. Sm. Forzza 1509 (MBM, SPF) √ PD 

98 Encholirium maximum Forzza & Leme Aquino s.n. (ALCB 43505) √ CE 

99 Encholirium pedicellatum (Mez) Rauh Forzza 1504 (SPF) √ PD 

100 Encholirium reflexum Forzza & Wand. Arbo 5145 (SPF, US) √ PD 

101 Encholirium scrutor (L.B. Sm.) Rauh Salino 5084 (BHCB) √ PD e SC 

102 Encholirium spectabile Mart. ex Schult. & Schult. f. França 2449 (SP) √ 

103 Encholirium subsecundum (Baker) Mez Forzza 700 (BHCB, SPF) √ CE 

104 Encholirium vogelii Rauh Pereira 1051 (BHCB) √ SC 

105 Hohenbergia blanchetii (Baker) E. Morren ex Mez Wanderley 1615 (SP) √ 

106 Hohenbergia catingae Ule var. catingae Harley 21160 (CEPEC) √ 

107 Hohenbergia conquistenssis Leme Reis Jr. s.n. (*HB) √ CE 

108 Hohenbergia edmundoi L.B. Sm. & Read Costa s.n. (ALCB 276) √ CE 

109 Hohenbergia humilis L.B. Sm. & Read Harley 27437 (CEPEC) √ 

110 Hohenbergia lanata E. Pereira & Moutinho Seidel 1079 (RB) √ 

111 Hohenbergia leopoldo-horstii E. Gross, Rauh & Leme Colnago s.n. (HB) √ 


continua... 




NÍVEL DE 


112 Hohenbergia pennae E. Pereira Assis s.n. (ALCB 52007) √ CD 

113 Hohenbergia ramageana Mez Harley 18658 (RB) √ 

114 Hohenbergia ridleyi (Baker) Mez Wanderley s.n. (SP 210086) √ 

115 Hohenbergia rosea L.B. Sm. & Read Read 3429a. (*CEPEC) √ 

116 Hohenbergia stellata Schult. & Schult. f. Martius s.n. (*M, B) √ 

117 Hohenbergia undulatifolia Leme & H. Luther Leme 3685 (*HB, SEL) √ CD 

118 Hohenbergia utriculosa Ule Wanderley 2525 (SP) √ 

119 Hohenbergia vestita L.B. Sm. Irwin 32287 (NY) √ CD 

120 Neoglaziovia variegata (Arruda) Mez Ganev 1169 (SPF) 

Amante s.n. (SP 81369, SPF) 

√ √ 

121 Neoregelia bahiana (Ule) L.B. Sm. Harley 52013(SP) 

Versieux 299 (SP) 

√ √ CE 

122 Neoregelia aff. brownii Leme Anderson 36017 (SEL, US) √ 

123 Neoregelia leprosa L.B. Sm. Foster 656 (GH, US) SC 

124 Neoregelia mucugensis Leme Cintra s.n. (HB) √ CD 

125 Neoregelia wilsoniana M.B. Foster Seidel 1064 (HB) √ 

126 Nidularium bicolor (E. Pereira) Leme Vasconcelos s.n. √ 

(BHCB 52544, CESJ) 

127 Nidularium linehamii Leme Leme 1540 (HB) √ QF 

128 Nidularium marigoi Leme Grandi 2366 (BHCB) √ 

129 Orthophytum albopictum Philcox Wanderley 2364 (SP) √ CD 

130 Orthophytum alvimii W. Weber Seidel 867 (HB) √ 

131 Orthophytum amoenum (Ule) L.B. Sm. Wanderley 2528 (SP) √ CD 

132 Orthophytum braunii Leme Pereira E-343 (HB) √ CD 

133 Orthophytum burle-marxii L.B. Sm & Read Louzada 11 (SP) √ CD 

134 Orthophytum compactum L.B. Sm. Mello-Silva CFCR 10139 

(MBM, SP, SPF) 

√ 

135 Orthophytum conquistense Leme & M. Machado Leme 6019 (HB) √ CE 

136 Orthophytum disjunctum L.B. Sm. Mayo 851 (HB) √ 

137 Orthophytum eddie-estevesii Leme Leme 4693 (HB) √ CE 

138 Orthophytum falconii Leme Leme 4938 (HB) √ CD 

139 Orthophytum harleyi Leme & M. Machado Leme 6173 (HB) √ CD 

140 Orthophytum hatschbachii Leme Louzada & Noreira 59 (SP) √ CD 

141 Orthophytum heleniceae Leme Wanderley 2244 (SP) √ CD 

142 Orthophytum humile L.B. Sm. Semir CFCR 9659 (SPF) √ GM 

143 Orthophytum itambense Versieux & Leme Louzada 6 (SP) √ PD 

144 Orthophytum lemei E.Pereira & I.A. Penna Hatschbach 44220 (CEPEC) √ CD 

145 Orthophytum leprosum (Mez) Mez Carvalho 433 (BHCB) √ 

146 Orthophytum magalhaesii L.B. Sm. Burle-Marx s.n. (HB) √ 

147 Orthophytum macroflorum Leme & M. Machado Leme 6001 (HB) √ CD 

148 Orthophytum maracasense L.B. Sm. Wanderley 2378 (SP) √ 

149 Orthophytum mello-barretoi L.B. Sm. Martinelli 2684 (US) √ CE 


continua...


NÍVEL DE 


150 Orthophytum mucugense Wand. & Conceição Wanderley 2367 (SP) √ CD 

151 Orthophytum navioides (L.B. Sm.) L.B. Sm. Louzada 7 (SP) √ CD 

152 Orthophytum riocontense Leme Leme 5787 (HB) √ CD 

153 Orthophytum saxicola (Ule) L.B. Sm. Harley 27026 (NY, SPF) √ 

154 Orthophytum schulzianum Leme & M. Machado Leme 5881 (HB) √ PD 

155 Orthophytum supthutii E. Gross & Barthlott Menezes 941 (SPF) SC 

156 Orthophytum toscanoi Leme Leme 4920 (HB) √ CE 

157 Pepinia bradei (Markgr.) G. S.Varad. & Gilmartin Carvalho 576 (BHCB, US) √ 

158 Pitcairnia curvidens L.B. Sm. & Read Coffani-Nunes CFSC 14003 (SPF) √ 

159 Pitcairnia lanuginosa Ruiz & Pav. Versieux 156 (RFA) √ 

160 Portea petropolitana (Wawra) Mez Baker 7308 (HB) √ 

161 Pseudananas sagenarius (Arruda) Camargo Vinha 172 (CEPEC) √ √ 

Viana s.n. (BHCB 18392, US) 

162 Quesnelia indecora Mez Mota 219 (BHCB, MBM) √ 

163 Quesnelia liboniana (De Jonghe) Mez Luther s.n. (HB 87834) √ 

164 Quesnelia strobilispica Wawra Mello-Barreto 2104 (BHCB) √ 

165 Racinaea aerisincola (Mez) M.A. Spencer & L.B. Sm. Harley 20722 (CEPEC, K) √ √ 

Mota 1108 (BHCB) 

166 Tillandsia arhiza Mez Versieux 90 (RFA) √ 

167 Tillandsia chapeuensis Rauh Rauh 56545 (*HEID) √ 

168 Tillandsia gardneri Lindl. Ganev 2793 (SPF)Paula 83 (BHCB) √ √ 

169 Tillandsia geminiflora Brongn. Harley 50326 (K, SPF, SP) √ √ 

Martinelli 5994 (RB) 

170 Tillandsia globosa Wawra var. globosa Ferreira 1224 (HRB) √ 

171 Tillandsia heubergeri Ehlers Jardim 772 (CEPEC) √ 

172 Tillandsia loliacea Mart. ex Schult. & Schult. f. Stradmann 660 (CEPEC, ALCB) 

Brade 12498 (RB) 

√ √ 

173 Tillandsia parvispica Baker Wanderley 2377(SP) 

Pereira 10740 (HB) 

√ √ 

174 Tillandsia pohliana Mez Martinelli 5937 (RB) √ 

175 Tillandsia recurvata (L.) L. Arrais CFCR 6780 (SPF) √ √ 

Ordones 856 (BHZB) 

176 Tillandsia sprengeliana Klotzsch ex Mez Conceição 41 (SPF) √ 


177 Tillandsia streptocarpa Baker Wanderley 2376 (SP) 

Versieux 147 (RFA) 

√ √ 

178 Tillandsia stricta Sol. ex Sims Conceição 843 (SPF) 

Smith 7064 (R) 

√ √ 

179 Tillandsia tenuifolia L. var. tenuifolia Harley 52508 (SP) 

Braga s.n. (BHCB 47148, SEL) 

√ √ 

180 Tillandsia tricholepis Baker Pirani CFSC 1368 √ 

181 Tillandsia usneoides (L.) L. Harley 24537 √ √ 

Pirani 4188 (SPF, SP) 

182 Vriesea atropurpurea Silveira Versieux 296 (SPF) √ SC 

continua... 




NÍVEL DE 


183 Vriesea bituminosa Wawra Mota 327 (BHCB) √ 

184 Vriesea chapadensis Leme Conceição 408 (SPF) √ CD 

185 Vriesea clausseniana (Baker) Mez Ordones 183 (BHZB) √ QF 

186 Vriesea crassa Mez Mota 1867 (BHCB, RFA) √ 

187 Vriesea densiflora Mez Anderson 35757 (US) √ PD 

188 Vriesea diamantinensis Leme Vasconcelos s.n. (BHCB 40171) √ PD 

189 Vriesea ensiformis (Vell.) Beer var. ensiformis Belingtani s.n. (ALCB 47420) √ 

190 Vriesea exaltata Leme Forzza 1368 (CEPEC, SPF) √ CD 

191 Vriesea fabioi Leme Conceição 602 (SPF) √ CD 

192 Vriesea friburgensis Mez var. friburgensis Atkins CFCR 14742 (SPF) 

Mota 1866 (BHCB, RFA) 

√ √ 

193 Vriesea guttata Linden & André Parra CFSC 12990 (SPF) √ 

194 Vriesea heterostachys (Baker) L.B. Sm. Matos s.n. (R 46311, US). √ 

195 Vriesea aff. hieroglyphica (Carrière) E. Morren Seidel 1093 (RB) √ 

196 Vriesea lancifolia (Baker) L.B. Sm. Pirani 4560 (SPF) √ CD 

197 Vriesea longicaulis (Baker) Mez Queiroz 4995 (HUEFS, SP) 

Vasconcelos 89 (BHCB) 

√ √ 

198 Vriesea longistaminea C.C.Paula & Leme Martens 263 (SPF) √ QF 

199 Vriesea lubbersii (Baker) E. Morren ex Mez Mota 344 (BHCB, RFA) √ 

200 Vriesea minarum L.B. Sm. Versieux 176 (RFA) √ QF 

201 Vriesea minor (L.B. Sm.) Leme Leme 1823 (HB) √ 

202 Vriesea monacorum L.B. Sm. Hensold CFCR 2894 (SPF) √ PD e QF 

203 Vriesea nanuzae Leme Leme 1820 (HB) √ PD 

204 Vriesea neoglutinosa Mez Silva s.n. (SEL 85570) √ 

205 Vriesea oligantha (Baker) Mez Harley 24618 (SPF) √ √ CE 

Duarte 1982 (RB, US) 

206 Vriesea pardalina Mez Duarte 2233 (RB, US) √ 

207 Vriesea procera var. tenuis L.B. Sm. Versieux 257 (SP) √ 

208 Vriesea pseudoligantha Philcox Harley 15692 (CEPEC, K) √ CD 

209 Vriesea roberto-seidelii W. Weber Seidel 934 (*HAL) √ CD 

210 Vriesea sceptrum f. flavobracteata Leme Seidel 1057 (HB) √ CD 

211 Vriesea schwackeana Mez Paula s.n. (VIC 26454) √ 

212 Vriesea segadas-viannae L.B. Sm. Reitz 7857 (HBR) √ SC 

213 Vriesea simulans Leme Giulietti CFCR 2430 (RB) √ PD 

214 Vriesea simplex (Vell.) Beer Melo 1689 (CEPEC, HUEFS) √ 

215 Vriesea sincorana Mez Ule 7131 (*B) √ CD 

216 Vriesea sp. 1 Versieux 330 √ PD 

217 Vriesea stricta L.B. Sm. Versieux 258 (SP) √ SC 

218 Vriesea vagans (L.B. Sm.) L.B. Sm. Foster 635 (SP) √ 

219 Wittrockia cyathiformis (Vell.) Leme Schwacke 10558 (RB) √ 

220 Wittrockia gigantea (Baker) Leme Foster 609 (SP, US) √ 

221 Wittrockia sp. 1. Harley 52351 (HUEFS, SPF) √ √ CE 

Wanderley 2620 (SP) 


FIGURA 1 – Riqueza de gêneros, espécies e espécies endêmicas 

para as três subfamílias de Bromeliaceae ocorrentes na Cadeia 

do Espinhaço (BA e MG). 

FIGURA 2 – Total de coleções por municípios que integram a 

Cadeia do Espinhaço no estado de Minas Gerais. 



Nosso sincero agradecimento a todos os curadores e 

funcionários dos herbários visitados e às agências 

financiadoras que nos apoiaram: Coordenação de 

Aperfeiçoamento de Pessoal de Nível Superior (CAPES), 

Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico e Tecnológico 

(CNPq), Fundação de Amparo à Pesquisa do 

Estado de São Paulo (FAPESP) e às instituições norte-americanas: 

National Science Foundation (NSF DEB-0129446), 

Marie Selby Botanical Gardens, and Smithsonian Women’s 

Committee. Ao Instituto Estadual de Florestas (MG) e ao 

IBAMA, pelas autorizações de coleta. 


Benzing, D.H. 2000. Bromeliaceae: profile of an adaptive 

radiation. Cambridge University Press, Cambridge, U.K. 

Brummit, R.K. & C.E. Powell (eds.). 1992. Authors of plant names. 

Royal Botanical Gardens, Kew, U.K. 

Coffani-Nunes, J.V. 1997. “Estudo florístico e fenomorfológico 

de Tillandsioideae – Bromeliaceae na Serra do Cipó, MG.” 

Dissertação de mestrado, Universidade de São Paulo, São 

Paulo, Brasil. 

Coser, T.S. 2008. “Bromeliaceae Juss. dos Campos Rupestres do 

Parque Estadual do Itacolomi, Minas Gerais, Brasil: florística 

e aspectos fenológicos.” Dissertação de mestrado, Universidade 

Federal de Viçosa, Minas Gerais, Brasil. 

Crayn, D.M., K. Winter & A.C. Smith. 2004. Multiple origins of 

crassulacean acid metabolism and the epiphytic habit in the 

Neotropical family Bromeliaceae. Proceeding of the National 

Academy of Science 101: 3703-3708. 

Faria, A.P.G. 2006. “Revisão taxonômica e filogenia de Aechmea 

Ruiz & Pav. subg. Macrochordion (de Vriese) Baker, 

Bromelioideae”. Tese de doutorado, Universidade Federal do 

Rio de Janeiro, Rio de Janeiro. 

Forzza, R.C. 2005. Revisão taxonômica de Encholirium Mart. ex 

Schult. & Schult. f. (Pitcairnioideae – Bromeliaceae). Bol. Bot. 

Univ. São Paulo 23: 1–49. 

Forzza, R.C. & M.G.L. Wanderley. 1998. Flora da Serra do Cipó, 

Minas Gerais: Bromeliaceae – Pitcairnioideae. Bol. Bot. Univ. 

São Paulo 17: 255–270. 

Forzza, R.C. & M.G.L. Wanderley. 2003. Bromeliaceae. In Zappi, 

D.C. et al. Lista das plantas vasculares de Catolés, Chapada 

Diamantina, Bahia. pp. 392-393. Bol. Bot. Univ. São Paulo 21: 

345-398. 

Giulietti, A.M. & J.R. Pirani. 1997. Espinhaço range region, 

eastern Brazil. In Davis, S.D., V.H. Heywood, O. Herrera- 

MacBryde, J. Villa-Lobos & A.C. Hamilton (eds.). Centres of 

plant diversity, a guide and strategy for their conservation. v. 

3. pp. 397-404. WWF and IUCN, IUCN Publications Unit, 

Cambridge, U.K. 

Giulietti, A.M., R.M. Harley, L.P. Queiroz, M.G.L. Wanderley & C. 

Van Den Berg. 2005. Biodiversidade e conservação das plantas 

no Brasil. Megadiversidade 1: 52-61. 



Givnish, T.J., K.C. Millam, T.M. Evans, J.C. Hall, J.C. Pires, P.E. 

Berrie & K.J. Sytsma. 2004. Ancient vicariance or recent longdistance 

dispersal? Inferences about phylogeny and South 

American-African disjunctions in Rapateaceae and 

Bromeliaceae based on ndhF sequence data. Int. J. Plant Sci. 

165: S35-S54. 

Holmgren, P.K., N.K. Holmgren, L.C. Barnett. 1990. Index 

Herbariorum. Part 1: The Herbaria of the World, ed. 8. New 

York Botanical Garden, Bronx, New York. 

Holst, B.K. 1994. Checklist of Venezuelan Bromeliaceae with 

notes on species distribution by state and levels of endemism. 

Selbyana 15: 132–149. 

Jacobi, C.M., F.F. do Carmo, R.C. Vincent & J.R. Stehmann. 2007. 

Plant communities on ironstone outcrops: a diverse and 

endangered Brazilian ecosystem. Biodiversity and 

Conservation 16:2185-2200. 

Leme. E.M.C. 1996. Revision of the lithophytic Vriesea species 

from Minas Gerais State, Brazil – Part I. J. Bromeliad Soc.46: 

244-246. 

. 1997. Revision of the lithophytic Vriesea species from Minas 

Gerais State, Brazil – Part II. J. Bromeliad Soc. 47: 168-177. 

. 1999a. Revision of the lithophytic Vriesea species from 

Minas Gerais State, Brazil – Part III. J. Bromeliad Soc. 49: 3-11. 

. 1999b. New species of Brazilian Bromeliaceae: a tribute 

to Lyman B. Smith. Harvard Papers in Botany 4: 135-168. 

Leme. E.M.C. & R. Funch. 1988. Bromeliads of the Chapada Diamantina 

National Park. J. Bromeliad Soc. 38: 3-6, 33-34. 

Luther, H.E. 2006. An Alphabetical List of Bromeliad Binomials, 

10th ed. The Bromeliad Society International, Inc., Orlando, Fla. 

Louzada, R.B. 2008. “Taxonomia e citogenética das espécies de 

inflorescência séssil do gênero Orthophytum Beer (Bromeliaceae).” 

Dissertação de Mestrado, Instituto de Botânica, São Paulo, Brasil. 

Marques, A.R. 2002 “Ecofisiologia e contribuições para a conservação 

das bromélias da Serra da Piedade.” Tese de doutorado, 

Universidade Federal de Minas Gerais, Belo Horizonte. 

Mayo, S., M.G.L. Wanderley & E. Gouda. 1995. Bromeliaceae. 

In: Stannard, B. (org.). Flora do Pico das Almas, Chapada Diamantina, 

Bahia, Brasil. pp. 649-659. Royal Botanic Gardens, 

Kew, U.K. 

Morillo, I.M.R. 1996. “Systematics, phylogeny, chromosome 

number and evolution of Cryptanthus (Bromeliaceae)”. Tese de 

doutorado, University of Missouri, Saint Louis, Missouri, EUA. 

Pirani, J.R. & A.M. Giullieti. 1988. Patterns of geographic 

distribution of some plant species from the Espinhaço range, 

Minas Gerais and Bahia, Brazil. In: Vanzolini, P.E. & W.R. 

Heyer (eds.). Proceedings of a workshop on Neotropical 

distribution patterns. pp 39-69. Academia Brasileira de Ciências, 

Rio de Janeiro. 

Pirani, J.R., A.M. Giulietti, R. Mello-Silva & M. Meguro. 1994. 


vegetation of serra do Ambrósio, Minas Gerais, Brazil. Revista 

Bras. Bot. 17: 133-147. 


endemism in Asclepiadoideae (Apocynaceae) from the Espi- 


nhaço range of Minas Gerais, Brazil – a consevationist view. 


Simon, M.F. & C. Proença. 2000. Phytogeographyc patterns of 

Mimosa (Mimosoideae, Leguminosae) in the cerrado biome 

of Brazil: an indicator genus of high-altitude centers of 

endemism? Biological Conservation 96: 279-296. 

Smith, L.B. & R.J. Downs. 1974. Pitcairnioideae (Bromeliaceae). 

Fl. Neotrop. Monogr. No. 14, Part 1, Hafner Press, New York. 

. 1977. Tillandsioideae (Bromeliaceae). Fl. Neotrop. 

Monogr. No. 14, Part 2, Hafner Press, New York. 

. 1979. Bromelioideae (Bromeliaceae). Fl. Neotrop. 

Monogr. No. 14, Part 3, Hafner Press, New York. 

Spósito, T.C. & J.R. Stehmann. 2006. Heterogeneidade florística 

e estrutural de remanescentes florestais da Área de Proteção 

Ambiental ao Sul da Região Metropolitana de Belo Horizonte 

(APA Sul-RMBH), Minas Gerais, Brasil. Acta Botanica 

Brasilica 20: 347-362. 

Thorne, B.L., M.I. Haverty & D.H. Benzing. 1996. Associations 

between termites and bromeliads in two dry tropical habitats. 


Versieux, L.M. & Leme, E.M.C. 2007. A new litophytic 

Orthophytum (Bromeliaceae) from the Espinhaço range, Minas 

Gerais, Brazil. Novon 17: 130-134. 

Versieux, L.M. & M.G.L. Wanderley. 2007. Two new species of 

Alcantarea (Bromeliaceae, Tillandsioideae) from Brazil. 

Brittonia 59: 57-64. 

Versieux, L.M. & T. Wendt. 2006. Checklist of Bromeliaceae of 

Minas Gerais, Brazil, with notes on taxonomy and endemism. 

Selbyana 27: 107-146. 

Versieux, L.M. & T. Wendt. 2007. Bromeliaceae diversity and 

conservation in Minas Gerais, Brazil. Biodiversity and 


Viana, P.L. & Lombardi, J.A. 2007. Florística e caracterização 

dos campos rupestres sobre canga na serra da Calçada, Minas 


Wanderley, M.G.L. & A.A. Conceição. 2006. Notas taxonômicas 

e uma nova espécie do gênero Orthophytum Beer 

(Bromeliaceae) da Chapada Diamantina, Bahia, Brasil. 

Sitientibus 6: 3-8. 

Wanderley, M.G.L. & R.C. Forzza. 2003. Flora de Grão-Mogol, 

Minas Gerais: Bromeliaceae. Bol. Bot. Univ. São Paulo 21: 

131-139. 

Wanderley, M.G.L. & G. Martinelli. 1987. Bromeliaceae. In 

Giulietti, A.M., N.L. Menezes, J.R. Pirani, M. Meguro, and 

M.G.L. Wanderley. Flora da Serra do Cipó, Minas Gerais: Caracterização 

e lista das espécies. Bol. Bot. Univ. São Paulo 9: 

1–151. 

Wendt, T., M.B.F. Canela, J.E. Morrey-Jones, A.B. Henriques & R.I. 

Rios. 2000. Recognition of Pitcairnia corcovadensis (Bromeliaceae) 

at the species level. Systematic Botany 25: 389-398. 

Wendt, T., M.B.F. Canela, A.P.G. Faria & R.I. Rios. 2001. 

Reproductive biology and natural hybridization between two 

endemic species of Pitcairnia (Bromeliaceae). American Journal 

of Botany 88: 1760-1767.

○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ 

Diversidade e endemismo das Cactaceae na 

Cadeia do Espinhaço 

DANIELA ZAPPI 1 * 

NIGEL TAYLOR 1 

1 Herbarium, Royal Botanic Gardens, Kew, TW9 3AE, UK. 

* e-mail: d.zappi@kew.org 

RESUMO 

As Cactaceae contam com aproxoximadamente 1440 espécies de plantas definidas pela presença 

de três tipos distintos de ramos (ramos vegetativos, aréolas, pericarpelo), sendo que a 

subfamília de maior diversidade, Cactoideae, está representada no Leste do Brasil por mais de 

cinco tribos e 23 gêneros. O endemismo encontrado na Cadeia do Espinhaço é comparável 

àquele do bioma Caatinga, e exemplos de endemismo e distribuição são apresentados, juntamente 

com considerações sobre aspectos ecológicos e o estado de conservação das Cactaceae 

na região. 

ABSTRACT 

The Cactaceae count with 1440 species defined by the presence of three different types of branches 

(vegetative branches, areoles, pericarpel). The most diverse subfamily, the Cactoideae, are 

represented in Eastern Brazil by more than 5 tribes and 23 genera. The endemism found in the 

highlands of the Espinhaço Range is comparable to that found in the Caatinga biome as a whole. 

Examples of such endemism and other phytogeographical connections, together with comments 

about the ecology and conservation of the family Cactaceae in this region are presented. 

INTRODUÇÃO 

A família Cactaceae conta com 124 gêneros e aproximadamente 

1440 espécies (Hunt et al., 2006) de distribuição 

quase exclusivamente neotropical, com apenas 

uma espécie, Rhipsalis baccifera, ocorrendo nas Américas 

e atingindo a África, Madagascar e Sri Lanka. Os membros 

da família Cactaceae são caracterizados através 

da presença de três tipos de ramos: além dos ramos 

vegetativos normais, temos as aréolas, que são ramos 

reduzidos capazes de produzir folhas, espinhos, outros 

ramos vegetativos e/ou flores, e os ramos floríferos nos 

quais o ovário da flor encontra-se imerso formando um 

hipanto de origem receptacular (Boke, 1960), externamente 

recoberto por tecidos vegetativos e, comumente 

dotado de aréolas, também denominado pericarpelo. 

Dentro da família, podemos observar tendências que 

não são exclusivas de Cactaceae, nem são manifestadas 

na totalidade das espécies, como, por exemplo, a presença 

de caules fotossintetizantes e suculência, a redução 

das folhas, presença de espinhos e tricomas abundantes, 

flores com muitos segmentos do perianto gradando 

de sepalóides até petalóides, ovário ínfero unilocular 

com muitos óvulos, inúmeros estames. Descrições 


140 | Diversidade e endemismo das Cactaceae na Cadeia do Espinhaço 

completas da família com foco no Brasil podem ser consultadas 

nos seguintes trabalhos: Zappi & Taylor (1990, 

2003); Taylor & Zappi (2004); Zappi et al. (2006). 

Das quatro subfamílias de Cactaceae (Maihuenioideae, 

Pereskioideae, Opuntioideae e Cactoideae), as três últimas 

encontram-se representadas no leste do Brasil, e 

Taylor & Zappi (2004) aceitam a subdivisão da maior 

subfamília, Cactoideae, em diversas tribos, de acordo 

com as propostas de Hunt & Taylor (1986, 1990). Entre as 

tribos que ocorrem no Leste do Brasil temos: Hylocereeae 

(Hylocereus, Epiphyllum), Echinocereeae/Leptocereeae 

(Pseudoacanthocereus), Rhipsalideae (Lepismium, Rhipsalis, 

Hatiora, Schlumbergera), Cereeae (Brasilicereus, Cereus, 

Cipocereus, Stephanocereus, Arrojadoa, Pilosocereus, 

Micranthocereus, Coleocephalocereus, Melocactus), e 

Trichocereeae (Harrisia, Leocereus, Facheiroa, Espostoopsis, 

Arthrocereus, Discocactus, Uebelmannia). De acordo com 

estudos de sistemática molecular envolvendo a subfamília 

Cactoideae, M. Machado (com. pess.) acredita que 

a definição dessas tribos e de alguns desses gêneros 

possa mudar em certos detalhes, sendo que a maioria 

dos gêneros expressivos em termos de endemismo no 

leste do Brasil fará parte apenas da tribo Cereeae (incl. 

Trichocereeae), que terá sua circunscrição dramaticamente 

ampliada. 

Os maiores gêneros no Brasil são Rhipsalis (35 espécies 

brasileiras num total de 37), Pilosocereus (38/48 espécies) 

e Melocactus (21 espécies) (Hunt et al., 2006). 

ENDEMISMO 

Apesar de inúmeras sugestões de que a ocorrência de 

Cactaceae no Brasil está associada ao bioma Caatinga, 

estudos detalhados sobre o endemismo e a distribuição 

das mesmas indicam que a diversidade encontrada 

nos campos rupestres é comparável àquela encontrada 

na caatinga (Taylor & Zappi, 2004). De um total de 160 

Cactaceae ocorrentes no Brasil, 42 espécies, ou seja, 

26% da família ocorrem nos campos rupestres, ao passo 

que 31% estão distribuídas na caatinga (incluindo o 

ecótono com a Mata Atlântica denominado agreste). 

Devemos levar em conta que a extensão do Bioma 

Caatinga é muitas vezes superior àquela dos campos 

rupestres, aumentando o significado do endemismo encontrado 


Surpreendentemente, o estado de Minas Gerais (36) 

apresenta maior número de táxons endêmicos de 

Cactaceae do que a Bahia (33), porém nem todos estes 

são associados aos campos rupestres da Cadeia do Espinhaço. 


GÊNEROS ENDÊMICOS 

Existem três gêneros cuja ocorrência está restrita ou 

quase totalmente restrita aos campos rupestres da Serra 

do Espinhaço de Minas Gerais: Cipocereus (Taylor & 

Zappi, 2008), Uebelmannia e Arthrocereus. 

O gênero Cipocereus conta com seis espécies das quais 

todas são estritamente endêmicas, C. laniflorus N.P. Taylor 

& Zappi (Serra do Caraça, cf. Rego, 2004), C. crassisepalus 

(Buining & Brederoo) Zappi & N.P. Taylor (Diamantina e 

Rio Vermelho), C. bradei (Backeb. & Voll) Zappi & N.P. 

Taylor (Serra do Cabral), C. pusilliflorus (F. Ritter) Zappi & 

N.P. Taylor (Monte Azul), C. pteurocarpus Ritter (Serra do 

Cipó) e uma é amplamente distribuída na Cadeia do 

Espinhaço (C. minensis (Werderm.) Ritter subsp. minensis 

e C. minensis subsp. leiocarpus N.P. Taylor & Zappi, ocorrendo 

ao longo do Espinhaço desde Cocais até Grão 

Mogol). Tratam-se de cactos colunares arbustivos, com 

flores tubulosas relativamente curtas e frutos recobertos 

de cera azulada. 

Todas as espécies de Uebelmannia possuem distribuição 

endêmica, ocorrendo na porção central até o norte 

da Cadeia do Espinhaço. Uebelmannia buiningii Donald 

ocorre apenas em Itamarandiba, U. gummifera (Backeb. 

& Voll) Buining cresce nos municípios de Rio Vermelho 

e Itamarandiba, sobre solo de areias quartzíticas, 

U. pectinifera Buining possui três subespécies ocorrendo 

nas proximidades de Diamantina e Bocaiúva. Tratam-se 

de cactos globosos a subcilíndricos com flores amarelas 

de tubo curto e frutos vermelhos a rosados (Schulz & 

Machado, 2000). Pesquisas moleculares recentes (Machado, 

dados não publicados) sugerem que o gênero seja 

relictual e basal dentro da tribo Cereeae (sensu lato). 

Com exceção de Arthrocereus spinosissimus (Buining & 

Brederoo) F. Ritter, da Chapada dos Guimarães (MT), as 

espécies de Arthrocereus são endêmicas da Cadeia do 

Espinhaço, sendo que Arthrocereus glaziovii (K. Schum.) 

N.P. Taylor & Zappi ocorre sobre canga nos arredores 

de Belo Horizonte (Serra da Piedade, Serra da Moeda), 

Arthrocereus rondonianus Backeb. & Voll, uma espécie 

muito ornamental com pétalas rosa-magenta, é endêmica 

da área da Serra do Cabral, e Arthrocereus melanurus 

(K. Schum.) Diers et al. possui três subespécies, a subespécie 

típica crescendo nao sudoeste de Minas Gerais, 

A. melanurus subsp. odorus (F. Ritter) N.P. Taylor & 

Zappi é conhecido das margens do Rio Cipó (Serra do 

Cipó e Diamantina) e A. melanurus subsp. magnus N.P. 

Taylor & Zappi, na Serra do Ibitipoca. Esse gênero é 

caracterizado por plantas colunares geralmente de pequeno 

porte com ramos de armazenamento subterrâneo, 

flores tubulosas, longas, de antese noturna,

pericarpelo e tubo floral cobertos de aréolas espinescentes 

e tricomatosas e frutos indeiscentes. 

O gênero Micranthocereus ocorre em Minas Gerais, 

Bahia e Goiás, sendo que todas as espécies do 

subgêneros Micranthocereus e Austrocephalocereus são 

endêmicas da Cadeia do Espinhaço. Na região setentrional 

da Serra do Espinhaço (MG), M. violaciflorus 

Buining e M. auriazureus Buining & Brederoo são 

endêmicos dos arredores de Grão Mogol, ao passo que 

M. albicephalus (Buining & Brederoo) F. Ritter ocorre no 

extremo norte de Minas Gerais, em Mato Verde e Monte 

Azul e também na Bahia (Brejinho das Ametistas). 

Outras ocorrem apenas na Chapada Diamantina, como 

o amplamente distribuído M. purpureus (Gürke) F. Ritter, 

e as mais pontualmente distribuídas M. streckeri Van 

Heek & Van Criek. (Seabra), M. flaviflorus Buining & 

Brederoo (Morro do Chapéu) e M. polyanthus (Werderm.) 

Backeb. (Brejinho das Ametistas). Este gênero é representado 

por cactos colunares ramificados apenas na 

base, de pequeno a médio porte, com flores curtas, muitas 

vezes associadas a um cefálio e numerosos frutos 

relativamente pequenos (Aona et al., 2006). É interessante 

notar que existe a possibilidade de ocorrerem 

híbridos intragenéricos entre Micranthocereus e Arrojadoa 

(Machado, 2006), como no caso de Micranthocereus 

hofackerianus (P. Braun & Esteves Pereira) Machado. 

ESPÉCIES ENDÊMICAS 

Em termos de número de espécies endêmicas, destacam-se 

os seguintes gêneros: 

Algumas espécies do gênero Pilosocereus, como 

Pilosocereus fulvilanatus (Buining & Brederoo) F. Ritter de 

Grão Mogol e Augusto de Lima, e Pilosocereus aurisetus 

(Werderm.) Byles & G.D. Rowley, cuja subespécie típica 

ocorre entre a Serra do Cipó e Diamantina, e P. aurisetus 

subsp. aurilanatus (F. Ritter) Zappi, endêmica da Serra 

do Cabral. Tratam-se de plantas colunares de médio a 

grande porte, com frutos dotados de restos do perianto 

enegrecidos e pendentes, abrindo-se por fendas semicirculares 

e irregulares, expondo polpa sólida alva a 

colorida (Zappi, 1994). 

A metade das espécies de Discocactus, ou seja, 

Discocactus placentiformis (Lehmann) K. Schum. ocorrendo 

amplamente na região de Diamantina, e D. pseudoinsignis 

N.P. Taylor & Zappi e D. horstii Buining & Brederoo, 

endêmicas de Grão Mogol. São plantas globosas a 

discóides, com espinhos recurvos, cefálio pouco organizado 

dotado de tricomas sedosos e cerdas, com flores 

tubulosas, longas, de antese noturna, sementes com testa 

tuberculada, provavelmente dispersas por formigas. A 

delimitação e conservação das espécies de Discocactus 

da Bahia são discutidas em Machado et al. (2005). Apenas 

D. heptacanthus (Rodrigues) Britton & Rose sensu lato 

distribui-se fora da área da Cadeia do Espinhaço. 

Algumas espécies do gênero Arrojadoa, endêmico do 

Leste do Brasil, são também endêmicas da Cadeia do 

Espinhaço, como Arrojadoa dinae Buining & Brederoo 

(Grão Mogol, Monte Azul, Mato Verde, Brejinho das 

Ametistas, Piatã), e Arrojadoa bahiensis (Braun & Esteves 

Pereira) N.P. Taylor & Eggli (Pico das Almas, Mucugê). 

CONEXÕES FLORÍSTICAS 

Zappi & Taylor | 141 

Ligações entre a Chapada Diamantina (BA) e a Serra do 

Espinhaço (MG) são geralmente representadas por 

táxons encontrados nas serras ao norte da Serra do 

Espinhaço (Grão Mogol, Mato Verde, Monte Azul), cuja 

distribuição prossegue sentido Norte, atingindo outras 

áreas de campo rupestre e caatinga do Centro-Sul da 

Chapada Diamantina, como por exemplo Micranthocereus 

subg. Austrocephalocereus, Melocactus bahiensis (Britton 

& Rose) Luetzelb., M. concinnus Buining & Brederoo, 

Pilosocereus pachycladus Ritter, Rhipsalis floccosa Salm- 

Dyck ex. Pfeiff. subsp. oreophila N.P. Taylor & Zappi, 

Leocereus bahiensis Britton & Rose. 

Uma série de conexões interessantes entre táxons 

de campo rupestre e outros tipos de vegetação são: 

• Pares vicariantes de espécies do campo rupestre 

com a caatinga, como Brasilicereus markgrafii Backeb. 

& Voll (endêmico de Grão Mogol) e B. phaeacanthus 

(Gürke) Backeb. agreste-caatinga de Minas Gerais e 

Leste da Bahia); Stephanocereus luetzelburgii (Vaupel) 

N.P. Taylor & Eggli (Chapada Diamantina) e 

S. leucostele (Gürke) A. Berger (caatinga da Bahia). 

As espécies de Arrojadoa citadas acima são relacionadas 

com A. pennicillata (Gürke) Britton & Rose e 

A. rhodantha (Gürke) Britton & Rose, ambas com distribuição 

ampla na caatinga. 

• Táxons ocorrendo tanto na restinga como nos campos 

rupestres, como é o caso de Melocactus violaceus 

Pfeiff. com várias subespécies ocorrendo na restinga, 

em campos de altitude próximos do litoral (Uruçuca, 

Serra da Itabaiana) mas também em localidades de 

campo rupestre (Jacobina, Jequitinhonha). 

É importante ressaltar que espécies epifíticas da mata 

atlântica atingem a Cadeia do Espinhaço, como no caso 

de Rhipsalis pulchra Loefgr., R. russellii Britton & Rose, 

R. baccifera (J.S. Muell.) Stearn subsp. hileiabaiana N.P. 

Taylor & Barthlott, Lepismium houlletianum (Lem.) 



Barthlott, Hatiora salicornioides (Haw.) Britton & Rose e 

Schlumbergera kautskyi (Horobin & McMillan) N.P. Taylor. 

A presença de dessas epífitas é mais expressiva no sudeste 

da Cadeia do Espinhaço e nas suas disjunções ao Sul 

(Ibitipoca), onde encontramos enclaves de matas nebulares 

úmidas, propícias para o seu estabelecimento. 

COMPOSIÇÃO DE ESPÉCIES E LOCALIDADES 

Nas localidades ao Sul da Cadeia do Espinhaço, encontramos 

um predomínio de Cactaceae epífitas, como 

Rhipsalis, Lepismium, Epiphyllum e Hatiora, ou florestais, 

como Pereskia e Brasiliopuntia sobre as espécies rupícolas 

ou de campo aberto, no caso pertencentes aos gêneros 

Arthrocereus, Cipocereus e Pilosocereus. As localidades 

de campo rupestre em Minas Gerais com maior 

número de gêneros e espécies campestres em uma área 

relativamente limitada são localizadas na parte setentrional, 

tanto a Leste do Espinhaço, como Grão Mogol 

(Arrojadoa dinae, Melocactus bahiensis ssp. amethystinus 

(Buining & Brederoo) N.P. Taylor, Tacinga inamoena 

(K. Schum.) N.P. Taylor & Stuppy, Cipocereus minensis, 

Discocactus horstii, D. pseudoinsignis, Brasilicereus 

markgrafii, Micranthocereus auriazureus, Pilosocereus 

fulvilanatus) ou a Oeste, como na Serra do Cabral 

(Arthrocereus rondonianus, Cipocereus bradei, C. minensis, 

Discocactus placentiformis, Pilosocereus aurisetus). 

No estado da Bahia, há exemplos de localidades no 

Centro-Sul da Chapada Diamantina, como o Pico das 

Almas (Taylor & Zappi, 1995), com 10 espécies distribuídas 

em 8 gêneros, a seguir: Arrojadoa bahiensis 

(P.J.Braun & Esteves Pereira) N.P. Taylor & Eggli, Leocereus 

bahiensis Britton & Rose, Melocactus bahiensis (Britton & 

Rose) Luetzelb., M. concinnus Buining & Brederoo, 

Melocactus paucispinus Heimen & R. Paul, Micranthocereus 

purpureus (Gürke) F. Ritter, Tacinga inamoena (K.Schum.) 

N.P. Taylor & Stuppy, Pilosocereus pachycladus F. Ritter, 

Rhipsalis floccosa Pfeiff., Stephanocereus luetzelburgii 

(Vaupel) N.P. Taylor & Eggli. 

Vale ressaltar que localidades com um número maior 

do que 10 espécies de Cactaceae são bastante raras 

no Leste do Brasil, tanto nos campos rupestres da Cadeia 

do Espinhaço como em ambientes de caatinga. 

ECOLOGIA 

Apesar do número relativamente elevado de espécies 

de Cactaceae ocorrentes na Cadeia do Espinhaço, muitas 

vezes é difícil encontrá-las, pois a sua ocorrência é 


determinada pela combinação específica de uma série 

de fatores abióticos e bióticos (altitude, fácies, substrato, 

germinação, polinização, dispersão). O exemplo 

mais extremo de dificuldade de localização é o de 

Discocactus horstii, uma planta com alto valor ornamental 

que chegou a ser considerada quase extinta e cujas 

populações relativamente abundantes nas imediações 

de Grão Mogol permaneceram desconhecidas apesar 

de um projeto ativo dedicado ao estudo da flora da 

região (Pirani et al., 2003; Zappi & Taylor, 2003). D. horstii 

é uma espécie de pequeno porte, cuja ocorrência está 

associada à presença de cascalho quartzítico transparente, 

vivendo semi-enterrada sob tal substrato. Hábitat 

semelhante é ocupado por espécies de Uebelmannia nas 

imediações de Rio Vermelho e Pedra Menina (Meguro 

et al., 1994). 

Entre as adaptações das Cactaceae ocorrentes em 

campos rupestres, existe a tendência à redução do hábito, 

que muitas vezes é ramificado apenas na base, e 

no caso de espécies globosas, como alguns Discocactus, 

a parte emersa pode chegar a ser disciforme, provavelmente 

oferecendo proteção contra a passagem de fogo 

na vegetação campestre. Semelhante adaptação do formato 

da planta é encontrada em Melocactus paucispinus 

na Chapada Diamantina (BA). A incidência de sistemas 

subterrâneos de armazenamento tanto de natureza radicular 

(Cipocereus crassisepalus) quanto caulinar 

(Arthrocereus melanurus, Arrojadoa dinae) foi registrada, 

e pode estar associada também ao fogo. No caso de 

Arrojadoa dinae, a parte aérea da planta é formada por 

ramos bastante finos, que são destruídos periodicamente 

pela passagem de fogo, sendo que os espécimes 

rebrotam a partir dos órgãos subterrâneos. 

A epiderme espessa de muitas espécies encontra-se 

recoberta de ceras epicuticulares (Maffei et al., 1997) 

que conferem aspecto acinzentado ou azul-glaucescente 

aos indivíduos (ex. Pilosocereus fulvilanatus, Melocactus 

glaucescens, Micranthocereus auriazureus), representando 

uma adaptação destinada a refletir e/ou filtrar os 

altos níveis de insolação associados às regiões de altitude. 

Do mesmo modo, aréolas apresentam configurações 

variadas, presença de abundantes espinhos radiais 

dourados e tricomas alvos, conferindo proteção especialmente 

para as partes apicais e meristemáticas das 

plantas. A estratégia de multiplicação do número de 

espinhos radiais e desaparecimento do espinho centralprincipal 

parece estar também associada à aparição de 

espinhos mais finos, longos e flexíveis, denominados 

cerdas, nos quais observamos condensação de neblina, 

que escorre ao longo dos caules e precipita na base da 

planta, onde é absorvida pelas raízes. Espécies de

Micranthocereus apresentam crescimento secundário 

nas aréolas da parte basal da planta, que também pode 

estar associada ao estabelecimento e nutrição das plantas 

(ver abaixo sob germinação). 

Em termos de germinação, é importante ressaltar que 

nenhuma espécie de Cactaceae, nem mesmo as rupícolas 

mais resistentes, germina e cresce diretamente 

sobre rochas nuas. Em todos os casos notamos que a 

germinação de sementes e crescimento de plântulas 

estão associados à presença de fendas de rochas dotadas 

de vegetação associada, no caso liquens, musgos e 

pteridófitas e até mesmo outros arbustos, à sombra e 

sob proteção dos quais as plântulas se estabelecem. 

Essa associação vegetal com a configuração de ilhas de 

vegetação recebe a denominação de “nursery plants”, 

e é de suma importância para a hidratação, sombreamento, 

proteção física e contra predadores, e pode ter 

um papel na nutrição das plântulas, através do acúmulo 

e decomposição de folhas mortas e outros detritos orgânicos 

que ficam presos nessas ‘ilhas’ de vegetação. 

Por outro lado, em ambientes perturbados, por exemplo 

por pastoreio, essa associação vegetal sofre pressão 

por parte de invasoras (especialmente gramíneas 

exóticas), e tende a desaparecer, dificultando o re-estabelecimento 

de populações de Cactaceae rupícolas. 

Estudos de biologia floral e dispersão existem para 

os seguintes gêneros: Cipocereus (Rego 2004), Discocactus 

(Machado, 2005), Micranthocereus (Aona, 2006), revelando 

uma ampla gama de polinizadores (morcegos, mariposas, 

colibris) e possíveis dispersores a curta distância, 

como formigas e mamíferos roedores, e a longa 

distância, como pássaros ou mesmo morcegos. Existe 

necessidade de compreender mais profundamente as 

relações entre as espécies de Cactaceae e outras espécies 

animais e vegetais, com intuito de aprimorar as 

iniciativas de conservação da região (Drummond et al., 

2005). 

CONSERVAÇÃO 

A totalidade da família Cactaceae, assim como as 

Orchidaceae, está incluída no apêndice II da legislação 

internacional denominada CITES (Hunt, 1999), da 

qual o Brasil participa desde os anos 1980. Esta legislação 

impede que espécies listadas atravessem fronteiras 

internacionais sem as permissões de exportação 

e importação previstas por lei. No Leste do Brasil há 

relativamente poucos táxons de Cactaceae ameaçados 

através de coleta indiscriminada de indivíduos ou de 

sementes (Oldfield, 1997), e entre eles estão todas as 

Zappi & Taylor | 143 

LISTA DE CACTACEAE DOS CAMPOS RUPESTRES DO 

ESPINHAÇO (Taylor & Zappi, 2004) 

CATEG. 

GÊNERO ESPÉCIE SUBESPÉCIE IUCN 

Arrojadoa bahiensis VU 

Arrojadoa dinae dinae VU 

Arrojadoa dinae eriocaulis EN 

Arthrocereus glaziovii EN 

Arthrocereus melanurus melanurus VU 

Arthrocereus melanurus magnus NT 

Arthrocereus melanurus odorus VU 

Arthrocereus rondonianus VU 

Brasilicereus markgrafii EN 

Cipocereus bradei EN 

Cipocereus crassisepalus VU 

Cipocereus laniflorus EN 

Cipocereus minensis leiocarpus LC 

Cipocereus minensis minensis EN 

Cipocereus pusilliflorus CR 

Discocactus horstii EN 

Discocactus placentiformis VU 

Discocactus pseudoinsignis EN 

Discocactus zehntneri boomianus VU 

Leocereus bahiensis LC 

Hatiora salicornioides LC 

Melocactus bahiensis bahiensis LC 

Melocactus bahiensis amethystinus LC 

Melocactus concinnus LC 

Melocactus glaucescens CR 

Melocactus oreas cremnophilus LC 

Melocactus paucispinus EN 

Melocactus violaceus ritteri CR 

Micranthocereus albicephalus NT 

Micranthocereus auriazureus EN 

Micranthocereus flaviflorus LC 

Micranthocereus polyanthus EN 

Micranthocereus purpureus LC 

Micranthocereus streckeri CR 

Micranthocereus violaciflorus VU 

Pilosocereus aurisetus aurisetus LC 

Pilosocereus aurisetus aurilanatus EN 

Pilosocereus fulvilanatus fulvilanatus VU 

Pilosocereus fulvilanatus rosae CR 

Pilosocereus pachycladus pachycladus LC 

Rhipsalis russellii VU 

Stephanocereus luetzelburgii LC 

Uebelmannia buiningii CR 

Uebelmannia gummifera VU 

Uebelmannia pectinifera pectinifera VU 

Uebelmannia pectinifera flavispina VU 

Uebelmannia pectinifera horrida VU 



espécies de Discocactus, Uebelmannia e alguns Melocactus, 

que foram elevados à categoria de apêndice I da CITES 

no início dos anos 1990, visando protegê-los das atividades 

de coletores inescrupulosos. A emissão de licenças 

de exportação e importação de espécies listadas 

sob o apêndice I da CITES para fins comerciais não é 

permitida, de modo a dificultar a exploração extrativista 

e comercial dessas plantas no mercado internacional. 

No entanto, a maioria dos casos de ameaça de 

extinção de espécies de Cactaceae da Cadeia do Espinhaço 

deve-se à destruição de habitats únicos nos quais 

encontramos espécies muito restritas. Apesar de serem 

listadas sob a categoria vulnerável da IUCN (2001), usando 

o critério VU D2 (populações muito pequenas ou 

restritas com uma área de ocupação menor que 20km 2 

e 5 ou menos populações, de modo que o efeito de 

atividades humanas ou outros eventos repentinos pode 

rapidamente transformá-las em criticamente ameaçadas 

ou até mesmo extingui-las em um período de tempo 

muito curto). No caso da Cadeia do Espinhaço, mineração 

(ouro, pedras preciosas e semipreciosas, cristais, 

outros minérios), turismo não planejado, prática de 

‘esportes radicais’, construção de estradas, pastoreio e 

utilização não planejada de recursos hídricos formam 

uma longa lista de ameaças não só às Cactaceae, mas à 

biodiversidade impressionante dessa região. 


Aona, L. Y. S., Machado, M. C., Pansarin, E. R., Castro, C. C., 

Zappi, D. C. & Amaral, M. C. E. 2006. Pollination biology of 

three Brazilian species of Micranthocereus Backeb. (Cereeae, 

Cactoideae) endemic to the ‘campos rupestres’. Bradleya 

24: 39-52. 

Boke, N. H. 1964. The cactus gynoecium: a new interpretation. 

American Journal of Botany 51: 598-610. 

Drummond, G. M., Martins, C. S., Machado, A. B. M., Sebaio, F. 

A., Antonini, Y. 2005. Biodiversidade em Minas Gerais, ed. 2. 

Fundação Biodiversitas, Belo Horizonte, 222 p. 

Hunt, D. R. 1999. Capes Cactaceae Checklist. Royal Botanic 


Hunt, D. R. & Taylor, N. P. (eds.) 1986. The genera of the 

Cactaceae: towards a new consensus. Bradleya 4: 65-78. 

Hunt, D. R. & Taylor, N. P. (eds.) 1990. The genera of the 

Cactaceae: progress towards consensus. Bradleya 8: 85-107. 

Hunt, D. R., Taylor, N. P. & Charles, G. (eds.) 2006. The New 

Cactus Lexicon. Text. dh Publications, Milborne Port. 

IUCN 2001. IUCN Red List Categories: Version 3.1. IUCN, Gland, 

Switzerland and Cambridge, UK, 23 p. 


Machado, M. C. 2006. Micranthocereus hofackerianus (Cactaceae) 

– eine neue Kombination für ein bemerkenswertes Taxon. 

Kakteen und andere Sukkulenten 57: 267-273. 

Machado, M. C., Zappi, D. C., Taylor, N. P. & Borba, E. L. 2005. 

Taxonomy and conservation of the Discocactus Pfeiff. 

(Cactaceae) species occurring in the state of Bahia, Brazil. 

Bradleya 23: 41-56. 

Maffei, M., Meregalli, M. & Scannerini, S. 1997. Chemotaxonomic 

significance of surface wax n-alkanes in the Cactaceae. 

Biochemical Systematics and Ecology 25: 241-253. 

Meguro, M., Pirani, J. R., Mello-Silva, R. & Giulietti, A. M. 1994. 

Phytophysiognomy and composition of the vegetation of 

Serra do Ambrósio, Minas Gerais, Brazil. Revista Brasileira de 

Botânica 17: 149-166. 

Oldfield, S. (comp.) 1997. Cactus and Succulent Plants – Status 

Survey and Conservation Action Plan. IUCN/SSC Cactus and 

Succulent Specialist Group. IUCN, Gland, Switzerland and 

Cambridge, UK. Pp. 10, 212. 

Rego, J. O. 2004. Estudo ecológico de Cipocereus laniflorus Taylor 

& Zappi, Cactaceae endêmica da RPPN do Caraça e ameaçada 

de extinção. Dissertação de Mestrado em Ecologia (Conservação 

e Manejo da Vida Silvestre) - Universidade Federal de 

Minas Gerais. 

Pirani, J. R., Mello-Silva, R. & Giulietti, A. M. 2003. Flora de 

Grão Mogol, Minas Gerais, Brasil. Boletim de Botânica da 

Universidade de São Paulo 21(1): 1-24. 

Prado, D. E. 2003. As Caatingas da América do Sul. In: Leal, I.R., 



Rodal, M. J. N. & Sampaio, E. V. S. B. 2002. A vegetação do 

bioma caatinga. In: Sampaio, E.V.B., Giulietti, A.M., Virgínio, 

J. & Gamarra-Rojas, C. (eds.). Vegetação e Flora da Caatinga. 

Associação Plantas do Nordeste - APNE & Centro Nordestino 

de Informação sobre Plantas – CNIP, Recife. Pp. 11-24. 

Schulz, R. & Machado, M. 2000. Uebelmannia and their 

environment. Teesdale, Vic.: Schulz Publishing 160p. 

Taylor, N. & Zappi, D. 1995. Cactaceae in Stannard, B. L. (ed.) 

Flora of the Pico das Almas, 157-164. 

Taylor, N. & Zappi, D. 2004. Cacti of Eastern Brazil. Royal Botanic 


Taylor, N. & Zappi, D. 2008. A neglected species J Cipocereus. 

Cactaceae Systematics Initiatives 24: 9-12. 

Zappi, D. C. 1994. Pilosocereus (Cactaceae). The genus in Brazil. 

Succulent Plant Research 3: 1-160. 

Zappi, D., Aona, L. Y. S. & Taylor, N. (2006). Cactaceae in 

Wanderley, M. G. L., Shepherd, G. J., Melhem, T. S. A. & 

Giulietti, A. M. (eds.). Flora Fanerogâmica do Estado de São 

Paulo. 

Zappi, D. C. & Taylor, N. P. 1990. Flora da Serra do Cipó: 

Cactaceae. Boletim de Botânica da Universidade de São Paulo 

12: 43-60. 

Zappi, D. & Taylor, N. P. 2003. Flora de Grão Mogol, Minas Gerais: 

Cactaceae. Boletim de Botânica da Universidade de São 

Paulo 21(1): 147-154.

○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ 

Diversidade florística de Leguminosae Adans. 

em áreas de campos rupestres 

VALQUÍRIA FERREIRA DUTRA 1 * 

FLÁVIA CRISTINA PINTO GARCIA 1 

HAROLDO CAVALCANTE DE LIMA 2 

LUCIANO PAGANUCCI DE QUEIROZ 3 

1 Universidade Federal de Viçosa, Minas Gerais, Brasil. 

2 Instituto de Pesquisas Jardim Botânico do Rio de Janeiro, Rio de Janeiro, Brasil. 

3 Universidade Estadual de Feira de Santana, Bahia, Brasil. 

* email: valquiria.dutra@bol.com.br 

RESUMO 

Leguminosae apresenta alta plasticidade ecológica, o que permite a sua ocupação nos mais 

diversos hábitats, inclusive nos campos rupestres. Estes campos ocorrem em altitudes superiores 

a 1.000 metros, na Cadeia do Espinhaço (MG e BA), em Goiás, no Distrito Federal e na 

porção sudoeste e sul de Minas Gerais; e apresentam uma vegetação rica em espécies e composta 

por muitos táxons endêmicos. Neste estudo foi realizada uma comparação entre as 

espécies de Leguminosae de 18 áreas de campos rupestres no Brasil, sendo 13 áreas em Minas 

Gerais, quatro na Bahia e uma em Goiás, através do índice de similaridade de Sörensen e a 

técnica UPGMA. Nas 18 áreas analisadas, Leguminosae foi representada por 343 espécies, 

destas, 20 encontram-se na lista das espécies ameaçadas de extinção em Minas Gerais. 

Papilionoideae foi a subfamília mais numerosa, com 154 espécies, Caesalpinioideae apresentou 

98 espécies e Mimosoideae, 91. Os gêneros Chamaecrista, Mimosa e Calliandra foram os 

que mais se destacaram em número de espécies. A análise de agrupamento entre essas áreas 

mostrou a formação de dois grupos: [1] Chapada Diamantina (BA) e Serra de Grão Mogol (MG), 

e [2] demais áreas de Minas Gerais, com baixa similaridade entre eles, confirmando a heterogeneidade 

florística existente nas diferentes áreas de campo rupestre. 

ABSTRACT 

Leguminosae presents high ecological plasticity, what allows its occupation in the most several 

habitats, including the “campos rupestres”. These fields occur in superior altitudes to 1.000 meters, 

in the “Cadeia do Espinhaço” (MG and BA), in Goiás, in Federal District and in the Southwest and 

South of Minas Gerais; and present a rich vegetation and composed for many endemic taxa. In 

this study a comparison was carried out among Leguminosae species from 18 areas of “campos 

rupestres” in Brazil, being 13 areas in Minas Gerais, four in Bahia and one in Goiás, through the 

Sörensen’s index of similarity and the technique UPGMA. Leguminosae was represented by 343 

species at 18 analyzed areas, of these, 20 are in the list of the threatened species of extinction in 

Minas Gerais. Papilionoideae was the most numerous subfamily, with 154 species. Ninety eight 


146 | Diversidade florística de Leguminosae Adans. em áreas de campos rupestres 

species were Caesalpinioideae and 91 Mimosoideae. The genus Chamaecrista, Mimosa and 

Calliandra stood out in terms of species number. The clustering analysis among those areas showed 

the formation of two groups: [1] “Chapada Diamantina” (BA) and ‘Serra de Grão Mogol” (MG), 

and [2] other areas of Minas Gerais, with low similarity among them, confirming the floristic 

heterogeneity existent in the different areas of “campos rupestres”. 

INTRODUÇÃO 

A Cadeia do Espinhaço ou Serra Geral compreende um 

grupo de serras entre os limites 20°35’ e 11°11’S (Giulietti 

et al., 1987), constituindo o divisor de águas entre a Bacia 

do Rio São Francisco e o Oceano Atlântico (Derby, 

1906). Abrange uma região com cerca de 50 a 100 km de 

extensão longitudinal e 1.000 km de extensão latitudinal, 

e elevação média acima de 1.000 m, desde a Serra de 

Ouro Branco (MG) até a Bahia, onde recebe a denominação 

de Chapada Diamantina (Giulietti et al., 1997). Recentemente 

foi declarada Reserva da Biosfera pela 

UNESCO, por representar uma unidade biogeográfica de 

alta a extrema importância biológica (Drummond et al. 

2005). Segundo Giulietti & Pirani (1988), suas características 

climáticas, de relevo e solo, oferecem condições 

para o desenvolvimento de uma flora típica encontrada 

em poucas regiões do Brasil: os campos rupestres. 

Os campos rupestres ocorrem também, como ilhas 

florísticas isoladas, em Goiás, no Distrito Federal, na 

porção sudoeste e sul de Minas Gerais (Romero, 2002), 

em Roraima (Benites, 2001), na Chapada dos Parecis, 

em Rondônia (Harley, 1995) e na Serra do Cachimbo, 

no Pará (Pires & Prance, 1985). 

Ocorrem sobre grandes extensões de afloramentos 

rochosos do Pré-Cambriano, com relevo bastante íngreme 

e montanhoso, baixa disponibilidade de água, 

intensa radiação solar, solos pouco profundos, litólicos, 

arenosos ou cascalhosos, ácidos, pobres em nutrientes 

e derivados de vários substratos rochosos, predominando 

os quartzitos, xistos, filitos e itacolomitos (Moreira, 

1965; Giulietti et al., 1987; Brandão et al., 1994; Menezes 

& Giulietti, 2000). Portanto, são formações vegetais influenciadas 

decisivamente por fatores abióticos, que 

interagindo, de formas variadas conduzem à formação 

de uma vegetação heterogênea, representada por um 

mosaico de comunidades relacionadas (Giulietti & 

Pirani, 1988; Vitta 1995). 

A flora é muito rica em espécies e composta por muitos 

elementos endêmicos (Harley, 1995), contando com 

cerca de 3.000 espécies de plantas vasculares (Giulietti 


et al., 2000). De acordo com Romero (2002), as famílias 

mais características dessas áreas são: Asteraceae, 

Bromeliaceae, Cyperaceae, Eriocaulaceae, Iridaceae, 

Lamiaceae, Lythraceae, Melastomataceae, Myrtaceae, 

Orchidaceae, Poaceae, Rubiaceae, Velloziaceae, 

Vochysiaceae, Xyridaceae e Leguminosae. 

Leguminosae é considerada uma das três maiores 

famílias de Angiospermae, com 730 gêneros e 19.400 

espécies (Lewis et al., 2005), subordinadas a três subfamílias, 

Caesalpinioideae, Mimosoideae e Papilionoideae, 

muito distintas entre si e distribuídas por todos os 

hábitats terrestres (Polhill et al., 1981; Lewis et al., 2005). 

A ocorrência da família, no Brasil, é muito significativa, 

sendo representada, segundo Lima (2000), por cerca de 

188 gêneros e 2.100 espécies nativas, encontradas em 

todos os biomas brasileiros. 

É uma família de grande importância econômica 

(Okigbo, 1977), sendo utilizada na alimentação, forrageamento, 

marcenaria, como medicinal, combustível, 

pesticida, corante, goma, óleo ou ornamental (Date, 

1977; Polhill et al., 1981; Brandão, 1992). 

Ecologicamente, possui grande valor devido à capacidade 

de fixar nitrogênio, associando-se ao Rhizobium 

e ao Bradyrhizobium, formando nódulos nas raízes que 

propiciam diversas estratégias para o aumento do fornecimento 

de nutrientes, tornando-as pioneiras em 

solos pouco férteis (Lopes, 1963). 

Considerando a importância biológica dos campos 

rupestres, e a ecológica e econômica de Leguminosae, 

esse estudo teve como objetivo verificar a diversidade 

florística dessa família nos campos rupestres da Bahia, 

Minas Gerais e Goiás; e indicar as espécies em risco de 

extinção. 


As espécies de Leguminosae, de 18 levantamentos 

florísticos realizados em áreas de campo rupestre da 

Bahia, Minas Gerais e Goiás (Tabela 1), foram comparadas, 

mediante uma matriz de presença/ausência, pelo

índice de similaridade de Sörensen e a técnica de ligação 

da média de grupo (UPGMA) usando o programa 

MVSP 3.13m (Kovach Computing Services, 2004). 

A validade dos nomes das espécies foi verificada consultando 

o ILDIS (2005) e as revisões taxonômicas para 

as espécies estudadas; e para gênero, adotou-se o sistema 

de classificação de Lewis et al. (2005). 

O status da conservação das espécies foi verificado 

através da Lista Vermelhas das Espécies Ameaçadas de 

Extinção da Flora de Minas Gerais (Mendonça & Lins, 

2000; Biodiversitas, 2007). 


Nas dezoito áreas analisadas, Leguminosae foi representada 

por 343 espécies e 50 gêneros (Tabela 2). A 

subfamília Papilionoideae apresentou 154 espécies e 31 

gêneros, sendo a mais representativa. O gênero 

Crotalaria destacou-se em número de espécies, 15 no 

total. Caesalpinioideae foi a segunda maior subfamília, 

com 98 espécies e sete gêneros, sendo Chamaecrista o 

gênero mais numeroso, com 69 espécies. Mimosoideae 

foi representada por 91 espécies e 11 gêneros, sendo 

Mimosa o gênero mais bem representado em número 

de espécies (44 spp.). Essa grande representatividade 

da família Leguminosae e dos gêneros Chamaecrista, 

Mimosa e Calliandra nos campos rupestres, constatada 

no presente estudo, já havia sido registrada por L.P. de 

Queiroz, que citou para esse tipo de vegetação 311 

espécies (Giulietti et al., 2000). 

Entre as espécies listadas, cerca de 15% ocorrem em 

áreas de distribuição restrita e em populações pequenas 

e isoladas, e destas 20 estão citadas como ameaçadas 

de extinção (Mendonça & Lins, 2000; Biodiversitas, 

2007). Na categoria de vulnerável estão: Chamaecrista 

aristata (Benth.) H.S. Irwin & Barneby, C. linearifolia (G. 

Don) H.S. Irwin & Barneby, C. stillifera (H.S. Irwin & 

Barneby) H.S. Irwin & Barneby, C. tephrosiifolia (Benth.) 

H.S. Irwin & Barneby, C. ulmea H.S. Irwin & Barneby, 

Harpalyce lanata L.P. Queiroz e H. parvifolia H.S. Irwin & 

Arroyo. Na categoria em perigo constam: Chamaecrista 

choriophylla (Vogel) H.S. Irwin & Barneby, C. dentata 

(Vogel) H.S. Irwin & Barneby, C. semaphora (H.S.Irwin & 

Barneby) H.S.Irwin & Barneby, Lupinus coriaceus Benth., 

L. decurrens Gardner, L. ovalifolius Benth., Mimosa barretoi 

Hoehne, M. macedoana Burkart, M. montis-carasae 

Barneby e M. paucifolia Benth. Criticamente em perigo 

está: Chamaecrista cipoana (H.S. Irwin & Barneby) 

H.S. Irwin & Barneby; enquanto as presumivelmente 

Dutra, Garcia, Lima & Queiroz | 147 

ameaçadas são: Chamaecrista multinervea (Benth.) 

H.S. Irwin & Barneby e Zornia pardina Mohlenbr. 

Comparando o número de espécies em cada área 

(Tabela 1), a Serra do Cipó foi a área mais diversa, com 

104 espécies, seguida por Catolés (69 spp.) e pela Serra 

da Canastra (60 spp.). Morro do Chapéu, na Bahia, foi a 

área que apresentou o menor número de espécies (12 

spp.). Essa diferença encontrada, na riqueza de espécies 

de Leguminosae, pode ser consequëncia do tamanho 

da área amostrada em cada localidade, duração e 

periodicidade das coletas, como abordado por Nakajima 

& Semir (2001) e Romero & Martins (2002). Mas corrobora 

com Barreto (1949), Harley (1995) e Giulietti et al. 

(1997) que citam a porção central da Cadeia do Espinhaço, 

que inclui a Serra do Cipó e Diamantina, como a 

que exibe maior diversidade florística. 

Nenhuma espécie está distribuída em todas as áreas, 

sendo as de maior ocorrência: Periandra mediterranea 

(Vell.) Taub., em 16 áreas; Stylosanthes guianensis (Aubl.) 

Sw., em 14; Chamaecrista desvauxii (Collad.) Killip e 

Camptosema scarlatinum (Mart. ex Benth.) Burkart, em 

11 áreas. Mais da metade das espécies (60,7%) ocorre 

em apenas uma área, evidenciando a singularidade da 

composição florística de cada área o que ocasiona a 

heterogeneidade da flora dos campos rupestres, onde 

muitas espécies e gêneros encontram-se em populações 

disjuntas, geralmente restritas a algumas serras (Giulietti 

& Pirani, 1988; Giulietti et al., 2000). 

A análise de agrupamento das 18 áreas de campo 

rupestre (Figura 1) reuniu nitidamente as áreas de campo 

rupestre da Bahia e Minas Gerais, separando-as da 

Chapada dos Veadeiros (CVD), em Goiás, que, apresentou 

a composição de espécies de Leguminosae bastante 

distinta das demais áreas. 

Dois grandes grupos se formaram: o grupo A, formado 

por três áreas de campo rupestre da Chapada Diamantina, 

na Bahia e a Serra de Grão-Mogol, no norte 

de Minas; e o grupo B, que reuniu as demais áreas de 

campo rupestre de Minas Gerais. Segundo Harley (1995), 

essa dissimilaridade encontrada é devido à presença 

de vales, como os do Rio de Contas, Rio Pardo e Rio 

Jequitinhonha, que funcionam como uma barreira de 

migração da flora do norte da Cadeia do Espinhaço para 

o sul, e vice-versa. Além disso, esse mesmo autor ressalta 

uma maior disponibilidade hídrica na porção sul 

do Espinhaço, que na Bahia, onde figuram médias 

pluviométricas mais baixas. Essa diferença no regime 

de precipitação subdivide a Cadeia do Espinhaço em 

três setores (Harley, 1995): [1] setor sul, que compreende 

as proximidades de Ouro Preto até Belo Horizonte, 



em Minas Gerais, onde os campos rupestres estão circundados 

por florestas estacionais semideciduais e estão 

restritos às áreas altas e isoladas; [2] setor central, 

que inclui a Serra do Cipó e Diamantina, em Minas Gerais, 

áreas cercadas pelo cerrado, onde os campos rupestres 

ocorrem em áreas extensas, exibindo grande 

diversidade florística; e [3] setor norte, na Chapada Diamantina, 

Bahia, que extende-se pela zona semi-árida, 

com os campos rupestres localizados nos domínios da 

caatinga. 

Em um segundo nível de similaridade, o grupo A (Figura 

1) desmembrou-se, formando o grupo A1, composto 

pelos campos rupestres da Bahia, que separou 

da Serra de Grão-Mogol, localizada no norte de Minas 

Gerais, com 76,2% de dissimilaridade, havendo diferença 

significativa na composição florística da Bahia (Harley, 

1995). Em A1, a maior similaridade foi entre Catolés e 

Mucugê, que apresentaram 26 espécies em comum e 

similaridade de 48,6%. 

As áreas que compõem o grupo B formaram dois 

subgrupos (Figura 1): B1, constituído pela Serra do Cipó, 

Diamantina e Serra da Canastra, que apresentaram em 

comum as espécies: Chamaecrista desvauxii (Collad.) Killip, 

C. ochnacea (Vogel) H.S. Irwin & Barneby, Calliandra 

dysantha Benth., Camptosema scarlatinum (Mart. ex Benth.) 

Burkart, Lupinus coriaceus Benth. e Periandra mediterranea 

(Vell.) Taub., e apresentam os solos derivados basicamente 

do quartzito; e B2, que reuniu áreas do Quadrilátero Ferrífero, 

Serra do Ambrósio, Serra de São José e Poço Bonito, 

que possuem solos derivados, além do quartzito, de 

filitos, itabiritos, micaxistos e lateritas ferruginosas 

(Tabela 1). Estas variações no tipo de substrato influenciam 

diretamente na composição florística, já que levam 

a diferenciação na composição química do terreno, permeabilidade, 

porosidade e tipo de solo (Brandão et al., 

1994) que, segundo Barreto (1949), é o principal fator 

que determina a riqueza de espécies. 

Dentro do grupo B2, destacou-se B2’ (Figura 1), formado 

pelos campos rupestres da Serra do Ambrósio e 

do Quadrilátero Ferrífero, área de cerca de 7.000 km 2 

que tem como limite sul a Serra de Ouro Branco e, ao 

norte, a Serra do Curral (Dorr, 1969), marcada pela ação 

antrópica, como desmatamento, expansão urbana, mineração 

e turismo (Vicent et al., 2002). Esse grupo apresentou 

95 espécies, sendo que metade delas ocorreu 

em mais de uma serra, sendo comuns às serras da região, 

como constatado por Dutra et al. (2005), com as 

Papilionoideae de campos ferruginosos; e 59,6%, são 

de ampla distribuição geográfica, indicando um grupo 

sustentado, principalmente, por espécies generalistas. 


Além disso, caracteriza-se por não apresentar elementos 

endêmicos e pela ausência dos gêneros Lupinus e 

Calliandra, citados por Giulietti et al. (1997), como gêneros 

que possuem seu máximo de diversidade nos 

campos rupestres. 

A Serra de Itabirito e Serra da Piedade, se agruparam 

com 48,5% de similaridade, apresentando 16 espécies 

em comum. O Parque do Itacolomi e a Serra de 

Ouro Branco uniram-se com 44,2% de similaridade, com 

15 espécies em comum. A maior similaridade entre essas 

áreas pode ser devido à proximidade entre elas e 

ao tipo de solo, já que a latitude e a composição dos 

substratos têm papel fundamental na distribuição específica 

(Brandão et al., 1994). 

A singularidade florística encontrada nas diferentes 

áreas de campos rupestres (Giulietti & Pirani, 1988), 

como observada para Leguminosae no presente estudo, 

já havia sido mencionada por Nakajima & Semir 

(2001) e Romero & Martins (2002), com as famílias 

Asteraceae e Melastomataceae, respectivamente. Essa 

singularidade, segundo Brandão et al. (1994), deve-se à 

temperatura, à diversidade de substratos e à latitude, 

aos quais estão associados à radiação solar incidente e 

a movimentação de grandes massas de ar e, conseqüentemente, 

aos aspectos climáticos locais, como evapotranspiração, 

nebulosidade e disponibilidade de água, 

este último, um importante fator físico que controla o 

estabelecimento, sobrevivência e distribuição espacial 

da vegetação (Zappi et al., 2003). Além disso, a presença 

de espécies e gêneros endêmicos e de distribuição 

restrita, deve-se, também, aos períodos de flutuações 

climáticas, que ocorreram no Quaternário, e que resultaram 

na irregularidade no fluxo gênico entre as populações 

e na evolução de espécies novas, geralmente de 

distribuição limitada (Giulietti et al., 1997). 

A degradação que os campos rupestres vêm sofrendo, 

durante séculos, devido principalmente: a intensa 

atividade mineradora, a construção de estradas e 

loteamentos, a coleta indiscriminada de espécies de 

interesse econômico e às queimadas constantes, muitas 

provocadas para implantação de pastagens, vem alterando 

a heterogeneidade e riqueza da flora destes 

campos (Menezes & Giulietti, 2000). E a manutenção 

desta flora, especialmente de Leguminosae, muitas delas, 

de distribuição restrita a uma ou algumas serras, e 

ocorrendo em populações pequenas e isoladas, depende 

da preservação dos hábitats ocupados por elas e de 

medidas de conservação que realmente protejam as 

diversas serras que compõem a Cadeia do Espinhaço e 

suas áreas disjuntas.


TABELA 1 – Levantamentos florísticos realizados em diversas áreas de campo rupestre de Minas Gerais, Bahia e Goiás, fatores 

físicos considerados, e número de gêneros e espécies de Leguminosae encontrados. 

Gen. = gêneros; Spp. = espécies; Caes. = Caesalpinioideae; Mim. = Mimosoideae; Pap. = Papilionoideae. 

TOTAL TOTAL ESPÉCIES 

LOCALIDADE REF. BIBLIOGRÁFICA SUBSTRATO COORDENADAS Gen. Spp. Caes. Mim. Pap. 

Barão de Cocais, MG Brandão & Silva Filho Laterita 19°54’S 11 16 3 1 12 

(1993) ferruginosa 43°28’W 

Catolés, BA Zappi et al. (2003) Quartzito 13°13’/13°25’S 

41°37’/41°59’W 

21 69 21 26 22 

Chapada dos Veadeiros, GO Munhoz & Proença (1998) ––– 47°30’S 13°46’W 12 24 5 6 13 

Diamantina, MG Brandão et al. (1995) Quartzito 18º14’S 43º36’W 14 60 18 8 34 

Morro do Chapéu, BA L.P. Queiroz 

(comunicação pessoal) 

––– 11º33’S 41º09’W 9 12 3 4 5 

Mucugê, BA Harley & Simmons (1986) ––– ––– 13 41 10 19 12 

Pico das Almas, BA Lewis (1995) Quartzito e 13°32’/13°34’S 18 41 11 16 14 

arenito 41°57’/41°58’W 

Poço Bonito, MG Gavilanes & Brandão Quartzito e 21°19’S 44°59W 9 16 5 1 10 

(1991) micaxisto 

Serra da Canastra, MG Nakajima Quartzito e 20°00’/20º30’S 28 60 34 24 41 

(dados não publicados) 

Garcia et al. (2000) 

Filardi et al. (2007) 

micaxisto 46°15’/47°00’W 

Serra da Piedade, MG Brandão & Gavilanes Quartzito e 19º50’S 12 28 6 4 18 

(1990) laterita 

ferruginosa 

Serra de Antônio Pereira, MG Roschel (2000) Laterita 20º12’S 10 14 4 1 9 

ferruginosa 43º50’W 

Serra de Grão-Mogol, MG Queiroz (2004) Quartzito e 16°20’/16°38’S 21 47 16 7 15 

arenito 43°00’/42°49’W 

Serra de Ouro Branco, MG Dutra et al. (no prelo) Quartzito ––– 13 25 8 4 13 

Serra de São José, MG Gavilanes et al. (1995) Quartzito e 

queluzito 

21º05’S 10 17 7 0 10 

Serra do Ambrósio, MG Pirani et al. (1994) Quartzito 18°03’/17°10’S 

43°00’/43°06’W 

12 14 3 0 11 

Serra do Cipó, MG Giulietti et al. (1987) Quartzito 19°12’/19°20’S 

43°30’/43°40’W 

39 104 34 24 46 

Serra do Itabirito, MG Brandão et al. Quartzito e 20°16’S 43°51’W 14 38 13 3 22 

(1989; 1991) itabirito 

Serra do Itacolomi, MG Dutra (2005) Quartzito, 20º22’/ 20º30’S 24 52 13 11 28 

Dutra et al. (2008) filito e 

laterita 

ferruginosa 

43º32’/43º22’W 



TABELA 2 – Gêneros e número de espécies de Leguminosae ocorrentes nas 18 áreas de campo rupestre de Minas Gerais, Bahia e Goiás. 

BCC = Barão de Cocais/MG, CAT = Catolés/BA, CVD = Chapada dos Veadeiros/GO, DMT = Diamantina/MG, MCG = Mucugê/BA, MCP = 

Morro do Chapéu/BA, PAM = Pico das Almas/BA, PBN = Poço Bonito/MG, PEI = Parque Estadual do Itacolomi/MG, SAB = Serra do 

Ambrósio/MG, SAP = Serra de Antônio Pereira/MG, SCN = Serra da Canastra/MG, SCP = Serra do Cipó/MG, SGM = Serra de Grão-Mogol/ 

MG, SIB = Serra de Itabirito/MG, SOB = Serra de Ouro Branco/MG, SPD = Serra da Piedade/MG e SSJ = Serra de São José/MG. 


NÚMERO DE ESPÉCIES 

SUBFAMÍLIA/GÊNERO BCC CAT CVD DMT MCG MCP PAM PBN PEI SAB SAP SCN SCP SGM SIB SOB SPD SSJ 

Caesalpinioideae 

Bauhinia L. 0 2 0 0 0 2 1 0 1 0 1 0 3 1 2 0 1 0 

Chamaecrista Moench 1 13 4 17 6 1 5 3 9 1 3 15 21 14 6 6 5 3 

Copaifera L. 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 1 0 0 0 0 0 

Hymenaea L. 0 1 0 0 1 0 1 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 

Moldenhawera Schrad. 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 

Tachigali Aubl. 0 1 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 2 0 0 0 0 0 

Senna Mill. 2 2 1 1 2 0 2 2 3 1 0 3 6 2 5 2 0 4 

Mimosoideae 

Abarema Pittier 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 1 0 0 0 0 0 0 

Acacia Mill. 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 3 1 0 0 0 0 

Anadenanthera Speg. 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 1 0 0 0 0 

Calliandra Benth. 0 19 1 2 16 1 7 0 0 0 0 1 3 2 0 0 0 0 

Enterolobium Mart. 0 1 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 

Inga Mill. 0 0 0 0 0 0 0 0 2 0 0 2 2 1 0 1 0 0 

Mimosa L. 1 6 4 7 3 3 6 1 8 0 1 7 12 5 2 3 4 0 

Piptadenia Benth. 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 

Plathymenia Benth. 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 

Stryphnodendron Mart. 0 0 1 0 0 0 1 0 0 0 0 1 0 0 1 0 0 0 

Papilionoideae 

Acosmium Schott 0 1 0 0 0 0 0 0 0 1 0 1 1 1 0 0 0 0 

Aeschynomene L. 0 4 2 2 3 0 0 0 1 1 1 0 3 1 3 1 4 0 

Andira Juss. 0 0 0 0 0 0 0 1 1 1 0 3 2 0 0 0 0 0 

Bowdichia Kunth 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 1 1 0 0 0 0 0 

Calopogonium Desv. 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 

Camptosema Hook. & Arn. 1 3 0 3 2 2 3 0 1 2 0 1 3 1 1 1 2 1 

Centrosema (DC.) Benth. 2 1 0 1 0 1 1 0 2 1 1 2 3 3 0 0 2 0 

Clitoria L. 1 0 0 0 0 0 0 1 1 0 0 1 1 1 0 0 0 1 

Collaea DC. 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 2 1 0 1 0 0 1 

Crotalaria L. 1 2 3 0 0 0 3 0 3 0 0 2 4 2 4 1 1 2 

Dalbergia L. f. 0 0 0 0 0 0 0 0 2 1 0 1 1 0 0 0 0 0 

Desmodium Desv. 2 0 0 0 0 0 1 1 5 0 1 1 2 0 3 2 0 0 

Dioclea Kunth 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 

Eriosema (DC.) Desv. 1 1 1 4 0 0 0 2 0 0 0 3 1 1 0 1 1 2 

Galactia P. Browne 0 2 3 2 1 0 0 0 0 0 1 5 1 1 0 0 1 1 

Harpalyce Sessé & Moc. ex DC. 0 1 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0 1 1 1 0 0 0 

Indigofera L. 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 

Lupinus L. 0 1 0 7 0 0 1 0 0 0 0 2 1 0 0 0 0 0 

continua...


NÚMERO DE ESPÉCIES 


SUBFAMÍLIA/GÊNERO BCC CAT CVD DMT MCG MCP PAM PBN PEI SAB SAP SCN SCP SGM SIB SOB SPD SSJ 

Machaerium Pers. 0 0 0 0 0 0 1 0 2 0 0 1 3 0 0 0 0 1 

Macroptilium (Benth.) Urb. 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 

Oryxis A. Delgado & G.P. Lewis 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 

Periandra Mart. ex Benth. 1 2 0 1 1 1 1 0 1 1 1 2 1 1 2 1 1 1 

Platycyamus Benth. 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 1 0 0 0 0 0 

Platypodium Vogel 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 

Poiretia Vent. 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 3 0 0 0 0 0 

Pterogyne Tul. 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 

Rhynchosia Lour. 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 

Sesbania Scop. 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 

Stylosanthes Sw. 3 2 1 6 2 0 1 2 2 2 3 2 4 4 3 3 3 0 

Swartzia Schreb. 0 0 0 0 0 0 0 0 1 0 0 1 1 0 0 0 0 0 

Tephrosia Pers. 0 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 

Vigna Savi 0 1 0 0 0 0 1 0 1 0 0 3 1 0 0 1 0 0 

Zornia J.F. Gmel. 0 0 2 7 1 0 0 3 1 0 1 3 3 0 4 2 3 0 

FIGURA 1 – Similaridade florística entre 18 levantamentos realizados em campos rupestres de Minas Gerais, Bahia e Goiás. 

BCC = Barão de Cocais/MG, CAT = Catolés/BA, CVD = Chapada dos Veadeiros/GO, DMT = Diamantina/MG, MCG = Mucugê/BA, MCP = 

Morro do Chapéu/BA, PAM = Pico das Almas/BA, PBN = Poço Bonito/MG, PEI = Parque Estadual do Itacolomi/MG, SAB = Serra do 

Ambrósio/MG, SAP = Serra de Antônio Pereira/MG, SCN = Serra da Canastra/MG, SCP = Serra do Cipó/MG, SGM = Serra de Grão-Mogol/ 

MG, SIB = Serra de Itabirito/MG, SOB = Serra de Ouro Branco/MG, SPD = Serra da Piedade/MG e SSJ = Serra de São José/MG. 




Barreto, H.L.M. 1949. Regiões fitogeográficas de Minas Gerais. 

Anuário Brasileiro de Economia Florestal 2: 352-369. 

Benites, V.M. 2001. Caracterização de solos e de substâncias 

húmicas em áreas de vegetação rupestre de altitude. Tese de 

doutorado. Universidade Federal de Viçosa, Viçosa. 

Biodiversitas. 2007. Disponível em: . Acesso em 13.jun.2007. 

Brandão, M. 1992. Plantas forrageiras do cerrado. Revista Informe 

Agropecuário 16: 36-39. 

Brandão, M. & Gavilanes, M.L. 1990. Mais uma contribuição 

para o conhecimento da Cadeia do Espinhaço em Minas Gerais 

(Serra da Piedade) – II. Daphne 1: 26-43. 

Brandão, M.; Gavilanes, M.L. & Araújo, M.G. 1994. Aspectos físicos 

e botânicos de campos rupestres do Estado de Minas 

Gerais – I. Daphne 4: 17-38. 

Brandão, M.; Gavilanes, M.L.; Araújo, M.G. & Laca-Buendia, J.P. 

1995. Município de Diamantina, MG 1 – Cobertura vegetal e 

composição florística de suas formações. Daphne 5: 28-52. 

Brandão, M.; Gavilanes, M.L.; Laca-Buendia, J.P.; Cunha, L.H.S. 

& Macedo, J.F. 1989. Flora da Serra de Itabirito, Minas Gerais 

– Primeira contribuição. Acta Botanica Brasilica 3: 237-251. 

Brandão, M.; Gavilanes, M.L.; Laca-Buendia, J.P.; Macedo, J.F. & 

Cunha, L.H.S. 1991. Contribuição para o conhecimento da 

Cadeia do Espinhaço em Minas Gerais (Serra de Itabirito) – 

III. Daphne 1: 41-50. 

Brandão, M. & Silva Filho, P.V. 1993. Os campos rupestres no 

município de Barão de Cocais, MG. Daphne 3: 11-20. 

Date, R.A. 1977. The development and use of Legume inoculants. 

In: A. Ayanaba & P. J. Dart (eds). Biological nitrogen fixation 

in farming systems of the tropics. pp 169-180. John Wiley & 

Sons Ltda., New York. 

Derby, O.A. 1906. The Serra do Espinhaço, Brazil. The Journal 

of Geology 14: 374-401. 

Dorr, J.V.N. 1969. Physiographic, stratigraphic and structural 

development of the Quadrilátero Ferrífero – Minas Gerais, 

Brazil. Geological Survey Professional Paper 641: 1-14. 

Drummond, G.M., Martins, C.S., Machado, A.B.M., Sebaio, F.A., 

Antonini, Y. 2005. Biodiversidade em Minas Gerais: um atlas 

para sua conservação. Fundação Biodiversitas, Belo Horizonte. 

Dutra, V.F. 2005. Leguminosae Adans. nos campos rupestres do 

Parque Estadual do Itacolomi, Minas Gerais, Brasil: florística, 

preferência por habitat, aspectos reprodutivos e distribuição 

geográfica. Dissertação de Mestrado. Universidade Federal 

de Viçosa, Viçosa. 

Dutra, V.F., Filardi, F.L.R. & Garcia, F.C.P. no prelo. Flora da Serra 

de Ouro Branco: Leguminosae. 

Dutra, V.F., Garcia, F.C.P. & Lima, H.C. 2008. Caesalpinioideae 

(Leguminosae) nos Campos Rupestres do Parque Estadual do 

Itacolomi, Estado de Minas Gerais, Brasil. Acta Botanica 

Brasilica 22(2): 543-554. 

Dutra, V.F., Messias, M.C.T.B. & Garcia, F.C.P. 2005. Papilionoideae 

(Leguminosae-Papilionoideae) dos campos ferruginosos do 

Parque Estadual do Itacolomi, MG, Brasil: florística e fenologia. 



Filardi, F.L.R., Garcia, F.C.P., Dutra, V.F. & São-Thiago, P.S. 2007. 

Papilionoideae (Leguminosae) do Parque Nacional da Serra 

da Canastra, MG, Brasil. Hoehnea 34(3): 383-408. 

Garcia, F.C.P.; Gerrero, C.R.A. & Felsemburgh, C.A. 2000. A subfamília 

Mimosoideae (Leguminosae) no Parque Nacional da 

Serra da Canastra, Minas Gerais. In: 51º Congresso Nacional 

de Botânica. pp 214. Brasília. 

Gavilanes, M.L. & Brandão, M. 1991. Flórula da Reserva Biológica 

Municipal do Poço Bonito, Lavras, MG. II - Formação Campo 

Rupestre. Daphne 2: 7-18. 

Gavilanes, M.L.; Brandão, M.; Laca-Buendia, J.P. & Araújo, M.G. 

1995. Cobertura vegetal da Serra de São José, MG, Municípios 

de São João Del Rei e Tiradentes. Daphne 5: 40-72. 

Giulietti, A.M.; Harley, R.M.; Queiroz, L.P.; Wanderley, M.G.L. & 

Pirani, J.R. 2000. Caracterização e endemismos nos campos 

rupestres da Cadeia do Espinhaço. In: T.B. Cavalcanti & 

B.M.T. Walter (eds). Tópicos atuais em Botânica. pp 311-318. 

SBB/Embrapa, Brasília. 

Giulietti, A.M.; Menezes, N.L.; Pirani, J.R.; Meguro, M. & 

Wanderley, M.G.L. 1987. Flora da Serra do Cipó: caracterização 



Giulietti, A.M. & Pirani, J.R. 1988. Patterns of geographic 


Minas Gerais and Bahia, Brazil. In: W.R. Heyer & P.E. 

Vanzolini (eds). Proceedings of a Workshop on Neotropical 

Distribution Patterns. pp 39-67. Academia Brasileira de Ciências, 


Giulietti, A.M.; Pirani, J.R. & Harley, R.M. 1997. Espinhaço Range 

region, Eastern Brazil. In: S.D. Davis et al. (eds). Centres of 

plants diversity 3. pp 397-404. Information Press, Oxford. 

Harley, R.M. 1995. Introduction. In: B.L. Stannard (ed). Flora of 

the Pico das Almas, Chapada Diamantina, Bahia, Brazil. 

pp 1-40. Royal Botanical Gardens, Kew. 

Harley, R.M. & Simmons, N.A. 1986. Flora of Mucugê. Chapada 

Diamantina – Bahia, Brazil. Royal Botanic Gardens, Kew. 

ILDIS. 2005. International Legumes Database & Information 

Service. Disponível em: . Acesso em 

10.jun.2007. 

Kovach Computing Services. 2004. MVSP 3.13m for Windows 

(Computer program manual). Wales, UK. 

Lewis, G.P. 1995. Leguminosae. In: B.L. Stannard (ed). Flora of 

the Pico das Almas, Chapada Diamantina, Bahia, Brazil. 

pp 368-394. Royal Botanic Gardens, Kew. 

Lewis, G.P., Schrire, B.D., Mackinder, B.A. & Lock, J.M. 2005. 

Legumes of the world. Royal Botanic Gardens, Kew. 

Lima, H.C. 2000. Leguminosas arbóreas da mata atlântica: uma 

análise da riqueza, padrões de distribuição geográfica e 

similaridades florísticas em remanescentes florestais do 

estado do Rio de Janeiro. Tese de doutorado. Universidade 

Federal do Rio de Janeiro, Rio de Janeiro. 

Lopes, A.F. 1963. Solos sob “cerrado” – características, propriedades 

e manejo. Instituto da Potassa e Fosfato/Instituto Internacional 

da Potassa, Piracicaba. 

Mendonça, M.P. & Lins, L.V. 2000. Lista vermelha das espécies 

ameaçadas de extinção da flora de Minas Gerais. Fundação 

Biodiversitas, Fundação Zoo-Botânica de Belo Horizonte, Belo 

Horizonte.

Menezes, N. L. & Giulietti, A.M. 2000. Campos Rupestres. In: 

M.P. Mendonça & L.V. Lins (eds). Lista vermelha das espécies 

ameaçadas de extinção da flora de Minas Gerais. pp 65-73. 

Fundação Biodiversitas, Fundação Zôo-Botânica de Belo Horizonte, 


Moreira, A.N. 1965. Relevo. In: Instituto Brasileiro de Geografia 

e Estatística (IBGE). Geografia do Brasil 5 – Grande Região 

Leste. pp 5-54. IBGE, Rio de Janeiro. 

Munhoz, C.B.R. & Proença, C.E.B. 1998. Composição florística 

do Município de Alto Paraíso de Goiás na Chapada dos 

Veadeiros. Boletim do Herbário Ezechias Paulo Heringer 

3: 102-150. 

Nakajima, J.N. & Semir, J. 2001. Asteraceae do Parque Nacional 

da Serra da Canastra, Minas Gerais, Brasil. Revista Brasileira 


Okigbo, B.N. 1977. Legumes in farming systems of the humid 

tropics. In: A. Ayanaba & P.J. Dart. (eds.). Biological nitrogen 

fixation in farming systems of the tropics. pp. 61-72. John 

Wiley & Sons Ltda., New York. 

Pirani, J.R.; Giulietti, A.M.; Mello-Silva, R. & Meguro, M. 1994. 



Brasileira de Botânica 17: 133-147. 

Pires, J.M. & Prance, G.T. 1985. The vegetation types of the 

brazilian amazon. In: G.T. Prance & T.E. Lovejoy (eds). Key 

Environments: Amazonia. pp 136-138. 

Polhill, R.M.; Raven, P.H. & Stirton, C.H. 1981. Evolution and 

systematics of the Leguminosae. In: R.M. Polhill & P.H. Raven 


(eds.). Advances in Legume Systematics part I. pp. 1-26. Royal 

Botanic Gardens, Kew. 

Queiroz, L.P. 2004. Flora de Grão-Mogol, Minas Gerais: 

Leguminosae. Boletim de Botânica da Universidade de São 

Paulo 22: 213-265. 

Romero, R. 2002. Diversidade da flora dos campos rupestres 

de Goiás, Sudoeste e Sul de Minas Gerais. In: E.L. Araújo; 

A.N. Moura; E.V.S.B. Sampaio; L.M.S. Gestinari & J.M. T. Carneiro 

(eds). Biodiversidade, conservação e uso sustentável 

da flora do Brasil. pp 81-86. Editora Universidade Federal de 

Pernambuco, Recife. 

Romero. R. & Martins, A.B. 2002. Melastomataceae do Parque 

Nacional da Serra da Canastra, Minas Gerais, Brasil. Revista 

Brasileira de Botânica 25: 19-24. 

Roschel, M.B. 2000. Levantamento florístico fanerogâmico do 

campo rupestre da Estrada da Torre, Antônio Pereira, Ouro 

Preto, MG. Dissertação de Mestrado. Universidade Federal 

do Rio de Janeiro, Rio de Janeiro. 

Vicent, R.C., Jacobi, C.M. & Antonini, Y. 2002. Diversidade na 

adversidade. Revista Ciência Hoje 31: 64-67. 

Vitta, F.A. 1995. Composição florística e ecologia de comunidades 

campestres na Serra do Cipó, Minas Gerais. Dissertação 

de Mestrado. Universidade de São Paulo, São Paulo. 

Zappi, D.C.; Lucas, E.; Stannard, B.L.; Lughadha, E.N.; Pirani, 

J.R.; Queiroz, L.P.; Atkins, S.; Hind, D.J.N.; Giulietti, A.M.; 

Harley, R.M. & Carvalho, A.M. 2003. Lista das plantas vasculares 

de Catolés, Chapada Diamantina, Bahia, Brasil. Boletim 



○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ 

Fauna de abelhas (Hymenoptera, Apoidea) 

nos campos rupestres da Cadeia do Espinhaço 

(Minas Gerais e Bahia, Brasil): riqueza de 

espécies, padrões de distribuição e ameaças 

para conservação 

ALEXSANDER ARAÚJO AZEVEDO 1,2 * 

FERNANDO A. SILVEIRA 1 

CÂNDIDA MARIA LIMA AGUIAR 3 

VIVIANE SILVA PEREIRA 4 

1 Laboratório de Sistemática e Ecologia de Abelhas, Departamento de Zoologia, Instituto de Ciências Biológicas – ICB, Universidade Federal de 

Minas Gerais – UFMG, Belo Horizonte, Minas Gerais, Brasil. 

2 Biotrópicos – Instituto de Pesquisa em Vida Silvestre e Programa de Pós-graduação em Ecologia, Conservação e Manejo da Vida Silvestre, 

Instituto de Ciências Biológicas ICB/UFMG, Belo Horizonte, Minas Gerais, Brasil. 

3 Laboratório de Entomologia, Departamento de Ciências Biológicas, Universidade Estadual de Feira de Santana, Bahia, Brasil. 

4 Laboratório de Sistemática, Departamento de Botânica, ICB/UFMG, Belo Horizonte, Minas Gerais, Brasil. 

* e-mail: alex@biotropicos.org.br 

RESUMO 

O objetivo deste trabalho foi caracterizar a fauna de abelhas dos campos rupestres nas áreas 

de altitude da Cadeia do Espinhaço quanto à riqueza e à distribuição geográfica de suas espécies 

e à ocorrência de endemismos. Além disso, também foram apresentadas as principais 

ameaças para a conservação da fauna de abelhas nativas na região. Os dados foram obtidos a 

partir de fontes secundárias (informações associadas a espécimes depositados em coleções 

taxonômicas e registros na literatura) e por meio de coleta de dados primários (expedições de 

coleta realizadas em várias localidades da cadeia entre outubro de 2004 e maio de 2006). Ao 

todo foram coletados 2959 indivíduos pertencentes a cerca de 360 espécies. Somando estas 

informações aos dados secundários foram registradas pelo menos 515 espécies de abelhas, 

entre elas um mínimo de 13 espécies não descritas. Os totais são imprecisos devido ao grande 

número de espécies não identificadas nos resultados de levantamentos faunísticos publicados, 

principalmente de grupos que carecem de revisões taxonômicas. Os resultados das análises 

apontam para uma riqueza superior a 600 espécies e a necessidade de um esforço de 

coleta maior para se obter uma amostra que represente uma parcela substancial das faunas 

locais/regionais. As espécies de abelhas registradas no Espinhaço apresentam diferentes 

padrões de distribuição geográfica já identificados na literatura para as serras do sudeste 

brasileiro. Entre os grupos de espécies apontados, destacam-se aqueles representados pelas 

abelhas endêmicas das serranias do leste brasileiro, com compartilhamento de elementos da 


fauna entre o Espinhaço e outros maciços como as Serras da Canastra, Mantiqueira e do 

Caparaó, e aquele cujas espécies são comuns às áreas de altitude do sudeste e do planalto 

central. Embora existam registros de espécies potencialmente endêmicas do Espinhaço, ainda 

faltam informações para a determinação precisa sobre suas distribuições geográficas. 

ABSTRACT 

This work attempts to characterize the wild-bee fauna of the rocky fields in the high altitudes of the 

Espinhaço mountain chain in respect to its species richness and geographic distribution and to presence 

of endemic species. The main threats to the conservation of the native bees in the region are also 

pointed out. Data were obtained from secondary sources (specimens in taxonomic collections and 

literature) and through collecting expeditions to several localities in the chain, between October 2004 

and May 2006. A total of 2959 specimens belonging to 360 species were collected. Adding the 

information from secondary sources to that obtained in the field, at least 515 species were recorded, 

among which at least 13 are undescribed ones. Imprecision in these figures are due to the large number 

of unidentified species listed in published faunistic surveys, especially in groups lacking recent taxonomic 

reviews. Analyzes of the data suggest that more than 600 species occur in the Espinhaço chain and 

that additional collecting effort is needed for a good representation of the local/regional faunas. 

Geographic-distribution patterns of bee species recorded in the Espinhaço are those previously identified 

in the literature for the southeastern Brazilian mountains. Among them, are those bees endemic to 

these mountains, which occur in the Espinhaço chain and other mountain ranges in the region, as the 

Canastra, Mantiqueira and Caparaó, and those common to this region and the Brazilian Central 

Plateau. Although there are some records of bee species potentially endemic to the Espinhaço chain, 

more information is needed for the precise determination of their geographic ranges. 

INTRODUÇÃO 

Os campos rupestres representam formações campestres 

herbáceo-arbustivas associadas a solos litólicos, predominantemente 

quartzíticos com afloramentos rochosos, 

e são marcados por uma grande diversidade biológica e 

pela ocorrência de endemismos, sobretudo de espécies 

vegetais (Giulietti & Pirani, 1988; Rapini et al., 2008). Eles 

ocorrem de forma disjunta em algumas regiões do Brasil, 

como a Chapada dos Veadeiros, em Goiás, e a Serra da 

Canastra, em Minas Gerais. Eles se distribuem principalmente, 

entretanto, ao longo das porções mais elevadas 

da Cadeia do Espinhaço, em altitudes superiores a 900 

metros, desde o norte da Chapada Diamantina, na Bahia, 

até a Serra de Ouro Branco, em Minas Gerais (Giulietti & 

Pirani, 1988; Rapini et al., 2008). 

O Espinhaço se estende por cerca de mil quilômetros 

e representa, em Minas Gerais, um divisor natural 

de dois importantes domínios da vegetação brasileira, 

os quais também são considerados hotspots mundiais 

em biodiversidade, o Cerrado e a Mata Atlântica (Myers 

et al., 2000). Além disso, o Espinhaço também mantém 

contato com a Caatinga no norte de Minas Gerais e, 

principalmente, na Chapada Diamantina. Recentemente, 

a quase totalidade da porção mineira do maciço recebeu 

o título de Reserva da Biosfera (Unesco, 2005), 

em reconhecimento à sua imensa riqueza biológica. 

Azevedo, Silveira, Aguiar & Pereira | 155 

Entretanto, a Cadeia do Espinhaço representa, ainda, 

uma grande lacuna de conhecimento para muitos grupos 

biológicos, entre eles, as abelhas. 

Silveira & Cure (1993) foram os primeiros a investigar 

a fauna de abelhas de altitude nas cadeias montanhosas 

do sudeste brasileiro. Eles notaram que as abelhas 

encontradas acima de 1.200m – 1.400m de altitude 

podiam ser divididas em três grupos principais, de 

acordo com sua distribuição geográfica: 1) abelhas que 

se encontram tanto em baixas altitudes nas regiões circunvizinhas, 

quanto no alto das serras; 2) espécies de 

abelhas amplamente distribuídas ao sul do paralelo 24 o S 

e que estão ausentes nas áreas baixas ao norte do estado 

do Paraná, reaparecendo em áreas de altitude acima 

de cerca de 1.300m nas serras do norte de São Paulo e 

no Rio de Janeiro e Minas Gerais. Elas teriam expandido 

sua distribuição em direção ao norte, acompanhando 

o avanço de domínios vegetacionais subtropicais 

durante períodos glaciais, possivelmente no Pleistoceno, 

e seriam representadas por populações relictuais 

nas serras do sudeste; 3) abelhas endêmicas das serras 

do sudeste brasileiro, cujas populações são isoladas em 

altitudes superiores a cerca de 1.300m de altitude, não 

ocorrendo nas áreas mais baixas entre elas. Estas espécies 

teriam se originado e evoluído nas montanhas do 

leste brasileiro. Além desses, aqueles autores chamam 

atenção para um quarto grupo de abelhas que ocorre- 


156 | Fauna de abelhas nos campos rupestres da Cadeia do Espinhaço 

riam nas áreas campestres das serranias do sudeste e 

no Planalto Central brasileiro. A associação entre essas 

duas regiões geográficas não é clara. 

O conhecimento sobre a fauna de abelhas nas diversas 

regiões e fitofisionomias brasileiras deriva, em grande 

parte, de inventários realizados em áreas restritas 

e/ou periféricas, muitas vezes caracterizadas por baixo 

grau de conservação (revistos por Pinheiro-Machado et 

al., 2002). Esses levantamentos sistemáticos privilegiam 

a padronização da amostragem para permitir a comparação 

de abundâncias e riquezas relativas. Neles, o sítio 

amostral é limitado a uma área restrita (geralmente, 

1-2ha) e o tempo amostral é fixado, sendo a coleta de 

abelhas feita durante caminhada ininterrupta, em que o 

coletor não permanece mais tempo em áreas ricas em 

abelhas do que em áreas pobres. Vantagens e desvantagens 

deste método são discutidas, por exemplo, por 

Sakagami et al. (1967) e Silveira & Godinez (1996). 

Adotando uma estratégia diferente dos levantamentos 

acima, o objetivo principal deste trabalho foi conhecer 

a fauna de abelhas dos campos rupestres nas 

áreas de altitude da Cadeia do Espinhaço, buscando 

caracterizá-la quanto à riqueza e à distribuição geográfica 

de suas espécies e à ocorrência de endemismos. 


Coleta de dados 

Duas estratégias foram empregadas para obtenção dos 

dados avaliados neste trabalho – a) busca de dados secundários 

(informações associadas a espécimes depositados 

em coleções taxonômicas e registros na literatura) 

e b) levantamentos de dados primários (expedições 

de coleta em campo). 

Informações disponíveis na literatura – Trabalhos 

taxonômicos e de inventários faunísticos constituíram 

a principal bibliografia consultada para compor a lista 

de espécies de abelhas da Cadeia do Espinhaço (ver 

Tabela 1). Os trabalhos taxonômicos fornecem uma 

quantidade de registros relativamente reduzida, uma 

vez que não lidam especificamente com a fauna da Cadeia 

do Espinhaço. Por outro lado, fornecem dados de 

alta qualidade, já que as identificações das espécies são 

feitas por especialistas, freqüentemente no âmbito de 

revisões amplas, sendo, nesses casos, muito confiáveis. 

Além disto, apresentam dados relativamente completos 

sobre as distribuições geográficas de muitas espécies, 

já que, normalmente, examinam grandes amostras 

pertencentes aos acervos de diversas coleções, 

oriundas das mais diversas regiões. 


Para Minas Gerais, onde se estende a maior porção 

dos campos rupestres da Cadeia do Espinhaço, foram 

publicados, até o momento, os resultados de apenas 

alguns poucos inventários faunísticos, em sua maioria 

concentrados na porção mais ao sul do maciço, em áreas 

situadas nos municípios de Santana do Riacho (Faria, 

1994), Ouro Preto (Faria-Mucci et al., 2003; Araújo et 

al., 2006) e Ouro Branco (Araújo et al., 2006). A única 

amostragem fora desta região, realizada mais ao norte 

do estado, em São Gonçalo do Rio Preto (Nemésio & 

Faria-Jr. 2004), se restringiu a um grupo específico de 

abelhas (Euglossina – Apidae). 

Igualmente incipiente é o conhecimento disponível 

sobre a fauna de abelhas dos campos rupestres da porção 

baiana do Espinhaço (Chapada Diamantina), que se 

baseia em apenas dois inventários realizados em áreas 

muito próximas, no município de Palmeiras (Almeida & 

Gimenes, 2002; Silva-Pereira & Santos, 2006). 

Considerando que o alvo principal deste trabalho foi 

compilar as informações sobre as abelhas dos campos 

rupestres nas áreas mais elevadas do Espinhaço, não 

foram considerados em nossas análises os dados obtidos 

em áreas abaixo de 800 m de altitude e/ou em que 

os campos rupestres não fossem a vegetação predominante. 

Por isto, não foram computados os dados de 

uma das áreas de estudo de Almeida & Gimenes (2002), 

situada abaixo de 800 m de altitude, e os obtidos por 

Martins (1994) e Aguiar et al. (2005) (todos obtidos na 

Chapada Diamantina) e parte dos dados apresentados 

por Nemésio & Faria Jr. (2004), por terem sido coletados 

em ambientes outros que não os campos rupestres. 

Ressalta-se, porém, que os registros apresentados 

para a área da Serra de Sincorá (Morro do Pai Inácio) 

por Aguiar et al. (2005) e discutidos aqui correspondem 

aos publicados previamente por Almeida & 

Gimenes (2002). Além destes casos, também não foram 

utilizados aqui os registros da fauna de abelhas conhecidas 

popularmente como “indígenas sem ferrão” (Apidae: 

Meliponina) apresentados por Antonini (2005), pois além 

de existir erros de identificação de espécies, são apresentados, 

em sua maioria, dados secundários citados por 

nós diretamente das fontes originais. 

Informações disponíveis em coleções científicas – 

Foram examinados exemplares de abelhas provenientes 

de localidades do Espinhaço, principalmente de sua 

porção sul, em três coleções científicas. A maioria desses 

exemplares encontra-se na Coleção Entomológica 

das Coleções Taxonômicas da Universidade Federal de 

Minas Gerais (UFMG). Eles foram obtidos em levantamentos 

de fauna realizados por Silveira e colaboradores 

nas serranias da Zona Metalúrgica de Minas Gerais

(Serras do Curral, da Calçada, da Moeda, do Cachimbo 

e do Caraça), localizadas nos municípios de Belo Horizonte, 

Brumadinho, Moeda, Nova Lima e Catas Altas. 

Estes dados de ocorrência são apresentados aqui pela 

primeira vez. Outras coleções visitadas foram as do 

Museu de Entomologia da Universidade Federal de Viçosa 

(UFV) e do Museu de Zoologia da USP (MZUSP). As 

coleções da UFMG, da UFV e do MZUSP foram examinadas 

cuidadosamente e as informações de procedência 

de todos os exemplares coletados em localidades 

situadas indubitavelmente nos campos rupestres do 

Espinhaço foram registradas. Além destas coleções também 

foram examinados uma pequena amostra da Coleção 

Entomológica do Museu de Zoologia da Universidade 

Estadual de Feira de Santana (MZUEFS), referente 

a abelhas da Chapada Diamantina. Adicionalmente, vários 

registros nos foram cedidos por G. A. R. Melo, de 

abelhas coletadas por ele e que se encontram, hoje, 

depositadas na Coleção Entomológica “Padre Jesús Santiago 

Moure” do Departamento de Zoologia da Universidade 

Federal do Paraná (DZUP). 

Expedições de coleta – As áreas amostradas neste 

estudo foram escolhidas de forma a garantir amostragens 

bem distribuídas e em locais considerados lacunas 

de conhecimento. Procurou-se selecionar, ainda, 

áreas cuja vegetação nativa estivesse em bom estado 

de conservação, representando quatro grandes maciços 

da Cadeia do Espinhaço, que são separados uns dos 

outros por áreas situadas em altitudes inferiores a 800m, 

chamados aqui de “Médio Espinhaço,” “Serra do 

Cabral,” “Norte de Minas” e “Chapada Diamantina” (Figura 

1). Um quinto maciço, o “Quadrilátero Ferrífero,” 

situado no extremo sul da cadeia e cujas áreas acima 

de 800 m são contínuas com as do Médio Espinhaço, 

foi tratado separadamente por apresentar características 

muito distintas dos demais maciços. No Quadrilátero 

Ferrífero, a vegetação de altitude desenvolve-se 

sobre a “canga” (concreções ferruginosas couraçadas e 

nodulares), constituindo campos estrutural e floristicamente 

distintos daqueles que se desenvolvem sobre 

areia nos afloramentos quartzíticos do restante da Cadeia 

do Espinhaço (Rizzini, 1976 e 1979). 

Apesar das coletas terem sido direcionadas ao conhecimento 

da fauna nos campos rupestres situados 

nas porções mais elevadas (geralmente acima de 1.000m 

de altitude), foram amostradas, também, zonas de transição 

com o cerrado (entre 800m e 1.200m) em algumas 

localidades (Figura 1). 

As amostragens foram efetuadas entre outubro de 

2004 e maio de 2006 e foram categorizadas em coletas 

oportunísticas ou intensivas, de acordo com o esforço 


de coleta despendido em cada área de estudo (Tabela 2). 

As coletas foram feitas por dois ou mais coletores, com 

emprego de redes entomológicas. As abelhas foram 

capturadas sempre que avistadas, principalmente enquanto 

forrageavam nas flores. Os espécimes coletados 

durante este projeto estão depositados nas coleções 

entomológicas da Universidade Federal de Minas 

Gerais e da Universidade Estadual de Feira de Santana. 

A heterogeneidade ambiental encontrada nos campos 

rupestres exige a amostragem de um grande número 

de pontos, já que as abelhas podem apresentar 

especializações quanto ao uso de recursos florais com 

padrão de distribuição agregado, e substratos de nidificação. 

Portanto, para maximizar o número de espécies 

registradas, não foi adotado o método habitualmente 

utilizado nos levantamentos sistemáticos de faunas 

locais de abelhas efetuados no Brasil. Para isto, os 

coletores percorriam extensas áreas em cada local de 

coleta, buscando ambientes diversos e permanecendo 

mais tempo em áreas onde a coleta produzia amostras 

mais abundantes e diversificadas de abelhas. Espécies 

facilmente identificáveis no campo foram coletadas 

apenas esporadicamente de forma a se obterem exemplares 

testemunhos de cada espécie para todas as localidades 

e todas as épocas de amostragem. 

Análise de dados 

A obtenção do número total de espécies registradas na 

Cadeia do Espinhaço é dificultada pelo grande número 

de espécies não identificadas listadas nos vários inventários 

de faunas locais e nas amostras obtidas durante 

a execução do presente projeto, principalmente em 

determinados táxons que carecem de revisão taxonômica 

(por exemplo, os gêneros Tetrapedia, Ceratina, 

Augochlora e Augochloropsis). Por isto, a riqueza total de 

espécies compiladas neste trabalho foi expressa através 

de uma estimativa do número mínimo de espécies 

registradas. Para se fazer esta estimativa, comparouse, 

para cada gênero, o número de espécies identificadas 

com o maior número de espécies encontrado em 

um único lugar (incluindo espécies não identificadas). 

O maior número nestas comparações foi tomado como 

o número mínimo de espécies para cada gênero no Espinhaço. 

Espécies não identificadas só foram somadas 

às espécies identificadas quando puderam ser examinadas 

por um dos autores e claramente distinguidas 

das demais espécies incluídas em nossa listagem. A 

soma dos números mínimos de espécies obtidos para 

todos os gêneros é o número mínimo de espécies de 

abelhas registrado no Espinhaço – certamente, uma 

subestimativa da riqueza em espécies de abelhas desta 

Cadeia. 



FIGURA 1 - - Distribuição das localidades nos maciços (elipses) onde há registros da fauna de abelhas ao longo da Cadeia do 

Espinhaço. Dados primários (), obtidos nas coletas de campo (2004-2006) realizadas durante este projeto e dados secundários (), 

obtidos a partir de coleções científicas e/ou literatura. Abreviações: ParNa = Parque Nacional; Pq. E. = Parque Estadual; S. = Serra. 

MINAS GERAIS: 1. S. de Ouro Branco (Ouro Branco); 2. Lavras Novas (Ouro Preto); 3. Pq. E. do Itacolomi (Ouro Preto); 4. Ouro 

Preto; 5. S. do Caraça (Catas Altas); 6. S. da Moeda (S. da Calçada - Brumadinho, Moeda); 7. Pq. E. da S. do Rola Moça (Belo 

Horizonte, Brumadinho, Ibirité, Nova Lima – inclui a S. do Cachimbo); 8. S. do Curral (Pq. das Mangabeiras - Belo Horizonte, Nova 

Lima); 9-10. Serra do Cipó (Santana do Riacho); 11. Pq. E. Pico do Itambé (Serro); 12. Pq. E. do Rio Preto (São Gonçalo do Rio 

Preto); 13. Pq. E. Biribiri (Diamantina); 14. S. do Ambrósio (Itamarandiba); 15. Curimataí (Buenópolis); 16-19. S. do Cabral 

(Buenópolis, Francisco Dumont, Joaquim Felício, Lassance); 20. Itacambira; 21. Botumirim (Campina do Bananal); 22. Pq. E. de 

Grão Mogol (Grão Mogol); 23. S. do Talhado (Serranópolis de Minas); BAHIA: 24. Pico das Almas (Rio de Contas); 25. S. do 

Esbarrancado (ParNa Chapada Diamantina - - - Mucugê); 26. S. do Sincorá [Morro do Pai Inácio] e S. dos Brejões (Palmeiras). 


A avaliação da representatividade da amostra da 

fauna de abelhas obtida nas várias áreas da Cadeia do 

Espinhaço foi feita através do índice de correlação não 

paramétrica de Spearman entre o número de indivíduos 

coletados e o número de espécies obtido em cada área. 

Apenas as localidades amostradas no âmbito deste projeto 

foram utilizadas nesta análise por terem empregado 

mesma metodologia de coleta e esforço amostral 

comparável (Tabela 2). Partiu-se do pressuposto que, 

se todas as áreas estivessem bem amostradas, obterse-ia 

uma baixa correlação (o número de indivíduos 

obtidos em cada área seria suficientemente grande para 

que grande parte das espécies existentes estivesse 

representada na amostra, independente do tamanho 

desta). Por outro lado, uma correlação significativa 

indicaria que muitas das áreas com amostra pequena 

estariam ainda subamostradas. 

Para avaliar a representatividade da amostra obtida 

para toda a Cadeia do Espinhaço, foi construída uma “curva 

do coletor” através de análise de Jacknife com 50 simulações 

aleatórias, utilizando o software EstimateS 

(http://viceroy.eeb.uconn.edu/estimates), incluindo todos 

os pontos de literatura e dados primários. Para esta análise, 

dados primários e secundários para uma mesma área/ 

município foram aglutinados. Por outro lado, foram considerados 

apenas aqueles táxons identificados até espécie 

e as morfo-espécies que foram individualizadas nos 

gêneros. Com isto, evitou-se que a mesma espécie não 

identificada fosse contada como táxon diferente em cada 

local em que ocorresse. O mesmo procedimento de 

Jacknife foi utilizado para estimar a riqueza de espécies. 


A lista de espécies de abelhas registradas na Cadeia do 

Espinhaço, com indicação das localidades e principais 

serras e/ou unidades de conservação nas quais elas foram 

encontradas, bem como as fontes de informação 

(coleções/publicações científicas) encontram-se na Tabela 

1. A Tabela 2 mostra o número de espécies registrado 

e o tipo de amostragem (categorizado de acordo com o 

esforço de coleta despendido) em cada localidade. 

Riqueza de espécies 

Durante as expedições realizadas no âmbito deste projeto, 

foram coletados 2.959 indivíduos pertencentes a 

cerca de 360 espécies. Somando a estas informações 

os dados obtidos nas fontes secundárias, o número 

mínimo de espécies de abelhas registradas para a Cadeia 

do Espinhaço totaliza 515 (Tabela 1). 

Foi encontrada uma forte correlação entre o número 

de espécies e o esforço de coleta em cada localidade 


amostrada nas expedições deste projeto [medido 

pelo número de exemplares capturados (r s = 0,98; 

p < 0,0001; Figura 2a) ou pelo número de horas de 

amostragem (r s = 0,89; p = 0,0001; Figura 2b)]. Isto 

sugere que é preciso um esforço de coleta maior do 

que o empregado na maioria das áreas para se obter 

uma amostra que represente uma parcela substancial 

das faunas locais/regionais. 

A análise de Jacknife, conduzida com base em 414 

espécies cuja individualidade foi possível definir, estimou 

que a fauna de abelhas da Cadeia do Espinhaço 

seria composta por 584 espécies. A curva obtida (Figura 

3) parece próxima da estabilização, sugerindo que a 

maior parte das espécies que ocorrem na Cadeia tenha 

sido registrada. Entretanto, alguns fatos sobre esta estimativa 

têm de ser avaliados. Em primeiro lugar, ela 

considerou apenas as espécies identificáveis. Se todas 

as espécies presentes nas várias amostras (inclusive as 

que não puderam ser identificadas até espécie – um 

mínimo de 515, em vez das 414 avaliadas) tivessem sido 

incluídas na análise, o número total estimado de espécies 

seria maior e o comportamento da curva poderia 

ter sido diferente. Em segundo lugar, ao se compor a 

curva com as várias localidades amostradas, presume-se 

que cada uma dessas localidades tenha sido convenientemente 

amostrada, o que não é verdade, com foi discutido 

acima. Com base nisto tudo, não seria exagero 

supor que a fauna de abelhas de todo a área de campo 

rupestre na Cadeia do Espinhaço ultrapasse, possivelmente 

bastante, 600 espécies. 

Fauna de altitude e espécies endêmicas 

Foram registradas espécies de abelhas representantes 

de todos os quatro grupos apresentados por Silveira & 

Cure (1993) com relação à sua distribuição nas cadeias 

montanhosas do sudeste brasileiro. As espécies do primeiro 

grupo (ocorrem em toda a região, independente 

da altitude) fazem parte da matriz faunística de grande 

parte do Brasil e constituem a maior parte da amostra 

obtida no Espinhaço. Alguns exemplos seriam, entre 

outros, Oxaea flavescens, Bombus morio, Eulaema nigrita, 

Nannotrigona testaceicornis e Centris aenea. Do segundo 

grupo (abelhas amplamente distribuídas na região 

subtropical e, no sudeste, restritas a altitudes elevadas), 

foram registradas algumas espécies no Espinhaço. 

Exemplos mais óbvios seriam Anthophora paranensis, 

Augochloropsis iris, Bombus brasiliensis, Exomalopsis sp.n., 

Pseudagapostemon anasimus e P. pruinosus). Um exemplo 

deste grupo descoberto mais recentemente (Stehmann 

& Semir, 2001) é Hexantheda missionica, única espécie 

de visitante floral e única polinizadora conhecida de 

Calibrachoa elegans (Solanaceae), espécie considerada 

ameaçada de extinção (Mendonça & Lins, 2000 – citada 



como Petunia elegans). O número de espécies representantes 

do terceiro grupo, abelhas endêmicas das 

serranias do leste brasileiro, é mais restrito. Em nossa 

amostra, há pelo menos cinco exemplos potenciais – 

Centris (Trachina) rupestris, C. (Xanthemisia) sp.n., 

Eufriesea nigrohirta, Melitoma sp.n. e Halictanthrena malpi 

hiacearum que ocorrem tanto na Cadeia do Espinhaço 

quanto em outras áreas de altitude nesta região, como 

as Serras da Canastra, Mantiqueira e do Caparaó. Finalmente, 

do quarto grupo (espécies comuns às áreas de 

altitude do sudeste e do planalto central), podemos 

citar apenas Megachile iheringi e Xylocopa truxali. 

Uma determinação mais precisa das espécies endêmicas 

de áreas de altitude ou, especialmente, endêmicas 

da Cadeia do Espinhaço, é dificultada pela deficiência 

no conhecimento taxonômico (evidenciada pelo grande 

número de espécies não identificadas) e sobre a distribuição 

geográfica das abelhas em geral. 

Além disso, entre as espécies apontadas como novas 

neste trabalho, há algumas que poderiam ser 

potencialmente endêmicas do Espinhaço. Porém, os 

registros são baseados em muito poucos exemplares 

(Callonichium, Protomeliturga, Caupolicana, Nomiocolletes 

etc), o que dificulta a determinação de sua distribuição. 

Caso semelhante é o de algumas espécies previamente 

descritas a partir de um pequeno número de 

exemplares restritos a uma única localidade do Espinhaço 

(Anthrenoides lavrensis – Lavras Novas; Austrostelis 

silveirai – Serra do Curral; Gaesischia caracicola – Serra 

do Caraça; Gaesischia cipoana e Larocanthidium spinosum 

– Serra do Cipó). Destas, apenas as duas últimas foram 

registradas, neste trabalho, em outras localidades aumentando 

as distribuições da porção sul do maciço 

Médio Espinhaço ao maciço Norte de Minas (Figura 1). 

A análise das distribuições geográficas das espécies 

de meliponíneos, não corrobora a existência de espécies 

de Meliponina endêmicas dos campos rupestres 

da Cadeia do Espinhaço, como havia sido sugerido anteriormente 

por Antonini (2005), mesmo quando se consideram 

os seus contrafortes em altitudes inferiores a 

800m. Melipona rufiventris, citada como exemplo de espécie 

endêmica do Espinhaço, distribui-se amplamente 

pelos cerrados de Minas Gerais ao sul do rio Paracatu, 

extravasando as fronteiras estaduais a oeste e ao sul 

(Melo, 2003). Além disto, aparentemente, ela jamais foi 

registrada acima de 800m de altitude no estado. 

Principais ameaças 

Entre as pressões antrópicas indicadas para a Cadeia 

do Espinhaço (Costa et al., 1998), a mineração, as queimadas, 

a expansão imobiliária, a agropecuária e os reflorestamentos 

representam ameaças à sobrevivência 

da fauna nativa de abelhas. A ocupação antrópica é 


responsável pela destruição de substratos e sítios de 

nidificação (solo e vegetação) e pela eliminação de fontes 

de alimento e de materiais que as abelhas utilizam 

para construir seus ninhos (plantas floríferas). O turismo 

desordenado pode também contribuir para a 

degradação, devido ao pisoteamento de áreas de nidificação 

e de fontes de alimento (plantas herbáceas) e 

aumento da incidência de queimadas, além de criar 

novas rotas para a erosão do solo, com a abertura de 

trilhas em encostas íngremes. 

Um fator específico a se considerar seria o avanço 

da apicultura comercial com o uso da espécie exótica e 

invasora Apis mellifera (Apidae). Esta espécie foi observada 

em todas as áreas amostradas ao longo da Cadeia 

do Espinhaço. Embora os efeitos desta abelha sobre as 

comunidades nativas das várias regiões onde ela foi 

introduzida ainda sejam motivo de controvérsia (e.g. 

Butz Huryn, 1997; Moritz et al., 2005), evidências têm 

sido apresentadas de que ela pode afetar direta ou indiretamente 

as abelhas nativas (e.g. Kerns et al., 1998). 

Recentemente, vários trabalhos têm mostrado que colônias 

ferais e cultivadas de A. mellifera podem reduzir 

a fecundidade de outras abelhas (e.g. Paini & Roberts, 

2005) e diminuir a abundância e até extinguir as espécies 

nativas (Kato et al., 1999). Isto pode se dar pela 

simples redução da quantidade de recursos disponível 

nas flores ou pela interação, agressiva ou não, com 

outros insetos nas flores (e.g. Gross & Makay, 1998; 

Cairns et al., 2005). Esses riscos parecem ser maiores 

onde as populações de A. mellifera tornam-se muito grandes 

devido à instalação de apiários comerciais, quando 

o impacto sobre a disponibilidade de alimentos para 

outras espécies pode se tornar especialmente crítica 

(Forup & Memmott, 2005; Paini & Roberts, 2005). Este 

fato é aceito até por autores, como Moritz et al. (2005), 

que minimizam o impacto da introdução de A. mellifera 

sobre as abelhas nativas. Outros efeitos potenciais 

preocupantes desta espécie sobre os campos rupestres 

seriam na facilitação da disseminação de plantas exóticas 

invasoras (e.g. Hanley & Goulson, 2003; Goulson & 

Derwent, 2004) e a diminuição do sucesso reprodutivo 

de plantas nativas (e.g. Gross & Makay, 1998; Hansen et 

al., 2002; Kato & Kawakita, 2004). 

Um caso específico deste último efeito foi registrado 

em uma planta nativa da Cadeia do Espinhaço, Clusia 

arrudae (Clusiaceae). Carmo et al. (2004) demonstraram 

que as operárias da abelha melífera retiram praticamente 

todo o pólen das flores masculinas desta planta, impedindo 

que a espécie polinizadora (Eufriesea nigrohirta) 

polinize efetivamente as flores femininas. Isto causaria 

uma redução do sucesso reprodutivo da planta, que produziria 

menos sementes por fruto quando as flores 

masculinas estão sendo intensamente visitadas pelas

operárias de Apis. Além do impacto direto sobre outras 

abelhas não polinizadoras que utilizam o pólen de C. 

arrudae como alimento, a A. mellifera poderia, a longo 

prazo, reduzir a população da planta que, além de fonte 

de pólen para várias espécies nativas, é fonte de resina 

(material de construção de ninho) para sua polinizadora, 

E. nigrohirta. 

CONSIDERAÇÕES FINAIS 

A fauna de abelhas dos campos rupestres do Espinhaço, 

bem como de outras formações campestres altimontanas, 

é representada por uma baixa abundância das 

populações e elevado número de espécies raras. Por 

isto, embora a vegetação campestre ofereça maior facilidade 

à amostragem, em relação a ambientes florestais, 

grandes esforços de coleta ainda serão necessários 

para que sua fauna de abelhas seja bem caracterizada 

e distinguida daquelas dos ambientes vizinhos 

(Mata Atlântica, Cerrado e a Caatinga). 

As faunas de abelhas, nos domínios da Mata Atlântica 

(e.g. Cure et al., 1992, 1993; Silveira et al., 2003) e 

Cerrado (e.g. Silveira & Campos, 1995; Carvalho & Bego, 

1996; Azevedo, 2002) são relativamente homogêneas, 

apresentando, ainda, muitos elementos em comum, 

pelo menos até altitudes entre 800 m e 1000 m (Silveira 

& Cure, 1993). Assim, nesta faixa mais baixa, não se 

espera encontrar nenhum elemento característico ou 

endêmico da Cadeia do Espinhaço. Pode ser que a composição 

da fauna de abelhas do Espinhaço no Norte de 

Minas e Chapada Diamantina seja influenciada, ainda, 

pela Caatinga, que, porém, tem sua fauna ainda pouco 

estudada (Zanella, 2000; Martins, 2002). 

Mas, mesmo em áreas mais elevadas, muitas espécies 

podem utilizar os campos rupestres apenas como 

sítio complementar de forrageamento. Assim, por exemplo, 

Bombus brasiliensis normalmente nidifica sob a 

serrapilheira das matas (Laroca, 1972). Nas áreas altas 

do Espinhaço e de outras serras do sudeste brasileiro, 

provavelmente nidifica nas estreitas matas de galeria 

que sobem as ravinas, acompanhando os cursos de água, 

sendo encontrada, entretanto, coletando pólen e néctar 

nas flores dos campos rupestres. 

Ressalta-se, assim, a necessidade de se conhecer os 

hábitos de vida (locais de nidificação e fontes alimentares) 

das espécies em geral para determinar quais espécies seriam 

encontradas exclusivamente nos campos rupestres. 

Faltam dados, entretanto, para uma análise mais precisa 

desta questão. A coleta criteriosa de dados sobre os ambientes 

em que cada abelha for registrada poderá nos 

possibilitar fazer associações mais precisas entre características 

ambientais e a presença de cada espécie. 


FIGURA 2 – – Efeito do esforço amostral estimado (a - - como o 

número de indivíduos capturados; b - - - como número de horas 

de coleta) sobre o número de espécies registrado na fauna 

local de várias localidades na Cadeia do Espinhaço. 

FIGURA 3 - - Curva para as riquezas esperadas de espécies de 

abelhas a partir das amostras obtidas em várias localidades 

na Cadeia do Espinhaço (obtida pelo método de Jacknife). 



TABELA 1 – Espécies de abelhas e localidades onde foram registradas na Cadeia do Espinhaço. 

As fontes dos registros de ocorrência encontram-se entre parênteses após cada localidade. COLEÇÕES CIENTÍFICAS: DZUP 

(Coleção Entomológica “Padre J. S. Moure”, Universidade Federal do Paraná); MZUEFS (Museu de Zoologia da Universidade 

Estadual de Feira de Santana); MZUSP (Museu de Zoologia da USP); UFMG (Universidade Federal de Minas Gerais); e UFV 

UFV 

(Museu de Entomologia, Universidade Federal de Viçosa); LITERATURA: número e referência citada ao pé da tabela; A ausência 

destas referências significa que todos os registros foram obtidos na coleção da UFMG. EXPEDIÇÕES A CAMPO: tratam-se das 

coletas de dados primários obtidos durante este projeto entre outubro de 2004 e maio de 2006. 

As localidades da Bahia estão representadas por nomes de municípios (Mucugê, Morro do Chapéu), serras (Brejões, Esbarrancado, 

Sincorá) e região geográfica (Pico das Almas), e em Minas Gerais estão representadas por municípios (Botumirim, Diamantina, 

Itacambira, Ouro Preto), distritos (Lavras Novas – Ouro Preto; Curimataí – Buenópolis), serras (Ambrósio, Cabral, Cachimbo, 

Caraça, Cipó, Curral, Moeda, Ouro Branco, Talhado) e Parques Estaduais (Bibibiri, Grão Mogol, Itacolomi, Pico do Itambé, Rio 

Preto, Serra do Rola Moça). A localização e outras informações sobre os pontos de amostragem encontram-se na Figura 1. 

Para construir a tabela abaixo, os exemplares obtidos de várias localidades e depositados na UFMG foram comparados com os 

exemplares obtidos nas campanhas de coleta do projeto, de forma a homogeneizar as suas identificações. O número total de 

espécies não identificadas em cada gênero foi estimado subtraindo-se o número de espécies identificadas no gênero do maior 

número de espécies não identificadas encontrado em uma única localidade. Em muitos casos esses valores devem subestimar a 

riqueza em espécies desses gêneros na Cadeia do Espinhaço. 

REGISTROS OBTIDOS EM COLEÇÕES 

TAXA CIENTÍCAS E LITERATURA EXPEDIÇÕES A CAMPO 

Andrenidae 

01 

Oxaeinae 

Oxaea flavescens Klug, 1807 Curral, Cipó, Ouro Preto (3), Biribiri, Itacambira, 

Sincorá (MZUEFS) Esbarrancado, Rola Moça, 

Rio Preto, Cabral 

02 Oxaea schwarzi Moure & Seabra, 1962 

Panurginae 

Calliopsini 

Itacambira 

03 Acamptopoeum prinii (Holmberg, 1884) Caraça, Lavras Novas (10, UFV), Moeda Itacolomi, Rola Moça 

04 Callonichium sp. n. 01 Pico das Almas 

05 Callonichium sp. n. 02 Diamantina (DZUP) Rio Preto 

Protandrenini 

06 Antrenoides alfkeni Ducke, 1907 Ouro Preto (3) 

07 Anthrenoides lavrensis Urban, 2007 Lavras Novas (10, como 

Anthrenoides sp.; 23; DZUP) 

08 Anthrenoides pinhalensis Urban, 2005 Curral 

09 Anthrenoides sp. 01 Itacambira 

10 Anthrenoides sp. 02 Rio Preto 

11 Anthrenoides sp. 03 Caraça Rola Moça 

12 Chaeturginus alexanderi Ruz & Melo, 1999 Curral 

13 Parapsaenythia serripes (Ducke, 1908) Caraça 

14 Psaenythia capito Gerstaecker, 1868 Caraça 

15 Psaenythia sp. 01 Lavras Novas (10, UFV; DZUP) 

16 Psaenythia sp. 02 Moeda 

17 Psaenythia sp. 03 Itacambira 

18 Psaenythia sp. 04 Biribiri 

19 Psaenythia sp. 05 Pico das Almas 

20 Rhophitulus anomalus (Moure & Oliveira, 1962) 

21 Rhophitulus friesei Ducke, 1907 Curral 

22 

23 

Rophitulus spp. (duas espécies) Curral 


continua...




Protomeliturgini 

24 Protomeliturga sp. n. Itacambira 

Apidae 

Apínae 

25 

Anthophorini 

Anthophora (Mystacanthophora) paranensis 

Holmberg, 1903 

Apini 

Bombina 

Caraça (DZUP), Ouro Preto (3; UFV) 

26 Bombus (Fervidobombus) atratus Franklin, 1913 Curral, Caraça (11; UFMG), Cipó Botumirim, Biribiri, Grão 

Nota: é possível que entre o material examinado (9; UFMG), Cachimbo, Ouro Branco (3), Mogol, Itacambira, 

da Bahia, existam exemplares de B. brevivillus Lavras Novas (10, UFV); Ouro Preto Esbarrancado, Itacolomi, 

(a distribuição geográfica se sobrepõe e é de (UFMG; 3), Ambrósio, Pico do Itambé, Pico das Almas, Rola Moça, 

difícil separação). Moeda , Sincorá (2, como Bombus sp.) Rio Preto, Cabral, Talhado 

27 Bombus (Fervidobombus) brasiliensis Caraça (MZUSP, UFMG), Ouro Preto (3), Itacolomi, Rola 

Lepeletier, 1836 Moeda Moça, Rio Preto 

28 Bombus (Fervidobombus) brevivillus Franklin, 1913 Sincorá (2), Brejões (16) 

29 Bombus (Fervidobombus) morio (Swederus, 1787) Curral, Caraça (11; UFMG), Cipó Grão Mogol, Itacambira, 

(9; UFMG), Cachimbo, Ouro Branco (3), Pico das Almas, Rola Moça, 

Lavras Novas (10, UFV); Ouro Preto 

(3; UFMG), Moeda 


30 

Euglossina 

Eufriesea nigrohirta (Friese, 1899) Curral, Caraça (MZUSP; UFMG), Cipó Grão Mogol, Esbarrancado, 

(9, como Euplusia nigrohirta; UFMG), Pico das Almas, Rola Moça, 

Lavras Novas (10, UFV), Sincorá (2), 

Brejões (16), Pico do Itambé, Moeda 

Rio Preto 

31 Eufriesea violacea (Blanchard, 1840) Cabral 

32 Eufriesea spp. (duas espécies) Cipó (9, como auriceps e como sp. n), Grão Mogol, Esbarrancado, 

33 Brejões (16) Pico das Almas, Rio Preto 

34 Euglossa (Euglossa) cordata (Linnaeus, 1758) Brejões (af., 16) 

35 Euglossa (Euglossa) fimbriata Rebêlo & Moure, 1995 Caraça, Rio Preto (13) 

36 Euglossa (Euglossa) leucotricha Caraça, Cipó Grão Mogol, Itacambira, 

Rebêlo & Moure, 1996 Esbarrancado, Pico das 

Almas, Talhado, Cabral 

37 Euglossa (Euglossa) melanotricha Moure, 1967 Caraça, Cipó (9; UFMG), Rio Preto (13), Itacambira, Esbarrancado, 

Moeda Pico das Almas, Rola Moça, 

Cabral 

? Euglossa (Euglossa) modestior Dressler, 1982 Lavras Novas (10, UFV). 

Nota: Deve tratar-se de um erro de 

identificação, pois é uma espécie 

de distribuição amazônica. 

38 Euglossa (Euglossa) securigera Dressler, 1982 Caraça, Cipó (9) 

39 Euglossa (Euglossa) truncata Rebêlo & Moure, 1996 Caraça, Rio Preto (13) 

40 Euglossa (Glossura) annectans Dressler, 1982 Caraça Cabral 

41 Euglossa (Glossura) imperialis Cockerell, 1922 Rio Preto (13) 

? Euglossa sp. Sincorá (2), Ouro Branco (3) 


continua... 






42 Eulaema (Apeulaema) cingulata (Fabricius, 1804) Caraça Esbarrancado 

43 Eulaema (Apeulaema) nigrita Lepeletier, 1841 Curral, Caraça (MZUSP, UFMG), Cipó Grão Mogol, Esbarrancado, 

(9; UFMG), Ouro Branco (3), Ouro Preto Pico das Almas, Rola Moça, 

(UFV; 3), Brejões (16), Rio Preto (13) Rio Preto, Cabral 

? Eulaema sp. Brejões (16) 

Meliponina 

44 Cephalotrigona capitata (Smith, 1854) Curral, Caraça Rola Moça 

45 Friesella schrottkyi (Friese, 1900) Curral, Caraça Itacambira, Rola Moça, 


46 Frieseomelitta doederleini (Friese, 1900) Cipó (9, como cf. flavicornis; UFMG) Rio Preto, Cabral 

47 Frieseomelitta francoi (Moure, 1946) Sincorá (2), Brejões (16) Esbarrancado 

48 Frieseomelitta languida Moure, 1990 Rio Preto 

49 Frieseomelitta varia (Lepeletier, 1836) Cipó (9) Curimataí, Rio Preto, Cabral 

50 Geotrigona subterranea (Friese, 1901) Curral, Caraça (UFMG; DZUP; 6), Cipó Biribiri, Itacambira, 

(6; UFMG), Cachimbo, Lavras Novas Esbarrancado, Itacolomi, 

(10, UFV), Ouro Preto (UFMG; 6), Pico das Almas, Rola Moça, 

Brejões (16), Moeda Rio Preto, Cabral 

? Geotrigona sp. Cipó (9, como sp.n.), Ouro Branco (3) 

51 Leurotrigona muelleri (Friese, 1900) Curral, Caraça, Cipó (9), Cachimbo Grão Mogol, Pico das Almas, 

Rola Moça, Rio Preto, Cabral 

52 Melipona (Eomelipona) bicolor Lepeletier, 1836 Curral, Caraça (UFMG; MZUSP, 

como M. nigra), Ouro Branco (3) 

53 Melipona (Melikerria) quinquefasciata Cipó (9, UFV; UFMG), Diamantina (14), Grão Mogol, Itacambira, 

Lepeletier, 1836 Cachimbo, Ouro Branco (3), Lavras Pico das Almas, Rola Moça, 

Novas (10, UFV), Ouro Preto (3), Moeda Rio Preto, Cabral 

54 Melipona (Melipona) quadrifasciata Caraça, Cipó (9), Cachimbo, Lavras Itacambira, Pico das Almas, 

Lepeletier, 1836 Novas (10, UFV), Ouro Preto (UFMG; 3), 

Brejões (16), Ambrósio, Pico do Itambé Rio Preto, Cabral 

55 Melipona (Michmelia) scutellaris 

Latreille, 1811 

Brejões (16) 

56 Nannotrigona testaceicornis (Lepeletier, 1836) Curral Grão Mogol, Itacambira, 


57 Oxytrigona tataira (Smith, 1863) Grão Mogol, Rio Preto, Cabral 

58 Paratrigona lineata (Lepeletier, 1836) Curral, Cipó (5; 9; UFMG), Cachimbo, Curimataí, Biribiri, Grão 

Ouro Branco (3), Lavras Novas Mogol, Itacambira, Rola Moça, 

(10, UFV), Ouro Preto (3), Moeda Rio Preto, Talhado, Cabral 

59 Paratrigona subnuda Moure, 1947 Curral, Caraça, Cachimbo, Ouro 

Branco (3), Ouro Preto (UFMG; 3; 5), 

Ambrósio, Pico do Itambé 

Itacolomi, Rola Moça 

60 Partamona criptica Pedro & Camargo, 2003 Caraça (MZUSP) 

61 Partamona spp. (pelo menos 2 espécies) Caraça Grão Mogol, Itacambira, 

62 Rio Preto, Cabral 

63 Plebeia droryana (Friese, 1900) Curral, Cipó, Cachimbo, Pico do 

Itambé, Moeda 

Rola Moça 

64 Plebeia remota (Holmberg, 1903) Caraça (DZUP, UFMG) 


continua...




65 Plebeia sp. 01 Grão Mogol, Itacambira, 

Pico das Almas 

66 Plebeia sp. 02 Grão Mogol, Cabral 

67 Plebeia sp. 03 Itacolomi 

? Plebeia sp. Brejões (16) 

68 Scaptotrigona bipunctata (Lepeletier, 1836) Caraça Itacambira, Rio Preto, Cabral 

69 Scaptotrigona xanthotricha Moure, 1950 Caraça, Cipó, Moeda 

70 Scaura atlantica Melo, 2004 Talhado 

71 Schwarziana quadripunctata (Lepeletier, 1836) Caraça, Cipó (9) Itacolomi, Cabral 

72 Schwarzula timida (Silvestri, 1902) Curimataí 

73 Tetragona clavipes (Fabricius, 1804) Moeda Rola Moça, Rio Preto, Cabral 

74 Tetragonisca angustula (Latreille, 1811) Curral, Ouro Preto (3) Grão Mogol, Itacambira, 


75 Trigona fulviventris Guérin, 1835 Curral, Caraça, Ouro Preto (3), Itacolomi, Rola Moça, 

Pico do Itambé Rio Preto 

76 Trigona fuscipennis Friese, 1900 Botumirim, Cabral, Itacambira 

77 Trigona hyalinata Lepeletier, 1836 Caraça (DZUP), Cipó, Ouro Branco (3), Rola Moça, Rio Preto, 

Lavras Novas (10, UFV); Ouro Preto 

(UFMG; 3), Pico do Itambé 

Cabral, Talhado 

78 Trigona recursa Smith, 1863 Grão Mogol, Cabral 

79 Trigona spinipes (Fabricius, 1793) Curral, Caraça, Cipó (9; UFV), Biribiri, Grão Mogol, 

Cachimbo, Ouro Branco (3), Lavras Itacambira, Itacolomi, 

Novas (10, UFV), Ouro Preto (3), Pico das Almas, Rola Moça, 

Sincorá (2), Brejões (16) Rio Preto, Cabral, Talhado 

80 Trigona truculenta Almeida, 1984 Cipó Cabral 


? Trigona sp. Ouro Branco (3) 

81 Trigonisca intermedia Moure, 1990 

Centridini 

Curimataí, Pico das Almas, 


82 Centris (Centris) aenea Lepeletier, 1841 Curral, Cipó (9; UFMG), Mucugê (MZUSP), Curimataí, Biribiri, Grão 

Ouro Branco (3), Ouro Preto (3), Mogol, Itacambira, Pico 

Brejões (16), Moeda das Almas, Rola Moça, 

Rio Preto, Cabral, 

83 Centris (Centris) caxiensis Ducke, 1907 Grão Mogol, Esbarrancado, 

Talhado, Cabral 

84 Centris (Centris) flavifrons Fabricius, 1775 Mucugê (MZUSP) Pico das Almas 

85 Centris (Centris) nitens Lepeletier, 1841 Diamantina (UFV), Cipó (9; UFMG), Curimataí, Biribiri, 

Moeda Grão Mogol, Itacambira, 

Esbarrancado, Rio Preto, 

Cabral 

86 Centris (Centris) obscurior Michener, 1954 Moeda Curimataí, Grão Mogol, 

Itacambira, Esbarrancado, 

Pico das Almas, Rio Preto, 

Cabral 

continua... 






87 Centris (Centris) spilopoda Moure, 1969 Cipó (9), Sincorá (2) Curimataí, Itacambira, 


88 Centris (Centris) varia (Erichson, 1848) Curral, Caraça, Cipó, Ouro Branco (3), Grão Mogol, Itacolomi, 

Ouro Preto (3), Moeda Rola Moça, Rio Preto 

89 Centris (Centris) sp. 01 Itacambira, Rola Moça, 

Rio Preto 

90 Centris (Centris) sp. 02 Curral 

? Centris (Centris) sp. Cipó Rio Preto 

91 Centris (Hemisiella) tarsata Smith, 1874 Curral, Caraça (MZUSP; UFMG), Cipó Botumirim, Curimataí, 

(9; UFMG), Cachimbo, Ouro Branco (3), Biribiri, Grão Mogol, 

Ouro Preto (3), Brejões (16), Moeda, Itacambira, Esbarrancado, 

Sincorá (MZUEFS) Pico das Almas, Rola Moça, 

Rio Preto, Cabral, Talhado 

92 Centris (Hemisiella) trigonoides Lepeletier, 1841 Curral, Cipó, Moeda Botumirim, Curimataí, 

Grão Mogol, Itacambira, 

Rio Preto, Talhado 

93 Centris (Hemisiella) vittata Lepeletier, 1841 Curral 

94 Centris (Hemisiella) sp. 01 Moeda 

95 Centris (Hemisiella) sp. 02 Rio Preto 

96 Centris (Heterocentris) analis (Fabricius, 1804) Cachimbo, Moeda Curimataí, Grão Mogol, 


97 Centris (Heterocentris) sp. n. Curral 

98 Centris (Melacentris) collaris Lepeletier, 1841 Curral, Moeda 

99 Centris (Melacentris) confusa Moure, 1960 Curral, Cachimbo, Moeda 

100 Centris (Melacentris) conspersa Mocsáry, 1899 Caraça, Moeda 

101 Centris (Melacentris) dimidiata (Olivier, 1789) Caraça 

102 Centris (Melacentris) dorsata Lepeletier, 1841 Caraça (MZUSP), Cipó (9) Biribiri 

103 Centris (Melacentris) fluviatilis (Friese, 1904) Cipó Grão Mogol 

104 Centris (Melacentris) lateritia Friese, 1899 Biribiri, Grão Mogol, 

105 Nota: provavelmente trata-se de duas espécies Itacambira, Cabral 

106 Centris (Melacentris) obsoleta Lepeletier, 1841 Pico das Almas 

107 Centris (Melacentris) violacea Lepeletier, 1841 Curral, Cachimbo, Cipó (9; UFMG; UFV), 

Moeda 

Itacambira, Rio Preto 

108 Centris (Melacentris) xanthocnemis (Perty, 1833) Curral Grão Mogol, Pico das Almas 

109 Centris (Paracentris) burgdorfi Friese, 1900 Curral, Cipó Biribiri, Rio Preto, Cabral 

110 Centris (Paracentris) klugii Friese, 1899 Caraça, Cipó (9; UFMG), Diamantina Itacambira, Esbarrancado, 

(UFV), Ouro Branco (3), Moeda Itacolomi, Pico das Almas, 

Rio Preto 

111 Centris (Paracentris) xanthomelaena 

Moure & Castro, 2001 

Botumirim 

112 Centris (Ptilotopus) atra Friese, 1900 Cipó Cabral 

113 Centris (Ptilotopus) denudans Lepeletier, 1841 Cipó 

114 Centris (Ptilotopus) moerens (Perty, 1833) Cipó 

115 Centris (Ptilotopus) scopipes Friese, 1899 Curral, Ouro Branco (3), Moeda Itacambira, Rola Moça 

116 Centris (Ptilotopus) sponsa Smith, 1854 Mucugê (MZUSP) Pico das Almas 


continua...




117 Centris (Trachina) spp. grupo fuscata Curral, Cipó (9; UFMG), Ouro Branco (3), Biribiri, Grão Mogol, 

Lepeletier, 1841 Sincorá (2), Brejões (16), Moeda Itacambira, Esbarrancado, 

Pico das Almas, Rola Moça, 

Rio Preto, Cabral, Talhado 

118 Centris (Trachina) longimana Fabricius, 1804 Talhado 

119 Centris (Trachina) machadoi 

Azevedo & Silveira, 2005 

Rio Preto (4) Esbarrancado, Itacambira 

120 Centris (Trachina) rupestris Cipó (4), Moeda (DZUP; UFMG; 4), Biribiri, Grão Mogol, 

Azevedo & Silveira, 2005 Rio Preto (4), Morro do Chapéu (DZUP) Cabral , Itacambira 

121 Centris (Trachina) similis (Fabricius, 1804) Cipó 

? Centris (Trachina) sp. Cipó (UFMG; 9, como Centris sp.1), 

Lavras Novas (10, UFV, como 

Centris sp.1) 

122 Centris (Xanthemisia) bicolor Lepeletier, 1841 Caraça (MZUSP); Cipó, Ouro Branco (3), Biribiri, Grão Mogol, 

Ouro Preto (3), Brejões (16), Moeda Itacambira, Rola Moça, 


123 Centris (Xanthemisia) lutea Friese, 1899 Caraça (MZUSP), Cipó (af, 9), Moeda Grão Mogol, Rola Moça, Cabral 

124 Centris (Xanthemisia) sp. n. Curral, Cipó, Ouro Branco (3), Moeda Biribiri, Itacambira, 

Esbarrancado, Pico das 

Almas, Rola Moça, Cabral 

? Centris spp. Ouro Branco (3), Ouro Preto (3) 

125 Epicharis (Anepicharis) dejeanii Lepeletier, 1841 Cipó, Diamantina (UFV), Ouro 

Branco (3), Ambrósio, Moeda 

Itacambira 

126 Epicharis (Cyphepicharis) sp. Ouro Branco (3) 

127 Epicharis (Epicharana) flava (Friese, 1900) Curral, Cipó, Ouro Branco (3), Grão Mogol, Pico das Almas, 

Brejões (16) Rola Moça, Cabral 

128 Epicharis (Epicharis) bicolor Smith, 1854 Cipó, Brejões (16) Biribiri, Grão Mogol, 

Itacolomi, Pico das Almas, 


129 Epicharis (Epicharitides) cockerelli (Friese, 1900) Curral, Diamantina (UFV) Rola Moça 

130 Epicharis (Epicharitides) iheringi Friese, 1899 Cipó (UFMG; 9), Diamantina (UFV), 

Lavras Novas (10, UFV) 

Biribiri, Itacambira, Cabral 

131 Epicharis (Epicharoides) picta (Smith, 1874) Cipó, Ouro Branco (3, como grandior) Rio Preto 

132 Epicharis (Epicharoides) xanthogastra 

(Moure & Seabra, 1959) 

Grão Mogol 

133 Epicharis (Epicharoides) sp. Cipó Itacambira, Rio Preto 

134 Epicharis (Triepicharis) analis (Friese, 1899) Cipó (9, como schrottkyi;UFMG), Itacambira, Pico das Almas, 

Ouro Branco (3, como schrottkyi) Cabral 

? Epicharis spp. Ouro Preto (3) 

Emphorini 

135 Ancyloscelis apiformis (Fabricius, 1793) Cipó 

136 Ancyloscelis sp. 01 Caraça 


137 Ancyloscelis sp. 02 Cachimbo, Moeda 

138 Melitoma segmentaria (Fabricius, 1804) Caraça (DZUP, UFMG), Cipó, Itacambira, Itacolomi, 

Ouro Branco (3), Moeda Rio Preto 

139 Melitoma sp. n. Caraça (DZUP; UFMG), Moeda (UFMG) Itacolomi 

140 Melitoma sp. (pelo menos uma espécie) Cipó (9) Rio Preto 

continua... 






Ericrocidini 

141 Acanthopus excellens Schrottky, 1902 Itacambira, Rola Moça 

142 Ctenioschelus goryi (Romand, 1840) Cipó Grão Mogol, Pico das Almas, 

Rio Preto 

143 Cyphomelissa diabólica (Friese, 1900) Cachimbo 

144 Eurytis funereus Smith, 1874 Cipó (9, como Hopliphora funereus), Biribiri, Pico das Almas, 

Lavras Novas (10, UFV) Cabral 

145 Mesocheira bicolor (Fabricius, 1804) Cipó, Moeda Curimataí, Biribiri, 

Rola Moça, Rio Preto 

146 Mesonychium asteria (Smith, 1854) Curimataí, Grão Mogol, 

Itacambira, Cabral 

147 Mesonychium caerulescens Cipó (9; UFMG) Biribiri, Itacambira, 

Lepeletier & Serville, 1825 Rio Preto, Cabral 

148 Mesonychium littoreum Moure, 1944 Cipó (9) 

149 Mesonichium sp. Biribiri, Cabral 

150 Mesoplia (Eomelissa) friesei (Ducke, 1902) Cipó Rio Preto 

151 Mesoplia (Mesoplia) regalis (Smith, 1854) Grão Mogol 

152 Mesoplia (Mesoplia) rufipes (Perty, 1833) 

Eucerini 

Cipó Biribiri, Itacambira, 



153 Florilegus (Euflorilegus) fulvipes (Smith, 1854) Itacambira 

154 Florilegus (Floriraptor) melectoides (Smith, 1879) Itacambira, Cabral 

155 Gaesischia anthidioides Urban, 1968 Moeda (DZUP) 

156 Gaesischia caracicola Urban, 2007 Caraça (UFMG; 24) 

157 Gaesischia cipoana Urban, 2007 Cipó (UFMG; 24) Itacambira 

158 Gaesischia flavoclypeata Michener, 

LaBerge & Moure, 1955 

Curral, Caraça 

159 Gaesischia nigra Moure (in Urban, 1968) Cipó (9) Rola Moça 

160 Gaesischia patellicornis (Ducke, 1910) Itacambira 

161 Melissodes (Ecplectica) nigroaenea (Smith, 1854) Moeda, Ouro Preto (3) 

162 Melissodes (Ecplectica) sexcincta (Lepeletier, 1841) Curral, Caraça, Moeda 

163 Melissoptila aureocincta Urban, 1968 Caraça Pico das Almas 

164 Melissoptila cnecomola (Moure, 1944) Ouro Preto (3) 

165 Melissoptila paranaensis Urban, 1998 Ouro Preto (20) 

166 Melissoptila pubescens (Smith, 1879) Curral 

167 Melissoptila richardiae Bertoni & Schrottky, 1910 Itacambira 

168 Melissoptila tandilensis Holmberg, 1884 Lavras Novas (10, UFV) 

169 Melissoptila vulpecula Bertoni & Schrottky, 1910 Curral Rola Moça 

170 Melissoptila sp. (pelo menos uma espécie) Sincorá (2) Rio Preto 

171 Santiago mourei Urban, 1989 Rio Preto 

172 Thygater (Thygater) analis (Lepeletier, 1841) Cipó, Ouro Branco (3), Moeda Grão Mogol, Itacambira, 



? Thygater sp. Ouro Branco (3) 


continua...




173 

Exomalopsini 

Exomalopsis (Exomalopsis) analis Spinola, 1853 Curral, Caraça (MZUSP, UFMG), Cipó, Itacambira, Esbarrancado, 

Moeda, Sincorá (MZUEFS) Rola Moça, Rio Preto 

174 Exomalopsis (Exomalopsis) auropilosa Curral, Cipó, Cachimbo, Ouro Branco (3), Curimataí, Itacambira, 

Spinola, 1853 Lavras Novas (10, UFV), Moeda Rola Moça, Rio Preto 

175 Exomalopsis (Exomalopsis) campestris 

Silveira, 1996 

Cabral 

176 Exomalopsis (Exomalopsis) fernandoi 

Moure, 1990 

Pico das Almas 

177 Exomalopsis (Exomalopsis) fulvofasciata Grão Mogol, Itacambira, 

Smith, 1879 Rola Moça, Rio Preto, Cabral 

178 Exomalopsis (Exomalopsis) cf. subtilis 

Timberlake, 1980 

Curral 

179 Exomalopsis (Exomalopsis) cf. tomentosa 

Friese, 1899 

Cachimbo 

180 Exomalopsis (Exomalopsis) ypirangensis 

Schrottky, 1910 

Cabral 

? Exomalopsis (Exomalopsis) sp. Cipó (9) Cabral 

181 Exomalopsis (Phanomalopsis) sp. n. Caraça Itacambira 

? Exomalopsis spp. 

Isepeolini 

Ouro Branco (3), Ouro Preto (3) 

182 Isepeolus viperinus (Holmberg, 1886) Itacambira 

Osirini 

183 Osirinus rufricus Melo & Zanella, 2003 Lavras Novas (10, DZUP) 

184 Osirinus sp. Itacambira 

185 Osiris variegatus Smith, 1854 Caraça (15, MZUSP) 

185 

a 

188 

Osiris spp. (pelo menos 3 espécies) Curral 

189 Parepeolus sp. Curral 

190 Protosiris caligneus (Shanks, 1986) 

Rhathymini 

Caraça (15, como Osiris caligneus, 

MZUSP) 

191 Rhathymus sp. Grão Mogol 

Tapinotaspidini 


192 Arhyzoceble dichroopoda Moure, 1948 Curral Rola Moça 

193 Arhyzoceble sp. Curral, Cipó (9, como cf. huberi), Itacambira, Pico das Almas, 

Cachimbo, Ouro Branco (3), Lavras 

Novas (10, UFV, como dichroopoda), 

Moeda 


194 Chalepogenus sp. Cachimbo 

195 Lophopedia nigrispinis (Vachal,1909) Pico das Almas 

196 Lophopedia pygmaea (Schrottky, 1902) Curral, Caraça, Ambrósio Rola Moça 

197 Lophopedia sp. (pelo menos uma espécie) Curral, Cipó (9), Lavras Novas 

(10, UFV) 


continua... 






198 Monoeca pluricincta (Vachal, 1909) Lavras Novas (10, UFV), Moeda Itacambira 

199 Monoeca sp. 01 Cipó 

200 Monoeca sp. 02 Moeda 

201 Monoeca sp. 03 Cipó Rola Moça, Rio Preto 

202 Monoeca sp. 04 Itacambira 

203 Monoeca sp. 05 Rola Moça 

204 Monoeca sp. 06 Curimataí, Biribiri, Itacambira 

205 Monoeca sp. 07 Cipó, Moeda Rio Preto 

206 Monoeca sp. 08 Rio Preto 

207 Monoeca sp. 09 Curral 

208 Monoeca sp. 10 Caraça (MZUSP) 

209 Monoeca sp. 11 Caraça (MZUSP) 

210 Monoeca sp. 12 Cipó (af. brasiliensis, DZUP) 

? Monoeca sp. Ouro Branco (3), Lavras Novas (10, UFV) 

211 Paratetrapedia fervida (Smith, 1879) Curral, Caraça (MZUSP) 

212 Paratetrapedia lugubris (Cresson, 1878) Rola Moça 

213 Paratetrapedia volatilis (Smith, 1879) Curral, Caraça (MZUSP; UFMG) Itacolomi 

214 Paratetrapedia sp. n. Curral, Caraça (MZUSP), Cachimbo, Curimataí, Itacambira, 

Moeda Esbarrancado, Pico das 


? Paratetrapedia sp. Ouro Branco (3), Lavras Novas 

(10, UFV), Ouro Preto (3) 

215 Tapinotaspoides serraticornis (Friese, 1899) Cipó (UFMG; DZUP), Diamantina (DZUP) Biribiri, Grão Mogol, 

Itacambira, Rio Preto, Cabral 

? Tapinotaspoides sp. Ouro Branco (3) 

216 Trigonopedia glaberrima (Friese, 1899) Lavras Novas (10, UFV) 

217 Trigonopedia oligotricha Moure, 1941 Cipó (9) 

218 Trigonopedia spp. (pelo menos 3 espécies) Curral, Caraça (MZUSP; UFMG), Cipó, Curimataí, Grão Mogol, 

219 Cachimbo, Moeda Pico das Almas, Rola Moça, 

220 Rio Preto 

221 Tropidopedia caracicola Aguiar & Melo, 2007 Caraça (UFMG; 1) 

222 Tropidopedia carinata Aguiar & Melo, 2007 Cachimbo, Moeda, Lavras Novas (1) Rio Preto 

223 Tropidopedia flavolineata Aguiar & Melo, 2007 Rio Preto 

224 Tropidopedia nigrita Aguiar & Melo, 2007 Caraça (1), Cipó (1) 

225 Tropidopedia nigrocarinata Aguiar & Melo, 2007 Rola Moça 

226 Tropidopedia punctifrons (Smith, 1879) Cipó Pico das Almas, Rola Moça, 


227 Xanthopedia iheringii (Friese, 1899) Caraça (MZUSP), Lavras Novas 

(af. tricolor 10, UFV), Moeda 


228 Xanthopedia larocai (Moure, 1995) Rola Moça 

229 Xanthopedia sp. 01 Curral, Caraça (MZUSP; UFMG), Cipó, Itacambira, Grão Mogol, 

Cachimbo, Moeda Esbarrancado, Pico das 

Almas, Rola Moça, Rio Preto 

230 Xanthopedia sp. 02 Curral, Caraça, Cipó, Cachimbo, Moeda 


continua...




? Xanthopedia sp. Cipó (9), Lavras Novas (10, UFV) 

231 Gênero n. Cipó (DZUP) Rio Preto 

Tetrapedini 

232 Coelioxyoides sp. Caraça 

233 Tetrapedia spp. (pelo menos 8 espécies) Curral, Caraça, Cipó (9; UFMG), Ouro Biribiri, Grão Mogol, 

a Branco (3), Lavras Novas (10, UFV), Itacambira, Pico das Almas, 

240 Pico do Itambé, Moeda Rola Moça, Rio Preto, Cabral 

NomadinaeE 

Epeolini 

241 Triepeolus nobilis (Friese, 1908) Caraça (MZUSP) 

Nomadini 

242 Nomada cf. polybioides Ducke, 1908 Curral 

243 Nomada sp. Curral 

Xylocopinae 

Ceratinini 

244 Ceratina (Ceratinula) mulleri Friese, 1910 Cipó (9) 

245 Ceratina (Ceratinula) oxalidis Schrottky, 1907 Cipó (cf., 9) 

246 Ceratina (Ceratinula) spp. (pelo menos 5 espécies) Cipó (9), Lavras Novas (10, UFV), Grão Mogol, Itacambira, 

a Ouro Branco (3), Ambrósio Esbarrancado, Pico das 

250 Almas, Rola Moça 

251 Ceratina (Crewella) asuncionis Strand, 1910 Cipó (9) 

252 Ceratina (Crewella) gossypii Schrottky, 1907 Cipó (9) 

253 Ceratina (Crewella) paraguayensis Schrottky, 1907 Cipó (9) 


254 Ceratina (Crewella) sericea Friese, 1910 Moeda 

255 Ceratina (Crewella) spp. (pelo menos 12 espécies) Caraça, Cipó, Ambrósio, Moeda Botumirim, Biribiri, Grão 

a Mogol, Itacambira, 

266 Esbarrancado, Itacolomi, 



267 Ceratina (Rhysoceratina) spp. Caraça, Moeda Itacambira, Pico das Almas, 

a 

270 

(pelo menos 4 espécies) Rola Moça, Rio Preto 

? Ceratina spp. 

Xylocopini 

Cipó (9), Ouro Branco (3), Lavras 

Novas (10, UFV), Ouro Preto (3), 

Sincorá (2), Brejões (16) 

271 Xylocopa (Cyrroxylocopa) vestita Cipó, Brejões (16) Biribiri, Grão Mogol, 

Hurd & Moure, 1963 Pico das Almas 

272 Xylocopa (Dasyxylocopa) bimaculata Friese, 1903 Caraça, Cipó Grão Mogol, Itacolomi, 

Rio Preto 

? Xylocopa (Dasyxylocopa) sp. Ouro Branco (3) 

273 Xylocopa (Diaxylocopa) truxali Cipó, Cachimbo, Lavras Novas Grão Mogol, Rola Moça, 

Hurd & Moure, 1963 (10, UFV), Moeda Rio Preto 

274 Xylocopa (Monoxylocopa) abbreviata Curral, Cipó (9; UFMG), Cachimbo, Grão Mogol, Pico das Almas, 

Hurd & Moure, 1963 Moeda Rola Moça, Rio Preto, Cabral 

continua... 






275 Xylocopa (Nanoxylocopa) sp. n. Cipó Botumirim, Esbarrancado, 

Pico das Almas, Rio Preto 

276 Xylocopa (Neoxylocopa) brasilianorum Curral, Caraça, Cachimbo, Lavras Itacolomi, Rola Moça 

(Linnaeus, 1767) Novas (10, UFV), Pico do Itambé 

277 Xylocopa (Neoxylocopa) cearensis Ducke, 1910 Curral Grão Mogol, Esbarrancado, 


278 Xylocopa (Neoxylocopa) frontalis (Olivier, 1789) Curral, Diamantina Cabral 

279 Xylocopa (Neoxylocopa) grisescens Curral, Cipó, Brejões (16) Curimataí, Itacambira, 

Lepeletier, 1841 Grão Mogol, Pico das Almas, 


280 Xylocopa (Neoxylocopa) cf. hirsutissima Curral, Cipó (9; UFMG), Moeda Biribiri, Grão Mogol, 

Maidl, 1912 Itacambira, Rio Preto, Cabral 

281 Xylocopa (Neoxylocopa) nigrocincta Smith, 1854 Rio Preto 

282 Xylocopa (Neoxylocopa) cf. ordinaria Smith, 1874 Grão Mogol, Itacambira, 

Rio Preto 

283 Xylocopa (Neoxylocopa) suspecta 

Moure & Camargo, 1988 

Curral, Cipó Rola Moça 

284 Xylocopa (Neoxylocopa) sp. Rio Preto, Cabral 

? Xylocopa (Neoxylocopa) sp. Ouro Preto (3) Esbarrancado 

285 Xylocopa (Schonnherria) macrops Lepeletier, 1841 Cipó (9; UFMG), Cachimbo, Ouro 

Preto (UFMG); Ambrósio, Moeda 


286 Xylocopa (Schonnherria) muscaria (Fabricius, 1775) Caraça 

287 Xylocopa (Schonnherria) subcyanea Pérez, 1901 Curral, Cipó (9; UFMG), Cachimbo, Biribiri, Grão Mogol, 

Moeda Itacambira, Pico das Almas, 

Rola Moça, Cabral 

288 Xylocopa (Schonnherria) subzonata Moure, 1949 Caraça, Cipó Grão Mogol, Cabral 

? Xylocopa (Schonnherria) sp. Lavras Novas (10, UFV), Ouro Preto (3) 

289 Xylocopa (Stenoxylocopa) sp. n. Ambrósio (17, como artifex), Cipó, 

Moeda (17, como artifex) 

Grão Mogol 

290 Xylocopa (Stenoxylocopa) sp. Ouro Branco (3), Moeda Cabral 

291 Xylocopa (Xylocopoda) cf. madida Friese, 1925 Caraça, Pico do Itambé 

292 Xylocopa (Xylocopsis) cf. funesta Maidl, 1912 Cabral 

? Xylocopa sp. 

Colletidae 

Cipó (9), Ouro Branco (3), Ouro Preto (3) 

293 Colletinae 

294 Colletes extensicornis Vachal, 1909 Caraça (MZUSP), Moeda Rio Preto 

295 Colletes meridionalis Schrottky, 1902 Cipó (9) 

296 Colletes rufipes Smith, 1879 Caraça , Curral, Cipó (UFMG; 9), 

Lavras Novas (10, UFV) 

Rola Moça 

297 Colletes rugicollis Friese, 1900 Curral Pico das Almas 

298 Colletes sp. 01 Caraça (MZUSP), Cipó (9, como sp.n.), Itacambira, Rio Preto, 

Moeda Rola Moça 

299 Colletes sp. 02 Rio Preto 

300 Colletes sp. 03 Curral, Caraça (MZUSP) 

301 Rhynchocolletes albicinctus Moure, 1943 Caraça (DZUP) 


continua...




Diphaglossinae 

Caupolicanini 

302 Caupolicana sp. n. Cipó (9) 

303 Ptiloglossa hemileuca Moure, 1944 Lavras Novas (10, UFV) Rio Preto, Cabral 

304 Ptiloglossa matutina (Schrottky, 1904) Cipó (UFMG; MZUSP) 

305 Ptiloglossa sp. (pelo menos uma espécie) Cipó (9), Lavras Novas (10, UFV) Rola Moça, Rio Preto 

Hylaeinae 

306 Hylaeus (Cephylaeus) sp. 01 Pico das Almas 

307 Hylaeus (Cephylaeus) sp. 02 Caraça 

308 Hylaeus (Hylaeana) spp. (pelo menos uma espécie) Caraça, Moeda 

309 Hylaeus (Hylaeopsis) tricolor (Schrottky, 1906) Lavras Novas (10, UFV) 

310 Hylaeus (Hylaeopsis) spp. (pelo menos uma espécie) Caraça, Cachimbo Itacolomi 

311 Hylaeus sp. Lavras Novas (10, UFV), Brejões (16) 

Paracolletinae 

312 Halictanthrena malpighiacearum Ducke, 1907 Caraça (DZUP), Cachimbo (cf. UFMG) 

313 Hexantheda missionica Ogloblin, 1948 Moeda Rola Moça 

314 Nomiocolletes sp. n. 01 Cipó (UFMG) 

315 Nomiocolletes sp. n. 02 Itacambira 

316 Perditomorpha iheringi (Schrottky, 1910) Curral 

317 Perditomorpha leaena (Vachal, 1909) Curral (UFMG; UFV), Caraça, Moeda 

318 Perditomorpha sp. 01 Curral 

319 Perditomorpha sp. 02 Rio Preto 

320 Protodiscelis sp. Itacambira 

321 Tetraglossula cf. anthracina (Michener, 1989) Cipó 

? Tetraglossula sp. Ouro Branco (3) 

322 

Xeromelissinae 

Chilicola (Oediscelis) sp. 01 Cipó (9 - como Oediscelis 

(Oedicelisca) sp.n.), Moeda 

323 Chilicola (Oediscelis) sp. 02 Cachimbo 

324 Chilicola (Oediscelis) sp. 03 Grão Mogol 

325 

326 

Chilicola (Prosopoides) sp. (pelo menos 2 espécies) Curral, Cipó (9), Lavras Novas (10, UFV) Grão Mogol 

Halictidae 

Halictinae 

Augochlorini 


327 Ariphanarthra cf. palpalis Moure, 1951 Curral, Cachimbo 

328 Augochlora (Augochlora) amphitrite 

(Schrottky, 1909) 

Caraça (MZUSP) 

329 Augochlora (Augochlora) esox (Vachal, 1911) Curral, Moeda 

330 Augochlora (Augochlora) foxiana Cockerell, 1900 Caraça, Cachimbo 

331 Augochlora (Augochlora) tantilla Moure, 1943 Curral 

332 Augochlora (Augochlora) spp. Caraça, Cipó Grão Mogol, Esbarrancado, 

a 

339 

(pelo menos 8 espécies) Rio Preto, Rola Moça 

continua... 






340 Augochlora (Oxystoglossella) morrae Strand, 1910 Curral, Cachimbo, Moeda Rola Moça 

341 Augochlora (Oxystoglossella) semiramis 

(Schrotkky, 1910) 

Cipó (9) 

342 Augochlora (Oxystoglossella) thalia Smith, 1879 Curral, Moeda 

343 Augochlora (Oxystoglossella) sp. Caraça 

? Augochlora spp. Lavras Novas (10, UFV), Sincorá (2), Brejões (16), Ambrósio 

344 Augochlorella acarinata Coelho, 2004 Ouro Preto (UFV, 8) 

345 Augochlorella ephyra (Schrottky, 1910) Cipó (UFMG, 7; 9, como Augochlorella. sp.) 

346 Augochlorella tredecim (Vachal, 1911) Diamantina (7) Grão Mogol 

347 Augochlorella una Coelho, 2004 Moeda (UFMG, 8) 

348 Augochlorella urania (Smith, 1853) Curral (UFMG, 7), Caraça (7) 

349 Augochlorella sp. 01 Cachimbo 

350 Augochlorella sp. 02 Itacambira 

351 Augochlorella sp. 03 Rio Preto 

? Augochlorella spp. Lavras Novas (10, UFV) 

352 Augochloropsis bertonii (Schrottky, 1909) Caraça (MZUSP) 

353 Augochloropsis brachycephala Moure, 1943 Cachimbo 

354 Augochloropsis callichroa (Cockerell, 1900) Cipó (9) 

355 Augochloropsis cf. cleopatra (Schrottky, 1902) Curral, Caraça (MZUSP, UFMG), Cipó 

(9; UFV), Diamantina (UFV), Lavras 

Novas (10, UFV), Moeda 

Grão Mogol, Rio Preto, Cabral 

356 Augochloropsis cupreola (Cockerell, 1900) Diamantina (UFV) 

357 Augochloropsis iris (Schrottky, 1902) Cachimbo, Caraça (MZUSP), 

Ouro Preto (UFV), Moeda 

Itacolomi, Rola Moça 

358 Augochloropsis cf. melanochaeta Moure, 1950 Curral, Cipó, Cachimbo, Moeda 

359 Augochloropsis multiplex (Vachal, 1903) Curral, Cipó (UFMG; 9, como 

af. multiplex), Cachimbo, Moeda 

360 Augochloropsis patens (Vachal, 1903) Curral, Moeda Cabral 

361 Augochloropsis cf. smithiana (Cockerell, 1900) Curimataí, Grão Mogol, 

Itacambira, Rio Preto, Cabral 

362 Augochloropsis cf. sparsilis (Vachal, 1903) Caraça (MZUSP; UFMG), 

Ouro Preto (UFV; UFMG) 

363 Augochloropsis prognatha Moure, 1944 Curral 

364 Augochloropsis cf. wallacei (Cockerell, 1900) Rio Preto 

365 Augochloropsis spp. (pelo menos 20 espécies) Curral, Caraça, Cipó (9; UFMG), Botumirim, Biribiri, Grão 

a Cachimbo, Ouro Branco (3), Lavras Mogol, Itacambira, 

384 Novas (10, UFV), Ouro Preto (3), Esbarrancado, Itacolomi, 

Sincorá (2), Brejões (16), Ambrósio, Pico das Almas, Rola Moça, 

Moeda Rio Preto, Cabral, Talhado 

385 Ceratalictus spp. (pelo menos 3 espécies) Caraça, Cipó (9; UFMG), Cachimbo, Itacambira, Pico das 

386 

387 

Lavras Novas (10, UFV) Almas, Rola Moça 

388 Megalopta aegis (Vachal, 1904) Cipó Rio Preto 

389 Megalopta amoena (Spinola, 1853) Esbarrancado 

390 Megalopta sodalis (Vachal, 1904) Cipó 


continua...




391 Neocorynura oiospermi (Schrottky, 1909) Curral, Caraça 

392 Neocorynura sp. 01 Curral 

393 Neocorynura sp. 02 Caraça 


394 Neocorynura sp. 03 Ambrósio Itacambira 

395 Neocorynura sp. 04 Itacolomi 

396 Neocorynura sp. 05 Itacolomi 

397 Neocorynura sp. 06 Sincorá (MZUEFS) Esbarrancado 

? Neocorynura sp. Brejões (16) 

398 Paroxystoglossa jocasta (Schrottky, 1910) Caraça, Cipó (9; UFMG), Biribiri, Itacambira, Rola 

Diamantina (UFV), Moeda Moça, Rio Preto, Cabral 

? Paroxystoglossa sp. Lavras Novas (10, UFV) 

399 

400 

Pereirapis spp. (duas espécies) Grão Mogol, Rola Moça 

401 Pseudaugochlora grupo graminea (Fabricius, 1804) Curral, Caraça (MZUSP; UFMG), Cipó, Grão Mogol, Esbarrancado, 

(pelo menos 2 espécies) Ouro Branco (3), Lavras Novas (10, UFV), Itacolomi, Rola Moça 

Ouro Preto (3), Moeda, Sincorá(MZUEFS) 

403 Pseudaugochlora pandora (Smith, 1853) Rio Preto 

404 Pseudaugochlora spp. (pelo menos 2 espécies) Ouro Branco (3) Grão Mogol, Itacambira, 

405 Esbarrancado, Rio Preto, 

Cabral 

406 Rhectomia mourei (Eickwort, 1969) Curral, Caraça 

407 Thectochlora alaris (Vachal, 1904) Caraça (DZUP); Lavras Novas (10, UFV), Itacambira, Rola Moça, 

Moeda Rio Preto, Cabral 

408 

Halictini 

Agapostemon chapadensis Cockerell, 1900 Caraça (MZUSP), Cachimbo, Lavras 

Novas (10, UFV), Moeda 

Itacambira, Rola Moça 

409 Agapostemon semimelleus Cockerell, 1900 Caraça, Moeda 

410 Caenohalictus incertus (Schrottky, 1902) Caraça (MZUSP) 

411 Caenohalictus tesselatus (Moure, 1940) Caraça, Lavras Novas (10, UFV) Esbarrancado, Pico das 

Almas, Rola Moça 

? Caenohalictus spp. Brejões (16) Itacolomi 

412 Dialictus osmioides (Ducke, 1902) Cipó (9) 

413 Dialictus nanus (Smith, 1879) Curral (MZUSP) 

414 Dialictus pabulator (Schrottky, 1910) Diamantina (cf., UFV), Cipó (9) 

415 Dialictus spp. (pelo menos 11 espécies) Curral, Caraça, Cipó (9; UFMG), Ouro Biribiri, Grão Mogol, 

a Branco (3), Lavras Novas (10, UFV), Itacambira, Esbarrancado, 

425 Brejões (16), Ambrósio, Moeda Itacolomi, Pico das Almas, 


426 Habralictus sp. Caraça (MZUSP; UFMG) 

427 Halictus (Seladonia) sp. Cabral 

428 Oragapostemon sp. Itacolomi 

429 Pseudagapostemon (Brasilagapostemon) 

fluminensis (Schrottky, 1911) 

Moeda Rola Moça 

430 Pseudagapostemon (Brasilagapostemon) sp. Rola Moça 

continua... 






431 Pseudagapostemon (Pseudagapostemon) 

anasimus Cure, 1989 

Cipó (9) 


ochromerus (Vachal, 1904) 

Cipó (9), Diamantina (DZUP) 


pissisi (Vachal, 1903) 

Ouro Branco (3, como brasiliensis) 

434 Pseudagapostemon (Pseudagapostemon) Lavras Novas (10, UFV), Moeda Itacambira, Rio Preto, 

pruinosus Moure & Sakagami, 1984 Rola Moça 

435 Pseudagapostemon (Pseudagapostemon) sp. 01 Caraça 

436 Pseudagapostemon (Pseudagapostemon) sp. 02 Cabral, Itacambira, Rio Preto 

437 Pseudagapostemon (Pseudagapostemon) sp. 03 Rola Moça 

? Pseudagapostemon sp. Ouro Branco (3) 

438 Sphecodes sp. 01 Caraça 

439 Sphecodes sp. 02 Itacambira 

? Sphecodes sp. Lavras Novas (10, UFV) 

? Halictini n. det Lavras Novas (10, UFV) 

Megachilidae 

Lithurginae 

Lithurgini 

440 Lithurgus huberi Ducke, 1907 Cipó (9, como Lithurge) 

Megachilinae 

Anthidini 

441 Anthidium latum Schrottky, 1902 Curral, Cipó (12) 

442 Anthidium sertanicola Moure & Urban, 1964 Curral (12; UFMG), Caraça (DZUP), 

Cipó (9), Moeda, Sincorá (2, como 

Anthidium sp.) 

Itacambira 

443 Anthodioctes megachiloides Holmberg, 1903 Curral, Moeda Rola Moça 

444 Austrostelis silveirai Urban, 2006 Curral (22) 

445 Dicranthidium aliceae Urban, 2002 Cipó (21) Rio Preto 

446 Dicranthidium gregarium (Schrottky, 1905) Curral, Cipó (9), Cachimbo, Moeda Itacambira, Rio Preto, Cabral 

447 Epanthidium aureocinctum Urban, 1995 Cipó, Diamantina (18) Biribiri, Rio Preto, Cabral 

448 Epanthidium tigrinum (Schrottky, 1905) Curral Curimataí, Grão Mogol, 

Rio Preto 

? Epanthidium sp. Cipó (9, como sp.n Urban MS) 

449 Hypanthidium foveolatum (Alfken, 1930) Curral 

450 Hypanthidium nigritulum Urban, 1998 Curral (UFMG; DZUP) Rio Preto 

451 Larocanthidium bilobatum Urban, 1997 Curral, Cipó (19), Cachimbo, 

Brejões (16) 

Itacambira, Rio Preto 

452 Larocanthidium emarginatum Urban, 1997 Grão Mogol 

453 Larocanthidium ornatum Urban, 1997 Curral Curimataí, Itacambira 

454 Larocanthidium spinosum Urban, 1997 Cipó (UFMG; 19) Botumirim, Itacambira 

455 Moureanthidium subarenarium (Schwarz, 1933) Caraça (DZUP; UFMG) 

? Dianthidiini gên. n. Cipó (9) 

? Anthidiini n. det Lavras Novas (10, UFV) 


continua...





456 

Megachilini 

Coelioxys (Acrocoelioxys) cf. laevigata 

Smith, 1854 

Curral 

457 Coelioxys (Acrocoelioxys) cf. tolteca Caraça (MZUSP, como C. pirata), 

Cresson, 1878 Moeda 

458 Coelioxys (Acrocoelioxys) sp. 01 Rio Preto 

459 Coelioxys (Acrocoelioxys) sp. 02 Grão Mogol, Rio Preto 

460 Coelioxys (Acrocoelioxys) sp. 03 Rola Moça 

461 Coelioxys (Acrocoelioxys) sp. 04 Caraça (MZUSP, como aculeata) 

462 Coelioxys (Cyrtocoelioxys) sp. 01 Itacambira 



465 Coelioxys (Cyrtocoelioxys) sp. 04 Moeda 

466 Coelioxys (Glytocoelioxys) sp. Esbarrancado 

467 Coelioxys (Haplocoelioxys) sp. Biribiri, Rola Moça 

468 Coelioxys (Neocoelioxys) sp. Esbarrancado 

469 Coelioxys (Rhinocoelioxys) cf. clypeata 

Smith, 1879 

Curral 

470 Coelioxys (Rhinocoelioxys) sp. Cabral 

? Coelioxys spp. Cipó (9) 

471 Megachile (Acentron) eburneipes Vachal, 1904 Curral, Caraça, Moeda 

472 Megachile (Acentron) tupinaquina Schrottky, 1913 Caraça, Cipó, Diamantina (UFV) 

473 

474 

475 

Megachile (Acentron) spp. (pelo menos 3 espécies) Cipó (9; UFMG), Diamantina Itacambira, Cabral 

476 Megachile (Austromegachile) antiqua 

Mitchell, 1930 

Curral 

477 Megachile (Austromegachile) fascialis 

Vachal, 1909 

Curral, Moeda 

478 Megachile (Austromegachile) susurrans 

Haliday, 1836 

Curral Itacolomi 

479 Megachile (Austromegachile) sp. Cipó 

480 Megachile (Austrosarus) diasi Raw, 2003 Cachimbo, Moeda Itacambira, Rola Moça 

481 Megachile (Austrosarus) sp. af diasi Raw, 2003 Curral, Caraça Rio Preto 

482 Megachile (Austrosarus) frankieana Raw, 2003 Cipó, Moeda Biribiri, Itacambira 

483 Megachile (Austrosarus) sp. Cachimbo, Moeda Biribiri, Itacambira, Cabral 

484 Megachile cf. (Austrosarus) sp. Grão Mogol 

485 Megachile (Chrysosarus) guaranitica 


Cipó (9) Cabral 

486 Megachile (Chrysosarus) pseudanthidioides 

Moure, 1943 

Curral Rio Preto 

487 Megachile (Chrysosarus) tuberculifera 


Caraça (MZUSP) 

? Megachile (Chrysosarus) sp. Cipó (9) 

continua... 






488 Megachile (Chrysosarus/Dactylomegachile) sp. Caraça, Cipó, Moeda Biribiri, Botumirim, Grão 

Mogol, Esbarrancado, 

Itacambira, Pico das Almas, 

Rio Preto, Cabral, Rola Moça 

489 Megachile (Cressoniella) cf. rava Vachal, 1908 Curral, Cipó, Moeda Grão Mogol, Itacambira, 



490 Megachile (Dactylomegachile) spp. Curral, Sincorá (2), Moeda Esbarrancado, Itacolomi, 

491 

492 

(pelo menos 3 espécies) Pico das Almas, Rola Moça 

493 Megachile (Leptorachina) laeta Smith, 1853 Curral, Caraça, Moeda Esbarrancado, Rio Preto, 

Cabral 

494 Megachile (Leptorachis) aetheria Mitchell, 1930 Ambrósio, Moeda 

495 Megachile (Leptorachis) aureiventris Curral, Cachimbo, Moeda Itacambira, Rola Moça, 

Schrottky, 1902 Cabral 

496 Megachile (Leptorachis) friesei Schrottky, 1902 Curral 

497 Megachile (Leptorachis) spp. Ouro Preto (3), Moeda Biribiri, Itacambira 

498 

499 

(pelo menos 3 espécies) 

500 Megachile (Melanosarus) nigripennis Spinola, 1841 Itacambira, Cabral 

501 Megachile (Moureapis) maculata Smith, 1853 Caraça (UFMG, MZUSP), Cipó, Itacambira, Pico das Almas, 

Ambrósio, Pico do Itambé Rio Preto 

502 Megachile (Moureapis) sp. 01 Moeda Itacambira 

503 Megachile (Moureapis) sp. 02 Caraça, Cipó Rio Preto 

504 Megachile (Neochelynia) brethesi Schrottky, 1909 Cipó Curimataí, Rola Moça 

? Megachile (Neochelynia) sp. Ouro Branco (3) 

505 Megachile (Pseudocentron) botucatuna Cipó, Moeda Grão Mogol, Itacambira, 

Schrottky, 1913 Rola Moça, Rio Preto, Cabral 

506 Megachile (Pseudocentron) curvipes Smith, 1853 Cipó (9) Cabral 

507 Megachile (Pseudocentron) inscita Mitchell, 1930 Cipó (9) 

508 Megachile (Pseudocentron) terrestris Curral, Caraça, Cipó (9; UFMG), Biribiri, Grão Mogol, 

Schrottky, 1902 Pico do Itambé, Moeda Itacambira, Rola Moça, 


509 Megachile (Pseudocentron) sp. 01 Biribiri, Grão Mogol, Rola 

Moça, Rio Preto, Cabral 

510 Megachile (Pseudocentron) spp. Curral, Cipó (9; UFMG), 

511 

512 

(pelo menos 3 espécies) Ouro Preto (3), Moeda 

513 Megachile (Trichurochile) gracilis Schrottky, 1902 Curral Grão Mogol, Itacolomi 

514 Megachile (Tylomegachile) orba Schrottky, 1913 Cipó Curimataí, Biribiri 

515 Megachile iheringi Schrottky, 1913 Cipó, Sincorá, Moeda, Pico das Almas Itacambira, Pico das Almas, 

(DZUP), Caraça (DZUP) Rio Preto, Cabral 

? Megachile spp. Cipó (9), Ouro Branco (3), Lavras Novas 

(10, UFV), Ouro Preto (3), Brejões (16) 

1. Aguiar & Melo (2007); 2. Almeida & Gimenes (2002); 3. Araújo et al. (2006); 4. Azevedo & Silveira (2005); 5. Camargo & Moure (1994); 

6. Camargo & Moure (1996); 7. Coelho (2001); 8. Coelho (2004); 9. Faria (1994); 10. Faria-Mucci et al. (2003); 11. Moure & Sakagami (1962); 12. Moure 

& Urban (1964); 13. Nemésio & Faria Jr. (2004); 14. Schwarz (1932); 15. Shanks (1986); 16. Silva-Pereira & Santos (2006); 

17. Silveira (2002); 18. Urban (1992); 19. Urban (1997); 20. Urban (1998); 21. Urban, 2002; 22. Urban (2006); 23. Urban (2007a); 24. Urban (2007b). 

Notas: Caraça pertenceu ao município de Santa Bárbara (Shanks, 1986) e Cipó ao de Lagoa Santa (Urban, 1997), pertencendo, hoje, aos 

municípios de Catas Altas e Santana do Riacho, respectivamente. 



TABELA 2 – Localidades ao longo da Cadeia do Espinhaço com registros da fauna local de abelhas. 

NE = número de espécies; NI = número de espécimes coletados nas expedições deste projeto e em outros trabalhos de levantamento 

faunístico; A = = tipo de amostragem [O – oportunística (coletas casuais, < 40 horas e/ou de duração restrita a um curto período 

de tempo no ano); I - intensiva (pequeno número de amostragens mas, pelo menos, duas coletas, uma na estação seca e outra 

na chuvosa, com 40 ou mais horas de coleta); S – – sistemática (coleta efetuada com periodicidade quinzenal ou mensal ao 

longo de pelo menos um ano em área restrita)]; Fonte = 1. Dados esparsos na literatura (levantamentos faunísticos estão 

indicados com a referência dos trabalhos); 2. Coleções. A localização e outras informações sobre os pontos de amostragem 

encontram-se na legenda da Figura 1. 

LOCALIDADES ESTADO NE a NI a A FONTES 

Serra do Cipó MG 171 –– O d 1, 2 

Parque Estadual do Rio Preto MG 147 511 I Este trabalho 

Serra do Curral MG 141 –– S 1, 2 

Serra do Caraça MG 125 –– S 1, 2 

Serra da Moeda MG 118 –– S 1, 2 

Itacambira MG 120 560 I Este trabalho 

Serra do Cipó MG 119 e –– O Faria, 1994 

107 632 S 

Parque Estadual da Serra do Rola-Moça MG 115 406 O Este trabalho 

Serra do Cabral MG 111 369 I Este trabalho 

Lavras Novas MG 90e –– O Faria-Mucci, 2003 

71 572 S 

Parque Estadual de Grão Mogol MG 88 267 I Este trabalho 

Pico das Almas BA 80 337 I Este trabalho 

Serra de Ouro Branco MG 65 352 S Araújo et al. 2005 

Serra do Esbarrancado BA 51 222 O Este trabalho 

Serra do Cachimbo MG 50 –– S 2 

Parque Estadual Biribiri MG 49 113 O Este trabalho 

Ouro Preto MG 45 325 S Araújo et al. 2005 

Serra dos Brejões BA 38 413 S b Pereira-Santos, 2006 

Parque Estadual do Itacolomi MG 32 83 O Este trabalho 

Serra do Sincorá BA 19 70 I c Almeida & Gimenes, 2002 

Curimataí MG 23 56 O Este trabalho 

Diamantina MG 19 –– O 1, 2 

Serra do Ambrósio MG 16 –– O 2 

Parque Estadual Pico do Itambé MG 13 –– O 2 

Serra do Talhado MG 13 15 O Este trabalho 

Botumirim MG 11 20 O Este trabalho 

a Apis mellifera, espécie exótica e invasora, não foi considerada. 

b Coleta sistemática, porém, desenvolvida durante apenas oito meses. 

c Coleta intensiva, porém, desenvolvida apenas na estação seca. 

d Agrupamento de amostragens oportunísticas, em várias épocas do ano, sem computação do tempo de coleta. 

e Incluindo espécies das coletas sistemáticas e coletas oportunísticas. 


A Conservação Internacional (CI-Brasil) pelo financiamento 

do projeto. A Fundação de Amparo a Pesquisa 

do Estado de Minas Gerais (FAPEMIG-CRA-1263/05) pelo 

financiamento de viagens técnicas às coleções científicas. 

Ao Conselho Nacional de Desenvolvimento Científico 

e Tecnológico (CNPq) pela bolsa de doutorado 

concedida ao primeiro autor. Ao Instituto Estadual de 

Florestas (IEF-MG) pela concessão de licenças de coletas 

(Números: 015-018/04; 19-20/05; 044-06) e apoio 

logístico nas Unidades de Conservação em Minas Gerais 

e ao IBAMA pela licença de coleta no Parque Nacional 

da Chapada Diamantina (Número: 044/2005). À Universidade 

Federal de Minas Gerais, à Universidade Estadual 

de Feira de Santana, e à Prefeitura de Grão Mogol 



pelo apoio logístico. Ao Programa de Pós-graduação em 

Ecologia, Conservação e Manejo de Vida Silvestre da 

UFMG, pelo apoio conferido nas coletas realizadas no 

Pq. E. da Serra do Rola-Moça. Ao Cássio Soares (Biodiversitas) 

pela elaboração do mapa. Aos curadores Lúcio 

A. O. Campos (UFV) e Carlos Roberto F. Brandão 

(MZUSP). Aos especialistas da Universidade Federal do 

Paraná, Danuncia Urban, Gabriel A. R. Melo, Antônio J. 

C. Aguiar e Felipe Vivallo, pelo auxílio na identificação 

de alguns grupos de abelhas. Aos amigos do Laboratório 

de Sistemática e Ecologia de Abelhas (UFMG) pela 

colaboração na etiquetagem (Andrezza B. N. Oliveira) e 

identificação de parte de material (Leandro M. Santos – 

Megalopta; André Nemésio – Euglossina; Rafael 

Ferrari – Colletes) e ao Eduardo A. B. Almeida pela compilação 

de parte dos dados secundários. Aos pesquisadores 

Maíra F. Goulart, Roderic B. Martines, Carolina 

F. C. Yasbeck, Danny Vélez, Patrícia L. O. Rebouças e 

Miriam Gimenes, pelo inestimável auxílio nas coletas 

de campo. 


Aguiar, C. M. L., M. Gimenes & P. L. O. Rebouças. 2005. Abelhas 

(Hymenoptera, Apoidea). In: F.A. Junca, L. Funch & W. Rocha. 

Biodiversidade e Conservação da Chapada Diamantina. pp 

259-281. Ministério do Meio Ambiente. Brasília, DF. 

Aguiar, A. J. C. & G. A. R. Melo. 2007. Taxonomic revision, 

phylogenetic analysis, and biogeography of the bee genus 

Tropidopedia (Hymenoptera, Apidae, Tapinotaspidini). 

Zoological Journal of the Linnean Society 151: 511–554. 

Almeida, G. F. & M. Gimenes. 2002. Abelhas e plantas visitadas 

em áreas restritas de campo rupestre na Chapada Diamantina, 

Bahia. Sitientibus ser. Ciências Biológicas 2 (1/2): 11-16. 

Antonini, Y. 2005. Abelhas sem ferrão. In: A.C. Silva, L.C.V.S.F. Pedreira 

& P.A.A. Abreu (eds). Serra do Espinhaço Meridional: paisagens 

e ambientes. pp 291-207. O Lutador. Belo Horizonte. 

Araújo, V.A., Y. Antonini & A. P. A. Araújo. 2006. Diversity of 

bees and their floral resources at altitudinal areas in the 

Southern Espinhaço Range, Minas Gerais, Brazil. Neotropical 

Entomology 35 (1): 30-40. 

Azevedo, A. A. 2002. Composição de Faunas de Abelhas 

(Hymenoptera, Apoidea) e da Flora Associada em Áreas de 

Cerrado de Minas Gerais, Brasil. Dissertação de Mestrado. 

Universidade Federal de Viçosa. Viçosa. 

Azevedo, A. A. & F. A. Silveira. 2005. Two new species of Centris 

(Trachina) Klug, 1807 (Hymenoptera: Apidae) from the state 

of Minas Gerais, Brazil, with a note on Centris pachysoma 

Cockerell, 1919. Lundiana 6 (supplement): 41-48. 

Butz Huryn, V. M. 1997. Ecological impacts of introduced 

honeybees. Quarterly Review of Biology 72: 275-297. 

Cairns, C. E., R. Villanueva-Gutiérrez, S. Koptur & D. B. Bray. 

2005. Bee populations, forest disturbance, and Africanization 

in Mexico. Biotropica 37:686-692. 


Camargo, J. M. F.& J. S. Moure. 1994. Meliponinae Neotropicais: 

os gêneros Paratrigona Schwarz 1938 e Aparatrigona Moure, 

1951 (Hymenoptera, Apidae). Arquivos de Zoologia, Museu 

de Zoologia da Universidade de São Paulo 32 (2): 33-109. 

Camargo, J. M. F. & J. S. Moure. 1996. Meliponini neotropicais: o 

gênero Geotrigona Moure, 1943 (Apinae, Apidae, Hymenoptera), 

com especial referência à filogenia e biogeografia. Arquivos 

de Zoologia, Museu de Zoologia da Universidade de São Paulo 

33 (3): 95-161. 

Carmo, R. M., Franceschinelli, E. V. & F. A. Silveira. 2004. 

Introduced honeybees (Apis mellifera) reduce pollination 

success without affecting the resource taken by native 

pollinators. Biotropica 36 (3): 371-376. 

Carvalho, A. M. C. & L. R. Bego. 1996. Studies on Apoidea fauna of 

cerrado vegetation at the Panga Ecological Reserve, Uberlândia, 

MG, Brazil. Revista Brasileira de Entomologia 40: 147-156. 

Coelho, B. W. T. 2001. Revisão Sistemática de Augochlorella 

Sandhouse, 1937 (Hymenoptera, Halictidae, Augochlorini). 

Tese de Doutorado. Faculdade de Filosofia, Ciências e Letras 

de Ribeirão Preto, USP. Ribeirão Preto. 

Coelho, B. W. T. 2004. A review of the bee genus Augochlorella 

(Hymenoptera: Halictidae: Augochlorini). Systematic 

Entomology 29: 282-323. 

Costa, C. M. R, G. Herrmann, C. S. Martins, L. V. Lins & I. R. 

Lamas. 1998. Biodiversidade em Minas Gerais: Um Atlas para 

a sua Conservação. Fundação Biodiversitas. Belo Horizonte. 

Cure, J. R., M.Thiengo, F. A. Silveira & L. B. Rocha. 1992. Levantamento 

da fauna de abelhas silvestres na Zona da Mata de Minas 

Gerais. III. Mata secundária na região de Viçosa (Hymenoptera, 

Apoidea). Revista Brasileira de Zoologia 9: 223-239. 

Cure, J. R., G. S. Bastos F o ., M. J. F. Oliveira & F. A. Silveira. 1993. 

Levantamento da fauna de abelhas silvestres na Zona da Mata 

de Minas Gerais. 1 – Pastagem na região de Viçosa. Revista 

Ceres 40: 131-161. 

Faria, G. M. 1994. A Flora e a Fauna Apícola de um Ecossistema 

de Campo Rupestre, Serra do Cipó – MG, Brasil: Composição, 

Fenologia e suas Interações. Tese de Doutorado. Universidade 

Estadual Paulista. Rio Claro. 

Faria-Mucci, G. M., M. A. Melo & L. A. O. Campos. 2003. A fauna 

de abelhas (Hymenoptera, Apoidea) e plantas utilizadas como 

fonte de recursos florais, em um ecossistema de campos rupestres 

em Lavras Novas, Minas Gerais, Brasil. In G. A. R. Melo 

& I. Alves-dos-Santos (eds.). Apoidea Neotropica: Homenagem 

aos 90 anos de Jesus Santiago Moure. pp 241-256. Editora 

UNESC. Criciúma. 

Forup, M. L. & J. Memmott. 2005. The relationship between 

the abundances of bumblebees and honeybees in a native 

habitat. Ecological Entomology 30: 47-57. 

Giulietti, A.M. & J.R. Pirani. 1988. Patterns of geographical 

distribution of some plant species from Espinhaço range, Minas 

Gerais and Bahia, Brazil. In: P.E. Vanzolini & W.R. Heyer (eds). 

Proceedings of a workshop on Neotropical distribution patterns. 

pp. 39-69. Academia Brasileira de Ciências. Rio de Janeiro. 

Goulson, D. & L. C. Derwent. 2004. Synergistic interactions 

between an exotic honeybee and an exotic weed: pollination 

of Lantana camara in Australia. Weed Research 44: 195-202. 

Gross, C. L. & D. Makay. 1998. Honeybees reduce fitness of the 

pioneer shrub Melastoma affine (Melastomataceae). Biological 

Conservation 86:169-178. 

Hanley, M. E. & D. Goulson. 2003. Introduced weeds pollinated 

by introduced bees: cause or effect? Weed Biology and 

Management 3:204-212.

Hansen, D. M., J. M. Olesen, & C. G. Jones. 2002. Trees, birds 

and bees in Mauritius: exploitative competition between 

introduced honey bees and endemic nectarivorous birds? 


Kato, M. & A. Kawakita. 2004. Plant-pollinator interactions in 

New Caledonia influenced by introduced honey bees. 

American Journal of Botany 91:1814-1827. 

Kato, M., A. Shibata, T. Yasui, & H. Nagamasu. 1999. Impact of 

introduced honeybees, Apis mellifera, upon native bee 

communities in the Bonin (Ogasawara) Islands. Researches 

on Population Ecology 41:217-228. 

Laroca, S. 1972. Sobre a bionomia de Bombus brasiliensis 

(Hymenoptera, Apoidea). Acta Biológica Paranaense 1:7-28. 

Martins, C. F. 1994. Comunidade de abelhas (Hym., Apoidea) 

da caatinga e do cerrado com elementos de campo rupestre 

do Estado da Bahia, Brasil. Revista Nordestina de Biologia 

9: 225-257. 

Martins, C. F. 2002. Diversity of the bee fauna of the Brazilian 

Caatinga. In: P. G. Kevan & V. L. Imperatriz-Fonseca (eds.). 

Pollinating bees – the conservation link between agriculture 

and nature. pp.131-134. Ministry of Environment. Brasília. 

Melo, G. A. R. 2003. Notas sobre meliponíneos neotropicais, 

com a descrição de três novas espécies (Hymenoptera, 

Apidae). In G. A. R. Melo & I. Alves-dos-Santos (eds.). Apoidea 

Neotropica: Homenagem aos 90 anos de Jesus Santiago 

Moure. pp 85-91. Editora UNESC. Criciúma. 

Mendonça, M. P. & L. V. Lins. 2000. Lista Vermelha das Espécies 

Ameaçadas de Extinção da Flora de Minas Gerais. Fundação 

Biodiversitas, Fundação Zoo-Botância de Belo Horizonte. Belo 

Horizonte. 

Moritz, R. F. A., S. Härtel & P. Neumann. 2005. Global invasions 

of the western honeybee (Apis mellifera) and the consequences 

for biodiversity. Ecoscience 12: 289-301. 

Moure, J. S. & S. F. Sakagami. 1962. As mamangabas sociais do 

Brasil (Bombus Latr.) (Hymenoptera, Apoidea). Studia 

Entomológica 5 (1-4): 65-194. 

Moure, J. S. & D. Urban. 1964. Revisão das espécies brasileiras 

do gênero Anthidium Fabricius, 1804 (Hymenoptera, Apoidea). 

In: Anais do II Congresso Latino-Americano de Zoologia. pp. 

93-114. 

Myers, N., R. A. Mittermeier, C. G. Mittermeier, G. A. B. da Fonseca 

& J. Kent. 2000. Biodiversity hotspots for conservation 

priorities. Nature 403: 853-858. 

Nemésio, A. & L. R. R. Faria Jr. 2004. First assessment of the orchidbee 

fauna (Hymenoptera: Apidae) at Parque Estadual do Rio Preto, 

a cerrado area in southastern Brazil. Lundiana 5 (2): 113-117. 

Paini, D. R. & J. D. Roberts. 2005. Commercial honey bees (Apis 

mellifera) reduce the fecundity of an Australian native bee 

(Hylaeus alcyoneus). Biological Conservation 123: 103-112. 

Pinheiro-Machado, C., I. Alves-dos-Santos, V. L. Imperatriz-Fonseca, 

A. M. P. Kleinert & F. A. Silveira. 2002. Brazilian bee 

surveys: State of knowledge, conservation and sustainable 

use. In: P. G. Kevan, & V. L. Imperatriz-Fonseca (eds). 

Pollinating Bees – the conservation link between agriculture 

and nature. pp. 115-129. Ministry of Environment. Brasília. 

Rapini, A., P. L. Ribeiro, S. Lambert & J. C. Pirani. 2008. A Flora dos 

campos rupestres da Cadeia do Espinhaço. Megadiversidade 

4 (1-2): 15-23. 

Rizzini, C. T. 1976. Tratado de Fitogeografia do Brasil. Vol. 1 

Aspectos ecológicos. HUCITEC & USP. São Paulo. 


Rizzini, C. T. 1979. Tratado de Fitogeografia do Brasil. Vol. 2 Aspectos 

sociológicos e florísticos. HUCITEC & USP. São Paulo. 

Sakagami, S. F., S. Laroca & J. S. Moure. 1967. Wild bee 

biocoenotics in São José dos Pinhais (PR), South Brazil. 

Preliminary report. Journal of the Faculty of Science, Hokkaido 

University, series VI, Zoology 16(2):253-291. 

Schwarz, H. F. 1932. The genus Melipona. The type genus of the 

Meliponidae or stingless bees. Bulletin of the American 

Museum of Natural History LXIII (IV):231-460 + X plates. 

Shanks, S. S. 1986. A revision of the neotropical bee genus Osiris 

(Hymenoptera: Anthophoridae). The Wasmann Journal of 

Biology 44 (1-2):1-56. 

Silva-Pereira, V. & G. M. M. Santos. 2006. Diversity in bee 

(Hymenoptera: Apoidea) and social wasp (Hymenoptera: 

Vespidae, Polistinae) community in “campos rupestres”, Bahia, 

Brazil. Neotropical Entomology 35 (2): 165-174. 

Silveira, F. A., L. B. Rocha, J. R. Cure & M. J. F. Oliveira. 1993. 

Abelhas silvestres (Hymenoptera: Apoidea) da Zona da Mata 

de Minas Gerais. II – Pastagem abandonada em Ponte Nova. 

Revista Brasileira de Entomologia 37: 595-610. 

Silveira, F. A. & J. R. Cure. 1993. High-altitude bee fauna of 

Southeastern Brazil: Implications for biogeographic patterns 

(Hymenoptera: Apoidea). Studies on Neotropical Fauna and 

Environment 28: 47-55. 

Silveira, F. A. & M. J. O. Campos. 1995. Abelhas silvestres 

(Hymenoptera: Apoidea) de Corumbataí (SP) e Paraopeba (MG) 

e uma discussão sobre a biogeografia das abelhas do cerrado. 

Revista Brasileira de Entomologia 39: 371-401. 

Silveira, F. A. & L. M. Godínez. 1996. Systematic surveys of local 

bee faunas. Melissa – the Melittologist´s Newsletter, 9: 1-4. 

Silveira, F. A. 2002. The bamboo-nesting carpenter bee, Xylocopa 

(Stenoxylocopa) artifex Smith (Hymenoptera: Apidae), also nests in 

fibrous branches of Vellozia (Velloziaceae). Lundiana 3 (1): 57-60. 

Stehmann, J. R. & J. Semir. 2001. Biologia reprodutiva de 

Calibrachoa elegans (Miers) Stehmann & Semir (Solanaceae). 

Revista Brasileira de Botânica, 24: 43-49. 

Urban, D. 1992. Espécies novas de Epanthidium Moure 

(Hymenoptera, Megachilidae, Anthidiinae). Acta Biológica 

Paranaense 21 (1-4): 1-21. 

Urban, D. 1997. Larocanthidium gen.n. de Anthidiinae do Brasil 

(Hymenoptera, Megachilidae). Revista Brasileira de Zoologia 

14 (2): 299-317. 

Urban, D. 1998. Espécies novas de Melissoptila Holmberg da 

América do Sul e notas taxonômicas (Hymenoptera, 

Anthophoridae). Revista Brasileira de Zoologia 15 (1): 1-46. 

Urban, D. 2002. Espécies novas de Dicranthidium Moure & Urban 

(Hymenoptera, Megachilidae) e chave para identificação das 

espécies. Revista Brasileira de Zoologia 19 (3): 637-643. 

Urban, D. 2006. Espécies novas de Epanthidium Moure e de 

Austrostelis Michener & Griswold (Hymenoptera, Apidae, 

Megachilina). Revista Brasileira de Entomologia 50 (1): 43-48. 

Urban, D. 2007a. Espécies novas de Anthrenoides Ducke 

(Hymenoptera, Andreninae) so sudeste do Brasil. Revista Brasileira 

de Entomologia 51 (1): 23-34. 

Urban, D. 2007b. Três espécies novas de Gaesischia Michener, 

Laberge & Moure e notas sobre Gaesischia melanaspis Urban 

(Hymenoptera, Apidae). Revista Brasileira de Zoologia 24 

(2): 470-473. 

Zanella, F. C. V. 2000. The bees of the Caatinga (Hymenoptera, 

Apoidea, Apiformis): a species list and comparative notes 

regarding their distribuition. Apidologie 31: 579-592. 


○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ 

Status do conhecimento, endemismo e 

conservação de anfíbios anuros da Cadeia do 

Espinhaço, Brasil 

FELIPE S. F. LEITE 1,3 * 

FLORA A. JUNCÁ 2 

PAULA C. ETEROVICK 1 

1 Programa de Pós Graduação em Zoologia de Vertebrados, Pontifícia Universidade Católica de Minas Gerais, Belo Horizonte, Minas Gerais, Brasil. 

2 Departamento de Ciências Biológicas, Universidade Estadual de Feira de Santana, Campus Universitário, Feira de Santana, Bahia, Brasil. 

3 Classe Meio Ambiente, Belo Horizonte, Minas Gerais, Brasil. 

* e-mail: fsfleite@gmail.com 

RESUMO 

A Serra do Espinhaço representa uma região de grande importância nos contextos geológico, 

ecológico e biogeográfico no Brasil, devido às suas formações características, alta riqueza de 

espécies e endemismos e padrões de distribuição que sugerem eventos passados de especiação 

por vicariância ou isolamento. Os anfíbios anuros constituem um grupo representativo da 

biodiversidade e endemismos da Serra do Espinhaço, porém os dados existentes sobre sua 

distribuição e até mesmo inventariamentos são escassos para grandes extensões da cadeia. 

As principais dificuldades enfrentadas para a conservação do grupo se devem a esta falta de 

informação e à necessidade de intensificação de estudos taxonômicos na região, tendo em 

vista o grande número de espécies novas que vêm sendo descobertas. No presente trabalho 

apresentamos uma revisão do conhecimento existente sobre a distribuição de anfíbios anuros 

na Serra do Espinhaço, indicando as principais lacunas que devem ser preenchidas por estudos 

futuros. À medida que tais problemas forem solucionados, será possível contar com uma 

base de dados mais representativa para a determinação de áreas prioritárias para a conservação 

dos anfíbios, além de se poder determinar com mais segurança o grau de ameaça sofrido 

pelas espécies presentes na região. 

ABSTRACT 

The Espinhaço mountain range (Serra do Espinhaço) represents a region of great geological, 

ecological and biogeographical importance in Brazil, due to its characteristic formations, high 

species richness and endemism levels, and distribution patterns suggestive of past events of 

vicariance and isolated speciation. Anuran amphibians constitute a representative group regarding 

biodiversity and endemisms in the Serra do Espinhaço, nevertheless data on their distribution and 

even species inventories are rare for great extensions of the mountain chain. The main chalenges 


for amphibian conservation in the region are this lack of information and the need of more intensive 

taxonomic studies, since many new species are still being found. In the present study we present 

an overview of the available information on anuran species distribution at the Serra do Espinhaço 

and point to major gaps in data availability, which should be addressed in future studies. When 

the current problems are solved, it will be possible to count on a representative data set to determine 

priority areas for conservation, as well as to determine the conservation status of species 

present in the region with more accuracy. 

INTRODUÇÃO 

A Serra do Espinhaço, termo introduzido por Eschwege 

(1822), vem atraindo o interesse de naturalistas desde 

o século XIX (Chur et al., 1981; Spix & Martius, 1981; 

Saint-Hilaire, 2004). A contribuição de tais naturalistas 

para o conhecimento científico da biota dessas terras 

altas do leste brasileiro foi inestimável. Contudo, a sua 

anurofauna permaneceu praticamente desconhecida até 

meados da década de 50. A maioria do conhecimento 

sobre os anfíbios dos campos rupestres vem dos trabalhos 

de W. Bokermann, I. Sazima e colaboradores, que 

publicaram vários artigos descrevendo novas espécies 

da Serra do Cipó, no sul do Espinhaço, em Minas Gerais, 

revelando a sua notável riqueza de formas endêmicas 

(Bokermann, 1956; Bokermann, 1964; Bokermann, 

1967a; Bokermann, 1967b; Bokermann & Sazima, 1973a; 

Bokermann & Sazima, 1973b; Bokermann & Sazima, 

1978; Caramaschi & Sazima, 1984; Caramaschi & 

Sazima,1985; Sazima & Bokermann, 1978; Sazima & 

Bokermann, 1982). 

A partir da década de 90, estudos sobre a anurofauna 

do Espinhaço têm sido mais constantes e com objetivos 

diversificados. Destacam-se, entre esses, os estudos 

de ecologia evolutiva e taxonomia desenvolvidos 

por P. C. Eterovick e colaboradores, também na Serra 

do Cipó (Eterovick, 2003; Eterovick & Barros, 2003; 

Eterovick & Brandão, 2001; Eterovick & Fernandes, 

2001; Eterovick & Fernandes, 2002; Eterovick & Sazima, 

1998; Eterovick & Sazima,1999; Eterovick & Sazima, 

2000a; Eterovick & Sazima, 2000b; Eterovick & Sazima, 

2004; Eterovick et al., 2002). Nascimento et al. (2005b) 

apresentaram a primeira compilação de estudos sobre 

anuros de uma região da porção mineira da Serra do 

Espinhaço, compreendida entre os municípios de Ouro 

Branco, no seu extremo sul, e Olhos D’Água ao norte 

do município de Diamantina, estado de Minas Gerais. 

Juncá (2005), em estudo que inventariou algumas áreas 

da porção norte do Espinhaço, no estado da Bahia, conhecida 

como Chapada Diamantina, apresentou uma 

listagem de espécie para a região e ressaltou a carência 

de conhecimento sobre a anurofauna desta vasta e pouco 

explorada porção setentrional da cadeia. 

Devido ao difícil acesso, o que dificultou a sua exploração, 

a região do Espinhaço ainda preserva considerável 

parte de sua biota original. Destacam-se ainda 

a sua considerável riqueza de espécies endêmicas, muitas 

vezes restritas a determinadas unidades de relevo 

(ver Giulietti & Pirani, 1988 para diversidade de plantas) 

e a sua inserção geográfica em uma área que contempla 

três diferentes biomas brasileiros (Cerrado, Caatinga 

e Mata Atlântica). Essas características fazem do 

Espinhaço uma importante área para a conservação da 

biodiversidade brasileira (MMA, 1999; MMA, 2000a; 

MMA 2000b; MMA, 2003). 

O presente estudo tem como principal objetivo sintetizar 

o atual status do conhecimento sobre a ocorrência 

e distribuição geográfica dos anuros na Serra do 

Espinhaço. Espera-se que sirva de estímulo e subsídio 

para o planejamento de futuros estudos e medidas conservacionistas 

na região. 


Leite, Juncá & Eterovick | 183 

Área de estudo 

A Serra do Espinhaço representa a faixa orogênica précambriana 

mais extensa e contínua do território brasileiro 

(Almeida-Abreu & Renger, 2002). Constituída por 

grupos de serras, se estende por cerca de 1000 km, do 

centro-sul de Minas Gerais em direção ao norte, até a 

região central da Bahia (Derby, 1906) (Figura 1). Além 

de atuar como uma barreira geográfica entre a Mata 

Atlântica e as formações abertas do Brasil central (Cerrado/Caatinga), 

a cadeia do Espinhaço constitui o divisor 

de águas entre a bacia do rio São Francisco e as bacias 

costeiras do Oceano Atlântico (e. g. Rios Doce, Jequitinhonha, 

Mucuri, Pardo, de Contas e Paraguaçu). A complexidade 

de suas relações (ecológicas e históricas) com 

os domínios morfoclimáticos brasileiros (sensu Ab’Saber, 


184 | Status do conhecimento, endemismo e conservação de anfíbios anuros da Cadeia do Espinhaço, Brasil 

FIGURA 1 – Riqueza de espécies de anfíbios anuros por quadrícula (75 x 75 km) em áreas inseridas na Serra do 

Espinhaço, Minas Gerais e Bahia, Brasil. 


1977), aliada a sua grande heterogeneidade ambiental, 

propiciou condições diversas para o estabelecimento 

de uma grande variedade de fitofisionomias (e.g. campos 

rupestres, matas de galeria, matas nebulares, cerrados, 

veredas). Entre estas, os campos rupestres, que 

predominam nas maiores altitudes, constituem uma das 

vegetações brasileiras mais conspícuas e reconhecidas 

pela notável riqueza de formas endêmicas (Giulietti & 

Pirani, 1988). 

Métodos 

Dados de distribuição das espécies foram compilados 

preferencialmente da literatura científica. Informações 

complementares advêm apenas de coletas e registros 

efetuados pelo primeiro autor e da coleção de anfíbios 

do Museu de Zoologia da Universidade Estadual de Feira 

de Santana (MZUEFS). Para a apresentação da lista 

de espécies foram consideradas apenas espécies plenas. 

Espécies com status taxonômico incerto citadas 

na bibliografia foram excluídas da compilação final dos 

dados, a menos que se tenha verificado posteriormente 

a atual identidade das mesmas. Espécies sabidamente 

novas, mas ainda não descritas, também não foram consideradas. 

Abordamos a anurofauna associada à localidades estritamente 

caracterizadas como pertences à cadeia do 

Espinhaço e a seus ambientes adjacentes. Quando uma 

espécie foi registrada na literatura mais de uma vez no 

mesmo município, foi indicado como fonte bibliográfica 

apenas o seu primeiro registro cronológico. Quando 

as coordenadas geográficas do registro não estavam 

disponíveis, essas foram consideradas como o centróide 

da área do município inserido nos limites do Espinhaço. 

Os registros de ocorrência apresentados em Nascimento 

et al. (2005b) não foram discriminados por localidade 

ou município, tão pouco foram apresentadas suas 

fontes, dessa forma optou-se por não incluí-los. 

A localidade Serra do Cipó, quando mencionada sem 

o respectivo município, foi considerada como pertencente 

ao município de Santana do Riacho, já que a grande 

maioria das coletas realizadas nessa localidade se 

deu na área atual deste município. Da mesma forma, os 

registros efetuados na Serra do Cipó e referidos como 

pertencentes ao município de Jaboticatubas, estão hoje 

inseridos no município de Santana do Riacho devido à 

emancipação do mesmo, dada no ano de 1962. 

A riqueza de espécies de anuros por unidade geográfica 

pode ser, até certo ponto, principalmente em 

regiões pouco amostradas, função do esforço amostral 

ali empregado e, portanto, pode ser utilizada como um 

indicador grosseiro deste parâmetro. Para avaliar a 

variação da riqueza de espécies de anuros ao longo do 


Espinhaço foi calculado o número de espécies registrado 

por quadrícula de um gride dividido em quadrículas 

de 75 X 75 km, sobreposto ao mapa da região. Este número 

provavelmente reflete esforço amostral mais do 

que diferenças reais de riqueza de espécies, pois apesar 

de ambos contribuírem para os números registrados, 

nenhuma quadrícula pode ser considerada como exaustivamente 

amostrada, sendo esperados registros de novas 

espécies em toda a extensão do Espinhaço uma vez 

que se intensifiquem os esforços de amostragem. 

O termo “endemismo restrito” foi utilizado para designar 

situações em que uma espécie é conhecida de 

apenas uma única localidade. 

Ênfase foi dada à apresentação e discussão de aspectos 

biogeográficos e conservacionistas da anurofauna. 

Além disto, informações biológicas básicas sobre o 

ambiente de reprodução das espécies endêmicas do 

Espinhaço são apresentadas sob forma de tabela. 

A classificação taxonômica utilizada segue as propostas 

apresentadas por Faivovich et al. (2005), Frost 

et al. (2006) e Grant et al. (2006), Ghaparro et al. (2007), 

Heinicke et al. (2007) e Hedges et al. (2008). O gênero 

Rupirana foi classificado como Cycloramphinae assim 

como proposto por Dubois (2005), e provisoriamente 

indicado em Frost (2007). 

RESULTADOS 

Riqueza de espécies e endemismos 

Conhecem-se, hoje, de localidades inseridas na Serra do 

Espinhaço, 105 espécies de anfíbios anuros (Anexo 1). 

A família com o maior número de espécies é Hylidae, 

representando cerca de 48% (50 espécies) do total de 

espécies assinaladas para a região. Leiuperidae, 

Cycloramphidae e Leptodactylidae estão representadas 

respectivamente por 13, 12 e 12 espécies, constituindo, 

cada, cerca de 12% do total. 

Cerca de 68% (71 espécies) do total de espécies apresentam 

registro apenas para o estado de Minas Gerais 

e 16% (17 espécies) para o estado da Bahia; 16% (17 

espécies) ocorrem em ambos os estados. Devido à desigualdade 

existente no esforço amostral despendido 

nos estados de Minas Gerais e Bahia (ver tópico sobre 

as lacunas do conhecimento), é esperado, no presente 

momento, que a riqueza de espécies, inclusive endêmicas, 

do Espinhaço mineiro seja maior que a da porção 

baiana. Segundo estimativa preliminar, o estado de 

Minas Gerais abriga cerca de 200 espécies de anfíbios 

(Drummond et al., 2005). O número de espécies assinaladas 

para a porção mineira do Espinhaço corresponde 

a cerca de 35% desse total. 



Foram registradas 28 espécies que apresentam distribuição 

restrita à cadeia do Espinhaço (Tabela 1), o 

que representa cerca de 27% da anurofauna regional. 

Essas espécies estão incluídas em 15 gêneros, sendo 

que Rupirana é endêmico da região norte da cadeia 

(Chapada Diamantina). Do total de espécies endêmicas, 

23 ocorrem apenas na porção mineira da cadeia. Apenas 

cinco, Rupirana cardosoi, Strabomantis aramunha 

Bokermannohyla itapoty, B. diamantina e B. oxente são 

exclusivas da porção baiana (Heyer, 1999; Napoli & 

Juncá, 2006; Lugli & Haddad, 2006a; Lugli & 

Haddad, 2006b, Cassimiro et al., 2008). O gênero 

Bokermannohyla é o gênero com o maior número de 

espécies com ocorrência restrita à cadeia, com 7 espécies 

descritas (Tabela 1). 

O Espinhaço destaca-se por abrigar uma grande diversidade 

de espécies do grupo de Leptodactylus fuscus 

(Heyer, 1978), do qual 8 espécies foram registradas 

(Anexo 1), ainda que apenas L. camaquara seja o único 

endêmico da região (Tabela 1). 

A grande riqueza de espécies de anfíbios associadas 

ao Espinhaço deve-se não só à sua extensa área e grande 

amplitude longitudinal e altitudinal, mas certamente 

à existência de uma complexa e intricada relação histórica 

e ecológica entre esta formação e os biomas a 

ela adjacentes. Dessa forma, além de apresentar formas 

típicas, possui também elementos característicos 

do Cerrado, Caatinga e Mata Atlântica. 

PADRÕES DE DISTRIBUIÇÃO GEOGRÁFICA 

Diante do conhecimento atual, a discriminação refinada 

de diferentes unidades zoogeográficas ao longo do 

Espinhaço seria uma tarefa precipitada. Contudo, a partir 

da distribuição das espécies endêmicas de anuros, 

algumas segregações faunísticas parecem evidentes, 

sendo possível reconhecer três principais unidades de 

relevo que abrigam espécies endêmicas exclusivas, são 

elas: (A) a região do Quadrilátero Ferrífero, extremo sul 

da cadeia, Minas Gerais; (B) a região que se inicia na 

Serra do Cipó (logo ao norte do Quadrilátero Ferrífero) 

e se estende até as serras do norte de Minas Gerais e 

(C) a região da Chapada Diamantina, no estado da Bahia. 

A ocorrência geográfica por unidade de relevo (A, B, C) 

das espécies endêmicas do Espinhaço é apresentada na 

Tabela 1. 

A segregação existente entre a Chapada Diamantina 

e a porção sul da cadeia é evidente. Essas regiões não 

compartilham sequer uma espécie de anfíbio endêmica 


do Espinhaço. A existência de espécies distintas, porém 

aparentemente próximas filogeneticamente 

(i.e., Bokermannohyla alvarengai/B. itapoty e B. saxicola/ 

B. oxente (Lugli & Haddad, 2006a; Lugli & Haddad, 2006b) 

e com distribuição disjunta entre a porção mineira do 

Espinhaço e a Chapada Diamantina, sugere a existência 

de uma conexão histórica entre essas porções da cadeia 

e um posterior evento vicariante, que teria levado 

ao isolamento geográfico de populações ancestrais, 

seguido de eventos de especiação alopátrica. Atualmente 

essas distintas unidades de relevo são separadas por 

uma região árida, com altitudes menores e dominadas 

por uma vegetação xérica de caatinga. Essa região foi e 

é provavelmente uma barreira para a dispersão de espécies 

de anfíbios relacionadas, como já foi sugerido 

para B. alvarengai e B. itapoty (Lugli & Haddad, 2006a) e 

para B. saxicola e B. oxente (Lugli & Haddad, 2006b). Esse 

mesmo padrão de distribuição pode também ser observado 

para Augastes scutatus e A. lumachella (Aves: 

Trochilidae) (Vasconcelos et al., 2007), reforçando 

ainda mais a proximidade filogeográfica entre o Espinhaço 

mineiro e baiano. Mecanismos de especiação 

similares seriam os responsáveis pela existência de espécies 

de Physalaemus filogeneticamente relacionadas, 

de distribuição restrita e ocupando a mesma fisionomia 

ambiental em diferentes unidades de relevo nas Serras 

do Espinhaço e Mantiqueira (Cruz & Feio, 2007). Considerando 

tal proximidade histórica entre o Espinhaço 

mineiro e baiano, não seria surpreendente se outras 

espécies de anuros filogeneticamente próximas daquelas 

da porção mineira fossem, ainda, descobertas na 

Chapada Diamantina. 

Outros instigantes padrões de distribuição geográfica 

disjunta envolvem espécies de ocorrência restrita ao 

Espinhaço. Os pares de espécies Scinax uruguayus/ 

S. pinima e Bokermannohyla langei/B. martinsi são os únicos 

integrantes de seus respectivos grupos de espécies 

(Faivovich et al., 2005). Esses pares de espécies apresentam 

distribuição disjunta sendo que B. martinsi e 

S. pinima ocorrem apenas em áreas de altitude do sul 

do Espinhaço, B. langei apenas no estado do Paraná e 

S. uruguayus em áreas do sul do Brasil, Argentina e Uruguai 

(Frost, 2007). Esses curiosos padrões de ocorrência 

levantam questões sobre a evolução geomorfológica 

e a influência do clima nos processos que moldaram a 

atual distribuição dessas espécies. 

A influência dos biomas adjacentes ao Espinhaço é 

também um importante fator delineador da atual distribuição 

observada das espécies de anfíbios na cadeia. Ao 

atuar como divisor não apenas de bacias hidrográficas


TABELA 1 – Ocorrência geográfica por unidade de relevo, ambiente de reprodução e status de conservação das espécies 

endêmicas de anfíbios anuros endêmicas da Serra do Espinhaço, Minas Gerais e Bahia, Brasil. Parte dos dados referentes aos 

ambientes de reprodução de espécies que ocorrem na Serra do Cipó, Minas Gerais, foi extraída de Feio et al. (no prelo). 

AMBIENTES DE REPRODUÇÃO STATUS DE CONSERVAÇÃO 

WORKSHOP DE 

REVISÃO DA LISTA 

MINAS GERAIS. LISTA OFICIAL 

OCORRÊNCIA ÁREAS MATAS BIODIVERSITAS BRASILEIRA. 

TAXA GEOGRÁFICA ABERTAS DE GALERIA (2006) IBAMA (2003) 

Brachycephalidae 

I. izecksohni A FL LC LC 

Cycloramphidae 

C. bokermanni A+B rp RP LC LC 

P. cururu B RT, rp DD LC 

R. cardosoi C AT, RT, RP — LC 

T. megatympanum A+B PM LC LC 

Hylidae 

B. alvarengai A+B RT, rp LC LC 

B. diamantina* C RP — — 

B. itapoty C RP — — 

B. martinsi A+B RP LC LC 

B. nanuzae A+B RP LC LC 

B. oxente C RP, RT RP — — 

B. saxicola B RP RP LC LC 

H. cipoensis B RP, lp rp LC LC 

P. jandaia A+B RP LC LC 

P. itacolomi A RT — — 

P. megacephala B RT DD LC 

S. cabralensis B RP, RT, LP, LT — — 

S. curicica A+B LT, LP, rp, rt LC — 

S. machadoi A+B RP LC LC 

S. pinima* B LT DD DD 

Hylodidae 

H. otavioi B RP DD DD 

H. uai A RP LC LC 

Leiuperidae 

P. deimaticus* B ? ? DD DD 

P. erythros* A LT DD — 

P. evangelistai A+B LT LC DD 

P. mineira B AT LC LC 

Leptodactylidae 

L. camaquara B AT, rt LC LC 

Strabomantidae 

S. aramunha* C ? — — 

Categoria de ocorrência geográfica: A = Quadrilátero Ferrífero, Minas Gerais; B = Espinhaço mineiro, excluindo A; C = Chapada Diamantina, Bahia. 

Ambientes de reprodução: RP = riachos permanentes; RT = riachos temporários; LP = lagoas, poças e brejos permanentes; LT = lagoas, poças e brejos 

temporários; AT = alagadiços rasos e temporários; PM = superfície de pedras temporariamente molhadas; FL = folhiço/serrapilheira; ? = desconhecido. 

Letras minúsculas indicam ambientes utilizados com menor freqüência para a reprodução. * espécies conhecidas apenas de sua localidade tipo. 

Categoria de ameaça: DD = dados deficientes; LC = não ameaçadas; — = espécie não contemplada por não ocorrer em Minas Gerais, ou porque ainda 

não havia sido descrita na ocasião da elaboração das listas. 



costeiras e interioranas, mas também de biomas (Cerrado 

a oeste e Mata Atlântica a leste/sudeste), o Espinhaço 

funciona como uma barreira para muitas espécies típicas 

dessas distintas formações fitogeográficas. Dessa 

forma, espécies ou até mesmo gêneros (e.g. Phasmahyla, 

Thoropa, Crossodactylus, Hylodes e Cycloramphus) que 

possuem o centro de suas áreas de ocorrência na Mata 

Atlântica, apresentam no Espinhaço seus limites ocidentais 

de ocorrência, dentro do intervalo latitudinal 

entre 20 o S e 10 o S, (limite sul-norte da cadeia). O mesmo 

pode ser observado para espécies típicas do Cerrado 

(i.e Ameerega flavopicta, Hypsiboas lundii, Physalaemus 

centralis e Chiasmocleis albopunctata) cujas distribuições 

geográficas não ultrapassam a encosta oeste do 

Espinhaço. 

A ocorrência de táxons possivelmente provenientes 

de linhagens tipicamente atlânticas na cadeia do 

Espinhaço pode ser considerada relictual. Em períodos 

mais mésicos, na metade do Oligoceno, a região do Espinhaço 

esteve inserida no domínio da Mata Atlântica 

e teria sido coberta por extensas matas (Maxson & 

Heyer, 1982; Heyer, 1999). Dessa forma, algumas espécies 

do bioma atlântico teriam expandido suas distribuições 

até áreas mais altas da serra, hoje ocupadas 

por ambientes campestres. Após a retração dessas 

matas as populações remanescentes teriam se especiado, 

tornando-se aptas para a vida nos campos rupestres 

e em suas matas de galeria. Essas espécies podem 

ser consideradas ilhadas (“stranded species” Vanzolini 

& Ramos, 1977) como já comentado por Feio et al. (no 

prelo) para Phasmahyla jandaia, Hylodes otavioi e Thoropa 

megatympanum. Portanto, parte da fauna de anfíbios 

adaptados a córregos de montanha do Espinhaço possuiria 

uma origem ancestral atlântica, como sugerido 

por Heyer (1999). Cruz & Feio (2007) ressaltam que o 

fato de nenhum desses táxons ocorrerem em áreas nucleares 

das formações abertas do Brasil central reforça 

essa hipótese. Entretanto, análises filogeográficas são 

ainda necessárias para que se possa refutar ou embasar 

esta proposição. 

Colli (2005) sugere ainda que as endêmicas 

Bokermannohyla saxicola e Hypsiboas cipoensis podem 

ter se originado em relictos campestres formados durante 

máximos de umidade, quando essas áreas presumivelmente 

foram isoladas por florestas (Harley, 

1988). 

A proporção entre o número de endemismos e o 

número de endemismos restritos (espécies conhecidas 

apenas de uma única localidade) para anfíbios das serras 

do Mar e Mantiqueira na Mata Atlântica do sudeste 


brasileiro excede os 50% (Cruz & Feio, 2007). Apesar do 

considerável número de endemismos, apenas 4 espécies 

podem hoje ser consideradas endêmicas restritas 

de alguma localidade do Espinhaço (Tabela 1), representando 

apenas cerca de 15% do total de espécies 

endêmicas. É possível que tal diferença possa ser um 

artefato de amostragem. Porém, a maior taxa de endemismo 

restrito pode ser uma característica inerente às 

áreas de altitude integralmente inseridas no domínio 

da Mata Atlântica (Serra do Mar e Mantiqueira), em 

contraposição às áreas abertas do Espinhaço, que 

apesar de sofrerem influência atlântica, são também 

influenciadas por biomas savânicos e/ou semi-áridos, 

reconhecidamente menos ricos em número de espécies 

e endemismos. 

A compreensão dos padrões atuais de distribuição 

geográfica da fauna de anfíbios da Serra do Espinhaço, 

auxiliada por estudos filogeográficos, é fundamental 

para se compreender a história evolutiva deste peculiar 

ecossistema brasileiro. 

AS LACUNAS DO CONHECIMENTO 

Amplitude da cobertura geográfica 

Constatou-se a existência de coletas e/ou registros de 

espécies de anuros em 20 quadrículas sobrepostas ao 

mapa do Espinhaço (Figura 1). Contudo, ao analisar mais 

detalhadamente o número de espécies registrado por 

quadrícula, observa-se que poucas contam com amostragens 

que possam ser consideradas representativas. 

Em apenas 10 quadrículas foram registradas mais de 

15 espécies. No mapa da Figura 1, observa-se o número 

de espécies por quadrícula, como indicativo grosseiro 

do esforço amostral, salientando a desigualdade entre 

os estados de Minas Gerais e Bahia. É nítida a concentração 

desses esforços no extremo sul da cadeia, mais 

especificamente nas quadrículas correspondentes às 

regiões do Quadrilátero Ferrífero e da Serra do Cipó, 

que devido à maior proximidade a um grande centro 

urbano, no caso, o município de Belo Horizonte, e à 

relativa facilidade de acesso, foram melhor amostradas 

do que as demais áreas do Espinhaço. Especialmente 

as regiões do extremo norte de Minas Gerais e da Chapada 

Diamantina, na Bahia, permanecem ainda pouco 

exploradas e o conhecimento sobre as suas anurofaunas 

baseia-se em amostragens pontuais e pouco representativas 

(Figura 1). Em muitas regiões não há sequer registro 

de qualquer espécie de anuro, dando uma idéia 

do quão pouco conhecemos a fauna da região.

Dentro dessa enorme área ainda pouco ou não 

amostrada do Espinhaço (Figura 1), algumas localidades 

se destacam pelo seu bom estado de conservação, 

isolamento geográfico ou devido à presença de fitofisionomias 

(i.e. matas nebulares) ou condições (i.e. grandes 

altitudes) ímpares no contexto regional. 

A Serra do Cabral, na face oeste da cadeia, centro de 

Minas Gerais, é um exemplo de região sub-amostrada e 

interessante do ponto de vista biogeográfico, por tratarse 

de uma unidade de relevo isolada e disjunta do espigão 

central da cadeia. Amostragens fortuitas na região mostraram 

a presença de espécies típicas do tronco principal 

do Espinhaço (i.e. Bokermannohyla saxicola), além de 

outras possivelmente novas (F. S. F. Leite, obs. pess.). 

A investigação científica em serras inexploradas com 

altitudes superiores a 1700m deve ainda nos surpreender 

com a existência de novas espécies de distribuição 

restrita. Entre alguns promissores picos do Espinhaço 

de Minas Gerais estão os picos da Serra do Caraça e 

Serra da Piedade, no Quadrilátero Ferrífero, e o Pico do 

Itambé, na região central do estado. Na Bahia, destacam-se 

os ainda pouco explorados Pico do Barbado e 

Pico das Almas. Muitas vezes a pouca diversidade ou 

inexistência de espécies de anfíbios em altitudes mais 

elevadas deve-se a pouca ou nenhuma disponibilidade 

de habitats aquáticos para a reprodução. Contudo, não 

se pode desprezar a possibilidade de ocorrência de fauna 

bromelícola (i.e. Flectonotus), visto a abundância e diversidade 

desta família de plantas na cadeia (Versieux et al., 

2007), além de espécies que não necessitam de corpos 

d’água para a reprodução (i.e. Ischnocnema, Haddadus). 

A suposição de que muitas espécies antes consideradas 

endêmicas da porção sul do Espinhaço apresentariam 

distribuição mais ampla na cadeia, aventada por 

Vanzolini (1982) e Feio & Caramaschi (1995), vem se confirmando 

à medida que coletas, mesmo que esporádicas, 

vêm sendo feitas, principalmente na região norte de 

Minas Gerais. Leite et al. (2006) ampliaram até o Parque 

Estadual do Rio Preto, Município de São Gonçalo do Rio 

Preto, Minas Gerias, a distribuição geográfica em direção 

norte de cinco espécies (Bokermannohyla nanuzae, 

Scinax curicica, Leptodactylus camaquara, Physalaemus 

evangelistai e Proceratophrys cururu), até então conhecidas 

apenas para as suas localidades tipo, na Serra do 

Cipó, salvo S. curicica, também conhecida para a vizinha 

Serra do Caraça, Minas Gerais. Recentes coletas em 

áreas de altitude do município de Serranópolis de Minas, 

Minas Gerais, revelaram ainda que as endêmicas 

Bokermannohyla alvarengai, B. saxicola, Hypsiboas cipoensis, 

S. curicica, L. camaquara e Thoropa megatympanum 


também ocorrem no extremo norte do estado, as ocorrências 

mais setentrionais conhecidas para estas espécies 

(Anexo 1). Acredita-se que, à medida que novas 

áreas ainda não inventariadas forem amostradas, algumas 

espécies consideradas endêmicas restritas (ver 

Tabela 1) venham a ter suas distribuições geográficas 

ampliadas, demonstrando que alguns padrões atuais 

de endemismo restrito são apenas reflexos do pequeno 

esforço de coleta e da sua cobertura geográfica fragmentada. 

O refinamento da informação sistemática e taxonômica 

A insuficiência do conhecimento sistemático, agravada 

pela fragmentação geográfica do esforço de amostragem, 

é um dos problemas mais sérios enfrentados 

na elaboração de listas de espécies regionais (Rodrigues, 

2003). Um reflexo desta limitação pode ser observado 

em inventários realizados no Espinhaço que 

apresentam um grande número de espécies com determinações 

taxonômicas incertas (ver Juncá, 2005; 

Nascimento et al., 2005b; Canelas & Bertolucci, 2007). 

Se considerados esses táxons, o número de espécies e 

os padrões de endemismos da cadeia se modificariam 

consideravelmente. Padrões de riqueza e endemismo, 

utilizados como base para medidas conservacionistas, 

podem mudar significativamente quando mais dados 

são coletados e incorporados nas análises (Brown & 

Brown, 1993; Heyer, 1988; Silva, 1995). Assim, a realização 

de revisões taxonômicas e a descrição de novas 

espécies são também importantes etapas a serem cumpridas 

para que possamos preencher parte das lacunas 

existentes sobre a fauna do Espinhaço e assim melhorar 

a abrangência das suas estratégias de conservação. 

Áreas prioritárias para a conservação 

Cinco áreas inseridas no complexo do Espinhaço foram 

reconhecidas como prioritárias para a conservação de 

répteis e anfíbios em Minas Gerais (Drummond et al., 

2005). Devido ao grande número de endemismos e alta 

riqueza de espécies, é indiscutível a importância desta 

formação para a conservação de anfíbios no estado. 

É interessante dizer, porém, que dentro do Espinhaço 

certamente existem áreas de prioridade máxima para a 

conservação de anfíbios e que devem ser preservadas 

em detrimento de outras menos importantes. Contudo, 

a qualidade da informação sobre a ocorrência e 

distribuição das espécies de anfíbios atualmente disponível 

e utilizada na definição dessas áreas não nos 

oferece a precisão necessária para determiná-las com 

segurança. Acredita-se que a delimitação de áreas 



prioritárias para a conservação de anfíbios no estado 

de Minas Gerais (ver Drummond et al., 2005) só alcançará 

refinamento apropriado, do ponto de vista técnico, 

caso sejam previamente realizados inventários 

faunísticos em todo o estado e seja compilada a informação 

existente nos principais acervos de coleções e 

museus do país. A falta de conhecimento sobre a distribuição 

geográfica das espécies constitui certamente o 

problema mais importante a ser resolvido para que áreas 

prioritárias para conservação possam ser definidas de 

forma adequada. Rodrigues (2003) expõe a inviabilidade 

de se optar adequadamente por alternativas de conservação 

na ausência de uma base de dados proveniente de 

amostragens representativas e com ampla cobertura geográfica. 

É sempre bom alertar pessoas envolvidas com 

assuntos ambientais de que nenhuma estratégia de conservação 

pode ser melhor do que a qualidade do inventário 

biológico no qual ela é baseada (Silva, 1995). 

O cenário acima exposto, somado ao atual ritmo de 

degradação das paisagens naturais em áreas do Espinhaço 

(Drummond et al., 2005; Juncá, 2005), alerta para 

a urgente necessidade de criação de programas que 

subsidiem prioritariamente o preenchimento das lacunas 

do conhecimento. Outro ponto a ser discutido é o 

tratamento conjunto dado ao grupo dos répteis e anfíbios 

e utilizado na delimitação das áreas prioritárias de 

Minas Gerais, o que obviamente toca o Espinhaço. Visto 

que anfíbios e répteis possuem necessidades muito 

distintas no uso de habitats e recursos, é possível que 

as áreas prioritárias para conservação destes dois grupos 

sejam distintas. Este tratamento equivocado foi 

também utilizado em diversas análises conservacionistas 

de âmbito nacional (MMA, 1999; MMA, 2000a; MMA 

2000b; MMA, 2003) e carece de sentido biológico, o 

que diminui consideravelmente a aplicabilidade de suas 

conclusões para fins de conservação específicos. Por 

exemplo, pode-se considerar que uma dada localidade 

seja de extrema importância para anfíbios, no entanto 

seu valor será subestimado se ela não apresentar prioridade 

para a conservação de répteis (e vice-versa). 

ESPÉCIES AMEAÇADAS 

A primeira lista oficial de espécies ameaçadas de 

extinção a contemplar espécies de anfíbios do Espinhaço 

foi a primeira versão da lista Lista Vermelha da Fauna 

Ameaçada de Extinção do Estado de Minas Gerais, homologada 

em 1995 (Machado et al., 1998). As endêmicas 

Phasmahyla jandaia, Scinax pinina, Physalaemus 

deimaticus e Crossodactylus bokermanni foram então 


classificadas como vulneráveis (VU) de acordo com os 

critérios e categorias da IUCN (1996), também expostos 

em Lins et al. (1997). Na ocasião da publicação 

essas espécies eram conhecidas apenas para suas localidades 

tipo, na Serra do Cipó (Bernardes, 1998; 

Caramaschi, 1998a; Caramaschi, 1998b; Nascimento, 

1998). Na última revisão da lista de Minas Gerais essas 

espécies foram retiradas de suas categorias de ameaça 

por diferentes razões (Biodiversitas, 2006). Para Scinax 

pinima e Physalaemus deimaticus, foi julgado que o esforço 

amostral na região não teria sido grande e geograficamente 

abrangente o suficiente para assumir que 

essas espécies estariam de fato sofrendo algum tipo de 

declínio populacional. Desta forma, essas espécies foram 

inseridas na categoria DD (dados insuficientes). Por 

outro lado, Phasmahyla jandaia foi excluída da lista por 

ter sido encontrada em diversas outras localidades e 

unidades de conservação (Caramaschi et al., 2000; Canelas 

& Bertolucci, 2007; F. S. F. Leite, obs. pess.). 

O mesmo ocorreu com Crossodactylus bokermanni, 

que foi também registrado em outras áreas do 

Espinhaço mineiro (Afonso & Eterovick, 2007; B. V. S. 

Pimenta, M. Wachlevski & C. A. G. Cruz, em prep.). Por 

esses mesmos motivos essas espécies também não foram 

classificadas em categorias de ameaça na Lista da 

Fauna Brasileira Ameaçada de Extinção (IBAMA, 2003). 

O status de conservação das espécies endêmicas do 

Espinhaço segundo as listagens oficiais de Minas Gerais 

e do Brasil é apresentado na Tabela 1. 

A escassez de dados sobre a ocorrência e distribuição 

de espécies de anfíbios, agravada pela falta de resolução 

taxonômica, dificulta tentativas de determinação 

de seus status de conservação. Os critérios da IUCN 

enfocam parâmetros como tamanho populacional e área 

de distribuição (IUCN, 2001), os quais não estão disponíveis 

para a grande maioria das espécies do grupo. 

Além disto, esses parâmetros foram criados para aves 

e mamíferos e a sua aplicabilidade para os anfíbios 

neotropicais gera controvérsia (ver Pimenta et al., 2005; 

Stuart et al., 2004; Stuart et al., 2005). Todos estes fatores, 

muitas vezes, resultam em um alto grau de subjetividade 

nas análises, opiniões divididas e resultados não 

comparáveis entre os grupos taxonômicos analisados. 

Sendo assim, o número relativamente baixo de espécies 

de anfíbios colocadas em categorias de ameaça, 

se comparado ao número de espécies alocadas na categoria 

de dados insuficientes (DD) em escalas nacional 

(ver Anexo II em Machado et al., 2005) e estadual (Biodiversitas, 

2006) reflete mais a falta de informação sobre 

o grupo do que um resultado tranqüilizador para a 

sua conservação.

BIBLIOGRAFIA 

Ab’Saber, A. N. 1977. Os domínios morfoclimáticos na América 

do Sul. Primeira aproximação. Geomorfologica 52: 1-21. 

Afonso, L. G. & P. C. Eterovick. 2007. Spatial and temporal 

distribution of breeding anurans in streams in southeastern 

Brazil. Journal of Natural History 41: 949-963. 

Almeida-Abreu, P. A. & F. E. Renger. 2002. Serra do Espinhaço 

meridional: um orógeno de colisão do Mesoproterozóico. 

Revista Brasileira de Geociências 32: 1-14. 

Baêta, D., P. H. Bernardo, B. de Assis, V. A. S. Pedro, L. O. 

Drummond, M. R. Silvério. 2005. Geographic Distribution: 

Physalaemus maximus. Herpetological Review 36: 200. 

Baldissera-Júnior, F. A., U. Caramaschi, & C. F. B. Haddad. 2004. 

Review of the Bufo crucifer species group, with descriptions 

of two new related species (Amphibia, Anura, Bufonidae). 

Arquivos do Museu Nacional, Rio de Janeiro 62: 255-282. 

Bernardes, A. T. 1998. Physalaemus deimaticus. In: A. B. M. Machado; 

G. A. B. Fonseca; R. B. Machado; L. M. S. Aguiar & L. V. 

Lins (eds). Livro vermelho das espécies ameaçadas de extinção 

da fauna de Minas Gerais. pp. 469-470. Biodiversitas, Belo 

Horizonte, Brasil. 

Biodiversitas. 2006. Workshop de Revisão da Lista da Fauna 

Ameaçada de Minas Gerais. Fundação Biodiversitas, Belo 


Bokermann, W. C. A. 1956. Sobre uma nova espécie de Hyla do 

Estado de Minas Gerais, Brasil (Amphibia, Salientia, Hylidae). 

Papéis Avulsos do Departamento de Zoologia XII: 357-362. 

Bokermann, W. C. A. 1964. Dos nuevas especies de Hyla de Minas 

Gerais y notas sobre Hyla alvarengai Bok. (Amphibia, 

Salientia, Hylidae). Neotropica 32: 67-76. 

Bokermann, W. C. A. 1967a. Três novas espécies de Physalaemus 

do sudeste brasileiro (Amphibia, Leptodactylidae). Revista 

Brasileira de Biologia 27: 135-143. 

Bokermann, W. C. A. 1967b. Notas sobre Hyla duartei B. Lutz 

(Anura, Hylidae). Anais da Academia Brasileira de Ciências. 

39: 437- 440. 

Bokermann, W.C.A. & I. Sazima. 1973a. Anfíbios da Serra do 

Cipó, Minas Gerais, Brasil.1 - Espécies novas de Hyla (Anura, 

Hylidae). Revista Brasileira de Biologia 33: 329-336. 

Bokermann, W. C. A. & I. Sazima. 1973b. Anfíbios da Serra do 

Cipó, Minas Gerais, Brasil. 1: Duas espécies novas de Hyla 

(Anura, Hylidae). Revista Brasileira de Biologia 33: 457-472. 

Bokermann, W. C. A. & I. Sazima. 1978. Anfíbios da Serra do Cipó, 

Minas Gerais, Brasil. 4: Descrição de Phyllomedusa jandaia sp. 

n. (Anura, Hylidae). Revista Brasileira de Biologia 38: 927-930. 

Brown A. K. & J. H. Brown. 1993. Incomplete data sets in 

community ecology and biogeography: a cautionary tale. 

Ecological Applications 3: 736-742. 

Canelas, M. A. S. & J. Bertoluci. 2007. Anurans of the Serra do 

Caraça, southeastern Brazil: species composition and 

phenological patterns of calling activity. Iheringia, Série Zoologia 

97: 21-26. 

Caramaschi. U. 1998a. Hyla pinima. In: A. B. M. Machado; G. A. 

B. Fonseca; R. B. Machado; L. M. S. Aguiar & L. V. Lins (eds). 

Livro vermelho das espécies ameaçadas de extinção da fauna 

de Minas Gerais. pp. 460-461. Biodiversitas, Belo Horizonte, 

Brasil. 


Caramaschi. U. 1998b. Crossodactylus bokermanni. In: A. B. M. 

Machado; G. A. B. Fonseca; R. B. Machado; L. M. S. Aguiar & 

L. V. Lins (eds). Livro vermelho das espécies ameaçadas de 

extinção da fauna de Minas Gerais. pp. 471-472. Biodiversitas, 

Belo Horizonte, Brasil. 

Caramaschi, U. 2006. Redefinição do grupo de Phyllomedusa 

hypochondrialis, com redescrição de P. megacephala (Miranda- 

Ribeiro, 1926), revalidação de P. azurea Cope, 1826 e descrição 

de uma nova espécie (Amphibia, Anura, Hylidae). Arquivos 

do Museu Nacional 64: 159-179. 

Caramaschi, U. & G. Kisteumacher. 1988. A new species of 

Eleutherodactylus (Anura: Leptodactylidae) from Minas Gerais, 

Southeastern Brazil. Herpetologica. 44: 423-426. 

Caramaschi, U. & G. Kisteumacher. 1989a. Duas novas espécies 

de Ololygon Fitzinger, 1843 do sudeste do Brasil (Amphibia, 

Anura, Hylidae). Boletim do Museu Nacional, Nova Série, Rio 

de Janeiro 327: 1-15. 

Caramaschi, U. & G. Kisteumacher. 1989b. O girino de 

Crossodactylus trachystomus (Reinhardt & Luetken, 1862) 

(Anura, Leptodactylidae). Revista Brasileira de Biologia 49: 

237-239. 

Caramaschi, U. & I. Sazima. 1984. Uma nova espécie de Thoropa 

da Serra do Cipó, Minas Gerais, Brasil (Amphibia, 

Leptodactylidae). Revista Brasileira de Zoologia 2: 139-146. 

Caramaschi, U. & I. Sazima. 1985. Uma nova espécie de 

Crossodactylus da Serra do Cipó, Minas Gerais, Brasil 

(Amphibia, Leptodactylidae). Revista Brasileira de Zoologia 

3: 43-49. 

Caramaschi, U., C. A. G. Cruz & R. N. Feio. 2000. Geographic 

Distribution Phasmahyla jandaia. Herpetological Review 

31: 251-251. 

Caramaschi, U., M. F. Napoli & A. T. Bernardes. 2001. Nova espécie 

do grupo de Hyla circumdata (Cope, 1870) do Estado de 

Minas Gerais, Brasil (Amphibia, Anura, Hylidae). Boletim do 

Museu Nacional, Nova Série, Rio de Janeiro 457: 1-11. 

Caramaschi, U., R. N. Feio & A. S. Guimarães-Neto. 2003. A new 

brightly colored species of Physalaemus (Anura: 

Leptodactylidae) from Minas Gerais, Southeastern Brazil. 

Herpetologica 59: 519-524. 

Caramaschi, U., C. A. G. Cruz & R. N. Feio. 2006. A new species 

of Phyllomedusa Wagler, 1830 from the State of Minas Gerais, 

Brazil (Amphibia, Anura, Hylidae). Boletim do Museu Nacional, 

Nova Série, Rio de Janeiro 524: 1-8. 

Cardoso, A. J. & I. Sazima. 1980. Nova espécie de Hyla do sudeste 

brasileiro (Amphibia, Anura, Hylidae). Revista Brasileira 

de Biologia 40: 75-79. 

Cassimiro, J., M. A. S. Canelas & J. Bertoluci. 2006. Aplastodiscus 

cavicola (Perereca-verde; Green Treefrog). Geographical 

distribution. Herpetological Review 37: 237. 

Cassimiro, J., V. K. Verdade & M. T. Rodrigues. 2008. A large and 

enigmatic new eleutherodactyline frog (Anura, 

Strabomantidae) from Serra do Sincorá, Espinhaço range, 

Northeastern Brazil. Zootaxa 1761: 59-68. 

Chur, L. A., D. E. Bertels, B. Komissarov & N. Licenko. 1981. A 

expedição científica de G. I. Langsdorff ao Brasil, 1821-1829. 

Secretaria do Patrimônio Histórico e Artístico Nacional, Fundação 

Nacional Pró-Memória, Brasília, Brasil. 

Colli, G. R. 2005. As origens e a diversificação da herpetofauna 

do Cerrado. In: A. Scariot, J. C. Souza-Silva & J. M. Felfili (eds.). 



Cerrado: Ecologia, Biodiversidade e Conservação. pp. 247- 

264. Brasília, Ministério do Meio Ambiente. 

Cruz, C. A. G. 1982. Conceituação de grupos de espécies de 

Phyllomedusinae brasileiras com base em caracteres larvários 

(Amphibia, Anura, Hylidae). Arquivos da Universidade Federal 

Rural do Rio de Janeiro 5:147-171. 

Cruz, C. A. G. & U. Caramaschi. 1998. Definição, composição e 

distribuição geográfica do grupo de Hyla polytaenia Cope, 1870 

(Amphibia, Anura, Hylidae). Boletim do Museu Nacional, Nova 

Série, Rio de Janeiro 392: 1-19. 

Cruz C. A. G. & R. N. Feio. (2007). Endemismos em anfíbios em 

áreas de altitude na Mata Atlântica no sudeste do Brasil. In: L. 

B. Nascimento & M. E. Oliveira (eds). Herpetologia no Brasil II. 

pp 117-126. Sociedade Brasileira de Herpetologia, Belo Horizonte, 

Brasil. 

Derby, O. A. 1906. The Serra of Espinhaço. Brazilian Journal of 

Geology 14: 374-401. 

Drummond, G. M., C. S. Martins, A. B. M. Machado, F. A. Sebaio 

& Y. Antonini (orgs.). 2005. Biodiversidade em Minas Gerais - 

um atlas para sua conservação. 2ª ed. Fundação Biodiversitas, 


Drummond, L. O., D. Baêta & M. R. Silvério-Pires. 2007. A neu 

species of Scinax (Anura, Hylidae) of the Scinax ruber clade 

from Minas Gerais, Brazil. Zootaxa 1612: 45-53 

Dubois, A. 2005. Amphibia Mundi. 1.1. An ergotaxonomy of 

Recent amphibians. Alytes 23: 1-24. 

Eschwege, W. L. v. 1822. Geognostisches Gemälde von Brasilien 

und Wahrscheinliches Muttergestein der Diamanten. Landes 

Industrie Comptoir, Weimar. 

Eterovick, P. C. 2000. Effects of aggregation on feeding of Bufo 

crucifer tadpoles (Anura, Bufonidae). Copeia 2000: 210-215. 

Eterovick, P. C. 2003. Distribution of anuran species among 

montane streams in southeastern Brazil. Journal of Tropical 

Ecology 19: 219-228. 

Eterovick, P. C. & I. M. Barata. 2006. Distribution of tadpoles 

within and among Brazilian streams: the influence of predators, 

habitat size and heterogeneity. Herpetologica 62: 367-379. 

Eterovick, P. C. & I. S. Barros. 2003. Niche occupancy in southeastern 

Brazilian tadpole communities in montane meadow 

streams. Journal of Tropical Ecology 19: 439-448. 

Eterovick, P. C. & R. A. Brandão. 2001. A description of the 

tadpoles and advertisement calls of members of the Hyla 

pseudopseudis group. Journal of Herpetology 35: 442-450. 

Eterovick, P. C. & G. W. Fernandes. 2001. Tadpole distribution 

within montane meadow streams at the Serra do Cipó, 

southeastern Brazil: ecological or phylogenetic constraints? 

Journal of Tropical Ecology 17: 683-693. 

Eterovick, P. C. & G. W. Fernandes. 2002. Why do breeding frogs 

colonize some puddles more than others? Phyllomedusa 

1: 31-40. 

Eterovick, P. C. & I. Sazima. 1998. A new species of Proceratophrys 

(Anura: Leptodactylidae) from Southeastern Brazil. Copeia 

1998: 159-164. 

Eterovick, P. C. & I. Sazima. 1999. Description of the tadpole of 

Bufo rufus with notes on aggregative behavior. Journal of 

Herpetology 33: 711-713. 

Eterovick, P. C. & I. Sazima. 2000a. Description of the tadpole 

of Leptodactylus syphax, with a comparison of morphological 


and ecological characters of tadpoles and adults of the species 

in the L. pentadactylus group (Leptodactylidae, Anura). 

Amphibia-Reptilia 21: 341-350. 

Eterovick, P. C. & I. Sazima. 2000b. Structure of an anuran 

community in a montane meadow in southeastern Brazil: 

effects of seasonality, habitat, and predation. Amphibia- 

Reptilia 21: 439-461. 

Eterovick, P. C. & I. Sazima. 2004. Anfíbios da Serra do Cipó, 

Minas Gerais - Amphibians from the Serra do Cipó, Minas 

Gerais. 1. ed. Editora PUC Minas, Belo Horizonte, Brasil. 

Eterovick, P. C., I. S. Barros & I. Sazima. 2002. Tadpoles of two 

species in the Hyla polytaenia species group and comparison 

with other tadpoles of Hyla polytaenia and Hyla pulchella groups 

(Anura, Hylidae). Journal of Herpetology 36: 512-515. 

Faivovich, J., C. F. B. Haddad, P. C. A. Garcia, D. R. Frost, J.A. 

Campbell & W. C. Wheeler. 2005. Systematic review of the 

frog family Hylidae, with special reference to Hylinae: 

phylogenetic analysis and taxonomic revision. Bulletin of the 

American Museum of Natural History 294: 1-240. 

Feio, R. N. & U. Caramaschi. 1995. Aspectos zoogeográficos 

dos anfíbios do médio rio Jequitinhonha, nordeste de Minas 

Gerais, Brasil. Revista Ceres XLII(239): 53-61. 

Feio, R. N., W. C. A. Bokermann & I. Sazima. (No prelo). Anfíbios 

Anuros da Serra do Cipó, Minas Gerais, uma atualização. In: 

G. W. Fernandes (Org). Serra do Cipó: ecologia e evolução. 

Brasil. 

Frost, D. R. 2007. Amphibian Species of the World: an Online 

Reference. Version 5.0 (1 February, 2007). Electronic Database 

disponível em http://research.amnh.org/herpetology/ 

amphibia/index.php. American Museum of Natural History, 

New York, USA. 

Frost, D. R., T. Grant, J. Faivovich, R. H. Bain, A. Haas, C. F. B. 

Haddad, R. O. de Sá, A. Channing, M. Wilkinson, S. C. 

Donnellan, C. J. Raxworthy, J. A. Campbell, B. L. Blotto, P. 

Moler, R. C. Drewes, R. A. Nussbaum, J. D. Lynch, D. M. Green 

& W. C. Wheeler. 2006. The amphibian tree of life. Bulletin of 

the American Museum of Natural History 297: 1-371. 

Ghaparro, J. C., J. Pramuk & A. Gluesenkamp. 2007. A new species 

of arboreal Rhinella (Anura: Bufonidae) from cloud forest of 

southeastern Peru. Herpetologia 63: 203-212. 

Giulietti, A. M. & J. R. Pirani. 1988. Patterns of geographic 


Minas Gerais and Bahia. In: P. E. Vanzolini & W. R. Heyer 

(eds.). Proceedings of a Workshop on Neotropical Distribution 

Patterns. pp 39-69. Academia Brasileira de Ciências, Rio de 

Janeiro, Brasil. 

Grandinetti L. & C. M. Jacobi. 2005. Distribuição estacional e 

espacial de uma taxocenose de anuros (Amphibia) em uma 

área antropizada em Rio Acima – MG. Lundiana 6: 21-28. 

Grant, T., D. R. Frost, J. P. Caldwell, R. Gagliardo, C. F. B. Haddad, 

P. J. R. Kok, D. B. Means, B. P. Noonan, W. E. Schargel & W. C. 

Wheeler. 2006. Phylogenetic systematics of dart-poison frogs 

and their relatives (Amphibia: Athesphatanura: 

Dendrobatidae). Bulletin of the American Museum of Natural 

History 299: 1-262. 

Haddad, C. F. B. & M. Martins. 1994. Four species of Brazilian 

Poison Frogs related to Epipedobates pictus (Dendrobatidae): 

Taxonomy and natural history observation. Herpetologica 50: 

282-295.

Harley, R. M. 1988. Evolution and distribution of Eriope 

(Labiatae), and its relatives, in Brazil. In: P. E. Vanzolini & W. 

R. Heyer (eds.). Proceedings of a Workshop on Neotropical 

Distribution Patterns. pp 71-120. Academia Brasileira de Ciências, 

Rio de Janeiro, Brasil. 

Hedges, S. B., W. E. Duellman & M. P. Heinicke. 2008. New word 

direct-developing frogs (Anura: Terrarana): Molecular 

phylogeny, classification, biogeography, and conservation. 

Zootaxa 1737: 1-182. 

Heinicke, M. P., W. E. Duellman & S. B. Hedges. 2007. Major 

Caribbean and Central American frog faunas originated by 

ancient oceanic dispersal. Proceedings of the Natural Academy 

of Sciences 104: 10092-10097. 

Heyer, W. R. 1978. Systematics of the fuscus group of the frog 

genus Leptodactylus (Amphibia, Leptodactylidae). Scientific 

Bulletin of the Natural History Museum of Los Angeles County 

29: 1-85. 

Heyer, W. R. 1988. On frogs distribution patterns east of the 

Andes. In: P. E. Vanzolini & W. R. Heyer (eds.). Proceedings of 

a Workshop on Neotropical Distribution Patterns. pp 245- 

273. Academia Brasileira de Ciências, Rio de Janeiro, Brasil. 

Heyer, W. R. 1999. A new genus and species of frog from Bahia, 

Brazil (Amphibia: Anura: Leptodactylidae) with comments 

on the zoogeography of the Brazilian campos rupestres. 

Proceedings of the Biological Society of Washington 112: 

19-39. 

Heyer, W. R. & L. R. Maxson. 1983. Relationships, 

zoogeography, and speciation mechanisms of frogs of the 

genus Cycloramphus (Amphibia, Leptodactylidae). Arquivos 

de Zoologia 30: 341-373. 

IBAMA (Instituto Brasileiro do Meio Ambiente e dos Recursos 

Naturais Renováveis). 2003. Instrução Normativa nº. 3 de 27 

de maio de 2003. Lista das espécies da fauna brasileira 

ameaçada de extinção. IBAMA, Brasília. 

IUCN. 1996. 1996 IUCN red list of threatened animals. IUCN, 

Gland, Suíça. 

IUCN (World Conservation Union). 2001. IUCN categories and 

criteria: version 3.1. IUCN Species Survival Commission. 

Gland, Suíça e Cambrige, Reino Unido. 

Juncá, F. A. 2005. Anfíbios e Répteis. In: F. A. Juncá, L. Funch & 

W. Rocha (eds). Biodiversidade e Conservação da Chapada 

Diamantina - Série Biodiversidade. pp 339-376. Ministério 

do Meio Ambiente, Brasília, Brasil. 

Kopp, K., M. Wachlevski & P. C. Eterovick. 2006. Environmental 

complexity reduces tadpole predation by water bugs. 

Canadian Journal of Zoology 84: 136-140. 

Kopp, K. & P. C. Eterovick. 2006. Factors influencing spatial and 

temporal structure of frog assemblages at ponds in 

southeastern Brazil. Journal of Natural History 40: 1813-1830. 

Leite, F. S. F., T. L. Pezzuti & P. L. Viana. 2006. Amphibia, 

Bokermannohyla nanuzae, Scinax curicica, Leptodactylus 

camaquara, Physalaemus evangelistai and Proceratophrys cururu: 

Distribution extensions. Check List 2: 5. 

Lins, L.V., A. B. M. Machado, C. M. R. Costa e G. Hermann. 1997. 

Roteiro metodológico para elaboração de listas de espécies 

ameaçadas de extinção. Publicações Avulsas da Fundação 

Biodiversitas1: 1-55. 

Lobo, F. 1994. Descriptión de una nueva especie de 

Pseudopaludicola (Anura: Leptodactylidae), redescriptión de P. 


falcipes (Hensel, 1867) y P. saltica (Cope, 1887) y osteologia 

de las tres especies. Cuadernos de Herpetología 8: 177-199. 

Lugli, L. & C. F. B. Haddad. 2006a. New species of Bokermannohyla 

(Anura, Hylidae) from Central Bahia, Brazil. Journal of 

Herpetology 40: 7-15. 

Lugli, L. & C. F. B. Haddad. 2006b. A new species of the 

Bokermannohyla pseudopseudis group from Central Bahia, Brazil 

(Amphibia, Hylidae). Herpetologica 62: 453-465. 

Lutz, A. 1925. Batraciens du Bresil. Comptes Rendus des Soc. 

Biol. Paris 93: 137-139. 

Lutz, B. 1968. Geographic variation in Brazilian species of Hyla. 

The Pearce-Sellards Series. Austin 12: 1-13. 

Machado, A. B. M., G. A. B. Fonseca, R. B. Machado, L. M. S. 

Aguiar & L. V. Lins (eds). 1998. Livro vermelho das espécies 

ameaçadas de extinção da fauna de Minas Gerais. pp 456- 

457. Biodiversitas, Belo Horizonte, Brasil. 

Machado, A. B. M.; C. S. Martins & G. M. Drummond. 2005. 

Lista da Fauna Brasileira Ameaçada de Extinção: incluindo 

espécies quase ameaçadas e deficientes em dados. Biodiversitas, 


Maxson, L. R. & W. R. Heyer. 1982. Leptodactylid frogs and the 

Brazilian Shield: an old and continuing adaptive relationship. 


MMA (Ministério do Meio Ambiente). 1999. Ações prioritárias 

para a conservação da biodiversidade do Cerrado e Pantanal. 

MMA, Brasília, Brasil. 

MMA (Ministério do Meio Ambiente). 2000a. Avaliação e ações 

prioritárias para a conservação da biodiversidade da Mata 

Atlântica e Campos Sulinos. MMA, Brasília, Brasil. 

MMA (Ministério do Meio Ambiente). 2000b. Avaliação e ações 

prioritárias para a conservação da biodiversidade do bioma 

da Caatinga. MMA, Brasília, Brasil. 

MMA (Ministério do Meio Ambiente). 2003. Áreas prioritárias 

para a conservação, utilização sustentável e repartição de benefícios 

da biodiversidade brasileira. MMA, Brasília, Brasil. 

Napoli, M. F. & F. A. Juncá. 2006. A new species of the 

Bokermannohyla circumdata group (Amphibia: Anura: Hylidae) 

from Chapada Diamantina, State of Bahia, Brazil. Zootaxa 

1244: 57-68. 

Nascimento, L. B. 1998. Phasmahyla jandaia. In: A. B. M. Machado; 

G. A. B. Fonseca; R. B. Machado; L. M. S. Aguiar & L. V. 

Lins (eds). Livro vermelho das espécies ameaçadas de extinção 

da fauna de Minas Gerais. pp. 456-457. Biodiversitas, Belo 


Nascimento, L. B., A. C. L. Miranda & T. A. M. Balstaedt. 1994. 

Distribuição estacional e ocupação ambiental dos anfíbios 

anuros da área de proteção da captação da Mutuca (Nova 

Lima, MG). Bios, Cadernos do Departamento de Ciências Biológicas 

da PUC-MG 2: 5-12. 

Nascimento, L. B., J. P. Pombal-Jr. & C. F. B. Haddad. 2001. A 

new frog of the genus Hylodes (Amphibia: Leptodactylidae) 

from Minas Gerais, Brazil. Journal of Zoology, London 254: 

421-428. 

Nascimento, L. B., U. Caramaschi & C. A. G. Cruz. 2005a. 

Taxonomic review of the species groups of the genus 

Physalaemus Fitzinger, 1826 with revalidation of the genera 

Engystomops Giménez-de-la-Espada, 1872 and Eupemphix 

Steindachner, 1863 (Amphibia, Anura, Leptodactylidae). 

Arquivos do Museu Nacional, Rio de Janeiro 63: 297-320. 



Nascimento, L. B., M. Wachlevski & F. S. F. Leite. 2005b. Anuros. 

In: A. C. Silva, L. C. V. S. F. Pereira & P. A. A. Abreu (eds). Serra 

do Espinhaço Meridional: paisagens e ambientes. pp 211- 

229. O Lutador, Belo Horizonte, Brasil. 

Pedralli, G., A. S. G. Neto & M. C. B. Teixeira. 2001. Diversidade 

de anfíbios na região de Ouro Preto. Ciência Hoje 178: 70-73. 

Pereira, E. G. & L. B. Nascimento. 2004. Descrição da vocalização 

e do girino de Pseudopaludicola mineira Lobo, 1994, com notas 

sobre a morfologia de adultos (Amphibia, Anura, 

Leptodactylidae). Arquivos do Museu Nacional, Rio de Janeiro 

62: 233-240. 

Pimenta, B. V. S., C. F. B Haddad, L. B. Nascimento, C. A. G. Cruz 

& J. P. Pombal Júnior. 2005. Comment on “Status and trends 

of amphibian declines and extinctions wordwide”. Science. 

309: 1999b. 

Pimenta, B. V. S., M. Wachlevski & C. A. G. Cruz (Em prep.). 

Morphologic and acoustic variation, geographic distribution, 

and conservation status of the Spinythumb Frog Crossodactylus 

bokermanni Caramaschi & Sazima, 1985 (Anura, Hylodidae). 

Pombal-Jr., J. P. & U. Caramaschi. 1995. Posição taxonômica de 

Hyla pseudopseudis e Hyla saxicola Bokermann, 1964 (Anura, 

Hylidae). Boletim do Museu Nacional, Nova Série, Rio de Janeiro 

363: 1-8. 

Pugliese, A. J., J. P. Pombal-Jr., & I. Sazima, 2004. A new species 

of Scinax (Anura: Hylidae) from rocky montane fields of the 

Serra do Cipó, Southeastern Brazil. Zootaxa 688: 1-15. 

Rodrigues, M. T. 2003. Herpetofauna da Caatinga. In: I. R. Leal, 

M. Tabarelli & J. M. C. Silva (eds). Ecologia e Conservação da 

Caatinga. pp 181-236. Universidade Federal de Pernambuco, 

Recife, Brasil. 

Saint-Hilaire, A. 2004. Viagem pelo Distrito dos Diamantes e 

Litoral do Brasil. Editora Itatiaia, Belo Horizonte, Brasil. 

Sazima, I. & W. C. A. Bokermann. 1978. Cinco novas espécies de 

Leptodactylus do centro e sudeste brasileiro (Amphibia, Anura, 

Leptodactylidae). Revista Brasileira de Biologia 38: 899-912. 


Sazima, I. & W. C. A. Bokermann. 1982. Anfíbios da Serra do 

Cipó, Minas Gerais, Brasil. 5: Hylodes otavioi sp. n. (Anura, 

Leptodactylidae). Revista Brasileira de Biologia 42: 767- 

771. 

Sazima, I. & U. Caramaschi. 1986. Descrição de Physalaemus 

deimaticus, sp. n., e observações sobre comportamento 

deimático em P. nattereri (Steindn.) - Anura, Leptodactylidae. 

Revista de Biologia 13: 91-101. 

Silva, J. M. C. 1995. Birds of the Cerrado Region, South America. 

Steenstrupia 21: 69-92. 

Spix, J. B. & C. F. P. Martius. 1981. Viagem pelo Brasil (1823-31). 

Editora Itatiaia, Belo Horizonte, Brasil. 

Stuart, S. N., J. S. Chanson, N. A. Cox, B. E. Young, A. S. L. Rodrigues, 

D. L. Fischman, & R. W. Waller. 2004. Status and Trends 

of Amphibian Declines and Extinctions Worldwide. Science. 

306: 1783-1786. 

Stuart, S. N., J. S. Chanson, N. A. Cox, B. E. Young, A. S. L. Rodrigues, 

D. L. Fischman & R. W. Waller. 2005. Response to 

Comment on ‘‘Status and Trends of Amphibian Declines and 

Extinctions Worldwide’’. Science. 309: 1999c. 

Vanzolini, P. E. 1982. A new Gymnodactylus from Minas Gerais, 

Brasil, with remarks on the genus, on the area and on montane 

endemisms in Brasil (Sauria, Gekkonidae). Papéis Avulsos de 

Zoologia 34: 403-413. 

Vanzolini, P. E. & A. M. M. Ramos. 1977. A new species of 

Colobodactylus, with notes on the distribution of a group os 

stranded microteiid lizards (Sauria, Teiidae). Papéis Avulsos 

de Zoologia 31: 19-47. 

Vasconcelos, M. F., L. E. Lopes, Machado, C. G., Bornschein, M. 

R., Rodrigues, M. 2007. As aves dos campos rupestres da 

Cadeia do Espinhaço: diversidade, endemismo e conservação. 

Megadiversidade (neste volume). 

Versieux, L. M, T. Wendt, R. B. Louzada & M. G. L. Wanderley. 

2007. Bromeliaceae da Cadeia do Espinhaço. Megadiversidade 

(neste volume).

ANEXO 1 – Lista das espécies de anfíbios anuros da Serra do Espinhaço, Minas Gerais e Bahia, Brasil, provida dos municípios 

de ocorrência e respectivas fontes dos registros. 

TAXA MUNICÍPIO E FONTE 

ANUROS 

Brachycephalidae 

Ischnocnema izecksohni (Caramaschi & Kisteumacher, 1989) MG: Belo Horizonte 14 ; Nova Lima 53 ; Ouro Preto 56 ; 

Rio Acima 38 ; Catas Altas 12 ; Congonhas do Campo e 

Ouro Branco 37 

Ischnocnema juipoca (Sazima & Cardoso, 1978) MG: Santana do Riacho 35 ; Catas Altas 12 ; Belo Horizonte, 

Nova Lima, Rio Vermelho e São Gonçalo do Rio Preto 37 

Bufonidae 

Rhinella crucifer (Wied-Neuwied, 1821) BA: Lençóis 42 

Rhinella granulosa (Spix, 1824) MG: Serranópolis de Minas 37 ; 

BA: Lençóis 42 ; Morro do Chapéu 51 

Rhinella jimi (Stevaux, 2002) BA: Juciape, , , Lençóis, Morro do Chapéu, Mucugê e 

Rio de Contas 42 

Rhinella ornata (Spix, 1824) MG: Catas Altas 12 

Rhinella pombali (Baldissera, Caramaschi & Haddad, 2004) MG: Nova Lima 53 ; Ouro Preto 56 ; Belo Horizonte 27 ; 

Caeté, Conceição do Mato Dentro, Grão Mogol, Mariana 

e São Gonçalo do Rio Abaixo 3 ; Rio Acima 38 ; Catas Altas ; 

Brumadinho, Diamantina, Ouro Branco e Rio Vermelho 37 

Rhinella rubescens (Lutz, 1925) MG: Santana do Riacho 32 ; Cristália e Grão Mogol 36 ; 

Catas Altas 28 ; Brumadinho, Conceição do Mato Dentro, 

Congonhas do Campo, Diamantina, Nova Lima, Santana 

do Pirapama e Santo Antônio do Itambé 37 ; 

BA: Rio de Contas 42 

Rhinella schneideri (Werner, 1894) MG: Santana do Riacho 35 ; Cristália e Grão Mogol 36 ; 

Belo Horizonte, Buenópolis, Congonhas do Campo, 

Diamantina, Francisco Sá, Nova Lima, Santana do 

Pirapama e Serranópolis de Minas 37 

Centrolenidae 

Hyalinobatrachium eurygnathum (Lutz, 1925) MG: Nova Lima 53 

Hyalinobatrachium uranoscopum (Müller, 1924) MG: Ouro Preto 56 ; Catas Altas 12 ; Congonhas do 

Campo, Nova Lima, Ouro Branco 37 

Craugastoridae 

Haddadus binotatus (Spix, 1824) MG: Ouro Preto 56 ; Belo Horizonte, Brumadinho, 

Congonhas do Campo, Nova Lima e Ouro Branco 37 

Cycloramphidae 

Crossodactylus bokermanni Caramaschi & Sazima, 1985 MG: Santana do Riacho 18 ; Catas Altas 1 

Crossodactylus trachystomus (Reinhardt & Lütken, 1862) MG: Belo Horizonte 16 ; Catas Altas 12 

Cycloramphus eleutherodactylus (Miranda-Ribeiro, 1920) MG: Ouro Preto 40 

Odontophrynus americanus (Duméril & Bibron, 1841) MG: Santana do Riacho 34 ; Conceição do Mato Dentro e 

Diamantina 37 

Odontophrynus carvalhoi Savage & Cei, 1965 MG: Cristália 36 

Odontophrynus cultripes Reinhardt & Lütken, 1862 MG: Nova Lima 53 ; Ouro Preto 56 ; Rio Acima 38 ; 

Catas Altas 12 ; Belo Horizonte e Congonhas do Campo 37 

Proceratophrys boiei (Wied-Neuwied, 1824) MG: Cristália 36 ; Ouro Preto 56 ; Catas Altas 28 ; Belo 

Horizonte, Congonhas do Campo, Nova Lima, Ouro Branco 37 

Proceratophrys cristiceps (Müller, 1883) BA: Morro do Chapéu 51 


Proceratophrys cururu Eterovick & Sazima, 1998 MG: Santana do Riacho 31 ; Conceição do Mato Dentro e 

São Gonçalo do Rio Preto 44 

continua... 


196 | Status do conhecimento, endemismo e conservação de anfíbios anuros da Serra do Espinhaço, Brasil 

...continuação do Anexo 1 


Rupirana cardosoi Heyer, 1999 BA: Andaraí, Morro do Chapéu e Mucugê 41 ; Lençóis 42 

Thoropa megatympanum Caramaschi & Sazima, 1984 MG: Santana do Riacho 17 ; Botumirim 36 ; Catas Altas 12 ; 

Brumadinho, Conceição do Mato Dentro, Diamantina, 

São Gonçalo do Rio Preto e Serranópolis de Minas 37 

Thoropa miliaris (Spix, 1824) MG: Botumirim, Cristália e Grão Mogol 36 ; Catas Altas 12 

Dendrobatidae 

Ameerega flavopicta (Lutz, 1925) MG: Belo Horizonte 49 ; Jaboticatubas e Santana do Riacho 39 

Hylidae 

Aplastodiscus arildae (Cruz & Peixoto, 1987) MG: Ouro Preto 56 ; Catas Altas 12 ; Belo Horizonte, Nova 

Lima, Ouro Branco 37 

Aplastodiscus cavicola (Cruz & Peixoto, 1985) MG: Ouro Preto 56 ; São Gonçalo do Rio Abaixo 24 ; 

Congonhas do Campo 37 

Corythomantis greeningi Boulenger, 1896 MG: Cristália 36 ; 

BA: Morro do Chapéu 42 

Bokermannohyla alvarengai (Bokermann, 1956) MG: Santa Bárbara 4 ; Santana do Riacho 5 ; Botumirim 36 ; 

Catas Altas 12 ; Conceição do Mato Dentro, Diamantina, 

Felício dos Santos, Francisco Sá, Ouro Branco, Santo 

Antônio do Itambé, Serranópolis de Minas e São Gonçalo 

do Rio Preto 37 

Bokermannohyla circumdata (Cope, 1871) MG: Nova Lima 53 ; Ouro Preto 56 ; Catas Altas 12 ; 

Brumadinho, Congonhas do Campo, Ouro Branco 37 

Bokermannohyla diamantina Napoli & Juncá, 2006 BA: Abaíara 52 

Bokermannohyla itapoty Lugli & Haddad, 2006 BA: Andaraí, Lençóis, Mucugê e Palmeiras 47 

Bokermannohyla martinsi (Bokermann, 1964) MG: Santana do Riacho e Santa Bárbara 5 ; Ouro Preto 56 ; 

Caeté e Nova Lima 20 ; Catas Altas 28 ; Brumadinho, 

Congonhas do Campo, Ouro Branco 37 

Bokermannohyla nanuzae (Bokermann & Sazima, 1973) MG: Santana do Riacho 8 ; Barão de Cocais, Caeté e 

Nova Lima 20 ; Catas Altas 28 ; Conceição do Mato Dentro, 

Felício dos Santos, Rio Vermelho , Santo Antônio do 

Itambé e São Gonçalo do Rio Preto 37 

Bokermannohyla oxente Lugli & Haddad, 2006 BA: Lençóis, Mucugê, Palmeiras, Rio de Contas 48 

Bokermannohyla saxicola (Bokermann, 1964) MG: Santana do Riacho 5 ; Botumirim 36 ; Berilo, Botumirim 

e Santa Luzia 58 ; Buenópolis, Conceição do Mato Dentro, 

Diamantina, Felício dos Santos, Grão Mogol, Rio Vermelho, 

Santana do Pirapama, Santo Antônio do Itambé , São 

Gonçalo do Rio Preto, Serranópolis de Minas 37 ; 

Dendropsophus branneri (Cochran, 1948) MG: Cristália 36 ; Santo Antônio do Itambé 44 ; 

BA: Bonito, Lençóis e Morro do Chapéu 42 ; Mucugê 51 

Dendropsophus decipiens (Lutz, 1925) MG: Ouro Preto 56 ; Catas Altas 37 

Dendropsophus elegans (Wied-Neuwied, 1824) MG: Ouro Preto 56 ; Catas Altas 44 ; Conceição do Mato 

Dentro, Itambé do Mato Dentro, Moeda, Ouro Branco, 

Santo Antônio do Itambé, São Gonçalo do Rio Abaixo, 


Dendropsophus minutus (Peters, 1872) MG: Santana do Riacho 35 ; Botumirim, Cristália e Grão 

Mogol 36 ; Ouro Preto 56 ; Rio Acima 38 ; Catas Altas 45 ; 

Belo Horizonte, Buenópolis, Conceição do Mato Dentro, 

Diamantina, Nova Lima, Ouro Branco, Santo Antônio do 

Itambé, São Gonçalo do Rio Preto 37 ; 

BA: Lençóis, Mucugê e Rio de Contas 42 


continua...

...continuação da Anexo 1 


Dendropsophus oliveirai (Bokermann, 1963) BA: Morro do Chapéu 42 

Dendropsophus rubicundulus (Reinhardt & Lütken, 1862) MG: Buenópolis, Caeté, Joaquim Felício, Santana do 

Riacho e Serranópolis de Minas 37 

Dendropsophus seniculus (Cope, 1868) MG: Catas Altas 43 ; Conceição do Mato Dentro 37 

Hypsiboas albomarginatus (Spix, 1824) MG: São Gonçalo do Rio Preto 37 ; 

BA: Bonito e Lençóis 42 

Hypsiboas albopunctatus (Spix, 1824) MG: Santana do Riacho 29 ; Botumirim e Grão Mogol 36 ; 

Ouro Preto 56 ; Rio Acima 38 ; Catas Altas 28 ; Belo 

Horizonte, Buenópolis, Brumadinho, Conceição do Mato 

Dentro, Diamantina, Francisco Sá, Nova Lima, Ouro Branco, 

Santo Antônio do Itambé e São Gonçalo do Rio Preto 37 ; 

BA: Jussiape, Mucugê, Palmeiras e Rio de Contas 42 

Hypsiboas cipoensis (Lutz, 1968) MG: Santana do Riacho 50 ; Diamantina 26 ; Conceição do 

Mato Dentro, Grão Mogol, São Gonçalo do Rio Preto e 

Serranópolis de Minas, 37 

Hypsiboas crepitans (Wied-Neuwied, 1824) MG: Botumirim e Cristália 36 ; Joaquim Felício, Diamantina, 

Santana do Riacho e Santo Antônio do Itambé 37 ; 

BA: Jussiape, Lençóis, Morro do Chapéu e Mucugê 42 

Hypsiboas faber (Wied-Neuwied, 1821) MG: Grão Mogol 36 ; Ouro Preto 56 ; Rio Acima 38 ; Catas 

Altas 28 ; Belo Horizonte, Brumadinho, Conceição do 

Mato Dentro, Congonhas do Campo, Francisco Sá, Moeda, 

Nova Lima e Ouro Branco 37 ; 

BA: Morro do Chapéu 51 ; Lençóis e Mucugê 42 

Hypsiboas lundii (Burmeister, 1856) MG: Santana do Riacho 8 ; Botumirim e Cristália 36 ; Rio 

Acima 38 ; Belo Horizonte, Francisco Sá, Nova Lima e 

Santana do Pirapama 37 

Hypsiboas pardalis (Spix, 1824) MG: Ouro Preto 56 ; Mariana e Ouro Branco 37 

Hypsiboas polytaenius (Cope, 1870) MG: Botumirim 36 ; Nova Lima 53 ; Ouro Preto 56 ; Rio 

Acima 38 ; Catas Altas 28 ; Belo Horizonte, Conceição do 

Mato Dentro, Congonhas do Campo, Ouro Branco e 

Santo Antônio do Itambé 37 

Hypsiboas semilineatus (Spix, 1824) MG: Ouro Preto 56 

Phasmahyla jandaia (Bokermann & Sazima, 1978) MG: Santana do Riacho 10 ; Leme do Prado 19 ; Catas 

Altas 12 ; Congonhas do Campo; Nova Lima; Ouro 

Branco, Ouro Preto 37 

Phyllomedusa bahiana Lutz, 1925 BA: Morro do Chapéu e Lençóis 42 

Phyllomedusa burmeisteri Boulenger, 1882 MG: Cristália 36 ; Ouro Preto 56 ; Rio Acima 38 ; Catas Altas 28 ; 

Brumadinho, Congonhas do Campo e Nova Lima 37 

Phyllomedusa hypochondrialis (Daudin, 1800) BA: Morro do Chapéu 42 

Phyllomedusa megacephala (Miranda-Ribeiro, 1926) MG: Santana do Riacho 25 ; Cristália 13 ; Diamantina e 


Phyllomedusa rohdei Mertens, 1926 MG: Catas Altas 37 

Phyllomedusa itacolomi Caramaschi, Cruz & Feio, 2006 MG: Ouro Preto e Ouro Branco 22 ; Congonhas do Campo 

e Nova Lima 37 

Scinax auratus (Wied-Neuwied, 1821) BA: Morro do Chapéu 42 

Scinax cabralensis (Drummond, Baêta e Silvério-Pires, 2007) MG: Joaquim Felício e Buenópolis 63 


Scinax curicica Pugliese, Pombal & Sazima, 2004 MG: Santana do Riacho 7 ; Serra do Caraça 59 ; Catas 

Altas 43 ; São Gonçalo do Rio Preto 45 ; Conceição do 

Mato Dentro, Diamantina, Ouro Branco, Ouro Preto, 

Santo Antônio do Itambé e Serranópolis de Minas 37 

continua... 





Scinax eurydice (Bokermann, 1968) MG: Ouro Preto 56 ; Catas Altas 44 ; Conceição do Mato 

Dentro 37 ; 


Scinax flavoguttatus (Lutz & Lutz, 1939) MG: Ouro Preto 56 

Scinax fuscomarginatus (Lutz, 1925) MG: Buenópolis, Catas Altas, Diamantina, Santana do 

Riacho, Santo Antônio do Itambé e São Gonçalo do Rio 

Preto 37 ; 

BA: Lençóis 42 

Scinax fuscovarius (Lutz, 1925) MG: Santana do Riacho 35 ; Botumirim e Cristália 36 ; 


Horizonte, Buenópolis, Catas Altas, Conceição do Mato 

Dentro, Congonhas do Campo, Diamantina, Nova Lima, 

Ouro Branco, São Gonçalo do Rio Preto e Serranópolis 

de Minas 37 

Scinax longilineus (Lutz, 1968) MG: Nova Lima 53 ; Ouro Preto 56 ; Rio Acima 38 ; Belo 

Horizonte, Brumadinho, Congonhas do Campo e Ouro 

Branco 37 

Scinax luizotavioi (Caramaschi & Kisteumacher, 1989) MG: Santa Bárbara e São Gonçalo do Rio Abaixo 15 ; 

Nova Lima 53 ; Ouro Preto 56 ; Catas Altas 28 ; Brumadinho, 

Conceição do Mato Dentro, Congonhas do Campo e Ouro 

Branco 37 

Scinax machadoi (Bokermann & Sazima, 1973) MG:: Santana do Riacho 9 ; Catas Altas 28 ; Conceição do 

Mato Dentro 37 

Scinax maracaya (Cardoso & Sazima, 1980) MG: Nova Lima 23 

Scinax pachycrus (Miranda-Ribeiro, 1937) BA: Morro do Chapéu 42 

Scinax pinima (Bokermann & Sazima, 1973) MG: Santana do Riacho 9 

Scinax squalirostris (Lutz, 1925) MG: Santana do Riacho 30 ; Catas Altas 43 ; Buenópolis, 

Brumadinho, Conceição do Mato Dentro, Diamantina e 

Santo Antônio do Itambé 37 

Scinax x-signatus (Spix, 1824) MG: Botumirim e Cristália 36 ; 

BA: Lençóis e Morro do Chapéu 42 

Trachycephalus venulosus (Laurenti, 1768) MG: Santana do Riacho 30 

Hylodidae 

Hylodes otavioi (Sazima & Bokermann, 1983) MG: Santana do Riacho 61 ; Morro do Pilar 11 

Hylodes uai (Nascimento, Pombal & Haddad, 2001) MG: Ouro Preto 56 ; Belo Horizonte 54 ; Catas Altas 28 ; 

Caeté e Nova Lima 37 

Leiuperidae 

Physalaemus albifrons (Spix, 1824) MG: Serranópolis de Minas 37 

Physalaemus centralis (Bokermann, 1962) MG: Santana do Riacho e Diamantina 55 

Physalaemus cicada (Bokermann, 1966) BA: Morro do Chapéu 37 

Physalaemus cuvieri (Fitzinger, 1826) MG: Botumirim, Cristália e Grão Mogol 36 ; Santana do 

Riacho 34 ; Ouro Preto 56 ; Rio Acima 38 ; Catas Altas, 

Nova Lima e São Gonçalo do Rio Abaixo 55 ; Catas Altas 44 ; 

Belo Horizonte, Brumadinho, Conceição do Mato 

Dentro, Diamantina, Joaquim Felício, Nova Lima, Ouro 

Branco e Santo Antônio do Itambé 37 

Physalaemus deimaticus Sazima & Caramaschi, 1988 MG: Santana do Riacho 62 

Physalaemus erythros Caramaschi, Feio & Guimarães-Neto, 2003 MG: Ouro Preto 21 


continua...

...continuação da Anexo 1 



Physalaemus evangelistai Bokermann, 1967 MG: Santana do Riacho 6 ; São Gonçalo do Rio Preto 45 ; 

Catas Altas 44 ; Conceição do Mato Dentro 37 

Physalaemus fuscomaculatus (Steindachner, 1864) MG: Diamantina e Santana do Riacho 55 ; Buenópolis e 

Rio Vermelho 37 

Physalaemus maximus Feio, Pombal & Caramaschi, 1999 MG: Ouro Preto 2 

Pleurodema diplolister (Peters, 1870) MG: Cristália 36 ; 


Pseudopaludicola mineira Lobo, 1994 MG: Buenópolis e Santana do Riacho 46 ; Diamantina, 

Felício dos Santos e São Gonçalo do Rio Preto 37 

Pseudopaludicola saltica (Cope, 1887) MG: Santana do Riacho 46 ; Brumadinho, Catas Altas, 

Diamantina, Ouro Branco, Santana do Pirapama e Santo 

Antônio do Itambé 37 

Pseudopaludicola falcipes (Hensel, 1867) MG: Botumirim e Grão Mogol 36 ; Augusto de Lima e 

Diamantina 55 

Leptodactylidae 

Leptodactylus bokermanni Heyer, 1973 MG: Santana do Riacho 35 ; Catas Altas 12 ; Rio Vermelho 37 

Leptodactylus camaquara Sazima & Bokermann, 1978 MG: Santana do Riacho 60 ; São Gonçalo do Rio Preto 45 ; 

Conceição do Mato Dentro, Diamantina, Santo Antônio 

do Itambé e Serranópolis de Minas 37 

Leptodactylus cunicularius Sazima & Bokermann, 1978 MG: Santana do Riacho 60 ; Brumadinho, Congonhas do 

Campo, Diamantina, Ouro Branco, Ouro Preto e Santana 

do Riacho 37 

Leptodactylus furnarius Sazima & Bokermann, 1978 MG: Santana do Riacho 60 ; Botumirim 36 ; Brumadinho, 

Catas Altas, Diamantina, Santana do Riacho, São 

Gonçalo do Rio Preto e Serranópolis de Minas 37 ; 

BA: Abaíra e Palmeiras 42 ; Mucugê 51 

Leptodactylus fuscus (Schneider, 1799) MG: Botumirim e Cristália 36 ; Santana do Riacho 33 ; 


Horizonte, Conceição do Mato Dentro, Congonhas do 

Campo, Nova Lima, Ouro Branco e Rio Vermelho 37 

Leptodactylus jolyi Sazima & Bokermann, 1978 MG: Santana do Riacho 60 ; Catas Altas 43 ; Brumadinho, 

Conceição do Mato Dentro, Congonhas do Campo, 

Diamantina, Nova Lima, Ouro Branco, São Gonçalo do 

Rio Preto e Serranópolis de Minas 37 

Leptodactylus labyrinthicus (Spix, 1824) MG: Botumirim e Grão Mogol 36 ; Santana do Riacho 33 ; 

Ouro Preto 56 ; Rio Acima 38 ; Brumadinho, Conceição do 

Mato Dentro, Diamantina, Nova Lima, Santo Antônio do 

Itambé e Santana do Pirapama 37 ; 

BA: Bonito, Jussiape, Lençóis, Morro do Chapéu e Rio 

de Contas 42 

Leptodactylus mystaceus (Spix, 1824) BA: Lençóis 42 

Leptodactylus mystacinus (Burmeister, 1861) MG: Cristália 36 ; Catas Altas 44 ; 


Leptodactylus ocellatus (Linnaeus, 1758) MG: Grão Mogol 36 ; Nova Lima 53 ; Santana do Riacho 33 ; 

Ouro Preto 56 ; Catas Altas 43 ; Buenópolis, Conceição do 

Mato Dentro, Diamantina, Francisco Sá, Joaquim Felício, 

Nova Lima, Ouro Branco e Santo Antônio do Itambé 37 ; 

BA: Bonito, Lençóis, Morro do Chapéu, Mucugê e Rio de 

Contas 42 

continua... 





Leptodactylus syphax Bokermann, 1969 MG: Santana do Riacho 33 

Leptodactylus troglodytes Lutz, 1926 BA: Lençóis e Morro do Chapéu 42 

Microhylidae 

Dermatonotus muelleri (Boettger, 1885) BA: Rio de Contas e Morro do Chapéu 42 

Elachistocleis ovalis (Schneider, 1799) MG: Santana do Riacho 35 ; Botumirim 36 ; Catas Altas 44 ; 

Brumadinho, Conceição do Mato Dentro, Diamantina, 

Itambé do Mato Dentro e Nova Lima 37 

Strabomantidae 

Strabomantis aramunha (Cassimiro, Verdade & Rodrigues, 2008) BA: Mucugê 64 

LEGENDA 

1- (Afonso & Eterovick, 2007) 

2 - (Baêta et al., 2005) 

3 - (Baldissera et al., 2004) 

4 - (Bokermann, 1956) 

5 - (Bokermann, 1964) 

6 - (Bokermann, 1967a) 

7 - (Bokermann, 1967b) 

8 - (Bokermann & Sazima, 1973a) 

9 - (Bokermann & Sazima, 1973b) 

10 - (Bokermann & Sazima, 1978) 

11 - (C. Canedo, comunicação pessoal) 

12 - (Canelas & Bertoluci, 2007) 

13 - (Caramaschi, 2006) 

14 - (Caramaschi & Kisteumacher, 1988) 

15 - (Caramaschi & Kisteumacher, 1989a) 

16 - (Caramaschi & Kisteumacher, 1989b) 

17 - (Caramaschi & Sazima, 1984) 

18 - (Caramaschi & Sazima, 1985) 

19 - (Caramaschi et al., 2000) 





23 - (Cardoso & Sazima, 1980) 

24 - (Cassimiro et al., 2006) 

25 - (Cruz, 1982) 

26 - (Cruz & Caramaschi, 1998) 

27 - (Eterovick, 2000) 

28 - (Eterovick & Barata, 2006) 

29 - (Eterovick & Fernandes, 2001) 

30 - (Eterovick & Fernandes, 2002) 

31 - (Eterovick & Sazima, 1998) 


33 - (Eterovick & Sazima, 2000a) 

34 - (Eterovick & Sazima, 2000b) 


36 - (Feio & Caramaschi, 1995) 

37 - (F. S. F. Leite, registros pessoais) 

38 - (Grandinetti & Jacobi, 2005) 

39 - (Haddad & Martins, 1994) 

40 - (Heyer & Maxson, 1983) 

41 - (Heyer, 1999) 

42 - (Juncá, 2005) 

43 - (Koop et al., 2006) 

44 - (Kopp & Eterovick, 2006) 

45 - (Leite et al., 2006) 

46 - (Lobo, 1994) 

47 - (Lugli & Haddad, 2006a) 

48 - (Lugli & Haddad, 2006b) 

49 - (Lutz,A., 1925) 

50 - (Lutz, B., 1968) 

51 - (MZUEFS) 

52 - (Napoli & Juncá, 2006) 

53 - (Nascimento et al., 1994) 

54 - (Nascimento et al., 2001) 

55 - (Nascimento et al., 2005a) 

56 - (Pedralli et al., 2001) 

57 - (Pereira & Nascimento, 2004) 

58 - (Pombal Jr. & Caramaschi, 1995) 

59 - (Pugliese et al., 2004) 

60 - (Sazima & Bokermann, 1978) 

61 - (Sazima & Bokermann, 1982) 

62 - (Sazima & Caramaschi, 1986) 

63 - (Drummond et al., 2007) 

64 - (Cassimiro et al., 2008)

○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ 

Biodiversidade e conservação de peixes do 

Complexo do Espinhaço 

CARLOS BERNARDO MASCARENHAS ALVES 1 * 

CECÍLIA GONTIJO LEAL 2 

MARCELO FULGÊNCIO GUEDES DE BRITO 3 

ALEXANDRE CLISTENES DE ALCÂNTARA SANTOS 3 

1 Projeto Manuelzão, Universidade Federal de Minas Gerais – UFMG, Minas Gerais, Brasil. 

2 Universidade Federal de Lavras – UFLA, Minas Gerais, Brasil. 

3 Universidade Estadual de Feira de Santana – UEFS, Bahia, Brasil. 

* e-mail: curimata@netuno.lcc.ufmg.br 

RESUMO 

A riqueza de espécies da região Neotropical, em especial do Brasil, é relevante em relação à 

fauna de peixes de água doce atualmente conhecida no mundo. A região do Complexo do 

Espinhaço é ainda pouco conhecida, mas possui grande potencial de ocorrência de novas 

espécies de peixes e de endemismos, face às grandes lacunas de levantamentos sistematizados. 

Este trabalho apresenta um levantamento dos dados disponíveis na literatura que demonstrou 

a ocorrência de, pelo menos, 162 espécies. Destas, 27 são endêmicas e 12 constam 

em listas de espécies ameaçadas de extinção. Considerando-se a falta de conhecimento dessa 

fauna e a crescente expansão da ocupação humana e suas atividades decorrentes, a região do 

Complexo do Espinhaço merece especial atenção em termos de conservação. A criação de 

novas Unidades de Conservação, o respeito à legislação vigente no que se refere às áreas de 

proteção permanente (APP), o controle de potenciais impactos principalmente a introdução 

de espécies exóticas de peixes e deterioração da qualidade de água, aliadas ao incentivo da 

pesquisa, poderão garantir melhor conhecimento e a manutenção deste patrimônio em longo 

prazo. 

ABSTRACT 

Species richness in the Neotropical region, especially in Brazil, is significant considering all known 

freshwater fish species in the World. The Espinhaço Complex is still poorly known but has a great 

potential regarding to the occurrence of endemic and new fish species occurrence, due to large gaps 

of surveys. Available data in technical literature showed the presence of, at least, 162 fish species, 

from which 27 are endemic, 12 are mentioned in endangered species lists. Considering the lack of 

information about this fauna, and the increasing human occupation and its activities, the Espinhaço 

Complex region deserves special conservation attention. New Conservation Units establishment, the 

respect to the present regulations concerning Permanent Protection Areas, the control of potential 

impacts mainly to avoid alien species introductions and water quality deterioration, allied to research 

incentive, may guarantee better knowledge and the long term maintenance of this patrimony. 


202 | Biodiversidade e conservação de peixes do Complexo do Espinhaço 

INTRODUÇÃO 

A região Neotropical possui fauna de peixes das mais 

diversificadas do mundo. Apesar das disparidades entre 

as estimativas disponíveis na literatura em relação 

às espécies de água doce, a ordem de grandeza é superlativa: 

2.400-4.000 para McAllister et al. (1997), 

4.475 para Reis et al. (2003) e até mesmo cerca de 8.000 

(Schaefer, 1998). Considerando apenas o Brasil, estimativas 

apresentadas por Lewinsohn & Prado (2002) 

demonstraram a ocorrência de 2.657 espécies de peixes 

ósseos, número atualizado para 3.261 (Lewinsohn 

& Prado, 2005). Buckup & Menezes (2003, apud Agostinho 

et al. 2005) apontam a ocorrência de 2.122 espécies, 

enquanto McAllister et al. (1997) estimam em 

3.000 espécies de peixes de água doce exclusivas do 

país. 

Apesar de rico, esse patrimônio não está protegido 

e encontra-se ameaçado por vários fatores. A perda 

de hábitats, por exemplo, é considerada a principal 

causa de extinção de peixes de água doce no mundo 

(Dudgeon et al., 2006), seguida pela introdução de 

espécies exóticas (Miller et al., 1989; Moyle & Leidy, 

1992) e sobreexplotação (Allan et al, 2005.). O ritmo 

de devastação de ambientes naturais é crescente e 

acompanha o crescimento da população humana. 

A ampliação da fronteira agrícola, crescimento da 

exploração mineral, implantação de projetos para geração 

de energia elétrica, projetos de irrigação, desmatamento, 

expansão urbana, descarga de efluentes 

domésticos e industriais, disposição inadequada de 

lixo, entre outros, são fatores que levam à deterioração 

da qualidade das águas e destruição de hábitats 

aquáticos. Considerando que as águas superficiais continentais 

representam apenas 0,8% da superfície terrestre 

e que esses ambientes comportam cerca de 40% 

da riqueza de peixes conhecida (Nelson, 1994), os ambientes 

de água doce merecem especial atenção em 

relação ao esforço de conservação. 

No Brasil, várias áreas são pouco conhecidas do ponto 

de vista da riqueza de fauna e possuem altas taxas 

de endemismos; o Complexo do Espinhaço é uma delas. 

Situada nos estados de Minas Gerais e Bahia, esta 

cadeia de montanhas é rica em ambientes aquáticos, 

cabeceiras de várias bacias hidrográficas e endemismos 

de espécies animais e vegetais. O difícil acesso a 

algumas regiões do Complexo do Espinhaço, somado 

ao interesse reduzido em explorar ambientes de cabeceira, 

contribuem para a ausência de conhecimento 

sobre a ictiofauna desta cadeia com características 

tão peculiares. 


O presente trabalho tem o objetivo de realizar o 

levantamento das espécies de peixes atualmente conhecidas 

para a região do Espinhaço, detectando as lacunas 

de conhecimento, potenciais riscos para a sua 

conservação e necessidades de trabalhos futuros que 

garantam a preservação desse patrimônio, hoje pouco 

conhecido e ameaçado. 

METODOLOGIA 


O Complexo do Espinhaço é um conjunto de serras de 

aproximadamente 1.000 km de extensão, localizado 

entre o quadrilátero ferrífero, na região centro-sul de Minas 

Gerais, e a Chapada Diamantina, na porção central da 

Bahia (Derby, 1906) (Figura 1). Possui orientação no sentido 

N-S com largura variável, e altitudes superiores a 

1.000m, limitando-se à região de cabeceira das drenagens. 

A vegetação característica das altitudes mais elevadas 

é de campos rupestres, mas recebe também a influência 

de outros domínios, como a Mata Atlântica, 

Cerrado e Caatinga na cadeia de montanhas, o que propiciou 

o estabelecimento de diversas fitofisionomias 

(Derby, 1906). A região é banhada por dois grandes 

gupos hidrográficos: a bacia do rio São Francisco e as 

bacias costeiras do Atlântico Leste Brasileiro. Na bacia 

do rio São Francisco, uma série de sub-bacias da margem 

direita acompanha toda sua vertente oeste. Nenhum 

trecho da sua calha principal corta o Complexo, 

sendo delegado esse papel apenas aos seus tributários. 

Na face leste do Espinhaço predominam as cabeceiras 

de cursos d’água das bacias do Leste Brasileiro como 

Doce, Jequitinhonha, Mucuri, Pardo, Contas, Paraguaçu 

e Itapicuru, onde nascem e percorrem um caminho mais 

curto em direção ao Oceano Atlântico. 

Formação do banco de dados 

O presente trabalho foi realizado com base na consulta 

de dados secundários disponíveis na literatura científica, 

informações contidas na consulta ampla realizada 

para o Workshop Diagnóstico do Status do Conhecimento 

da Biodiversidade e de sua Conservação na 

Cadeia do Espinhaço e na experiência dos autores em 

levantamentos ictiofaunísticos. Estas informações foram 

organizadas de acordo com a ocorrência das espécies 

de peixes, as coordenadas geográficas dos locais 

amostrados, as bacias hidrográficas, status de conservação 

e endemismo, para posterior análise do caráter 

de insubstituibilidade de espécies (Brooks et al., 2006). 

Essas informações fundamentaram a elaboração de ma-

FIGURA 1 - Delimitação da área do Complexo do Espinhaço. 

pas, avaliação de áreas importantes para conservação 

e também de áreas carentes de informação e prioritárias 

para a realização de estudos. 

As espécies registradas fora dos limites estabelecidos, 

mas com mesma faixa de altitude de áreas contíguas 

ao Complexo do Espinhaço foram consideradas 

no presente levantamento. Outros taxa que foram identificados 

até o nível de gênero (p. ex., Gênero sp.), uma 

ou mais vezes (p. ex., sp.1, sp.2, sp.3 ou sp.A, sp.B, 

sp.C), ou por se tratar de espécie nova (sp.n), foram 

mantidas, porém com apenas uma citação. Essa foi uma 

medida conservadora, tendo em vista que pode haver 

mais de uma espécie englobada por apenas uma citação. 

Espécies com identificação incerta, citadas como 

cf. ou aff. (p. ex: Astyanax cf. scabripinnis e Astyanax aff. 

scabripinnis) foram ambas consideradas como cf. 

(Astyanax cf. scabripinnis). 

Alves, Leal, Brito & Santos | 203 

Algumas espécies foram cadastradas no banco de 

dados sem coordenadas geográficas precisas, mas o 

registro veio associado a uma localidade ou município. 

Para essas espécies o local foi determinado como 

sendo o ponto mais próximo ao rio da localidade descrita. 

Embora o grupo dos Rivulidae seja expressivo em 

número de espécies ameaçadas de extinção, o mesmo 

não foi considerado no presente trabalho em função 

das informações pouco precisas a respeito da ocorrência 

das espécies, impossibilitando sua verificação dentro 

dos limites do Complexo do Espinhaço. A biologia 

altamente especializada destas espécies e sua ocorrência 

em áreas extremamente limitadas (ambientes aquáticos 

temporários) dificultam a determinação de áreas 

de distribuição precisas. Muitas destas espécies possuem 

ocorrência limitada à localidade-tipo. 



RESULTADOS 

Riqueza de espécies de peixes 

No presente levantamento, foram registradas 162 espécies 

de peixes (Tabela 1), mesmo considerando que 

nos taxa identificados somente até o nível de gênero 

pode haver mais de uma espécie. As espécies estão distribuídas 

em seis ordens e 25 famílias, excetuando-se o 

pirá (Conorhynchos conirostris) cuja situação é insertae sedis 

na ordem Siluriformes. Deste total, 27 espécies são 

endêmicas e 14 exóticas às bacias hidrográficas que 

compõem o Complexo do Espinhaço (Anexo 1). As 

espécies listadas estão presentes nas bacias hidrográficas 

dos rios das Velhas, Paraopeba, Pardo, Doce, 

Paraguaçu e Jequitinhonha. A Figura 2 apresenta a 

distribuição espacial dos pontos de ocorrência destas 

espécies. Na figura 3 são apresentadas fotografias de 

algumas espécies mencionadas no texto. 

À exceção do trabalho de Lütken (1875) no rio das 

Velhas, importante tributário do rio São Francisco, poucas 

bacias hidrográficas brasileiras possuem dados históricos 

que permitam comparar a situação no passado 

com a atual. Registros históricos são importantes para 

mostrar o comportamento de populações numa escala 

temporal (Sheldon, 1988). Assim como em outras regiões 

do Brasil (Menezes et al., 1990), o conhecimento 

pretérito da ictiofauna do Complexo do Espinhaço é 

deficiente. Os poucos registros acerca da diversidade 

são, em sua maioria, publicações isoladas com descrição 

de espécies coletadas em expedições científicas 

pontuais. Recentemente estudos foram conduzidos 

contemplando comunidades de peixes do Espinhaço 

(Alves & Pompeu, 2001; Santos, 2003; Santos, 2005; 

Vieira et al., 2005). A investigação científica de Alves & 

Pompeu (2001) é uma comparação histórica com os resultados 

de Lütken (1875). Foi registrado acréscimo no 

número de espécies, principalmente de pequeno porte, 

bem como extinções locais nos 150 anos que separam 

os dois trabalhos (Pompeu & Alves, 2003). 

Atualmente, inventários globais de biodiversidade 

(p. ex. All Catfish Species Inventory [Inventário de Todas 

as Espécies de Bagres]) têm apoiado estudos para ampliar 

o conhecimento e explorar regiões nunca 

amostradas ou pouco conhecidas. Os resultados obtidos 

mostram uma média de descrições de espécies de 

Siluriformes superior à média histórica (Ferraris-Jr. & 

Reis, 2005). As lacunas de conhecimento ainda persistem 

e são necessários trabalhos nestas regiões, não só 

para determinar a diversidade local, como também os 

processos a que estas comunidades estão submetidas. 

Os poucos levantamentos disponíveis estão ou próxi- 


mos de grandes centros ou associados a pontos isolados 

em função de projetos de licenciamento ambiental 

ou mesmo interesse particular. Em função do grande 

número de bacias isoladas do leste brasileiro que possuem 

cabeceiras no Espinhaço, há um grande potencial 

de novas descobertas, ampliação da área de distribuição 

e eliminação de lacunas geográficas no conhecimento 

da fauna de peixes da região. 

Lacunas de conhecimentos 

Demonstrando a grande lacuna de conhecimento sobre 

os peixes do Complexo do Espinhaço e também 

o potencial da região para descoberta de novos taxa, 

somente no final do século passado e início do atual, 

25 espécies novas de peixes foram descritas, algo próximo 

de 15% do total registrado para área de estudo, a 

saber: os Characiformes Astyanax turmalinensis Triques, 

Vono & Caiafa 2003, Hyphessobrycon negodagua Lima & 

Gerhard 2001, Kolpotocheirodon figueiredoi Malabarba, 

Lima & Weitzman 2004 Moenkhausia diamantina Benine, 

Castro & Santos 2007, Myxiops aphos Zanata & Akama 

2004 e Salminus franciscanus Lima & Britski 2007, os Siluriformes: 

Aspidoras psammatides Britto, Lima & Santos 

2006, Copionodon lianae Campanario & de Pinna, 2000, 

Copionodon orthiocarinatus de Pinna, 1992, Copionodon 

pecten de Pinna 1992, Glaphyropoma rodriquesi de Pinna 

1992, Harttia garavelloi Oyakawa, 1993, Harttia leiopleura 

Oyakawa 1993, Harttia novalimensis Oyakawa 1993, 

Harttia novalimensis Oyakawa 1993, Harttia torrenticola 

Oyakawa 1993, Hypostomus chrysostiktos Birindelli, 

Zanata & Lima 2007, Kalyptodoras bahiensis Higuchi, 

Britski & Garavello 1990, Neoplecostomus franciscoensis 

Langeani 1990, Pareiorhaphis mutuca Oliveira & Oyakawa 

1999, Pareiorhaphis stephanus Oliveira & Oyakawa 1999, 

Thrichomycterus landinga Triques & Vono 2004, 

Trichomycterus itacambirussu Triques & Vono 2004, 

Trichomycterus jequitinhonhae Triques & Vono 2004, 

Trichomycterus trefauti Wosiacki 2004 e da ordem 

Cyprinodontiformes Phalloceros uai Lucinda 2008. 

Ressalte-se que grande parte dos registros presentes 

na lista ao nível de gênero pode se tratar de 

espécies novas para a ciência, mais ainda não descritas 

formalmente. É interessante notar o predomínio de Siluriformes 

em relação aos Characiformes. Talvez isso 

se deva ao hábito críptico dessas espécies, que vivem 

no fundo de rios e riachos, sob pedras, troncos e folhas 

do substrato. Casatti (2005) credita o predomínio de 

Siluriformes em trechos superiores à presença de 

trechos de corredeiras com pouca profundidade e 

substrato pedregoso. Bizerril & Primo (2001) em bacias 

hidrográficas do estado do Rio de Janeiro também

verificaram este mesmo padrão de domínio de Siluriformes 

em relação às demais ordens. 

Conservação da Ictiofauna 

(espécies ameaçadas, espécies endêmicas) 

Quatorze registros são mencionados em listas recentes 

de espécies ameaçadas de extinção, seja ao nível 

nacional (MMA, 2004) ou estadual (MG - comunicação 

pessoal Drummond) – Anexo 1. Pelo fato dos esforços 

para elaboração de listas de espécies ameaçadas serem 

relativamente recentes (excetuando-se casos isolados), 

e publicados em trabalhos acadêmicos ou em listas oficiais 

pelos estados ou nacional, ainda há uma carência 

de informações sobre biologia, ocorrência e distribuição, 

e também sobre alterações ao longo do tempo. 

Certamente as listas seriam maiores e teriam maior base 

técnica se houvesse um maior esforço para obtenção 

das informações básicas necessárias para avaliações 

mais precisas. 

Estudos realizados na Serra do Cipó por Vieira et al. 

(2005) mostram que o Parque Nacional da Serra do Cipó 

protege apenas 16 das 48 espécies registradas nas cabeceiras 

dos rios Cipó (bacia do rio São Francisco) e 

Santo Antônio (bacia do Rio Doce). As áreas de entorno 

do Parque concentram fauna rica e também diversificada 

(22 espécies), inclusive com ocorrência de espécie 

ameaçada de extinção (Pareiorhaphis mutuca). Se fossem 

adicionados os dados de Alves & Pompeu (2001), que 

recentemente também realizaram coletas imediatamente 

a jusante do Parque, essa disparidade seria ainda 

maior, com acréscimo de outras 8 espécies. Esse fato 

reforça a idéia de que as áreas protegidas brasileiras 

são baseadas na fisionomia da vegetação ou relacionadas 

com a ocorrência de fauna terrestre. Geralmente 

ocupam áreas de cabeceiras, que até possuem 

ictiofauna característica, mas pecam em não proteger 

áreas baixas das bacias, que concentram espécies de 

porte variado, migradoras ou não, mas que estão mais 

suscetíveis aos impactos da ocupação humana. Master 

(1990, apud Angermeier, 1995) estima que as taxas que 

colocam em risco as espécies dentro dos maiores grupos 

aquáticos, como peixes, caranguejos e moluscos, 

são de três a oito vezes maiores do que para aves e 

mamíferos. Há, portanto, a necessidade de levar em consideração 

a fauna aquática (peixes e outros grupos como 

bentos, zooplâncton e fitoplâncton) para a criação de 

reservas naturais com objetivos de conservação do patrimônio 

ambiental brasileiro. 

Em nível nacional, áreas prioritárias para conservação 

de peixes e/ou biota aquática, abrangem os limites 

do Complexo do Espinhaço. Trechos de cursos d’água 


são relacionados nas seguintes categorias: (1) extrema 

importância biológica (rio Jequitinhonha e alto rio Santo 

Antônio); (2) importância biológica muito alta (alto 

rio Paraguaçu); (3) importância biológica alta (médio rio 

Paraguaçu); e (4) insuficientemente conhecidas, mas de 

provável importância biológica (rios Itapicuru, 

Paraguaçu – em seu trecho em domínio de Mata Atlântica, 

Contas, Pardo e Jacuípe) (MMA/SBF, 2002). 

Das áreas consideradas prioritárias para conservação 

da ictiofauna no estado de Minas Gerais (Drummond 

et al, 2005), seis encontram-se parcial ou totalmente 

no Complexo do Espinhaço: alto rio Jequitinhonha, bacia 

do alto rio Pardo, bacia do rio Suaçuí Grande, tributários 

do rio das Velhas, rio Preto e região do alto rio 

Santo Antônio. O rio Santo Antônio, bacia do rio Doce, 

em particular, é um exemplo de descaso com a fauna 

aquática. Esta é a única sub-bacia na qual o andirá 

(Henochilus wheatlandii) tem ocorrência no mundo (Vieira 

et al, 2000; Vieira & Alves, 2001). O fato de figurar na 

lista de espécies ameaçadas de extinção, e a região ser 

considerada área de interesse especial para conservação 

no estado, não impedem que empreendimentos 

hidrelétricos sejam propostos. A construção e operação 

de barragens também é um problema nas demais 

áreas citadas que, apesar de possuírem elevada importância 

biológica, sofrem ameaças constantes devido à 

poluição, assoreamento, desmatamento, mineração e 

introdução de espécies exóticas (Drummond et al, 2005). 

Outra espécie sob forte ação antrópica é o cascudinho 

P. mutuca. Seus registros apontam para a área mais 

populosa do Complexo do Espinhaço que apresenta intensa 

exploração de jazidas minerais e recentemente 

muito valorizada comercialmente para expansão imobiliária. 

A indicação de áreas prioritárias para conservação 

é apenas o primeiro passo para a definição de medidas 

de proteção das espécies, que devem abranger diversos 

segmentos da sociedade. É necessário reunir esforços 

para eliminar ou reduzir os fatores de impacto ambiental, 

e sobretudo, investir em estudos de distribuição 

das espécies, preenchendo lacunas de conhecimento. 

Tais estudos fornecem as informações que atualmente 

servem de base para as medidas de conservação no 

Brasil. Em Minas Gerais, as ações de conservação da 

ictiofauna são muito modestas, restringindo-se à aplicação 

de multas por danos ambientais, interdição 

temporária da pesca e sua fiscalização (Drummond 

et al, 2005). Em geral as áreas oficialmente definidas 

como prioritárias para conservação não são consideradas 

nos processos de licenciamento de novos empreendimentos. 



TABELA 1 – Lista das espécies de peixes registradas no Complexo do Espinhaço. 

TÁXON NOME POPULAR 

ORDEM CHARACIFORMES 

Família Parodontidae 

1 Apareiodon ibitiensis Amaral Campos 1944 Canivete 

2 Apareiodon itapicuruensis Eigenmann & Henn 1916 Canivete 

3 Apareiodon piracicabae (Eigenmann 1907) Canivete 

4 Apareiodon sp. Canivete 

5 Parodon hilarii Reinhardt 1867 Canivete 

Família Curimatidae 

6 Cyphocharax gilbert (Quoy & Gaimard 1824) Sagüiru 

7 Steindachnerina corumbae Pavanelli & Britski 1999 Sagüiru 

8 Steindachnerina elegans (Steindachner 1875) Sagüiru 

Família Prochilodontidae 

9 Prochilodus costatus Valenciennes 1850 Curimatá-pioa 

Família Anostomidae 

10 Leporellus vittatus (Valenciennes 1850) Piau-rola, Piancó 

11 Leporinus amblyrhynchus Garavello & Britski 1987 Timburé 

12 Leporinus bahiensis Steindachner 1875 

13 Leporinus cf. thayeri Borodin 1929 

14 Leporinus copelandii Steindachner 1875 Piau-vermelho 

15 Leporinus crassilabris Borodin 1929 Piapara 

16 Leporinus elongatus Valenciennes 1850 Piapara 

17 Leporinus garmani Borodin 1919 

18 Leporinus marcgravii Lütken 1875 Timburé 

19 Leporinus mormyrops Steindachner 1875 Timburé 

20 Leporinus obtusidens (Valenciennes 1837) Piau-verdadeiro 

21 Leporinus reinhardti Lütken 1875 Piau-três-pintas 

22 Leporinus sp. 

23 Leporinus steindachneri Eigenmann 1907 Piau-branco 

24 Leporinus taeniatus Lütken 1875 Piau, Timburé 

Família Crenuchidae 

25 Characidium cf. timbuiense Travassos 1946 

26 Characidium cf. zebra Eigenmann 1909 

27 Characidium cf. bahiense Almeida 1971 

28 Characidium fasciatum Reinhardt 1867 

29 Characidium lagosantense Travassos, 1947 

30 Characidium sp. 

Família Characidae 

31 Astyanax cf. scabripinnis (Jenyns 1842) Lambari 

32 Astyanax bimaculatus (Linnaeus 1758) Lambari-do-rabo-amarelo 


continua...



33 Astyanax cf. taeniatus (Jenyns 1842) Lambari 

34 Astyanax eigenmanniorum (Cope 1894) Lambari 

35 Astyanax fasciatus (Cuvier 1819) Lambari-do-rabo-vermelho 

36 Astyanax sp. Lambari 

37 Astyanax turmalinensis Triques, Vono & Caiafa 2003 

38 Brycon nattereri Günther 1864 Pirapitinga 

39 Brycon opalinus (Cuvier 1819) Piabanha 

40 Brycon sp. n. 

41 Bryconamericus stramineus Eigenmann 1908 Piaba 

42* Colossoma macropomum (Cuvier 1816) Tambaqui 

43 Compsura heterura Eigenmann 1915 Piaba 

44 Deuterodon cf. pedri Eigenmann 1908 Lambari 

45 Hasemania nana (Lütken 1875) Piaba 

46 Henochilus wheatlandii Garman 1890 Andirá 

47 Hemigrammus marginatus Ellis 1911 Piaba 

48 Hyphessobrycon cf. gracilis (Lütken 1875) Piaba 

49 Hyphessobrycon negodagua Lima & Gerhard 2001 

50 Hyphessobrycon sp. 

51 Hysteronotus megalostomus Eigenmann 1911 Piaba 

52 Kolpotocheirodon figueiredoi Malabarba, Lima & Weitzman 2004 

53 Moenkhausia diamantina Benine, Castro & Santos 2007 

54 Myleus micans (Lütken 1875) Pacu 

55 Myxiops aphos Zanata & Akama 2004 

56 Oligosarcus argenteus Günther 1864 Lambari-bocarra 

57 Oligosarcus macrolepis (Steindachner, 1876) 

58 Oligosarcus sp. 

59 Phenacogaster franciscoensis Eigenmann 1911 Piaba 

60 Piabina argentea Reinhardt 1867 Piaba 

61 Tetragonopterus chalceus Spix & Agassiz 1829 Piaba-rapadura, Zoiúda 

62 Triportheus guentheri (Garman 1890) Piaba-rapadura 

63 Salminus franciscanus Lima & Britski 2007 Dourado 

64 Salminus hilarii Valenciennes 1850 Tabarana, Dourado-branco 

65 Serrapinnus heterodon (Eigenmann 1915) Piaba 

66 Serrapinnus piaba (Lütken 1875) Piaba 

67 Serrasalmus brandtii Lütken 1875 Pirambeba 

Família Acestrorhynchidae 

68 Acestrorhynchus lacustris (Lütken 1875) Peixe-cachorro 

Família Erythrinidae 

69 Hoplerythrinus unitaeniatus (Spix & Agassiz 1829) Jeju 


continua... 





70* Hoplias cf. lacerdae Miranda Ribeiro 1908 Trairão 

71 Hoplias malabaricus (Bloch 1794) Traíra 

ORDEM SILURIFORMES 

Incertae Sedis 

72 Conorhynchos conirostris (Valenciennes 1840) Pirá 

Família Aspredinidae 

73 Bunocephalus sp. 

Família Trichomycteridae 

74 Copionodon lianae Campanario & de Pinna 2000 

75 Copionodon orthiocarinatus de Pinna 1992 

76 Copionodon pecten de Pinna 1992 

77 Homodiaetus sp. Candiru 

78 Ituglanis sp. 

79 Glaphyropoma rodriquesi de Pinna 1992 

80 Stegophilus insidiosus Reinhardt 1859 Candiru 

81 Trichomycterus cf. alternatus (Eigenmann 1917) Cambeva 

82 Trichomycterus cf. brasiliensis Lütken 1874 Cambeva 

83 Trichomycterus cf. immaculatus (Eigenmann & Eigenmann 1889) Cambeva 

84 Trichomycterus itacambirussu Triques & Vono 2004 Cambeva 

85 Trichomycterus jequitinhonhae Triques & Vono 2004 Cambeva 

86 Trichomycterus landinga Triques & Vono 2004 Cambeva 

87 Trichomycterus sp. 

88 Trichomycterus trefauti Wosiacki 2004 Cambeva 

89 Trichomycterus vermiculatus (Eigenmann 1917) Cambeva 

Família Callichthyidae 

90 Aspidoras psammatides Britto, Lima & Santos 2005 

91 Aspidoras sp. 

92 Corydoras cf. garbei Ihering 1911 

Família Loricariidae 

93 Delturus brevis Reis & Pereira, 2006 

94 Harttia garavelloi Oyakawa 1993 

95 Harttia leiopleura Oyakawa 1993 

96 Harttia novalimensis Oyakawa 1993 

97 Harttia sp. 

98 Harttia torrenticola Oyakawa 1993 

99 Hemipsilichthys sp. Cascudinho 

100 Hisonotus sp. Cascudinho 

101 Hypostomus affinis (Steindachner 1877) Cascudo 


continua...



102 Hypostomus cf. commersonii Valenciennes 1836 Cascudo 

103 Hypostomus chrysostiktos Birindelli, Zanata & Lima 2007 

104 Hypostomus garmani (Regan 1904) Cascudo 

105 Hypostomus macrops (Eigenmann & Eigenmann 1888) Cascudo 

106 Hypostomus margaritifer (Regan 1908) Cascudo 

107 Hypostomus sp. 

108 Neoplecostomus franciscoensis Langeani 1990 Cascudinho 

109 Neoplecostomus sp. 

110 Otocinclus sp. 

111 Pareiorhaphis mutuca (Oliveira & Oyakawa 1999) Cascudinho 

112 Pareiorhaphis stephanus (Oliveira & Oyakawa 1999) 

113 Pareiorhina sp. 

114 Parotocinclus bahiensis (Miranda-Riberio 1918) 

115 Parotocinclus sp. 

116 Rineloricaria sp. 

Família Pseudopimelodidae 

117 Cephalosilurus fowleri Haseman 1911 Bagre-sapo, pacamã 

Família Heptapteridae 

118 Cetopsorhamdia cf. iheringi Schubart & Gomes 1959 Bagrinho 

119 Cetopsorhamdia sp. 

120 Heptapteridae gen. n. 

121 Heptapterus sp. 

122 Imparfinis sp. 

123 Imparfinnis minutus (Lütken 1875) Mandizinho 

124 Phenacorhamdia cf. somnians (Mees 1974) Bagrinho 

125 Pimelodella itapicuruensis Eigenmann 1917 

126 Pimelodella lateristriga (Lichtenstein 1823) Chorão 

127 Pimelodella sp. 

128 Rhamdia quelen (Quoy & Gaimard 1824) Bagre 

129 Rhamdia jequitinhonha Silfvergrip, 1996 Bagre 

Família Pimelodidae 

130 Duopalatinus emarginatus (Valenciennes 1840) Mandiaçu 

131 Pimelodus fur (Lütken 1874) Mandi-prata 

132 Pimelodus maculatus Lacepède 1803 Mandi-amarelo 

133 Pseudoplatystoma corruscans (Spix & Agassiz 1829) Surubim 

Família Doradidae 

134 Franciscodoras marmoratus (Reinhardt, 1874) Mandi-serrudo 

135 Kalyptodoras bahiensis Higuchi, Britski & Garavello 1990 Peracuca 

136 Wertheimeria maculata Steindachner 1877 Roncador 


continua... 





Família Auchenipteridae 

137 Trachelyopterus galeatus (Linnaeus 1766) Cangati 

138 Trachelyopterus sp. 

Família Clariidae 

139* Clarias gariepinus (Burchell 1822) Bagre-africano 

ORDEM GYMNOTIFORMES 

Família Gymnotidae 

140 Gymnotus cf. carapo Linnaeus 1758 Sarapó, Tuvira 

141 Gymnotus sp. Sarapó 

Família Sternopygidae 

142 Eigenmannia cf. virescens (Valenciennes 1836) Peixe-espada 

143 Sternopygus macrurus (Bloch & Schneider 1801) Sarapó 

Família Apteronotidae 

144 Apteronotus brasiliensis (Reinhardt 1852) Sarapó 

ORDEM CYPRINODONTIFORMES 

Família Poeciliidae 

145 Pamphorichthys hollandi (Henn 1916) Barrigudinho 

146 Phalloceros uai (Lucinda 2008) Barrigudinho 

147* Poecilia reticulata Peters 1859 Lebiste, Barrigudinho 

148 Poecilia sp.n. 

149 Poecilia vivipara Bloch & Schneider 1801 Barrigudinho 

150* Xiphophorus hellerii Heckel 1848 Espadinha 

ORDEM PERCIFORMES 

Família Cichlidae 

151* Astronotus ocellatus (Agassiz 1831) Apaiari 

152 Australoheros (Jenyns 1842) Cará-preto 

153 Cichlasoma sanctifranciscense Kullander 1983 Cará 

154* Cichla cf. temensis Tucunaré 

155* Cichla sp. 

156 Geophagus brasiliensis (Quoy & Gaimard 1824) Cará 

157* Oreochromis sp. Tilápia 

158* Tilapia rendalli (Boulenger 1897) Tilápia 

159* Tilapia sp. 

Família Centrarchidae 

160* Lepomis gibbosus (Linnaeus 1758) Perca-do-sol 

161* Micropterus salmoides (Lacepède 1802) Black-bass 

ORDEM CYPRINIFORMES 

Família Cyprinidae 

162* Cyprinus carpio Linnaeus 1758 Carpa 

* Espécies exóticas aos rios do Complexo do Espinhaço. 


FIGURA 2 - Distribuição espacial dos pontos de ocorrência das espécies. 




FIGURA 3 - Peixes endêmicos das bacias que compõem o Complexo do Espinhaço: (1) Henochilus wheatlandii, (2) Moenkhausia 

diamantina, (3) Brycon opalinus, (4) Characidium lagossantense, (5) Leporinnus thayeri, (6) Leporinus bahiensis, 

(7) Francicodoras marmoratus, (8) Conorhynchos conirostris, (9) Hypostomus chrysostiktos, (10) Kalyptodoras bahiense, 

(11) Neoplecostomus franciscoensis, (12) Harttia novalimensis, (13) Pareiorhaphis mutuca. 


Impactos ambientais 

Contrastando com a falta de conhecimento, impactos 

existentes e potenciais ameaçam essa fauna, mesmo antes 

de ser suficientemente conhecida. Ao largo do Complexo 

do Espinhaço diversas regiões padeceram com a 

exploração de jazidas minerais (p. ex. ouro, diamante, 

minério de ferro), sendo uma prática ainda comum em 

várias regiões. Talvez seja este o primeiro grande impacto 

com ações diretas na fauna aquática. Atualmente, 

a expansão imobiliária, as queimadas, mineração, o 

represamento de rios, atividades agropecuárias e a introdução 

de espécies exóticas figuram entre as principais 

ameaças para as espécies de peixes do Espinhaço. 

CONCLUSÕES 

As informações apresentadas permitem concluir que 

ainda são insuficientes os esforços realizados até o presente 

para caracterizar o potencial do Complexo do 

Espinhaço, apesar do número de registros obtido (162 

espécies), tendo em vista as enormes lacunas e completa 

ausência de informações em certas áreas. A baixa 

riqueza de espécies dessas áreas pode ser atribuída à 

falta de estudos. O pouco que está publicado aborda a 

descrição de espécies novas e não estudos sobre o conjunto 

de espécies propriamente dito, ou sobre a sua 

biologia, distribuição, etc. Em alguns casos se conhece 

apenas a distribuição dos exemplares utilizados para a 

descrição da espécie. Há, também, um grande volume 

de dados levantados em estudos de impacto ambiental 

para licenciamento de empreendimentos que permanecem 

indisponíveis em relatórios técnicos. 

Para traçar medidas de conservação das espécies é 

necessária uma visão do sistema aquático, além de conhecer 

as peças envolvidas no processo (Sheldon, 1988). 

Investimentos no mapeamento da biodiversidade devem 

ser estimulados em função dos impactos cada vez 

mais freqüentes e crescentes. Para espécies com distribuição 

geográfica restrita, a vulnerabilidade é maximizada 

pela ameaça de um simples evento catastrófico 

seja ele natural ou antrópico (Angermeier, 1995). Posteriormente, 

questões biogeográficas, relação espécieárea 

e conectividade do sistema passam a ocupar o foco 

do conhecimento. O conjunto de espécies endêmicas e 

ameaçadas de extinção ainda não possui garantia de 

conservação em Unidades de Conservação formais do 

Espinhaço. 

Considerando-se o fato de que as medidas de conservação 

brasileiras fundamentam-se basicamente em informações 

sobre distribuição e ocorrência de espécies, 


fica clara a prioridade que deve ser atribuída aos estudos 

de inventário e descrição de espécies. A deficiência 

do conhecimento da ictiofauna do Complexo do 

Espinhaço torna-se uma relevante justificativa para se 

conservar uma região tão importante no Brasil, incentivando 

iniciativas que possam reverter o quadro atual. 

Recomendações 

Com base nos resultados dessa primeira avaliação 

sobre a fauna de peixes do Complexo do Espinhaço, 

recomenda-se: 

• Incentivo aos inventários nas áreas de lacuna de estudos 

e investigação sobre a biologia básica das espécies 

de peixes; 

• determinação dos principais impactos que atualmente 

ameaçam as espécies de peixes e implantação 

de medidas para eliminá-los ou, pelo menos, 

minimizá-los; 

• dar-se especial atenção para evitar a introdução de 

espécies exóticas de peixes, principalmente aquelas 

de maior porte, híbridos utilizados em piscicultura e 

espécies de hábito alimentar carnívoro; 

• exigência de cumprimento da legislação vigente no 

que concerne às áreas de preservação permanente 

(APP), principalmente nascentes, encostas de maior 

declividade, faixa de vegetação ciliar proporcionais 

à largura dos cursos d’água, etc.; 

• criação de Unidades de Conservação voltadas para a 

proteção da biota aquática, principalmente onde haja 

alta taxa de endemismos e/ou espécies ameaçadas 

de extinção, ou ainda nas áreas de alta insubstituibilidade 

decorrente das simulações com os dados disponíveis; 

• apoio às Unidades de Conservação existentes, com 

incentivo para os levantamentos biológicos, topográficos, 

hidrográficos, climáticos, etc., visando a 

elaboração dos respectivos Planos de Manejo; 

• apoio às medidas de controle, fiscalização e monitoramento 

de empreendimentos, cidades e atividades 

que possam trazer prejuízo à qualidade da água. 


Os autores expressam seus agradecimentos à Conservação 

Internacional do Brasil, Instituto Biotrópicos e 

Fundação Biodiversitas, em especial ao agrônomo Cássio 

Soares Martins, pela confecção dos mapas apresentados 

no presente trabalho, e aos pesquisadores de 

várias instituições que participam da consulta ampla. 

Agradecem também aos biólogos Fábio Vieira pelo fornecimento 

de fotografias de Henochilus wheatlandii, 



Brycon opalinus e Leporinus thayeri, Marcelo Melo de 

Moenkhausia diamantina e Marcelo Britto de Aspidoras 

psammatides, apresentadas na Figura 1. 

REFERÊNCIA BIBLIOGRÁFICA 

Agostinho, A.A., S.M. Thomaz & L.C. Gomes. 2005. Conservação 

da biodiversidade em águas continentais do Brasil. 

Megadiversidade 1:70-78. 

Allan, J.D., R. Abell, Z. Hogan, C. Revenga, B.W. Taylor, R.L. 

Welcomme & K. Winemiller. 2005. Overfishing of Inland 

Waters. BioScience 55(12):1041-1051. 

Alves, C.B.M. & P.S. Pompeu. 2001. A fauna de peixes da bacia 

do rio das Velhas no final do século XX. In: C.B.M. Alves & P.S. 

Pompeu (eds.). Peixes do Rio das Velhas, Passado e Presente. 

pp 165-187. Segrac, Belo Horizonte. 

Angermeier, P.L. 1995. Ecological Attributes of Extinction-Prone 

Species: Loss of Freshwater Fishes of Virginia. Conservation 

Biology 9(1): 143–158. 

Benine, R.C.; R.M.C. Castro & A.C.A. Santos. 2007. A new 

Moenkhausia Eigemmann, 1903 (Ostariophysi: Characiformes) 

from Chapada Diamantina, rio Paraguaçu Basin, Bahia, 

Northeastern Brazil. Neotropical Ichthyology. 5(3): 259-262. 

Birindelli, J.L.O.; A.M. Zananta & F.C.T. Lima. 2007. Hypostomus 

chrysostiktos, a new species of armored catfish (Siluriformes, 

Loricariidae) from rio Paraguaçu, Bahia State, Brazil. 

Neotropical Ichthyology. 5(3): 271-278. 

Bizerril, C.R.F.S. & P.B.S. Primo. 2001. Peixes de águas interiores 

do Estado do Rio de Janeiro. FEMAR-SEMADS, Rio de Janeiro. 

417 p. 

Britto, M., F.C.T. Lima & A.C.A. Santos. 2005. A new Aspidoras 

(Siluriformes: Callichthydae) from rio Paraguaçu basin, Chapada 

Diamantina, Brasil. Neotropical Ichthyology 3(4): 473- 

479. 

Brooks, T.M., R.A. Mittermeier, G.A.B. Fonseca, J. Gerlach, M. 

Hoffmann, J.F. Lamoreux, C.G. Mittermeier, J.D. Pilgrim & A.S.L. 

Rodrigues. 2006. Global biodiversity conservation priorities. 

Science 313: 58-61. 

Campanario, C.M. & M.C.C. de Pinna. 2000. A new species of 

the primitive trichomycterid subfamily Copionodontinae from 

Northeastern Brazil (Teleostei: Trichomycteridae). 

Ichthyological Explorations of Freshwaters 11(4): 369-375. 

Casatti, L. 2005. Fish assemblage structure in a first order stream, 

southeastern Brazil: longitudinal distribution, seasonality, and 

microhabitat diversity. Biota Neotropica 5(1): 1-9. 

Castro, R.M.C., R.P. Vari, F. Vieira & C. de Oliveira. 2004. A 

phylogenetic analysis and redescription of the genus 

Henochilus (Characiformes: Characidae). Copeia 3: 496-506. 

de Pinna, M.C.C. 1992. A new subfamily of Trichomycteridae, 

lower Loricarioid relationships, and a discussion on the impact 

of additional taxa for phylogenetic analysis (Teleostei, Siluriformes). 

Zoological Journal of The Linnean Society 106: 175- 

229. 

Derby, O.A. 1906. The Serra of Espinhaço, Brazil. Journal of 

Geology 14: 374–401. 


Drummond, G.M. C.S. Martins, A.B.M. Machado, F.A. Sebaio & 

Y. Antonini (orgs.). 2005. Biodiversidade em Minas Gerais - 

Um Atlas para sua Conservação. 2ª ed. 222 p. Fundação Biodiversitas, 


Dudgeon, D., A.H. Arthington, M.O. Gessner, Z. Kawabata, D.J. 

Knowler, C. Lévêque, R.J. Naiman, A. Prieur-Richard, D. Soto, 

M.L.J. Stiassny & C.A. Sullivan. 2006. Freshwater biodiversity: 

importance, threats, status and conservation challenges. 

Biological Review 81:163–182. 

Ferraris Jr., C.J. & R.E. Reis. 2005. Neotropical catfish diversity: an 

historical perspective. Neotropical Ichthyology 3(4): 453-454. 

Inter-Institutional Database of Fish Biodiversity in the Neotropics 

(Neodat). 1999. Disponível em: http://www.neodat.org/ 

(acessado em 2006). 

Langeani, F. 1990. Revisão do gênero Neoplecostomus Eigenmann 

& Eigenmann, 1888, com a descrição de quatro novas espécies 

do sudeste brasileiro (Ostariophysi, Siluriformes, 

Loricariidae). Comunicações do Museu de Ciências e Tecnologia 

da PUCRS, Série Zoologia 3(1): 03-31. 

Lewinsohn, T.M. & P.I. Prado. 2002. Biodiversidade Brasileira : 

siìntese do estado atual do conhecimento. Editora Contexto. 

São Paulo, Brasil. 176 p. 

Lewinsohn, T.M. & P.I. Prado. 2005. How Many Species Are There 

in Brazil? Conservation Biology 19(3): 619-624. 

Lima, F.C.T. & H.A. Britski. 2007. Salminus franciscanus, a new 

from the rio São Francisco basin, Brazil (Ostariophysi: 

Characiformes: Characidae). Neotropical Ichthyology 5(3): 

237-244. 

Lima, F.C.T. & P. Gerhard. 2001. A new Hyphessobrycon 

(Characiformes: Characidae) from Chapada Diamantina, Bahia, 

Brazil, with notes on its natural history. Ichthyological 

Exploration of Freshwaters 12(2): 105-114. 

Lucinda, P.H.F. 2008. Systematics and Biogeography of the 

poecilid fishes genus Phalloceros, with the descriptions of 

twenty-one new species. Neotropical Ichthyology 6(2): 113- 

158. 

Lütken, C.F. 1875. Velhas-Flodens fiske. Et bidrag til Brasiliens 

ichthyologi. Elfter Professor J. Reinhardt indsamlinger og 

optegnelser. Kon Dank Vidensk Selsk Skrift (Kjoebenhavn) 12: 

122-252. 

Magalhães, A.L.B. de & A.L. Silveira. 2001. Primeiro registro da 

perca-sol Lepomis gibbosus (Linnaeus, 1758) (Pisces: 

Centrarchidae) no Brasil: um peixe exótico no Parque Estadual 

do Itacolomi, MG. Bios 9(9): 95-99. 

Malabarba, L.R., F.C.T. Lima & S.H. Weitzman. 2004. A new 

species of Kolpotocheirodon (Teleostei: Characidae: 

Cheirodontinae: Compsurini) from Bahia, northeastern Brazil, 

and a new diagnosis for the genus. Proceedings of the 

Biological Society of Washington 117(2): 317-329. 

McAllister, D.E., A.L. Hamilton & B. Harvey. 1997. Global 

freshwater biodiversity: striving for the integrity of freshwater 

ecosystems. Sea Wind 11:1-140. 

Menezes, N.A., R.M.C. Castro, S.H. Weitzman & M.J. Weitzman. 

1990. Peixes de riacho da Floresta Atlântica Costeira Brasileira: 

um conjunto pouco conhecido e ameaçado de vertebrados. 

In: II Simpósio de Ecossistemas da Costa Sul e Sudeste 

Brasileira: Estrutura, Função e Manejo. Academia de Ciências 

do Estado de São Paulo, 1: 290-295.

Miller, R.R., J.D. Williams, & J.E. Williams. 1989. Extinctions 

of North American fishes during the past century. Fisheries 

14(6): 22-38. 

Ministério do Meio Ambiente (MMA). 2004. Lista Nacional das 

Espécies de Invertebrados Aquáticos e Peixes Ameaçados de 

Extinção. Instrução Normativa nº 5 (21/maio/2004). 

MMA/SBF. 2002. Avaliação e identificação de áreas prioritárias 

para a conservação, utilização sustentável e repartição 

dos benefícios da biodiversidade nos biomas brasileiros. 

Brasília. 404p. 

Moyle, P.B. & R.A. Leidy. 1992. Loss of biodiversity in aquatic 

ecosystems: evidence from fish faunas. In: P.L. Fielder & S.K. 

Jain (eds.). Conservation Biology: the Theory and Practice of 

Nature Conservation, Preservation and Management. pp 127- 

169. Chapman and Hall, New York City, New York, USA. 

Nelson, J.S. 1994. Fishes of the world. New York: J.Wiley. 624p. 

Oliveira, J.C. & O.T. Oyakawa. 1999. Two new species of 

Hemipsilichthys (Teleostei, Siluriformes, Loricariidae) from 

Serra do Espinhaço, Minas Gerais, Brazil. Ichthyological 

Exploration of Freshwaters 10(1): 73-80. 

Oyakawa, O.T. 1993. Cinco espécies novas de Harttia Steindachner, 

1876 da região sudeste do Brasil, e comentários sobre o gênero 

(Teleostei, Siluriformes, Loricariidae). Comunicações do 

Museu de Ciências e Tecnologia da PUCRS 6: 3-27. 

Pompeu P.S. & C.B.M. Alves. 2003. Local fish extinction in a 

small tropical lake in Brazil. Neotropical Ichthyology 1(2): 

133-135. 

Reis, R.E., S.O. Kullander & C.J. Ferraris Jr. 2003. Check list of 

the freshwater fishes of South and Central America. Editora 

da Pontifícia Universidade Católica do Rio Grande do Sul. 

Porto Alegre, Brazil. 729 p. 

Reis, R.E, E.H.L. Pereira & J.W. Armbruster. 2006. Delturinae, a 

new loricariid catfish subfamily (Teleostei, Siluriformes), with 

revisions of Delturus and Hemipsilichthys. Zoological Journal 

of the Linnean Society 147: 277–299. 

Santos, A.C.A. 2003. Caracterização da ictiofauna do alto rio 

Paraguaçu na região da Chapada Diamantina da Bahia, com 

ênfase nos rios Santo Antônio e São José (Lençóis, Bahia). 

Tese de Doutorado, Universidade Federal do Rio de Janeiro, 



Santos, A.C.A. 2005. Peixes. In: F.A. Juncá, L. Funch & R. Rocha 

(eds.). Biodiversidade e Conservação da Chapada Diamantina. 

pp. 295-317. MMA, Brasília. 

Schaefer, S.A. 1998. Conflict and resolution: impact of new taxa 

on phylogenetic studies of the neotropical cascudinhos 

(Siluroidei: Loricariidae). In: L.R. Malabarba, R.E. Reis, R.P. Vari, 

Z.M.S. Lucena, & C.A.S. Lucena (eds.). pp. 375-400. Phylogeny 

and Classification of Neotropical Fishes. EDIPUCRS, Porto 

Alegre, Rio Grande do Sul, Brazil. 

Sheldon, A.L. 1988. Conservation of Stream Fishes: Patterns of 

Diversity, Rarity, and Risk Conservation Biology 2 (2): 149-156. 

Trajano, E., L. Duarte & L. Menna-Barreto. 2005. Locomotor 

activity rhythms in cave fishes from Chapada Diamantina, 

northeastern Brazil (Teleostei: Siluriformes). Biological 

Rhythm Research, 36(3): 229-236. 

Triques, M.L. & V. Vono. 2004. Three new species of 

Trichomycterus (Teleostei: Siluriformes: Trichomycteridae) from 

the rio Jequitinhonha basin, Minas Gerais, Brazil. 

Ichthyological exploration of Freshwaters 15: 161-172. 

Triques, M.L., V. Vono & E.V. Caiafa. 2003. Astyanax turmalinensis, 

a new species of fish from the Rio Jequitinhonha basin, Minas 

Gerais, Brazil (Characiformes: Characidae: Tetragonopterinae). 

Journal of Ichthyology and Aquatic Biology 7: 145-150. 

Vieira, F. & C.B.M. Alves. 2001. Threatened fishes of the World: 

Henochilus wheatlandii Garman, 1890 (Characidae). 

Environmental Biology of Fishes 62: 414. 

Vieira, F., C.B.M. Alves & G.B. Santos. 2000. Rediscovery and first 

record of Henochilus wheatlandii (Teleostei, Characiformes) a rare 

Neotropical fish, in Doce river basin, southeastern Brazil. 

Ichthyological Exploration of Freshwaters 11(3): 201-206. 

Vieira, F., G.B. Santos & C.B.M. Alves. 2005. A ictiofauna do Parque 

Nacional da Serra do Cipó (Minas Gerais, Brasil) e áreas 

adjacentes. Lundiana 6 (supplement):77-87. 

Wosiacki, W.B. 2004. New species of the catfish genus 

Trichomycterus (Siluriformes, Trichomycteridae) from the 

headwaters of the rio São Francisco basin, Brazil. Zootaxa 

592: 1-12. 

Zanata, A.M. & A. Akama. 2004. Myxiops aphos, new characid 

genus and species (Characiformes, Characidae) from the rio 

Lençóis, Bahia, Brazil. Neotropical Ichthyology 2(2): 45-54. 



ANEXO 1 – Locais de ocorrência e características das espécies registradas na área do Complexo do Espinhaço. 

ESPÉCIE LOCALIDADE UC END AM SEL REF 

Acestrorhynchus lacustris Rio Cipó 1 19 

Apareiodon ibitiensis Rio Cipó 1 1 

Apareiodon itapicuruensis Rio Itapicuru 5 x x 23 

Apareiodon piracicabae Rio Cipó 1 1 

Apareiodon sp. Rio Pardo 3 26 

Apteronotus brasiliensis Rio Cipó 1 19 

Aspidoras psammatides Rio Caldeirão 5 , rio Paraguaçu 5 x x 2 

Aspidoras sp. Córrego do Cabral 6 , ribeirão de Trás 6 16 

Astronotus ocellatus Marimbus do rio Santo Antônio 5 20 

Astyanax bimaculatus Rio Cipó 1 , rio das Velhas 1 1, 19 

Astyanax cf. scabripinnis Afluentes do rio Santo Antônio4 , rio Cipó1 , 1, 7, 16, 19, 

córrego Divisão6 , ribeirão do Gigante6 , 

córrego Laranjeiras 

20, 22, 23, 24 

6 , córrego do Morro 

Redondo6 , rio das Velhas1 , rio Piabas5 , 

córrego Prazeres4 , rio Paraguaçu5 Astyanax cf. taeniatus Córrego Prazeres4 22 

Astyanax eigenmanniorum Rio Cipó1 19 

Astyanax fasciatus Córrego Divisão6 , ribeirão do Gigante6 , 

córrego Laranjeiras 

7, 16, 19 

6 , córrego do Morro 

Redondo6 , rio Cipó1 Astyanax sp. Córrego Divisão6 , ribeirão do Gigante6 , 

córrego do Cabral 

7, 16, 25, 26 

6 , ribeirão de Trás6 , 

córrego Laranjeiras6 , córrego do Morro 

Redondo6 , ribeirão Cristais1 , córrego 

Taquaras1 , córrego Fechos1 , rio Pardo3 Astyanax turmalinensis Córrego Divisão6 , ribeirão do Gigante6 x x 7 

Australoheros facetus Rio Cipó1 , córrego Prazeres4 1, 22, 24 

Brycon nattereri Rio Cipó1 TH-BR x 1 

Brycon opalinus Afluentes do rio Santo Antônio4 TH-BR, CR x 1 

Brycon sp. n. Rio Pardo3 26 

Bryconamericus stramineus Rio Cipó1 19 

Bunocephalus sp. Rio Cipó1 19 

Cephalosilurus fowleri Rio Cipó1 19 

Cetopsorhamdia cf. iheringi Rio Cipó1 1, 19 

Cetopsorhamdia sp. Córrego Fechos1 25 

Characidium cf. bahiense Marimbus do rio Santo Antônio5 x x 20 

Characidium cf. timbuiense Afluentes do rio Santo Antônio4 1 

Characidium cf. zebra Córrego Divisão6 , ribeirão do Gigante6 , 

rio Cipó 

7, 19 

1 , rio das Velhas1 Characidium fasciatum Rio das Velhas1 19 

Characidium lagosantense Rio Cipó1 x TH-BR x 1, 19 

Characidium sp. Córrego Laranjeiras6 , córrego do Morro 

Redondo 

1, 16, 19, 26 

6 , córrego do Cabral6 , ribeirão 

de Trás6 , rio Cipó1 , rio Pardo3 Cichla cf. temensis Marimbus do rio Santo Antônio5 20 

Cichla sp. Aflluentes do rio Doce4 24 


continua...



Cichlasoma sanctifranciscense Marimbus do rio Santo Antônio 5 20 

Cichlasoma facetus Rio Cipó 1 , córrego Prazeres 4 1, 22, 24 

Clarias gariepinus Aflluentes do rio Doce 4 24 

Colossoma macropomum Aflluentes do rio Doce 4 24 

Compsura heterura Rio da Lajinha 5 DD 23 

Conorhynchos conirostris Rio Paraguaçu 5 VU x 23 

Copionodon lianae Rio Grisante 5 x x 5 

Copionodon orthiocarinatus Rio Mucujê 5 x x 6 

Copionodon pecten Rio Mucujê 5 , rio Lençóis 5 x x 6, 10 

Corydoras cf. garbei Marimbus do rio Santo Antônio 5 20 

Cyphocharax gilbert Rio Cipó 1 , rio Pardo 3 1, 19, 26 

Cyprinus carpio Rio das Velhas 1 , aflluentes do rio Doce 4 19, 24 

Deuterodon cf. pedri Afluentes do rio Santo Antônio 4 DD 1 

Delturus brevis Rio Araçuaí 6 27 

Duopalatinus emarginatus Rio Cipó 1 19 

Eigenmannia cf. virescens Rio Cipó 1 1, 19 

Franciscodoras marmoratus x 


Geophagus brasiliensis Afluentes do rio Santo Antônio 4 , 1, 24, 26 

aflluentes do rio Doce 4 , rio Pardo 3 

Glaphyropoma rodriquesi Rio Mucujê 5 , rio Cumbuca 5 x x 6, 20 

Gymnotus cf. carapo Rio Cipó1 , afluentes do rio Santo Antônio4 , 

córrego Divisão 

1, 7,19, 24 

6 , ribeirão do Gigante6 , 

aflluentes do rio Doce4 Gymnotus sp. Aflluentes do rio Doce4 24 

Harttia garavelloi Rio Araçuaí6 , ribeirão das Pedras6 x DD x 8, 17 

Harttia leiopleura Ribeirão Mutuca1 , rio Cipó1 , rio das Velhas1 x VU x 8, 19 

Harttia novalimensis Rio Cipó1, ribeirão Mutuca1 x VU x 1, 8 

Harttia sp. Rio Cipó1 , córrego Caetezinho1 , 

ribeirão Cristais 

19, 25 

1 

Harttia torrenticola Afluentes do rio Paraopeba2 x VU x 8 

Hasemania nana Rio Cipó1 19 

Hemigrammus marginatus Marimbus do rio Santo Antônio5 20 

Hemipsilichthys sp. Rio Ribeirão5 20 

Henochilus wheatlandii Rio Preto do Itambé4 x CR x 14 

Heptapteridae gen. n. Cavernas Poço Encantado, Lapa Doce, 

Canoa Quebrada 9 

Heptapterus sp. Rio Caldeirão5 20 

Hisonotus sp. Rio Cipó1 1 

Homodiaetus sp. Rio Cipó1 1 

Hoplerythrinus unitaeniatus Marimbus do rio Santo Antônio5 20 

Hoplias cf. lacerdae Rio Cipó1 , córrego Divisão6 , ribeirão do 

Gigante 

1, 7, 19, 26 

6 , rio das Velhas1 , rio Pardo3 Hoplias malabaricus Córrego Divisão6 , ribeirão do Gigante6 , rio 

Cipó 

7, 19, 24, 26 

1 , afluentes do rio Doce4 , rio Pardo3 Hyphessobrycon cf. gracilis Rio Cipó1 1 

continua... 





Hyphessobrycon negodagua Rio Pratinha 5 x x 3 

Hyphessobrycon sp. Córrego Caetezinho 1 25 

Hypostomus affinis Afluentes do rio Santo Antônio 4 1 

Hypostomus cf. commersonii Rio Cipó 1 19 

Hypostomus chrysostiktos Marimbus do rio Santo Antônio 5 20 

Hypostomus garmani Rio Cipó 1 19 

Hypostomus macrops Rio Cipó 1 19 

Hypostomus margaritifer Rio Cipó 1 19 

Hypostomus sp. Córrego Divisão6 , ribeirão do Gigante6 , 

córrego do Cabral 

7, 16, 19, 26 

6 , ribeirão de Trás6 , 

rio Cipó1 , rio Pardo3 Hysteronotus megalostomus Rio Cipó1 1, 19 

Imparfinis sp.ç Córrego Divisão6 , ribeirão do Gigante6 7 

Imparfinnis minutus Rio Cipó1 1, 19 

Ituglanis sp. Rio Utinga5 20 

Kalyptodoras bahiensis Rio Paraguaçu5 x TH-BR x 23 

Kolpotocheirodon figueiredoi Rio Olaria5 x x 4 

Lepomis gibbosus Represa do Custódio4 , córrego Prazeres4 13, 22, 24 

Leporellus vittatus Rio Cipó1 19 

Leporinus amblyrhynchus Rio Cipó1 19 

Leporinus bahiensis Marimbus do rio Santo Antônio5 x 20 

Leporinus cf. thayeri Afluentes do rio Santo Antônio4 TH-BR, CR x 1 

Leporinus copelandii Afluentes do rio Santo Antônio4 1 

Leporinus crassilabris Córrego Divisão6 , ribeirão do Gigante6 NT x 7 

Leporinus elongatus Rio Pardo3 26 

Leporinus garmani Rio Pardo3 x 26 

Leporinus marcgravii Rio Cipó1 x 19 

Leporinus mormyrops Afluentes do rio Santo Antônio4 1 

Leporinus obtusidens Rio Cipó1 1, 19 

Leporinus reinhardti Rio Cipó1 1, 19 

Leporinus sp. Rio Cipó1 26 

Leporinus steindachneri Rio Pardo3 x 26 

Leporinus taeniatus Tareco5 , rio Cipó1 18, 19 

Micropterus salmoides Córrego Prazeres4 , Represa do Custódio4 22, 24 

Moenkhausia diamantinaç Marimbus do rio Santo Antônio5 20 

Myleus micans Rio Cipó1 1, 19 

Myxiops aphos Rio Lençóis5 x x 10 

Neoplecostomus franciscoensis Afluentes do rio Paraopeba2 , rio das VU x 15, 17, 19, 

Velhas1 , ribeirão Mutuca1 , córrego Fechos1 , 

ribeirão Cristais 

21, 25 

1 , córrego Caetezinho1 Neoplecostomus sp. Afluentes do rio Cipó1 1, 10 

Oligosarcus argenteus Afluentes do rio Santo Antônio4 , 

afluentes do rio Doce 

1, 24 

4 

Oligosarcus macrolepis Afluentes do rio Jequitinhonha6 28 


continua...




Oligosarcus sp. Rio Pardo 3 26 

Oreochromis sp. Vereda 5 18 

Otocinclus sp. Rio Cipó 1 1, 19 

Pamphorichthys hollandi Marimbus do rio Santo Antônio 5 20 

Pareiorhaphis mutuca Rio Cipó 1 , ribeirão Mutuca 1 x TH-BR, CR x 1, 17, 19 

Pareiorhaphis stephanus Ribeirão das Pedras 6 x DD x 17 

Pareiorhina sp. Ribeirão Mutuca 1 , afluentes do rio Doce 4 , 17, 24, 25 

córrego Gambá 2 , ribeirão Cristais 1 

Parodon hilarii Rio Cipó 1 19 

Parotocinclus bahiensis Rio da Lajinha 5 23 

Parotocinclus sp. Rio Cipó1 , córrego Divisão6 , ribeirão do 1, 7, 16, 

Gigante6 , córrego Laranjeiras6 , córrego 

do Morro Redondo 

19, 26 

6 , rio Pardo3 Phalloceros caudimaculatus Rio Cipó1 19 

Phalloceros uai Rio Cipó1 19 

Phenacogaster franciscoensis Rio Cipó1 19 

Phenacorhamdia cf. somnians Rio Cipó1 19 

Piabina argentea Rio Cipó1 1, 19 

Pimelodella itapicuruensis Rio da Lajinha5 x x 23 

Pimelodella lateristriga Rio Cipó1 19 

Pimelodella sp. Rio Pardo3 26 

Pimelodus fur Rio Cipó1 , rio Itapicuru5 19, 23 

Pimelodus maculatus Rio Cipó1 1, 19 

Poecilia reticulata Córrego Fechos1 , Represa do Custódio4 24, 25 

Poecilia sp.n. Rio Utinga5 20 

Poecilia vivipara Rio Paraguaçu5 23 

Prochilodus costatus Rio Cipó1 , afluentes do rio Santo Antônio4 1, 19, 20 

Pseudoplatystoma corruscans Rio Cipó1 NT 19 

Rhamdia jequitinhonha Rio Araçuaí6 28 

Rhamdia quelen Rio Cipó1 , afluentes do rio Santo 

Antônio 

1, 19, 25, 26 

4 , rio das Velhas1 , córrego 

Taquaras1 , rio Pardo3 Rineloricaria sp. Rio Cipó1 1, 19 

Salminus hilarii Rio Cipó1 1 

Salminus franciscanus Rio Cipó1 1 

Serrapinnus heterodon Rio Cipó1 1, 19 

Serrapinnus piaba Rio Cipó1 1 

Serrasalmus brandtii Marimbus do rio Santo Antônio5 20 

Stegophilus insidiosus Rio Cipó1 19 

Steindachnerina corumbae Rio Cipó1 19 

Steindachnerina elegans Rio Cipó1 19 

Sternopygus macrurus Rio Cipó1 1, 19 

Tetragonopterus chalceus Marimbus do rio Santo Antônio5 20 

Tilapia rendalli Rio Cipó1 , córrego Prazeres4 , 

aflluentes do rio Doce 

19, 22, 24 

4 

continua... 





Tilapia sp. Vereda, ribeirão Cristais 1 18, 25 

Trachelyopterus galeatus Marimbus do rio Santo Antônio 5 20 

Trachelyopterus sp. Córrego Divisão 6 , ribeirão do Gigante 6 7 

Trichomycterus cf. alternatus Afluentes do rio Santo Antônio4 , córrego 

Moquém 

1, 16, 22, 24 

6 , córrego Prazeres4 , ribeirão 

Tripuí4 , aflluentes do rio Doce4 Trichomycterus cf. brasiliensis Rio Cipó1 , córrego Prazeres4 , 

aflluentes do rio Doce 

1, 22, 24 

4 

Trichomycterus cf. immaculatus Afluentes do rio Santo Antônio4 , córrego 

Prazeres 

1, 22, 24 

4 , aflluentes do rio Doce4 Trichomycterus itacambirussu Córrego do Cabral6 , ribeirão de Trás6 x x 16 

Trichomycterus jequitinhonhae Córrego Laranjeiras6 , 

córrego do Morro Redondo 

x x 16 

6 

Trichomycterus landinga Córrego Moquém6 x x 16 

Trichomycterus sp. Córrego Divisão6 , ribeirão do Gigante6 , 

córrego Gambá 

7, 17, 25 

2 , ribeirão Mutuca1 , 

córrego Fechos1 , ribeirão Cristais1 , 

córrego Caetezinho1 Trichomycterus trefauti Riacho Andrequicé1 x x 11 

Trichomycterus vermiculatus Aflluentes do rio Doce4 24 

Triportheus guentheri Marimbus do rio Santo Antônio5 20 

Wertheimeria maculata Rio Pardo3 x 26 

Xiphophorus hellerii Aflluentes do rio Doce4 24 

Localidade - Bacias hidrográficas: 

Velhas1 , Paraopeba2 , Pardo3 , Doce4 , Paraguaçu5 , Jequitinhonha6 UC = Ocorrência em Unidade de Conservação; 

END = Espécie endêmica; 

AM = Categoria de ameaça (TH-BR = ameaçada – Lista do Ibama; 

VU = vulnerável, CR = criticamente ameaçada, NT = quase ameaçada 

e DD = dados deficientes – com. pess. Gláucia Drummond); 

SEL = Espécies selecionadas para análises e simulações; 

REF = Referências de onde foram retiradas as informações. 


Vieira et al. (2005) 1 

Britto et al. (2005) 2 

Lima & Gerhard (2001) 3 

Malabarba et al. (2004) 4 

Campanario & de Pinna (2000) 5 

de Pinna (1992) 6 

Triques et al. (2003) 7 

Oyakawa (1993) 8 

Trajano et al. (2005) 9 

Zanata & Akama (2004) 10 

Wosiacki et al. (2004) 11 

Castro et al. (2004) 12 

Magalhães & Silveira (2001) 13 

Vieira et al. (2000) 14 

Langeani (1990) 15 

Triques & Vono (2004) 16 

Oliveira & Oyakawa (1999) 17 

Santos (2005) 18 

Alves & Pompeu (2001) 19 

Santos (2003) 20 

Neodat (1999) 21 

Vieira, Pompeu & Corrêa (com. pess.) 22 

Santos (com. pess.) 23 

Magalhães (com. pess.) 24 

Nogueira & Pereira (com. pess.) 25 

Nogueira & Brito (com. pess.) 26 

Reis et al. (2006) 27 

Reis et al. (2003) 28 

Benine et al. (2007) 29 

Birindelli et al. (2007) 30

○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ 

As aves dos campos rupestres da Cadeia do 

Espinhaço: diversidade, endemismo e 

conservação 

MARCELO FERREIRA DE VASCONCELOS 1 * 

LEONARDO ESTEVES LOPES 1 

CAIO GRACO MACHADO 2 

MARCOS RODRIGUES 3 

1 Pós-graduação em Ecologia, Conservação e Manejo de Vida Silvestre, ICB, Universidade Federal de Minas Gerais, Belo Horizonte, Minas Gerais, 

Brasil. 

2 Universidade Estadual de Feira de Santana, BR 116, km 03, DCBio, 44031-460, Feira de Santana, Bahia, Brasil. 

3 Laboratório de Ornitologia, Departamento de Zoologia, ICB, Universidade Federal de Minas Gerais, Belo Horizonte, Minas Gerais, Brasil. 

* e-mail: mfvasconcelos@gmail.com 

RESUMO 

Este artigo apresenta um breve histórico dos estudos ornitológicos conduzidos na região da 

Cadeia do Espinhaço, abordando a diversidade, o endemismo e a conservação de suas aves. 

A avifauna da Cadeia do Espinhaço foi primeiramente amostrada pelos naturalistas europeus 

no século XIX, sendo várias as instituições que abrigam espécimes. Mais recentemente, destacam-se 

estudos conduzidos nos campos rupestres sobre distribuição geográfica de diversas 

espécies, levantamentos regionais, taxonomia, biologia reprodutiva, comportamento e interação 

entre aves e plantas. A maior parte das espécies registradas nos campos rupestres da 

região possui ampla distribuição geográfica. Ocorrem também espécies típicas da Mata Atlântica 

e do Cerrado. Apenas quatro espécies (Augastes lumachella, A. scutatus, Asthenes luizae e 

Formicivora grantsaui) podem ser consideradas endêmicas da Cadeia do Espinhaço. Toda a 

Cadeia do Espinhaço pode ser considerada como uma área de endemismo de aves. Duas subáreas 

de endemismo também podem ser reconhecidas: as porções centro-meridional (abrigando 

A. scutatus e A. luizae) e setentrional do Espinhaço (A. lumachella e F. grantsaui). 

Os campos rupestres abrigam espécies ameaçadas, quase-ameaçadas de extinção e pouco 

conhecidas. Entretanto, estes campos vêm sofrendo diversos impactos ambientais que afetam 

direta ou indiretamente sua avifauna. Dentre eles, destacam-se a mineração, a expansão urbana, 

o turismo descontrolado, a criação de gado e as queimadas. Levantamentos documentados 

ainda mostram-se extremamente necessários nesta região, com a possibilidade de serem 

encontrados novos táxons. A partir destes levantamentos e de estudos sobre a biologia das 

diversas espécies, será possível elaborar planos de manejo para a conservação da avifauna e 

de seus hábitats. 


222 | As aves dos campos rupestres da Cadeia do Espinhaço: diversidade, endemismo e conservação 

ABSTRACT 

We present a review of ornithological studies carried out at Espinhaço Range, its bird diversity, 

endemism and conservation status. The birds of Espinhaço Range were surveyed by XIX century 

naturalists, and a handful of scientific museums harbor several specimens. Recently, many studies 

were conducted on geographic distribution, regional surveys, taxonomy, breeding biology, behavior 

and bird-plant interactions. Most of the bird species that occurs in the ‘campos rupestres’ (rocky 

fields) are widely distributed. Also, there are species of the Atlantic Forest of eastern Brazil and from 

the Cerrado region of central South America. Only four species can be considered truly endemics: the 

hummingbirds Augastes lumachella and A. scutatus, the ovenbird Asthenes luizae and the antwren 

Formicivora grantsaui. Considering that an endemic area is represented by the occurrence of at 

least two endemic taxa, the whole Espinhaço Range can be assigned as an ‘endemic bird area’. Two 

sub-areas of endemism can also be recognized for birds: the southern-central (with A. scutatus and 

A. luizae) and the northern portions of the Espinhaço Range (A. lumachella and F. grantsaui). The 

rocky fields hold threatened, near-threatened, and poorly known species. These fields nevertheless 

have been suffering significant environmental pressures such as mining, urban expansion, 

uncontrolled tourism, cattle growing and human-induced burns. The region still needs documented 

bird surveys, since new taxa can be found yet. These surveys, allied to studies of basic biology of 

the species will form a database for future management plans and conservation for the region. 

INTRODUÇÃO 

Os campos rupestres da Cadeia do Espinhaço são reconhecidos 

como um importante centro de endemismo e 

de diversidade vegetal (Menezes & Giulietti; 1986; 2000; 

Giulietti & Pirani, 1988; Harley, 1995; Eiten, 1992; Alves 

& Kolbek, 1994; Giulietti et al., 1997; Gottsberger & 

Silberbauer-Gottsberger, 2006; Jacobi et al., 2007). 

Apesar de esta região ser considerada como área de 

endemismo de aves (Stattersfield et al., 1998) e uma 

sub-área de endemismo da avifauna no Cerrado (J.M.C. 

Silva, 1997; Silva & Bates, 2002), poucos foram os estudos 

conduzidos sobre as aves da Cadeia do Espinhaço. 

Assim, os objetivos deste artigo são apresentar um breve 

histórico dos estudos ornitológicos realizados na região, 

além de comentar sobre a diversidade, o endemismo 

e a conservação de suas aves. 

BREVE HISTÓRICO DAS EXPLORAÇÕES E ESTUDOS 

ORNITOLÓGICOS CONDUZIDOS NOS CAMPOS 

RUPESTRES DA CADEIA DO ESPINHAÇO 

A avifauna da Cadeia do Espinhaço foi primeiramente 

amostrada pelos naturalistas europeus no século XIX. 

Dentre eles, destacam-se G.H. von Langsdorff, J.B. von 

Spix, Maximilian Prinz zu Wied-Neuwied, F. Sellow, E. 

Ménétriès, P.W. Lund e J.T. Reinhardt, que reuniram importantes 

coleções de aves provenientes de diversas 


regiões do Espinhaço e áreas adjacentes (Wied- 

Neuwied, 1830-1832; Reinhardt, 1870; Pinto, 1950; 

1952; Spix, 1825; Spix & Martius, 1981a; b; D.G.B. Silva, 

1997). No início do século XX, a região foi visitada 

por ornitólogos e naturalistas-colecionadores como 

E. Gounelle, J.B. Godoy, J.P. Fonseca, E. Snethlage e 

E. Kaempfer, que amostraram algumas áreas da Cadeia 

do Espinhaço (Gounelle, 1909; Naumburg, 1935; Pinto, 

1952; Sick, 1997). A partir do material coletado por 

E. Kaempfer nos campos rupestres do setor setentrional 

da Cadeia do Espinhaço (Morro do Chapéu), o naturalista 

A. Ruschi iniciou uma série de expedições pela 

região, na busca por beija-flores endêmicos, o que resultou 

na descrição de novos táxons (Ruschi, 1962a; b; 

1963a; b; c; 1975), seguido por R. Grantsau (Grantsau, 

1967; 1968; 1988), com interesse semelhante. 

A Tabela 1 apresenta as instituições que abrigam espécimes 

de aves provenientes da Cadeia do Espinhaço 

e os seus respectivos coletores, baseando-se em uma 

revisão histórica e bibliográfica (Gounelle, 1909; 

Naumburg, 1935; Ruschi, 1951; Pinto, 1952; Vielliard, 

1994; Sick, 1997; Parrini et al., 1999; Melo-Júnior et al., 

2001; Vasconcelos & Melo-Júnior, 2001; Straube & 

Machado, 2002; Roselaar, 2003; Pacheco, 2004; Raposo 

et al., 2006; Vasconcelos et al., 2006; SpeciesLink, 2006), 

além de uma análise dos relatos de viagens de naturalistas 

(Saint-Hilaire, 1975; Spix & Martius, 1981a; b; 

D.G.B. Silva, 1997; Gomes et al., 2006) e de checagem 

de espécimes nos seguintes museus e coleções

TABELA 1 – Instituições que abrigam espécimes de aves coletados nos campos rupestres da Cadeia do Espinhaço e áreas 

adjacentes e seus respectivos coletores. 

INSTITUIÇÃO CIDADE PAÍS COLETORES 

MZUSP São Paulo Brasil E. Gounelle, J.B. Godoy, J.P. Fonseca, E. Dente, R. Grantsau, 

W. Loehken, F. Lencioni-Neto, L.F. Silveira, M.F. Vasconcelos, 

M.R. Bornschein, R.B. Lopes, M.O.G. Lopes, L.P. Gonzaga, 

A.M.P. Carvalhaes 

MNRJ Rio de Janeiro Brasil E. Snethlage, A. Ruschi, F.M. Oliveira, D.M. Teixeira, G.T. 

Mattos, M.A. Raposo, C.R.M. Abreu, L.P. Gonzaga, A.M.P. 

Carvalhaes 

MPEG Belém Brasil R. Grantsau, J.M.C. Silva, L.P. Gonzaga, A.M.P. Carvalhaes 

DZUFMG Belo Horizonte Brasil G.T. Mattos, N.E.D. Carnevalli, J. Jacintho, E. Dente, M.F. 

Vasconcelos, S. D’Angelo Neto, L.E. Lopes, M. Rodrigues, 

H.B. Gomes, M.Â. Marini, L. Carrara, L.M. Costa, M.R. 

Bornschein, R.B. Lopes 

UNICAMP Campinas Brasil I. Sazima, J. Vielliard, M. Sazima, A. Correa Filho, O. 

Froehlich, O.C. Oliveira, J.P. Pombal Júnior, L.O.M. Machado 

UFPE Recife Brasil M.F. Vasconcelos 

MBML Santa Teresa Brasil A. Ruschi 

MCP Porto Alegre Brasil M.F. Vasconcelos, G.N. Maurício 

MCN Belo Horizonte Brasil B. Garzon, M.V.G. Andrade, G.B. Maheca 

MHNT Taubaté Brasil L.F. Silveira, M.F. Vasconcelos 

SG São Bernardo do Campo Brasil R. Grantsau, W. Loehken 

UFRJ Rio de Janeiro Brasil L.P. Gonzaga, A.M.P. Carvalhaes 

MZUEFS Feira de Santana Brasil C.G. Machado, C.E.C. Nunes 

AMNH Nova York Estados Unidos Maximilian Prinz zu Wied-Neuwied, E. Gounelle, E. Kaempfer, 

A. Ruschi, R. Grantsau 

ZMB Berlim Alemanha G.H. von Langsdorff, F. Sellow 

ZSM Munique Alemanha J.B. von Spix 

NKMBA Bamberg Alemanha J.B. von Spix 

UMB Bremen Alemanha Maximilian Prinz zu Wied-Neuwied 

LMJ Graz Áustria J.B. von Spix 

NMW Viena Áustria F. Sellow 

ZMUC Copenhagen Dinamarca P.W. Lund, J.T. Reinhardt, E. Warming 

MNHN Paris França A.F.C. Saint-Hilaire, E. Gounelle 

BMNH Tring Inglaterra R.A. Becker, E. Snethlage 

ZISP São Petersburgo Rússia G.H. von Langsdorff, E. Ménétriès, J. Riedel 

ZMMU Moscou Rússia G.H. von Langsdorff 

Acrônimos das instituições: 

AMNH = American Museum of Natural History; 

BMNH = The Natural History Museum; 

DZUFMG = Coleção Ornitológica do Departamento de 

Zoologia da Universidade Federal de Minas Gerais; 

LMJ = Steiermärkisches Landesmuseum Joanneum; 

MBML = Museu de Biologia Prof. Mello Leitão; 

MCN = Museu de Ciências Naturais da Pontifícia 

Universidade Católica de Minas Gerais; 

MCP = Museu de Ciências e Tecnologia da Pontifícia 

Universidade Católica do Rio Grande do Sul; 

MHNT = Museu de História Natural de Taubaté; 

MNHN = Muséum National d’Histoire Naturelle; 

MNRJ = Museu Nacional do Rio de Janeiro; 

MPEG = Museu Paraense Emílio Goeldi; 

MZUEFS = Museu de Zoologia da Universidade 

Estadual de Feira de Santana; 

Vasconcelos, Lopes, Machado & Rodrigues | 223 

MZUSP = Museu de Zoologia da Universidade de São Paulo; 

NKMBA = Naturkunde-Museum Bamberg; 

NMW = Naturshistorisches Museum; 

SG = Coleção Rolf Grantsau; 

UFPE = Coleção Ornitológica do Departamento de Zoologia 

da Universidade Federal de Pernambuco; 

UFRJ = Coleção Ornitológica do Instituto de Biologia 

da Universidade Federal do Rio de Janeiro; 

UMB = Überseemuseum; 

UNICAMP = Coleção Ornitológica do Departamento 

de Zoologia da Universidade Estadual de Campinas; 

ZISP = Zoologicheskii Institut St. Petersburg; 

ZMB = Museum für Naturkinde; 

ZMMU = Zoological Museum Moscow; 

ZMUC = Zoologisk Museum University of Copenhagen; 

ZSM = Zoologische Staatssammlung. 



ornitológicas: American Museum of Natural History 

(AMNH), Museu de Zoologia da Universidade de São 

Paulo (MZUSP), Museu Nacional do Rio de Janeiro 

(MNRJ), Museu Paraense Emílio Goeldi (MPEG), Coleção 

Ornitológica do Departamento de Zoologia da Universidade 

Federal de Minas Gerais (DZUFMG), Coleção 

Ornitológica do Departamento de Zoologia da Universidade 

Federal de Pernambuco (UFPE), Museu de Biologia 

Prof. Mello Leitão (MBML), Museu de Zoologia da 

Universidade Estadual de Feira de Santana (MZUEFS), 

Museu de Ciências e Tecnologia da Pontifícia Universidade 

Católica do Rio Grande do Sul (MCP), Museu de 

Ciências Naturais da Pontifícia Universidade Católica de 

Minas Gerais (MCN), Museu de História Natural de 

Taubaté (MHNT) e Coleção Rolf Grantsau (SG). Entretanto, 

grande parte do material ornitológico coletado 

no século XIX e enviado à Europa não possui dados 

confiáveis ou precisos em suas etiquetas (Pinto, 1952; 

Pacheco, 2001; 2004; Vasconcelos et al., 2006) e muitos 

espécimes foram perdidos ao longo dos anos, principalmente 

durante guerras (K.–L. Schuchmann, com. 

pess.). Assim, ainda é necessária uma checagem detalhada 

desse material em diversos museus ao redor do 

mundo para um maior conhecimento da avifauna dos 

campos rupestres da Cadeia do Espinhaço. 

Mais recentemente, destacam-se estudos conduzidos 

nos campos rupestres da Cadeia do Espinhaço sobre 

distribuição geográfica de diversas espécies 

(Carnevalli 1982; Mattos & Sick, 1985; Ribeiro, 1997; 

Andrade et al., 1998; Cordeiro et al., 1998; R.B. Machado 

et al., 1998; Melo-Júnior et al., 1998; Vasconcelos, 

1999a; 2000a; 2001c; 2002; Vasconcelos et al., 1999b; 

2002; 2003a; 2006), levantamentos regionais (Carnevalli, 

1980; Willis & Oniki, 1991; Andrade, 1998; Vasconcelos 

& Brandt, 1998; Parrini et al., 1999; Carvalhaes, 

2001a; b; Melo-Júnior et al., 2001; Vasconcelos 2001a; 

b; 2007, Vasconcelos & Melo-Júnior, 2001; Vasconcelos 

et al., 2003b; Machado, 2005; 2006; Gomes & Guerra, 

2006; Carvalhaes & Machado, 2007; Vasconcelos & 

D’Angelo Neto, 2007), taxonomia (Vielliard, 1990; 1994; 

Lencioni-Neto, 1996; Brammer, 2002; Vasconcelos & 

Silva, 2003; Abreu, 2006; Raposo et al., 2006; Gonzaga 

et al., 2007), biogeografia (Vielliard, 1983; Silva, 1995a; 

Vasconcelos, 2001a; Silva & Bates, 2002); biologia 

reprodutiva (Studer & Teixeira, 1993; Vasconcelos & 

Lombardi, 1996; Vasconcelos & Ferreira, 2001; Vasconcelos 

et al., 2001; Machado et al., 2003b; Costa & 

Rodrigues, 2006a; 2007; Gomes, 2006; Hoffmann, 2006; 

Hoffmann & Rodrigues, 2006a; b), comportamento 

(Pearman, 1990; Vasconcelos et al., 1998; 1999a; Almeida 

& Raposo, 1999; Ribeiro et al., 2002; Machado et al., 


2003a; Hoffmann & Rodrigues, 2005; 2006c; Alves et 

al., 2006; 2007; Costa & Rodrigues, 2006b; Domingues 

& Rodrigues, 2006; Gomes, 2006; Gomes & Rodrigues, 

2006b; Guerra et al, 2006; Hoffmann, 2006; Ribon et al., 

2006; Hoffmann et al., 2007; Vasconcelos et al., 2007), 

interação entre aves e plantas (Sazima, 1977; Sazima & 

Sazima, 1990; Vasconcelos & Lombardi 1999; 2001; 

Romão et al., 2001; Coelho & Machado, 2003; Faustino 

& Machado, 2003; 2006; Faustino et al., 2003; Machado, 

2003; Santana & Machado, 2003; 2006; Guerra, 

2005; Coelho et al., 2006; Colaço et al., 2006; Guerra & 

Alves, 2006; Machado et al., 2006; 2007a; b; c; Bastos 

& Machado, no prelo) e conservação (Vasconcelos, 

1999a; 2000b; J.M.C. Silva, 1997; 1998; Silva & Bates, 

2002; Gomes & Rodrigues, 2006a). 

DIVERSIDADE DA AVIFAUNA DOS CAMPOS 

RUPESTRES DA CADEIA DO ESPINHAÇO 

Um estudo da avifauna dos campos rupestres da 

Cadeia do Espinhaço, baseado em amostragens conduzidas 

em oito serras distintas, levantou 108 espécies 

(Vasconcelos, 2001a). Este número é relativamente baixo 

se o compararmos com levantamentos conduzidos 

em outros tipos de hábitats, a exemplo de localidades 

da Amazônia e da Mata Atlântica. Entretanto, este número 

está subestimado, já que várias localidades da Cadeia 

do Espinhaço foram pouco ou nunca amostradas 

por ornitólogos (Vasconcelos, 2001a). 

A maior parte das espécies registradas nos campos 

rupestres da Cadeia do Espinhaço possui ampla distribuição 

geográfica (Vasconcelos, 2001a). Algumas espécies 

de aves endêmicas da região da Mata Atlântica 

(Brooks et al., 1999) ocorrem em certas localidades de 

campos rupestres da porção meridional da Cadeia do 

Espinhaço. Exemplos são: a borralhara-assobiadora 

Mackenziaena leachii (Such, 1825), a tesoura-cinzenta 

Muscipipra vetula (Lichtenstein, 1823) e a saíra-lagarta 

Tangara desmaresti (Vieillot, 1819). Além disso, a 

garrincha-chorona Oreophylax moreirae (Miranda- 

Ribeiro, 1906), espécie anteriormente considerada endêmica 

dos campos de altitude das altas montanhas 

litorâneas (Miranda-Ribeiro, 1906; 1923; Peixoto-Velho, 

1923; Holt, 1928; Sick, 1970; 1985; 1997), foi recentemente 

encontrada nos picos mais elevados da Serra do 

Caraça, no Espinhaço meridional (Melo-Júnior et al., 

1998; Vasconcelos, 2000b; Vasconcelos & Melo-Júnior, 

2001; Vasconcelos et al., 2007). A ocorrência destas espécies 

Atlânticas na porção sul da Cadeia do Espinhaço 

pode ser explicada pela proximidade geográfica desta

egião com as serras da Mantiqueira e do Caparaó. Já 

na porção baiana do Espinhaço, na Chapada Diamantina, 

a presença de espécies de aves típicas de Mata Atlântica 

pode ser explicada por um antigo corredor contínuo 

de vegetação, hoje inexistente, ao longo dos rios 

Paraguaçu e de Contas, que conectava as matas litorâneas 

às interioranas (Machado, 2005). 

As espécies: beija-flor-de-gravata-verde Augastes 

scutatus (Temminck, 1824), lenheiro-da-serra-do-cipó 

Asthenes luizae Vielliard, 1990, tapaculo-de-colarinho 

Melanopareia torquata (Wied, 1831), gralha-do-campo 

Cyanocorax cristatellus (Temminck, 1823), bico-de-pimenta 

Saltator atricollis Vieillot, 1817, campainha-azul 

Porphyrospiza caerulescens (Wied, 1830) e capacetinhodo-oco-do-pau 

Poospiza cinerea Bonaparte, 1850, 

registradas nos campos rupestres da Cadeia do Espinhaço 

(Vasconcelos, 2001a; Costa & Rodrigues, 2006b; 

Gomes & Guerra, 2006; Guerra et al., 2006), são consideradas 

endêmicas do Cerrado (conforme Silva, 1995a; 

b; 1997; Silva & Bates, 2002). O papa-moscas-de-costas-cinzentas 

Polystictus superciliaris (Wied, 1831) e o 

rabo-mole-da-serra Embernagra longicauda Strickland, 

1844, anteriormente consideradas espécies endêmicas 

do Cerrado (Silva 1995a; b; 1997; Silva & Bates, 2002), 

também ocorrem nos campos de altitude da região da 

Mata Atlântica (ver abaixo a discussão sobre os endemismos 

dos campos rupestres). 

A CADEIA DO ESPINHAÇO COMO ÁREA DE ENDEMISMO 

DE AVES – UMA REVISÃO 

J.M.C. Silva (1997, 1998), seguido por Silva & Bates 

(2002), foram os primeiros a considerar os campos rupestres 

da Cadeia do Espinhaço como uma área de 

endemismo de aves (‘Espinhaço Plateau’) sem, entretanto, 

delimitar quais seriam seus limites precisos ao 

norte e ao sul. É importante salientar que a área de 

estudo destes autores foi restrita a porção centro- meridional 

da Cadeia do Espinhaço (Figura 1), localizada 

na região ‘core’ do Cerrado (conforme Ab’Sáber 1977). 

Estes autores consideraram as espécies Augastes 

scutatus, Asthenes luizae, Polystictus superciliaris e 

Embernagra longicauda como restritas a esta região. 

Posteriormente, Stattersfield et al. (1998) consideraram 

toda a Cadeia do Espinhaço (Figura 1) como uma 

área de endemismo (‘Central Brazilian hills and 

tablelands’, código EBA073), adicionando o beija-florde-gravata-vermelha 

Augastes lumachella (Lesson, 1838), 

restrita à porção setentrional do Espinhaço, não analisada 

por J.M.C. Silva (1995a, 1997) e Silva & Bates (2002). 


Polystictus superciliaris, apesar de citado por Stattersfield 

et al. (1998) para a Cadeia do Espinhaço, é mencionado 

como ocorrendo também em outra área de endemismo 

representada pelas montanhas costeiras do Brasil 

(‘Atlantic forest mountains’, código EBA076). 

Causa estranheza o reconhecimento por J.M.C. Silva 

(1995a, 1997) e Silva & Bates (2002) das espécies 

Polystictus superciliaris e Embernagra longicauda como 

endêmicas da porção centro-meridional da Cadeia do 

Espinhaço, pois as mesmas já eram conhecidas como 

atingindo a porção setentrional deste sistema orográfico 

(Zimmer, 1955; O’Brien, 1968; Mattos & Sick, 1985; 

Sick, 1997; Parrini et al., 1999), fora da área de estudo 

delimitada pelos referidos autores (Figuras 1, 2 e 3). Os 

critérios adotados por J.M.C. Silva (1995a, b, 1997) e 

Silva & Bates (2002) só foram explicitados recentemente 

em Silva & Santos (2005). De acordo com esta 

recente publicação, os dois critérios utilizados para se 

considerar uma dada espécie como endêmica do Cerrado 

são: 1) o grau de sobreposição entre a distribuição 

geográfica conhecida da espécie e a região nuclear 

do domínio morfoclimático do Cerrado deve ser no 

mínimo de 95% e 2) populações isoladas em manchas 

de savana inseridas em outros biomas não podem distar 

mais de 430 km em relação à borda do Cerrado. 

Essa distância corresponderia à “largura máxima da zona 

de transição entre o domínio do Cerrado e os domínios 

da Amazônia e Floresta Atlântica”. Silva & Santos 

(2005), exemplificando a aplicação dos critérios 

adotados, citam a ocorrência de Polystictus superciliaris 

em ilhas de vegetação aberta situadas na Serra da Mantiqueira, 

alegando que estas populações estariam a 

menos de 430 km das bordas do Cerrado e que, portanto, 

a espécie deva ser considerada endêmica do 

Cerrado. De fato, as “ilhas de vegetação aberta na Mantiqueira” 

são recobertas por campos de altitude, estando 

situadas a pouco mais de 200 km ao sul dos limites 

do Cerrado. Entretanto Silva & Santos (2005) omitem a 

bem conhecida ocorrência de Polystictus superciliaris e 

Embernagra longicauda na região do Morro do Chapéu 

(Zimmer, 1955; O’Brien, 1968; Mattos & Sick, 1985; Sick, 

1997), na porção setentrional da Cadeia do Espinhaço, 

em distâncias superiores a 500 km da borda da área 

“core” do Cerrado delimitada por Ab’Sáber (1977) e 

utilizada nas análises de Silva (1995a, b). Portanto, 

Polystictus superciliaris e Embernagra longicauda não 

atendem às exigências para serem consideradas 

endêmicas do Cerrado. Uma vez que estas espécies também 

ocorrem nos campos de altitude das serras do Mar, 

da Mantiqueira, do Caparaó e nos campos rupestres da 

Serra da Canastra (Ridgely & Tudor, 1994; Sick, 1997; 



FIGURA 1 – Áreas de endemismo reconhecidas para a avifauna dos campos rupestres da Cadeia do Espinhaço. 

Tracejado: Cadeia do Espinhaço, conforme Stattersfield et al. (1998). Pontilhado: porção centro-meridional, 

conforme Silva (1997), Silva & Bates (2002) e o presente estudo. Linha-contínua: porção setentrional, 

conforme o presente estudo. As áreas acima de 1.000 m estão em cinza-escuro na Cadeia do Espinhaço e em 

cinza-claro em outras montanhas. 



FIGURA 2 – Localidades de ocorrência do papa-moscas-de-costas-cinzentas Polystictus superciliaris (Wied, 1831). 

As áreas acima de 1.000 m estão em cinza-escuro na Cadeia do Espinhaço e em cinza-claro em outras montanhas. 



FIGURA 3 – Localidades de ocorrência do rabo-mole-da-serra Embernagra longicauda Strickland, 1844. As 

áreas acima de 1.000 m estão em cinza-escuro na Cadeia do Espinhaço e em cinza-claro em outras montanhas. 



FIGURA 4 – Localidades de ocorrência do beija-flor-de-gravata-vermelha Augastes lumachella (Lesson, 1838). 

As áreas acima de 1.000 m estão em cinza-escuro na Cadeia do Espinhaço e em cinza-claro em outras montanhas. 



FIGURA 5 – Localidades de ocorrência do beija-flor-de-gravata-verde Augastes scutatus (Temminck, 1824). As 

áreas acima de 1.000 m estão em cinza-escuro na Cadeia do Espinhaço e em cinza-claro em outras montanhas. 



FIGURA 6 – Localidades de ocorrência do lenheiro-da-serra-do-cipó Asthenes luizae Vielliard, 1990. As áreas 

acima de 1.000 m estão em cinza-escuro na Cadeia do Espinhaço e em cinza-claro em outras montanhas. 



FIGURA 7 – Localidades de ocorrência do papa-formigas-do-Sincorá Formicivora grantsaui Gonzaga, Carvalhaes & 

Buzzetti, 2007. As áreas acima de 1.000 m estão em cinza-escuro na Cadeia do Espinhaço e em cinza-claro em 

outras montanhas. 


R.B. Machado et al., 1998; Silveira, 1998; Vasconcelos, 

1999a; b; 2003; Vasconcelos et al., 2003a), este estudo 

seguirá a recomendação de Vasconcelos (2001a) e Vasconcelos 

et al. (2003a) de considerá-las como endêmicas 

dos topos de montanha do Sudeste do Brasil. 

Em recente estudo taxonômico, Raposo et al. (2006) 

consideraram o tapaculo Scytalopus speluncae (Ménétriès, 

1835) como uma espécie endêmica da Cadeia do Espinhaço. 

Estes autores alertaram para o correto uso do 

nome S. speluncae, que até recentemente vinha sendo 

empregado para nomear uma outra espécie do gênero, 

que foi então denominada S. notorius. Segundo Raposo 

et al. (2006), S. speluncae teria sua distribuição restrita à 

Cadeia do Espinhaço, na região compreendida entre São 

João del Rei e a Chapada Diamantina. Entretanto, o próprio 

tipo (original de Ménétriès) e os topótipos coletados 

pelos autores são provenientes de São João Del 

Rei, região não pertencente à Cadeia do Espinhaço 

(Derby, 1966). Ademais, G.N. Maurício, M.R. Bornschein, 

M.F. Vasconcelos e L.E. Lopes encontraram a espécie e 

coletaram espécimes em outras localidades fora da 

Cadeia do Espinhaço, no sul do estado de Minas Gerais 

(Serra da Mantiqueira), de modo que S. speluncae não 

pode ser considerado um endemismo do Espinhaço. 

Portanto, apenas quatro espécies (Augastes lumachella, 

Augastes scutatus, Asthenes luizae e Formicivora grantsaui) 

podem ser consideradas endêmicas da Cadeia do 

Espinhaço. As duas espécies de Augastes possivelmente 

representam aloespécies de um mesmo estoque ancestral 

no Espinhaço (Silva, 1995a; Sick, 1997). Augastes 

lumachella ocorre nos campos rupestres do setor baiano 

da Cadeia do Espinhaço (Figura 4), a exemplo do Morro 

do Chapéu e da Chapada Diamantina (Ruschi, 1962a; 

1963a; b; Grantsau, 1967; 1988; Sick, 1997; Parrini et 

al., 1999; Machado, 2005). Augastes scutatus ocorre desde 

as serras meridionais do Espinhaço mineiro (Quadrilátero 

Ferrífero), ao longo da Serra do Cipó, até a 

região de Grão Mogol (Figura 5), no norte de Minas 

Gerais (Ruschi, 1962a; 1963a; b; Grantsau, 1967; 1988; 

Sick, 1997; Vasconcelos et al., 2006). Asthenes luizae tem 

uma distribuição semelhante à de Augastes scutatus, 

sendo conhecido da região da Serra do Cipó até 

Botumirim, no norte de Minas Gerais (Figura 6), não 

ocorrendo, entretanto, nas montanhas do Quadrilátero 

Ferrífero (Vielliard, 1990; Andrade et al., 1998; Cordeiro 

et al., 1998; Vasconcelos, 2002; Vasconcelos et 

al., 2002). Formicivora grantsaui foi recentemente descrita 

dos campos rupestres da Chapada Diamantina 

(Gonzaga et al., 2007), apresentando uma área de distribuição 

geográfica coincidente com a de A. lumachella 

(Figura 7). 


Além das espécies endêmicas, duas subespécies de 

aves são reconhecidas como restritas aos campos rupestres 

da Cadeia do Espinhaço: o beija-flor-marrom 

Colibri delphinae greenewalti Ruschi, 1962 e a maria-preta-de-garganta-vermelha 

Knipolegus nigerrimus hoflingi 

Lencioni-Neto, 1996. Uma terceira subespécie, o beijaflor 

Phaethornis pretrei schwarti Ruschi, 1975, teria sua 

distribuição restrita aos municípios de Mucugê e 

Andaraí, na Chapada Diamantina, sem que sejam conhecidos 

detalhes sobre o hábitat desta forma (Ruschi, 

1975). É importante ressaltar que na mais recente revisão 

sobre a família Trochilidae, Stiles (1999) invalidou 

C. d. greenewalti, pois as características diagnósticas 

apontadas por Ruschi (1962b) também poderiam ser 

encontradas em alguns indivíduos da forma nominal, 

representando, portanto, apenas extremos na variação 

morfológica individual da espécie. Entretanto Vielliard 

(1994) e Brammer (2002) consideraram que esta subespécie 

deva ser reconhecida com base nos caracteres 

apresentados por Ruschi (1962b) em sua descrição original. 

Brammer (2002) sugeriu, inclusive, que esta subespécie 

poderia ser aceita como uma boa espécie 

filogenética. Brammer (2002) não analisou o holótipo 

de K. n. hoflingi, mas considera que esta subespécie não 

deva ser aceita como uma boa espécie filogenética. 

Farnsworth & Langham (2004) consideraram K. n. hoflingi 

como uma subespécie válida em recente revisão sobre 

a família Tyrannidae. Grantsau (1988) relatou que, mesmo 

após quatro expedições conduzidas na localidadetipo 

de P. p. schwarti, nenhum exemplar desta forma foi 

encontrado, sendo, no entanto, P. p. pretrei relativamente 

freqüente. Vielliard (1994) considerou que P. p. schwarti 

seria uma simples variação individual de coloração mais 

escura. 

Uma quarta subespécie, o beija-flor-asa-de-sabrecinza 

Campylopterus largipennis diamantinensis Ruschi, 

1963, descrita da região de Diamantina (Ruschi, 1963c), 

foi recentemente coletada por J.M.C. Silva e colaboradores 

nas matas decíduas dos vales dos rios Paranã e 

São Francisco (Silva, 1990; 1995b), não podendo mais 

ser considerada endêmica do Espinhaço. 

Considerando-se que uma área de endemismo é representada 

por uma região que abriga pelo menos dois 

táxons endêmicos (Cracraft, 1985; Platnick, 1991), toda 

a Cadeia do Espinhaço pode ser considerada como uma 

área de endemismo de aves, conforme proposto por 

Stattersfield et al. (1998). Dentro desta área, duas 

sub-áreas de endemismo podem ser delimitadas. Uma 

delas é representada pela porção centro-meridional 

deste sistema de montanhas, abrigando Augastes 

scutatus e Asthenes luizae (Figura 1). A outra seria a 



porção setentrional da Cadeia do Espinhaço (região da 

Chapada Diamantina e montanhas adjacentes), que abriga 

Augastes lumachella e Formicivora grantsaui (Figura 1). 

Além dessas duas espécies, a porção setentrional da 

Cadeia do Espinhaço abriga três subespécies endêmicas 

(Phaethornis pretrei schwarti, Colibri delphinae 

greenewalti e Knipolegus nigerrimus hoflingi). Entretanto, 

a validade dessas subespécies é questionável e novos 

estudos taxonômicos ainda são necessários. 

ESPÉCIES AMEAÇADAS E CONSERVAÇÃO DA 

AVIFAUNA NOS CAMPOS RUPESTRES DA CADEIA DO 

ESPINHAÇO 

Os campos rupestres da Cadeia do Espinhaço abrigam 

espécies ameaçadas, quase-ameaçadas de extinção e 

pouco conhecidas. Dentre elas, destaca-se a codornamineira 

Nothura minor (Spix, 1825), espécie ameaçada de 

extinção em nível global (BirdLife International, 2000), 

no Brasil (A.B.M. Machado et al., 2005) e no estado de 

Minas Gerais (A.B.M. Machado et al., 1998). Essa espécie 

fora descrita a partir de material coletado por Spix (1825) 

em Diamantina, Minas Gerais e nunca mais foi registrada 

na Cadeia do Espinhaço. Um possível registro visual 

da espécie para a Serra do Cipó apresentado por Willis 

& Oniki (1991) trata-se, provavelmente, de um erro de 

identificação (Vasconcelos, 2001a; Willis, 2003). 

A águia-cinzenta Harpyhaliaetus coronatus (Vieillot, 

1817), também ameaçada de extinção em nível global 

(BirdLife International, 2000), no Brasil (A.B.M. Machado 

et al., 2005) e no estado de Minas Gerais (A.B.M. 

Machado et al., 1998), foi encontrada nos campos rupestres 

da região de Itambé do Mato Dentro e do Parque 

Estadual do Rola-Moça, Minas Gerais (Ribeiro, 1997; 

Zorzin et al., 2006). Outros registros para a espécie na 

região do Espinhaço foram efetuados na Estação Ecológica 

do Tripuí, na Serra do Caraça, na Chapada de São 

Domingos e na Chapada Diamantina (Andrade & 

Andrade, 1998; Parrini et al., 1999; Bencke et al., 2006). 

Asthenes luizae, espécie recentemente descrita da região 

da Serra do Cipó (Vielliard, 1990), ficou conhecida 

por alguns anos como restrita a sua localidade-tipo. Este 

fato, associado à falta de conhecimento sobre a biologia 

e a distribuição geográfica da espécie, levou alguns 

autores a incluí-la em listas de espécies ameaçadas de 

extinção (Collar et al., 1992; 1994; Lins et al., 1997; 

A.B.M. Machado et al., 1998; BirdLife International, 

2000). Entretanto, com a realização de subseqüentes 

trabalhos de campo, A. luizae foi encontrado em diversas 

localidades de campos rupestres ao longo da 


Cadeia do Espinhaço, incluindo três unidades de conservação: 

o Parque Nacional da Serra do Cipó, o Parque 

Estadual do Pico do Itambé e o Parque Estadual do Rio 

Preto (Andrade et al., 1998; Cordeiro et al., 1998; Vasconcelos, 

2002; Vasconcelos et al., 2002; Bencke et al., 

2006), de modo que a espécie não foi incluída na última 

revisão da fauna ameaçada de extinção do Brasil 

(A.B.M. Machado et al., 2005). Entretanto, em recente 

estudo sobre a biologia de A. luizae, Gomes & Rodrigues 

(2006a) sugeriram que a espécie deva ser novamente 

considerada ameaçada de extinção, embora a 

área de estudo destes autores estivesse restrita a uma 

região bastante impactada, sendo necessários estudos 

mais aprofundados com populações que ocorrem em 

áreas de campos rupestres mais preservadas para se 

ter uma noção mais apropriada do real estado de conservação 

da espécie. 

Poospiza cinerea, espécie também ameaçada de 

extinção em Minas Gerais (A.B.M. Machado et al., 1998) 

e globalmente (BirdLife International, 2000), foi considerada 

como deficiente em dados na última revisão 

conduzida sobre espécies ameaçadas no Brasil (A.B.M. 

Machado et al., 2005). A espécie tem sido recentemente 

registrada nos campos rupestres da Serra do Cipó 

(A.B.M. Machado et al., 1998; Bencke et al., 2006; Costa 

& Rodrigues, 2006b; Gomes & Guerra, 2006; Guerra et 

al., 2006). Outras áreas de registro para a espécie ao 

longo da Cadeia do Espinhaço são: Serra do Caraça, 

Parque das Mangabeiras, Serra do Curral, Parque Estadual 

do Rio Preto e Chapada do Catuni (Carnevalli, 1980; 

Melo-Júnior, 1996; D’Angelo Neto & Queiroz, 2001; 

Bencke et al., 2006; Vasconcelos, 2007). 

As espécies: Augastes lumachella, Augastes scutatus, 

Polystictus superciliaris, Porphyrospiza caerulescens e 

Embernagra longicauda são quase-ameaçadas globalmente 

(BirdLife International, 2000). 

Embora relativamente bem conservados em comparação 

com outras regiões do Brasil, os campos rupestres 

do Espinhaço vêm sofrendo diversos impactos 

ambientais que afetam direta ou indiretamente sua 

avifauna. Dentre eles, destacam-se a mineração, a expansão 

urbana, o turismo descontrolado, a criação de 

gado e as queimadas. Recentemente foram identificadas 

11 áreas importantes para a conservação das aves 

no Brasil ao longo da Cadeia do Espinhaço (Bencke et 

al., 2006), sendo elas: Parque Estadual do Morro do 

Chapéu (código BA05), Serra de Bonito (BA07), Ibiquera/ 

Ruy Barbosa (BA10), Parque Nacional da Chapada Diamantina 

(BA12), Chapada do Catuni (MG06), Botumirim 

(MG07), Parque Estadual do Rio Preto (MG09), Parque 

Estadual do Pico do Itambé/Serra do Gavião (MG10),

Serra do Cipó (MG11), Serra do Caraça (MG14) e Ouro 

Preto/Mariana (MG16). Por ser uma importante região 

que abriga espécies de aves endêmicas e ameaçadas de 

extinção, estas e outras áreas de campos rupestres ao 

longo da Cadeia do Espinhaço devem ser prioritárias 

para a conservação. Nesse sentido, destaca-se que a 

Cadeia do Espinhaço já foi indicada como área de importância 

especial para conservação da biodiversidade 

em Minas Gerais (Drummond et al. 2005), área de importância 

biológica extrema para conservação da biodiversidade 

do Cerrado (MMA et al., 1999) e da Mata 

Atlântica (Conservation International et al., 2000). Ademais, 

a UNESCO reconheceu, em 27 de junho de 2005, 

a sétima Reserva da Biosfera brasileira. Trata-se da 

Reserva da Biosfera da Serra do Espinhaço, em Minas 

Gerais, que foi solicitada pelo Governo de Minas Gerais 

e pelo Governo Federal. A Cadeia do Espinhaço foi 

escolhida pelo programa “O Homem e a Biosfera/MAB” 

por ser um divisor de águas de extrema importância do 

Brasil Central, por abrigar espécies endêmicas da fauna e 

da flora e por ser uma das maiores formações de campos 

rupestres do Brasil (www.unesco.org.br). 

Além disso, maiores inventários avifaunísticos devem 

ser conduzidos na região para um melhor conhecimento 

de sua avifauna. As recentes descobertas e descrições 

de Asthenes luizae e Formicivora grantsaui são bons 

exemplos de como a avifauna dos campos rupestres da 

Cadeia do Espinhaço ainda é pouco conhecida. Levantamentos 

documentados com a coleta de espécimestestemunhos 

(Vuilleumier, 1988; 2000; Remsen, 1995; 

Winker, 1996; Peterson et al., 1998; Rojas-Soto et al., 

2002) mostram-se extremamente necessários nesta região, 

com a possibilidade de serem encontrados novos 

táxons. A partir destes levantamentos e de estudos sobre 

a biologia das diversas espécies, será possível elaborar 

planos de manejo para a conservação da avifauna 

e de seus hábitats. 


M.F.V. e L.E.L agradecem à CAPES, à FAPEMIG e à Brehm 

Foundation pelo apoio financeiro durante seus cursos 

de doutorado. C.G.M. agradece ao CNPq (processo 

474217/2004-3). M.R. agradece à Fundação O Boticário 

de Proteção à Natureza e ao CNPq (processo 473428/ 

2004-0) pelo apoio ao Laboratório de Ornitologia da 

UFMG. Agradecemos às seguintes pessoas que facilitaram 

o estudo de exemplares nos museus consultados: 

L.F. Silveira e É. Machado (MZUSP), M. Raposo e J.B. 

Nacinovic (MNRJ), A. Aleixo, D.C. Oren e J.M.C. Silva 


(MPEG), J.M.C. Silva (UFPE), H.Q.B. Fernandes e 

M. Hoffmann (MBML), J. Cracraft, P. Sweet, P. Hart, 

C. Ribas e M. Okada (AMNH), C.S. Fontana (MCP), 

B. Garzon e L. Guimarães (MCN), H.M.F. Alvarenga 

(MHNT) e R. Grantsau (SG). M.F.V. agradece ao AMNH 

pela concessão de uma ‘collection study grant’ para o 

estudo de exemplares coletados na Cadeia do Espinhaço 

que se encontram depositados nesta instituição. 


Ab’Sáber, A.N. 1977. Os domínios morfoclimáticos da América 

do Sul. Primeira aproximação. Geomorfologia 52: 1-21. 

Abreu, C.R.M. 2006. Revisão taxonômica de Augastes scutatus 

(Temminck, 1824) (Aves: Trochilidae). Dissertação de Mestrado, 

Universidade Federal do Rio de Janeiro, Rio de Janeiro, 

Brasil. 

Almeida, A.C.C. & M.A. Raposo. 1999. Aspectos da biologia e 

abundância do beija-flor-de-gravatinha-vermelha, Augastes 

lumachellus (Lesson, 1838) (Aves: Trochilidae), em Morro do 

Chapéu, BA. Revista Nordestina de Biologia 13: 69-85. 

Alves, A.C.F, N.F.O. Mota, P.L. Viana, D.A. Marques, P.O. Moraes 

& A. Salino. 2007. O banho de Augastes scutatus (Temminck, 

1824) em duas localidades de campos rupestres em Minas 

Gerais. Atualidades Ornitológicas 137: 48-49. 

Alves, A.C.F, N.F.O. Mota, P.L. Viana, P.O. Moraes & A. Salino. 

2006. Novas observações sobre o banho de Augastes scutatus 

(Aves: Trochilidae). In: R. Ribon (ed.). Resumos do XIV Congresso 

Brasileiro de Ornitologia. p. 26. Universidade Federal 

de Ouro Preto, Ouro Preto, Brasil. 

Alves, R.J. & J. Kolbek. 1994. Plant-species endemism in savanna 

vegetation on table mountains (campos rupestres) in Brazil. 

Vegetatio 113: 125-139. 

Andrade, M.A. 1998. O Parque Estadual do Itacolomi e suas 

aves. Uiraçu 2: 4. 

Andrade, M.A. & M.V.G. Andrade. 1998. Notas sobre a águiacinzenta 

(Harpyhaliaetus coronatus) e registros de sua ocorrência 

em Minas Gerais. Atualidades Ornitológicas 83: 11. 

Andrade, M.A., M.V.G. Andrade, R.G.R. Gontijo & P.O. Souza. 

1998. Ocorrência do Cipó-canastero (Asthenes luizae) e do 

Gavião-pernilongo (Geranospiza caerulescens) no interior do 

Parque Nacional da Serra do Cipó, Minas Gerais. Atualidades 

Ornitológicas 82: 10. 

Bastos, S.S. & C.G. Machado. Visitantes frugívoros de duas espécies 

de cactos endêmicos Micranthocereus purpureus (Guerke) 

F. Ritter e Stephanocereus luetzelburgii (Vaupel) N. Taylor & Eggli 

(Cactaceae) da Chapada Diamantina, Bahia. Sitientibus, Série 

Ciências Biológicas (no prelo). 

Bencke, G.A., G.N. Maurício, P.F. Develey & J.M. Goerck. 2006. 

Áreas importantes para a conservação das aves no Brasil: 

parte 1 – estados do domínio da Mata Atlântica. SAVE Brasil, 

São Paulo, Brasil. 

BirdLife International. 2000. Threatened birds of the world. 

BirdLife International, Cambridge, Reino Unido & Lynx 

Edicions, Barcelona, Espanha. 



Brammer, F.P. 2002. Species concepts and conservation priorities: 

a study of birds in north-east Brazil. Dissertação de Mestrado, 

Universidade de Copenhague, Copenhague, Dinamarca. 

Brooks, T., J. Tobias & A. Balmford. 1999. Deforestation and 

bird extinctions in the Atlantic forest. Animal Conservation 

2: 211-222. 

Carnevalli, N.E.D. 1980. Contribuição ao estudo da ornitofauna 

da Serra do Caraça, Minas Gerais. Lundiana 1: 88-98. 

Carnevalli, N.E.D. 1982. Embernagra longicauda Strikiland [sic], 

1844; sua ocorrência em Minas Gerais - Brasil (Aves-Fringillidae). 

Lundiana 2: 85-88. 

Carvalhaes, A.M.P. 2001a. Dinâmica da comunidade de aves do 

Parque Nacional da Chapada Diamantina. Tese de Doutorado, 

Universidade Estadual Paulista “Júlio de Mesquita Filho”, 

Botucatu, Brasil. 

Carvalhaes, A.M.P. 2001b. Acréscimos à lista de aves da Chapada 

Diamantina, Bahia. In: F.C. Straube (ed.). Ornitologia sem 

fronteiras (incluindo os resumos do IX Congresso Brasileiro 

de Ornitologia). pp. 170-171. Pontifícia Universidade Católica 

do Paraná, Curitiba, Brasil. 

Carvalhaes, A.M.P. & C.G. Machado. 2007. As aves da Chapada 

Diamantina. In: L. Funch (ed). História Natural da Serra do 

Sincorá. Editora Rima, São Carlos, Brasil (no prelo). 

Coelho, A.G. & C.G. Machado. 2003. As espécies de beija-flores 

e seus recursos florais em uma área de campo rupestre da 

Chapada Diamantina, BA. In: C.G. Machado (ed.). Resumos 

do XI Congresso Brasileiro de Ornitologia. p. 11. Universidade 

Estadual de Feira de Santana, Feira de Santana, Brasil. 

Coelho, A.G., C.G. Machado, H.D.S. Carvalho & M. Cseko. 2006. 

Descrição avifaunística das trilhas ecológicas de Igatu, Chapada 

Diamantina, BA. In: Resumos do I Fórum Nordestino de 

Ecoturismo: ecoturismo e o combate à desertificação e 

mitigação dos efeitos da seca. Aracaju, Brasil. 

Colaço, M.A.S., R.B.S Fonseca, S.M. Lambert, C.B.N. Costa, C.G. 

Machado & E.L. Borba. 2006. Biologia reprodutiva de 

Melocactus glaucescens Buining & Brederoo e M. paucispinus G. 

Heimen & R. Paul (Cactaceae), na Chapada Diamantina, Nordeste 

do Brasil. Revista Brasileira de Botânica 29: 239-249. 

Collar, N.J., M.J. Crosby & A.J. Stattersfield. 1994. Birds to watch 

2: the world list of threatened birds. Smithsonian Institution 

Press, Washington, DC, Estados Unidos. 

Collar, N.J., L.P. Gonzaga, N. Krabbe, A. Madroño Nieto, L.G. 

Naranjo, T.A. Parker III & D.C. Wege. 1992. Threatened birds 

of the Americas. The ICBP/IUCN Red Data Book. Smithsonian 

Institution Press, Washington, DC, Estados Unidos. 

Conservation International do Brasil, Fundação SOS Mata Atlântica, 

Fundação Biodiversitas, Instituto de Pesquisas Ecológicas, 

Secretaria do Meio Ambiente do Estado de São Paulo & 

Instituto Estadual de Florestas de Minas Gerais. 2000. Avaliação 

e ações prioritárias para a conservação da biodiversidade 

da Mata Atlântica e Campos Sulinos. MMA/SBF, Brasília, 

Brasil. 

Cordeiro, P.H.C., T.A. Melo-Júnior & M.F. Vasconcelos. 1998. A 

range extension for Cipó Canastero Asthenes luizae in Brazil. 

Cotinga 10: 64-65. 

Costa, L.M. & M. Rodrigues. 2006a. Estação reprodutiva de aves 

nos campos rupestres da Serra do Cipó, Minas Gerais. In: R. 

Ribon (ed.). Resumos do XIV Congresso Brasileiro de Ornitologia. 

p. 24. Universidade Federal de Ouro Preto, Ouro Preto, 

Brasil. 


Costa, L.M. & M. Rodrigues. 2006b. Área de vida e forrageamento 

de Poospiza cinerea (Aves: Emberezidae [sic]) na Serra 

do Cipó. In: R. Ribon (ed.). Resumos do XIV Congresso Brasileiro 

de Ornitologia. p. 41. Universidade Federal de Ouro Preto, 

Ouro Preto, Brasil. 

Costa, L.M. & M. Rodrigues. 2007. Novo registro de nidificação 

do beija-flor-de-gravata-verde Augastes scutatus estende período 

reprodutivo da espécie. Revista Brasileira de Ornitologia 

15: 131-134. 

Cracraft, J. 1985. Historical biogeography and patterns of 

differentiation within the South America avifauna: areas of 

endemism. Ornithological Monographs 36: 49-84. 

D’Angelo Neto, S. & S.R. Queiroz. 2001. Ocorrência da mariacorruíra 

(Euscarthmus rufomarginatus) no Norte de Minas Gerais, 

Brasil. Tangara 1: 90-94. 

Derby, O.A. 1966. The Serra of Espinhaço, Brazil. Journal of 

Geology 14: 374-401. 

Domingues, L.A.L. & M. Rodrigues. 2006. Territorialidade e área 

de vida de Schistochlamys ruficapillus (Aves: Thraupidae) na 

Serra do Cipó. In: R. Ribon (ed.). Resumos do XIV Congresso 

Brasileiro de Ornitologia. p. 25. Universidade Federal de Ouro 

Preto, Ouro Preto, Brasil. 

Drummond, G.M., C.S. Martins, A.B.M. Machado, F.A. Sebaio & 

Y. Antonini. 2005. Biodiversidade em Minas Gerais: um atlas 

para sua conservação. Fundação Biodiversitas, Belo Horizonte, 

Brasil. 

Eiten, G. 1992. Natural Brazilian vegetation types and their causes. 

Anais da Academia Brasileira de Ciências 64: 35-65. 

Farnsworth, A. & G.M. Langham. 2004. Velvety Black-tyrant 

Knipolegus nigerrimus. In: J. del Hoyo, A. Elliott & D.A. Christie 

(eds.). Handbook of the birds of the world, v. 9. p. 379. Lynx 

Edicions, Barcelona, Espanha. 

Faustino, T.C. & C.G. Machado. 2003. Os frutos consumidos por 

aves em uma área de campo rupestre da Chapada Diamantina, 

Bahia. In: C.G. Machado (ed.). Resumos do XI Congresso 

Brasileiro de Ornitologia. p. 14. Universidade Estadual de Feira 

de Santana, Feira de Santana, Brasil. 

Faustino, T.C. & C.G. Machado. 2006. Frugivoria por aves em 

uma área de campo rupestre na Chapada Diamantina, BA. 

Revista Brasileira de Ornitologia 14: 137-143. 

Faustino, T.C., C.S. Santana & C.G. Machado. 2003. As aves visitantes 

florais e frugívoras de Hohenbergia ramageana 

(Bromeliaceae) no Parque Municipal de Mucugê, Chapada 

Diamantina, BA. In: C.G. Machado (ed.). Resumos do XI Congresso 

Brasileiro de Ornitologia. p. 15. Universidade Estadual 

de Feira de Santana, Feira de Santana, Brasil. 

Giulietti, A.M. & J.R. Pirani. 1988. Patterns of geographic 


Minas Gerais and Bahia, Brazil. In: P.E. Vanzolini & W.R. 

Heyer (eds.). Proceedings of a workshop on Neotropical 

distribution patterns. pp. 39-69. Academia Brasileira de Ciências, 


Giulietti, A.M., J.R. Pirani & R.M. Harley. 1997. Espinhaço Range 

Region, Eastern Brazil. In: S.D. Davis, V.H. Heywood, O. 

Herrera-MacBryde, J. Villa-Lobos & A.C. Hamilton (eds.). 

Centres of plant diversity: a guide and strategy for their 

conservation, v. 3. pp. 397-404. Information Press, Oxford, 

Reino Unido. 

Gomes, H.B. 2006. Nidificação e padrão de canto de Asthenes 

luizae (Aves: Furnariidae) na Serra do Cipó, Minas Gerais. Dis-

sertação de Mestrado, Universidade Federal de Minas Gerais, 


Gomes, H.B. & T.J. Guerra. 2006. Aves do Alto da Boa Vista, 

Serra do Cipó, Minas Gerais. In: R. Ribon (ed.). Resumos do 

XIV Congresso Brasileiro de Ornitologia. p. 56. Universidade 

Federal de Ouro Preto, Ouro Preto, Brasil. 

Gomes, H.B. & M. Rodrigues. 2006a. Conservação de Asthenes 

luizae (Aves: Furnariidae) na Serra do Cipó, Minas Gerais. In: 

R. Ribon (ed.). Resumos do XIV Congresso Brasileiro de Ornitologia. 


Brasil. 

Gomes, H.B. & M. Rodrigues. 2006b. Padrão de canto de Asthenes 

luizae (Aves: Furnariidae) na Serra do Cipó, Minas Gerais. In: 

R. Ribon (ed.). Resumos do XIV Congresso Brasileiro de Ornitologia. 


Brasil. 

Gomes, M.C.A., B. Holten & M. Sterll. 2006. A canção das palmeiras: 

Eugenius Warming, um jovem botânico no Brasil. 

Fundação João Pinheiro, Centro de Estudos Históricos e Culturais, 


Gonzaga, L.P., A.M.P. Carvalhaes & D.R.C. Buzzetti. 2007. A new 

species of Formicivora antwren from the Chapada Diamantina, 

eastern Brazil (Aves: Passeriformes: Thamnophilidae). 

Zootaxa 1473: 25-44. 

Gottsberger, G. & I. Silberbauer-Gottsberger. 2006. Life in the 

Cerrado - a South American tropical seasonal ecosystem, v. 1: 

origin, structure, dynamic and plant use. Reta Verlag, Ulm, 

Alemanha. 

Gounelle, E. 1909. Contribution à l’étude de la distribution 

géographique dês trochilidés dans lê Brésil central et 

oriental. Ornis 13: 173-183. 

Grantsau, R. 1967. Sôbre o gênero Augastes com a descrição de 

uma subespécie nova (Aves, Trochilidae). Papéis Avulsos de 

Zoologia São Paulo 21: 21-31. 

Grantsau, R. 1968. Die wiederentdeckung der brasilianischen 

kolibris Augastes scutatus und Augastes lumachellus. Journal für 

Ornithologie 109: 434-437. 

Grantsau, R. 1988. Os beija-flores do Brasil. Expressão e Cultura, 


Guerra, T.J. 2005. Componentes quantitativos e qualitativos da 

dispersão de sementes de Struthanthus flexicaulis 

(Loranthaceae) em uma área de campo rupestre do sudeste 

brasileiro. Dissertação de Mestrado, Universidade Estadual 

Paulista “Júlio de Mesquita Filho”, Rio Claro, Brasil. 

Guerra, T.J. & A.C.F. Alves. 2006. Polinização e dispersão de sementes 

por aves em Psittachanthus robusts [sic] (Loranthaceae) 

em uma área de campo rupestre do sudeste brasileiro. In: R. 

Ribon (ed.). Resumos do XIV Congresso Brasileiro de Ornitologia. 


Brasil. 

Guerra, T.J., H.B. Gomes & F.I. Garcia. 2006. Composição de 

bandos mistos em uma área de campo rupestre do sudeste 

brasileiro. In: R. Ribon (ed.). Resumos do XIV Congresso Brasileiro 

de Ornitologia. p. 11. Universidade Federal de Ouro 


Harley, R.M. 1995. Introduction. In: B.L. Stannard, Y.B. Harvey 

& R.M. Harley (eds.). Flora of the Pico das Almas, Chapada 

Diamantina - Bahia, Brazil. pp. 1-40. Royal Botanic Gardens, 

Kew, Reino Unido. 


Hoffmann, D. 2006. Comportamento de forrageamento, dieta, 

área de vida, biologia reprodutiva e sucesso reprodutivo de 

Polystictus superciliaris Wied, 1831 [sic] (Aves: Tyrannidae), no 

sudeste do Brasil. Dissertação de Mestrado, Universidade 

Federal de Minas Gerais, Belo Horizonte, Brasil. 

Hoffmann, D. & M. Rodrigues. 2005. Táticas de forrageamento 

de Polystictus superciliaris (Aves: Tyrannidae), no Parque Estadual 

da Serra do Rola Moça, Nova Lima, MG. In: A. Aleixo 

(ed.). Resumos do XIII Congresso Brasileiro de Ornitologia. 

p. 157. Universidade Federal do Pará, Belém, Brasil. 

Hoffmann, D. & M. Rodrigues. 2006a. Biologia reprodutiva de 

Polystictus superciliaris (Aves: Tyrannidae) em área de canga 

no Sudeste do Brasil. In: R. Ribon (ed.). Resumos do XIV Congresso 



Hoffmann, D. & M. Rodrigues. 2006b. Sucesso reprodutivo de 

Polystictus superciliaris (Aves: Tyrannidae) em área de canga 




Hoffmann, D. & M. Rodrigues. 2006c. Território e uso de habitat 

por Polystictus superciliaris (Aves: Tyrannidae) em área de canga 




Hoffmann, D., M.F. Vasconcelos, L.E. Lopes & M. Rodrigues. 

2007. Comportamento de forrageamento e dieta de Polystictus 

superciliaris (Aves, Tyrannidae) em área de canga no sudeste 

do Brasil. Iheringia, Série Zoológica 97: 296-300. 

Holt, E.G. 1928. An ornithological survey of the Serra do Itatiaya, 

Brazil. Bulletin of the American Museum of Natural History 

57: 251-326. 

Jacobi, C.M., F.F. Carmo, R.C. Vincent & J.R. Stehmann. 2007. Plant 

communities on ironstone outcrops: a diverse and endangered 

Brazilian ecosystem. Biodiversity and Conservation 16: 2185- 

2200. 

Lencioni-Neto, F. 1996. A new subspecies of Knipolegus from 

Estado da Bahia, Brasil. Revista Brasileira de Biologia 56: 

197-201. 

Lins, L.V., A.B.M. Machado, C.M.R. Costa & G. Herrmann. 1997. 

Roteiro metodológico para elaboração de listas de espécies 

ameaçadas de extinção. Publicações Avulsas da Fundação 

Biodiversitas 1: 1-50. 

Machado, A.B.M., G.A.B. Fonseca, R.B. Machado, L.M.S. Aguiar 

& L.V. Lins. 1998. Livro vermelho das espécies ameaçadas de 

extinção da fauna de Minas Gerais. Fundação Biodiversitas, 


Machado, A.B.M., C.S. Martins & G.M. Drummond. 2005. Lista 

da fauna brasileira ameaçada de extinção: incluindo as listas 

de espécies quase ameaçadas e deficientes em dados. Fundação 

Biodiversitas, Belo Horizonte, Brasil. 

Machado, C.G. 2003. Os atributos florais das espécies de plantas 

visitadas por beija-flores em uma área de campo rupestre 

da Chapada Diamantina, Bahia. In: C.G. Machado (ed.). Resumos 

do XI Congresso Brasileiro de Ornitologia. p. 702. Universidade 

Estadual de Feira de Santana, Feira de Santana, 

Brasil. 

Machado, C.G. 2005. Aves. In: F.A. Juncá, L.S. Funch & W. Rocha 

(eds.). Biodiversidade e Conservação da Chapada Diamantina. 

pp. 357-375. MMA, Brasília, Brasil. 



Machado, C.G. 2006. Aves do semi-árido Brasileiro. In: L.P. 

Queiroz, A. Rapini & A.M. Giulietti (eds). Rumo ao amplo conhecimento 

da biodiversidade do semi-árido brasileiro. pp 

103-107. Ministério da Ciência e Tecnologia, Brasília, Brasil. 

Machado, C.G., A.G. Coelho & C.S. Santana. 2003a. Agonismos 

entre beija-flores em uma área de campo rupestre da Chapada 

Diamantina, BA. In: C.G. Machado (ed.). Resumos do XI 

Congresso Brasileiro de Ornitologia. p. 19. Universidade Estadual 

de Feira de Santana, Feira de Santana, Brasil. 

Machado, C.G., T.A. Moreira, C.E.C. Nunes & C.O. Romão. 2003b. 

Use of Micranthocereus purpureus (Guerke) F. Ritter, 1968 

(Cactaceae) hairs in nests of Augastes lumachellus Lesson, 1839 

[sic] (Trochilidae, Aves). Sitientibus, Série Ciências Biológicas 

3: 131-132. 

Machado, C.G., C.E.C. Nunes, M.C.B. Gomes, A.G. Coelho, M.B. 

Machado & J.J. Almeida. 2006. Utilização de Phaethornis pretrei 

(Lesson & Delattre, 1839) (Trochilidae) como vetor de pólen 

pela rubiácea Augusta longifolia (Spreng.) Rehder, na Serra do 

Bastião, Chapada Diamantina, BA. In: R. Ribon (ed.). Resumos 

do XIV Congresso Brasileiro de Ornitologia. p. 15. Universidade 


Machado, C.G., C.E.C. Nunes, M.C.B. Gomes, A.G. Coelho, C.S. 

Santana, A.D.C. Moura, J.J. Almeida, T.C. Faustino & S.S Bastos. 

2007a. As espécies de plantas utilizadas por Phaethornis 

pretrei em três tipos de ambientes da Chapada Diamantina 

In: C.S. Fontana (ed.). Resumos do XV Congresso Brasileiro 

de Ornitologia. p. 245. Pontifícia Universidade Católica do 

Rio Grande do Sul, Porto Alegre, Brasil. 

Machado, C.G., A.G. Coelho, M.C.B. Gomes, C.E.C. Nunes, A.D.C. 

Moura & C.S. Santana. 2007b. Polinização de Alstroemeria 

rupestris (Alstroemeriaceae) por Phaethornis pretrei na Serra 

do Bastião, Chapada Diamantina, BA. In: C.S. Fontana (ed.). 

Resumos do XV Congresso Brasileiro de Ornitologia. p. 246. 

Pontifícia Universidade Católica do Rio Grande do Sul, Porto 

Alegre, Brasil. 

Machado, C.G., A.G. Coelho, C.S. Santana & M. Rodrigues 2007. 

Beija-flores e seus recursos florais em uma área de campo 

rupestre da Chapada Diamantina, Bahia. Revista Brasileira de 

Ornitologia 15: 267-279. 

Machado, R.B., S.E. Rigueira & L.V. Lins. 1998. Expansão geográfica 

do canário-rabudo (Embernagra longicauda - Aves, 

Emberizidae) em Minas Gerais. Ararajuba 6: 42-45. 

Mattos, G.T. & H. Sick. 1985. Sobre a distribuição e a ecologia 

de duas espécies crípticas: Embernagra longicauda Strickland, 

1844, e Embernagra platensis (Gmelin, 1789). Emberizidae, 

Aves. Revista Brasileira de Biologia 45: 201-206. 

Melo-Júnior, T.A. 1996. Registros de algumas aves ameaçadas 

no estado de Minas Gerais. Atualidades Ornitológicas 72: 

13-14. 

Melo-Júnior, T.A., L.G.M. Mendes & M.M. Coelho. 1998. Range 

extension for Itatiaia Spinetail Oreophylax moreirae with 

comments on its distribution. Cotinga 10: 68-70. 

Melo-Júnior, T.A., M.F. Vasconcelos, G.W. Fernandes & M.Â. 

Marini. 2001. Bird species distribution and conservation in 

Serra do Cipó, Minas Gerais, Brazil. Bird Conservation 

International 11: 189-204. 

Menezes, N.L. & A.M. Giulietti. 1986. Campos rupestres – paraíso 

botânico na Serra do Cipó. Ciência Hoje 5: 38-44. 

Menezes, N.L. & A.M. Giulietti. 2000. Campos rupestres. In: M.P. 

Mendonça & L.V. Lins (eds). Lista vermelha das espécies amea- 


çadas de extinção da flora de Minas Gerais. pp. 65-73. Fundação 

Biodiversitas & Fundação Zoo-Botânica de Belo Horizonte, 


MMA – Ministério do Meio Ambiente, dos Recursos Naturais 

Hídricos e da Amazônia Legal, Funatura, Conservation 

International, Universidade Federal de Brasília & Fundação 

Biodiversitas. 1999. Ações prioritárias para a conservação da 

biodiversidade do Cerrado e Pantanal. MMA, Brasília, Brasil. 

Miranda-Ribeiro, A. 1906. Vertebrados do Itatiaya (peixes, serpentes, 

saurios, aves e mammiferos). Archivos do Museu Nacional 

13: 163-190. 

Miranda-Ribeiro, A. 1923. Nota critica sobre a ornis do Itatiaya. 

Archivos do Museu Nacional 24: 238-255. 

Naumburg, E.M.B. 1935. Gazetteer and maps showing collecting 

stations visited by Emil Kaempfer in eastern Brazil and 

Paraguay. Bulletin of the American Museum of Natural History 

68: 449-469. 

O’Brien, C.E. 1968. Rediscovery of Embernagra longicauda 

Strickland. The Auk 85: 323. 

Pacheco, J.F. 2001. Um tributo ao naturalista Friedrich Sellow 

(1789-1831) - recontando a sua passagem pela Bahia e o destino 

desafortunado de seu acervo ornitológico. Atualidades 

Ornitológicas 100: 6-7. 

Pacheco, J.F. 2004. Sabará ou Cuiabá? O problema das localidades 

de Ménétriès. Atualidades Ornitológicas 117: 4-5. 

Parrini, R., M.A. Raposo, J.F. Pacheco, A.M.P. Carvalhães [sic], 

T.A. Melo-Júnior, P.S.M. Fonseca & J.C. Minns. 1999. Birds of 

the Chapada Diamantina, Bahia, Brazil. Cotinga 11: 86-95. 

Pearman, M. 1990. Behaviour and vocalizations of an undescribed 

Canastero Asthenes sp. from Brazil. Bulletin of the British 

Ornithologists’ Club 110: 145-153. 

Peixoto-Velho, P.P. 1923. Breve noticia sobre a ornis do Caparaó. 

Boletim do Museu Nacional 1: 23-26. 

Peterson, A.T., A.G. Navarro-Siguenza & H. Benitez-Diaz. 1998. 

The need for continued scientific collecting: a geographic 

analysis of Mexican bird specimens. Ibis 140: 288-294. 

Pinto, O. 1950. Peter W. Lund e sua contribuição à ornitologia 

Brasileira. Papéis Avulsos do Departamento de Zoologia 9: 

269-284. 

Pinto, O. 1952. Súmula histórica e sistemática da ornitologia 

de Minas Gerais. Arquivos de Zoologia São Paulo 8: 1-51. 

Platnick, N.I. 1991. On areas of endemism. Australian Systematic 

Botany 4: 1-11. 

Raposo, M.A., R. Stopiglia, V. Loskot & G.M. Kirwan. 2006. The 

correct use of the name Scytalopus speluncae (Ménétriés [sic], 

1835), and the description of a new species of Brazilian 

tapaculo (Aves: Passeriformes: Rhinocryptidae). Zootaxa 1271: 

37-56. 

Reinhardt, J. 1870. Bidrag til kundskab om flugefaunaen i 

Brasiliens campos. Videnskabelige Meddelelser fra den 

Naturhistoriske Forening i Kjöbenhavn 22: 1-124, 315-457. 

Remsen, Jr., J.V. 1995. The importance of continued collecting 

of bird specimens to ornithology and bird conservation. Bird 

Conservation International 5: 145-180. 

Ribeiro, B.A., M.F. Goulart & M.Â. Marini. 2002. Aspectos da 

territorialidade de Knipolegus lophotes (Tyrannidae, 

Fluvicolinae) em seu período reprodutivo. Ararajuba 10: 

231-235.

Ribeiro, R.C.C. 1997. Ocorrência de águia-cinzenta (Harpyheliaetus 

[sic] coronatus) no município de Itambé do Mato Dentro - MG. 

Atualidades Ornitológicas 78: 14. 

Ribon, R., F.M. Coelho, G.T. Pizetta, L.B. Almeida, A. Oliveira, 

R.P. Resck, C.F. Valadares, L. Corral, M. Amboni, R.A. Souza & 

L.F. Carvalho. 2006. Vocalizações, territórios e densidade de 

Anthus hellmayri (Motacillidae - Passeriformes) no Parque Nacional 

da Serra do Cipó, Brasil. In: R. Ribon (ed.) Resumos do 

XIV Congresso Brasileiro de Ornitologia. pp. 46-47. Universidade 


Ridgely, R.S. & G. Tudor. 1994. The birds of South America, v. 2. 

University of Texas Press, Austin, Estados Unidos. 

Rojas-Soto, O.R., S.L. Aquino, L.A. Sánchez-González & B.E. 

Hernández-Baños. 2002. La colecta científica en el Neotrópico: 

el caso de las aves de México. Ornitología Neotropical 13: 

209-214. 

Romão, C.O., M. Gimenes & C.G. Machado. 2001. Interações 

entre Augastes lumachellus e seus recursos florais no Morro 

do Pai Inácio, Chapada Diamantina, Bahia. In: F.C. Straube 

(ed.). Ornitologia sem fronteiras (incluindo os resumos do IX 

Congresso Brasileiro de Ornitologia). pp. 336-337. Pontifícia 

Universidade Católica do Paraná, Curitiba, Brasil. 

Roselaar, C.S. 2003. An inventory of major European bird 

collections. Bulletin of the British Ornithologists’ Club 

123: 253-337. 

Ruschi, A. 1951. Trochilideos do Museu Nacional. Boletim do 

Museu de Biologia Prof. Mello Leitão, Série Biologia 10: 1-111. 

Ruschi, A. 1962a. Algumas observações sôbre Augastes lumachellus 

(Lesson) e Augastes scutatus (Temminck). Boletim do Museu de 

Biologia Prof. Mello Leitão, Série Biologia 31: 1-23. 

Ruschi, A. 1962b. Um nôvo representante de Colibri (Trochilidae 

Aves) da região de Andaraí no Estado da Bahia. Boletim do 

Museu de Biologia Prof. Mello Leitão, Série Biologia 32: 1-7. 

Ruschi, A. 1963a. Notes on Trochilidae: the genus Augastes. 

Proceedings of International Ornithological Congress 13: 

141-146. 

Ruschi, A. 1963b. A atual distribuição geográfica das espécies e 

sub-espécies do gênero Augastes, com a descrição de uma 

nova sub-espécie: Augastes scutatus soaresi Ruschi e a chave 

artificial e analítica para o reconhecimento das mesmas. 

Boletim do Museu de Biologia Prof. Mello Leitão, Série Divulgação 

4: 1-4. 

Ruschi, A. 1963c. Um novo representante de Campylopterus, da 

região de Diamantina, no Estado de Minas Gerais (Trochilidae 

- Aves). Boletim do Museu de Biologia Prof. Mello Leitão, Série 

Biologia 39: 1-9. 

Ruschi, A. 1975. Phaethornis pretrei schwarti n.s.sp. Boletim do 

Museu de Biologia Prof. Mello Leitão, Série Zoologia 82: 1-4. 

Saint-Hilaire, A. 1975. Viagem pelas províncias do Rio de Janeiro 

e Minas Gerais. Editora Itatiaia, Belo Horizonte & Editora 

da Universidade de São Paulo, São Paulo, Brasil. 

Santana, C.S. & C.G. Machado. 2003. A fenologia de floração 

das espécies de plantas visitadas por beija-flores em uma área 

de campo rupestre na Chapada Diamantina, BA. In: C.G. Machado 

(ed.). Resumos do XI Congresso Brasileiro de Ornitologia. 

p. 40. Universidade Estadual de Feira de Santana, Feira 

de Santana, Brasil. 

Santana, C.S. & C.G. Machado. 2006. Fenologia de floração e os 

visitantes florais de Orthophytum albopictum Philcox 


(Bromeliaceae) em uma área de campo rupestre da Chapada 

Diamantina, em Mucugê, BA. In: Resumos do 57 Congresso 

Brasileiro de Botânica, Gramado, Brasil. 

Sazima, M. 1977. Hummingbird pollination of Barbacenia flava 

(Velloziaceae) in the Serra do Cipó, Minas Gerais, Brazil. Flora 

166: 239-247. 

Sazima, M. & I. Sazima. 1990. Hummingbird pollination in two 

species of Vellozia (Liliiflorae: Velloziaceae) in southeastern 

Brazil. Botanica Acta 103: 83-86. 

Sick, H. 1970. Der Strohschwanz, Oreophylax moreirae, andiner 

Furnariide in Südostbrasilien. Bonner Zoologische Beitrage 

21: 251-268. 

Sick, H. 1985. Observations on the Andean-Patagonian 

component of southeastern Brazil’s avifauna. Ornithological 

Monographs 36: 233-237. 

Sick, H. 1997. Ornitologia Brasileira. Editora Nova Fronteira, 


Silva, D.G.B. 1997. Os diários de Langsdorff, v. 1. Associação 

Internacional de Estudos Langsdorff, Campinas, Brasil. 

Silva, J.M.C. 1990. Comentários sobre Campylopterus largipennis 

diamantinensis Ruschi (Aves: Trochilidae). In: A.M.L.V. Araújo 

(ed.). Resumos do XVII Congresso Brasileiro de Zoologia. 

p. 168. Universidade Estadual de Londrina, Londrina, Brasil. 

Silva, J.M.C. 1995a. Biogeographic analysis of the South 

American Cerrado avifauna. Steenstrupia 21: 49-67. 

Silva, J.M.C. 1995b. Birds of the Cerrado Region, South America. 

Steenstrupia 21: 69-92. 

Silva, J.M.C. 1997. Endemic bird species and conservation in 

the Cerrado region, South America. Biodiversity and 


Silva, J.M.C. 1998. Integrating biogeography and conservation: 

an example with birds and plants of the Cerrado Region. Anais 

da Academia Brasileira de Ciências 70: 881-888. 

Silva, J.M.C. & J.M. Bates. 2002. Biogeographic patterns and 

conservation in the South American Cerrado: a tropical 

savanna hotspot. BioScience 52: 225-233. 

Silva, J.M.C. & M.P.D Santos. 2005. A importância relativa dos 

processos biogeográficos na formação da avifauna do Cerrado 

e de outros biomas brasileiros. In: A. Scariot, J.C. Sousa 

Filho & J.M. Felfili (eds.). Cerrado: ecologia, biodiversidade e 

conservação. pp. 220-233. Ministério do Meio Ambiente, 

Brasília, Brasil. 

Silveira, L.F. 1998. The birds of Serra da Canastra National Park 

and adjacent areas, Minas Gerais, Brazil. Cotinga 10: 55-63. 

SpeciesLink. 2006. Sistema de informação distribuído para coleções 

biológicas: a Integração do Species Analyst e do 

SinBiota Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de São 

Paulo. Disponível em (acessado 

em 10 de janeiro de 2006). 

Spix, J.B. 1825. Avium species novae, quas in itinere per Brasiliam 

annis 1817-20 collegit et descripti. Hubschmann, Munique, 

Alemanha. 

Spix, J.B. & C.F.P. Martius. 1981a. Viagem pelo Brasil, v. 1. 

Editora Itatiaia, Belo Horizonte & Editora da Universidade 

de São Paulo, São Paulo, Brasil. 

Spix, J.B. & C.F.P. Martius. 1981b. Viagem pelo Brasil, v. 2. 

Editora Itatiaia, Belo Horizonte & Editora da Universidade 

de São Paulo, São Paulo, Brasil. 



Stattersfield, A.J., M.J. Crosby, A.J. Long & D.C. Wege. 1998. 

Endemic bird areas of the world: priorities for biodiversity 

conservation. BirdLife International, Cambridge, Reino Unido. 

Stiles, F.G. 1999. Brown Violet-ear Colibri delphinae. In: J. del 

Hoyo, A. Elliott & J. Sargatal (eds.). Handbook of the birds of 

the world, v. 5. p. 557. Lynx Edicions, Barcelona, Espanha. 

Straube, F.C. & R.B. Machado. 2002. Obituário: Ney Eni Demas 

Carnevalli (1938-2002). Ararajuba 10: 247-249. 

Studer, A. & D.M. Teixeira. 1993. Notas sobre a biologia 

reprodutiva de Asthenes luizae Vielliard, 1990 (Aves, 

Furnariidae). In: M.P. Cirne (ed.). Resumos do III Congresso 

Brasileiro de Ornitologia. p. 44. Editora da Universidade 

Católica de Pelotas, Pelotas, Brasil. 

Vasconcelos, M.F. 1999a. Natural history notes and conservation 

of two species endemic to the Espinhaço Range, Brazil: 

Hyacinth Visorbearer Augastes scutatus and Grey-backed 

Tachuri Polystictus superciliaris. Cotinga 11: 75-78. 

Vasconcelos, M.F. 1999b. Contribuição ao conhecimento ornitológico 

do Pico do Papagaio, município de Aiuruoca, Minas 

Gerais. Atualidades Ornitológicas 90: 10-11. 

Vasconcelos, M.F. 2000a. Ocorrência simpátrica de Emberizoides 

herbicola, Embernagra platensis e Embernagra longicauda 

(Passeriformes: Emberizidae) na região da Serra do Caraça, 

Minas Gerais. Melopsittacus 3: 3-5. 

Vasconcelos, M.F. 2000b. Reserva do Caraça: história, vegetação 

e fauna. Aves 1: 3-7. 

Vasconcelos, M.F. 2001a. Estudo biogeográfico da avifauna campestre 

dos topos de montanha do sudeste do Brasil. Dissertação 

de Mestrado, Universidade Federal de Minas Gerais, 


Vasconcelos, M.F. 2001b. Adições à avifauna da Serra do Caraça, 

Minas Gerais. Atualidades Ornitológicas 104: 3-4. 

Vasconcelos, M.F. 2001c. Pale-throated Serra-finch Embernagra 

longicauda. Cotinga 16: 110-112. 

Vasconcelos, M.F. 2002. O João-Cipó (Asthenes luizae) no Parque 

Estadual do Pico do Itambé, Minas Gerais, Brasil. Atualidades 

Ornitológicas 107: 10. 

Vasconcelos, M.F. 2003. A avifauna dos campos de altitude da 

Serra do Caparaó, estados de Minas Gerais e Espírito Santo, 

Brasil. Cotinga 19: 40-48. 

Vasconcelos, M.F. 2007. Aves observadas no Parque Paredão da 

Serra do Curral, Belo Horizonte, Minas Gerais, Brasil. Atualidades 

Ornitológicas 136: 6-11. 

Vasconcelos, M.F. & L.F.S. Brandt. 1998. Distribuição altitudinal 

e por hábitats da avifauna da Serra do Curral, Belo Horizonte, 

MG. In: M.A.S. Alves (ed.). Resumos do VII Congresso Brasileiro 

de Ornitologia. p. 142. Universidade do Estado do Rio 

de Janeiro, Rio de Janeiro, Brasil. 

Vasconcelos, M.F. & S. D’Angelo Neto 2007. Padrões de distribuição 

e conservação da avifauna na região central da Cadeia 

do Espinhaço e áreas adjacentes, Minas Gerais, Brasil. 

Cotinga 28: 27-44. 

Vasconcelos, M.F. & J.C. Ferreira. 2001. Sazonalidade e reprodução 

do andorinhão-de-coleira-falha (Streptoprocne biscutata) 

no Pico do Inficionado, Serra do Caraça, Minas Gerais, Brasil. 

Tangara 1: 74-84. 

Vasconcelos, M.F. & J.A. Lombardi. 1996. Primeira descrição do 

ninho e do ovo de Polystictus superciliaris (Passeriformes: 


Tyrannidae) ocorrente na Serra do Curral, Minas Gerais. 

Ararajuba 4: 114-116. 

Vasconcelos, M.F. & J.A. Lombardi. 1999. Padrão sazonal na ocorrência 

de seis espécies de beija-flores (Apodiformes: 

Trochilidae) em uma localidade de campo rupestre na Serra 

do Curral, Minas Gerais. Ararajuba 7: 71-79. 

Vasconcelos, M.F. & J.A. Lombardi. 2001. Hummingbirds and 

their flowers in the campos rupestres of southern Espinhaço 

Range, Brazil. Melopsittacus 4: 3-30. 

Vasconcelos, M.F. & T.A. Melo-Júnior. 2001. An ornithological 

survey of Serra do Caraça, Minas Gerais, Brazil. Cotinga 15: 

21-31. 

Vasconcelos, M.F. & J.A. Silva. 2003. Descrição do jovem de 

Tibirro-rupestre Embernagra longicauda. Cotinga 20: 21-23. 

Vasconcelos, M.F., C.R.M. Abreu, M. Raposo & L.F. Silveira. 2006. 

Revisão da distribuição geográfica de Augastes scutatus (Aves: 

Trochilidae). In: R. Ribon (ed.). Resumos do XIV Congresso 

Brasileiro de Ornitologia. p. 34. Universidade Federal de Ouro 


Vasconcelos, M.F., S. D’Angelo Neto & M. Rodrigues. 2002. A 

range extension for the Cipó Canastero Asthenes luizae and 

the consequences for its conservation status. Bulletin of the 

British Ornithologists’ Club 122: 7-10. 

Vasconcelos, M.F., C.C. Figueredo & R.S. Oliveira. 1998. Padrão 

temporal de vocalização do bacurau-da-telha Caprimulgus 

longirostris (Aves, Caprimulgidae) ao longo de quatro noites 

na Serra do Curral, Minas Gerais, Brasil. Boletim do Museu 

de Biologia Mello Leitão, Nova Série 9: 13-17. 

Vasconcelos, M.F., C.C. Figueredo & R.S. Oliveira. 1999a. Táticas 

de forrageamento do bacurau-da-telha Caprimulgus 

longirostris (Aves, Caprimulgidae) na Serra do Curral, Minas 

Gerais, Brasil. Boletim do Museu de Biologia Mello Leitão, 

Nova Série 10: 33-38. 

Vasconcelos, M.F., L.E. Lopes & D. Hoffmann. 2007. Dieta e comportamento 

de forrageamento de Oreophylax moreirae (Aves: 

Furnariidae) na Serra do Caraça, Minas Gerais, Brasil. Revista 

Brasileira de Ornitologia 15: 439-442. 

Vasconcelos, M.F., M. Maldonado-Coelho & D.R.C. Buzzetti. 

2003a. Range extensions for the Gray-backed Tachuri 

(Polystictus superciliaris) and the Pale-throated Serra-finch 

(Embernagra longicauda) with a revision on their geographic 

distribution. Ornitología Neotropical 14: 477-489. 

Vasconcelos, M.F., M. Maldonado-Coelho & R. Durães. 1999b. 

Notas sobre algumas espécies de aves ameaçadas e pouco 

conhecidas da porção Meridional da Cadeia do Espinhaço, 

Minas Gerais. Melopsittacus 2: 44-50. 

Vasconcelos, M.F., P.N. Vasconcelos & G.W. Fernandes. 2001. 

Observations on a nest of Hyacinth Visorbearer Augastes 

scutatus. Cotinga 16: 57-61. 

Vasconcelos, M.F., P.N. Vasconcelos, G.N. Maurício, C.A.R. 

Matrangolo, C.M. Dell’Amore, A. Nemésio, J.C. Ferreira & E. 

Endrigo. 2003b. Novos registros ornitológicos para a Serra 

do Caraça, Brasil, com comentários sobre distribuição geográfica 

de algumas espécies. Lundiana 4: 135-139. 

Vielliard, J.M.E. 1983. Um caso de especiação por vicariância 

ecológica: Embernagra longicauda, ave endêmica da Serra 

do Espinhaço (MG-BA). In: N. Carnevalli (ed.). Resumos do 

X Congresso Brasileiro de Zoologia. p. 336. Universidade 

Federal de Minas Gerais, Belo Horizonte, Brasil.

Vielliard, J.M.E. 1990. Uma nova espécie de Asthenes da serra 

do Cipó, Minas Gerais, Brasil. Ararajuba 1: 121-122. 

Vielliard, J.M.E. 1994. Catálogo dos troquilídeos do Museu de 

Biologia Mello Leitão. Museu de Biologia Mello Leitão, Santa 

Teresa, Brasil. 

Vuilleumier. F. 1988. The need to collect birds in the Neotropics. 

Ornitología Neotropical 9: 201-203. 

Vuilleumier, F. 2000. Response: Further collecting of birds in 

the Neotropics is still needed. Ornitología Neotropical 11: 

269-274. 

Wied-Neuwied, M. 1830-1832. Beiträge zur Naturgeschichte von 

Brasilien, Vögel. Landes Industrie Comptoirs, Weimar, Alemanha. 


Willis, E.O. 2003. Bird records in the southern Neotropics: on 

the need to critically check specimens, literature citations 

and field observations. Ornitología Neotropical 14: 549-552. 

Willis, E.O. & Y. Oniki. 1991. Avifaunal transects across the open 

zones of northern Minas Gerais, Brazil. Ararajuba 2: 41-58. 

Winker, K. 1996. The crumbling infrastructure of biodiversity: 

the avian example. Conservation Biology 10: 703-707. 

Zimmer, J.T. 1955. Further notes on Tyrant Flycatchers 

(Tyrannidae). American Museum Novitates 1749: 1-24. 

Zorzin, G., C.E.A. Carvalho, E.P.M. Carvalho Filho & M. Canuto. 

2006. Novos registros de Falconiformes raros e ameaçados 

para o estado de Minas Gerais. Revista Brasileira de Ornitologia. 

14: 417-421. 


○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ 

Mamíferos da Cadeia do Espinhaço: riqueza, 

ameaças e estratégias para conservação 

LEONARDO GUIMARÃES LESSA 1* 

BÁRBARA MARIA DE ANDRADE COSTA 2 

DANIELA MUNHOZ ROSSONI 3 

VALÉRIA CUNHA TAVARES 4 

LUIS GUSTAVO DIAS 5 

EDSEL AMORIM MOARES JUNIOR 5 

JOAQUIM DE ARAÚJO SILVA 5 

1 Departamento de Ciências Biológicas, Universidade Federal dos Vales do Jequitinhonha e Mucuri, Diamantina, Minas Gerais, Brasil. 

2 Pós-graduação em Biologia Animal, Universidade Federal do Espírito Santo, Vitória, Espírito Santo, Brasil. 

3 Escola Superior São Francisco de Assis, Santa Tereza, Espírito Santo, Brasil. 

4 Department of Mammalogy, American Museum of Natural History, New York, USA. 

5 Biotrópicos – Instituto de Pesquisa em Vida Silvestre, Diamantina, Minas Gerais, Brasil. 

* e-mail: leoglessa@hotmail.com 

RESUMO 

Desde o século XIX a Cadeia do Espinhaço tem sido foco do estudo de naturalistas, entretanto 

informações básicas, relativas à riqueza e distribuição de espécies de mamíferos são ainda 

escassas. Como intuito de estimar o numero de espécies conhecidas até o momento para a 

região foram compilados dados da literatura e registros de ocorrência em coleções científicas. 

Foram registrados 143 táxons de mamíferos dos quais cerca de 20% estão incluídos em alguma 

categoria de ameaça segundo critérios da IUCN. Os maiores números de espécies ameaçadas 

estão entre os grandes mamíferos como primatas, carnívoros, artiodáctilos e perissodáctilos. 

No entanto, aspectos sobre sistemática, distribuição geográfica e ecologia dos pequenos 

mamíferos (roedores, marsupiais e morcegos) do Espinhaço são pobremente conhecidos, sendo 

estudos básicos amplamente necessários para uma avaliação mais precisa do status de 

conservação destas espécies. Dentre os principais fatores antrópicos relacionados à intensa e 

ainda subestimada perda de diversidade de mamíferos na região estão a fragmentação e a 

destruição de habitats associados à prática de queimadas, desmatamento de áreas nativas e a 

histórica degradação produzida pelas atividades mineradoras. Iniciativas como a criação de 

novas unidades de conservação e a regulamentação das unidades existentes são apontadas 

como soluções imediatas, em curto prazo, para a conservação da diversidade de mamíferos 

do Espinhaço. Entretanto ações prioritárias compreendem a realização urgente de programas 

de inventários com formação de coleções científicas e o estabelecimento de estudos de monitoramento 

da fauna com resultados a médio e a longo prazo. Essas medidas são vitais para a 

compreensão da diversidade da fauna de mamíferos do Espinhaço, um mosaico de ecossistemas 

único e que demanda atenção imediata para sua conservação. 


ABSTRACT 

Despite the fact that the Espinhaço mountain range has been the focus of studies of naturalists 

over the last two centuries, basic information about the richness and distribution of mammals in 

this region is still largely missing. In this study, we compiled what is known about the mammalian 

fauna associated to the Espinhaço range through the investigation of the literature available and 

museum collection data. A total of 143 mammal species is known to occur in the Espinhaço 

mountain range to date, and of those approximately 20% are included in threat categories according 

to the IUCN criteria. The larger numbers of threatened species in the Espinhaço are among the 

large mammals such as primates, carnivorous, perissodactylous and artiodactylous. On the other 

hand, aspects on the systematics, geographic distribution and ecology of small mammals of the 

Espinhaço range (rodents, marsupials and bats) are poorly known and basic studies are largely 

needed to a more precise evaluation of the conservation status of these taxa. Human pressure 

through urbanization, slash and burn, fragmentation, timber, livestock, and mining activities 

historically developed in the region have contributed to an intense and yet unmeasured erosion of 

the diversity in the Espinhaço. We point out the creation of new reserves and the expansion and 

improvement of conditions in those already existent as immediate, short term solutions to the 

conservation of mammals in the Espinhaço region. We however suggest as likewise priority, the 

establishment of programs of inventories with formation of scientific collections and of faunal 

monitoring programs. Those actions are crucial to understanding the diversity of mammals 

associated to the Espinhaço complex, a unique mosaic of ecosystems that demands immediate 

attention for conservation. 

INTRODUÇÃO 

A Cadeia do Espinhaço ou Serra do Espinhaço segundo 

denominação proposta por Eschwege (1832) é a faixa 

orogênica contínua de maior extensão do território 

brasileiro (Almeida-Abreu & Renger, 2002). Compreende 

um conjunto de Serras interrompidas por vales de 

rios que se estende por cerca de 1.200 km em direção 

Norte-Sul, com altitudes que variam entre 800 e 2.000m, 

desde a porção central de Minas Gerais (Serra de Ouro 

Branco) até maciços isolados no extremo norte da Bahia 

(Serra do Tombador) (Vitta, 2002; Almeida-Abreu et al., 

2005). O Espinhaço delimita uma zona de contato entre 

o Cerrado e a Floresta Atlântica ao sul e uma zona 

de transição entre o Cerrado a Floresta Atlântica e a 

Caatinga ao norte (Giulietti et al. 1997). 

Desde o século XIX o Espinhaço tem sido foco de 

estudos de naturalistas como Auguste Glaziou, August 

Saint-Hilaire, Eschwege, George Gardner, Ludwig Riedel, 

Karl Friedrich von Martius, atraídos principalmente pela 

riqueza de sua composição florística (Costa, 2005) e 

pelos elevados graus de endemismo da vegetal (Viana 

& Mota, 2004). Uma grande diversidade de espécies e 

um alto índice de endemismos são também registrados 

para alguns grupos faunísticos como anfíbios anuros 

e aves (e.g. Pugliese et al., 2004; Eterovick et al., 2005; 

Lessa, Costa, Rossoni, Tavares, Dias, Moraes Jr. & Silva | 243 

Nascimento et al., 2005; Rodrigues et al., 2005). Com 

relação aos mamíferos, entretanto, informações básicas 

relativas à riqueza e distribuição de espécies de 

mamíferos são ainda escassas (Lessa, 2005; Oliveira & 

Pessôa, 2005). As poucas informações disponíveis estão 

concentradas em sua maior parte em livros ou capítulos 

de livro (Câmara & Murta, 2003; Lessa, 2005; Oliveira 

& Pessôa, 2005) resumos de congressos e relatórios 

técnicos para viabilização de empreendimentos 

como usinas hidrelétricas e minerações. O restante dos 

dados encontra-se em dissertações ou teses (e.g. 

Carmignoto, 2004; Melo, 2004; Martins, 2005; Souza, 

2005; Curi, 2005; Pereira, 2006) e apenas uma pequena 

parcela está disponível na forma de artigos indexados 

(e.g. Sazima & Sazima, 1975; Sazima et al., 1978, 1989; 

Câmara & Lessa, 1994; Câmara et al., 1999; Falcão et al., 

2003; Tavares et al., no prelo). 

No intuito principal de reconhecer lacunas de conhecimento 

científico referentes à fauna de mamíferos da 

Cadeia do Espinhaço, é apresentada neste estudo a relação 

das espécies de mamíferos conhecidas atualmente 

para a região. São discutidas ainda, as principais 

ameaças à conservação dos mamíferos da Cadeia do 

Espinhaço e apresentado um panorama geral de sugestões 

das principais estratégias de conservação diante 

do quadro atual encontrado. 


244 | Mamíferos da Cadeia do Espinhaço: riquza, ameaças e estratégias para conservação 

METODOLOGIA 

Com o intuito de estimar o número de espécies de 

mamíferos conhecidas (descritas ou registradas) para a 

Cadeia do Espinhaço até o presente momento, foram 

compilados dados com base na literatura (Sazima & 

Sazima, 1975; Sazima et al., 1978; Sazima et al., 1989; 

Taddei et al., 1983; Fonseca et al., 1987; Câmara & Lessa, 

1994; Isaac-Júnior & Sábato, 1994; Tavares & Cesari, 

1995; Fonseca et al., 1996; Câmara et al., 1999; Câmara 

& Murta, 2003; Perini et al., 2003; Falcão et al., 2003; 

Leite, 2003; Carmignoto, 2004; Costa et al., 2005ª; Curi, 

2005; Lessa, 2005; Oliveira et al., 2003; Oliveira & Pessoa, 

2005; Souza, 2005; Pereira, 2006; Tavares et al., no 

prelo) e registros de ocorrência em coleções científicas 

(Coleção de Mamíferos da Universidade Federal de Minas 

Gerais/UFMG e do Museu Nacional/Rio de Janeiro). 

Outras coleções estudadas, no que concerne a quiropterofauna, 

vide Tavares et al. (no prelo). A nomenclatura 

adotada seguiu o Wilson & Reeder (2005) e nomes 

comuns, quando disponíveis, seguiram Fonseca et al. 

(1996). Para Oryzomys foi adotada a revisão de Weksler 

et al. (2006) e para Trychomys, Bragio & Bonvicino (2004). 

A taxonomia de quirópteros está de acordo com 

Simmons (2005), com exceção do táxon Artibeus 

planirostris, considerado uma espécie distinta de Artibeus 

jamaicensis (Lim et al. 2004), a distribuição dos táxons 

seguiu Tavares et al. (no prelo). Para os primatas foi utilizada 

a base de dados BDGEOPRIM (Hirsch, 2003). Foram 

também consultados os registros da base de dados 

decorrente do projeto “Espinhaço Sempre Vivo” 

(Instituto Biotrópicos: dados não publicados). Os táxons 

ameaçados foram definidos com base na lista da fauna 

brasileira ameaçada de extinção (Ibama, 2003) e na base 

de dados decorrente da revisão da lista vermelha da 

fauna de Minas Gerais (Biodiversitas, 2007) (Fundação 

Biodiversitas, Instituto Estadual de Florestas/IEF e Secretaria 

de Estado de Meio Ambiente e Desenvolvimento 

Sustentável/SEMAD). 

ESTIMATIVAS DA DIVERSIDADE DE MAMÍFEROS NA 

CADEIA DO ESPINHAÇO 

O Brasil abriga uma fauna de mamíferos diversa, com o 

número estimado em mais de 530 espécies descritas 

(Costa et al., 2005 b ) o que equivale a aproximadamente 

13% de todos os mamíferos do mundo (Fonseca et al., 

1996). Entretanto, é provável que diversas espécies estejam 

ainda por ser descobertas e catalogadas, especialmente 

marsupiais, roedores e quirópteros (Costa et 

al., 2005 b ). Na tabela 1, estão relacionadas todas as 


espécies de mamíferos compiladas neste estudo para a 

Cadeia do Espinhaço. 

Marsupiais e Roedores 

Ao todo foram registradas 17 espécies de marsupiais 

distribuídas em 10 gêneros e uma família (Didelphidae) 

e 49 espécies de roedores distribuídas em oito famílias 

(Sciuridae, Muridae, Cricetidae, Erethizontidae, 

Caviidae, Agoutidae, Dasyproctidae e Echimyidae) (Tabela 

1). Os dados obtidos demonstram que 71% das espécies 

de marsupiais e 52% das espécies de roedores 

reconhecidas para o estado de Minas Gerais estão representadas 

no Espinhaço (ver Machado et al., 1998). 

Estes números, a priori, apesar de ressaltarem a importância 

do Espinhaço na manutenção da diversidade 

de pequenos mamíferos (< 2Kg) nos estados de Minas 

Gerais e Bahia refletem ainda uma grande lacuna de 

conhecimentos relacionados á sistemática, distribuição 

geográfica e ecologia destes grupos. Para o estado de 

Minas Gerais as poucas informações disponíveis em 

artigos indexados encontram-se nos trabalhos de Câmara 

& Lessa (1994), Câmara et al. (1999) e Cordeiro - 

Jr. & Talamoni (2006), em livros e capítulos de livros 

(Câmara & Murta, 2003; Lessa, 2005) ou registros 

esparsos ao longo do Espinhaço (Carmignoto, 2004; 

Pereira, 2006). Para o estado da Bahia apenas os estudos 

de Oliveira & Pessoa (2005) e Souza (2005) informam 

sobre a diversidade e distribuição de pequenos 

mamíferos na região da Chapada Diamantina. 

Uma fauna de mamíferos diversificada, com influência 

dos três biomas representados na Cadeia – Mata 

Atlântica, Cerrado e Caatinga, foi encontrada por Oliveira 

& Pessoa (2005) e Pereira (2006) na região da Chapada 

Diamantina e por Costa et al. (2005 a ) para a porção 

meridional da Cadeia do Espinhaço. Pereira (2006) 

cita registros de espécies típicas de vegetação aberta 

(Cerrado-Caatinga) como Thrichomys inermis (rabudo) e 

Oligoryzomys rupestris (rato-do-mato) e também de ambientes 

florestais como Akodon cursor (rato-de-chão) e 

Marmosops incanus (cuíca) para as áreas da Chapada Diamantina. 

Espécies endêmicas dos três biomas foram também 

registradas na Cadeia do Espinhaço. Para a Mata Atlântica: 

Thaptomys nigrita (rato-do-chão) e Didelphis aurita 

(Gambá); para o Cerrado: Euryoryzomys lamia (rato-domato) 

e para a Caatinga: Wiedomys pyrrhorhinos (ratode-fava). 

Até o momento uma única espécie foi registrada 

com ocorrência restrita aos domínios do Espinhaço: 

Trinomys moojeni (rato-de-espinho) (Câmara & Murta 

2003; Cordeiro - Jr. & Talamoni, 2006), classificada como 

“vulnerável” na revisão da lista vermelha da fauna de 

Minas Gerais (Biodiversitas, 2007) (Tabela 1).

Quirópteros 

No total, 32 espécies de morcegos, pertencentes a cinco 

famílias foram registradas nos limites do complexo 

do Espinhaço, o que representa cerca de 20% das espécies 

com ocorrência confirmada para o Brasil (Tavares 

et al., no prelo) e menos de 40% das espécies já 

registradas em Minas Gerais (V. Tavares e colaboradores, 

in litt.). Listas de espécies e registros esparsos ao 

longo da porção do Espinhaço localizada no estado de 

Minas se encontram nos trabalhos de Lima (1926), Vieira 

(1942), Sazima & Sazima (1975, 1989), Sazima et al. 

(1978), Taddei et al. (1983), Isaac-Júnior & Sábato (1994), 

Fonseca et al. (1989), Tavares & Césari (1995), Grelle et 

al. (1997), Perini et al. (2003), Falcão et al. (2003), Paglia 

et al. (2005). Com relação à porção do Espinhaço no 

estado da Bahia, apenas os estudos de Gregorin & Mendes 

(1999) e Oliveira & Pessôa (2005) informam sobre a 

riqueza de morcegos desta região. Dentre os táxons 

cuja ocorrência já foi registrada para a região do Espinhaço, 

três encontram-se na categoria vulnerável (VU) 

de acordo com os critérios da IUCN (Tabela 1). 

A presença de uma zona de contato entre o Cerrado 

e a Floresta Atlântica ao sul e uma zona de transição 

entre o Cerrado a Floresta Atlântica e a Caatinga ao 

norte da Cadeia (Giulietti et al. 1997), configura um 

conjunto de ecossistemas e interações ecológicas muito 

pouco estudadas para a fauna de quirópteros. Dado 

o elevado grau de endemismos vegetais da região pode 

se esperar um alto índice de interações exclusivas entre 

a flora do Espinhaço e agentes polinizadores, tais 

como morcegos nectarívoros. Este é o caso do morcego 

beija-flor da Serra, Lonchophylla bokermanni 

(Chiroptera: Phyllostomidae), endêmico da região da 

Serra do Cipó que parece ser o polinizador exclusivo 

da bromélia Encholirium glaziovii (Bromeliaceae), também 

endêmica da Serra do Cipó (Sazima et al., 1988). 

Dentre as poucas espécies de morcegos nectarívoros 

conhecidas até o momento para a Cadeia do Espinhaço 

Lonchophylla bokermanni Sazima et al., (1978) e seu 

congenérico, o também nectarívoro L. dekeyseri 

(endêmico do bioma Cerrado) foram categorizados 

como “em perigo” na revisão da lista de espécies ameaçadas 

de extinção em Minas Gerais além de vulneráveis 

mundialmente (Tabela 1). 

Primatas 

Ao longo da Cadeia do Espinhaço foram registrados, 

até o momento, 14 táxons de primatas, distribuídos em 

quatro famílias (Atelidae, Piteciidae, Callitrichidae e 

Cebidae), diversidade considerada alta para esse grupo 

taxonômico (Tabela 1). 


A família Callitrichidae está representada por três 

espécies Callithrix geoffroyi (sagüi-da-cara-branca), 

C. penicillata (mico-estrela) e C. kuhlii (sagui-de-wied). 

Callithrix geoffroyi ocorre ao sul do Rio Jequitinhonha 

e C. penicillata, na região oeste da Cadeia do Espinhaço 

(Rylands, 1993). A terceira espécie, C. kuhlii, foi registrada 

nas proximidades do município de Almenara (MG). 

A Família Piteciidae é representada pelo gênero 

Callicebus (sauás ou guigós) e conta com quatro espécies 

na região, das quais duas, C. melanochir e C. 

personatus, têm distribuição restrita ao vale do Jequitinhonha. 

Callicebus melanochir, foi registrada apenas em 

uma localidade a leste de Almenara (Oliver & Santos, 

1991) e C. nigrifrons, apresenta ampla distribuição em 

Minas Gerais. Callicebus barbarabrownae restringe-se à 

porção norte da Cadeia, no estado da Bahia (Marinho- 

Filho & Veríssimo, 1997). 

Dois gêneros, Alouatta e Brachyteles, representam a 

Família Atelidae na Cadeia do Espinhaço. O gênero 

Alouatta (bugio) contribui para a riqueza da Cadeia com 

duas espécies: A. caraya, restrita às áreas de Cerrado na 

região oeste, e A. guariba, endêmica da Mata Atlântica. 

Esta última é representada por duas sub-espécies: A. g. 

clamitans, ao sul, e A. g. guariba, na região nordeste da 

Cadeia (Vale do Jequitinhonha). O gênero Brachyteles é 

representado por Brachyteles hypoxanthus (muriqui-donorte). 

A ocorrência da espécie, atualmente, é confirmada 

apenas por uma pequena população no município 

de Peçanha ( 2kg) representadas pelas 

ordens Pilosa, Cingulata, Carnivora, Perissodactyla, 

Artiodactyla, Lagomorpha e Rodentia (Tabela 1). As espécies 

incluídas neste grupo apresentam enorme variação 

quanto ao tamanho, comportamento e hábitos alimentares 

(Macdonalds, 2001), podendo assim ser encontradas 

em todos os ambientes ao longo da Cadeia. 

Entretanto é relevante destacar que, dentre as espé- 



Tabela 1 – Espécies de mamíferos registradas na Cadeia do Espinhaço e ocorrências em Unidades de Conservação* nos Estados 

de Minas Gerais e Bahia. Os táxons ameaçados seguem a lista oficial da fauna brasileira ameaçada de extinção (IBAMA a 2003) 

e a lista vermelha da fauna de Minas Gerais (Biodiversitas, 2007). 

TAXONS 

NOME OCORRÊNCIA AMEAÇADOS b 

TAXON COMUM EM UCs Brasil MG 

DIDELPHUIMORPHIA 

Didelphidae 

Caluromys philander (Linnaeus, 1758) Cuíca-lanosa PERM, PERP, PNSC, APE-Mutuca, 

EDPA-Peti 

Caluromys lanatus (Olfers, 1818) Cuíca-lanosa 

Chironectes minimus (Zimmermann, 1780) Cuíca-d’água VU 

Didelphis albiventris Lund, 1840 Gambá PMM, PERM, PERP, PEB, PEPI, 

PNSC, EEF, PESV, APE-Mutuca, 

EDPA-Peti, RPPN-Jambreiro. 

Didelphis aurita Wied-Neuwied, 1826 Gambá EEF, APE-Mutuca, EDPA-Peti 

Gracilinanus agilis (Burmeinster, 1854) Catita PMM, PERM, PERP, PEPI, PNSC, 

APE-Mutuca 

Gracilinanus microtarsus (Wagner, 1842) Catita PESV, EDPA-Peti, RPPN-Caraça 

Marmosops incanus (Lund, 1840) Cuíca PMM, PERM, PERP, PEB, PNSC, 

EEF, EDPA-Peti, RPPN-Jambreiro, 

RPPN-Caraça 

Metachirus nudicaudatus (Desmarest, 1817) Cuíca-de-quatro-olhos PERP, EEF 

Micoureus demerarae (Thomas, 1905) Catita 

Micoureus paraguayanus (Thomas, 1905) Catita PERP 

Monodelphis americana (Müller, 1776) Cuíca-de-três-listras EEF, EDPA-Peti DD 

Monodelphis domestica (Wagner, 1852) Catita PEB, PERP, PEPI, PERM, PESV, 

PEL, PNSC, MNCF, APE-Mutuca 

Monodelphis iheringi (Thomas, 1888) Catita RPPN-Caraça DD 

Philander frenatus (Olfers, 1818) Cuíca PMM, PERM, EEF, APE-Mutuca, 

EDPA-Peti, RPPN-Caraça 

Thylamys velutinus (Wagner, 1842) Cuíca DD 

Thylamys karimii (Petter, 1968) Cuíca DD 

PILOSA 

Bradypodidae 

Bradypus variegatus Schinz, 1825 Preguiça 

Myrmecophagidae 

Tamandua tetractyla (Linnaeus, 1758) Meleto PERP, PEB, PNSC, EEF, PEL, MNCF 

Myrmecophaga tridactyla Linnaeus, 1758 Tamanduá-bandeira PERP VU VU 

CINGULATA 

Dasypodidae 

Cabassous tatouay (Desmarest, 1804) Tatu DD 

Cabassous unicinctus (Linnaeus, 1758) Tatu-de-rabo-mole PERP 

Dasypus novemcinctus Linnaeus, 1758 Tatu-galinha PMM, PERP, PEB, PEPI, PNSV, 

PNCD, EEF, PESV, PEL, MNCF, 

PNSC, APE-Mutuca 


continua...


TAXONS 



Dasypus septemcinctus Linnaeus, 1758 Tatuí EEF, APE-Mutuca DD DD 

Euphractus sexcinctus (Linnaeus, 1758) Tatu-peba PEB, PEPI, EEF, PNCD 

Priodontes maximus (Kerr, 1792) Tatu-canastra PERP, PNSV VU EN 

CHIROPTERA 

Emballonuridae 

Peropteryx macrotis (Wagner, 1843) Morcego PNCD, EPDA-Peti 

Noctilionidae 

Noctilio leporinus (Linnaeus, 1758) Morcego-pescador PEL, MNCF 

Mormoopidae 

Pteronotus gymnonotus Natterer, 1843 Morcego PEL, MNCF 

Phyllostomidae 

Desmodontinae 

Desmodus rotundus (E. Geoffroy, 1810) Morcego-vampiro PESV, PNCD, RPPN -Caraça, 

EPDA-Peti 

Glossophaginae 

Anoura caudifer (E. Geoffroy, 1818) Morcego-beija-flor PEL, MNCF, RPPN -Caraça, 

EPDA-Peti 

Anoura geoffroyi Gray, 1838 Morcego-beija-flor PEL, MNCF, RPPN -Caraça, 

EPDA-Peti 

Glossophaga soricina (Pallas, 1766) Morcego-beija-flor PESV, PEL, MNCF PEL, MNCF, 

RPPN -Caraça, EPDA-Peti, PNSC 

Lonchophylla bokermanni Sazima, Morcego-beija-flor PNSC VU EN 

Vizotto & Taddei, 1978 da Serra 

Lonchophylla dekeyseri Taddei, Morcego-beija-flor PNSC VU EN 

Vizotto & Sazima, 1983 do Cerrado 

Phillostominae 

Chrotopterus auritus (Peters, 1856) Morcego PNCD, RPPN-Caraça, EDPA-Peti 

Phyllostomus discolor Wagner, 1843 Morcego PESV, PEL, MNCF 

Phyllostomus hastatus (Pallas, 1767) Morcego PESV, PEL, MNCF, EPDA-Peti 

Carollinae 

Carollia perspicillata (Linnaeus, 1758) Morcego PNCD, EEF, PESV, PEL, PEI, MNCF, 

APE-Mutuca, RPPN-Caraça, EDPA-Peti 

Stenodermatinae 

Artibeus fimbriatus Gray, 1838 Morcego EDPA-Peti 

Artibeus lituratus (Olfers, 1818) Morcego PESV, RPPN-Caraça 

Artibeus obscurus Schinz, 1821 Morcego EPDA-Peti DD 

Artibeus planirostris (Spix, 1823) Morcego PEL, MNCF, PNSC, RPPN-Caraça 

Platyrrinus lineatus (E. Geoffroy, 1810) Morcego PESV, PEL, MNCF 

Platyrrinus recifinus (Thomas, 1901) Morcego EPDA-Peti VU 

Pygoderma bilabiatum (Wagner, 1843) Morcego EPDA-Peti 


continua... 




TAXONS 



Vampyressa pusilla (Wagner, 1843) Morcego EPDA-Peti 

Sturnira lilium (E. Geoffroy, 1810) Morcego EEF, EPDA-Peti, RPPN-Caraça 

Molossidae 

Eumops perotis (Schinz, 1821) Morcego RPPN-Caraça 

Molossus molossus (Pallas, 1766) Morcego EPDA-Peti 

Nyctinomops laticaudatus (E. Geoffroy, 1805) Morcego EDPA-Peti 

Tadarida brasiliensis (I. Geoffroy, 1824) Morcego RPPN-Caraça 

Vespertilionidae 

Eptesicus brasiliensis (Desmarest, 1819) Morcego EEF, RPPN-Caraça 

Histiotus velatus (I. Geoffroy, 1824) Morcego EEF, APE-Mutuca 

Lasiurus blossevilli (Lesson & Garnot, 1826) Morcego PMM, RPPN-Caraça 

Lasiurus cinereus (Beauvois, 1796) Morcego DD 

Myotis nigricans (Schinz, 1821) Morcego PESV 

Myotis ruber (I Geoffroy, 1824) Morcego VU 

PRIMATES 

Atelidae 

Alouatta caraya (Humboldt, 1812) Bugio 

Alouatta guariba clamitans Cabrera, 1940 Bugio PEI, RPPN-Caraça VU 

Alouatta guariba guariba (Humboldt, 1812) Bugio CR CR 

Brachyteles hypoxanthus (Kuhl, 1820) Muriqui-do-norte CR EN 

Callitrichidae 

Callithrix geoffroyi Sagui-da-cara-branca PERP, PNSC 

(É. Geoffroy in Humboldt, 1821) 

Callithrix penicillata Mico-estrela PMM, PNSC, EEF 

(É. Geoffroy in Humboldt, 1821) 

Callithrix kuhlii Coimbra-Filho, 1985 Sagüi-de-Wied EN 

Cebidae 

Cebus nigritus Goldfuss, 1809 Macaco-prego RPPN-Caraça 

Cebus robustus (Kuhl, 1820) Macaco-prego- VU EN 

de-cristas 

Cebus xanthosternus Wied-Neuwied, 1826 Macaco-prego- CR CR 

do-peito-amarelo 

Pitheciidae 

Callicebus barbarabrownae Hershkovitz, 1990 Sauá CR 

Callicebus melanochir Wied-Neuwied, 1820 Sauá VU EN 

Callicebus personatus (É. Geoffroy, 1812) Sauá EEF VU EN 

Callicebus nigrifrons (Spix, 1823) Sauá PNSC, PEI, PERM, EET, 

RPPN-Caraça, EDPA-Peti 


continua...


TAXONS 



CARNIVORA 

Canidae 

Cerdocyon thous (Linnaeus, 1766) Raposa PERP, PEB, PEPI, EEF, PESV 

Chrysocyon brachyurus (Illiger, 1815) Lobo-guará PERP, PEB, PEPI, PNSC, EEF VU VU 

Lycalopex vetulus (Lund, 1842) Raposinha PERP, PEB, PNSC 

Procyonidae 

Nasua nasua (Linnaeus, 1766) Quati PMM, PEB, EEF 

Procyon cancrivorus (G. Cuvier, 1798) Mão-pelada PERP, PEB, PEPI, EEF 

Mustelidae 

Conepatus semistriatus (Boddaert, 1784) Jaritataca PERP, PEB, PEPI 

Eira bárbara (Linnaeus, 1758) Irara PERP, EEF 

Galictis cuja (Molina, 1782) Furão PNSC, EDPA-Peti 

Galictis vittata (Schreber, 1776) Furão PEL, MNCF, PNSC 

Lontra longicaudis (Olfers, 1818) Lontra PERP, PEI, PNSC, RPPN-Caraça VU 

Felidae 

Leopardus pardalis (Linnaeus, 1758) Jaguatirica PERP, PEB, PEPI, PNSC, EEF VU VU 

Leopardus tigrinus (Schreber, 1775) Gato-do-mato PERP, PNSC VU VU 

Leopardus wiedii (Schinz, 1821) Gato-maracajá VU EN 

Puma yaguaroundi (Lacépède, 1809) Gato-mourisco EEF DD 

Puma concolor (Linnaeus, 1771) Sussuarana PERP, PEB, PEPI, PNSC VU VU 

Panthera onca (Linnaeus, 1758) Onça VU CR 

PERISSODACTYLA 

Tapiridae 

Tapirus terrestris (Linnaeus, 1758) Anta PERP, PNSV EN 

ARTYODACTYLA 

Tayassuidae 

Pecari tajacu (Linnaeus, 1758) Cateto PERP, EEF, PEL, MNCF VU 

Cervidae 

Mazama americana (Erxleben, 1777) Veado-mateiro PNSC 

Mazama gouazoupira (G. Fisher, 1814) Veado-catingueiro PERP, EEF 

Ozotocerus bezoarticus (Linnaeus, 1758) Veado-campeiro EN 

RODENTIA 

Sciuridae 

Sciurus aestuans Linnaeus, 1766 Caxinguelê PMM, PERP, PEB, PNSC, EEF, 

APE-Mutuca, RPPN-Jambreiro 

Muridae 

Mus musculus (Linnaeus, 1758) Rato-de-casa APE-Fechos, APE-Mutuca 


continua... 




TAXONS 



Cricetidae 

Sigmodontinae 

Akodon cursor (Winge, 1887) Rato-de-chão PMM, PERM, PERP, PEPI, EEF, 

PEL, PNSC, MNCF, APE-Mutuca, 

APE-Fechos, RPPN-Jambreiro, 

EDPA-Peti 

Akodon montensis Thomas, 1913 Rato-de-chão APE-Mutuca 

Blarinomys breviceps (Winge, 1887) EDPA-Peti 

Calomys expulsus (Lund, 1841) Rato-do-mato 

Calomys tener (Winge, 1887) Rato-do-mato PESM, PNSC, EEF, APE-Mutuca 

Delomys dorsalis (Hensel, 1872) Rato-do-mato 

Delomys sublineatus (Thomas, 1903) Rato-do-mato 

Holochilus sciureus Wagner, 1842 DD 

Juliomys pictipes (Osgood, 1933) Rato-do-mato EDPA-Peti 

Necromys lasiurus (Lund, 1841) Rato-do-mato PESV 

Nectomys squamipes (Brants, 1827) Rato-d’água PERP, PEB, PNSC, EEF, 

APE-Mutuca, EDPA-Peti 

Nectomys rattus (Pelzen, 1883) Rato-d’água 

Oecomys catherinae (Allen & Chapman, 1893) Rato-do-mato EDPA-Peti 

Oligoryzomys fornesi Massoia, 1973 Rato-do-mato 

Oligoryzomys nigripes (Olfers, 1818) Rato-do-mato PESV, PNSC, PERM, EEF 

Oligoryzomys rupestris Rato-do-mato 

(Weksler & Bonvicino, 2005) 

Euryoryzomys lamia (Thomas, 1901) Rato-do-mato DD CR 

Euryoryzomys russatus (Wagner, 1848) Rato-do-mato PNSC 

Cerradomys subflavus (Wagner, 1842) Rato-de-cana PERP, PNSC, EEF, PESV, PEL, MNCF 

Sooretamys angouya (Fischer, 1814) 

Oxymicterus delator Thomas, 1903 Rato-do-brejo PESV, APE-Mutuca 

Oxymicterus dasytrichus (Schinz, 1821) Rato-do-brejo PNSC, EEF , PESV 

Rhipidomys mastacalis (Lund, 1840) Rato-de-árvore PMM, PERM, PERP, PEB PNSC, EEF 

Rhipidomys macrurus (Gervais, 1855) Rato-de-árvore 

Thalpomys lasiotis Thomas, 1916 Rato-do-mato PERP, PNSC 

Thaptomys nigrita (Lichtenstein, 1829) Rato-do-chão 

Wiedomys pyrrhorhinos (Wied-Neuwied, 1821) Rato-de-fava 

Erethizontidae 

Coendou prehensilis (Linnaeus, 1758) Ouriço-cacheiro PMM, PNSC 

Sphigurus villosus (F. Cuvier, 1823) Ouriço-cacheiro 

Caviidae 

Cavia aperea Erxleben, 1777 Preá PERP, PEB, PNSC, EEF 


continua...


TAXONS 



Galea spixii (Wagler, 1831) Preá 

Hydrochaerus hydrochaeris (Linnaeus, 1766) Capivara EEF, PERP, PNSC, RPPN-Jambreiro 

Kerodon rupestris (Wied, 1820) Mocó PERP, PEB, PEPI, PESV, PEL, MNCF 

Agoutidae 

Cuniculus paca (Linnaeus, 1766) Paca PERP, PEB, PNSC, EEF 

Dasyproctidae 

Dasyprocta azarae Lichtenstein, 1823 Cutia PERP 

Echimyidae 

Euryzygomatomys spinosus (G. Fisher, 1814) Guirá RPPN-Caraça 

Kannabaetomys amblyonys (Wagner, 1845) Rato-do-bambu EDPA-Peti 

Phylomys blainvilli (Jourdan, 1837) Rato-de-espinho DD 

Phylomys lamarum (Thomas, 1916) Rato EEA 

Thrichomys apereoides (Lund, 1839) Rabudo PERP, PEB, PNSC, PNSV 

Thrichomys inermis (Pictet, 1843) Rabudo PESV, PEL, MNCF 

Trynomys albispinus (I. Geoffroy, 1838) Rato-de-espinho PEL, MNCF DD 

Trynomys gratiosus (Moojen, 1948) Rato-de-espinho RPPN-Caraça 

Trynomys iheringi (Thomas, 1911) Rato-de-espinho RPPN-Caraça 

Trynomys moojeni Pessôa, Oliveira & Reis, 1992 Rato-de-espinho PNSC, RPPN-Caraça VU 

Trynomys paratus (Trinomys, 1948) Rato-de-espinho RPPN-Caraça DD 

Trynomys setosus (Desmarest, 1817) Rato-de-espinho EDPA-Peti DD 

LAGOMORPHA 

Leporidae 


Silvilagus brasiliensis (Linnaeus, 1758) Tapiti PERM, PERP, PEB, PEPI, PNSC, 

PNSV, EEF, PESV, EDPA-Peti, 

RPPN-Caraça, RPPN-Jambreiro 

a Instituto Brasileiro do Meio Ambiente e dos Recursos Naturais Renováveis. 

b Categorias (IUCN, 2003): CR = Criticamente em perigo; EN = Em perigo; VU = Vulnerável; DD = Dados deficientes. 

* Unidades de Conservação 

MINAS GERAIS: 

EEF = Estação Ecológica de Fechos; 

PMM = Parque Municipal das Mangabeiras; APE-Mutuca = Área de Proteção Especial da Mutuca; 

PERM = Parque Estadual do Rola Moça; EDPA-Peti = Estação de Proteção e Desenvolvimento Ambiental Peti; 

PERP = Parque Estadual do Rio Preto; 

RPPN-Caraça = Reserva Particular do Patrimônio Natural do Caraça; 

PEB = Parque Estadual do Biribiri; 

RPPN-Jambreiro = Reserva Particular do Patrimônio Natural Jambreiro; 

PEI = Parque Estadual do Itacolomi; 

BAHIA: 

PEPI = Parque Estadual do Pico do Itambé; PEL = Parque Estadual de Lages; 

PNSC = Parque Nacional da Serra do Cipó; PESV = Parque Estadual das Sempre Viva; 

PNSV = Parque Nacional das Sempre Vivas; PNCD = Parque Nacional da Chapada Diamantina; 

EEA = Estação Ecológica de Acauã; 

MNCF = Monumento Natural da Cachoeira do Ferro Doido. 



cies registradas e que estão incluídas na lista de espécies 

ameaçadas para o estado de Minas Gerais, apenas 

sete foram registradas em Unidades de Conservação 

de Proteção Integral (Tabela 1). 

Para a ordem carnívora, um único registro foi confirmado 

para Leopardus wiedii (gato-maracajá) na região 

de Belo Horizonte (MG) e a espécie com maior número 

de registros foi Puma concolor (onça-parda). Panthera onca 

(onça-pintada) foi registrada apenas na região da APA 

Sul e seu entorno (Quadrilátero Ferrífero/MG) (Santos- 

Silva, com. pess.), sempre associada a remanescentes 

de Mata Atlântica. Dentre os canídeos, destaca-se a 

ocorrência do Chrysocyon brachyurus (lobo-guará), aparentemente 

freqüente em toda porção centro-sul e em 

regiões de transição entre campos de altitude e cerrados, 

ao longo da vertente oeste da Cadeia (Moreira, 

com. pess.). 

Entre os representantes das ordens Artiodactyla e 

Perissodactyla, os poucos registros disponíveis referemse 

à porção meridional do Espinhaço, sendo eles, 

Mazama americana (veado-mateiro), Mazama gouazoupira 

(veado-catingueiro) e Pecari tajacu (cateto). Tapirus 

terrestris (anta) tem sido registrado com freqüência ao 

longo da Cadeia e em diferentes gradientes altitudinais, 

acredita-se que a Cadeia do Espinhaço seja uma área 

importante para a conservação da espécie (Moraes Jr. 

et al. 2003). 

Da ordem Rodentia, Hydrochaeris hydrochaeris 

(capivara), apresentou registros apenas na região centro 

sul da Cadeia. Em algumas localidades, como na 

Serra do Cipó, sua população parece estar aumentando, 

talvez favorecida pela ausência de predadores naturais, 

somado ao fato de adaptarem-se muito bem aos 

ambientes alterados providos de pastagens artificiais 

(Ferraz et al., 2003). 

PRINCIPAIS AMEAÇAS 

A situação da Cadeia do Espinhaço, no que tange à conservação 

da diversidade de mamíferos, pode ser considerada 

como extremamente grave. Dados concretos 

referentes à redução da cobertura vegetal, desde o início 

do histórico processo de ocupação humana da região 

com a implantação das primeiras lavras de ouro e 

diamantes em meados do século XVII e seus impactos 

diretos e indiretos sobre a fauna de mamíferos são desconhecidos. 

Atualmente, a principal ameaça à conservação 

de mamíferos no Espinhaço é a destruição e a 

fragmentação de hábitats (Lessa, 2005; Oliveira e Pes- 


soa, 2005), processo que ameaça os ecossistemas terrestres 

em todo o mundo (Vitta, 2002) e reconhecido 

como a principal ameaça à conservação de mamíferos 

terrestres no Brasil (Costa et al., 2005 b ). 

Dentre os principais fatores antropogênicos relacionados 

à perda de diversidade de mamíferos na Cadeia 

do Espinhaço (vide Vitta, 2002; Drumond et al., 

2005; Lessa, 2005; Rocha et al., 2005) destacam-se: 

(1) as freqüentes queimadas, geralmente relacionadas 

ao manejo inadequado do solo para ampliação de áreas 

de plantio ou de pastagens; (2) a presença de gado; (3) 

o turismo desordenado; (4) a caça predatória e a perseguição 

a espécies nativas p. ex., Puma concolor 

(sussuarana), Chrysocyon brachyurus (lobo-guará), Kerodon 

rupestris (mocó) e diversas espécies de primatas; (5) a 

crescente especulação imobiliária próximo aos grandes 

centros, atrelada à expansão urbana não planejada; (6) 

a pavimentação de estradas já existentes e a abertura 

de novas vias de acesso local; (7) a ação dos mineradores 

na destruição de grandes afloramentos rochosos 

(“inselbergs”) e remanescentes de mata de galeria; (8) a 

invasão por espécies exóticas (p. ex., Mus musculus) que 

podem agravar os efeitos da fragmentação através da 

competição, predação ou introdução de doenças; (9) o 

desmatamento de áreas nativas para a ampliação das 

áreas de monocultura florestal a fim de atender ao consumo 

de lenha e carvão vegetal; (10) o desmatamento 

e o corte seletivo, com destaque para a destruição total 

ou parcial das matas de galeria e capões de mata, 

ambientes-chave na manutenção da diversidade de 

mamíferos (Redford & Fonseca, 1986). 

Em Minas Gerais, embora a Cadeia do Espinhaço tenha 

sido indicada como área prioritária para a conservação 

de diversos grupos biológicos, foi considerada 

como “insuficientemente conhecida” para o grupo de 

mamíferos (Drummond et al., 2005), o que demonstra 

o vazio de informações científicas sobre a mastofauna 

do Espinhaço. Diversos critérios têm sido propostos 

para a seleção de áreas prioritárias para a conservação, 

como o número de espécies endêmicas, riqueza de espécies 

e a presença de espécies raras ou ameaçadas 

(Silva & Bates, 2002). Entretanto, uma limitação à aplicação 

desses critérios é a falta de informações adequadas 

documentando a distribuição das espécies, problema 

grave em diversas áreas do Espinhaço, como a porção 

meridional e o maciço norte da Cadeia, em Minas 

Gerais, e a região da Chapada Diamantina, na Bahia. 

A lista de mamíferos para Cadeia do Espinhaço 

totalizou 143 táxons (considerando-se as subespécies) 

dos quais cerca de 20% apresentam algum grau de ame-

aça e aproximadamente 10% apresentam deficiência de 

dados para análise de seu status de conservação (Tabela 

1). Os maiores números de espécies ameaçadas estão 

concentrados no grupo de mamíferos de médio e 

grande porte (primatas, carnívoros, artiodáctilos e 

perissodáctilos). Apesar do carisma de determinados 

grupos, como os primatas, algumas espécies são ainda 

precariamente conhecidas quanto a aspectos de sua 

biologia e táxons como o Allouata guariba guariba (bugio), 

Cebus robustus (Macaco-prego) e C. xanthosternos 

(macaco-prego-do-peito-amarelo) começaram a ser estudados 

apenas nesta década (Kierullf, et al., 2004; 

Martins, 2005). Dos 14 táxons de primatas identificados 

no Espinhaço, oito foram relacionados na recente 

revisão da lista de espécies ameaçadas de Minas Gerais 

(Biodiversitas, 2007) e apenas seis possuem ocorrência 

registrada em Unidades de Conservação de Proteção 

Integral (Tabela 1). Para os pequenos mamíferos (roedores, 

marsupiais e quirópteros) a maior ameaça é ainda 

a escassez de conhecimentos científicos básicos referentes 

à taxonomia, sistemática e distribuição geográfica. 

O que prejudica tanto as atividades de campo 

quanto as inferências sobre o estado de conservação 

das espécies (Costa et al., 2005 b ) e a tomada de decisões 

no estabelecimento de medidas para a conservação 

das espécies. Identificações inadequadas de espécies 

e a ausência de revisões sistemáticas atuam mascarando 

a diversidade real presente (Vivo, 1996; Tavares, 

2003) o que certamente dificulta o estabelecimento de 

iniciativas para a conservação e manejo, assim como a 

realização de análises regionais (Brito, 2004). 

ESTRATÉGIAS PARA CONSERVAÇÃO 

A área ocupada pela Cadeia do Espinhaço é de aproximadamente 

150.000Km 2 ou 15.000.000ha. Entretanto, 

até o momento, foram delimitadas apenas 35 Unidades 

de Conservação (UCs) de Proteção Integral na região, 

sendo 29 em Minas Gerais, o equivalente a menos 

de 2% da área do Espinhaço, e apenas seis na Bahia. 

Apesar de regulamentadas, muitas dessas UCs encontram-se 

ameaçadas por ações antrópicas severas e apenas 

13% das Unidades são suficientemente grandes (> 

20,000ha) para manter populações viáveis de mamíferos 

de médio e grande porte, normalmente, as mais 

afetadas pelo processo de fragmentação (Chiarello, 2000 

a e b). 

A criação de novas UCs e a implementação das Unidades 

já decretadas podem ser apontadas como solu- 


ções de longo prazo para a conservação da diversidade 

de mamíferos no Espinhaço, uma vez que a área coberta 

por Unidades de Conservação de Proteção Integral 

na região é considerada insuficiente para proteger sua 

biodiversidade (Rocha et al., 2005). Um sistema eficiente 

de conservação para a fauna de mamíferos do Espinhaço 

deve contemplar a heterogeneidade paisagística 

existente, priorizando a criação de UCs a partir de critérios 

biológicos tangíveis, como a análise de lacunas 

(Costa et al., 2005 b ), de forma a garantir a conservação 

da maior parcela possível da diversidade biológica. Recentemente 

(julho de 2005) as porções sul e central do 

Espinhaço em Minas Gerais foram aprovadas pela 

Unesco como uma das sete Reservas da Biosfera no 

Brasil (programa homem e Biosfera-UNESCO), dada sua 

importância biológica, geomorfológica e histórica. 

É relevante também se reforçar a necessidade de 

estudos taxonômicos associados ao estabelecimento de 

um programa de inventários, de curto e longo prazo, e 

o incentivo à formação de novas coleções científicas, 

instrumentos essenciais para o desenvolvimento de 

estudos sobre a biodiversidade (Costa et al., 2005 b ). No 

intervalo de 12 anos entre a publicação da segunda e 

terceira edição do livro “Mammals Species of the 

World”, por exemplo, o número de espécies reconhecidas 

entre os roedores sigmondontíneos aumentou em 

18% (Wilson & Reeder, 2005). Patton (com. pess.) indica 

que das 298 espécies de mamíferos novas que foram 

acrescidas entre as duas publicações, 125 ocorrem na 

América do Sul. 

Nos últimos 10 anos, alguns estados brasileiros compilaram 

suas listas vermelhas estaduais de espécies, 

gerando valiosos instrumentos legais para a conservação 

da biodiversidade e direcionando incentivos para 

a pesquisa e medidas de conservação (Marini & Garcia, 

2005). A recente revisão da lista das espécies ameaçadas 

em Minas Gerais (Biodiversitas, 2007) permitiu a 

identificação de 45 táxons d-e mamíferos (incluindo 

as subespécies) ameaçados no Estado, dos quais 25 

(56%) têm ocorrência registrada na área do Espinhaço 

(tabela 1). Podemos identificar quais espécies, à luz 

do conhecimento atual, encontram-se ameaçadas e 

quais são suas principais ameaças, entretanto, o conhecimento 

e as medidas de conservação são ainda 

incipientes e estão desigualmente distribuídos ao longo 

do Espinhaço. Apesar do progresso obtido nos últimos 

anos com relação à conservação de mamíferos 

no Brasil (Costa et al., 2005 b ), as ameaças à fauna de 

mamíferos na Cadeia do Espinhaço não diminuíram 

na mesma proporção. 




Agradecemos a Alexsander Araújo Azevedo (Instituto 

Biotrópicos), a Ricardo Bonfim Machado e Gláucia 

Moreira Drumond (Fundação Biodiversitas) pelo convite 

para a redação do artigo. A Cristiane Freitas de Azevedo 

pela revisão do texto e a um revisor anônimo por 

seus comentários. Ao apoio financeiro da Conservação 

Internacional – CBC e ao Professor Gustavo Fonseca que 

nos cedeu espaço e logística para realização de atividades 

através do Laboratório de Mastozoologia e Manejo 

da Fauna da Universidade Federal de Minas Gerais e 

pelo acesso a coleções. A Edeltrudes Câmara e Sônia 

Talamoni pelo acesso a coleções sob sua custódia. A 

Adriano Paglia, Leonora Pires Costa, Yuri Leite e Cecília 

Kierulff por participarem da primeira fase de aprovação 

do projeto piloto “Mamíferos da Serra do Espinhaço 

como subsídio para definição de outcomes para conservação 

dos campos rupestres”. Aos colegas Ludmilla 

Aguiar, Fernando Perini, Renato Gregorin e Fábio Falcão 

por compartilharem o esforço de compilar informações 

sobre morcegos em MG. À Fundação de Amparo 

a Pesquisa do estado de Minas Gerais (FAPEMIG) que 

concedeu auxílio para coleta de parte dos dados apresentados. 


Almeida-Abreu, P.A & Renger, F.E. 2002. A Serra do Espinhaço 

Meridional: um orógeno de colisão do Mesoproterozóico. 

Revista Brasileira de Geociências 32(1): 1-14. 

Almeida-Abreu, P.A., Fraga, L.M.S. & Neves, S.C. 2005. Geologia. 

In: Silva, A.C., Pedreira, L.C.V.S.F., & Almeida-Abreu, P.A. 

(eds). Serra do Espinhaço Meridional: paisagens e ambientes. 

pp. 19-43. Ed. O Lutador, Belo Horizonte. 

Biodiversitas. 2007. Revisão da lista vermelha da fauna de Minas 

Gerais. Fundação Biodiversitas, Belo Horizonte. Disponível em 

http:/www.biodiversitas.org.br (acessado em julho de 2007). 

Bragio, E. & Bonvicino, C.R. 2004. Molecular divergence in the 

genus Thrichomys (Rodentia, Echimyidae). Journal of 

Mammalogy 85(2): 316-320. 

Brito, D. 2004. Lack of adequate taxonomic knowledge may 

hinder enedemic mammal conservation in the Brazilian 

Atlantic Forest. Biodiversity and Conservation 13: 2135-2144. 

Câmara, E.M.V.C & Lessa, L.G. 1994. Inventário dos mamíferos 

do Parque das Mangabeiras, Belo Horizonte, Minas Gerais. 

Bios 2: 31-35. 

Câmara, E.M.V.C., Filho, P.E.G. & Talamoni, S.A. 1999. Mamíferos 

das áreas de Proteção Especial da Mutuca, Barreiro e Fechos 

na região metropolitana de Belo Horizonte, Minas Gerais. 

Bios. 7: 57-64. 

Câmara, E.M.V.C. & Murta, R. 2003. Mamíferos da Serra do Cipó. 

Puc-Minas, Museu de Ciências Naturais, Belo Horizonte. 


Carmignoto, A. P. 2004. Pequenos mamíferos terrestres do bioma 

Cerrado: padrões faunísticos locais e regionais. Tese de Doutorado, 

Departamento de Zoologia, Instituto de Biologia, 

Universidade de São Paulo (USP). 404 p. 

Chiarello, A.G. 2000a. Conservation value of a native forest 

fragment in a region of extensive agriculture. Revista Brasileira 

de Biologia. 60(2): 327-247. 

–––2000b. Density and population size of mammals in 

remanentes of Brazilian Atlantic Forest. Conservation Biology. 

14: 1649-1657. 

Cordeiro JR, D. A. & Talamoni, S. A. New data on the life history and 

occurrence of spiny rats Trynomys moojeni (Rodentia; Echimyidae) 

in southeastern Brazil. Acta Theriologica. 51: 163-168. 

Costa, B.M.A., Fonseca, G. Paglia, A., Costa, L.P., Leite, Y.L.R. 

2005a. The diversities of mammals and gap analysis in the 

Serra do Espinhaço mountain range as an aid in defining 

outcomes for the conservation of rupestrian field. In: Book 

of Abstracts of the XIX Annual Meeting of the Society for 

Conservation Biology. pp. 46. Brasília, DF, Brazil. 

Costa F.N. 2005. Campos Rupestres. In: Silva, A.C., Pedreira, L. 

C.V.S.F., & Abreu, P. A. (eds). Serra do Espinhaço Meridional: 

paisagens e ambientes. pp. 138-145. Ed. O Lutador, Belo 

Horizonte. 

Costa L.P., Leite, Y.L.R., Mendes, S.L. & Ditchfield, A.D. 2005b. 

Conservação de mamíferos no Brasil. Megadiversidade. 

1: 103-112. 

Cullen Jr, L., Bodmer, R.E. & Pádua, C.V. 2000. Effects of hunting 

in habitat fragments of the Atlantic forests, Brazil. Biological 


Curi, N.H.A. 2005. Avaliação do estado de saúde e do risco de 

transmissão de doenças entre canídeos (Mammalia, Carnivora) 

silvestres e domésticos na região da Serra do Cipó, Minas 

Gerais: implicações para conservação. Dissertação de Mestrado, 

Pontifícia Universidade Católica de Minas Gerais 

(PUC.MINAS). 101 p. 

Drumond, G.M., Martins, C.S., Machado, A.B.M. & Antonini, Y. 

(orgs.) 2005. Biodiversidade em Minas Gerais: um atlas para 

sua conservação. Fundação Biodiversitas. Belo Horizonte. 

Eterovick, P. C., Queiroz Carnaval, A. C. O., Borges-Nojosa, D. 

M., Silvano, D. L., Segalla, M. V. & Sazima, I. 2005. Amphibian 

Declines in Brazil: An Overview. Biotropica 37 (2), 166-179. 

Eschwege, W.L. Von. 1832. Beitrage zur Gerbigskunde Brasiliens. 

Berlin. 

Falcão, F.C.; Rebelo, V.F. & Talamoni, S.A. Structure of a bat 

assemblage (Mammalia, Chiroptera) in Serra do Caraça Reserve, 

south-east Brazil. Revista Brasileira de Zoologia, 

Curitiba, 20(2): 347-350, 2003. 

Ferraz, K.M.P.M.B., Lechevalier, M.A., Couto, H.T.Z. & Verdade, 

L.M. 2003. Damage caused by capybaras in corn field. Scientia 

Agricola 60 (1): 191-194. 

Fonseca, G. A. B.; Valle, C. M. C.; Herrmann, G. & Silva, L. F. B. 

M. 1989. Estudo dos padrões de diversidade de espécies de 

pequenos mamíferos não voadores e inventário da 

mastofauna da EPDA-Peti. Relatório Técnico não publicado. 

Convênio Companhia Energética de Minas Gerais (CEMIG)/ 

Universidade Federal de Minas Gerais. Belo Horizonte. 

Fonseca, G.A.B., Herrmann, G., Leite, Y.R.L., Mittermeier, R.A., 

Rylands, A.B. & Pattonn. J.L. 1996. Lista anotada de mamíferos 

do Brasil. Conservation International & Fundação Biodiversi-

tas. Occasional. Papers in Conservation Biology. n 4. 38 p. 

Giulietti, A.M., Pirani, J.R. & Harley, R.M. 1997. Espinhaço range 

region. In: Davis, S.D. (ed). Centres of plant diversity: a 

guide and strategy for their conservation. pp. 397-404. WWF/ 

IUCN, Cambrige, Reino Unido. 

Gregorin, R.; Mendes, L. F. Sobre Quirópteros (Emballonuridae, 

Phyllostomidae, Natalidae) de duas cavernas da Chapada Diamantina, 

Bahia, Brasil. Iheringia, Porto Alegre, v. 86, p. 121- 

124, 1999. 

Grelle, C.E.; Fonseca, M. T.; Moura, R. T. & Aguiar, L. M. S. 1997. 

Bats from Karstic Area on Lagoa Santa, Minas Gerais: a 

preliminary survey. Chiroptera Neotropical, Belo Horizonte, 

3(1): 68 - 70. 

Hirsch, A., Dias, L.G, Martins, W.P. & Porfírio, S. 2002. 

Rediscovery of Brachyteles arachnoides hypoxanthus at the Fazenda 

Córrego de Areia, Minas Gerais, Brazil. Neotropical 

Primates 10: 119-122. 

Hirsch, A. 2003. BDGEOPRIM – Banco de dados georreferenciado 

das localidades de ocorrência de primatas neotropicais. 

Disponível em http:/www.icb.ufmg.br/~primatas/homebdgeoprim.htm 

(acessado em outubro de 2006). 

Isaac Jr., J.B. & Sábato, E.L. 1994. Caracterização da fauna de 

morcegos (Mammalia, Chiroptera), na área de influência da 

variante ferroviária Capitão Eduardo Costa Lacerda no município 

de Caeté, Minas Gerais. Bios 2(2): 25-29. 

Ibama (Instituto Brasileiro do Meio Ambiente e dos Recursos 

Naturais Renováveis). 2003. Lista das espécies da fauna brasileira 

ameaçadas de extinção. Ministério do Meio Ambiente, 

Ibama, Brasília. Disponível em http:/www.biodiversitas. 

or.br (acessado em novembro de 2006). 

IUCN (Wolrd Conservation Union) 2003. IUCN red list of 

threatened species. IUCN, Gland, Suíça. Disponível em http/ 

www.redlis.org (acessado em outubro de 2006). 

Kierulff, M.C.M.; Santos, G.R.; Canale, G.; Guidorizzi, C.E. & C. 

Cassano. 2004. The use of câmera-trap to survey Cebus 

xanthosternos. Neotropical Primates 12: 56-59. 

Lessa, L.G. 2005. Mamíferos não voadores. In: Silva, A. C., Pedreira, 

L. C. V. S. F., & Abreu, P. A. (eds). Serra do Espinhaço 

Meridional: paisagens e ambientes. pp. 233-243. Ed. O Lutador, 


Leite, Y.L.R. 2003. Evolution and systematics of the atlantic rats, 

genus Phyllomys (Rodentia, Echimyidae) with description of 

two new species. University of California Press. Zoology, v. 

132. 118p. 

Lim, B.K., Engstrom, M.D.; Lee, T.E., Jr.; Patton, J.C. & Bickham, J.W. 

2004. Molecular differentiation of large species of fruit-eating 

bats (Artibeus) and phylogenetic relationships based on the 

cytochrome b gene. Acta Chiropterologica, Warszawa, 6(1): 1-12. 

Lima, J. L. 1926. Os quirópteros da coleção do Museu Paulista. 

Revista Museu Paulista, São Paulo, 14: 43-127. 

Macdonald D. W. 2001. The Encyclopedia of Mammals. Oxford 

University Press. 

Moraes Jr., E.A.; Silva, J.A. & Freitas, R.L.A. 2003. The Lowland 

Tapir in the Caraça Reserve, Minas Gerais, Brazil: Preliminary 

Results. Tapir Conservation 12 (2): 20-22. Macdonalds, 2001 

Marinho-Filho, J. & Veríssimo, E.W. 1997. The rediscovery of 

Callicebus personatus barbarabrownae in northeastern Brazil 

with a new western limit for its distribution. Primates 38: 

429-433. 


Marini, M.A. & Garcia, F.I. 2005. Conservação de aves no Brasil. 

Megadiversidade 1: 95-102. 

Martins, W.P. 2005. Distribuição Geográfica e Conservação do 

Macaco-Prego-de-Crista, Cebus robustus (Primates, Cebidae). 

(Dissertação de Mestrado). Programa de Pós-Graduação em 

Ecologia, Conservação e Manejo de Vida Silvestre, ICB / UFMG, 

Belo Horizonte. 162pp 

Melo, F.R. 2004. Primatas e Áreas Prioritárias para Conservação 

da Biodiversidade no Vale do Rio Jequitinhonha, MG. (Tese 

de Doutorado). Programa de Pós-Graduação em Ecologia, 

Conservação e Manejo de Vida Silvestre, ICB / UFMG, Belo 

Horizonte. 184pp. 

Nascimento, L.B., Wachlevscki, M. & Leite, F. 2005. Anuros. In: 

Silva, A.C., Pedreira, L.C.V.S.F., & Abreu, P.A. (eds). Serra do 

Espinhaço Meridional: paisagens e ambientes. pp. 210-229. 

Ed. O Lutador, Belo Horizonte. 

Oliver, W.L.R & Santos, I.B. 1991. Threatened endemic mammals 

of the Atlantic Forest region of southeast Brazil. Wildl. Preserv. 

Trust, Special Scientific report 4:1-25. 

Oliveira, J.A., Gonçalves, P.R. & Bonvicino, C.R. 2003. Mamíferos 

da Caatinga. In: Leal, I. R., M., Tabarelli, Silva, J. M. C. 

2003. Ecologia e Conservação da Caatinga. Recife: Universidade 

Federal de Pernambuco. 

Oliveira, J.A. & Pessôa, L.M. 2005. Mamíferos. In: Jucá, F.A.; 

Funch, L. & Rocha, W. (orgs). Biodiversidade e conservação 

da Chapada Diamantina. pp. 379-405. Ministério do Meio 

Ambiente. Brasília, DF. 

Paglia, A. P.; Lopes, M. O. G.; Perini, F. A.; & Cunha H. M. 2005. 

Mammals of the Estação de Preservação e Desenvolvimento 

Ambiental de Peti (EPDA-Peti), São Gonçalo do Rio Abaixo, 

Minas Gerais, Brazil. Lundiana, 6 (supplement): 89-96. 

Perini, F. A.; V. C. Tavares & C. M. D. Nascimento. 2003. Bats 

from the city of Belo Horizonte, Minas Gerais, southeastern 

Brazil. Chiroptera Neotropical, Brasília 9(1-2): 169-173. 

Pereira,G. 2006. Chapada Diamantina e Vale do Rio Jequitinhonha: 

composição da mastofauna e estrutura microevolutiva 

de algumas populações de pequenos mamíferos. Tese de 

Doutorado, Instituto de Biologia, Universidade Federal do 

Rio de Janeiro (UFRJ). 252p. 

Pugliese, A., Pombal Jr, J.P. & Sazima, I. 2004. A new species of 

Scinax (Anura: Hylidae) from rocky montane fields of the Serra 

do Cipó, Southeastern Brazil. Zootaxa 688: 1-15. 

Redford, H.K. & Fonseca, G.A.B. 1986. The role of gallery forests 

in the zoogeography of the Cerrado’s non-volant mammalian 

fauna. Biotropica, 18: 126-135. 

Rocha, W.J.S.F.; Juncá, F.A.; Chaves, J.M & Funch, L. 2005. Considerações 

finais e recomendações para conservação. In: Jucá, 

F. A.; Funch, L. & Rocha, W. (orgs). Biodiversidade e conservação 

da Chapada Diamantina. pp. 411-435. Ministério do Meio 

Ambiente. Brasília, DF. 

Rodrigues, M., Carrara, L.A., Faria, L. P. & Gomes, H.P. 2005. The 

birds of “Parque Nacional da Serra do Cipó”: the Rio Cipó 

valley, Minas Gerais, Brazil. Revista Brasileira de Zoologia 22 

(2): 326-338. 

Rylands, A.B., Coimbra-Filho, A.F. & Mittermeier, R.A. 1993. 

Systematics, geographic distribution, and some notes on the 

conservation status of the Callitrichidae. In: Rylands A.B. (Ed.). 

Marmosets and tamarins: systematics, behaviour, and ecology. 

pp. 11-77. Oxford University Press, Oxford. 



Sazima, M. & Sazima, I. 1975. Quiropterofilia em Lafoensia pacari 

St.-Hil. (Lythraceae) na Serra do Cipó, Minas Gerais. Ciência e 

Cultura 27(4):405-416. 

Sazima, I., Vizotto, L. D. & Taddei, V. A. 1978a . Uma nova espécie 

de Lonchophylla da Serra do Cipó, Minas Gerais, Brasil 

(Mammalia, Chiroptera, Phyllostomidae). Revista Brasileira de 

Biologia 38(1):81-89. 

Sazima, I., Vogel, S. & Sazima, M. 1988. Bat pollination of 

Encholirium glaziovii, a terrestrial bromeliad. Plant Systematics 

and Evolution 168:167-179 

Silva, J.M.C. & Bates, J.M. 2002. Biogeographic patterns and 

conservation in the south american Cerrado: a tropical 

savanna hotspot. BioScience. 52: 225-233. 

Simmons, N. B. 2005. Order Chiroptera. In: Wilson D. E., Reeder 

D. M. (eds). Mammal species of the world: a taxonomic and 

geographic reference, 3rd ed. Baltimore, Maryland: John 

Hopkins University Press. 

Souza, A.L.G. 2005. Diversidade de espécies, variação cariotípica 

e distribuição dos roedores da Chapada Diamantina, Bahia. 

Dissertação de Mestrado, Museu Nacional, Universidade Federal 

do Rio de Janeiro (UFRJ). 150 p. 

Taddei, V.A.; Vizotto, L.D. & Sazima, I. 1983. Uma nova espécie 

de Lonchophylla do Brasil e chave para identificação das espécies 

do gênero (Chiroptera, Phyllostomidae). Ciência e Cultura, 

São Paulo, v. 35, n. 5, p.625-629. 

Tavares, V. C. 2003. A importância do intercâmbio entre sistemática 

e conservação, com um caso-exemplo em Chiroptera In 

Anais do IV Encontro Brasileiro para o Estudo de Quirópteros. 


Divul. Mus. Ciênc. Tecnol. - UBEA/PUCRS, Pub. Esp., Porto Alegre, 

n 2, p. 1-72. 

Tavares, V. C. & Cesari, A. 1996. Observações sobre a comunidade 

de quirópteros da Estação de Pesquisa e Desenvolvimento 

Ambiental de PETI (EPDA/PETI), leste de MG. Resumos do XXI 

Congresso Brasileiro de Zoologia, Porto Alegre, p.236-237. 

Tavares, V.C; Gregorin, R & Peracchi, L.A. A Diversidade de Morcegos 

no Brasil. In: Pacheco, S. M., Marques, R.V.; Esberard, 

CE.L. (Org). Morcegos do Brasil: Biologia, Sistemática, Ecologia 

e Conservação. Pelotas: USEB, no prelo b. 

Viana, P. L. & Mota, R. C. Redescoberta de Panicum brachystachyum 

Trin. (Poaceae) na Cadeia do Espinhaço, Minas Gerais, Brasil. 

Lundiana 5(1):29-31. 

Vieira, C.O.C. 1942. Ensaio Monográfico sobre os Quirópteros 

do Brasil. Arquivos de Zoologia, São Paulo, 3: 219-471. 

Vitta, F.A. 2002. Diversidade e conservação da flora nos campos 

rupestres na Cadeia do Espinhaço em Minas Gerais. In: Araujo, 

L. A. (ed). Biodiversidade, Conservação e Uso Sustentável da 

Flora do Brasil. pp. 90-94. Sociedade Botânica do Brasil, Recife. 

Vivo, M. 1996. How many species of mammals are there in 

Brazil? Taxonomic practice and diversity evaluation. In: 

Biodiversity in Brazil: a first approach. C.E.M. Bicudo & N.A. 

Menezes (eds), CNPq, São Paulo. 

Weksler, M., Percequillo, A.R., Voss, R. S. 2006. Ten New Genera 

of Oryzomyine Rodents (Cricetidae: Sigmodontinae). 

American Museum Novitates 3537:1-29. 

Wilson, D. E. & Reeder, D. M. 2005. Mammal Species of the 

World. Third ed. Johns Hopkins University Press, 2.142 p.

○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ 

Distribuição espacial do esforço de pesquisa 

biológica na Serra do Cipó, Minas Gerais: 

subsídios ao manejo das unidades de 

conservação da região 

JOÃO AUGUSTO MADEIRA 1,2 

KÁTIA TORRES RIBEIRO 2 

MARCELO JULIANO RABELO OLIVEIRA 3 

JAQUELINE SERAFIM DO NASCIMENTO 4 

CELSO DO LAGO PAIVA 2 

1 Parque Nacional da Serra do Cipó, ICMBio, MG, Brasil. 

2 Analista ambiental do Parque Nacional da Serra do Cipó, ICMBio. 

3 Biólogo, bolsista Conservação Internacional do Brasil. 

4 Geógrafa, bolsista Instituto Biotrópicos. 

* email: jmadeira@uai.com.br 

RESUMO 

Em regiões de interesse conservacionista, o diagnóstico acerca da distribução espacial do 

esforço de pesquisa e sua relação com a distribuição conhecida e presumida de ambientes 

tem múltiplos propósitos. Primeiro, subsidiar conclusões das próprias pesquisas, considerando 

seu alcance e contexto; segundo, apoiar a definição de prioridades de conservação, com 

base numa visão crítica sobre extensão e lacunas do conhecimento; finalmente, apoiar estratégias 

de manejo e fomento à pesquisa, com apoios e mecanismos para redução de lacunas 

espaciais e temáticas numa certa região. A Serra do Cipó, na porção sul da Serra do Espinhaço, 

é famosa pela diversidade e endemismo de seus campos rupestres, e cada novo levantamento 

resulta em miríade de espécies, ocorrências e interações novas. Ocorre então um deslumbramento 

que pode mascarar a concentração espacial do esforço de pesquisa, o não (re)conhecimento 

de ambientes extremamente variados, e portanto sua não inserção em prioridades de 

conservação. Fizemos um diagnóstico da distribuição espacial dos esforços de pesquisa biológica 

na Serra do Cipó, com base em amplo levantamento bibliográfico, com “serra do cipo” 

como indexador. A análise de 544 dos 1.011 títulos encontrados entre 1831 e 2005 mostra 

uma ênfase nos estudos botânicos; baixa, mas crescente precisão na descrição da localização 

dos pontos de estudo e; entre os registros que puderam ser georreferenciados, tendo a espécie 

como unidade de análise, 75% tratavam de organismos amostrados à beira de estradas, 

enquanto apenas 17% deles foram obtidos dentro do Parque Nacional. Há grande concentração 

nos campos rupestres e na vertente ocidental da Serra do Cipó, sendo as várias fisionomias 

do Cerrado e da Mata Atlântica sub-amostrados. Com base nestas informações, o plano de 

manejo do Parque Nacional preverá estratégias para reduzir as lacunas existentes e melhorar 


258 | Distribuição espacial do esforço de pesquisa biológica na Serra do Cipó, Minas Gerais:... 

a forma de registro da informação biológica, considerando as novas tecnologias disponíveis. 

Palavras-chave: campos rupestres, espacialização do esforço de pesquisa, geoprocessamento, 

gerenciamento do conhecimento, Serra do Cipó, unidades de conservação. 

ABSTRACT 

The description of spatial and thematic distribution of research effort in a region of high biological 

conservation interest such as Serra do Cipó, located at southern Serra do Espinhaço, central Brazil, has 

many purposes: underlying research conclusions, since sampling bias and gaps are evidenced as well as 

under- and super-sampled habitats; conferring a better analysis about the landscape and research 

context; subsidizing the development of management strategies intended to narrow knowledge gaps 

by means of better logistics and specific stimuli, such as finantial support for definition and development 

of prioritary research lines. It is also important for conservation purposes and planning, considering 

that less studied sites should be protected considering precaution principles, and their characteristics 

may be sometimes inferred considering similarities at other levels. We analysed the spatial distribution 

of biological research effort at Serra do Cipó, a place with two federal conservation units – Serra do 

Cipó National Park and Morro da Pedreira Environmental Protection Area – recognised by high diversity 

and endemism, specially of plants associated to rupestrian fields, a vegetation growing on nutrient 

poor and shallow sandy soils. This vegetation is neighbored by diverse and still bad studied Cerrado 

and Atlantic Forest phytophysiognomies. Hitorically, studies were concentrated on botanics, with a 

clear thematic diversification in the last two decades. Considering 544 analysed publications from a 

group of 1,011 known works, and 10,100 species citations (with repetitions), it became evident the 

concentration of species records along roads (75%) and the relative scarcity of studies from the Park 

(17% of records). This diagnostic will underly the research and management plan for the federal 

conservation units, discussed further with the scientific community, with already sensible results. 

Key-words: conservation units, research management, rupestrian fields, Serra do Cipó. 

INTRODUÇÃO 

É certamente impossível distribuir de forma equânime 

o esforço de pesquisa sobre um certo território, ainda 

mais o esforço para conhecimento de um país enorme 

e tão diverso como o Brasil. Existem regiões em que se 

concentram as investigações bem como a quantidade 

de informação acumulada e articulada, seja em função 

da proximidade de pólos econômicos e de centros de 

pesquisa, seja pelo surgimento de interesse específico 

e estímulos à pesquisa na forma de editais e linhas de 

financiamento. No primeiro caso, destaca-se o conhecimento 

em vasta temática nas áreas vizinhas às grandes 

capitais – São Paulo, Rio de Janeiro, Belo Horizonte, Porto 

Alegre, Brasília, e mesmo Manaus e Belém do Pará. No 

segundo caso, buscas pioneiras de pesquisadores, e 

editais específicos que estimulam a pesquisa em locais 

de difícil acesso e distantes de centros de pesquisa, como 

áreas ermas da Amazônia que recebem recursos de programas 

como o ARPA, ou ainda a integração de instituições 

para estímulo à formação de grupos de pesquisa, 

como recentemente no estado do Amapá (Programa de 

Pós-Graduação em Biodiversidade Tropical - parceria 

EMBRAPA, UNIFAP, IEPA, CI-Brasil, CAPES). 


Mesmo localmente o conhecimento é fragmentado 

e por vezes surpreendentemente concentrado em certos 

ambientes, percursos, temas. A proposição de temas 

e áreas de pesquisa também sofre de formas de 

contágio – tende-se a voltar em áreas previamente visitadas, 

de modo a dar continuidade e/ou profundidade 

e diversificação a investigações, aproveitar a estrutura 

logística já conhecida e estabelecida; tende-se a percorrer 

os mesmos caminhos, tende-se a aprofundar e 

detalhar perguntas já feitas. Intrinsecamente, não há 

mal algum neste procedimento, uma vez que a pesquisa 

sempre é permeada por dilemas entre generalidade 

versus especificidade, detalhamento local versus abrangência 

espacial, dentre outros. No entanto, uma vez 

que a tendenciosidade na amostragem afeta conclusões, 

inferências e visões de mundo, é essencial que tenhamos 

discernimento sobre a ênfase e tendências do conjunto 

de pesquisas (Gutzwiller, 2002). Como destaca 

Wiens (2002), é fácil ver mapas e imagens como “verdades” 

e esquecer que qualquer conclusão é contingenciada 

pelas classificações propostas e pelos procedimentos 

de delimitação de fronteiras necessários para 

a produção de mapas e outras formas de representação. 

A experiência do pesquisador e o conhecimento

acumulado são determinantes para a definição de categorias 

e classificações. Extensas listas de espécies nem 

sempre culminam em representações adequadas da distribuição 

da diversidade em uma certa região. Criar longas 

listas de espécies pode ser extremamente caro, mas 

a questão central para a conservação da diversidade, 

como aponta Sutherland (2000), está em como usar a 

informação e os recursos disponíveis de modo a fornecer 

o melhor embasamento para a definição de prioridades 

entre áreas, e esta necessidade deve ser contemplada 

antes da realização de novos inventários. 

Protege-se aquilo que se conhece. Ao se questionar 

pesquisadores acerca de áreas e organismos essenciais 

a serem protegidos, com elevada probabilidade eles 

apontarão aqueles que conhecem bem, pois poderão 

descrever detalhadamente uma série de motivos justos 

e pertinentes que recomendariam esta proteção. A contextualização 

do grau de conhecimento sobre uma região, 

sobre os diversos grupos taxonômicos e sobre o 

status de conservação de ambos necessita de uma análise 

deste conhecimento que inclua a avaliação dos esforços 

de pesquisa já realizados, auxiliando o direcionamento 

de pesquisas futuras e eventuais tomadas de 

decisão pelos gestores de áreas protegidas (Burke, 

2007). 

A ciência tem suas próprias questões, sua própria 

dinâmica e suas limitações, inclusive orçamentárias e 

de pessoal, e não se espera que o conjunto dos pesquisadores 

e dos órgãos de fomento tenham como 

preocupação básica dispersar seu esforço de pesquisa 

de modo a abarcar a maior diversidade de ambientes 

ou situações, em termos espaciais. No entanto, 

todos se beneficiam com um maior entendimento do 

contexto em que se realiza um esforço de pesquisa. 

Por mais concentrados que sejam os inventários em 

uma certa região, as conclusões de estudo certamente 

se enriquecerão se o pesquisador tiver acesso a informações 

tais como grau de concentração espacial/ 

temporal do esforço, quantidade e representatividade 

dos habitats e estações amostrados em relação ao 

todo a que se pretende estender as conclusões. E estas 

informações tornam-se mais acessíveis a partir da 

disponibilização de imagens e ambientes SIG e de séries 

de dados meteorológicos. 

Em uma área protegida extensa e diversa, a análise 

da distribuição dos esforços de pesquisa beneficia ao 

menos três conjuntos de profissionais/ atividades – os 

próprios pesquisadores, que contextualizam seus esforços 

e podem encontrar novas fronteiras e novas explicações 

para os padrões descritos; os gestores da área, 

Madeira, Ribeiro, Oliveira, Nascimento & Paiva | 259 

que podem envidar esforços para melhor distribuir as 

pesquisas futuras no território, por meio de análise de 

lacunas, busca de estímulos financeiros e logísticos, e 

proposição de questões; e por fim os esforços conservacionistas, 

ao se apontar áreas desconhecidas mas não 

necessariamente menos importantes, e viabilizar 

inferências a partir dos dados já existentes. 

Neste estudo apresentamos uma análise da distribuição 

espacial e temática dos esforços de pesquisa na 

Serra do Cipó, bem como novas tendências e decisões 

de gestão e conservação decorrentes desta análise. Não 

se trata de uma investigação acerca da distribuição dos 

organismos e da biodiversidade em si – esta é uma questão 

extremamente complexa, que demanda estratégias 

de amostragem e de estratificação da informação e análises 

estatísticas que não são o propósito deste trabalho 

(Rich & Smith, 1996, Sutherland, 2000). Apresentamos 

um mapeamento do esforço de pesquisa passado 

e uma análise dos ambientes mais favorecidos, tendo 

como base o material cartográfico elaborado para os 

planos de manejo do Parque Nacional da Serra do Cipó 

e Área de Proteção Ambiental Morro da Pedreira. Estas 

são unidades de conservação federais que visam a proteção 

da porção sul da Serra do Espinhaço, próxima à 

região metropolitana de Belo Horizonte, já com 5 milhões 

de habitantes, fortemente pressionada pelo 

parcelamento do solo, turismo desordenado e novas 

áreas de mineração. 

MATERIAIS E MÉTODOS 


A Serra do Cipó localiza-se ao sul da Serra do Espinhaço, 

bordejando a região metropolitana de Belo Horizonte. 

Dista apenas 100 km da capital do estado, por 

estrada que segue até a cidade de Diamantina, em caminhos 

que em parte coincidem com os da antiga Estrada 

Real. As serras dividem as águas que drenam para 

o rio das Velhas, afluente do rio São Francisco, a oeste, 

das que vertem para o rio Doce, a leste. As montanhas 

são edificadas por formações rochosas quartzíticas, em 

sua maioria incluídas no Supergrupo Espinhaço 

(Almeida-Abreu, 1995), solos pobres em nutrientes que 

sustentam os campos rupestres, ricos em espécies e 

com elevado grau de endemismo (Giulietti et al., 1987, 

Pirani et al. 2003). A oeste predominam as diversas fitofisionomias 

do cerrado, nesta região com ampla ocorrência 

de ambientes cársticos, relacionados à formação 

Bambuí, que favorece a formação de latossolos pro- 



fundos, que por sua vez sustentam cerradões e matas 

mesófilas, bem como as matas secas sobre os afloramentos 

rochosos. A leste encontram-se fitofisionomias 

da Mata Atlântica, seja na forma de uma transição para 

os campos rupestres, sobre solos quartzosos, sejam 

formações arbóreas e mais fechadas, nos solos profundos 

derivados do embasamento cristalino. Em resumo, 

formações vegetacionais com composição e fisionomia 

muito variadas são encontradas em curtos espaços, 

onde a elevada biodiversidade tem relação também com 

a diversidade de solos, topografia e clima. 

O relevo varia de cerca de 750 metros de altitude a 

oeste e 650 a leste a 1670 metros, havendo extensos 

planaltos com altitudes entre 1.000-1.300m. O clima é 

estacional, com verões úmidos e invernos bastante secos, 

com cerca de 7 meses secos a oeste, e precipitação 

anual em torno de 1.500mm, em média (Madeira e 

Fernandes, 1999). Há concentração de nebulosidade nas 

vertentes orientais e portanto maior umidade, que favorece 

a formação de matas de neblina. 

O acesso à região era feito exclusivamente por estrada 

de terra até meados da década de 1980, e no presente 

século houve a pavimentação da rodovia MG-010 

em todo o trecho que atravessa a Serra do Cipó, até a 

cidade de Conceição do Mato Dentro. Os acessos às 

demais sedes de municípios da região não foram ainda 

pavimentados. O Parque Nacional da Serra do Cipó foi 

criado em 1984, correspondendo aproximadamente à 

área do parque estadual de mesmo nome, criado em 

1975. São 31.618 hectares que abarcam ecossistemas 

representativos de três complexos vegetacionais, aqui 

chamados de biomas: Campos Rupestres (84%), Cerrado 

(8%) e Mata Atlântica (8%). Abrange terras dos municípios 

de Jaboticatubas, Santana do Riacho, Morro do 

Pilar e Itambé do Mato Dentro. O Parque é inteiramente 

circundado pela Área de Proteção Ambiental (APA) 

Morro da Pedreira, criada em 1990, já com o propósito 

de funcionar como zona de amortecimento do parque, 

com 100mil hectares, também distribuídos em fitofisionomias 

de Cerrado (14%), Campo Rupestre (56%) e 

Mata Atlântica (30%) (Ribeiro et al., 2008). A APA abrange, 

além dos citados acima, os municípios de Itabira, 

Nova União e Taquaraçu de Minas. As duas unidades 

estão incluídas na Reserva da Biosfera da Serra do Espinhaço, 

declarada pela UNESCO em 2006. 

Entendemos como região da “Serra do Cipó” os sete 

municípios citados e mais Conceição do Mato Dentro, 

limítrofe à APA, como também entendido pela Secretaria 

de Turismo do estado de Minas Gerais (municípios 

que compõem o Circuito Turístico do Parque Nacional 

da Serra do Cipó). 


Levantamento bibliográfico e georreferenciamento 

Fez-se um primeiro levantamento das publicações existentes 

sobre a Serra do Cipó, em todas as áreas das 

ciências, utilizando o Portal Capes (www.periodicos. 

capes.gov.br), tendo “serra do cipo” como indexador. 

O nome Serra do Cipó tem se estendido a mais áreas 

em função do turismo e divulgação do nome como uma 

marca, e há décadas atrás muitos dos municípios citados 

não seriam considerados pertencentes à Serra do 

Cipó. Assim, por segurança, as buscas bibliográficas 

incluiram também os nomes dos municípios. A partir 

do acervo do Parque Nacional foram triadas publicações 

a partir também das referências bibliográficas, com 

que se conseguiu acesso aos trabalhos mais antigos, 

muitos não indexados. Fez-se o máximo esforço para 

obtenção dos trabalhos existentes, muitos deles não 

disponíveis em meio digital. À época de análise dos 

dados para este trabalho, o banco de dados continha 

1.011 títulos (Tabela 1), dos quais 544 foram obtidos e 

lidos. Os trabalhos lidos foram então classificados de 

acordo com o grau de acurácia com que foram descritos 

os pontos de coleta ou observação dos espécimens 

(registros). Os critérios utilizados nesta classificação 

estão na Tabela 2. 

TABELA 1 – Total de publicações levantadas e ano da primeira 

publicação encontrada em cada área do conhecimento. Trabalhos 

envolvendo espécies animais ou vegetais foram enquadrados 

nas categorias “Ecologia” ou “Conservação” quando se considerou 

que seus objetivos se encaixavam melhor nestas categorias, 

não sendo, neste caso, incluídos nas categorias “Zoologia” ou 

“Botânica”. 

Total de 

publicações Ano da 

Área do levantadas primeira 

conhecimento até 2004 publicação 

Arqueologia 43 1975 

Botânica 635 1831 

Conservação 30 1982 

Ecologia 65 1846 

Geografia 19 1869 

Geologia 41 1931 

História 24 1904 

Limnologia 16 1999 

Turismo 12 1991 

Zoologia 126 1875 

Total 1.011 1831

Embora a partir da década de 1990 tenha havido crescente 

acesso aos aparelhos de localização por satélite, 

permitindo precisão cada vez maior na localização dos 

pontos de coleta, ainda hoje não são todos os estudos 

que descrevem os registros com boa acurácia. Para 

plotar em sistema de informação georáfica os registros 

de várias épocas, enfrentamos desafios comuns aos 

estudos biogeográficos – mudanças em toponímias e 

nomes de fazendas, mudanças no traçado das estradas 

e na quilometragem, e equívocos mesmo nas citações, 

como referência a um município incompatível com o 

rio em que se fez a coleta. Para identificar as referências 

geográficas foram úteis entrevistas com moradores 

antigos para localização de sedes de fazendas e toponímias 

em desuso, identificação dos leitos anteriores 

da rodovia MG-010 e quilometragem correspondente. 

Em geral, a informação sobre o município ou sobre 

estar ou não no Parque Nacional não foi útil, dado o 

alto grau de erro dos pesquisadores ao reportar este 

tipo de informação, em função da dificuldade de se reconhecer 

tais limites em campo. Foram considerados 

como de acurácia baixa os dados que se referiam a 

municípios, amplas regiões, ou simplesmente à Serra 

do Cipó. Tais informações não puderam ser incorporadas 

nos mapas, mas entraram nas demais análises, tais 

como distribuição das pesquisas nas diversas áreas do 

conhecimento ou mudança no grau de acurácia ao longo 

do tempo. Dos 544 trabalhos lidos, foram utilizados 

513, os demais foram descartados por não haver sequer 

a certeza dos registros mencionados terem sido 

efetivamente provenientes da Serra do Cipó. Gerou-se 

um banco de dados, com atualização periódica. A unidade 

utilizada para as análises foi a espécie. Assim, 

como muitos trabalhos lidam com várias espécies, o 

número de registros é bem superior ao número de trabalhos 

lidos. Não houve uma preocupação em resolver 

sinonímias, mas verificou-se a existência dos nomes 

em bancos de dados confiáveis, como o do Missouri 

Botanical Garden (MBG: W3Tropics). 

Os registros com acurácia alta geram pontos precisos 

em mapa. Para os registros com acurácia média foram 

atribuídas coordenadas correspondentes ao 

centróide da região com o nome fornecido – por exemplo, 

Capão dos Palmitos, Fazenda Palácio, suficiente para 

mapeamento considerando a área de 130 mil hectares 

das duas unidades de conservação somadas. Em muitos 

casos (principalmente nos de acurácia média, com 

localização atribuída) houve sobreposição de pontos. 

Para representar esta situação em mapa, os pontos foram 

divididos em 6 classes, de acordo com a quantidade 

de registros que representam, pelos seguintes critérios: 

1) 1 registro; 2) de 2 a 5 registros; 3) de 6 a 15 

registros; 4) de 16 a 40 registros; 5) de 41 a 80 registros; 

6) 81 ou mais registros. 

Para a elaboração dos mapas foi usado o programa 

ArcGIS 9.0. Foram elaborados mapas com cruzamentos 

de diversas das informações constantes do banco de 

dados e com as demais informações levantadas para a 

elaboração dos planos de manejo do Parque e da APA, 

como limites entre biomas e entre bacias hidrográficas. 

As informações serão disponibilizadas para quem 

deseje utilizá-las para fins científicos ou didáticos e 

prevê-se atualização períódica. 

RESULTADOS 


TABELA 2 – Critérios utilizados para a classificação dos registros quanto à acurácia da descrição dos pontos de coleta. 

DESCRIÇÃO DA LOCALIZAÇÃO DO REGISTRO ACURÁCIA 

Coordenadas fornecidas pelo autor ou ponto de referência conhecido e preciso, passível de ser Alta 

georreferenciado (p. ex. ponte sobre o rio Indequicé). 

Localização descrita de forma suficientemente precisa para circunscrever a coleta em uma área Média 

conhecida e não muito ampla (p. ex. Capão dos Palmitos). 

Localização descrita de forma vaga ou circunscrita a uma área excessivamente ampla Baixa 

(p. ex. Baixada do Mascates; Alto Palácio). 

Ausência de informação suficiente para a localização do ponto de coleta. Sem informação 

O primeiro registro científico obtido sobre a Serra do 

Cipó é do ano de 1831. Há trabalhos esporádicos ao 

longo do século XIX, todos com baixa acurácia quanto 

à localização dos pontos de coleta. Tais trabalhos trazem 

importantes informações acerca da situação da 

região há mais de 150 anos, que permitem algumas 

inferências quanto ao estado de conservação atual, e 

as mudanças na vegetação em função dos ciclos econômicos 

e de ocupação. Há, por exemplo, testemunhos 

enfáticos sobre a vertente leste da Serra do Cipó, que 

abrigava no século XIX uma luxuriante vegetação de 



Mata Atlântica, comparada por Gardner (1841, citado 

por Guimarães, 1991) àquela da Serra dos Órgãos, hoje 

reduzida a extensos candeais, inseridos formal e equivocadamente 

no bioma Cerrado (Ribeiro et al. 2008). 

O número de registros de espécies por ano cresceu 

lentamente até a década de 1970, acelerando-se o ritmo 

(Figura 1) sobretudo por conta dos estudos botânicos, 

coordenados pelo Instituto de Botânica da USP. 

No total, foram computados 10.100 registros de espécies, 

sendo 4.485 (44,4%) de acurácia baixa, 4.982 

(49,3%) de acurácia média e 633 (6,3%) de acurácia alta. 

Os registros com acurácia baixa foram maioria até 

a década de 1980. A partir da década de 1990 houve 

um aumento na preocupação com a localização dos 

registros, mas aqueles com acurácia alta só aparecem 

em proporção significativa na década de 2000, sendo 

atualmente maioria os registros com acurácia média 

(Figura 1). 

Para o simples registro da ocorrência das espécies, 

foram incluídos todos os registros, independentemente 

da acurácia, eliminando-se as repetições. Chegou-se 

a um total de 3.032 espécies, sendo 2.157 (71,1%) de 

plantas, 769 (25,4%) de animais e 106 (3,5%) de algas, 

sem considerar sinonímias. Entre as plantas, 1.465 

(67,9%) das espécies registradas foram de Dicotiledô- 


neas, 609 (28,2%) de Monocotiledôneas, 56 (2,6%) de 

Pteridófitas e 27 (1,3%) de outras classes (Figura 2). Entre 

os animais, foram registradas 69 espécies de Mamíferos 

(9,0%), 309 de Aves (40,2%), 51 de Répteis (6,6%), 

59 de Anfíbios (7,7%), 30 de Peixes (3,9%), 251 de invertebrados 

(32,6%) (Figura 3). Foram registradas 376 famílias, 

considerando todos os grupos taxonômicos, 

sendo 156 de plantas (41,5%), 21 de algas (5,6%), 97 de 

invertebrados (25,8%), 7 de peixes (1,9%), 6 de anfíbios 

(1,6%), 10 de répteis (2,6%), 54 de aves (14,4%) e 25 de 

mamíferos (6,6%) (Figuras 2 e 3). Trata-se claramente de 

uma amostragem com tendência ao privilégio de plantas, 

em função, em parte, do destacado esforço coordenado 

de pesquisa durante décadas. Mas os números 

encontrados para a flora refletem, também, o inegável 

destaque das plantas em termos de diversidade e endemismos 

neste tipo de ecossistema, como ocorre em 

situações similares, como nos fynbos, na África do Sul 

(Cowling & Hilton-Taylor, 1994). 

Quanto ao grau de ameaça, de acordo com o Livro 

Vermelho das Espécies Ameaçadas da Fauna de Minas 

Gerais (Machado et al. 1998) e com a Lista Vermelha 

das Espécies Ameaçadas da Flora de Minas Gerais (Mendonça 

& Lins 2000), foram registradas 134 espécies 

ameaçadas, sendo 73 dicotiledôneas, 40 monocotile- 

FIGURA 1 – Quantidades (barras) e porcentagem (linhas) de registros de espécies com acurácia baixa, média e alta por década na 

Serra do Cipó, entre 513 títulos. Entre parênteses o número total de registros para cada década, independentemente da acurácia.

FIGURA 2 – Número de espécies da flora registradas por taxon, 

de um total de 2.263 espécies registradas em todos os 

trabalhos lidos, incluídos os de baixa acurácia, excluídas 

repetições e espécies exóticas. Entre parênteses o número 

de famílias registradas para cada taxon, que totalizaram 177. 

dôneas, 4 anfíbios, 7 aves, 1 invertebrado, 7 mamíferos, 

1 peixe e 1 réptil (Tabela 4); Pela lista nacional, há 

apenas 6 espécies ameaçadas: 2 dicotiledôneas, 1 

invertebrado, 1 mamífero e 2 répteis (Tabela 4). 

Quanto ao endemismo, 209 das espécies registradas 

são classificadas como endêmicas, divididas em duas 

categorias: endêmicas à Serra do Espinhaço (102) e endêmicas 

à Serra do Cipó (107) (Tabela 4). Deste total, 

158 (75,6%) são plantas (86 endêmicas ao Espinhaço e 

72 à Serra do Cipó). Portanto, tanto no que se refere a 

grau de ameaça quanto a grau de endemismo, há um 

grande destaque na Serra do Cipó para a flora, considerando 

o panorama atual. Deve-se destacar também 

os anfíbios, com proporção considerável de espécies 

endêmicas (11 das 59 espécies) e também que o grau de 

conhecimento sobre a flora é muito maior do que sobre 

os demais grupos taxonômicos, exceto mamíferos e aves 


FIGURA 3 – Número de espécies da fauna registradas por 

taxon, de um total de 769 espécies registradas em todos os 

trabalhos lidos, incluindo registros de baixa acurácia, 

excluídas repetições. Entre parênteses o número de famílias 

registradas para cada taxon, que totalizaram 199. 

TABELA 3 – Descritores mais freqüentemente utilizados para 

os pontos de coleta pelos autores dos trabalhos de pesquisa, 

considerando os 3.122 registros de espécies com acurácia 

média ou alta. 

NÚMERO DE 

CATEGORIAS REGISTROS % DO TOTAL 

Rodovia MG-010 2.303 73,76 

Outras estradas 63 2,02 

Parque Nacional* 541 17,33 

Outras referências 215 6,89 

Total 3.122 100 

* Incluindo todos os pontos efetivamente localizados dentro do 

Parque, independentemente de o fato ser mencionado ou não pelo 

pesquisador. A ressalva é pertinente já que há uma certa confusão 

por parte de alguns pesquisadores que nem sempre conhecem os 

limites da unidades de conservação e julgam estar no Parque quando 

não estão, ou desconhecem estar no Parque quando estão. 



TABELA 4 – Número de espécies ameaçadas (pelas listas estadual [MG] e nacional [BR]) e endêmicas (à Serra do Cipó ou à 

Serra do Espinhaço) por taxon. QA: “quase ameaçada”; VU: “vulnerável”; EP: “em perigo”; CP: “criticamente em perigo”; 

PE: “provavelmente extinta”; RA: “rara”; EE: “endêmica à Serra do Espinhaço”; EC: “endêmica à Serra do Cipó”. 

TOTAL DE 

TAXON ESPÉCIES STATUS DE AMEAÇA MG STATUS DE AMEAÇA BR ENDEMISMO 

cujas listas não devem crescer significativamente com 

mais esforço de pesquisa. É de se esperar um grande 

aumento na quantidade de espécies classificadas como 

ameaçadas e endêmicas entre os invertebrados, à medida 

que aumente a quantidade de espécies conhecidas. 

Quanto à distribuição espacial dos dados existentes, 

evidencia-se a concentração das coletas nas proximidades 

da rodovia que atravessa a Serra do Cipó (MG-010). 

A Tabela 3 lista como os pesquisadores descrevem seus 

locais de coleta, mostrando que cerca de 75% dos registros 

foram obtidos próximo a estradas, enquanto 

apenas cerca de 17% foram obtidos no Parque Nacional. 

Destes últimos, grande parte provêm das proximidades 

das sedes do Parque, onde há estrutura de alojamento 

para pesquisadores. As figuras 4 a 7 mostram 

mapas da região, com os limites das unidades de conservação 

federais e os pontos de registro de espécies. 

Na figura 4 estão os pontos de registros de espécies de 

plantas e invertebrados. Percebe-se uma grande concentração 

nos Campos Rupestres, sobretudo ao longo 

da rodovia MG-010. Os registros de fauna mostram 

maior dispersão, e um número bem menor de pontos 

(Figura 5). A figura 6 mostra a distribuição espacial dos 

registros nas bacias hidrográficas dos rios São Francisco 

(a oeste) e Doce (a leste). Há um claro desequilíbrio 

no esforço de pesquisa, com 73,5% dos registros sendo 

provenientes da bacia do São Francisco, contra 26,5% 

da bacia do Doce (Figura 6). A única exceção a este pa- 


QA VU EP CP PE RA VU EP CP PE EE EC 

Algae 106 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 2 17 

Bryopsida 20 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 

Coniferopsida 2 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 

Dicotyledoneae 1.465 0 35 23 12 3 1 1 0 0 0 55 20 

Lycopsida 5 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 

Monocotiledoneae 609 0 15 9 4 12 0 0 0 0 0 30 51 

Pteropsida 56 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 1 1 

Amphibia 59 0 4 0 0 0 0 0 0 0 0 3 8 

Ave 309 6 1 0 0 0 0 0 0 0 0 3 0 

Invertebrata 251 0 1 0 0 0 0 0 0 1 0 6 7 

Mammalia 69 0 3 3 1 0 0 1 0 0 0 0 1 

Pisces 30 0 1 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 

Reptilia 51 0 1 0 0 0 0 1 1 0 0 2 2 

drão são os registros de invertebrados, provenientes 

em sua maioria (94,6%) da bacia do rio Doce. Estes dados, 

entretanto, resultam quase exclusivamente de estudos 

de um único grupo de pesquisa, que levantou 

invertebrados bentônicos em rios e córregos da região 

leste da Serra (Galdean et al. 2001 e outros trabalhos 

da equipe coordenada pelo Dr. Marcos Callisto). O conhecimento 

sobre invertebrados terrestres é muito 

pequeno, correspondendo certamente ao grupo com 

maior quantidade de espécies por registrar na região. 

A análise da distribuição dos registros entre os 3 

biomas da região mostra uma grande concentração 

(80,2%) nos Campos Rupestres, contra 11,2% provenientes 

do Cerrado e 8,6% da Mata Atrlântica (Figura 7). A 

única exceção a esta tendência são os registros de aves, 

que provêm em sua maioria do Cerrado (91,7%). Mais 

uma vez, a maioria dos registros resultam da atuação 

de um único grupo de pesquisa que publicou um artigo 

com uma lista das aves do vale do rio Mascates (Rodrigues 

et al. 2005). 

A maior parte dos estudos, portanto, concentra-se 

nas fitofisionomias inseridas no complexo dos Campos 

Rupestres, e na vertente oeste da Serra (bacia do São 

Francisco). São ambientes sub-inventariados as matas 

de outras formações de neblina a leste, as fisionomias 

de mata atlântica associadas a solos mais férteis a leste 

e as fitofisionomias de cerrado, incluindo as vastas extensões 

de campos sujos.


FIGURA 4 – Localização dos registros de ocorrência de plantas e invertebrados na região da Serra do Cipó. 

Apenas registros com acurácia alta (ponto exato) e média (localização atribuída) foram utilizados. Em muitos 

casos há sobreposição de pontos. Os diferentes símbolos indicam classes de quantidades de registros localizados 

no mesmo ponto: = 1 registro; = 2 a 5 registros; • = 6 a 15 registros; = 16 a 40 registros; = 41 a 80 

registros; = 81 ou mais registros. 



FIGURA 5 – Localização dos registros de ocorrência de plantas e vertebrados terrestres na região da Serra do 

Cipó. Apenas registros com acurácia alta (ponto exato) e média (localização atribuída) foram utilizados. Em 

muitos casos há sobreposição de pontos. Os diferentes símbolos indicam classes de quantidades de registros 

localizados no mesmo ponto: = 1 registro; = 2 a 5 registros; • = 6 a 15 registros; = 16 a 40 registros; 

= 41 a 80 registros; = 81 ou mais registros. 



FIGURA 6 – Localização dos registros de ocorrência de espécies por bacia hidrográfica (São Francisco e Doce) 

na região da Serra do Cipó. Pte: pteridófitas; Mon: monocotiledôneas; Dic: dicotiledôneas; Inv: invertebrados; 

Anf: anfíbios; Rep: répteis; Ave: aves; Mam: mamíferos. Apenas registros com acurácia alta (ponto exato) e 

média (localização atribuída) foram utilizados. Em muitos casos há sobreposição de pontos. Os diferentes 

símbolos indicam classes de quantidades de registros localizados no mesmo ponto: = 1 registro; = 2 a 5 

registros; • = 6 a 15 registros; = 16 a 40 registros; = 41 a 80 registros; = 81 ou mais registros. Os 

rótulos indicam a porcentagem do total de registros de cada taxon que foi verificada no bioma em questão. 



FIGURA 7 – Localização dos registros de ocorrência de espécies por bioma (Cerrado, Campos Rupestres e Mata 

Atlântica) na região da Serra do Cipó. Pte: pteridófitas; Mon: monocotiledôneas; Dic: dicotiledôneas; Inv: 

invertebrados; Anf: anfíbios; Rep: répteis; Ave: aves; Mam: mamíferos. Apenas registros com acurácia alta (ponto 

exato) e média (localização atribuída) foram utilizados. Em muitos casos há sobreposição de pontos. Os diferentes 

símbolos indicam classes de quantidades de registros localizados no mesmo ponto: = 1 registro; = 2 a 5 

registros; • = 6 a 15 registros; = 16 a 40 registros; = 41 a 80 registros; = 81 ou mais registros. Os rótulos 

indicam a porcentagem do total de registros de cada taxon que foi verificada no bioma em questão. 


DISCUSSÃO 

O interesse científico pela Serra do Cipó é antigo e remonta, 

pelo menos, às observações dos naturalistas 

europeus que passaram pela região a partir do século 

XIX. São cheios de surpresa os relatos de Saint-Hilaire 

(citado em Guimarães, 1991), Langsdorff (Silva et al., 

1997), Spix e Martius (citados em Guimarães, 1991) 

entre outros, com a exuberância e diversidade da natureza 

da região. A Serra do Cipó era uma região muito 

pobre, periférica em relação aos centros de mineração, 

pela ausência de ouro ou outros minérios valiosos, à 

qual se deve a preservação até os dias atuais de parcelas 

consideráveis de seus ecossistemas, vizinhos a pequenos 

povoados com economia de subsistência. Mas 

as questões que mais lhes chamavam atenção permanecem 

atuais: como era possível tamanha quantidade 

de espécies diferentes com formas similares em tão pequenas 

distâncias? Como era possível a existência de 

tantas espécies de plantas de um mesmo gênero em 

simpatria? 

A Serra do Cipó concentrou os primeiros estudos sistemáticos 

sobre a vegetação dos campos rupestres, 

desde as primeiras expedições das equipes de botânicos 

da USP no início da segunda metade do século XX 

até a organização, na década de 1980, de levantamentos 

organizados da flora, que resultaram em monografias 

sobre as diversas famílias botânicas que vêm sendo 

publicadas desde então, com seguidas novidades surgindo 

até hoje, sendo publicadas principalmente no 

Boletim de Botânica da USP, a partir do seu número 9. 

Desde então os inventários detalhados da vegetação 

de campos rupestres se estenderam a diversas outras 

regiões notáveis, como Chapada Diamantina (Giulietti 

et al., 1997) e Grão-Mogol (Pirani et al., 2003), sempre 

se destacando a elevada taxa de endemismo restrito ao 

nível específico e a grande diversificação de alguns gêneros 

e famílias, tais como Eriocaulaceae, Velloziaceae, 

Xyridaceae. A expansão do conhecimento sobre campos 

rupestres vem reforçando a necessidade de criação 

e efetivação dos mecanismos de proteção, e confirmando 

as idiossincrasias e especificidades desta vegetação, 

que levaram Prance (1994) a defender que os campos 

rupestres sejam considerados como fitocória autônoma. 

Os campos rupestres são encontrados em numerosas 

e extensas áreas de afloramentos quartzíticos sobre 

o escudo brasileiro, nas porções centrais do Brasil, 

alcançando pelo menos os estados das regiões sudeste, 

centro-oeste e nordeste. Enfocando-se apenas a 


Serra do Espinhaço, trata-se de uma vegetação que recobre 

uma cadeia montanhosa com cerca de 1.000 km 

de extensão, na direção norte sul, conectando a porção 

central do estado da Bahia à porção central do estado 

de Minas Gerais, sendo conhecida antigamente 

como Serra Geral, justamente em função de sua posição 

e ubiqüidade. 

Considerando tamanha extensão territorial, proporcional 

à nossa ignorância acerca da real dimensão e distribuição 

espacial da diversidade nos campos rupestres, 

é de se desejar que estudos sobre sua flora, fauna, ecologia 

e conservação, dentre outros, focalizem áreas bem 

distribuídas na ampla extensão dos campos rupestres, 

de modo a responder a questões de caráter teórico e 

também a embasar estratégias de conservação eficazes. 

Esta tendência de dispersão, apesar de todas as 

dificuldades logísticas, vem sendo verificada. 

No entanto, ao fazermos uma análise mais detalhada 

de uma única região – a Serra do Cipó – percebemos 

uma elevada concentração de pesquisas que se deve, 

em parte, a questões logísticas – o deslocamento a partir 

das capitais não é trivial, principalmente até um passado 

recente quando poucas estradas eram pavimentadas, 

e se deve, em parte, a uma certa “saciedade” dos 

pesquisadores, que sempre encontraram diversidade e 

desafios imensos em áreas próximas às estradas. 

No entanto, a elevada diversidade de tipos de solos 

e climas existente na Serra do Cipó e a antiguidade dos 

usos do solo, exigem que certas questões sejam investigadas. 

Por exemplo, neste momento em que diversos 

empreendimentos estão sendo planejados e propostos 

para as imediações do Parque Nacional da Serra do Cipó, 

incluindo alguns de grande porte na área da mineração, 

quais são as áreas fora dos limites do Parque que 

devem ser priorizadas para a conservação? Qual a importância 

biológica e o grau de endemismo das áreas 

de campos rupestres distantes das estradas, como na 

vertente oriental da Serra, que claramente tem elementos 

de mata atlântica, como mencionado por Giulietti 

et al (1987) e detalhado por Ribeiro et al. (2008)? Qual 

a relação entre a heterogeneidade espacial da vegetação 

de campos rupestres e as características do substrato 

rochoso – que varia de quartzitos puros a formações 

com forte influência calcária ou anfibolitos? O 

mesmo deve ser pensado em relação à fauna, em grande 

parte associada ao Cerrado, mas que pode revelar 

grandes surpresas ao se aprimorarem os estudos na 

vertente oriental, inserida no vale do rio Doce, como 

vem sendo mostrado pela equipe do Dr. Marcos Rodrigues, 

que em relação a aves vem caracterizando quatro 



grandes ambientes na região – Cerrados, Campos Rupestres, 

Campos de Altitute e Mata Atlântica, com seus 

grupos característicos. Tais questões podem ser pontos-chave 

na definição de decisões imediatas, como o 

zoneamento da APA Morro da Pedreira e a delimitação 

da zona de amortecimento do Parque Nacional da Serra 

do Cipó. 

Para que a ampliação das fronteiras locais dos trabalhos 

de campo seja viável, considerando a evidente pressão 

para que as pesquisas sejam realizadas dentro de 

prazos cada vez mais curtos, principalmente ao nível 

das pós-graduações, de onde vêm a maioria dos pesquisadores 

que freqüentam a Serra do Cipó, é fundamental 

que os responsáveis pelas unidades de conservação 

e pela gestão dos recursos naturais de uma certa 

região favoreçam a interiorização das pesquisas, seja 

pela implantação de infra-estruturas e auxílio logístico, 

seja pela organização do conhecimento e proposição 

de perguntas, a partir da experiência local e desafios 

de manejo, que sirvam de estímulo e irresistível 

convite aos pesquisadores. 

No caso da Serra do Cipó, conseguiu-se recursos para 

a realização de três estudos que julgamos de extrema 

importância para que as futuras pesquisas tragam à tona 

uma compreensão mais aprofundada dos campos rupestres, 

quais sejam: 1) monitoramento das variáveis 

climáticas em duas estações meteorológicas localizadas 

nas sedes do Parque, uma a 750m de altitude e outra 

a 1.350 metros, em que são obtidos dados de temperatura, 

umidade relativa do ar e precipitação; 2) mapeamento 

anual das áreas queimadas desde a criação do 

Parque Nacional (1984), com uso de imagens LandSat, 

a cargo da Dra. Helena França e 3) mapeamento dos 

solos na escala 1:100.000, a cargo da equipe do Dr. 

Carlos Schaefer, do Departamento de Solos da UFV. Estes 

dados permitirão uma melhor compreensão do uso 

atual e histórico do solo, da vegetação potencial de cada 

região da Serra do Cipó, bem como de alguns dos mecanismos 

envolvidos na moldagem da paisagem e na 

evolução da vegetação e da fauna. Esperamos que estas 

informações provoquem novas linhas de pesquisa, 

que questionem a relação do fogo com a diversidade e 

estrutura da vegetação e que busquem maior compreensão 

em relação à influência da Mata Atlântica sobre a 

vegetação dos campos rupestres, dentre outras. 

A organização, sistematização e divulgação do conhecimento 

existente sobre as unidades de conservação, 

na sua própria região de influência, é outro grande 

desafio para todos os gestores. A manutenção de 

acervos tem um custo e uma demanda operacional que 


em muitos casos excede as possibilidades locais das 

unidades de conservação e das localidades onde ficam 

suas sedes. Disponibilizá-los ao público com responsabilidade 

é tarefa que estará acima das possibilidades 

de quase todas as unidades de conservação, no estágio 

atual de seus processos de implantação. No I Encontro 

Nacional de Parques de Montanha, realizado no Parque 

Nacional da Serra dos Órgãos em novembro de 2006, 

uma demanda geral, dos gestores, pesquisadores e usuários 

foi por apoio à implantação de meios de concentração 

da informação – publicações específicas, revisões, 

tótens com informação digitalizada, portais eletrônicos, 

por exemplo. Todos concordaram também 

com a necessidade de se criar estímulos e apoios para 

a realização de expedições e pesquisas no interior das 

unidades, evidenciando que a concentração dos estudos 

em regiões de mais fácil acesso é um problema 

geral. Também muito importante é o diálogo entre pesquisadores 

e técnicos das unidades de conservação e 

moradores de áreas vizinhas, de modo a se criar uma 

sinergia entre todos os atores deste processo, do qual 

fazem parte a preservação dos ecossistemas, a 

viabilização do acesso e permanência dos visitantes (incluindo 

pesquisadores) e a potencialização dos efeitos 

da visita, gerando uma experiência rica e marcante. Dois 

exemplos evidenciam a importância desta proposição: 

Sutherland (2000) descreve o caso de três mamíferos 

de grande porte localizados nas florestas mais ermas 

do Vietnã já na última década do século XX após grande 

esforço em campo, mas viabilizado concretamente 

em função de depoimentos e testemunhos da população 

local, principalmente caçadores. Tais descobertas 

fomentaram a ampliação e implementação de uma unidade 

de conservação. Na Serra do Cipó, a canela de 

ema gigante (Vellozia gigantea), planta tida como endêmica 

restrita, com cerca de 1 ha de distribuição, foi 

mapeada em detalhe e sua distribuição elevada a cerca 

de 2.200ha, estudo estimulado por testemunhos de 

guias de montanha locais (Ribeiro et al., dados não publicados). 

Em função da ampliação da área conhecida 

de distribuição desta planta, a população primeiramente 

conhecida, que ocorre em afloramentos quartzíticos de 

grande beleza que concentram muitos dos estudos 

botânicos da USP, deixou de ser vista como prioritária 

para estrita conservação. No I Seminário Interdisciplinar 

de Pesquisadores da Serra do Cipó, realizada em 2007, 

apoiou-se a proposição de estabelecer naquela região 

uma trilha suspensa, interpretativa, que traga ao conhecimento 

público dados dos 40 anos de investigações 

botânicas.


Agradecemos à Conservação Internacional do Brasil pelo 

apoio oferecido na forma de bolsa para MR Juliano e JS 

Nascimento e equipamentos para geoprocessamento; 

ao Instituto Biotrópicos de Pesquisa em Vida Silvestre 

pela parceria, ao IBAMA pelos recursos e estrutura disponibilizados, 

aos colegas do IBAMA André Miranda, 

Sérgio Machado, Wagner Queiroga e Rafael Belmiro pela 

cooperação nos trabalhos de aferição em campo, à Fundação 

O Boticário de Proteção à Natureza pelo financiamento 

das excursões à face leste do Parque Nacional 

da Serra do Cipó, no mapeamento da distribuição da 

“canela-de-ema gigante” (Vellozia gigantea). 


Almeida-Abreu, P. A. 1995. O Supergrupo Espinhaco da Serra 

do Espinhaço Meridional (Minas Gerais): o Rifte, a Bacia, o 

Orogeno. Geonomos 3: 1-18. 

Burke, A. 2007. How sampling effort affects biodiversity 

measures in an arid succulent karoo biodiversity hotspot. 

African Journal of Ecology. doi:10.1111/j.1365-2028.2007. 

00884.x 

Cowling, R. M. & C. Hilton-Taylor. 1994. Patterns of plant 

diversity and endemism in southern Africa: an overview. In: 

B. J. Huntley (ed.). Botanical Diversity in Southern Africa. pp 

31-52. National Botanical Institute, Pretoria. 

Galdean, N., M. Callisto & F. A. R. Barbosa. 2001. Biodiversity 

assessment of benthic macroinvertebrates in altitudinal lotic 

ecosystems of Serra do Cipó (MG-Brazil). Brazilian Journal of 

Biology 61: 239-248. 

Giulietti. A. M., N. L. Menezes, J. R. Pirani, M. Meguro & M. G. L. 

Wanderley. 1987. Flora da Serra do Cipó: Caracterização e 

lista de espécies. Boletim de Botânica da Universidade de 

São Paulo 9: 1-151. 

Giulietti, A. M., J. R. Pirani & R. M. Harley. 1997. Espinhaço range. 

In S. D. Davis, V.H. Heywood, O. Herrera-MacBryde e J. 

Villa-Lobos (eds.) Centres of Plant Diversity, Vol. 3. The 

Americas. pp 397-404. National Museum of Natural History, 

Smithsonian Institution. Washington. 


Guimarães, C. M. 1991. A ocupação histórica da região de 

Santana do Riacho. Arquivos do Museu de História Natural, 

volume XXII, 13-32. 

Gutzwiller, J. K. 2002. Applying landscape ecology in biological 

conservation. Springer-Verlag, Nova York, EUA 

Machado, A. B. M., G. A. B. Fonseca, R. B. Machado, L. M. S. 

Aguiar & L. V. Lins. 1998. Livro vermelho das espécies ameaçadas 

de extinção da fauna de Minas Gerais. Fundação Biodiversitas, 

Belo Horizonte, Brasil, 608 p. 

Madeira, J.A. & G.W. Fernandes. 1999. Reproductive phenology 

of sympatric taxa of Chamaecrista (Leguminosae) in Serra do 

Cipó, Brazil. Journal of Tropical Ecology 15: 463-479. 

Mendonça, M. P. & L. V. Lins. 2000. Lista vermelha das espécies 

ameaçadas de extinção da flora de Minas Gerais. Fundação 

Biodiversitas/ Fundação Zoo-botânica de Belo Horizonte, Belo 

Horizonte, Brasil, 157 p. 

Pirani, J. R., R. Mello-Silva & A. M. Giulietti. 2003. Flora de Grão- 

Mogol, Minas Gerais. Boletim de Botânica da Universidade 

de São Paulo, 21: 1-24. 

Prance, G. T. 1994. The use of phytogeographic data for 

conservation planning. In P. I. Forey, C. J. Humphries & R. I. 

Wane-Wright (eds.) Systematics and conservation evaluation. 

Clarendon Press. pp 145-163. Oxford, Reino Unido. 

Ribeiro, K. T., J. A. Madeira, J. S. Nascimento, L. C. Ribeiro & M. 

J. R. Oliveira. 2008. Aferindo os Limites da Mata Atlântica na 

Serra do Cipó – MG. Natureza & Conservação, no prelo. 

Rich, T.C.G. & P.A. Smith. 1996. Botanical recording, distribution 

maps and species frequencies. Watsonia 21: 155-167. 

Rodrigues, M., L. A. Carrara, L. P. Faria & H. B. Gomes. 2005. Aves 

do Parque Nacional da Serra do Cipó: o Vale do Rio Cipó, Minas 

Gerais, Brasil. Revista Brasileira de Zoologia 22: 326-338. 

Silva, D. G. B., B. N. Komissarov, H. Becher, P. M. Levy & M. P. 

Braga. 1997. Os Diários de Langsdorff Vol. I – Rio de Janeiro 

e Minas Gerais, 8 de Maio de 1824 a 17 de Fevereiro de 1825. 

Co-edição Associação Internacional de Estudos Langsdorff, 

Casa de Oswaldo Cruz – FIOCRUZ, Editora FIOCRUZ, Rio de 

Janeiro, Brasil. 400pp. 

Sutherland, W. J. 2000. The Conservation Handbook: Research, 

Management and Policy. Blackwell Science, Oxford, Reino 

Unido. 

Wiens, J. A. 2002. Central Concepts and Issues of Landscape 

Ecology. Em: Gutzwiller, J.K. (ed.) Applying landscape ecology 

in biological conservation, pp 3-21. Springer-Verlag, Nova York, 

EUA. 


○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ ○ 

Identificação de áreas insubstituíveis para 

conservação da Cadeia do Espinhaço, 

estados de Minas Gerais e Bahia, Brasil 

JOAQUIM DE ARAÚJO SILVA 1 

RICARDO BOMFIM MACHADO 2 

ALEXSANDER ARAÚJO AZEVEDO 1 

GLÁUCIA MOREIRA DRUMOND 3 

RAFAEL LUIS FONSECA 2 

MAÍRA FIGUEIREDO GOULART 1 

EDSEL AMORIM MORAES JÚNIOR 1 

CÁSSIO SOARES MARTINS 3 

MÁRIO BARROSO RAMOS NETO 2 

1 Biotrópicos – Instituto de Pesquisa em Vida Silvestre, Minas Gerais, Brasil. 

2 Conservação Internacional, Brasília, Brasil. 

3 Fundação Biodiversitas, Minas Gerais, Brasil. 

* e-mail: quincas@biotropicos.org.br 

RESUMO 

A cadeia do Espinhaço é uma região montanhosa localizada no sudeste brasileiro, entre os 

estados de Minas Gerais e Bahia. A região é um divisor dos domínios do Cerrado e da Mata 

Atlântica em sua porção centro-sul e também um divisor do Cerrado e Caatinga em sua porção 

norte. O Espinhaço é também considerado um dos mais importantes centros de endemismos 

do Brasil, pois inúmeras espécies de diferentes grupos taxonômicos somente são encontradas 

nessa região. Devido à sua importância, realizamos um exercício de avaliação sobre o desempenho 

de um conjunto de áreas protegidas da região (31 unidades de conservação que somam 

pouco mais de 520.000 hectares) para a proteção de 648 objetos de conservação, sendo 607 

espécies da fauna e da flora, 41 diferentes tipos de ecossistemas e um mapa representativo 

de serviços ambientais. Utilizamos a abordagem do planejamento sistemático para a conservação, 

onde estabelecemos metas explícitas de conservação para cada um dos alvos considerados. 

Dessa maneira, foi possível avaliar o desempenho do conjunto de áreas protegidas na 

conservação dos objetos selecionados, bem como identificar eventuais lacunas de conservação 

e apontar outras áreas complementares necessárias para assegurar a representatividade 

das unidades de conservação do Espinhaço. A análise de lacunas revelou que 271 objetos de 

conservação (41,8% do total) não estão adequadamente protegidos na região (considerando 

uma representação da meta de conservação abaixo de 10%) e para que houvesse uma proteção 

minimamente adequada, seria necessário incluir outras 27 áreas no sistema de áreas protegidas 

do Espinhaço. 


Palavras-chave – Seleção de reserva, Conservação da biodiversidade, planejamento sistemático 

para conservação, complementaridade, áreas protegidas, Brasil. 

ABSTRACT 

Espinhaço is the name for a mountain chain located on Southeasten Brazil, between the states of 

Minas Gerais and Bahia. The region, with 1,200 km from north to south, is a natural division for 

the Brazilian Cerrado (woodland savanna) and the Atlantic Forest, and also a divisor for the 

Cerrado and Caatinga (tropical xerophytic forest) on the north. The Espinhaço is also an important 

endemism center, because many species from different taxonomic groups occurs only on this region. 

Due to its biological importance, we evaluate the performance of the protected areas set (a total 

of 31 protected areas that cover close to 520,000 hectares) on the protection of 648 conservation 

targets, being 607 species of fauna and flora, and 41 different ecosystems types. We used the 

approach of the systematic conservation planning and defined specific conservation goals for 

each considered target. So, it was possible to evaluate the performance of the protected areas on 

the protections of the selected targets, identify conservation gaps and highlight complementing 

areas needed to ensure the representativeness of Espinhaço’s system of protected areas. The gap 

analysis shows that 271 conservation targets (41.8% of total) weren’t properly protected on the 

region (i.e., targets with less then 10% of protection for the proposed goal). To build a representative 

system, additional 27 areas should be considered as new protected areas on the region. 

Keywords – Reserve selection, biodiversity conservation, systematic conservation planning, 

complementarity, protected areas, Brazil. 

INTRODUÇÃO 

A criação de áreas protegidas, conhecidas no Brasil 

como unidades de conservação, é considerada como 

uma das mais eficientes estratégias para a conservação 

da biodiversidade (Bruner et al., 2001; Hockings 2003). 

Na última década houve um aumento bastante significativo 

no número de unidades e no tamanho das áreas 

protegidas ao redor do planeta. Até 2003 existiam pouco 

mais de 102.000 áreas protegidas ou uma área de 

18,2 milhões de km2, o que corresponde a 11,5% da 

superfície terrestre do planeta (Brooks et al., 2004; 

Chape et al., 2003). A despeito desse enorme esforço, 

alguns estudos apontam para a necessidade de se adotar 

uma abordagem mais lógica para a inclusão de novas 

áreas nos sistemas regionais de áreas protegidas, pois 

mesmo considerando o total protegido no planeta, várias 

lacunas de conservação ainda existem (Rodrigues 

et al., 2004; Rodrigues et al., 2003). Parte dessa situação 

está relacionada ao fato de que a criação de unidades 

de conservação tem sido oportunista e muitas foram 

estabelecidas para atender objetivos diversos aos da conservação 

da biodiversidade (Pressey et al., 1993). 

Na tentativa de se evitar a proteção inadequada 

ou pouco representativa da biodiversidade nas áreas 

protegidas, situação observada em várias regiões 

Silva, Machado, Azevedo, Drumond, Fonseca, Goulart, Moraes Jr., Martins & Ramos Neto | 273 

(Armenteras et al., 2003; Fearnside & Ferraz 1995; 

Oldfield et al., 2004; Paglia et al., 2004; Pressey et al., 

2002), sugere-se a adoção de uma abordagem mais sistematizada 

para a conservação (Margules & Pressey 

2000; Pressey et al., 1993). Conjuntos de áreas protegidas 

devem, dessa maneira, ser avaliados e diagnosticados 

em função do papel que desempenham na proteção 

da biodiversidade. Tal avaliação foi indicada como necessária 

pela Sétima Conferência das Partes (COP7) 

da Convenção sobre Diversidade Biológica. De acordo 

com o programa de trabalho com áreas protegidas, 

cada país deve realizar uma análise para estabelecer 

um conjunto de áreas que seja “compreensivo, efetivamente 

manejado e ecologicamente representativo e que 

sistemas nacionais e regionais ... contribuam para o 

cumprimento dos três objetivos da Convenção...” 

(UNEP-CDB 2004). 

A necessidade de desenho de sistemas representativos 

de áreas protegidos é ainda maior nas regiões que 

apresentam grandes concentrações de espécies endêmicas, 

concentração essa resultante de longos processos 

evolutivos. A região da Cadeia do Espinhaço, localizada 

no leste brasileiro é um dos centros de endemismo 

reconhecidos no Brasil (Silva & Bates 2002; Simon & 

Proença 2000) que possui um baixo número de áreas 

protegidas. Se considerarmos somente as unidades de 


274 | Identificação de áreas insubstituíveis para conservação da Cadeia do Espinhaço, estados de Minas Gerais e Bahia, Brasil 

conservação de proteção integral (sensu Brasil 2000), 

verifica-se que no Espinhaço o percentual de proteção 

é de apenas 2,6% para uma área de mais de 18 milhões 

de hectares. 

O trabalho apresentado faz parte do projeto Espinhaço 

Sempre Vivo, que é desenvolvido pelas organizações 

não governamentais Instituto Biotrópicos, 

Fundação Biodiversitas e Conservação Internacional e 

representa uma das primeiras etapas de planejamento 

e identificação de áreas prioritárias para a conservação 

na Cadeia do Espinhaço. Os objetivos desse estudo foram 

avaliar o desempenho das unidades de conservação 

existentes na proteção da biodiversidade e identificar 

áreas complementares, necessárias para a criação 

de um sistema representativo para a conservação da 

biota regional. 

MÉTODOS 


A área considerada neste estudo abrangeu a cadeia do 

Espinhaço, uma formação montanhosa existente no leste 

brasileiro que se estende desde Minas Gerais até o 

estado da Bahia (Figura 1). O Espinhaço caracteriza-se 

por ser um conjunto de montanhas bastante antigas, 

do Paleo/Mesoproterozóico (Martins-Neto 1998) que 

possuem uma alternância de formações quartzíticas e 

de filitos (Dossin et al. 1990). Do ponto de vista biogeográfico, 

o platô do Espinhaço representa uma das 

poucas áreas do Cerrado que se mantiveram estáveis 

durante mudanças climáticas do passado, inclusive as 

recentes alterações observadas no Pleistoceno. Com 

isto, é bem provável que tal estabilidade ecológica tenha 

permitido o surgimento de endemismos para vários 

grupos taxonômicos, como aves (Silva 1997) ou 

plantas (Simon & Proença 2000). A região é coberta por 

formações típicas do Cerrado, embora existam fitofisionomias 

de transição com outros biomas (IBGE 1993). 

Em sua porção centro-meridional, as encostas são 

recobertas por matas semideciduais que fazem a transição 

para a Mata Atlântica. Já na porção norte, há a 

presença de formações de transição com a Caatinga, 

na altura do Parque Nacional da Chapada de Diamantina. 

Ao longo de todo Espinhaço, nas regiões de maior 

altitude, predominam as formações campestres, em especial 

os campos rupestres, áreas de grande diversidade 

biológica que ocupam regiões disjuntas ao longo da 

Serra (Rapini et al., neste volume). Nos campos rupestres 

predominam as canelas de ema, cactáceas, bromélias 

e sempre-vivas. As bromélias do Espinhaço, por 


exemplo, estão representadas por 221 espécies, sendo 

que 49% delas são endêmicas à região (Versiex et al., 

neste volume). Para este estudo, consideramos como 

área de Espinhaço todas as regiões localizadas acima 

da cota de 800 metros de altitude, tendo-se como base 

o modelo digital de terreno elaborado pela Agência 

Espacial Americana – NASA (CGIAR-CIS 2004). 

Compilação de informações 

A primeira iniciativa do projeto Espinhaço Sempre Vivo 

foi a elaboração de um banco de dados sobre a biodiversidade 

da Cadeia do Espinhaço. Como se tratou 

de um banco de dados colaborativo, houve a sua 

disponibilização on line com o intuito de para receber 

contribuições de especialistas convidados. Inicialmente 

o banco de dados foi alimentado com informações 

disponíveis na literatura e, posteriormente, seguiu-se 

a fase de consulta ampla realizada de outubro de 2005 

a fevereiro de 2006 (acesso http://www.biotropicos. 

org.br para ver a relação dos contribuintes do banco 

de dados). 

Os resultados compilados no banco de dados 

embasaram a segunda iniciativa do Projeto Espinhaço 

Sempre Vivo: a organização do seminário “Diagnóstico 

do status do conhecimento da biodiversidade e da conservação 

do Espinhaço”, realizado de 13 a 15 de março 

de 2006, na Fazenda Monjolos, Serra do Cipó, Minas 

Gerais, com a participação de pesquisadores de várias 

áreas do conhecimento biológico que atuam em Minas 

Gerais e na Bahia. Durante o evento foi aplicado um 

exercício de planejamento da conservação da Cadeia 


Identificação de áreas insubstituíveis 

De acordo com os princípios do planejamento sistemático 

para a conservação (Balmford 2003; Cowling & 

Pressey 2003; Margules & Pressey 2000), o desenho de 

um sistema representativo de áreas protegidas deve ser 

elaborado a partir da revisão do conjunto de unidades 

de conservação existentes para proteção de objetos de 

conservação previamente selecionados. Para cada objeto 

selecionado devem ser estabelecidas metas explícitas 

de conservação que possam ser utilizadas para 

avaliar a performance do conjunto de unidades de conservação 

na proteção dos objetos considerados. O grau 

de importância das regiões que devem ser adicionadas 

ao sistema de áreas protegidas para complementar a 

conservação dos objetos selecionados é medido por 

sua insubstituibilidade. Assim, a insubstituibilidade é a 

medida da contribuição de uma determinada unidade 

de planejamento para a consecução das metas estabe-

lecidas (Pressey et al., 1994). Para a determinação do 

valor da insubstituibilidade e o desenho de cenários de 

conservação, utilizamos o programa MARXAN (Marine 

Reserve Design Using Spatially Explicit Annealing) (Ball & 

Possingham 2000). O programa requer, além da indicação 

dos objetos de conservação e respectivas metas, a 

definição de um indicativo do custo associado a cada 

unidade de planejamento (as subdivisões da região de 

análise). A solução final, que define um sistema representativo 

de áreas protegidas, representa o cenário de 

menor custo dentro de um conjunto de soluções possíveis. 

O programa MARXAN possui uma função objetivo 

que busca soluções de menor custo para a proteção 

total dos objetos e metas estabelecidas. Isso vale dizer 

que o programa busca selecionar as unidades de planejamento 

que mais contribuem (alta insubstituibilidade) 

ao menor custo possível. Com indicador da variável ‘custo’, 

elaboramos uma análise multivariada que combinou 

12 diferentes variáveis representativas da maior ou 

menor pressão antrópica no Espinhaço (vide abaixo). 

Unidades de planejamento 

Com o uso do programa Patch Analyst 3.0 (Rempel 

2006), dividimos a região de estudos em hexágonos 

regulares (denominadas ‘unidades de planejamento’) 

com o tamanho de 5.000 hectares cada. O mapa das 

unidades de planejamento foi então cruzado com o 

mapa das unidades de conservação de proteção integral 

(equivalentes às categorias I a II da IUCN) (IUCN & 

WCMC 1994) existentes na região para a criação do 

mapa básico das análises (Figura 1). Utilizamos o programa 

CLUZ (Conservation Land-Use Zonning) (Smith 2004) 

para elaborar três tabelas básicas: uma com a disponibilidade 

das unidades de planejamento para cenários 

de conservação, uma com a distribuição dos objetos 

de conservação dentro da área de estudo e uma com as 

metas de conservação associadas com cada objeto de 

conservação (Tabela 2). 

Objetos e metas de conservação 

Para a avaliação da efetividade do conjunto de áreas 

protegidas existentes na Serra do Espinhaço (Tabela 1) 

na proteção de espécies e ecossistemas, levantamos 

informações sobre a ocorrência de 607 espécies de aves, 

mamíferos, répteis, anfíbios, peixes, invertebrados e 

plantas vasculares (Tabela 2). Tais espécies foram selecionadas 

ou por serem espécies ameaçadas de extinção 

(segundo a Lista da União Internacional para Conservação 

– IUCN de 2004 e da Lista Brasileira de Espécies da 

Fauna Ameaçadas de Extinção) (IUCN 2004; MMA 2003) 

ou por serem espécies endêmicas do Brasil. As infor- 


mações sobre a distribuição das espécies foram obtidas 

nas bases de dados da Fundação Biodiversitas, 

Conservação Internacional e também por meio da 

colaboração dos pesquisadores envolvidos no projeto 

‘Espinhaço Sempre Vivo’. Mesmo considerando que a 

base de dados utilizada possui mais de 11.000 registros 

de quase 6.000 espécies, ainda podem ser encontradas 

grandes lacunas geográficas sobre o conhecimento científico. 

Grande parte dos estudos sobre inventários e 

ocorrências de espécies está concentrada em áreas 

como a proximidade de centros urbanos ou determinadas 

unidades de conservação, como é o caso do Parque 

Nacional da Serra do Cipó (Figura 2). Por esse motivo, 

utilizamos um conjunto de objetos de conservação que 

pudesse representar a biodiversidade nas regiões com 

ausência de dados. Elaboramos um mapa com diferentes 

tipos de ecossistemas e o utilizamos como um ‘substituto’ 

da biodiversidade para a região (ver abaixo). Por 

fim e com o intuito de incorporar parte dos serviços 

ambientais em um esquema de planejamento, elaboramos 

um mapa representativo das nascentes dos rios da 

região. Detalhes sobre a criação de cada um desses 

mapas encontram-se a seguir. 

Espécies – Selecionamos, entre os grupos de vertebrados 

(mamíferos, aves, répteis, anfíbios e peixes), invertebrados 

e plantas vasculares superiores, um total 

de 607 espécies consideradas ameaçadas, endêmicas 

ou raras com ocorrência para a Cadeia do Espinhaço. 

As ocorrências foram representadas por pontos que 

foram cruzados com o mapa de unidades de planejamento 

para indicar a presença de cada espécie nas unidades 

de consideradas. Para os casos onde houve mais 

de um registro de ocorrência das espécies em uma 

mesma célula, consideramos somente um dos registros. 

Dessa maneira, a matriz de ocorrências das espécies 

nas unidades de planejamento reflete apenas a presença 

ou ausência das mesmas. Para efeitos de avaliação 

do desempenho do conjunto de unidades de conservação 

na proteção das espécies, consideramos as 

seguintes metas: para espécies com menos de cinco 

ocorrências a meta estabelecida foi de 100% dos pontos; 

para espécies com ocorrências entre cinco e dez 

registros, a meta estabelecida foi de 80% e para espécies 

com mais de 10 ocorrências a meta estabelecida 

foi de 50% dos registros. Além da meta de conservação 

e observando as exigências dos programas utilizados, 

estabelecemos diferentes pesos para os objetos de conservação. 

Tais pesos são considerados pelo MARXAN 

como uma penalidade a ser atribuída a um cenário de 

conservação, caso algum objeto de conservação não 

seja incluído na solução final (Ball & Possingham 2000). 



FIGURA 1 – Localização da área de estudo ao longo da Cadeia do Espinhaço, entre os estados de Minas Gerais e Bahia. 

Os polígonos em verde indicam as unidades de conservação de proteção integral avaliadas. O restante da área que está 

na cor laranja indica as unidades de planejamento ‘disponíveis’ para conservação. 



FIGURA 2 – Distribuição dos registros de ocorrências de espécies endêmicas, raras ou ameaçadas de extinção ao longo 

da Cadeia do Espinhaço. Os polígonos em verde indicam as unidades de conservação de proteção integral avaliadas. 

O restante da área que está na cor laranja indica as unidades de planejamento ‘disponíveis’ para conservação. 



TABELA 1 – Relação das unidades de conservação de proteção integral avaliadas durante o processo de identificação de lacunas de 

proteção e mapeamento das áreas insubstituíveis para a conservação na Cadeia do Espinhaço entre os estados de Minas Gerais e Bahia. 

ÁREA 

CATEGORIA IUCN DESCRIÇÃO NOME ANO OBJETOS (ha) 

PN II Parque Nacional Chapada Diamantina 1985 11 151,116 

PN II Parque Nacional Sempre Vivas 2002 4 124,210 

PE II Parque Estadual Morro do Chapéu 1998 8 52,859 

PE II Parque Estadual Grão-Mogol 1998 24 34,861 

PN II Parque Nacional Serra do Cipó 1987 244 31,782 

APEE VI Área de Proteção Especial Soberbo 1989 2 24,087 

PE II Parque Estadual Biribiri 1998 13 17,382 

PE II Parque Estadual Serra Negra 1998 3 13,965 

PE II Parque Estadual Serra Nova 2003 3 12,656 

RPPN IV Res. Part. do Patrimônio Natural Caraça 1994 85 12,509 

PE II Parque Estadual Rio Preto 1993 31 10,070 

EEE Ib Estação Ecológica Estadual Acauã 1974 2 6,455 

PE II Parque Estadual Itacolomi 1967 22 6,142 

PE II Parque Estadual Pico do Itambé 1998 8 4,733 

PE II Parque Estadual Serra da Candonga 1998 2 4,656 

PE II Parque Estadual Rola Moça II 1994 24 3,978 

MNE III Monumento Natural Estadual Cachoeira Ferro Doido 1998 1 1,987 

APEE VI Área de Proteção Especial Taboão 1982 2 1,408 

EEE Ib Estação Ecológica Estadual Mata dos Ausentes 1974 1 976 

RPPN IV Res. Part. do Patrimônio Natural Jambreiro 1998 5 933 

RPPN IV Res. Part. do Patrimônio Natural Capitão do Mato 1990 4 885 

RBM Ia Reserva Biológica Municipal Mata do Bispo 1999 1 698 

EEE Ib Estação Ecológica Estadual Córregos dos Fechos 1994 22 549 

EEE Ib Estação Ecológica Estadual Tripuí 1978 3 445 

PM II Parque Municipal Natural Mangabeiras 1982 7 337 

RPPN IV Res. Part. do Patrimônio Natural Belgo Mineira I 1993 1 308 

RPPN IV Res. Part. do Patrimônio Natural Andaime 1988 1 250 

APEE Ib Estação Ecológica Estadual Cercadinho 2006 1 247 

RPPN IV Res. Part. do Patrimônio Natural Belgo Mineira II 1993 1 216 

RPPN IV Res. Part. do Patrimônio Natural Mata Samuel de Paula 2000 1 147 

PE II Parque Estadual Baleia 1988 1 137 

APAE* V Área de Prot. Ambiental Estadual Águas Vertentes 1998 76,310 

APA* V Área de Proteção Ambiental Carste de Lagoa Santa 1996 35,600 

APA* V Área de Proteção Ambiental Cavernas do Peruaçu 1989 143,866 

APA* V Área de Proteção Ambiental Morro da Pedreira 1990 66,200 

TI* Terra Indígena Luiza do Valle 1979 10,116 

* Áreas consideradas somente na análise de custos (vide Metodologia). 

A coluna OBJETOS indica o número de objetos de conservação (espécies, ecossistemas ou serviços ambientais) registrados nas áreas protegidas. 



TABELA 2 – Relação dos objetos de conservação considerados na análise de lacunas de proteção na Cadeia do Espinhaço entre 

os estados de Minas Gerais e Bahia. 

ABREVIAÇÕES: est = estacional; semidec = semidecidual; trans = transição; alt = altitude. 

TIPO OBJETO META* % PROTEÇÃO* IMPORTÂNCIA* 

Anfíbios Eleutherodactylus izecksohni 5 120.00 5 

Anfíbios Crossodactylus bokermanni 1 100.00 11 

Anfíbios Crosssodactylus trachystomus 1 100.00 11 

Anfíbios Scinax pinima 1 100.00 11 

Anfíbios Bokermannohyla sp. n. 1 100.00 5 

Anfíbios Hylodes otavioi 1 100.00 5 

Anfíbios Physalaemus erythros 1 100.00 5 

Anfíbios Hylodes uai 5 100.00 5 

Anfíbios Scinax luizotavioi 5 80.00 5 

Anfíbios Leptodactylus camaquara 3 66.67 5 

Anfíbios Scinax machadoi 3 66.67 5 

Anfíbios Physalaemus evangelistai 5 60.00 5 

Anfíbios Phasmahyla jandaia 5 60.00 5 

Anfíbios Scinax curicica 5 60.00 5 

Anfíbios Bokermannohyla martinsi 5 60.00 5 

Anfíbios Bokermannohyla nanuzae 5 60.00 5 

Anfíbios Physalaemus deimaticus 2 50.00 11 

Anfíbios Phyllomedusa megacephala 2 50.00 5 

Anfíbios Epipedobates flavopictus 4 50.00 5 

Anfíbios Hyalinobatrachium sp. 4 50.00 5 

Anfíbios Hypsiboas cipoensis 4 50.00 5 

Anfíbios Proceratophrys cururu 4 50.00 5 

Anfíbios Pseudopaludicola mineira 4 50.00 5 

Anfíbios Bokermannohyla alvarengai 5 40.00 5 

Anfíbios Leptodactylus cunicularius 3 33.33 5 

Anfíbios Phyllomedusa sp. n. 5 20.00 5 

Anfíbios Bokermannohyla saxicola 5 20.00 5 

Anfíbios Rupirana cardosoi 2 0.00 8 

Anfíbios Physalaemus maximus 1 0.00 5 

Aves Embernagra longicauda 5 120.00 8 

Aves Leucopternis polionota 1 100.00 14 

Aves Campephilus robustus 2 100.00 14 

Aves Laniisoma elegans 1 100.00 11 

Aves Lipaugus lanioides 1 100.00 11 

Aves Odontophorus capueira 1 100.00 11 

Aves Penelope obscura 1 100.00 11 

Aves Phibalura flavirostris 1 100.00 11 

Aves Sicalis flaveola 1 100.00 11 

Aves Pyroderus scutatus 3 100.00 11 

Aves Charitospiza eucosma 1 100.00 8 

Aves Piculus aurulentus 1 100.00 8 

Aves Primolius maracana 1 100.00 8 

Aves Neothraupis fasciata 2 100.00 8 

continua... 





Aves Passerina brissonii 2 100.00 8 

Aves Scytalopus indigoticus 2 100.00 8 

Aves Polystictus superciliaris 5 100.00 8 

Aves Campylopterus largipennis 1 100.00 5 

Aves Chamaeza meruloides 1 100.00 2 

Aves Columba plumbea 1 100.00 2 

Aves Cranioleuca pallida 1 100.00 2 

Aves Drymophila ferruginea 1 100.00 2 

Aves Phimosus infuscatus 1 100.00 2 

Aves Sclerurus scansor 1 100.00 2 

Aves Campylorhamphus falcularius 1 100.00 2 

Aves Chlorophonia cyanea 1 100.00 2 

Aves Drymophila rubricollis 1 100.00 2 

Aves Haplospiza unicolor 1 100.00 2 

Aves Hylopezus nattereri 1 100.00 2 

Aves Neopelma chrysolophum 1 100.00 2 

Aves Oreophylax moreirae 1 100.00 2 

Aves Piculus flavigula 1 100.00 2 

Aves Tiaris fuliginosa 1 100.00 2 

Aves Carduelis magellanicus 2 100.00 2 

Aves Cypsnagra hirundinacea 2 100.00 2 

Aves Hemitriccus diops 2 100.00 2 

Aves Ramphastos dicolorus 2 100.00 2 

Aves Pyrrhura frontalis 2 100.00 2 

Aves Sarcoramphus papa 2 100.00 2 

Aves Drymophila malura 2 100.00 2 

Aves Myrmeciza loricata 2 100.00 2 

Aves Xiphocolaptes albicollis 2 100.00 2 

Aves Anthus hellmayri 3 100.00 2 

Aves Augastes scutatus 5 80.00 8 

Aves Formicivora serrana 3 66.67 2 

Aves Drymophila ochropyga 5 60.00 8 

Aves Sporophila frontalis 2 50.00 14 

Aves Neopelma aurifrons 2 50.00 11 

Aves Asthenes luizae 7 42.86 11 

Aves Formicivora iheringi 1 0.00 11 

Aves Jacamaralcyon tridactyla 1 0.00 11 

Aves Poospiza cinerea 1 0.00 11 

Aves Phylloscartes eximius 1 0.00 8 

Aves Cistothorus platensis 1 0.00 2 

Ecossistemas Refugio ecológico-média alt. 41,138 140.51 1 

Ecossistemas Floresta ombrófila densa-baixa alt. 45,391 53.93 1 

Ecossistemas Savana ramíneo arborizada-média alt. 6,698 46.89 1 


continua...




Ecossistemas Floresta esta. semidecidual-baixa alt. 48,860 33.07 1 

Ecossistemas Trans. savana-savana estepica-floresta estacional 96,628 32.60 1 

Ecossistemas Savana arborizada-média altitude 21,386 32.23 1 

Ecossistemas Trans ramíneo-floresta est. 24,517 28.80 1 

Ecossistemas Floresta est. semidecidual-média alt. 160,378 24.44 1 

Ecossistemas Trans ramíneo-floresta est. 40,887 19.47 1 

Ecossistemas Savana arborizada-baixa alt. 51,323 17.36 1 

Ecossistemas Savana florestada-baixa alt. 32,248 12.53 1 

Ecossistemas Floresta est. decidual-média alt. 107,567 11.82 1 

Ecossistemas Trans savana-savana estepica-floresta est. 12,272 10.50 1 

Ecossistemas Savana ramíneo arborizada-baixa alt. 4,566 10.47 1 

Ecossistemas Savana ramíneo florestada-média alt. 19,034 3.51 1 

Ecossistemas Savana arborizada-alta altitude 80,763 3.48 1 

Ecossistemas Trans ramíne-floresta est.-alta alt. 15,311 3.15 1 

Ecossistemas Savana ramíneo lenhosa-alta alt. 59,004 3.09 1 

Ecossistemas Floresta ombrófila densa-média alt. 63,584 1.18 1 

Ecossistemas Trans savana estepica-floresta est. 1,901 0.00 1 

Ecossistemas Savana florestada-média altitude 4,006 0.00 1 

Ecossistemas Trans savana-floresta est.-média alt. 6,383 0.00 1 

Ecossistemas Savana estepica florestada-baixa alt. 9,254 0.00 1 

Ecossistemas Refugio ecológico-alta altitude 10,321 0.00 1 

Ecossistemas Flor esta decidual montana-baixa alt. 6,574 0.00 1 

Ecossistemas Savana gramineo lenhosa-média alt. 6,964 0.00 1 

Ecossistemas Savana estepica florestada-alta alt. 6,973 0.00 1 

Ecossistemas Savana parque-média alt. 7,372 0.00 1 

Ecossistemas Savana parque-alta alt. 8,140 0.00 1 

Ecossistemas Savana florestada-alta alt 9,329 0.00 1 

Ecossistemas Floresta est. decidual-baixa alt. 9,806 0.00 1 

Ecossistemas Savana gramineo lenhosa-baixa alt. 10,886 0.00 1 

Ecossistemas Refugio ecológico-baixa altitude 17,909 0.00 1 

Ecossistemas Trans savana-floresta est.-baixa alt. 19,230 0.00 1 

Ecossistemas Savana parque-baixa altitude 21,456 0.00 1 

Ecossistemas Floresta est. semidec montana-baixa alt. 31,271 0.00 1 

Ecossistemas Floresta est. semidec montana-média alt. 31,932 0.00 1 

Ecossistemas Trans savana-savana estepica-baixa alt. 34,107 0.00 1 

Ecossistemas Floresta est. semidec-alta alt. 21,037 0.00 1 

Ecossistemas Floresta est. decidual-alta altitude 40,959 0.00 1 

Flora Aspilia procumbens 1 100.00 17 

Flora Asplenium schwackei 1 100.00 17 

Flora Ceradenia warmingii 1 100.00 17 

Flora Chamaecrista cipoana 1 100.00 17 

Flora Coccoloba cerifera 1 100.00 17 

Flora Constantia cipoensis 1 100.00 17 

continua... 





Flora Huperzia itambensis 1 100.00 17 

Flora Lychnophora granmogolensis 1 100.00 17 

Flora Lychnophora mello-barretoi 1 100.00 17 

Flora Persea rufotomentosa 1 100.00 17 

Flora Trichogonia apparicioi 1 100.00 17 

Flora Encholirium biflorum 2 100.00 17 

Flora Encholirium pedicellatum 2 100.00 17 

Flora Lychnophora markgravii 7 100.00 17 

Flora Baccharis concinna 1 100.00 14 

Flora Barbacenia ensifolia 1 100.00 14 

Flora Barbacenia glutinosa 1 100.00 14 

Flora Ceradenia capillaris 1 100.00 14 

Flora Chamaecrista dentata 1 100.00 14 

Flora Chamaecrista semaphora 1 100.00 14 

Flora Culcita coniifolia 1 100.00 14 

Flora Eriosorus flexuosus 1 100.00 14 

Flora Hymenophyllum silveirae 1 100.00 14 

Flora Laelia pumila 1 100.00 14 

Flora Lavoisiera cordata 1 100.00 14 

Flora Lavoisiera mello-barretoi 1 100.00 14 

Flora Lychnophora reticulata 1 100.00 14 

Flora Mikania glauca 1 100.00 14 

Flora Mimosa macedoana 1 100.00 14 

Flora Ocotea langsdorffii 1 100.00 14 

Flora Ocotea percoriacea 1 100.00 14 

Flora Ocotea pomaderroides 1 100.00 14 

Flora Ocotea pulchella 1 100.00 14 

Flora Phyllanthus chorethroides 1 100.00 14 

Flora Pseudolaelia cipoensis 1 100.00 14 

Flora Senaea caerulea 1 100.00 14 

Flora Stachytarpheta procumbens 1 100.00 14 

Flora Vellozia metzgerae 1 100.00 14 

Flora Vernonia sessilifolia 1 100.00 14 

Flora Vernonia stoechas 1 100.00 14 

Flora Vochysia pygmaea 1 100.00 14 

Flora Xyris cipoensis 1 100.00 14 

Flora Xyris dardanoi 1 100.00 14 

Flora Xyris nigricans 1 100.00 14 

Flora Xyris platystachya 1 100.00 14 

Flora Xyris tortilis 1 100.00 14 

Flora Annona monticola 1 100.00 11 

Flora Banisteriopsis andersonii 1 100.00 11 

Flora Banisteriopsis cipoensis 1 100.00 11 


continua...




Flora Byrsonima cipoensis 1 100.00 11 

Flora Camarea axillaris 1 100.00 11 

Flora Diplusodon orbicularis 1 100.00 11 

Flora Ditassa polygaloides 1 100.00 11 

Flora Gaylussacia centunculifolia 1 100.00 11 

Flora Gaylussacia vitis-idaea 1 100.00 11 

Flora Klotzschia rhizophylla 1 100.00 11 

Flora Lavoisiera campos-portoana 1 100.00 11 

Flora Lavoisiera sampaioana 1 100.00 11 

Flora Lychnophora sellowii 1 100.00 11 

Flora Luxemburgia angustifolia 1 100.00 11 

Flora Luxemburgia flexuosa 1 100.00 11 

Flora Microlicia juniperina 1 100.00 11 

Flora Mikania malacolepis 1 100.00 11 

Flora Mikania nitidula 1 100.00 11 

Flora Nematanthus strigillosus 1 100.00 11 

Flora Pilosocereus floccosus 1 100.00 11 

Flora Pleurostima longiscapa 1 100.00 11 

Flora Staurogyne elegans 1 100.00 11 

Flora Vellozia lilacina 1 100.00 11 

Flora Vellozia piresiana 1 100.00 11 

Flora Vellozia subalata 1 100.00 11 

Flora Vernonia adamantium 1 100.00 11 

Flora Viguiera hispida 1 100.00 11 

Flora Actinoseris polyphylla 1 100.00 2 

Flora Calea hispida 1 100.00 2 

Flora Calea rotundifolia 1 100.00 2 

Flora Coccoloba acrostichoides 1 100.00 2 

Flora Ditassa parva 1 100.00 2 

Flora Gaylussacia ciliosa 1 100.00 2 

Flora Gaylussacia cinerea 1 100.00 2 

Flora Gaylussacia pallida 1 100.00 2 

Flora Gaylussacia pinifolia 1 100.00 2 

Flora Gaylussacia pseudociliosa 1 100.00 2 

Flora Gaylussacia salicifolia 1 100.00 2 

Flora Genlisea aurea 1 100.00 2 

Flora Habenaria cultellifolia 1 100.00 2 

Flora Habenaria mello-barretoi 1 100.00 2 

Flora Hippeastrum puniceum 1 100.00 2 

Flora Huperzia erythrocaulon 1 100.00 2 

Flora Lavoisiera subulata 1 100.00 2 

Flora Ipomoea granulosa 1 100.00 2 

Flora Lavoisiera crassifolia 1 100.00 2 

continua... 





Flora Lavoisiera firmula 1 100.00 2 

Flora Lavoisiera riedeliana 1 100.00 2 

Flora Lippia filifolia 1 100.00 2 

Flora Macrocarpaea obtusifolia 1 100.00 2 

Flora Megalastrum lasiernos 1 100.00 2 

Flora Metastelma hatschbachii 1 100.00 2 

Flora Microlicia jungermannioides 1 100.00 2 

Flora Microlicia pseudoscoparia 1 100.00 2 

Flora Microlicia tomentela 1 100.00 2 

Flora Mikania candolleana 1 100.00 2 

Flora Mikania parvifolia 1 100.00 2 

Flora Mikania rothii 1 100.00 2 

Flora Mikania subverticillata 1 100.00 2 

Flora Pelexia parva 1 100.00 2 

Flora Piptocarpha lucida 1 100.00 2 

Flora Senecio stigophlebius 1 100.00 2 

Flora Sinningia magnifica 1 100.00 2 

Flora Stevia verticillata 1 100.00 2 

Flora Tapirira marchandii 1 100.00 2 

Flora Tibouchina dendroides 1 100.00 2 

Flora Tibouchina frigidula 1 100.00 2 

Flora Vernonia buddleiaefolia 1 100.00 2 

Flora Vernonia desertorum 1 100.00 2 

Flora Vernonia linearifolia 1 100.00 2 

Flora Vernonia rosea 1 100.00 2 

Flora Vernonia simplex 1 100.00 2 

Flora Vernonia tomentella 1 100.00 2 

Flora Vernonia vauthieriana 1 100.00 2 

Flora Vernonia virgulata 1 100.00 2 

Flora Xyris consanguinea 1 100.00 2 

Flora Xyris graminosa 1 100.00 2 

Flora Xyris jolyi 1 100.00 2 

Flora Xyris melanopoda 1 100.00 2 

Flora Paesia glandulosa 3 100.00 2 

Flora Senecio gertii 4 75.00 17 

Flora Huperzia rubra 3 66.67 17 

Flora Actinoseris stenophylla 3 66.67 2 

Flora Cnemidaria uleana 3 66.67 2 

Flora Wunderlichia mirabilis 6 66.67 2 

Flora Acritopappus irwinii 5 60.00 11 

Flora Eriosorus sellowianus 5 60.00 2 

Flora Actinoseris hatschbachii 2 50.00 17 

Flora Anteremanthus hatschbachii 2 50.00 17 


continua...




Flora Baccharis lychnophora 2 50.00 17 

Flora Diplusodon glaziovii 2 50.00 17 

Flora Mikania premnifolia 2 50.00 17 

Flora Mikania cipoensis 4 50.00 17 

Flora Anemia mirabilis 2 50.00 14 

Flora Cipocereus minensis 2 50.00 14 

Flora Dicksonia sellowiana 2 50.00 14 

Flora Inulopsis scaposa 2 50.00 14 

Flora Ipomoea campestris 2 50.00 14 

Flora Lycopodiella benjaminiana 2 50.00 14 

Flora Lupinus coriaceus 2 50.00 14 

Flora Micropolypodium perpusillum 2 50.00 14 

Flora Mimosa barretoi 2 50.00 14 

Flora Spigelia aceifolia 2 50.00 14 

Flora Spigelia cipoensis 2 50.00 14 

Flora Vernonia spixiana 2 50.00 14 

Flora Xyris bialata 2 50.00 14 

Flora Angelonia eriostachys 2 50.00 11 

Flora Cuphea cipoensis 2 50.00 11 

Flora Hymenophyllum sampaioanum 2 50.00 11 

Flora Jacquemontia revoluta 2 50.00 11 

Flora Lagenocarpus bracteosus 2 50.00 11 

Flora Lychnophora rosmarinifolia 2 50.00 11 

Flora Phyllanthus angustissimus 2 50.00 11 

Flora Spigelia sellowiana 2 50.00 11 

Flora Vellozia leptopetala 2 50.00 11 

Flora Vellozia patens 2 50.00 11 

Flora vernonia alpestris 2 50.00 11 

Flora Jacaranda racemosa 2 50.00 8 

Flora Actinocephalus cipoensis 2 50.00 2 

Flora Alsophila capensis 2 50.00 2 

Flora Ananas nanus 2 50.00 2 

Flora Aspilia laevissima 2 50.00 2 

Flora Baccharis gracilis 2 50.00 2 

Flora Baccharis minutiflora 2 50.00 2 

Flora Baccharis vernonioides 2 50.00 2 

Flora Bulbophyllum warmingianum 2 50.00 2 

Flora Camarea ericoides 2 50.00 2 

Flora Dryopteris patula 2 50.00 2 

Flora Genlisea filiformis 2 50.00 2 

Flora Ocotea tristis 2 50.00 2 

Flora Sarcoglottis schwackei 2 50.00 2 

Flora Schultesia angustifolia 2 50.00 2 

continua... 





Flora Sophronitella violacea 2 50.00 2 

Flora Trimezia truncata 2 50.00 2 

Flora Vernonia coriacea 2 50.00 2 

Flora Vernonia mariana 2 50.00 2 

Flora Vernonia psilophylla 2 50.00 2 

Flora Vernonia vepretorum 2 50.00 2 

Flora Vernonia warmingiana 2 50.00 2 

Flora Xyris hilariana 2 50.00 2 

Flora Actinoseris radiata 4 50.00 2 

Flora Orthophytum mello-barretoi 7 42.86 2 

Flora Dyckia rariflora 5 40.00 17 

Flora Dyckia ursina 5 40.00 14 

Flora Senecio pohlii 5 40.00 11 

Flora Encholirium heloisae 5 40.00 11 

Flora Moquinia racemosa 5 40.00 11 

Flora Proteopsis argentea 10 40.00 11 

Flora Dyckia macedoi 5 40.00 5 

Flora Vriesea stricta 5 40.00 2 

Flora Actinoseris polymorpha 5 40.00 2 

Flora Gochnatia discoidea 5 40.00 2 

Flora Actinoseris revoluta 3 33.33 17 

Flora Anemia gardneri 3 33.33 14 

Flora Doryopteris paradoxa 3 33.33 14 

Flora Pamphilia aurea 3 33.33 11 

Flora Vriesea atropurpurea 3 33.33 11 

Flora Dyckia mello-barretoi 3 33.33 5 

Flora Vriesea schwackeana 3 33.33 5 

Flora Trixis ophiorhiza 3 33.33 2 

Flora Vernonia fruticulosa 3 33.33 2 

Flora Encholirium scrutor 4 25.00 14 

Flora Vriesea diamantinensis 4 25.00 11 

Flora Gaylussacia virgata 4 25.00 2 

Flora Trixis glutinosa 4 25.00 2 

Flora Gochnatia hatschbachii 5 20.00 11 

Flora Lychnophora tomentosa 5 20.00 11 

Flora Lychnophora passerina 5 20.00 11 

Flora Lychnophora salicifolia 5 20.00 2 

Flora Mikania retifolia 5 20.00 2 

Flora Dyckia sordida 5 20.00 2 

Flora Actinocephalus ciliatus 1 0.00 17 

Flora Aspilia almasensis 1 0.00 17 

Flora Baccharis martiana 1 0.00 17 

Flora Baccharis truncata 1 0.00 17 


continua...




Flora Cuphea adenophylla 1 0.00 17 

Flora Isoetes gigantea 1 0.00 17 

Flora Lychnophoriopsis damazioi 1 0.00 17 

Flora Lychnophora brunioides 1 0.00 17 

Flora Mikania glabra 1 0.00 17 

Flora Mikania hartbergii 1 0.00 17 

Flora Minasia pereirae 1 0.00 17 

Flora Pellaea cymbiformis 1 0.00 17 

Flora Pellaea gleichenioides 1 0.00 17 

Flora Symphyopappus uncinatus 1 0.00 17 

Flora Syngonanthus brasiliana 1 0.00 17 

Flora Syngonanthus elegans 1 0.00 17 

Flora Syngonanthus magnificus 1 0.00 17 

Flora Syngonanthus suberosus 1 0.00 17 

Flora Verbesina pseudoclaussenii 1 0.00 17 

Flora Vriesea hieroglyphica 1 0.00 17 

Flora Cattleya tenuis 2 0.00 17 

Flora Doryopteris trilobata 2 0.00 17 

Flora Encholirium luxor 2 0.00 17 

Flora Lychnophora ramosissima 2 0.00 17 

Flora Syngonanthus laricifolius 2 0.00 17 

Flora Syngonanthus mucugensis 2 0.00 17 

Flora Syngonanthus bisulcatus 3 0.00 17 

Flora Syngonanthus vernonioides 3 0.00 17 

Flora Minasia alpestris 4 0.00 17 

Flora Actinocephalus cabralensis 1 0.00 14 

Flora Brasilicereus markgrafii 1 0.00 14 

Flora Cryptanthus glaziovii 1 0.00 14 

Flora Cuphea teleandra 1 0.00 14 

Flora Dioscorea rumicoides 1 0.00 14 

Flora Discocactus horstii 1 0.00 14 

Flora Discocactus pseudoinsignis 1 0.00 14 

Flora Doryopteris rufa 1 0.00 14 

Flora Eriocaulon melanolepis 1 0.00 14 

Flora Euterpe edulis 1 0.00 14 

Flora Leiothrix linearis 1 0.00 14 

Flora Lippia rhodocnemis 1 0.00 14 

Flora Lupinus decurrens 1 0.00 14 

Flora Lupinus ovalifolius 1 0.00 14 

Flora Micranthocereus auriazureus 1 0.00 14 

Flora Nematanthus sericeus 1 0.00 14 

Flora Ocotea odorifera 1 0.00 14 

Flora Paepalanthus cipoensis 1 0.00 14 

continua... 





Flora Paepalanthus garimpensis 1 0.00 14 

Flora Paepalanthus heterotrichus 1 0.00 14 

Flora Paepalanthus lepidus 1 0.00 14 

Flora Paepalanthus tuberculatus 1 0.00 14 

Flora Pilosocereus fulvilanatus 1 0.00 14 

Flora Stilpnopappus bicolor 1 0.00 14 

Flora Cryptangium humile 2 0.00 14 

Flora Lychnophora diamantinana 2 0.00 14 

Flora Melocactus paucispinus 2 0.00 14 

Flora Syngonanthus chrysolepis 2 0.00 14 

Flora Uebelmannia gummifera 2 0.00 14 

Flora Paepalanthus ater 3 0.00 14 

Flora Lychnophora pohlii 5 0.00 14 

Flora Huperzia mooreana 5 0.00 14 

Flora Adenocalymma fruticosum 1 0.00 11 

Flora Agalinis brachyphylla 1 0.00 11 

Flora Arrojadoa dinae 1 0.00 11 

Flora Barbacenia riparia 1 0.00 11 

Flora Barjonia harleyi 1 0.00 11 

Flora Bernardia crassifolia 1 0.00 11 

Flora Butia eriospatha 1 0.00 11 

Flora Ceiba jasminodora 1 0.00 11 

Flora Constantia cristinae 1 0.00 11 

Flora Cryptangium comatum 1 0.00 11 

Flora Cryptanthus minarum 1 0.00 11 

Flora Cuphea bahiensis 1 0.00 11 

Flora Diplusodon aggregatifolius 1 0.00 11 

Flora Ditassa cordeiroana 1 0.00 11 

Flora Drosera graomogolensis 1 0.00 11 

Flora Elachyptera coriacea 1 0.00 11 

Flora Encholirium vogelii 1 0.00 11 

Flora Eriosorus insignis 1 0.00 11 

Flora Evolvulus glaziovii 1 0.00 11 

Flora Ficus mexiae 1 0.00 11 

Flora Guatteria notabilis 1 0.00 11 

Flora Jacaranda morii 1 0.00 11 

Flora Lychnophora blanchetii 1 0.00 11 

Flora Merremia repens 1 0.00 11 

Flora Metastelma harleyi 1 0.00 11 

Flora Mikania alvimii 1 0.00 11 

Flora Mikania neurocaula 1 0.00 11 

Flora Nematanthus lanceolatus 1 0.00 11 

Flora Neoregelia leprosa 1 0.00 11 


continua...




Flora Ocotea pretiosa 1 0.00 11 

Flora Orthophytum humile 1 0.00 11 

Flora Paralychnophora bicolor 1 0.00 11 

Flora Peixotoa glabra 1 0.00 11 

Flora Physocalyx aurantiacus 1 0.00 11 

Flora Pitcairnia bradei 1 0.00 11 

Flora Sinningia harleyi 1 0.00 11 

Flora Trimezia fistulosa var. fistul 1 0.00 11 

Flora Xyris retrorsifimbriata 1 0.00 11 

Flora Arrojadoa bahiensis 2 0.00 11 

Flora Baccharis elliptica 2 0.00 11 

Flora Cipocereus crassisepalus 2 0.00 11 

Flora Gaylussacia harleyi 2 0.00 11 

Flora Gaylussacia retusa 2 0.00 11 

Flora Gomphrena nigricans 2 0.00 11 

Flora Guatteria pohliana 2 0.00 11 

Flora Guatteria rupestris 2 0.00 11 

Flora Leiothrix schlechtendalii 2 0.00 11 

Flora Lychnophora ericoides 2 0.00 11 

Flora Oncidium warmingii 2 0.00 11 

Flora Pfaffia townsendii 2 0.00 11 

Flora Piptolepis ericoides 2 0.00 11 

Flora Vriesea bituminosa 2 0.00 11 

Flora Cryptanthus caracensis 3 0.00 11 

Flora Encholirium irwinii 4 0.00 11 

Flora Lychnophora pinaster 5 0.00 11 

Flora Vriesea minarum 5 0.00 11 

Flora Diplusodon saxatilis 1 0.00 8 

Flora Aechmea bahiana 1 0.00 5 

Flora Orthophytum burle-marxii 1 0.00 5 

Flora Orthophytum navioides 1 0.00 5 

Flora Vriesea chapadensis 1 0.00 5 

Flora Orthophytum supthutii 3 0.00 5 

Flora Actinocephalus callophyllus 1 0.00 2 

Flora Actinocephalus compactus 1 0.00 2 

Flora Actinocephalus coutoensis 1 0.00 2 

Flora Alstroemeria inodora 1 0.00 2 

Flora Anemia cipoensis 1 0.00 2 

Flora Angelonia crassifolia 1 0.00 2 

Flora Angelonia procumbens 1 0.00 2 

Flora Annona tomentosa 1 0.00 2 

Flora Aspilia decumbens 1 0.00 2 

Flora Aspilia squarrosa 1 0.00 2 

continua... 





Flora Ayapanopsis oblongifolia 1 0.00 2 

Flora Calea hatschbachii 1 0.00 2 

Flora Calea teucrifolia 1 0.00 2 

Flora Cestrum gardneri 1 0.00 2 

Flora Cyperus mundulus 1 0.00 2 

Flora Dasyphyllum fodinarum 1 0.00 2 

Flora Elaphoglossum tenuiculum 1 0.00 2 

Flora Diplusodon bradei 1 0.00 2 

Flora Erythroxylum stipulosum 1 0.00 2 

Flora Hippeastrum glaucescens 1 0.00 2 

Flora Huperzia martii 1 0.00 2 

Flora Kielmeyera petiolaris 1 0.00 2 

Flora Laelia cinnabarina 1 0.00 2 

Flora Lantana glaziovii 1 0.00 2 

Flora Lellingeria pumila 1 0.00 2 

Flora Lycopodiella iuliformis 1 0.00 2 

Flora Mesosetum gibbosum 1 0.00 2 

Flora Microlicia pilosissima 1 0.00 2 

Flora Mikania citriodora 1 0.00 2 

Flora Mikania microphylla 1 0.00 2 

Flora Mikania reticulata 1 0.00 2 

Flora Mikania reynoldsii 1 0.00 2 

Flora Mikania smilacina 1 0.00 2 

Flora Paepalanthus albo-tomentosus 1 0.00 2 

Flora Paepalanthus barbiger 1 0.00 2 

Flora Paepalanthus digitiformis 1 0.00 2 

Flora Phyllanthus choretroides 1 0.00 2 

Flora Tabebuia bureavii 1 0.00 2 

Flora Tillandsia sprengeliana 1 0.00 2 

Flora Trachypteris pinnata 1 0.00 2 

Flora Trichogonia crenulata 1 0.00 2 

Flora Vernonia eremophylla 1 0.00 2 

Flora Vernonia holosericea 1 0.00 2 

Flora Vernonia obscura 1 0.00 2 

Flora Vernonia subulata 1 0.00 2 

Flora Vernonia subverticillata 1 0.00 2 

Flora Cattleya elongata 2 0.00 2 

Flora Cyathea bipinnatifida 2 0.00 2 

Flora Oncidium crispum 2 0.00 2 

Flora Symphyopappus reticulatus 2 0.00 2 

Flora Vernonia lilacina 2 0.00 2 

Flora Dasyphyllum reticulatum 3 0.00 2 

Flora Pellaea riedelii 3 0.00 2 


continua...




Flora Symphyopappus decussatus 3 0.00 2 

Flora Vriesea monacorum 3 0.00 2 

Invertebrados Peripatus acacioi 1 100.00 14 

Invertebrados Coarazuphium cessaima 1 100.00 11 

Invertebrados Buenoa unguis 1 100.00 5 

Invertebrados Neotrephes latus 1 100.00 5 

Invertebrados Cipomyia totofusca 3 66.67 5 

Invertebrados Tomoplagia reticulata 3 66.67 5 

Invertebrados Tomoplagia bicolor 3 66.67 5 

Invertebrados Anthophora paranensis 2 50.00 5 

Invertebrados Phoroncidia biocellata 2 50.00 2 

Invertebrados Xylocopa truxali 3 33.33 11 

Invertebrados Tomoplagia cipoensis 3 33.33 5 

Invertebrados Centris rupestris 3 33.33 5 

Invertebrados Tomoplagia aczeli 3 33.33 5 

Invertebrados Eufriesea nigrohirta 3 33.33 5 

Invertebrados Lewinsohnia magna 3 33.33 5 

Invertebrados Tenagobia schreiberi 3 33.33 5 

Invertebrados Tomoplagia rupestris 3 33.33 5 

Invertebrados Fimoscolex sporadochaetus 1 0.00 17 

Invertebrados Ambrysus attenuatus 1 0.00 5 

Invertebrados Araneus cohnae 1 0.00 5 

Invertebrados Hexantheda missionica 1 0.00 5 

Invertebrados Metrobates p. genikos 1 0.00 5 

Invertebrados Tomoplagia pallens 1 0.00 5 

Invertebrados Tomoplagia grandis 2 0.00 5 

Invertebrados Tomoplagia dimorphica 3 0.00 5 

Invertebrados Tomoplagia interrupta 3 0.00 5 

Invertebrados Tomoplagia variabilis 3 0.00 5 

Invertebrados Yphthimoides cipoensis 3 0.00 5 

Invertebrados Tomoplagia volute 3 0.00 5 

Invertebrados Tomoplagia achromoptera 3 0.00 5 

Invertebrados Achaearanea diamantine 1 0.00 2 

Invertebrados Bristoweia diamantinae 1 0.00 2 

Invertebrados Brunodrilus angeloi 1 0.00 2 

Invertebrados Encheiridium montanum 1 0.00 2 

Invertebrados Glossoscolex gordurensis 1 0.00 2 

Invertebrados Larocanthidium spinosum 1 0.00 2 

Invertebrados Mesabolivar botocudo 1 0.00 2 

Invertebrados Mesabolivar maxacali 1 0.00 2 

Invertebrados Pholcomma mantinum 1 0.00 2 

Invertebrados Theridion bolum 1 0.00 2 

Invertebrados Theridion cohni 1 0.00 2 

continua... 





Mamíferos Lasiurus blossevilli 1 400.00 2 

Mamíferos Eumops perotis 1 300.00 2 

Mamíferos Chrysocyon brachyurus 7 142.86 8 

Mamíferos Tamandua tetradactyla 5 140.00 14 

Mamíferos Pygoderma bilabiatum 3 133.33 2 

Mamíferos Eira Barbara 3 133.33 2 

Mamíferos Priodontes maximus 1 100.00 17 

Mamíferos Leopardus pardalis 8 100.00 17 

Mamíferos Leopardus tigrinus 1 100.00 14 

Mamíferos Cabassous unicinctus 2 100.00 11 

Mamíferos Myrmecophaga tridactyla 3 100.00 11 

Mamíferos Akodon montensis 1 100.00 2 

Mamíferos Euryzygomatomys spinosus 1 100.00 2 

Mamíferos Artibeus cinereus 1 100.00 2 

Mamíferos Lasiurus ega 1 100.00 2 

Mamíferos Coendou villosus 2 100.00 2 

Mamíferos Gracilinanus microtarsus 1 100.00 2 

Mamíferos Coendou prehensilis 2 100.00 2 

Mamíferos Vampyressa pusilla 4 100.00 2 

Mamíferos Cerdocyon thous 5 100.00 2 

Mamíferos Agouti paca 7 85.71 2 

Mamíferos Puma concolor 6 83.33 17 

Mamíferos Pecari tajacu 4 75.00 14 

Mamíferos Mazama gouazoupira 4 75.00 2 

Mamíferos Lontra longicaudis 7 71.43 11 

Mamíferos Tapirus terrestris 3 66.67 17 

Mamíferos Callicebus personatus 4 50.00 11 

Mamíferos Pseudalopex vetulus 6 50.00 11 

Mamíferos Mazama americana 2 50.00 2 

Mamíferos Monodelphis americana 2 50.00 2 

Mamíferos Herpailurus yaguarondi 4 50.00 2 

Mamíferos Caluromys philander 2 50.00 2 

Mamíferos Callithrix geoffroyi 2 50.00 2 

Mamíferos Kerodon rupestris 4 25.00 2 

Mamíferos Leopardus wiedii 1 0.00 14 

Mamíferos Lonchophylla bokermanni 2 0.00 14 

Mamíferos Myotis ruber 1 0.00 11 

Mamíferos Kannabateomys amblyonyx 1 0.00 11 

Mamíferos Trinomys moojeni 2 0.00 5 

Mamíferos Blarinomys breviceps 1 0.00 2 

Mamíferos Delomys dorsalis 1 0.00 2 

Mamíferos Delomys sublineatus 1 0.00 2 

Mamíferos Galictis vittata 1 0.00 2 


continua...




Mamíferos Lasiurus cinereus 1 0.00 2 

Mamíferos Trinomys albispinus 1 0.00 2 

Mamíferos Chrotopterus auritus 1 0.00 2 

Mamíferos Galictis cuja 1 0.00 2 

Mamíferos Thalpomys lasiotis 1 0.00 2 

Mamíferos Alouatta caraya 2 0.00 2 

Mamíferos Wiedomys pyrrhorhinos 3 0.00 2 

Peixes Brycon opalinus 1 100.00 11 

Peixes Brycon nattereri 1 100.00 11 

Peixes Copionodon lianae 1 100.00 5 

Peixes Prochilodus costatus 1 100.00 5 

Peixes Harttia novalimensis 1 100.00 2 

Peixes Pareiorhaphis stephanus 1 100.00 2 

Peixes Hysteronotus megalostomus 1 100.00 2 

Peixes Characidium lagosantense 2 50.00 11 

Peixes Pareiorhaphis mutuca 2 50.00 11 

Peixes Harttia leiopleura 2 50.00 2 

Peixes Henochilus wheatlandii 1 0.00 17 

Peixes Astyanax jequitinhonhae 1 0.00 5 

Peixes Duopalatinus emarginatus 1 0.00 5 

Peixes Hyphessobrycon negodagua 1 0.00 5 

Peixes Neoplecostomus franciscoensis 3 0.00 5 

Peixes Trichomycterus itacambirussu 1 0.00 2 

Peixes Trichomycterus jequitinhonhae 1 0.00 2 

Peixes Trichomycterus landinga 1 0.00 2 

Peixes Harttia garavelloi 1 0.00 2 

Peixes Harttia torrenticola 1 0.00 2 

Peixes Leporinus marcgravii 1 0.00 2 

Peixes Leporinus obtusidens 1 0.00 2 

Peixes Trichomycterus trefauti 1 0.00 2 

Répteis Placosoma cipoense 1 100.00 14 

Répteis Rhachisaurus brachylepis 1 100.00 5 

Répteis Tropidurus mucujensis 1 100.00 5 

Répteis Tropidurus cocorobensis 1 100.00 5 

Répteis Heterodactylus lundii 2 50.00 11 

Répteis Eurolophosaurus nanuzae 2 50.00 5 

Répteis Tantilla boipiranga 2 50.00 5 

Répteis Tropidurus montanus 5 40.00 5 

Répteis Gymnodactylus guttulatus 1 0.00 5 

Répteis Tropidurus erythrocephalus 1 0.00 5 

Serviço 

ambiental 

Nascentes 775 1.55 1 

* A coluna ‘Meta’ indica os valores estipulados para proteção mínima dos objetos, sendo representada em número de ocorrências para as espécies e 

em área (valores em hectares) para os ecossistemas. A coluna ‘% proteção’ indica o quanto da meta estipulada está sendo cumprida pelas unidades 

de conservação existentes. A coluna ‘Importância’ indica o peso associado a cada espécie, sendo que os valores mais altos indicam espécies que 

devem ser prioritariamente incluídas nas soluções geradas pelo programa MARXAN. 



TABELA 3 – Relação das variáveis utilizadas para a definição do custo associado com as unidades de planejamento da Cadeia 


VARIÁVEL DESCRIÇÃO PESO FONTE 

VARIÁVEIS POSITIVAS 

LAVRA Área de lavras ativas 

na região 

0.3787 Mapa DNPM 

POP Número total de habitantes 

por município em 2000 

0.3237 Atlas do Desenvolvimento Humano no Brasil - UNESCO 

DESMAT Proximidade de áreas desmatadas 

considerando o período de 2000 a 2005 

0.1508 Imagens MODIS (MOD13QA) 

ESTRA Proximidade de estradas de rodagem 

pavimentadas 

0.0810 Mapas IBGE (Brasil ao Milionésimo) 

FOCOS Freqüência de focos de calor 

entre 2001 a 2005 

0.0509 Banco de Queimandas - INPE 

CRESC Taxa de crescimento populacional 

entre 1991 e 2000 

0.0147 Atlas do Desenvolvimento Humano no Brasil - UNESCO 

VARIÁVEIS NEGATIVAS 

NATIV Porcentagem de áreas nativas 

remanescentes em 2005 

0.4637 Imagens MODIS (MOD13QA) 

APP Densidade de áreas de 

preservação permanente 

0.2130 Mapas IBGE (Brasil ao Milionésimo) 

UCPI Proximidade de unidades de 

conservação de proteção integral 

0.1323 Base CI-Brasil 

GOVER Estrutura de governança nos 

municípios considerados 

0.1302 Base ‘Perfil do Municípios Brasileiros’ - IBGE 

UCUS Proximidade de unidades de 

conservação de uso sustentável 


APA Proximidade de áreas de 

proteção ambiental 


MODIS – Moderate Resolution Image Spectroradiometer 

DNPM – Departamento Nacional de Pesquisa Mineral (www.dnpm.gov.br) 

INPE – Instituto Nacional de Pesquisas Espaciais (http://paraguay.cptec.inpe.br/produto/queimadas/) 

Atlas de Desenvolvimento Ambiental – (PNUD 2003) 

IBGE – Instituto Brasileiro de Geografia e Estatística. Base ‘Perfil dos Municípios Brasileiros’ disponível em 

http://www.ibge.gov.br/munic2005/index.php 



FIGURA 3 – Mapeamento dos diferentes tipos de ecossistemas considerados para as análises de priorização de conservação 

para a Cadeia do Espinhaço. 



FIGURA 4 – Mapeamento das nascentes dos principais rios que se originam na Cadeia do Espinhaço. As cores indicam o 

número de nascentes existente em cada unidade de planejamento considerada. Os polígonos em verde indicam as unidades 

de conservação de proteção integral avaliadas. 



FIGURA 5 – Conjunto de variáveis utilizadas para a elaboração do mapa de esforço de conservação. Estas 

variáveis foram denominadas como ‘positivas’, pois contribuem para aumentar o esforço que deve ser empreendido 

para promover a conservação da região. 



FIGURA 6 – Conjunto de variáveis utilizadas para a elaboração do mapa de esforço de conservação. Estas variáveis 

foram denominadas como ‘negativas’, pois contribuem para diminuir o esforço que deve ser empreendido para 

promover a conservação da região.


FIGURA 7 – Mapa do esforço de conservação resultante da combinação de variáveis positivas (vide Figura 5) e 

variáveis negativas (vide Figura 6). As regiões em vermelho representam aquelas onde a conservação da 

biodiversidade é dificultada pela co-ocorrência de um conjunto de fatores que aumentam a pressão antrópica 

sobre o ambiente. De modo contrário, em verde encontram-se as áreas onde há uma menor pressão antrópica e, 

dessa maneira, a conservação da biodiversidade seria facilitada.


Os pesos estabelecidos variaram de acordo com o status 

de conservação das espécies, sendo maiores valores 

para espécies ameaçadas, valores intermediários para 

espécies endêmicas e valores mais baixos para as demais 

espécies (Tabela 2). 

Ecossistemas – Considerando que os registros de espécies 

são espacialmente muito agrupados (Figura 2), 

criamos um mapa de tipos de ecossistemas, que foi 

utilizado como ‘substituto’ espacial das informações 

sobre biodiversidade. Esse mapa foi gerado a partir 

do mapa de vegetação do Brasil (IBGE 1993), sendo 

que os tipos vegetais coincidentes com a região de 

estudo foram divididos segundo três faixas de altitude: 

até 800 metros, entre 800 e 1.000 metros e acima 

de 1.000 metros. O mapa com as faixas de altitudes 

consideradas foi elaborado a partir de uma reclassificação 

do modelo digital de terreno criado pela NASA 

(CGIAR-CIS 2004). Com isso, foi gerado um mapa com 

40 diferentes tipos de ecossistemas (Figura 3), sendo 

que cada um dos ‘ecossistemas’ foi considerado um 

objeto de conservação distinto. Para esse conjunto de 

objetos de conservação foi estabelecida uma meta 

geral de 20% da área de cada tipo de ecossistema 

(Tabela 2). O valor da meta não se refere a nenhum 

critério biológico, mas corresponde a uma exigência 

legal prevista no Brasil. De acordo com o Código Florestal 

Brasileiro (Brasil 1965), cada propriedade particular 

localizada no Cerrado deve manter um mínimo 

de 20% de sua área sob a forma de uma reserva legal, 

sendo que esse percentual foi extrapolado para toda 

a região. 

Serviços ambientais – Além das espécies e dos ecossistemas, 

dois importantes componentes da biodiversidade 

de qualquer região, incluímos também outro tipo 

de objeto de conservação: os serviços ambientais. De 

acordo com a Convenção sobre Diversidade Biológica, 

processos ecológicos e serviços ambientais devem fazer 

parte de esquemas nacionais ou regionais de conservação, 

conforme previsto no Programa de Trabalho 

com Áreas Protegidas (Objetivo 1.1, atividade sugerida 

1.1.5) (UNEP-CDB 2004). Como serviço ambiental básico 

ou essencial, consideramos as nascentes de rios da 

região do Espinhaço. Mapeamos todas as cabeceiras 

dos rios representados no mapa da hidrografia da região, 

representado na escala 1:1.000.000 (IBGE 2003). 

As nascentes foram então cruzadas com o mapa das 

unidades de planejamento para gerar um mapa que 

representasse o número de nascentes por unidade de 

planejamento na região (Figura 4). Para esse tipo de 

objeto de conservação consideramos uma meta de 10% 

do total de nascentes mapeadas. 

Custos e oportunidades de conservação 

Como requisito básico do programa MARXAN, cada 

unidade de planejamento deve ter um custo associado 

para consideração da mesma nas soluções espaciais 

geradas. Unidades de planejamento com alto custo e 

baixa insubstituibilidade geralmente não são consideradas 

nas soluções espaciais. Elaboramos 12 mapas 

temáticos referentes a dois conjuntos de variáveis associadas 

com o custo das unidades de planejamento: 

seis variáveis que diminuem o custo de conservação e 

seis variáveis que aumentam o custo de conservação. 

As variáveis utilizadas constam na Tabela 3 e as mesmas 

foram combinadas de acordo com a seguinte fórmula: 

Custo = (L*p+P*p+D*p+E*p+F*p+C*p) – 

(N*p+AP*p+Us*p+G*p+U*p+A*p) 

Onde, as letras maiúsculas representam as variáveis 

conforme a ordem e a descrição que consta na Tabela 3 

(L=Lavra, P=Pop, D=Desmat e assim sucessivamente). 

Cada variável foi multiplicada por um peso específico 

(representado pela letra ‘p’ na fórmula) para indicar a 

sua importância na composição final do custo. Os pesos 

foram definidos por meio de uma avaliação por critérios 

múltiplos (ver abaixo). A representação espacial 

das variáveis positivas consta na Figura 5 e a representação 

das variáveis negativas consta na Figura 6. O produto 

final dessa equação está representado na Figura 

7, que demonstra desde unidades de planejamento com 

baixo custo de conservação (áreas representadas em 

verde) até unidades com alto custo de conservação 

(áreas representadas em vermelho). Para efeitos da combinação 

das variáveis na fórmula acima, cada uma delas 

foi padronizada para representar os valores correspondentes 

em uma escala variando de 0 a 100. Todas as 

variáveis trabalhadas, descritas à seqüência, foram representadas 

em mapas matriciais com resolução espacial 

de 250 metros. Tal resolução foi escolhida por ser a 

mesma das imagens MODIS (Moderate Resolution Imaging 

Spectroradiometer) utilizadas em parte das análises. 

Preparação das variáveis utilizadas 

LAVRA – Informações sobre lavras ativas (áreas de mineração 

em plena atividade na região da Cadeia do Espinhaço 

ou em fase de licenciamento) foram obtidas 

no Departamento Nacional de Produção Mineral - DNPM 

(http://www.dnpm.gov.br). O arquivo vetorial (no formato 

shape) foi convertido para o formato matricial com 

o uso do programa Idrisi (Eastman 2003) e com o uso 

dos comandos Distance e Fuzzy, foi gerado um mapa de 

distâncias a partir das lavras ativas. A influência das

lavras ativas foi considerada importante até uma 

distância de 5 km e a partir da daí decaía gradativamente 

até 10 km, quando então deixava de influenciar as unidades 

de planejamento. Para cada unidade de planejamento 

da região foi representada a percentagem (escala 

de 0 a 100) da área ocupada pelos pixels do mapa 

gerado a partir das distâncias de lavras ativas. O resultado 

dessa análise está representado na Figura 5. 

POP – O número de habitantes em cada município 

da região de análise (325 municípios) para o ano de 

2000 (PNUD 2003) foi representado em um mapa de 

pontos referentes às sedes municipais. A partir de uma 

interpolação, foi gerada uma superfície de valores para 

a região de análise, sendo que a faixa de valores obtida 

foi dividida em 100 classes. O mapa com as unidades 

de planejamento foi sobreposto ao mapa do número 

de habitantes e calculamos o valor médio do número 

de habitantes para cada unidade. O resultado dessa 

análise está representado na Figura 5. 

DESMAT – Para o mapeamento das áreas potencialmente 

desmatadas entre os anos de 2000 e 2005 utilizamos 

duas imagens do satélite Terra (sensor MODIS, 

produto MOD13Q), obtidas gratuitamente na página da 

NASA – Agência Espacial Americana (http://edcimswww. 

cr.usgs.gov/pub/imswelcome/). As imagens foram 

reprojetadas para a projeção Cônica de Albers (Equal 

Area), sendo mantida a resolução original dos dados 

(250 metros). Selecionamos a banda EVI (Enhanced 

Vegetation Index) do MOD13Q para a realização de uma 

análise de variação dos valores do índice de vegetação 

entre os períodos considerados. Os procedimentos 

adotados foram semelhantes àqueles utilizados por 

(Ferreira et al., 2003; Gomes et al., 2005). Entretanto, 

consideramos como áreas desmatadas todos os conjuntos 

de pixels com área superior a 100 hectares e 

cujos valores tenham sido inferior à média e mais um 

desvio padrão da diferença entre as imagens das datas 

selecionadas. A partir da localização dos desmatamentos, 

elaboramos um novo mapa de distâncias dos desmatamentos. 

Usamos a opção Fuzzy do programa Idrisi 

para estabelecer a influência dos desmatamentos, sendo 

considerada uma faixa de influência máxima até 5 

km com queda gradativa dos 5 aos 10 km de distância. 

Representamos o valor médio das distâncias nas unidades 

de planejamento da região, sendo que os valores 

foram padronizados em uma escada de 0 (nenhuma 

influência) até 100 (influência total). O resultado dessa 

análise está representado na Figura 5. 

ESTRA – Com base no mapa de estradas pavimentadas 

existentes para a região (IBGE 2003), criamos uma 

imagem matricial representativa das distâncias a partir 


das estradas. De maneira semelhante ao mapa dos desmatamentos 

e das áreas de lavras, usamos a opção Fuzzy 

do programa Idrisi para limitar a influência das estradas 

até uma faixa de 5 km com queda gradativa até os 10 km. 

Os valores desse mapa foram representados em uma escala 

de 0 a 100. Cruzamos o mapa com as unidades de 

planejamento e representamos o valor médio da distância 

a partir das estradas em cada uma das unidades. O 

resultado dessa análise está representado na Figura 5. 

FOCOS – A partir da obtenção dos focos de calor registrados 

pelo INPE (http://www.inpe.br/queimadas), selecionamos 

aqueles ocorridos entre 2001 e 2005 e que 

foram captados pelo sensor MODIS tarde. A freqüência 

de focos de calor foi representada para cada uma das 

unidades de planejamento trabalhadas, sendo que os 

registros foram padronizados em uma escala de 0 a 100. 

O resultado dessa análise está representado na Figura 5. 

CRESC – De maneira semelhante ao mapa de número 

de habitantes (POP), representamos a taxa de crescimento 

populacional registrada nos municípios da região para 

o período 1990 a 2000 (PNUD 2003). O valor da taxa de 

crescimento foi atribuído ao mapa com as sedes municipais 

e a partir deste foi feita uma interpolação dos 

valores para a representação de uma ‘superfície’ de crescimento. 

Os valores da interpolação foram padronizados 

de -100 a +100, para os casos onde foram registrados 

crescimentos negativos (perda de população) e crescimentos 

positivos (aumento da população). Para cada 

unidade de planejamento da região representamos o 

valor médio da taxa de crescimento calculada. O resultado 


NATIV – A partir da classificação de imagens do 

sensor MODIS (produto MOD13Q obtida em 25 de maio 

de 2005) geramos um mapa com as áreas nativas remanescentes 

para a região. Os procedimentos para a 

classificação das imagens foram, resumidamente, os seguintes: 

importação e reprojeção das bandas MIR 

(middle-infrared), NIR (near-infrared), RED (red) e EVI 

(enhanced vegetation index) com o uso do programa 

MODIS Reprojection Tools versão 3.3 (http://edcdaac. 

usgs.gov/landdaac/tools/modis); aplicação de um filtro 

de mediana 3x3 para atenuar os efeitos dos pixels isolados, 

conforme procedimentos sugeridos por (Richards 

1993); realização de classificação não supervisionada 

(Isocluster) com as quatro bandas selecionadas, da qual 

foram geradas 30 classes e que posteriormente foram 

manualmente agrupadas em três níveis (nativas, antrópicas 

e ‘sombras’). Após a produção do mapa de áreas 

nativas, calculamos o percentual de remanescentes em 

cada unidade de planejamento, sendo que 

essas foram representadas em uma escala de 0 (sem


remanescentes) a 100 (cobertura total da unidade de 

planejamento por áreas nativas). O resultado dessa análise 

está representado na Figura 6. 

APP – A partir do mapa de hidrografia da região (IBGE 

2003) geramos um mapa com as áreas de preservação 

permanente previstas no Código Florestal Brasileiro 

(Brasil 1965). Mapeamos os rios da região e nascentes 

e geramos um buffer de 50 metros para a maioria dos 

rios e nascentes e um buffer de 100 metros para os 

principais rios (rio Jequitinhonha e rio das Velhas). Além 

disto, geramos um mapa de declividades a partir do 

processamento do modelo digital de terreno disponibilizado 

pela NASA (http://srtm.csi.cgiar.org/) e identificamos 

as regiões com mais de 45% de declividade. Após 

esses procedimentos, representamos em cada unidade 

de planejamento a área ocupada por áreas de preservação 

permanente e reescalonamos os valores em uma 

faixa de 0 a 100. O resultado dessa análise está representado 

na Figura 6. 

UCPI – Com base em um mapa contendo as unidades 

de conservação de proteção integral (Tabela 1), 

conforme definição do Sistema Nacional de Unidades 

de Conservação da Natureza (Brasil 2000), criamos um 

mapa de distâncias a partir dessas. Os procedimentos 

foram semelhantes à produção dos mapas de estradas 

(ESTRA) ou de mineração (LAVRA), onde aplicamos o 

comando Fuzzy do Idrisi para gerar um mapa de influência 

das unidades de conservação, sendo que a 

influência das mesmas era grande até 10 km e depois 

decaía gradativamente entre 10 e 20 km. O resultado 


GOVER – Para representar a estrutura de governança 

dos 325 municípios abrangidos pela área de estudo, 

selecionamos sete variáveis a partir da base de dados 

‘Perfil dos Municípios Brasileiros (disponível em http:// 

www.ibge.gov.br). As variáveis utilizadas foram existência 

de plano diretor, existência de lei de parcelamento 

do solo, existência de zoneamento do município, existência 

de conselho municipal de meio ambiente, realização 

de reuniões regulares do conselho municipal de meio 

ambiente e existência de fundo municipal de meio ambiente. 

Cada variável foi classificada em três níveis: 

0 (ausência), 10 (existência) ou 20 (existência, freqüência 

ou disponibilidade). Os valores foram somados para 

a determinação de um escore para cada município, sendo 

que os municípios com baixos valores são aqueles 

com pequena estrutura de governança e os com altos 

valores são aqueles com boa estrutura de governança. 

Após essa estimativa, calculamos o valor médio da governança 

para cada unidade de planejamento da região. 

O resultado dessa análise está representado na Figura 6. 

UCUS – De maneira semelhante à variável UCPI, 

criamos um mapa de influência das unidades de uso 

sustentável e das terras indígenas (Tabela 1). Criamos 

um mapa de distâncias a partir dessas UC’s e utilizamos 

o comando Fuzzy do Idrisi para limitar a influência 

dessas áreas para uma faixa de 10 km com gradativa 

redução até 20 km. O resultado dessa análise está representado 

na Figura 6. 

APA – As áreas de proteção ambiental (APA) foram 

consideradas separadamente em relação às demais unidades 

de conservação, pois tais unidades são muito heterogêneas 

e freqüentemente incluem áreas urbanas em 

seus limites. De maneira semelhante aos demais mapas 

de unidades de conservação, geramos uma superfície 

de distâncias a partir das APAs e reclassificamos o 

mapa com o uso do comando Fuzzy do Idrisi para limitar 

a influência dessas unidades. Os parâmetros utilizados 

foram os mesmos, sendo 10 km para uma influência 

direta e caimento gradativo até os 20 km. O resultado 


Definição dos pesos das variáveis 

As 12 variáveis descritas acima foram combinadas por 

meio de uma avaliação por critério múltiplo (multicriteria 

evaluation ou MCE). O procedimento consiste na 

definição de uma matriz de importância relativa de uma 

variável em relação às demais para o cálculo de seu peso. 

Conforme procedimentos dados por (Eastman 2003). 

Essa avaliação foi feita pelos participantes do seminário 

do Espinhaço, que foram divididos em três grupos. 

Cada grupo estimou o peso de cada variável e posteriormente 

calculamos o valor médio sugeridos pelos 

grupos. O peso final de cada variável, utilizado para 

o cálculo do custo ou oportunidade de conservação 

das unidades de planejamento consta na Tabela 3. 

O resultado dessa combinação está representado na 

Figura 7. 

Simulações com o programa MARXAN 

Utilizamos o programa MARXAN para identificar as 

áreas complementares para a conservação de todos 

os objetos selecionados (espécies, ecossistemas e serviços 

ambientais) na região da Cadeia do Espinhaço. 

No MARXAN utilizamos alguns parâmetros básicos nas 

simulações, sendo que esses incluem o uso da opção 

‘simulated annealing’ (utilizada para restringir alterações 

nos cenários à medida que soluções espaciais de 

menor custo vão sendo encontradas), opção heuristic 

e algoritmo ‘heuristic’ com a opção ‘max rarity’ (para a 

inclusão prioritária de unidades de planejamento que 

possuam objetos de conservação mais raros) e o uso

da opção ‘boundary length’ (utilizada para agrupar unidades 

de planejamento mais próximas). Instruímos que 

o programa realizasse 300 simulações para a determinação 

do cenário ideal para a identificação de áreas 

complementares que assegurassem a representatividade 

do conjunto de áreas protegidas no Espinhaço. 

Após a realização dessas simulações, geramos um 

mapa com a freqüência de seleção das unidades de 

planejamento pelas simulações realizadas (opção 

Summed Solution do MARXAN). Esse mapa foi utilizado 

pelos participantes do seminário para o desenho final 

das áreas prioritárias para a conservação da biodiversidade 

da Cadeia do Espinhaço. Estimamos o valor da 

insubstituibilidade dividindo a freqüência de seleção 

pelo número total de iterações estabelecidas no programa 

MARXAN. A avaliação do papel das áreas insubstituíveis 

na conservação dos objetos selecionados foi 

realizada por meio de uma análise de acréscimo 

gradativo de tais áreas no cumprimento das metas. 

RESULTADOS 

De acordo com a avaliação realizada, o conjunto de 

unidades de conservação avaliadas na Cadeia do Espinhaço 

protege satisfatoriamente apenas 377 (58,2%) dos 

objetos de conservação considerados (Figura 8). Nesse 

conjunto estão incluídos todos os objetos cuja meta 

de conservação foi totalmente alcançada pelas unidades 

de conservação existentes. Proporcionalmente as 

aves são o grupo em melhor estado de proteção, pois 

79% das espécies consideradas (54 no total) estão adequadamente 

protegidas pelas unidades de conservação 

da região. Entre os animais, os invertebrados são o grupo 

com menor estado de proteção (apenas 10% das 41 

espécies consideradas estão adequadamente protegidas) 

e proporcionalmente o maior número de lacunas 

(61% das espécies consideradas) (Figura 8). As plantas 

são o grupo com o maior número de lacunas (126 espécies), 

seguida dos invertebrados (28 espécies) e dos 

mamíferos (16 espécies) (Figura 8). Os ecossistemas 

terrestres estão pobremente representados no conjunto 

das unidades de conservação, sendo que apenas um 

tipo de ecossistema (o refúgio ecológico de média altitude) 

(Tabela 2) pode ser considerado bem protegido 

na região. 

O conjunto das 31 áreas protegidas existentes (Tabela 

1), que totalizam uma superfície de pouco mais de 

520.000 hectares, não é capaz de fornecer uma proteção 

adequada (mais de 10% de cumprimento das metas 

de conservação) para 271 objetos de conservação con- 


siderados neste exercício. Em virtude da ausência de 

grandes lacunas espaciais de conhecimento científico 

e do pequeno número de inventários biológicos nas 

unidades de conservação, as espécies (animais e plantas) 

representam 90% das lacunas de conservação do 

Espinhaço. Para a proteção adequada das espécies e 

dos demais objetos de conservação (26 ecossistemas e 

as áreas de serviços ambientais), as simulações do 

MARXAN indicaram que 531 unidades de planejamento 

seriam necessárias para que todos os objetos de 

conservação selecionados fossem adequadamente protegidos. 

Essas unidades de planejamento ocupam uma 

área estimada em 950.000 hectares, ou seja, seria necessário 

que o total de áreas protegidas praticamente 

triplicasse de tamanho para o sistema fosse representativo. 

Mesmo considerando esses valores, as áreas insubstituíveis 

indicadas e mais o conjunto das unidades 

de conservação existentes não chegariam a 30% das 

áreas remanescentes estimadas para o Espinhaço (cerca 

de 5 milhões de hectares). 

Entre as 531 unidades de planejamento indicadas 

como complementares, a grande maioria refere-se às 

áreas de insubstituibilidade total. Tais áreas, que totalizam 

222 unidades onde a insubstituibilidade foi igual 

a um, ajudam a proteger a maior parte das lacunas de 

conservação identificadas. Com o acréscimo dessas 

áreas, que totalizam cerca de 260.000 hectares (praticamente 

a metade da área atualmente protegida), o 

número de lacunas de conservação cai de 271 para apenas 

11 objetos sem proteção (Figura 10). Mesmo considerando 

tal inclusão, as 11 lacunas restantes somente 

serão preenchidas caso outras 308 unidades de planejamento, 

cuja insubstituibilidade varia de 0,6 a 0,9, 

sejam acrescidas ao conjunto de áreas protegidas. 

Tais áreas perfazem os restantes 690.000 hectares necessários 

para o desenho de um sistema representativo 

de unidades de conservação na região. 

Com base no mapa de áreas insubstituíveis (Figura 9), 

os participantes do seminário indicaram conjuntos 

de unidades de planejamento que poderiam formar 

regiões prioritárias. Ao todo foram indicados 27 conjuntos 

de áreas prioritárias que englobam tanto unidades 

de alta insubstituibilidade quanto outras unidades 

de menor insubstituibilidade. No total são 1.285 unidades 

de planejamento englobadas no desenho final 

das áreas prioritárias para a conservação. Mesmo considerando 

que 57% dessas unidades possuem uma 

insubstituibilidade menor que 0,5, a solução final criada 

apresenta boa margem de negociação para uma posterior 

negociação de criação de áreas protegidas na 

região (Figura 11).


FIGURA 8 – Estado de proteção e lacunas de conservação dos objetos de conservação selecionados para a região da Cadeia do 

Espinhaço. Cada barra representa um conjunto de objetos específicos e as cores indicam o estado de conservação. O termo 

‘lacuna’ refere-se aos objetos que não estão representados nas unidades de conservação consideradas (a meta prevista está 

abaixo de 10%). O termo ‘inadequado’ indica os objetos cuja meta de conservação não é plenamente alcançada pelas unidades 

de conservação (abaixo de 100% mas acima de 10%) e ‘satisfatório’ refere-se aos objetos cuja meta de conservação (100% ou 

mais) foi atingida pelas unidades de conservação. 

FIGURA 10 – Variação no número de lacunas de conservação (objetos com menos de 10% da meta de conservação alcançados 

pelas unidades de conservação existentes) à medida que áreas insubstituíveis são consideradas nos cenários de conservação. 

Todos os objetos de conservação estariam contemplados caso fossem acrescentadas 530 unidades de planejamento com 

insubstituibilidade superior a 0.6.


FIGURA 9 – Áreas insubstituíveis mapeadas para a SerraCadeia do Espinhaço. Os valores representam a freqüência de 

seleção das unidades de planejamento ao longo das simulações realizadas com o programa MARXAN. Quanto maior for 

o valor, mais importante é a unidade de planejamento para compor cenários de conservação representativos, ou seja, 

maior será a insubstituibilidade da unidade.


FIGURA 11 – Áreas consideradas prioritárias para a conservação da biodiversidade na Cadeia do Espinhaço (E 1-27), conforme 

resultado da análise de complementaridade e insubstituibilidade.

Os resultados também indicam que as unidades de 

conservação existentes desempenham papéis muito 

distintos na proteção da biodiversidade. Enquanto algumas 

unidades possuem uma elevada riqueza de objetos 

de conservação, como o Parque Nacional da Serra 

do Cipó que possui 224 objetos (Tabela 1), outras possuem 

somente um objeto de conservação. Aparentemente 

essa variação é mais influenciada pelo histórico 

de pesquisas do que pelo tamanho da área ou por sua 

idade. A riqueza de objetos não está relacionada nem 

com o tamanho da área (R2=0,307; p>0,05) e nem com 

o tempo de criação (R2=0,049; p>0,05). 

DISCUSSÃO 

Iniciativas de priorização de áreas destinadas para a 

conservação no Brasil vêm ocorrendo desde 1990, quando 

foram definidas regiões importantes para a conservação 

de diversos grupos faunísticos e florísticos na 

Amazônia (Rylands 1990). Outros exercícios surgiram 

desde então no âmbito nacional (MMA 2002) ou no 

âmbito estadual (Drummond et al., 2005) e todos eles 

seguiram os mesmos procedimentos básicos: seleção 

de alvos e consulta aos especialistas para a identificação 

das regiões prioritárias. No caso do exercício da 

Cadeia do Espinhaço, esses dois aspectos básicos foram 

também observados, mas os procedimentos incluíram 

ainda a priorização de áreas com base na complementaridade 

e o cálculo da insubstituibilidade como forma de 

representar a importância biológica das unidades de 

planejamento. Tal cálculo foi realizado com o auxílio de 

sistemas de apoio à tomada de decisão, como os programas 

CLUZ e MARXAN. Embora o emprego desses 

sistemas reduza expressivamente a influência do especialista 

na escolha das áreas prioritárias, uma constante 

nos exercícios anteriores, a qualidade dos dados ainda é 

uma questão básica na conservação da biodiversidade. 

Existem diversas formas de representar a biodiversidade, 

sendo que esta pode ser entendida como o 

conjunto de todos os seres, seus diferentes níveis de 

organização e as interações que acontecem entre suas 

entidades (Margules et al., 2002; Wilson 1999). Diferentes 

abordagens sugerem um ou outro componente da 

biodiversidade para a identificação de prioridades. Eken 

e colaboradores (2004) sugerem o uso de espécies globalmente 

ameaçadas, espécies de distribuição restrita, 

espécies congregarias e espécies restritas aos biomas 

como forma de identificação de áreas prioritárias, embora 

existam críticas à abordagem (Knight et al., 2007; 

Pressey 2004). Por outro lado, unidades de paisagens 


(‘ecoregiões’) também são utilizadas como elementos 

de priorização de ações de conservação, conforme sugerido 

por (Olson & Dinerstein 1998). Alguns estudos 

(Pressey et al., 2003) sugerem a inclusão de espécies, 

ecossistemas e também processos ecológicos em exercícios 

de priorização. 

Na Cadeia do Espinhaço a priorização de áreas para 

a conservação foi promovida com a inclusão de diversos 

componentes da biodiversidade, desde espécies até 

substitutos de serviços ambientais (áreas de nascentes 

de rios). Os resultados indicaram que a maior parte das 

lacunas refere-se às espécies, mas esse fato não é devido 

somente ao maior número de objetos selecionados. 

Parte da situação é reflexo da grande concentração de 

estudos e registros em poucas áreas. O uso de um mapa 

com diferentes tipos de ecossistemas serviu para contornar 

em parte esse problema, mas sabe-se que tal 

abordagem não é válida para todos os tipos de organismos 

(Lombard et al., 2003). Mesmo que os dados ainda 

não estejam completos, pois vários grupos de invertebrados 

não puderam ser considerados, a abordagem 

utilizada trouxe uma nova perspectiva para o planejamento 

da região, pois a base de dados criada para o 

exercício poderá ser atualizada a qualquer tempo e 

novos cenários de conservação podem ser traçados. 

Esse último ponto deve ser ressaltado, pois várias das 

decisões tomadas para a identificação das áreas insubstituíveis 

no Espinhaço devem ser revistas e refinadas. 

As metas de conservação, por exemplo, foram estabelecidas 

com base no pequeno conhecimento científico 

que se tem sobre a região. Uma nova revisão do conjunto 

de dados deverá ser promovida em um futuro 

próximo, especialmente se considerarmos que revisões 

é parte importante do processo de planejamento sistemático 

para a conservação. 


O desenvolvimento deste trabalho foi possível graças 

ao apoio da Fundação Gordon e Betty Moore. Agradecemos 

também aos participantes do seminário de definição 

de áreas prioritárias para o Espinhaço e todos 

aqueles que contribuíram com informações na etapa 

de consulta ampla e ao apoio do Instituto Brasileiro do 

Meio Ambiente e dos Recursos Naturais Renováveis – 

IBAMA, do Instituto Estadual de Florestas de Minas 

Gerais – IEF-MG, Curso de Pós-Graduação em Ecologia, 

Conservação e Manejo de Vida Silvestre da Universidade 

Federal de Minas Gerais e Fazenda Monjolos os quais 

forneceram apoio logístico para a realização do evento.


REFERÊNCIAS 

Armenteras, D., F. Gast, and H. Villareal. 2003. Andean forest 

fragmentation and the representativeness of protected natural 

areas in the eastern Andes, Colombia. Biological 


Ball, I. R., and H. Possingham. 2000. MARXAN (V1.8.2): Marine 

Reserve Design Using Spatially Explicit Annealing, a Manual. 

The Ecology Centre, University of Queensland, Brisbane, 

Australia. 

Balmford, A. 2003. Conservation planning in the real world: 

South Africa shows the way. Trends in Ecology & Evolution 

18: 435-438. 

Brasil. 1965. Lei 4.771 de 15 de setembro de 1965 - institui o 

novo Código Florestal Brasileiro. Page 10 pp. Di rio Oficial, 

Brasília - DF. 

Brasil. 2000. Sistema Nacional de Unidades de Conservação da 

Natureza - SNUC. 

Brooks, T., M. Bakarr, T. Boucher, G. Fonseca, C. Hilton-Taylor, J. 

Hoekstra, T. Moritz, S. Olivieri, J. Parrish, R. L. Pressey, A. S. L. 

Rodrigues, W. Sechrest, A. Stattersfield, W. Strahm, and S. 

Stuart. 2004. Coverage of the existing global protected area 

system: is it enough? Bioscience 54: 1081-1091. 

Bruner, A. G., R. E. Gullison, R. E. Rice, and G. A. B. Fonseca. 

2001. Effectiveness of parks in protecting tropical biodiversity. 

Science 291: 125-128. 

CGIAR-CIS. 2004. Shuttle Radar Topograph Mission - STRM - 

90m Digital Elevation Data - Version 3 . Acesso em 10/04/2004. The CGIAR Consortium 

for Spatial Information - (CGIAR-CSI). 

Chape, S., S. Blyth, L. Fish, P. Fox, and M. Spalding. 2003. 2003 

United Nations List of Protected Areas. IUCN - The World 

Conservation Union and UNEP World Conservation 

Monitoring Centre, Gland, Switzerland and Cambridge, UK. 

Cowling, R. M., and R. L. Pressey. 2003. Introduction to 

systematic conservation planning in the Cape Floristic Region. 

Biological Conservation 112: 1-13. 

Dossin, I. A., T. M. Dossin, and M. L. S. C. Chaves. 1990. 

Compartimentação estratigráfica do Supergrupo Espinhaço 

em Minas Gerais – os grupos Diamantina e Conselheiro da 

Mata. Revista Brasileira de Geociências 20: 178-186. 

Drummond, G. M., C. S. Martins, A. B. Machado, F. A. Sebaio, 

and Y. Antonini 2005. Biodiversidade em Minas Gerais. Fundação 

Biodiversitas, Belo Horizonte, MG. 

Eastman, J. R. 2003. IDRISI Kilimanjaro - Guide to GIS and 

Image Processing. Page 328. Clark Labs - Clark University, 

Worcester, MA. 

Eken, G. v., L. Bennun, T. M. Brooks, W. Darwall, L. D. C. Fishpool, 

M. Foster, D. Knox, P. Langhammer, P. Matiku, E. Radford, P. 

Salaman, W. Sechrest, M. L. Smith, S. Spector, and A. Tordoff. 

2004. Key biodiversity areas as site conservation targets. 

Bioscience 54: 1110-1118. 

Fearnside, P. M., and J. Ferraz. 1995. A Conservation Gap 

Analysis of Brazil Amazonian Vegetation. Conservation 

Biology 9: 1134-1147. 

Ferreira, L. G., A. A. Silva, E. T. Jesus, E. E. Sano, and Y. D. 

Shimabukuro. 2003. Monitoramento sistemático da cobertura 

vegetal no bioma Cerrado através dos índices de vege- 


tação MODIS. Pages 2729-2736. XI SBSR. Instituto Nacional 

de Pesquisas Espaciais - INPE, Belo Horizonte, MG. 

Gomes, M. P., L. G. Ferreira Júnior, M. C. Aguiar, M. E. Ferreira, 

and N. C. Ferreira. 2005. Sistema automático de detecção de 

desmatamentos para o estado de Goiás a partir de imagens 

índices de vegetação. Pages 3025-3027. Instituto Nacional 

de Pesquisas Espaciais - INPE, Goiânia, GO. 

Hockings, M. 2003. Systems for Assessing the Effectiveness of 

Management in Protected Areas. Bioscience 53: 823-832. 

IBGE. 1993. Mapa de vegetação do Brasil. Escala 1:5.000.000. 

Instituto Brasileiro de Geografia e Estat¡stica - IBGE, Rio de 

Janeiro, RJ. 

IBGE. 2003. Base cartográfica integrada digital do Brasil ao Milionésimo 

- versão 1.0 para ArcGis Desktop/ArcView. Instituto 

Brasileiro de Geografia e Estatística - IBGE, Rio de Janeiro, RJ. 

IUCN. 2004. IUCN Red List of Threatened Species. Online 

publication:

Olson, D., and E. Dinerstein. 1998. The Global 200: a 

representation approach to conserving the Earth’s distinctive 

ecoregions. World Wildlife Fund - US, Washington DC. 

Paglia, A. P., A. Paese, L. C. Bedê, M. Fonseca, L. P. S. Pinto, and 

R. B. Machado. 2004. Lacunas de conservação e áreas insubstituíveis 

para vertebrados ameaçados da Mata Atlântica. Pages 

39-50. IV Congresso Brasileiro de Unidades de Conservação. 

Fundação O Boticário, Curitiba, Paraná. 

PNUD. 2003. Atlas do Desenvolvimento Humano no Brasil. Programa 

das Nações Unidas - PNUD, Brasília-DF. 

Pressey, R. L. 2004. Conservation Planning and Biodiversity: 

Assembling the Best Data for the Job. Conservation Biology 

18: 1677-1681. 

Pressey, R. L., R. M. Cowling, and M. Rouget. 2003. Formulating 

conservation targets for biodiversity pattern and process in 

the Cape Floristic Region, South Africa. Biological Conservation 

112: 99-127. 

Pressey, R. L., C. J. Humphries, C. R. Margules, R. I. Vane-Wright, 

and P. H. Williams. 1993. Beyond opportunism - key principles 

for systematic reserve selection. Trends in Ecology & Evolution 

8: 124-128. 

Pressey, R. L., I. R. Johnson, and P. D. Wilson. 1994. Shades of 

irreplaceability: towards a measure of the contribution of 

sites to a reservation goal. Biodiversity and Conservation 

3: 242-262. 

Pressey, R. L., G. L. Whish, T. W. Barrett, and M. E. Watts. 2002. 

Effectiveness of protected areas in north-eastern New South 

Wales: recent trends in six measures. Biological Conservation 

106: 57-69. 

Rempel, R. 2006. Patch Analyst 3.0. Centre for Northern 

Forest Ecosystem Research, Lakehead University Campus, 

Ontario, CA. 

Richards, J. A. 1993. Remote sensing digital image analysis: an 

introduction. Springer-Verlag, New York. 


Rodrigues, A. S. L., S. J. Andelman, M. I. Bakarr, L. Boitani, T. M. 

Brooks, R. M. Cowling, L. D. C. Fishpool, G. A. B. Fonseca, K. 

J. Gaston, M. Hoffmann, J. S. Long, P. A. Marquet, J. D. Pilgrim, 

R. L. Pressey, J. Schipper, W. Sechrest, S. N. Stuart, L. G. 

Underhill, R. W. Waller, M. E. J. Watts, and X. Yan. 2004. 

Effectiveness of the global protected area network in 

representing species diversity. Nature 428: 640-643. 

Rodrigues, A. S. L., S. J. Andelman, M. I. Bakarr, L. Boitani, T. M. 

Brooks, R. M. Cowling, L. D. C. Fishpool, G. A. B. Fonseca, K. 

J. Gaston, M. Hoffmann, P. A. Marquet, J. D. Pilgrim, R. L. 

Pressey, J. Schipper, W. Sechrest, S. N. Stuart, L. G. Underhill, 

R. W. Waller, M. E. J. Watts, and X. Yan. 2003. Global gap 

analysis: towards a representative network of protected areas. 

Advances in Applied Biodiversity Sciences 5: 100. 

Rylands, A. B. 1990. Priority areas for conservation in the 

Amazon. Tree 5: 240-241. 

Silva, J. M. C. 1997. Endemic bird species and conservation in 

the Cerrado Region, South America. Biodiversity and 


Silva, J. M. C., and J. M. Bates. 2002. Biogeographic patterns 

and conservation in the South American Cerrado: a tropical 

savanna hotspot. Bioscience 52: 225-233. 

Simon, M. F., and C. Proença. 2000. Phytogeographic patterns 

of Mimosa (Mimosoideae, Leguminosae) in the Cerrado biome 

of Brazil: an indicator genus of high-altitude centers of 

endemism? Biological Conservation 96: 279-296. 

Smith, R. J. 2004. Conservation Land-Use Zoning (CLUZ) software 

. Durrell 

Institute of Conservation and Ecology, Canterbury, UK. 

UNEP-CDB. 2004. Programme of Work on Protected Areas - 7th 

Conference of Parties - Decision VII/28. Page 22. Convention 

on Biological Diversity, Kuala Lumpur, Indonesia. 

Wilson, E. O. 1999. The diversity of life. W.W. Norton & Company, 

Londres, UK. 


INSTRUÇÕES INSTRUÇÕES PARA PARA PUBLICAÇÃO PUBLICAÇÃO NA NA REVISTA REVISTA REVISTA “MEGADIVERSIDADE” 

“MEGADIVERSIDADE” 

Megadiversidade é uma publicação semestral editada pela Conservação Internacional e tem como objetivo principal publicar 

artigos relacionados com a conservação da biodiversidade no Brasil e no mundo. Cada número da revista trata de temas 

específicos, previamente selecionados pelo Conselho Editorial. De modo geral, os artigos serão convidados, mas todos 

passarão por um processo de revisão tanto por revisores externos como pelo Conselho Editorial. 

Orientação Orientação para para a a preparação preparação dos dos dos manuscritos 

manuscritos 

manuscritos 

Título: Título: deve ser conciso e informativo. O mais curto possível. Deve ser 

em negrito e centralizado. 

Autores: Autores: nomes completos dos autores alinhados a esquerda. No final 

de cada capítulo, cada autor deve apresentar um resumo (até 6 linhas) 

do seu curriculum-vitae, enfatizando local de nascimento, titulação, 

posição quando escreveu o capítulo, instituição e experiência. 

Acrescentar também o endereço institucional. 

Texto: Texto: o(s) autor(es) devem organizar os artigos de forma mais 

apropriada, estabelecendo seções compatíveis com o desenvolvimento 

do texto. As seções não devem ser enumeradas. O texto deve ser corrido 

e as tabelas e figuras mostradas depois dele. Todo o texto deve ser 

escrito em Times New Roman 12, alinhado à esquerda e com 

espaçamento duplo. Usar o papel A4. O título das seções (introdução, 

material e métodos, etc...) deve ser em negrito e alinhado a esquerda. 

As sub-seções (quando for o caso!) devem ser em itálico e alinhadas à 

esquerda. 

Resumo: Resumo: esta seção deve conter de forma resumida os principais 

objetivos, metodologia, resultados e conclusões do estudo. Não exceder 

300 palavras. 

Abstract: Abstract: esta seção deve conter de forma resumida e em inglês os 

principais objetivos, resultados e conclusões do capítulo. Não exceder 

300 palavras. 

Referências Referências Referências bibliográficas: bibliográficas: a acurácia das referências é de 

responsabilidade dos autores. As referências deverão ser checadas no 

texto para assegurar (a) a correta grafia dos nomes dos autores e as 

datas, (b) que todos autores mencionados no texto são dados na lista 

de referências e vice versa. O título inteiro da referência deve ser 

citado assim como o nome completo do periódico. Os títulos dos livros 

devem ser seguidos da editora e do local de publicação. No texto, as 

referências devem ser organizadas cronologicamente por autor seguido 

da data. Deve ser utilizado a, b ou c após o ano para distinguir entre 

publicações do mesmo autor no mesmo ano. 

No decorrer do texto a forma de citação da referência deve ser: 

i – Dois autores: usar ambos os nomes seguidos do ano 

ii – Três ou mais autores: Fornecer o nome do primeiro autor seguido 

de et al. e data. 

Na lista, as referências devem ser organizadas, primeiro, em ordem 

alfabética dos autores, e, em seguida, por ordem cronológica para 

autores que são citados repetidamente. 

Exemplos: 

Andrew, D. 2001. Post fire vertebrate fauna survey: Royal and Heathcote 

national parks Garawarra State Recreation Area. New South Wales 

National Parks and Wildlife Service, Hurstville, Austrália. 

Baker, J. R. 2000. The Eastern Bristlebird: cover depedent and fire 

sensitive. Emu 100: 286-298. 

Keith, D. A., W. L. McCaw & R.J. Whelan. 2001. Fire regimes in Australian 

heathlands and their effects on plants and animals. 

In: R.A. Bradstock, J. Willians & A.M. Gills (eds). Flammable Australia: 

the fire regimes and biodiversity of a continent. pp 199-237. 

Cambridge University Press, Cambridge, Reino Unido. 

Tabelas Tabelas e e figuras: figuras: os manuscritos podem conter figuras e 

tabelas. No corpo do manuscrito cada figura deve ser 

apresentada em página separada com os créditos e a 

indicação do número da figura. O local de inserção deve 

estar indicado no decorrer do texto. As figuras deverão ser 

preferencialmente em preto e branco. Serão publicadas em 

cores somente quando a compreensão da informação estiver 

comprometida. Iniciar cada tabela e figura em uma nova 

página. As legendas devem ser claras e auto-explicativas, 

ou seja, devem conter todas as informações necessárias para 

o leitor entendê-las sem necessitar do texto. Primeiro são 

mostradas todas as tabelas, depois as figuras. As legendas 

das tabelas são em cima e das figuras embaixo. Fotos e 

ilustrações são consideradas figuras. Não mostrar o mesmo 

dado em forma de tabela e figura. Tanto as tabelas como as 

figuras devem ser numeradas por números arábicos 

(e.g., Tabela 1, Figura 1, etc.). 

Apêndices: Apêndices: só utilizar no caso de tabelas muito grandes, 

com informações relevantes mais não necessárias para o 

entendimento do capítulo. 

Nomes Nomes Nomes científicos: científicos: dar o nome latino completo de cada 

espécie, seguido da autoridade que a descreveu (quando a 

tradição no respectivo grupo taxonômico assim exigir) e a 

família a que pertence na primeira citação. Citar o nome 

popular da espécie, quando existir, na primeira vez que a 

espécie é mencionada. 

Unidades, Unidades, símbolos símbolos e e números: números: números: usar o sistema 

internacional. Em expressões matemáticas usar símbolos e 

não abreviações. Escrever os números de um a nove por 

extenso e de 10 em diante usar algarismos. 

Provas: Provas: um conjunto de provas será enviado ao primeiro 

autor, que deverá retorná-las em um prazo de 7 dias. 

As correções deverão se limitar àquelas sugeridas pelos 

revisores e a erros tipográficos. 

Direitos Direitos autorais: autorais: é condição para a publicação que o autor 

assine de o termo de cessão de direitos autorais à 

Conservação Internacional. Ao assinar o termo de cessão o 

autor tem o direito de usar seu próprio material indicado 

que a revista é o local original de publicação do artigo. A 

Conservação Internacional se comprometerá a ceder 25 

separatas de cada artigo, as quais serão enviadas somente 

ao primeiro autor. Cópias adicionais serão enviadas com um 

custo adicional. Os autores também receberão uma cópia 

do artigo no formato pdf. 

Submissão: Submissão: os artigos deverão ser submetidos à Editora 

Assistente (Mônica Fonseca) no seguinte endereço: 

Av. Getúlio Vargas, 1300 – 7º andar, Belo Horizonte – MG – 

Cep: 30112-021. E-mail: m.fonseca@conservacao.org. Os 

autores deverão enviar 3 cópias em papel A4 e uma em 

formato eletrônico (de preferência Word 2000) do manuscrito 

em português ou inglês, em espaçamento duplo. Os 

manuscritos serão submetidos a revisores selecionados pelo 

Conselho Editorial.

MIOLO Megadiversidade 5 - arte final.pmd - ICB/UFMG

You also want an ePaper? Increase the reach of your titles

Delete template?

Save as template?